Генерация перекиси водорода митохондриями: роль дигидролипоилдегидрогеназы тема диссертации и автореферата по ВАК РФ 03.01.04, кандидат наук Кареева, Александра Владимировна

• Кареева, Александра Владимировна
• кандидат наук
• 2017

Оглавление диссертации кандидат наук Кареева, Александра Владимировна

СОДЕРЖАНИЕ

СПИСОК СОКРАЩЕНИЙ

ВВЕДЕНИЕ

ОБЗОР ЛИТЕРАТУРЫ

Кислород: дыхание и активные формы кислорода (АФК)

Кислород и продукты его восстановления

Восстановление кислорода до воды в митохондриях

Продукты неполного восстановления кислорода

Генерация АФК митохондриями

Способы изучения генерации АФК митохондриями

Объекты исследований

Методы регистрации АФК

Источники АФК в митохондриях

Дыхательные комплексы 1-111

Другие митохондриальные ферменты

Дигидролипоилдегидрогеназа

Локализация и функция

Структура

Редокс-состояния

КАБИшипоамид-оксидоредуктазная активность

КЛБИ-зависимое востановление других акцепторов электронов

Липоамидредуктазная и диафоразная активности - сходства и различия

Генерация АФК

Другие активности

Антиоксидантные системы в митохондриях

АФК - роль в физиологии и патологии

Предпосылки настоящего исследования

МАТЕРИАЛЫ И МЕТОДЫ ИССЛЕДОВАНИЯ

Материалы

Препаративные методы

Получение митохондрий сердца крысы

Получение митохондрий сердца быка

Получение белковой фракции матрикса

Получение субмитохондриальных частиц

Получение аммоний-чувствительной МЛВИ:02-оксидоредуктазы из фракции

митохондриального матрикса

Получение рекомбинантной ДЛДГ человека

Получение препарата а-кетоглутарат- и пируватдегидрогеназного комплексов

Получение восстановленного липоамида

Аналитические методы

Определение скорости генерации перекиси водорода

Определение скорости генерации перекиси водорода пермеабилизованными

митохондриями

Определение скорости генерации перекиси водорода амперометрическим

методом

Определение скорости генерации супероксид-радикала

Определение трансгидрогеназной активности

Определение КАБИ: липоамид оксидоредуктазной активности

Определение скорости дыхания митохондрий

Определение активности а-кетоглутарат- и пируват-дегидрогеназных

комплексов

МАЛДИ-масс спектрометрический анализ

Электрофорез по методу Лэммли

Определение концентрации белка

Статистическая обработка данных

РЕЗУЛЬТАТЫ

Получение очищенного препарата КАБИ:О2-оксидоредуктазы из

митохондриального матрикса

Идентификация аммоний-чувствительной КАБИ: О2-оксидоредуктазы из

митохондриального матрикса

Кинетические параметры ДЛДГ в реакции генерации перекиси водорода

Генерация перекиси водорода ДЛДГ в составе а-кетоглутарат- и

пируватдегидрогеназного комплексов

Генерация перекиси водорода интактными митохондриями

Генерация перекиси водорода пермеабилизованными митохондриями

Проницаемость митохондриальной мембраны для перекиси водорода

Распределение Н2О2-генерирующих активностей между мембранной и

растворимой фракциями митохондрий

Зависимость генерации Н2О2 от концентрации и соотношения КАБ/ЫАБИ

Зависимость скорости генерации перекиси водорода ДЛДГ от концентрации

кислорода

Механизм КАБИ: 02-оксидоредуктазной реакции, катализируемой ДЛДГ

ОБСУЖДЕНИЕ РЕЗУЛЬТАТОВ

КАБИ-зависимые генераторы АФК в матриксе митохондрий

Локализация ДЛДГ в митохондриях

Ограниченная проницаемость внутренней мембраны митохондрий для перекиси

водорода

Дыхание и продукция АФК митохондриями - сравнение потоков электронов

Вклад ДЛДГ в продукцию АФК митохондриями

Зависимость генерации АФК комплексом I и ДЛДГ от концентрации КАБИ

Влияние соотношения КАБ/КАБИ на генерацию АФК митохондриями

Зависимость генерации АФК митохондриями от концентрации кислорода

Стимуляция продукции АФК ионами аммония

Специфичность эффекта ионов аммония

Механизм активирующего влияния аммония на генерацию перекиси водорода

ДЛДГ

О возможной роли ДЛДГ в продукции АФК в физиологических и

патологических условиях

ВЫВОДЫ

СПИСОК ЦИТИРУЕМОЙ ЛИТЕРАТУРЫ

СПИСОК СОКРАЩЕНИЙ

Д^н+ - разность электрохимических потенциалов ионов Н+ по разные стороны (сопрягающей) мембраны

ДЕ - разность окислительно-восстановительных потенциалов двух редокс-пар

APAD+, APADH - ацетилпиридинадениндинуклеотид окисленный и восстановленный

Amplex Red - 10-ацетил-3,7-дигидроксифеноксазин

CoA - кофермент А

DCPIP - 2,6,-дихлорфенолиндофенол

Em,7 - среднеточечный потенциал при рН 7,0

Eh,7 - окислительно-восстановительный потенциал при рН 7,0

Fl„ Р1восст. - флавин окисленный и восстановленный

HEPES - 4-(2-гидроксиметил)-1-пиперазинэтансульфонат

Kd - константа диссоциации

PMSF - фенилметилсульфонилфторид

Q, QH2 - убихинон окисленный и восстановленный (убихинол) АФК - активные формы кислорода БСА - бычий сывороточный альбумин а-ГФДГ - дегидрогеназа а-глицерофосфата ДЛДГ - дигидролипоилдегидрогеназа E - окисленная форма ДЛДГ

EH2 - ДЛДГ, восстановленная двумя электронами EH4 - ДЛДГ, восстановленная четырьмя электронами ДРКК - дегидрогеназа разветвленных а-кетокислот а-КГДГК - а-кетоглутаратдегидрогеназный комплекс МАЛДИ - матрично-ассоциированная лазерная десорбция/ионизация МОПС - 3-(К-морфолино)пропансульфоновая кислота ПДГК - пируватдегдрогеназный комплекс СОД - супероксиддисмутаза СМЧ - субмитохондриальные частицы ЭГТА - этиленгликольтетраацетат ЭТЦ - электронтранспортная цепь митохондрий ЭПФ - электронпереносящий флавопротеин

Введение диссертации (часть автореферата) на тему «Генерация перекиси водорода митохондриями: роль дигидролипоилдегидрогеназы»

ВВЕДЕНИЕ

Окислительный (или восстановительный) стресс - состояние, которое возникает в результате нарушения нормального соотношения NAD(P)+/NAD(P)H - главной окислительно-восстановительной системы клетки. Различные физиологические нарушения, возникающие в результате окислительного стресса, объясняют избыточной продукцией так называемых активных форм кислорода (АФК): перекиси водорода, супероксид-аниона и гидроксил-радикала. Впервые идея о том, что АФК опасны для клетки, была сформулирована еще в 1954 году, когда R. Gerschman и соавторы предположили, что возникновением АФК обусловлено

и U T-v

разрушительное действие ионизирующей радиации. В настоящее время «окислительному стрессу» придают очень большое значение в развитии многих патологий. В 2016 году было опубликовано более 4000 статей, посвященных этой проблематике.

По очень грубым оценкам на долю митохондрий в общей продукции АФК в клетках печени приходится около 15%. Митохондрии содержат несколько потенциальных источников АФК, и главным из них до недавнего времени считали NADH:убихинон-оксидоредуктазу (комплекс I) дыхательной цепи. Работы нашей группы показали, что комплекс I действительно способен образовывать супероксид-радикал и перекись водорода, однако в условиях, имитирующих физиологические (высокие, милимолярные концентрации NADH и NAD+) эта активность очень мала. Было предположено, а затем экспериментально продемонстрировано, что в митохондриальном матриксе содержится белок, способный катализировать NADH-зависимое образование перекиси водорода, сильно стимулируемое ионами аммония. Целью нашей работы была идентификация этого белка. Нам удалось очистить его до гомогенного состояния и показать, что NADH-зависимое стимулируемое аммонием образование перекиси водорода катализирует дигидролипоилдегедрогеназный компонент дегидрогеназ а-кетокислот (ДЛДГ). В некоторых условиях вклад ДЛДГ в суммарную продукцию АФК митохондриями достигает 90%. Представлялось важным охарактеризовать ДЛДГ как «генератор» АФК и определить кинетические и «термодинамические» параметры реакции NADH-зависимого образования перекиси водорода.

Диссертация содержит обзор литературы, в котором приведены сведения о ферментах, способных катализировать образование и разрушение АФК; специальный раздел посвящён свойствам ДЛДГ. В экспериментальной части описаны методы, использованные для решения поставленных задач, и результаты, полученные в работе. В обсуждении рассматриваются количественные аспекты генерации перекиси митохондриями и возможное физиологическое значение АФК.

ОБЗОР ЛИТЕРАТУРЫ

Кислород: дыхание и активные формы кислорода (АФК)

Кислород и продукты его восстановления

Запасание энергии в клетках при аэробном обмене веществ происходит главным образом за счет окислительного фосфорилирования, протекающего в митохондриях. Дыхательная цепь митохондрий катализирует термодинамически необратимую реакцию переноса электронов на кислород, редокс-потенциал которого в реакции образования воды при нейтральных значениях рН равен примерно +800 мВ (Табл. 1), от восстановительных эквивалентов клетки, главным

образом от КАБИ (редокс-потенциал пары КАБ+^АБИ составляет примерно -320 мВ). Отрицательное изменение свободной энергии в этом процессе используется для обеспечения синтеза АТР, накопления ионов и других сдвигов равновесий химических реакций.

