Использование бета-спирального домена и пептидил-пролил изомеразы для получения фибриллярного адгезина бактериофага Т4 тема диссертации и автореферата по ВАК РФ 03.01.04, кандидат биологических наук Чупров-Неточин, Роман Николаевич

• Чупров-Неточин, Роман Николаевич
• кандидат биологических наук
• 2012

Оглавление диссертации кандидат биологических наук Чупров-Неточин, Роман Николаевич

СПИСОК СОКРАЩЕНИЙ

ВВЕДЕНИЕ

1. ОБЗОР ЛИТЕРАТУРЫ

1. Гетерологическая экспрессия белков в системе е. coli

1.1. Оптимизация экспрессии без изменения последовательности гена

1.2. Оптимизация экспрессии с изменением последовательности гена

1.2.1. Пептидил-пролил-цис/транс-изомераза E.coli (SLyD)

1.2.2. ß-спиральный С-концевой домен белка gp5 фага Т4 (5HENS)

2. Структурная организация и общий путь сборки бактериофага Т

2.1. Базальная пластинка бактериофага Т

2.2. Процесс инфицирования фагом клетки-хозяина

2.3. Характеристика белкового комплекса длинных хвостовых 26 фибрилл

2.3.1. Структурная характеристика белков длинных хвостовых 28 фибрилл

2.3.2. Структурная характеристика gp37 31 2. МАТЕРИАЛЫ И МЕТОДЫ

2.1. Бактериальные штаммы

2.2. Среды для выращивания бактерий и бактериофагов

2.3. Векторы для клонирования. Плазмиды

2.3.1. Векторы для клонирования и экспрессии

2.3.2. Плазмиды с фрагментами ДНК, полученные автором в ходе 35 исследований

2.4. Ферменты

2.5. Полимеразная цепная реакция

2.6. Выделение и очистка ДНК

2.6.1. Очистка фрагментов, амплифицированных с помощью ПЦР

2.6.2. Выделение и очистка плазмидной ДНК

2.7. Количественные определения препаратов ДНК

2.8. Секвенирование ДНК

2.9. Приготовление компетентных клеток

2.10. Трансформация компетентных клеток Е. coli плазмидной ДНК

2.11. Селекция клонов, содержащих рекомбинантные плазмиды

2.12. Экспрессия рекомбинантных белков в клетках Е. coli BL21(DE3)

2.13. Электрофорез белков в полиакриламидном геле

2.14. Выделение белков

2.15. Очистка белков

2.15. Спекггр кругового дихроизма

2.16. Ультрацентрифугирование

2.17. Подбор условий кристаллизации

2.18. Малоугловое рентгеновское рассеяние

2.19. Эксперименты по определению биологической активности 44 3. РЕЗУЛЬТАТЫ И ОБСУЖДЕНИЕ

3.1. Создание генетических конструкций

3.2. Экспрессия генетических конструкций

3.3. Очистка белков

3.4. Исследование физико-химических, структурных и биологических 52 свойств полученных рекомбинантных белков

3.4.1. Круговой дихроизм

3.4.2. Определение олигомерности белков, гель-фильтрация

3.4.3. Структурная характеристика gpSLYD37TGP

3.4.4. Моделирование молекулярной структуры gpSLYD37TGP 58 низкого разрешения по данным малоуглового рассеяния.

3.4.5. Определение биологической активности gpSLYD37TGP 63 ВЫВОДЫ 65 СПИСОК ЛИТЕРАТУРЫ

СПИСОК СОКРАЩЕНИЙ а.о. - аминокислотный остаток БСА - раствор бычьего альбумина ДНК - дезоксирибонуклеиновая кислота ДХФ - длинная хвостовая фибрилла ИПТГ - изопропил-1-тио-Р-0-галактозид кДа - килодальтон КД - круговой дихроизм КЭМ - криоэлектронная микроскопия МУР - малоугловое рассеяние ПААГ - полиакриламидный гель ПЦР - полимеразная цепная реакция РНК - рибонуклеиновая кислота ЭДТА - этилендиаминтетраацетат натрия ЯМР - ядерный магнитный резонанс E.coli — Escherichia coli gp — продукт гена