Уникальное свойство кислорода состоит в том, что, будучи сильным окислителем (высокое положительное значение редокс-потенциала пары О2/Н2О), кинетически - это относительно инертная молекула с двумя неспаренными электронами с параллельными спинами на внешней электронной орбитали каждого из атомов. Так как большая часть органических молекул является донорами пары электронов с разнонаправленными (антипараллельными) спинами, возникающий спиновый запрет, не позволяет кислороду быстро окислить такие субстраты. Таким образом в атмосфере Земли, содержащей ~20% кислорода (!), обеспечивается кинетическая устойчивость органических молекул. Возможность восстановить кислород, не нарушая спиновый запрет, - поочередное присоединение электронов. В качестве подходящих одноэлектронных доноров в клетке могут выступать металлы переменной валентности (Бе2+/Ре3+, Си+/Си2+, Мп2+/Мп3+, Мо2+/Мо3+), а также органические молекулы, способные существовать в свободно-радикальном состоянии (хиноны, флавины).

Ферменты, катализирующие восстановление кислорода, используют такие редокс-компоненты в качестве кофакторов. Так, например, митохондриальная цитохромоксидаза катализирует ступенчатое четырёхэлектронное восстановление

кислорода до воды, а фермент устроен так, что в каталитическом цикле не происходит высвобождения продуктов неполного восстановления кислорода из его активного центра.

В отличие от цитохромоксидазы целый ряд ферментов способен восстанавливать кислород одно- и двухэлектронным путем с образованием так называемых активных форм кислорода (АФК). Перенос одного электрона на кислород от одноэлектронных доноров приводит к образованию супероксид-радикала (O 2). Эта реакция может протекать под действием ионизирующей радиации [1], а в 1969 году было обнаружено, что модифицированная ксантиндегидрогеназа (ксантиноксидаза) также может катализировать образование супероксида [2]. С тех пор этот фермент является классическим инструментом для генерации супероксида in vitro, а список ферментов, обладающих супероксид-генерирующей активностью, заметно расширился. Двухэлектронное восстановление кислорода приводит к образованию перекиси водорода (Н2О2). Подробно некоторые ферменты, катализирующие одно- и двухэлектронное восстановление кислорода будут рассмотрены в следующей главе. Третий представитель АФК - гидроксил-радикал (НО^) (продукт присоединения третьего электрона на пути ступенчатого четырехэлектронного восстановления кислорода до воды) - образуется в результате неферментативного одноэлектронного восстановления перекиси водорода.

В таблице 1 приведены сведения о стандартных редокс-потенциалах окислительно-восстановительных пар кислорода и АФК, а также некоторых соединений - потенциальных доноров. Как видно, среднеточечный потенциал пары O2/O 2 ниже, чем у большинства редокс-кофакторов, встречающихся в клетке. На первый взгляд это означает, что супероксид не должен образовываться в клетке. Однако нужно обратить внимание на то, что в клетке потенциалы могут сильно отличаться от среднеточечных, в силу разницы в концентрациях окисленной и восстановленной форм соединений. При смещении реакции от равновесия на один порядок потенциал изменяется на 60 мВ для одно- и на 30 мВ для двухэлектронной реакции по сравнению со среднеточечным потенциалом. Таким образом, в условиях, когда концентрация супероксида на несколько порядков меньше, чем

Таблица 1. Окислительно-восстановительные потенциалы кислорода, продуктов его восстановления, некоторых редокс-кофакторов и субстратов.

Окисленное соединение + пе + шИ+ о Восстановленное соединение

п т Ет,7а, мВ Еь,7б, мВ

И+/0,5Н2 1 1 - 420

О2/ о • 2 1 0 - 330 от - 43 до + 165в

^Б+^АБИ 2 1 - 320 - 290г

^БР+^АБРИ 2 1 - 320 - 380д

FMN/FMN- 1 0 - 313е

Липоамид окисл./восст. 2 2 - 287

82/(8И)2 2 2 - 221ж

FAБ/FAБH- 2 1 - 208е

FMN/FMNH- 2 1 - 207е

Глутатион окисл./восст. 2 2 - 172

FMN- /FMNИ- 1 1 - 101е

[4Fe-4S]2+/[4Fe-4S]1+ 1 0 - 100з

Фумарат/ сукцинат 2 2 + 30

Цитохром с окисл./восст. 1 0 + 220

О2/ Н2О2 2 2 + 270 от + 323 до + 427в

О2/2Н2О 4 4 + 820 + 780

о 2 / Н2О2 2 2 + 040 от + 780 до + 910в

И2О2/2И2О 2 2 + 1350 от + 075 до + 1035в

ИО • /И2О 3 1 + 2310

а Среднеточечные потенциалы относительно потенциала водородного электрода

при рН 7,0. Суммированы сведения из [3-10]. б Примерные окислительно-восстановительные потенциалы в физиологических условиях.

Концентрация кислорода в клетке - от 6x10 до 175 х 10—6 М, супероксида - от

12 —10 —0 —7

10 12 до 10 10 М, перекиси водорода — от 10 0 до 10 7 М, воды — 55 М. г При соотношении КАВ+/МАБН, равном 10. д При соотношении ^БР+/ЫАБРИ, равном 0,01.

е В водном растворе. При связывании с белками потенциалы могут изменяться в

интервале от -405 мВ до +80 мВ [11], например, см. табл. 2 и 4. ж Потенциал редокс-активного дисульфида в глутаредоксине-2. Потенциал

дисульфидов в различных ферментах варьирует от — 270 до —140 мВ [12]. з Потенциал N2 кластера в комплексе I [13]. Потенциалы железо-серных кластеров в ферментах варьируют от —700 до +450 мВ [14].

концентрация кислорода (а в клетке наблюдается именно такая ситуация), потенциал этой пары становится более положительным, и согласно усредненной оценке составляет +60 мВ (Табл. 1). Это означает, что «термодинамически» многие редокс-кофакторы в клетке могут служить донорами для одноэлектронного восстановления кислорода до супероксида.

В следующем разделе мы рассмотрим восстановление кислорода до воды, а затем остановимся подробнее на свойствах АФК и способах их образования.

Восстановление кислорода до воды в митохондриях [7, 15-18]

Концентрация кислорода в различных тканях варьирует от 6 до 175 мкМ [19].

Основная часть кислорода, потребляемого клетками эукариот, восстанавливается в

митохондриях до воды в результате переноса восстановительных эквивалентов от

различных соединений - субстратов дыхания - через электронтранспортную

(дыхательную) цепь (ЭТЦ) (рис. 1).

Митохондрии состоят из двух замкнутых мембран и ограниченного ими

пространства - матрикса. Во внешней мембране локализованы различные

ферменты и белки-порины, обеспечивающие осмотически неактивный транспорт

различных соединений с молекулярной массой до 5 кДа из цитоплазмы в

межмембранное пространство. Во внутренней мембране локализована ЭТЦ. Когда

в качестве субстрата дыхания используется КАБИ, суммарная реакция,

катализируемая ЭТЦ, имеет следующий вид:

2КАБИ + 02 + 2И+ ^ 2КАБ+ + 2И20 (1)

Разность окислительно-восстановительных потенциалов (ЛЕ) пар КАБИ/ЫАБ+

и 2И20/02 (Табл. 1), составляет 1,07 В. Изменение свободной энергии (Л00)

реакции (1) составляет - 410 кДж/моль согласно уравнению Л00 = - пБЛЕ, где п -

число электронов, переносимых от донора к акцептору, Б - постоянная Фарадея

(96,5 кДж/В/моль), ЛЕ - разность редокс-потенциалов (В).

Реакция (1) сопряжена с трансмембранным переносом протонов из матрикса в

межмембранное пространство, таким образом, энергия, высвобождающаяся при

окислении КАБИ (или других субстратов дыхания) кислородом, преобразуется в

энергию электрохимического градиента протонов (Л^И+). Внутренняя сторона

мембраны заряжена отрицательно, внешняя - положительно, и протондвижущая

10

сила на внутренней митохондриальной мембране составляет около 200 мВ. Энергия переноса заряда в таком поле составляет ЛО=БЛЕ=19 кДж/моль, и для преобразования 410 кДж/моль общей энергии, высвобождающейся в реакции (1), необходимо осуществить транспорт 21 протона через мембрану против поля (то есть с внутренней стороны мембраны на внешнюю). ЭТЦ очень эффективна в том смысле, что окисление двух молекул КАБИ кислородом сопровождается переносом 20 протонов из матрикса в межмембранное пространство из 21 возможных.

Рис. 1. Схема переноса электронов от различных субстратов дыхания на кислород через электронтранспортную цепь митохондрий.

Римские цифры соответствуют комплексам I-IV дыхательной цепи, серыми стрелками показано направление переноса протонов. А - комплекс ферментов, обеспечивающих ацил-СоА^-редуктазную активность, состоящий из ацил-СоА-дегидрогеназ, электронпереносящего флавопротеина (ЭПФ) и ЭПФ-дегидрогеназы. Б - дегидрогеназа а-глицерофосфата. В - дегидрогеназа дигидрооротата. Цит. с -цитохром с. Убихинон (Q) принимает электроны от 5 различных доноров, образующийся убихинол (QH2) окисляется цитохромом с. Все реакции с участием Q/QH2, изображенные на схеме, обратимы.

Перенос электронов от NADH на кислород в ЭТЦ происходит через ряд последовательных окислительно-восстановительных реакций, редокс-потенциалы акцепторов (см. Табл. 1) повышаются постепенно, и на каждой стадии высвобождающаяся порция энергии преобразуется в A^H+. Комплекс I (NADH:убихинон-оксидоредуктаза) окисляет NADH и передает электроны на мембранный убихинон. Комплекс III (убихинол:цитохром с-редуктаза) окисляет убихинол и переносит электроны на цитохром с. Комплекс IV (цитохромоксидаза)

необратимо окисляет 4 молекулы цитохрома с молекулярным кислородом.

11

Окислительно-восстановительные реакции, катализируемые комплексами I, III и IV, сопряжены с переносом протонов из матрикса в межмембранное пространство. Энергия Д^н+ используется комплексом V (ATP-синтетазой) для образования ATP из ADP и неорганического фосфата.

Когда в качестве субстратов дыхания окисляются соединения, редокс-потенциалы которых выше, чем у пары NAD+/NADH, восстановительные эквиваленты поставляются на убихинон, минуя комплекс I (рис. 1). Сукцинат-дегидрогеназа (комплекс II), а-глицерофосфат-дегидрогеназа и дегидрогеназа дигидрооротата восстанавливают мембранный убихинон сукцинатом, а-глицерофосфатом и дигидрооротатом, соответственно. Дегидрогеназа электронпереносящего флавопротеина передает электроны на убихинон от ЭПФ, который принимает электроны от ацил-СоА-дегидрогеназ. Количественное соотношение доноров электронов для ЭТЦ различается в разных тканях. При изучении дыхания сердечных митохондрий традиционно используют NAD-зависимые субстраты, при окислении которых образуется NADH (малат, пируват) и сукцинат.

Продукты неполного восстановления кислорода

Супероксид-радикал при физиологических значениях рН существует преимущественно в анионной форме (рКа составляет 4,8), которая быстро неферментативно дисмутирует с образованием кислорода и перекиси водорода:

2О • + 2Н+ ^ О2 + Н2О2 (2)

Константа скорости этой реакции зависит от рН, так как протонированная форма супероксида не вступает в неё, и при рН 7,0 составляет 5х 105 М- хс . Существуют ферменты — супероксиддисмутазы (СОД), — которые способны увеличивать скорость этой реакции. Это позволяет поддерживать стационарную концентрацию супероксида в клетке на очень низком уровне — 10-12—10-10 М.

Потенциалы пар О •2/И2О2 и О2/О 2 (Табл.1) указывают на то, что в клетке термодинамически возможно как окисление супероксида под действием некоторых соединений, так и его восстановление. Реализуются обе эти возможности. Супероксид может выступать в качестве донора электрона при восстановлении

перекиси водорода с образованием гидроксил-радикала в реакции, катализируемой

металлами переменной валентности (реакция Фентона):

0 •+ Меп+ ^ 02 + Ме(п-1)+ (3)

Ме(п-1)+ + И202 ^ 0И- + И0 • + Меп+ (4)

0 •+ И202 ^ 02 + 0И- + И0 • (5)

Несмотря на высокий редокс-потенциал пары 0 '• /И202, супероксид обладает ограниченной способностью окислять нерадикальные молекулы. Однако он способен окислять [4Бе-48] железо-серные кластеры [20]:

[4Бе-48]2+ + 0 ; + 2И+ ^ ^02 + [3Бе-48]+ + Бе2+ (6)

2+

Продукты реакции (6) - перекись водорода и Бе - могут вступать в реакцию (4) с образованием гидроксил-радикала.

Перекись водорода - относительно стабильное соединение, стационарная

9 7

концентрация которого в клетке составляет 10-10 М [21]. Это сильный двухэлектронный окислитель (редокс-потенциал пары Н2О2/2Н2О составляет 1,35 В, Табл. 1), однако реактивность перекиси в неферментативных реакциях окисления большинства биомолекул не велика по кинетическим причинам. Например, константа скорости окисления глутатиона перекисью составляет 0,9 М-1хс-1 [20]. Перекись водорода выступает окислителем в реакциях, катализируемых различными пероксидазами, которые используют в качестве донора электронов такие субстраты, как, например, глутатион, цитохром с, галогениды.

Под действием фермента каталазы перекись водорода дисмутирует: в этой реакции одна молекула выступает в качестве окислителя и восстанавливается до воды, а другая - окисляется до кислорода:

2И202 ^ 2И20 + О2 (7)

Высокие редокс-потенциалы пар 02/И202 и 0 2 /И202 не позволяют перекиси выступать в качестве восстановителя в других реакциях в клетке.

Гидроксил-радикал - термодинамически самый сильный окислитель, образующийся в биологических системах (Табл. 1). Он окисляет липиды, белки, ДНК с диффузионно-контролируемыми скоростями. Гидроксил-радикал принимает только один электрон, и запускает таким образом цепные радикальные реакции.

13

По-настоящему «активным» из всех АФК является только гидроксил-радикал, однако так как он способен образовываться из перекиси водорода и супероксида (реакция 5), все три соединения называют АФК.

Многие ферменты, катализирующие окислительно-восстановительные реакции, после восстановления субстратами-донорами могут неспецифически с небольшими скоростями реокисляться кислородом (подробно они будут рассмотрены в следующей главе) с образованием перекиси водорода и супероксид-радикала, которые можно рассматривать как побочные продукты «нормальных» физиологических редокс-реакций. Взаимодействие кислорода с некоторыми одноэлектронными редокс-компонентами (металлами переменной валентности, семихинонами убихинона и флавинов) приводит к образованию супероксида, а взаимодействие с восстановленными флавинами — к образованию супероксида или перекиси водорода. «Побочные» АФК-генерирующие активности флавопротеинов обусловлены способностью флавинов существовать в свободно-радикальном состоянии. Эта способность используется ферментами для переноса восстановительных эквивалентов с двухэлектронных доноров на одноэлектронные акцепторы (металлы переменной валентности, в том числе в составе металло-серных кластеров и гемов) и наоборот. Схема взаимодействия флавинов с кислородом представлена на рисунке 2. На первой стадии реакции кислород принимает от восстановленного флавина один электрон. Образовавшаяся радикальная пара (флавин-радикал — супероксид-радикал) распадается по пути б с образованием супероксида и радикальной формы флавина, или по пути в с образованием окисленного флавина и перекиси водорода. Также может реализовываться путь г-д, в котором высвобождение перекиси водорода и окисленного флавина происходит после образования промежуточного перокси-производного флавина.

Свободные флавины реагируют с кислородом относительно медленно (например, для реакции д константа скорости первого порядка составляет 260 с-1), а флавины в составе флавопротеинов могут взаимодействовать с кислородом как на порядки быстрее, так и на порядки медленнее [22]. От белкового окружения, в котором расположен флавин, зависит, во-первых, доступность его для кислорода, а

во-вторых, потенциал пары Flокисл./Flвосст., который варьирует от -495 мВ до +80 мВ [11].

Восстановленный флавин {ПН } И

[Р1Н'+0'1

С(4а)-(гидро)пероксифлавин

V

н2о2

о

Окисленный флавин

Рис. 2. Схема образования перекиси водорода и супероксид-радикала под действием восстановленного флавина [23].

Генерация АФК митохондриями

Стационарные концентрации перекиси водорода и супероксида в клетке поддерживаются постоянным образованием и утилизацией этих соединений. В литературе широко распространено утверждение, что главным источником АФК в клетке являются митохондрии. Однако убедительных оснований для такого утверждения не приводится. Известна всего лишь одна работа, в которой была предпринята попытка количественно оценить вклад различных компонентов клеток печени в суммарную генерацию АФК. A. Boveris и соавторы в 1972 году показали, что АФК образуются в митохондриях, микросомах, пероксисомах и цитоплазме. Авторы измерили удельные активности препаратов отдельных компартментов, а затем произвели расчёты, учитывая количество белка соответствующих компартментов, приходящееся на массу исходной ткани. Согласно такой грубой оценке, суммарная скорость генерации АФК составила 90 нмоль/мин на г печени, а вклады митохондрий, пероксисом, микросом и цитоплазмы составили 15%, 35%, 45% и 5%, соответственно [24]. Можно только предполагать, что в скелетных мышцах и сердце вклад митохондрий в суммарную

генерацию АФК будет значительно выше из-за более высокого содержания митохондрий.

Далее мы обсудим наиболее распространенные методы изучения генерации АФК, а затем более подробно рассмотрим ферменты, продуцирующие АФК и представленные в митохондрях сердца. Митохондрии сердца — объект, традиционно изучаемый в нашей лаборатории. Мы располагаем препаратами различной степени сложности: интактными митохондриями, прочносопряженными субмитохондриальными частицами (СМЧ) с высокими значениями дыхательного контроля, а также целым рядом изолированных митохондриальных ферментов.

Способы изучения генерации АФКмитохондриями

Объекты исследований

Интактные митохондрии — наиболее привлекательный объект для исследований, так как все митохондриальные ферменты находятся в естественном окружении и работают согласованно. Однако избирательная проницаемость внутренней мембраны митохондрий создаёт существенные затруднения для изучения генерации АФК. Это, во-первых, ограничивает выбор субстратов, ингибиторов и эффекторов. Например, невозможно использовать такой субстрат дыхания как КЛБИ — основной поставщик восстановительных эквивалентов в митохондриях, — в силу того, что для него не существует переносчиков во внутренней мембране. Во-вторых, проблема проницаемости делает неоднозначными интерпретации регистрируемых скоростей, так как на них оказывают влияние скорость доставки субстратов внутрь митохондрий и скорость выхода продуктов реакции (в данном случае — АФК) во внешнюю среду, где они становятся доступными для регистрации.

Кроме того, внутри митохондрий существуют антиоксидантные системы, устраняющие АФК (см. главу «Антиоксидантные системы в митохондриях»), и их вклад затрудняет интерпретацию влияния эффекторов на регистрируемые скорости генерации: если некое соединение, увеличивает скорость продукции АФК интактными митохондриями, то его эффект может быть связан как с увеличением

скорости работы «генератора(-ов)», так и с подавлением активности антиоксидантных ферментов.

Большинство из указанных трудностей легко преодолимо при использовании специфической пермеабилизации митохондриальных мембран. Обработка интактных митохондрий каналообразующим антибиотиком аламетицином приводит к образованию каналов во внутренней мембране, через которые свободно проходят низкомолекулярные соединения (в частности, NADH), а крупные молекулы (в частности, белки) остаются внутри митохондрий [25]. Таким образом, преимущество такого препарата перед интактными митохондриями состоит в устранении затруднений, связанных с проницаемостью мембраны, при сохранении естественного белкового окружения ферментов. Кроме того, использование пермеабилизованных митохондрий позволяет пренебрегать вкладом глутатион-зависимых антиоксидантов, так как при пермеабилизации глутатион выходит из митохондрий в среду измерения и его концентрация становится пренебрежимо мала. Основной недостаток пермеабилизации митохондрий - невозможность поддерживать потенциал на мембране, тогда как это одна из наиболее важных характеристик их состояния.