PDB - Protein Data Bank, www.pdb.org

STEM - сканирующая электронная трансмиссионная микроскопия SDS - додецилсульфат натрия ts - чувствительный к температуре (temperature-sensitive)

Введение диссертации (часть автореферата) на тему «Использование бета-спирального домена и пептидил-пролил изомеразы для получения фибриллярного адгезина бактериофага Т4»

Актуальность проблемы

Для гетерологической продукции рекомбинантных белков в научных, медицинских и промышленных целях применяется отработанная система экспрессии в энтеробактерии Escherichia coli. При этом исследователи зачастую сталкиваются с проблемой образования нерастворимых белковых агрегатов - тел включения. Эта проблема особенно актуальна в случае фибриллярных белков, так как помимо принятия белками правильной третичной структуры они должны иметь и нативную четвертичную структуру. Такие белки, кроме того, обычно склонны к агрегации в силу периодичности последовательности полипептида. Разработка эффективной стратегии получения олигомерных фибриллярных белков в рекомбинантном виде является важной практической задачей.

Интерес исследователей к фибриллярным белкам, механизмам их сворачивания и олигомеризации обусловлен рядом причин. Так, например, в медицине актуальную проблему представляют собой иейродегенеративные болезни, вызванные накоплением в нейронах агрегатов белка - амилоидных фибрилл. Изучение данных фибрилл in vitro, посредством получения их в рекомбинантном виде, несомненно, позволит приблизиться к пониманию процессов их образования. При решении пространственных структур фибриллярных белков исследователями зачастую обнаруживаются ранее не описанные структурные домены - фолды, тем самым вносится вклад в структурную биологию. В процессе эволюции фаги выработали способность специфически при помощи фибриллярных белков распознавать и связываться с различными структурами па поверхности бактериальной клетки. Эти свойства находят применение в создании новых реагентов и различных сорбентов с требуемыми характеристиками связывания.

Чтобы избежать образования тел включения при гетерологической экспрессии, применяют различные стратегии: рефолдинг нерастворимого агрегированного белка из тел включения, подбор штаммов E.coli и условий экспрессии, улучшающих фолдинг, делециопиый мутагенез, совместную экспрессию с шаперонами и разные другие белково-инжепериые подходы. Одним из современных методов преодоления образования тел включения и агрегации рекомбинантных белков, синтезируемых E.coli, является технология создания химерных белков (fusion technology). В основе метода лежит конструирование плазмиды, экспрессирующей в непрерывной рамке считывания ген, состоящий из двух частей. Одна часть химерного гена кодирует целевой белок, а другая - "белок-ассистент", который способствует корректной укладке целевого белка, увеличивает его растворимость и повышает уровень экспрессии и выход рекомбинантного продукта.

Цель и задачи исследования

Целью нашей работы являлась разработка новых технологий рекомбинантного синтеза фибриллярных белков в корректном олигомерном состоянии, использующих белковые факторы фолдинга.

Для достижения цели были поставлены следующие задачи:

- Создание плазмидных конструкций, содержащих фрагменты гена белка-адгезина g37 бактериофага Т4 и ген белка-ассистента в объединенной рамке считывания под общим индуцируемым промотором

- Экспрессия и очистка химерных рекомбинантных фаговых белков

- Исследование физико-химических и биологических свойств полученных белковых продуктов

Научная новизна и практическая значимость работы

В рамках данной работы нами впервые была показана возможность использования тримерного бета-спирального С-концевого домена белка базальной пластинки бактериофага Т4 - gp5 для управления сворачиванием и олигомеризацией фибриллярных белков. Таким образом, нами был обнаружен и описан новый эффективный белковый домен - ассистент фолдинга.

Впервые описана способность пептндил-пролил-изомеразы SLyD E.coli эффективно направлять фолдинг фибриллярных белков, что значительно расширяет существующие границы использования SLyD в качестве белка-ассистеша фолдинга.

Опыт использования данных белков-ассистентов фолдинга будет несомненно востребован в биотехнологии, равно как и разработанная нами методика экспрессии и очистки получаемых с их помощью химерных белков.

В качестве целевого белка - модели нами был выбран фибриллярный адгезии бактериофага Т4 - белок gp37, играющий ключевую роль на начальной стадии фаговой инфекции. Он узнает специфические белковые рецепторы на поверхности внешней мембраны кишечной палочки E.coli. Исследование функционально важного участка gp37, определение его структуры и механизма взаимодействия с рецепторами E.coli представляет несомненный интерес как с фундаментальной точки зрения - для более глубокого понимания процесса фаговой инфекции, так и с практической -например, для разработки тест-систем для типирования и детекции бактерий, а также биосенсоров.

Для контроля биологической функциональности получаемых продуктов экспрессии нами была разработана новая методика оценки нативности рекомбинантных адгезинов бактериофагов in vivo, на примере белка-адгезина фага Т4 gp37.

ОБЗОР ЛИТЕРАТУРЫ

1. Гстерологнческая экспрессия белков в системе E.coli

Для гетерологической продукции рекомбинантных белков в научных, медицинских и промышленных целях применяется отработанная система экспрессии в энтеробактерии Escherichia coli. Благодаря высокому выходу продукции, невысокой стоимости и хорошо отлаженным технологиям экспрессии в экспрессионной системе E.coli было получено множество рекомбинантных белков [1-4]. Однако, исследователи зачастую сталкиваются с проблемой образования нерастворимых белковых агрегатов - тел включения. Для проявления биологической активности рекомбинангные белки должны принять свою специфическую нативную трехмерную конформацию (фолд), обусловленную первичной и вторичной структурами белка. Фолдинг белка - спонтанный процесс, движимый разницей в энергии Гиббса между нативпым и развернутым (денатурированным) состояниями белка. Фолдинг белка может быть очень эффективным процессом, и некоторые белки могут принимать нативную конформацию в течение миллисекунд, то есть фактически быстрее, чем происходит биосинтез на рибосоме. Обычно, впрочем, фолдинг происходит намного медленнее в связи с тем, что включает в себя и медленные этапы, например, изомеризацию пролина [2]. В действительности реакция изомеризации пролина ферментами клетки может длиться от нескольких минут до нескольких часов, так как она включает вращение вокруг частично двойной связи [5, 6]. В цитозоле E.coli рекомбинангные белки, в том числе и бактериальной природы, нередко не могут достаточно быстро принять нужный фолд, и образуют тела включения или нерастворимые агрегаты [2]. Образование тел включения in vivo происходит в силу того, что в гетерологической среде полипептидные цепи синтезируются постоянно и агрегируют из-за неспецифических взаимодействий между частично уложенными интермедиатами рекомбинантных белков и белков клетки-хозяина [7]. Фибриллярные белки, в силу периодичности последовательности полипептида, особенно склонны к агрегации [2, 4].

В литературе описано множество подходов к получению рекомбинантных белков в растворимом виде, основные из которых представлены на рисунке 1. Их можно разделить на две группы: рефолдинг целевых белков из тел включения, и модификация экспрессиониой стратегии.

Последовательность

ДНК \

Тела включения

Рефолдинг

Модификация экспрессиониой стратегии

Без изменения последовательности гена:

• варьирование температуры экслроссии

• варьирование экспрессионных штаммов варьирование экспроссиамных сред

• регулирование уровня транскрипции < совместная экспрессия с шалоромзми

• включений тРНК комплементарных плаз мид

С изменением последовательности гена:

• экспрессия фрагментов гена

• создание химерных конструкций

• стабилизации мРНК

• скрининг растворимых вариантов

• альтернативные технологии

Рисунок 1. Основные подходы получения растворимых рекомбинантных белков при экспрессии в E.coli.

Заключение диссертации по теме «Биохимия», Чупров-Неточин, Роман Николаевич

выводы

- Использование в генной инженерии тримеризационных доменов фагового происхождения способствует корректному фолдингу тримерных рекомбинантных белков.

- Получены биологически активные препараты нативных рекомбинантных фаговых белков, что подтверждается различными биохимическими и физико-химическими методами.

- Посредством физико-химических методов и компьютерного моделирования, подтверждена ожидаемая конформация экспрессируемых в Escherichia coli целевых фибриллярных белков.