Субмитохондриальные частицы

При механической или ультразвуковой обработке митохондрий их внутренняя мембрана разрывается, а образовавшиеся фрагменты спонтанно замыкаются. 90% образующихся везикул (их называют субмитохондриальными частицами, СМЧ) имеют конфигурацию «inside-out», то есть наружной оказывается та сторона мембраны, которая в интактных митохондриях была обращена в сторону матрикса. Инвертированные субмитохондриальные частицы - достаточно удобный объект для изучения активности мембранных ферментов. Как и на пермеабилизованных митохондриях, для СМЧ отсутствует проблема доставки субстратов и высвобождения продуктов: активные центры ферментов обращены непосредственно в среду регистрации. Прочно сопряженные СМЧ способны поддерживать потенциал на мембране, что выгодно отличает их от пермеабилизованных митохондрий.

Изолированные ферменты

Получение фермента в гомогенном виде - наиболее эффективный путь для определения его индивидуальных характеристик. Этот подход очень удобен для изучения механизмов образования АФК растворимыми ферментами. К сожалению методы очистки мембранносвязанных ферментов включают стадии жёсткой обработки (озвучивание, детергенты) и нельзя исключать их возможную модификацию в процессе выделения.

Методы регистрации АФК [26]

Регистрация супероксида

Супероксид, а особенно его протонированная форма, быстро самопроизвольно дисмутирует, что затрудняет его прямую регистрацию. Для регистрации супероксида используют несколько подходов, все они основаны на определении продуктов взаимодействия супероксида и различных соединений.

Метод спиновых ловушек основан на способности некоторых акцепторов взаимодействовать с супероксидом с образованием устойчивых радикальных аддуктов, которые могут быть зарегистрированы методом электронного парамагнитного резонанса (ЭПР). Разработаны спиновые ловушки, которые селективно поглощаются митохондриями. Однако у этого метода есть существенные недостатки: из-за низких скоростей взаимодействия необходимо использовать высокие концентрации (20-100 мМ) «ловушек», вызывающие токсическое воздействие на клетки или митохондрии. Кроме того, радикальные аддукты ловушек с супероксидом легко восстанавливаются под действием различных соединений (например, аскорбата). Совокупность недостатков делает этот метод малоприменимым для изучения более сложных систем, чем изолированные ферментные препараты.

Список литературы диссертационного исследования кандидат наук Кареева, Александра Владимировна, 2017 год

СПИСОК ЦИТИРУЕМОЙ ЛИТЕРАТУРЫ

1. Bielski B.H.J., Cabelli D.E., Arudi R.L., Ross A.B. (1985) Reactivity of HO2/O2- radicals in aqueous solution. J. Phys. Chem. Ref. Data, 14, 1041-1100.

2. Knowles P.F., Gibson J.F., Pick F.M., Bray R.C. (1969) Electron-spin-resonance evidence for enzymic reduction of oxygen to a free radical, the superoxide ion. Biochem. J., 111(1), 53-58.

3. Latimer W.M. (1938) The oxidation states of the elements and their potentials in aqueous solutions. New-York: Prentice Hall Inc.

4. Hille R., Massey V. (1991) The kinetic behavior of xanthine oxidase containing chemically modified flavins. J. Biol. Chem., 266(26), 17401-17408.

5. Draper R.D., Ingraham L.L. (1968) A potentiometric study of the flavin semiquinone equilibrium. Arch. Biochem. Biophys., 125(3), 802-808.

6. Bockris J.O., Oldfield L.F. (1955) The oxidation-reduction reactions of hydrogen peroxide at inert metal electrodes and mercury cathodes. Trans. Faraday Soc., 51, 249.

7. Nicholls D.G., Ferguson S.J. (2003) Bioenergetics. Third Edit. Elsevier.

8. Urban P.F., Klingenberg M. (1969) On the redox potentials of ubiquinone and cytochrome b in the respiratory chain. Eur. J. Biochem., 9(4), 519-525.

9. Mayhew S.G. (1999) The effects of pH and semiquinone formation on the oxidation-reduction potentials of flavin mononucleotide. A reappraisal. Eur. J. Biochem., 265, 698702.

10. Buettner G.R. (1993) The pecking order of free radicals and antioxidants: lipid peroxidation, a-tocopherol, and ascorbate. Arch. Biochem. Biophys., 300(2), 535-543.

11. Ghisla S., Massey V. (1989) Mechanisms of flavoprotein-catalyzed reactions. Eur. J. Biochem., (181), 1-17.

12. Sagemark J., Elgan T.H., Burglin T.R., Johansson C., Holmgren A., Berndt K.D. (2007) Redox properties and evolution of human glutaredoxins. Proteins, 68(4), 879-892.

13. Sazanov L.A. (2007) Respiratory complex I: Mechanistic and structural insights provided by the crystal structure of the hydrophilic domain. Biochemistry, 46(9), 2275-2288.

14. Bak D.W., Elliott S.J. (2014) Alternative fes cluster ligands: Tuning redox potentials and chemistry. Curr. Opin. Chem. Biol., 19(1), 50-58.

15. Виноградов А.Д., Лейкин Ю.Н., Липская Т.Ю. (1977) Биохимия митохондрий. Издательство Московского Университета.

16. Mitchell P. (1978) David Keilin's respiratory chain concept and its chemioscopic consequences. Nobel lecture. .

17. Slater E.C. The mechanism of energy conservation in the mitochondrial respiratory chain. Harvey Lect., 66, 19-42.

18. Reid R.A., Moyle J., Mitchell P. (1966) Synthesis of adenosine triphosphate by a protonmotive force in rat liver mitochondria. Nature, 212(5059), 257-258.

19. Ivanovic Z. (2009) Hypoxia or in situ normoxia: The stem cell paradigm. J. Cell. Physiol., 219(2), 271-275.

20. Augusto O., Miyamoto S. (2012) Oxygen radicals and related species. Princ. Free Radic. Biomed., 1, 1-23.

21. Hauptmann N., Grimsby J., Shih J.C., Cadenas E. (1996) The metabolism of tyramine by monoamine oxidase A/B causes oxidative damage to mitochondrial DNA. Arch. Biochem. Biophys., 335(2), 295-304.

22. Massey V. (1994) Activation of molecular oxygen by flavins and flavoproteins. J. Biol. Chem., 269(36), 22459-22462.

23. Виноградов А.Д., Гривенникова В.Г. (2013) Генерация активных форм кислорода митохондриями. Успехи биологической химии, 53, 245-296.

24. Boveris A., Oshino N., Chance B. (1972) The cellular production of hydrogen peroxide. Biochem. J, 128, 617-630.

25

26

27

28

29

30

31

32

33

34

35

36

37

38

39

40

41

42

43

44

Gostimskaya I.S., Grivennikova V.G., Zharova T. V., Bakeeva L.E., Vinogradov A.D. (2003) In situ assay of the intramitochondrial enzymes: Use of alamethicin for permeabilization of mitochondria. Anal. Biochem., 313(1), 46-52.

Dikalov S.I., Harrison D.G. (2014) Methods for detection of mitochondrial and cellular reactive oxygen species. Antioxid. Redox Signal., 20(2), 372-382.

Faulkner K., Fridovich I. (1993) Luminol and lucigenin as detectors for O2.-. Free Radic. Biol. Med., 15(4), 447-51.

Bilan D.S., Belousov V. V. (2016) HyPer Family Probes: State of the Art. Antioxid. Redox Signal., 24(13), 731-51.

Chance B., Williams G.R. (1955) Respiratory enzymes in oxidative phosphorylation. III. The steady state. J. Biol. Chem., 217(1), 409-27.

Boveris A., Chance B. (1973) The mitochondrial generation of hydrogen peroxide. General properties and effect of hyperbaric oxygen. Biochem. J., 134(3), 707-716. Brand M.D., Affourtit C., Esteves T.C., Green K., Lambert A.J., Miwa S., Pakay J.L., Parker N. (2004) Mitochondrial superoxide: production, biological effects, and activation of uncoupling proteins. Free Radic. Biol. Med., 37(6), 755-767.

Chance B., Sies H., Boveris A. (1979) Hydroperoxide metabolism in mammalian organs. Physiol. Rev., 59(3), 527-605.

Grivennikova V.G., Vinogradov A.D. (2006) Generation of superoxide by the mitochondrial Complex I. Biochim. Biophys. Acta, 1757(5-6), 553-561. Ksenzenko M., Konstantinov A.A., Khomutov G.B., Tikhonov A.N., Ruuge E.K. (1983) Effect of electron transfer inhibitors on superoxide generation in the cytochrome bc1 site of the mitochondrial respiratory chain. FEBS Lett., 155(1), 19-24.

Kudin A.P., Bimpong-Buta N.Y.B., Vielhaber S., Elger C.E., Kunz W.S. (2004) Characterization of superoxide-producing sites in isolated brain mitochondria. J. Biol. Chem., 279(6), 4127-4135.

Kussmaul L., Hirst J. (2006) The mechanism of superoxide production by NADH:ubiquinone oxidoreductase (complex I) from bovine heart mitochondria. Proc. Natl. Acad. Sci. U. S. A., 103(20), 7607-7612.

Loschen G., Flohe L., Chance B. (1971) Respiratory chain linked H(2)O(2) production in pigeon heart mitochondria. FEBS Lett., 18(2), 261-264.

Ohnishi S.T., Shinzawa-Itoh K., Ohta K., Yoshikawa S., Ohnishi T. (2010) New insights into the superoxide generation sites in bovine heart NADH-ubiquinone oxidoreductase (Complex I): The significance of protein-associated ubiquinone and the dynamic shifting of generation sites between semiflavin and semiquinone radicals. Biochim. Biophys. Acta, 1797(12), 1901-1909.

Quinlan C.L., Treberg J.R., Perevoshchikova I. V., Orr A.L., Brand M.D. (2012) Native rates of superoxide production from multiple sites in isolated mitochondria measured using endogenous reporters. Free Radic. Biol. Med., 53(9), 1807-1817. Starkov A.A. (2008) The role of mitochondria in reactive oxygen species metabolism and signaling. Ann. N. Y. Acad. Sci., 1147(2), 37-52.

Grivennikova V.G., Kotlyar A.B., Karliner J.S., Cecchini G., Vinogradov A.D. (2007) Redox-dependent change of nucleotide affinity to the active site of the mammalian complex I. Biochemistry, 46(38), 10971-8.

Kotlyar A.B., Karliner J.S., Cecchini G. (2005) A novel strong competitive inhibitor of complex I. FEBS Lett., 579(21), 4861-4866.