- Отработанная система экспрессии и очистки белков перспективна для непосредственного использования в биотехнологии.

Список литературы диссертационного исследования кандидат биологических наук Чупров-Неточин, Роман Николаевич, 2012 год

1. Sorensen, H.P. and K.K. Mortensen, Advanced genetic strategies for recombinant protein expression in Escherichia coli. Journal of Biotechnology, 2005. 115(2): p. 113-128.

2. Baneyx, F. and M. Mujacic, Recombinant protein folding and misfolding in Escherichia coli. Nat Biotechnol, 2004. 22(11): p. 1399-408.

3. Eiteman, M.A. and E. Altman, Overcoming acetate in Escherichia coli recombinant protein fermentations. Trends in Biotechnology, 2006. 24(11): p. 530-536.

4. De Bernárdez Clark, E., et al., Oxidative renaturation of hen egg-white lysozyme. Folding vs aggregation. Biotechnol Prog, 1998. 14(1): p. 47-54.

5. Schmid, F.X., Prolyl isomerases. Advan. Protein Chem., 2002. 59: p. 243-282.

6. Schmid, F.X., et al., Prolyl isomerases: role in protein folding. Advan. Protein Chem., 1993.44: p. 25-66.

7. Young, J.C., et al., Pathways of chaperone-mediated protein folding in the cytosol. Nat Rev Mol Cell Biol, 2004. 5(10): p. 781-91.

8. Schein, C.H., Production of soluble recombinant proteins in bacteria. Nature Biotechnology, 1989. 7(11): p. 1141-1149.

9. Vasina, J.A. and F. Baneyx, Expression of Aggregation-Prone Recombinant Proteins at Low Temperatures: A Comparative Study of theEscherichia coli cspAandtacPromoter Systems. Protein Expression and Purification, 1997. 9(2): p. 211-218.

10. Kiefhaber, T., et al., Protein aggregation in vitro and in vivo: a quantitative model of the kinetic competition between folding and aggregation. Nature Biotechnology, 1991. 9(9): p. 825-829.

11. Chesshyre, J.A. and A.R. Hipkiss, Low temperatures stabilize interferon a-2 against proteolysis in Methylophilus methylotrophus and Escherichia coli. Applied microbiology and biotechnology, 1989.31(2): p. 158-162.

12. Mogk, A., M.P. Mayer, and E. Deuerling, Mechanisms of protein folding: molecular chaperones and their application in biotechnology. Chembiochem, 2002. 3(9): p. 807814.

13. Ferrer, M., et al., Chaperonins govern growth of Escherichia coli at low temperatures. Nature Biotechnology, 2003. 21(11): p. 1266.

14. Ferrer, M., et al., Expression of a temperature-sensitive esterase in a novel chaperone-based Escherichia coli strain. Applied and environmental microbiology, 2004. 70(8): p. 4499-4504.

15. Miroux, B. and J.E. Walker, Over-production of proteins in Escherichia coli: mutant hosts that allow synthesis of some membrane proteins and globular proteins at high levels. Journal of molecular biology, 1996. 260(3): p. 289-298.

16. Steinfels, E., et al., Highly efficient over-production in E. coli ofYvcC, a multidrug-like ATP-binding cassette transporter from Bacillus subtilis. Biochimica et Biophysica Acta (BBA)-Biomembranes, 2002.1565(1): p. 1-5.

17. Smith, V.R. and J.E. Walker, Purification and folding of recombinant bovine oxoglutarate/malate carrier by immobilized metal-ion affinity chromatography. Protein Expression and Purification, 2003. 29(2): p. 209-216.

18. Arechaga, I., et al., Over-expression of Escherichia coli FIFo-ATPase subunit a is inhibited by instability of the uncB gene transcript. FEBS Letters, 2003. 547(1-3): p. 97100.

19. Lehmann, K., et al., High-yield expression in Escherichia coli, purification, and characterization of properly folded major peanut allergen Ara h 2. Protein Expression and Purification, 2003. 31(2): p. 250-259.

20. Premkumar, L., et al., An unusual halotolerant a-type carbonic anhydrase from the alga Dunaliella salina functionally expressed in Escherichia coli. Protein Expression and Purification, 2003. 28(1): p. 151-157.