Quinlan C.L., Orr A.L., Perevoshchikova I. V., Treberg J.R., Ackrell B.A., Brand M.D. (2012) Mitochondrial complex II can generate reactive oxygen species at high rates in both the forward and reverse reactions. J. Biol. Chem., 287(32), 27255-27264. Yankovskaya V., Horsefield R., Tornroth S., Luna-Chavez C., Miyoshi H., Leger C., Byrne B., Cecchini G., Iwata S. (2003) Architecture of succinate dehydrogenase and reactive oxygen species generation. Science, 299(5607), 700-704.

45

46

47

48

49

50

51

52

53

54

55

56

57

58

59

60

61

62

63

Snyder C.H., Gutierrez-Cirlos E.B., Trumpower B.L. (2000) Evidence for a concerted mechanism of ubiquinol oxidation by the cytochrome bc1 complex. J. Biol. Chem., 275(18), 13535-13541.

Nisimoto Y., Jackson H.M., Ogawa H., Kawahara T., Lambeth J.D. (2010) Constitutive NADPH-dependent electron transferase activity of the Nox4 dehydrogenase domain. Biochemistry, 49(11), 2433-2442.

Edmondson D. (2004) The FAD binding sites of human monoamine oxidases A and B. Neurotoxicology, 25(1-2), 63-72.

Egashira T., Yamanaka Y. (1987) Changes in MAO activities in several organs of rats after administration of l-thyroxine. Jpn. J. Pharmacol., 45(2), 135-142. Fagan R.L., Palfey B.A. (2009) Roles in binding and chemistry for conserved active site residues in the class 2 dihydroorotate dehydrogenase from Escherichia coli. Biochemistry, 48(30), 7169-7178.

Hey-Mogensen M., Goncalves R.L.S., Orr A.L., Brand M.D. (2014) Production of superoxide/H2O2 by dihydroorotate dehydrogenase in rat skeletal muscle mitochondria. Free Radic. Biol. Med., 72, 149-155.

Orr A.L., Quinlan C.L., Perevoshchikova I. V., Brand M.D. (2012) A refined analysis of superoxide production by mitochondrial sn-glycerol 3-phosphate dehydrogenase. J. Biol. Chem., 287(51), 42921-42935.

Paulsen K.E., Orville A.M., Frerman F.E., Lipscomb J.D., Stankovich M.T. (1992) Redox properties of electron-transfer flavoprotein ubiquinone oxidoreductase as determined by EPR-spectroelectrochemistry. Biochemistry, 31, 11755-11761.

Perevoshchikova I. V., Quinlan C.L., Orr A.L., Gerencser A.A., Brand M.D. (2013) Sites of superoxide and hydrogen peroxide production during fatty acid oxidation in rat skeletal muscle mitochondria. Free Radic. Biol. Med., 61(10), 298-309.

Ago T., Kuroda J., Pain J., Fu C., Li H., Sadoshima J. (2010) Upregulation of Nox4 by hypertrophic stimuli promotes apoptosis and mitochondrial dysfunction in cardiac myocytes. Circ. Res., 106(7), 1253-1264.

Nisimoto Y., Diebold B.A., Constentino-Gomes D., Lambeth J.D. (2014) Nox4: A hydrogen peroxide-generating oxygen sensor. Biochemistry, 53(31), 5111-5120. Chen F., Haigh S., Barman S., Fulton D.J.R. (2012) From form to function: the role of Nox4 in the cardiovascular system. Front. Physiol., 3, 1-12.

Lakaschus G., Loffler M. (1992) Differential susceptibility of dihydroorotate dehydrogenase/oxidase to Brequinar Sodium (NSC 368 390) in vitro. Biochem. Pharmacol., 43(5), 1025-1030.

Angermuller S., Loffler M. (1995) Localization of dihydroorotate oxidase in myocardium and kidney cortex of the rat. An electron microscopic study using the cerium technique. Histochem. Cell Biol., 103(4), 287-292.

Mracek T., Pecinova A., Vrbacky M., Drahota Z., Houstek J. (2009) High efficiency of ROS production by glycerophosphate dehydrogenase in mammalian mitochondria. Arch. Biochem. Biophys., 481(1), 30-36.

Miwa S., Brand M.D. (2005) The topology of superoxide production by complex III and glycerol 3-phosphate dehydrogenase in Drosophila mitochondria. Biochim. Biophys. Acta, 1709(3), 214-219.

Tahara E.B., Navarete F.D.T., Kowaltowski A.J. (2009) Tissue-, substrate-, and site-specific characteristics of mitochondrial reactive oxygen species generation. Free Radic. Biol. Med., 46(9), 1283-1297.

Schonfeld P., Wieckowski M.R., Lebiedzinska M., Wojtczak L. (2010) Mitochondrial fatty acid oxidation and oxidative stress: lack of reverse electron transfer-associated production of reactive oxygen species. Biochim. Biophys. Acta, 1797(6-7), 929-938. Green D.E., Dewan J.G., Leloir L.F. (1937) The beta-hydroxybutyric dehydrogenase of animal tissues. Biochem. J., 31(6), 934-949.

64

65

66

67

68

69

70

71

72

73

74

75

76

77

78

79

80

81

82

83

84

85

86

87

Dewan J.G., Green D.E. (1938) Coenzyme factor-a new oxidation catalyst. Biochem. J., 32(3), 626-639.

Lockhart E.E. (1939) Diaphorase (coenzyme factor). Biochem. J., 33(4), 613-617. Straub F.B. (1939) Isolation and properties of a flavoprotein from heart muscle tissue. Biochem. J.., 33(5), 787-792.

Corran H.S., Green D.E., Straub F.B. (1939) On the catalytic function of heart flavoprotein. Biochem. J., 33(5), 793-801.

Adler E., Euler H., Gunther G. (1939) Diaphorase I and II. Nature, 143, 641-642.

Potter V., Lockhart E. (1941) Studies on mechanism of hydrogen transport in animal

tissues: II Reactions involving cytochrome c. J. Biol. Chem., 137, 1-12.

Potter V.R. (1950) Biological oxidations. Annu. Rev. Biochem., 19, 1-20.

E.C. Slater. (1950) The dihydrocozymase-cytochrome c reductase activity of heart muscle

preparation. Biochem. J., 46(4), 499-503.

Ziegler D.M., Green D.E., Doeg K.A. (1959) Studies on the electron transfer system. XXV. The isolation and properties of a lipoflavoprotein with diaphorase activity from beef heart mitochondria. J. Biol. Chem., 234(7), 1916-1921.

Sanadi D.R., Littlefield J.W., Bock R.M. (1952) Studies on alpha-ketoglutaric oxidase. II. Purification and properties. J. Biol. Chem., 197(2), 851-862.

Sanadi D.R., Searls R.L. (1957) Reversible reduction of thioctamide catalyzed by the alpha-ketoglutaric dehydrogenase complex. Biochim. Biophys. Acta, 24, 220-221. Massey V. (1958) The identity of diaphorase and lipoic dehydrogenase. Biochim. Biophys. Acta, 30(1), 205-206.

Massey V. (1959) The role of diaphorase in ketoglutarate oxidation. Biochim. Biophys. Acta, 32(1), 286-287.

Searls R.L., Sanadi D.. (1961) A comparative study of dihydrolipoyl dehydrogenase and diaphorase. J. Biol. Chem., 236(2), 580-583.

Misaka E., Kawahara Y., Nakanishi K. (1965) Studies on menadione reductase of bakers' yeast. 3. The identity of menadione reductase with lipoamide dehydrogenase. J. Biochem., 58(5), 436-443.

Kawahara Y., Misaka E., Nakanishi K. (1968) Purification and properties of lipoamide dehydrogenase from yeast, Candida krusei. J. Biochem., 63(1), 77-82. Scouten W.H., McManus I.R. (1971) Microbial lipoamide dehydrogenase. Purification and some characteristics of the enzyme derived from selected microorganisms. Biochim. Biophys. Acta, 227(2), 248-263.

Burleigh B.D., Williams C.H. (1972) The isolation and primary structure of a peptide containing the oxidation-reduction active cystine of Escherichia coli lipoamide dehydrogenase. J. Biol. Chem., 247(7), 2077-2082.

Fehrmann H., Veeger C. (1974) Lipoamide dehydrogenase of the phytopathogenic fungi Pythium ultimum and Phytophthora erythroseptica. Differences in conformation and kinetics. Biochim. Biophys. Acta, 350(2), 292-303.

Cohn M.L., McManus I.R. (1972) Studies on the distribution and properties of the multiple forms of mammalian lipoamide dehydrogenase. Biochim. Biophys. Acta, 276(1), 70-84.

Ide S., Hayakawa T., Okabe K., Koike M. (1967) Lipoamide dehydrogenase from human liver. J. Biol. Chem., 242(1), 54-60.

Koike M., Reed L.J., Carroll W.R. (1963) alpha-Keto acid dehydrogenation complexes. IV. Resolution and reconstitution of the Escherichia coli pyruvate dehydrogenation complex. J. Biol. Chem., 238, 30-39.

Kikuchi G. (1973) The glycine cleavage system: composition, reaction mechanism, and physiological significance. Mol. Cell. Biochem., 1(2), 169-187.

Yeaman S.J. (1989) The 2-oxo acid dehydrogenase complexes: recent advances. Biochem. J., 257(3), 625-632.

88. Reed L.J. (2001) A trail of research from lipoic acid to alpha-keto acid dehydrogenase complexes. J. Biol. Chem., 276(42), 38329-38336.

89. Sheu K.R., Lai J.C., Kim Y.T., Dorante G., Bagg J. (1985) Immunochemical characterization of pyruvate dehydrogenase complex in rat brain. J. Neurochem., 44(2), 593-539.

90. Matuda S., Saheki T. (1982) Intracellular distribution and biosynthesis of lipoamide dehydrogenase in rat liver. J. Biochem., 91(2), 553-561.

91. Otulakowski G., Robinson B.H. (1987) Isolation and sequence determination of cDNA clones for porcine and human lipoamide dehydrogenase. Homology to other disulfide oxidoreductase. J. Biol. Chem., 262(36), 17313-17318.

92. Ambrus A., Torocsik B., Tretter L., Ozohanics O., Adam-Vizi V. (2011) Stimulation of reactive oxygen species generation by disease-causing mutations of lipoamide dehydrogenase. Hum. Mol. Genet., 20(15), 2984-2995.

93. Wang Y.C., Wang S.T., Li C., Liu W.H., Chen P.R., Chen L.Y., Liu T.C. (2007) The role of N286 and D320 in the reaction mechanism of human dihydrolipoamide dehydrogenase (E3) center domain. J. Biomed. Sci., 14(2), 203-210.

94. Massey V. (1960) The composition of the ketoglutarate dehydrogenase complex. Biochim. Biophys. Acta, 38, 447-460.

95. Lusty C.J. (1963) Lipoyl dehydrogenase from beef liver mitochondria. J. Biol. Chem., 238, 3443-3452.

96. Brautigam C.A., Chuang J.L., Tomchick D.R., Machius M., Chuang D.T. (2005) Crystal structure of human dihydrolipoamide dehydrogenase: NAD+/NADH binding and the structural basis of disease-causing mutations. J. Mol. Biol., 350(3), 543-552.

97. Thorpe C., Williams C.H. (1976) Differential reactivity of the two active site cysteine residues generated on reduction of pig heart lipoamide dehydrogenase. J. Biol. Chem., 251(12), 3553-3557.

98. Mattevi A., Schierbeek A.J., Hol W.G. (1991) Refined crystal structure of lipoamide dehydrogenase from Azotobacter vinelandii at 2.2 A resolution. A comparison with the structure of glutathione reductase. J. Mol. Biol., 220(4), 975-994.

99. Muiswinkel-Voetberg H., Visser J., Veeger C. (1973) Conformational studies on lipoamide dehydrogenase from pig heart. I. Interconversion of dissociable and non-dissociable forms. Eur. J. Biochem., 33(2), 265-70.

100. Brautigam C.A., Wynn R.M., Chuang J.L., Machius M., Tomchick D.R., Chuang D.T. (2006) Structural insight into interactions between dihydrolipoamide dehydrogenase (E3) and E3 binding protein of human pyruvate dehydrogenase complex. Structure, 14(3), 611-21.

101. Sheu K.F., Blass J.P. (1999) The alpha-ketoglutarate dehydrogenase complex. Ann. N. Y. Acad. Sci., 893, 61-78.

102. Pettit F.H., Yeaman S.J., Reed L.J. (1978) Purification and characterization of branched chain alpha-keto acid dehydrogenase complex of bovine kidney. Proc. Natl. Acad. Sci. U. S. A., 75(10), 4881-4885.

103. Vijayakrishnan S., Callow P., Nutley M. a., McGow D.P., Gilbert D., Kropholler P., Cooper A., Byron O., Lindsay J.G. (2011) Variation in the organization and subunit composition of the mammalian pyruvate dehydrogenase complex E2/E3BP core assembly. Biochem. J., 437(3), 565-574.

104. Reed L.J. (1974) Multienzyme complexes. Acc. Chem. Res., 7(3), 40-46.

105. Barrera C.R., Namihira G., Hamilton L., Munk P., Eley M.H., Linn T.C., Reed L.J. (1972) a-Keto acid dehydrogenase complexes. XVI. Studies on the subunit structure of the pyruvate dehydrogenase complexes from bovine kidney and heart. Arch. Biochem. Biophys., 148(2), 343-358.

106. Brautigam C.A., Wynn R.M., Chuang J.L., Naik M.T., Young B.B., Huang T.H., Chuang D.T. (2011) Structural and thermodynamic basis for weak interactions between

107

108

109

110

111

112

113

114

115

116

117

118

119

120

121

122

123

124

125

126

dihydrolipoamide dehydrogenase and subunit-binding domain of the branched-chain a-

ketoacid dehydrogenase complex. J. Biol. Chem., 286(26), 23476-23488.

Zhou Z.H., McCarthy D.B., O'Connor C.M., Reed L.J., Stoops J.K. (2001) The

remarkable structural and functional organization of the eukaryotic pyruvate

dehydrogenase complexes. Proc. Natl. Acad. Sci. U. S. A., 98(26), 14802-14807.

Reed L.J., Oliver R.M. (1968) The multienzyme alpha-keto acid dehydrogenase

complexes. Brookhaven Symp. Biol., 21(2), 397-412.

Lusty C.J., Singer T.P. (1964) Lipoyl dehydrogenase. Free and complexed forms in mammalian mitochondria. J. Biol. Chem., 239(11), 3733-3742.

Kenney W.C., Zakim D., Hogue P.K., Singer T.P. (1972) Multiplicity and origin of isoenzymes of lipoyl dehydrogenase. Eur. J. Biochem., 28(2), 253-260. Matthews R.G., Ballou D.P., Williams C.H. (1979) Reactions of pig heart lipoamide dehydrogenase with pyridine nucleotides. Evidence for an effector role for bound oxidized pyridine nucleotide. J. Biol. Chem., 254(12), 4974-4981.

Searls R.L., Peters J.M., Sanadi D.R. (1961) alpha-Ketoglutaric dehydrogenase. X. On the mechanism of dihydrolipoyl dehydrogenase reaction. J. Biol. Chem., 236(8), 2317-2322. Veeger C., Massey V. (1962) The reaction mechanism of lipoamide dehydrogenase. II. Modification by trace metals. Biochim. Biophys. Acta, 64, 83-100.

Matthews R.G., Williams C.H. (1976) Measurement of the oxidation-reduction potentials for two-electron and four-electron reduction of lipoamide dehydrogenase from pig heart. J. Biol. Chem., 251(13), 3956-3964.

Ide S., Hayakawa T., Okabe K., Koike M. (1967) Lipoamide dehydrogenase from human liver. J. Biol. Chem., 242(1), 54-60.

Massey V., Palmer G. (1962) Charge transfer complexes of lipoyl dehydrogenase and free flavins. J. Biol. Chem., 237(7), 2347-2358.

Marcinkeviciene J., Blanchard J.S. (1997) Catalytic properties of lipoamide dehydrogenase from Mycobacterium smegmatis. Arch. Biochem. Biophys., 340(2), 168176.

Youn H., Kwak J., Youn H.D., Hah Y.C., Kang S.O. (1998) Lipoamide dehydrogenase from streptomyces seoulensis: biochemical and genetic properties. Biochim. Biophys. Acta, 1388(2), 405-418.

Argyrou A., Sun G., Palfey B.A., Blanchard J.S. (2003) Catalysis of diaphorase reactions by Mycobacterium tuberculosis lipoamide dehydrogenase occurs at the EH4 level. Biochemistry, 42(7), 2218-2228.

Hakansson A.P., Smith A.W. (2007) Enzymatic characterization of dihydrolipoamide dehydrogenase from Streptococcus pneumoniae harboring its own substrate. J. Biol. Chem., 282(40), 29521-29530.

Wilkinson K.D., Williams C.H. (1981) NADH inhibition and NAD activation of Escherichia coli lipoamide dehydrogenase catalyzing the NADH-lipoamide reaction. J. Biol. Chem., 256(5), 2307-2314.

Reed J.K. (1973) Studies on the kinetic mechanism of lipoamide dehydrogenase from rat liver mitochondria. J. Biol. Chem., 248(13), 4834-4839.

Williams C.H. (1965) Studies on lipoyl dehydrogenase from Escherichia coli. J. Biol. Chem., 240(12), 4793-4800.

Massey V., Gibson Q.H., Veeger C. (1960) Intermediates in the catalytic action of lipoyl dehydrogenase (diaphorase). Biochem. J., 77(1958), 341-351.

Koike M., Shah P.C., Reed L.J. (1960) alpha-Keto acid dehydrogenation complexes. III. Purification and properties of dihydrolipoic dehydrogenase of Escherichia coli. J. Biol. Chem., 235, 1939-1943.

Tsai C.S., Wand A.J., Godin J.R., Buchanan G.W. (1982) Multifunctionality of lipoamide dehydrogenase: role of histidine residues in reductase reaction. Arch. Biochem. Biophys., 217(2), 721-729.

127

128

129

130

131

132

133

134

135

136

137

138

139

140

141

142

143

144

145

Kim H., Liu T.C., Patel M.S. (1991) Expression of cDNA sequences encoding mature and precursor forms of human dihydrolipoamide dehydrogenase in Escherichia coli. Differences in kinetic mechanisms. J. Biol. Chem., 266(15), 9367-9373. Kim H., Patel M.S. (1992) Characterization of two site-specifically mutated human dihydrolipoamide dehydrogenases (His-452—Gln and Glu-457—Gln). J. Biol. Chem., 267(8), 5128-5132.

Massey V., Veeger C. (1960) On the reaction mechanism of lipoyl dehydrogenase. Biochim. Biophys. Acta, 40, 184-185.

Massey V., Veeger C. (1961) Studies on the reaction mechanism of lipoyl dehydrogenase. Biochim. Biophys. Acta, 48, 33-47.

Vienozinskis J., Butkus A., Cenas N., Kulys J. (1990) The mechanism of the quinone reductase reaction of pig heart lipoamide dehydrogenase. Biochem. J., 269(1), 101-105. Stein A.M., Stein J.H. (1965) Studies on the Straub diaphorase. I. Isolation of multiple forms. Biochemistry, 4(8), 1491-1500.

Petrat F., Paluch S., Dogruoz E., Dorfler P., Kirsch M., Korth H.-G., Sustmann R., de

Groot H. (2003) Reduction of Fe(III) ions complexed to physiological ligands by lipoyl

dehydrogenase and other flavoenzymes in vitro: implications for an enzymatic reduction

of Fe(III) ions of the labile iron pool. J. Biol. Chem., 278(47), 46403-13.

Bando Y., Aki K. (1990) Superoxide-mediated release of iron from ferritin by some

flavoenzymes. Biochem. Biophys. Res. Commun., 168(2), 389-395.

Stibingerova A., Velvarska H., Kynclova K., Marounkova B., Spundova M., Entlicher G.