21. Bessette, P.H., et al., Efficient folding of proteins with multiple disulfide bonds in the Escherichia coli cytoplasm. Proceedings of the National Academy of Sciences, 1999. 96(24): p. 13703.

22. Weickert, M.J., et al., A mutation that improves soluble recombinant hemoglobin accumulation in Escherichia coli in heme excess. Applied and environmental microbiology, 1999. 65(2): p. 640-647.

23. Deucrling, E., et al., Trigger factor and DnaK possess overlapping substrate pools and binding specificities. Molecular microbiology, 2003. 47(5): p. 1317-1328.

24. Schlieker, C., B. Bukau, and A. Mogk, Prevention and reversion of protein aggregation by molecular chaperones in the< i> E. coli</i> cytosol: implications for their applicability in biotechnology. Journal of Biotechnology, 2002. 96(1): p. 13-21.

25. Kuczynska-Wisnik, D., et al., The Escherichia coli small heat-shock proteins IbpA and IbpB prevent the aggregation of endogenous proteins denatured in vivo during extreme heat shock. Microbiology, 2002. 148(6): p. 1757-1765.

26. Kitagawa, M., et al., Escherichia coli small heat shock proteins, IbpA and IbpB, protect enzymes from inactivation by heat and oxidants. European Journal of Biochemistry, 2002. 269(12): p. 2907-2917.

27. Ikura, K., et al., Co-overexpression of folding modulators improves the solubility of the recombinant guinea pig liver transglutaminase expressed in Escherichia coli. Preparative Biochemistry and Biotechnology, 2002. 32(2): p. 189-205.

28. Nishihara, K., et al., Overexpression of trigger factor prevents aggregation of recombinant proteins in Escherichia coli. Applied and environmental microbiology, 2000. 66(3): p. 884-889.

29. Sorensen, H.P. and K.K. Mortensen, Soluble expression of recombinant proteins in the cytoplasm of Escherichia coli. Microbial cell factories, 2005. 4(1): p. 1.

30. Dale, G.E., et al., Improving protein solubility through rationally designed amino acid replacements: solubilization of the trimethoprim-resistant type SI dihydrofolate reductase. Protein engineering, 1994. 7(7): p. 933-939.

31. Farinas, E.T., T. Bulter, and F.H. Arnold, Directed enzyme evolution. Current Opinion in Biotechnology, 2001. 12(6): p. 545-551.

32. Jacquet, A., et al., Expression of a Recombinant Toxoplasma gondii ROP2 Fragment as a Fusion Protein in Bacteria Circumvents Insolubility and Proteolytic Degradation. Protein Expression and Purification, 1999.17(3): p. 392-400.

33. Davis, G.D., et al., New fusion protein systems designed to give soluble expression in Escherichia coli. Biotechnol Bioeng, 1999. 65(4): p. 382-8.

34. Kapust, R.B. and D.S. Waugh, Escherichia coli maltose-binding protein is uncommonly effective at promoting the solubility ofpolypeptides to which it is fused. Protein Sei, 1999. 8(8): p. 1668-74.

35. Sorensen, H.P., H.U. Sperling-Petersen, and K.K. Mortensen, A favorable solubility partner for the recombinant expression of streptavidin. Protein Expression and Purification, 2003. 32(2): p. 252-259.

36. Waldo, G.S., et al., Rapid protein-folding assay using green fluorescent protein. Nat Biotechnol, 1999. 17(7): p. 691-5.

37. Baneyx, F., Recombinant protein expression in Escherichia coli. Current Opinion in Biotechnology, 1999.10(5): p. 411-421.

38. Stevens, R.C., Design of high-throughput methods of protein production for structural biology. Structure, 2000. 8(9): p. R177-R185.

39. Smith, D.B. and K.S. Johnson, Single-step purification of polypeptides expressed in Escherichia coli as fusions with glutathione S-transferase. Gene, 1988. 67(1): p. 31-40.

40. LaVallie, E.R., et al., A thioredoxin gene fusion expression system that circumvents inclusion body formation in the E. coli cytoplasm. Biotechnology (N Y), 1993. 11(2): p. 187-193.