(2009) Lipoamide dehydrogenase and diaphorase catalyzed conversion of some NO

donors to NO and reduction of NO scavenger 2-phenyl-4,4,5,5-tetramethylimidazoline-1-

oxyl-3-oxide (PTIO). Gen. Physiol. Biophys., 28(4), 384-390.

Igamberdiev A.U., Bykova N. V., Ens W., Hill R.D. (2004) Dihydrolipoamide dehydrogenase from porcine heart catalyzes NADH-dependent scavenging of nitric oxide. FEBSLett., 568(1-3), 146-150.

Visser J., Veeger C. (1968) Relations between conformations and activities of lipoamide dehydrogenase. 3. Protein association-dissociation and the influence on catalytic properties. Biochim. Biophys. Acta, 159(2), 265-275.

Klyachko N.L., Shchedrina V.A., Efimov A. V., Kazakov S. V., Gazaryan I.G., Kristal B.S., Brown A.M. (2005) pH-dependent substrate preference of pig heart lipoamide dehydrogenase varies with oligomeric state: response to mitochondrial matrix acidification. J. Biol. Chem., 280(16), 16106-16114.

Tsai C.S., Templeton D.M., Wand A.J. (1981) Multifunctionality of lipoamide dehydrogenase - activities of chemically trapped monomeric and dimeric enzymes. Arch. Biochem. Biophys., 206(1), 77-86.

Muiswinkel-Voetberg H., Veeger C. (1973) Conformational studies on lipoamide dehydrogenase from pig heart. 4. The binding of NAD + to non-equivalent sites. Eur. J. Biochem., 33(2), 285-291.

Nakamura M., Yamazaki I. (1972) One-electron transfer reactions in biochemical systems. VI. Changes in electron transfer mechanism of lipoamide dehydrogenase by modification of sulfhydryl groups. Biochim. Biophys. Acta, 267, 249-257. Ambrus A., Tretter L., Adam-Vizi V. (2009) Inhibition of the alpha-ketoglutarate dehydrogenase-mediated reactive oxygen species generation by lipoic acid. J. Neurochem., 109, 222-229.

Bando Y., Aki K. (1992) One- and two-electron oxidation-reduction properties of lipoamide dehydrogenase. J. Nutr. Sci. Vitaminol. (Tokyo)., 453-456. Casola L., Massey V. (1966) Differential effects of mercurial on the lipoyl reducatase and diaphorase activities of lipoyl dehydrogenase. J. Biol. Chem., 241(21), 4985-4993. Huang G.C., Brady A.H. (1973) Cobaltous ion complex of reduced lipoamide dehydrogenase. Biochemistry, 12(6), 1093-1099.

146

147

148

149

150

151

152

153

154

155

156

157

158

159

160

161

162

163

Casola L., Brumby P.E., Massey V. (1966) The reversible conversion of lipoyl dehydrogenase to an artifactual enzyme by oxidation of sulfhydryl groups. J. Biol. Chem., 241(21), 4977-4984.

Su R., Wang R., Guo S., Cao H., Pan J., Li C., Shi D., Tang Z. (2011) In vitro effect of copper chloride exposure on reactive oxygen species generation and respiratory chain complex activities of mitochondria isolated from broiler liver. Biol. Trace Elem. Res., 144(1-3), 668-677.

Massey V., Strickland S., Mayhew S.G., Howell L.G., Engel P.C., Matthews R.G., Schuman M., Sullivan P.A. (1969) The production of superoxide anion radicals in the reaction of reduced flavins and flavoproteins with molecular oxygen. Biochem. Biophys. Res. Commun., 36(6), 891-897.

Bando Y., Aki K. (1991) Mechanisms of generation of oxygen radicals and reductive mobilization of ferritin iron by lipoamide dehydrogenase. J. Biochem., 109(3), 450-454. Nakamura M., Yamazaki I. (1979) Salts-induced oxidase activity of lipoamide dehydrogenase from pig heart. Eur. J. Biochem., 422, 417-422.

Gazaryan I.G., Krasnikov B.F., Ashby G.A., Thorneley R.N.F., Kristal B.S., Brown A.M. (2002) Zinc is a potent inhibitor of thiol oxidoreductase activity and stimulates reactive oxygen species production by lipoamide dehydrogenase. J. Biol. Chem., 277(12), 1006410072.

Starkov A.A., Fiskum G., Chinopoulos C., Lorenzo B.J., Browne S.E., Patel M.S., Beal M.F. (2004) Mitochondrial alpha-ketoglutarate dehydrogenase complex generates reactive oxygen species. J. Neurosci., 24(36), 7779-7788.

Bunik V.I., Sievers C. (2002) Inactivation of the 2-oxo acid dehydrogenase complexes upon generation of intrinsic radical species. Eur. J. Biochem., 269(20), 5004-5015. Quinlan C.L., Goncalves R.L.S., Hey-Mogensen M., Yadava N., Bunik V.I., Brand M.D. (2014) The 2-oxoacid dehydrogenase complexes in mitochondria can produce superoxide/hydrogen peroxide at much higher rates than complex I. J. Biol. Chem., 289(12), 8312-8125.

Babady N.E., Pang Y.-P., Elpeleg O., Isaya G. (2007) Cryptic proteolytic activity of dihydrolipoamide dehydrogenase. Proc. Natl. Acad. Sci. U. S. A., 104(15), 6158-6163. Vaubel R.A., Rustin P., Isaya G. (2011) Mutations in the dimer interface of dihydrolipoamide dehydrogenase promote site-specific oxidative damages in yeast and human cells. J. Biol. Chem., 286(46), 40232-40245.

Tyagi T.K., Ponnan P., Singh P., Bansal S., Batra A., Collin F., Guillonneau F., Jore D., Patkar S.A., Saxena R.K., Parmar V.S., Rastogi R.C., Raj H.G. (2009) Moonlighting protein in Starkeyomyces koorchalomoides: characterization of dihydrolipoamide dehydrogenase as a protein acetyltransferase utilizing acetoxycoumarin as the acetyl group donor. Biochimie, 91(7), 868-875.

Hsu J.L., Hsieh Y., Tu C., O'Connor D., Nick H.S., Silverman D.N. (1996) Catalytic properties of human manganese superoxide dismutase. J. Biol. Chem., 271(30), 1768717691.

Korshunov S.S., Krasnikov B.F., Pereverzev M.O., Skulachev VP. (1999) The antioxidant functions of cytochrome c. FEBSLett., 462, 192-198.

Hackenbrock C.R., Chazotte B., Gupte S.S. (1986) The random collision model and a critical assessment of diffusion and collision in mitochondrial electron transport. J. Bioenerg. Biomembr., 18(5), 331-368.

Griffith O.W., Meister A. (1985) Origin and turnover of mitochondrial glutathione. Proc. Natl. Acad. Sci., 82(14), 4668-4672.

Wahlländer A., Soboll S., Sies H., Linke I., Müller M. (1979) Hepatic mitochondrial and cytosolic glutathione content and the subcellular distribution of GSH-S-transferases. FEBS Lett., 97(1), 138-140.

Rebrin I., Kamzalov S., Sohal R.S. (2003) Effects of age and caloric restriction on

164

165

166

167

168

169

170

171

172

173

174

175

176

177

178

179

180

181

182

183

184

185

186

glutathione redox state in mice. Free Radic. Biol. Med., 35(6), 626-635.

Savvides S.N., Karplus P.A. (1996) Kinetics and crystallographic analysis of human

glutathione reductase in complex with a xanthene inhibitor. J. Biol. Chem., 271(14),

8101-8107.

Can B., Kulaksiz Erkmen G., Dalmizrak O., Ogus I.H., Ozer N. (2010) Purification and

characterisation of rat kidney glutathione reductase. Protein J., 29(4), 250-256.

Carlberg I., Mannervik B. (1975) Purification glutathione and characterization of the

flavoenzyme reductase from rat liver. J. Biol. Chem., 250, 5475-5480.

Ursini F., Maiorino M., Gregolin C. (1985) The selenoenzyme phospholipid

hydroperoxide glutathione peroxidase. Biochim. Biophys. Acta, 839(1), 62-70.

Panfili E., Sandri G., Ernster L. (1991) Distribution of glutathione peroxidases glutathione

reductase in rat brain mitochondria. FEBSLett., 290(1-2), 35-37.

Tappel A.L. (1974) Selenium-glutathione peroxidase and vitamin E. Am. J. Clin. Nutr., 27(9), 960-965.

Takebe G., Yarimizu J., Saito Y., Hayashi T., Nakamura H., Yodoi J., Nagasawa S., Takahashi K. (2002) A comparative study on the hydroperoxide and thiol specificity of the glutathione peroxidase family and selenoprotein P. J. Biol. Chem., 277(43), 4125441258.

Brigelius-Flohe R. (1999) Tissue-specific functions of individual glutathione peroxidases. Free Radic. Biol. Med., 27(9-10), 951-965.

Switala J., Loewen P.C. (2002) Diversity of properties among catalases. Arch. Biochem. Biophys., 401(2), 145-154.

Aebi H. (1984) Catalase in vitro. MethodsEnzymol., 105(1947), 121-126. Salvi M., Battaglia V., Brunati A.M., La Rocca N., Tibaldi E., Pietrangeli P., Marcocci L., Mondovi B., Rossi C. a., Toninello A. (2007) Catalase takes part in rat liver mitochondria oxidative stress defense. J. Biol. Chem., 282(33), 24407-24415.

Cox A.G., Winterbourn C.C., Hampton M.B. (2010) Mitochondrial peroxiredoxin involvement in antioxidant defence and redox signalling. Biochem. J., 425(2), 313-325. Arner E.S.J., Holmgren A. (2000) Physiological functions of thioredoxin and thioredoxin reductase. Eur. J. Biochem., 267(20), 6102-6109.

Zoccarato F., Cavallini L., Alexandre A. (2004) Respiration-dependent removal of exogenous H2O2 in brain mitochondria. Inhibition by Ca2+. J. Biol. Chem., 279(6), 4166-4174.

Mello Filho A.C., Hoffmann M.E., Meneghini R. (1984) Cell killing and DNA damage by hydrogen peroxide are mediated by intracellular iron. Biochem J, 218(1), 273-275. Halliwell B., Gutteridge J.M.C. (1990) Role of free radicals and catalytic metal ions in human disease: an overview. Methods Enzymol., 186(1981), 1-85.

Okon I.S., Zou M.-H. (2015) Mitochondrial ROS and cancer drug resistance: Implications for therapy. Pharmacol. Res., 100, 170-174.

Thanan R., Oikawa S., Hiraku Y., Ohnishi S., Ma N., Pinlaor S., Yongvanit P., Kawanishi S., Murata M. (2015) Oxidative stress and its significant roles in neurodegenerative diseases and cancer. Int. J. Mol. Sci., 16(1), 193-217.

Bastianetto S., Quirion R. (2004) Natural antioxidants and neurodegenerative diseases. Front. Biosci, 9, 3447-3452.

Bhat A.H., Dar K.B., Anees S., Zargar M.A., Masood A., Sofi M.A., Ganie S.A. (2015) Oxidative stress, mitochondrial dysfunction and neurodegenerative diseases; a mechanistic insight. Biomed. Pharmacother., 74, 101-110.

Espinet C., Gonzalo H., Fleitas C., Menal M.J., Egea J. (2015) Oxidativestress and neurodegenerative diseases: a neurotrophic approach. Curr. Drug Targets, 16(1), 20-30. Sesti F., Liu S., Cai S.-Q. (2010) Oxidation of potassium channels by ROS: a general mechanism of aging and neurodegeneration? Trends Cell Biol., 20(1), 45-51. Niedzielska E., Smaga I., Gawlik M., Moniczewski A., Stankowicz P., Pera J., Filip M.

187

188

189

190

191

192

193

194

195

196

197

198

199

200

201

202

203

204

205

206

(2016) Oxidative Stress in Neurodegenerative Diseases. Mol. Neurobiol., 53(6), 4094125.

Cenini G., Voosa W. (2015) Role of mitochondrial protein quality control in oxidative stress-induced neurodegenerative diseases. Curr. Alzheimer Res., 3(2), 164-167. Edwards S.W., Hallett M.B., Lloyd D., Campbell A.K. (1983) Decrease in apparent Km for oxygen after stimulation of respiration of rat polymorphonuclear leukocytes. FEBS Lett., 161(1), 60-64.

Fisher G., Sorricelli A., Errico F., Usiello A., Aniello A.D., Station Z., Dohrn A., Comunale V., Shores M. (2010) Thyroid hormones and d -aspartic acid , d-aspartate oxidase , d-aspartate racemase , H2O2 , and ROS in rats and mice. Chem. Biodivers., 7, 1467-1478.

Lennon S. V., Martin S.J., Cotter T.G. (1991) Dose-dependent induction of apoptosis in human tumor-cell lines by widely diverging stimuli. CellProlif., 24(2), 203-214. Jacobson M.D. (1996) Reactive oxygen species and programmed cell death. Trends Biochem. Sci., 21(3), 83-86.

Camhi S.L., Lee P., Choi A.M. (1995) The oxidative stress response. New Horiz., 3(2), 170-182.

Satoh T., Sakai N., Enokido Y., Uchiyama Y., Hatanaka H. (1996) Survival factor-insensitive generation of reactive oxygen species induced by serum deprivation neuronal cells. Brain Res., 733(1), 9-14.

Veal E.A., Day A.M., Morgan B.A. (2007) Hydrogen peroxide sensing and signaling. Mol. Cell, 26(1), 1-14.

Woo H.A., Chae H.Z., Hwang S.C., Yang K.-S., Kang S.W., Kim K., Rhee S.G. (2003) Reversing the inactivation of peroxiredoxins caused by cysteine sulfinic acid formation. Science, 300(5619), 653-656.

Woo H.A., Yim S.H., Shin D.H., Kang D., Yu D.Y., Rhee S.G. (2010) Inactivation of peroxiredoxin I by phosphorylation allows localized H2O2 accumulation for cell signaling. Cell, 140(4), 517-528.

Saitoh M., Nishitoh H., Fujii M., Takeda K., Tobiume K., Sawada Y., Kawabata M., Miyazono K., Ichijo H. (1998) Mammalian thioredoxin is a direct inhibitor of apoptosis signal-regulating kinase (ASK) 1. EMBO J, 17(9), 2596-2606.

Grivennikova V.G., Cecchini G., Vinogradov A.D. (2008) Ammonium-dependent hydrogen peroxide production by mitochondria. FEBSLett., 582(18), 2719-2724. Jacobus W.E., Saks V.A. (1982) Creatine kinase of heart mitochondria: changes in its kinetic properties induced by coupling to oxidative phosphorylation. Arch. Biochem. Biophys, 219(1), 167-178.

Crane F.L., Glenn J.L., Green D.E. (1956) Studies on the electron transfer system. IV. The electron transfer particle. Biochim. Biophys. Acta, 22(3), 475-487.

Kotlyar A.B., Vinogradov A.D. (1990) Slow active/inactive transition of the mitochondrial NADH-ubiquinone reductase. Biochim. Biophys. Acta, 1019(2), 151-158. Stanley C.J., Perham R.N. (1980) Purification of 2-oxo acid dehydrogenase multienzyme complexes from ox heart by a new method. Biochem. J., 191(1), 147-154. Reed L.J., Koike M., Levitch M.E., Leach F.R. (1958) Studies on the nature and reactions of protein-bound lipoic acid. J. Biol. Chem., 232(1), 143-158.

Zhou M., Diwu Z., Panchuk-Voloshina N., Haugland R.P. (1997) A stable nonfluorescent derivative ofresorufin for the fluorometric determination of trace hydrogen peroxide: applications in detecting the activity of phagocyte NADPH oxidase and other oxidases. Anal. Biochem., 253(253), 162-168.

Brown J., Perham R. (1976) Selective inactivation of transacylase components of 2-oxo acid dehydrogenase multienzyme complexes of Escherichia-Coli. Biochem. J., 155(2), 419-427.

Laemmli U.K. (1970) Cleavage of structural proteins during the assembly of the head of

207

208

209

210

211

212

213

214

215

216

217

218

219

220

221

222

223

224

225

226

bacteriophage T4. Nature, 227(5259), 680-685.

Gornall A.G., Bardawill C.J., David M.M. (1949) Determination of serum proteins by means of the biuret reaction. J. Biol. Chem., 177(2), 751-766.

Grivennikova V.G., Kozlovsky V.S., Vinogradov A.D. (2017) Respiratory complex II: ROS production and the kinetics of ubiquinone reduction. Biochim. Biophys. Acta, 1858(2), 109-117. Elsevier B.V.

Turrens J.F., Freeman B.A., Levitt J.G., Crapo J.D. (1982) The effect of hyperoxia on superoxide production by lung submitochondrial particles. Arch. Biochem. Biophys., 217(2), 401-410.

Chan P.C., Bielski B.H. (1974) Enzyme-catalyzed free radical reactions with nicotinamide adenine nucleotides. II. Lactate dehydrogenase-catalyzed oxidation of reduced nicotinamide adenine dinucleotide by superoxide radicals generated by xanthine oxidase. J. Biol. Chem., 249(4), 1317-1319.

Chan P.C., Bielski B.H. (1980) Glyceraldehyde-3-phosphate dehydrogenase-catalyzed chain oxidation of reduced nicotinamide adenine dinucleotide by perhydroxyl radicals. J. Biol. Chem., 255(3), 874-876.

Danson M.J. (1988) Dihydrolipoamide dehydrogenase: a "new" function for an old enzyme? Biochem. Soc. Trans., 16(2), 87-89.

Sumegi B., Srere P.A. (1984) Complex I binds several mitochondrial NAD-coupled dehydrogenases. J. Biol. Chem., 259(24), 15040-15045.

Porpaczy Z., Sumegi B., Alkonyi I. (1987) Interaction between NAD-dependent isocitrate dehydrogenase, alpha-ketoglutarate dehydrogenase complex, and NADH:ubiquinone oxidoreductase. J. Biol. Chem., 262(20), 9509-9514.

Chance B., Hollunger G. (1961) The interaction of energy and electron transfer reactions in mitochondria. VI. The efficiency of the reaction. J. Biol. Chem., 236(5), 1577-1584. Chance B., Hollunger G. (1961) The interaction of energy and electron transfer reactions in mitochondria. III. Substrate requirements for pyridine nucleotide reduction in mitochondria. J. Biol. Chem., 236(5), 1555-1561.

Antunes F., Cadenas E. (2000) Estimation of H2O2 gradients across biomembranes. FEBS Lett., 475(2), 121-126.

Bienert G.P., Schjoerring J.K., Jahn T.P. (2006) Membrane transport of hydrogen peroxide. Biochim. Biophys. Acta, 1758(8), 994-1003.

Chance B., Boveris A., Oschino N., Loschen G. (1973) The nature of the catalase intermediate in its biological function In Oxidases and Related Redox Systems (King T.E., Mason H.S., Morrison M. eds.), Baltimore: University Park Press.

Ku H.H., Brunk U.T., Sohal R.S. (1993) Relationship between mitochondrial superoxide and hydrogen peroxide production and longevity of mammalian species. Free Radic. Biol. Med., 15(6), 621-627.

Barja G., Herrero A. (1998) Localization at complex I and mechanism of the higher free radical production of brain nonsynaptic mitochondria in the short-lived rat than in the longevous pigeon. J. Bioenerg. Biomembr., 30(3), 235-243. Fridovich I. (1978) The biology of oxygen radicals. Science (80-. )., 201, 875-880. Finkel T., Holbrook N.J. (2000) Oxidants, oxidative stress and the biology of ageing. Nature, 408(6809), 239-247.

Harman D. (2003) The free radical theory of aging. Antioxid. Redox Signal., 5(5), 557561.

Maklashina E., Ackrell B.A.C. (2004) Is defective electron transport at the hub of aging? Aging Cell, 3(1), 21-27.

James A.M., Cocheme H.M., Smith R.A.J., Murphy MP. (2005) Interactions of mitochondria-targeted and untargeted ubiquinones with the mitochondrial respiratory chain and reactive oxygen species. Implications for the use of exogenous ubiquinones as therapies and experimental tools. J. Biol. Chem., 280(22), 21295-21312.