41. Eliseev, R., A. Alexandrov, and T. Gunter, High-yield expression and purification of p!8 form of Bax as an MBP-fusion protein. Protein Expression and Purification, 2004. 35(2): p. 206-209.

42. Smyth, D.R., et al., Crystal structures offusion proteins with large-affinity tags. Protein science, 2003.12(7): p. 1313-1322.

43. Goh, L.L., et al., Soluble expression of a functionally active Plasmodium falciparum falcipain-2 fused to maltose-binding protein in Escherichia coll Protein Expression and Purification, 2003. 32(2): p. 194-201.

44. Pedelacq, J.D., et al., Engineering and characterization of a superfolder green fluorescent protein. Nat Biotechnol, 2006. 24(1): p. 79-88.

45. Tdcno, A., et al., Expression of foreign proteins in Escherichia coli by fusing with an archaeal FK506 binding protein. Applied microbiology and biotechnology, 2004. 64(1): p. 99-105.

46. Scholz, С., et al., Functional Solubilization of Aggregation-prone HIV Envelope Proteins by Covalent Fusion with Chaperone Modules. Journal of Molecular Biology, 2005. 345(5): p. 1229-1241.

47. Han, K.Y., et al., Solubilization of aggregation-prone heterologous proteins by covalent fusion of stress-responsive Escherichia coli protein, SlyD. Protein Eng Des Sei, 2007. 20(11): p. 543-9.

48. Scholz, С., et al., SlyD proteins from different species exhibit high prolyl isomerase and chaperone activities. Biochemistry, 2006. 45(1): p. 20-33.

49. Bhardwaj, A., et al., Foldon-guided self-assembly of ultra-stable protein fibers. Protein Sei, 2008. 17(9): p. 1475-85.

50. Tao, Y., et al., Structure of bacteriophage T4 fibritin: a segmented coiled coil and the role of the C-terminal domain. Structure, 1997. 5(6): p. 789-98.

51. Летаров, A.B., et al., Карбоксиконцевой домен инициирует тримеризацию и фолдинг фибритина бактериофага Т4. Биохимия, 1999. 64: р. 817-823.

52. Boudko, S.P., et al., Domain organization, folding and stability of bacteriophage T4 fibritin, a segmented coiled-coilprotein. Eur J Biochem, 2002. 269(3): p. 833-41.

53. Miroshnikov, K.A., et al., Engineering trimeric fibrous proteins based on bacteriophage T4 adhesins. Protein Eng, 1998. 11(4): p. 329-32.

54. Мирошников, K.A., et al., Трансформация beta-структурного фрагмента адгезина бактериофага Т4 в а1рНа-спиральный стабильный /пример. Биохимия, 2000. 65: р. 1600-1606.

55. Frank, S., et al., Stabilization of short collagen-like triple helices by protein engineering. Journal of Molecular Biology, 2001. 308(5): p. 1081-1089.

56. Stetefeld, J., et al., Collagen stabilization at atomic level: crystal structure of designed (GlyProPro) 1 Ofoldon. Structure, 2003. 11(3): p. 339-46.

57. Yang, X., et al., Highly stable trimers formed by human immunodeficiency virus type 1 envelope glycoproteins fused with the trimeric motif of T4 bacteriophage fibritin. J Virol, 2002. 76(9): p. 4634-42.

58. Sissoeff, L., et al., Stable trimerization of recombinant rabies virus glycoprotein ectodomain is required for interaction with the p75NTR receptor. J Gen Virol, 2005. 86(Pt 9): p. 2543-52.

59. Papanikolopoulou, K., et al., Formation of highly stable chimeric trimers by fusion of an adenovirus fiber shaft fragment with the foldon domain of bacteriophage t4 fibritin. J Biol Chem, 2004. 279(10): p. 8991-8.

60. Papanikolopoulou, K., et al., Adenovirus Fibre Shaft Sequences Fold into the Native Triple Beta-Spiral Fold when N-terminally Fused to the Bacteriophage T4 Fibritin Foldon Trimerisation Motif. Journal of Molecular Biology, 2004. 342(1): p. 219-227.

61. Papanikolopoulou, K., M.J. Raaij, and A. Mitraki, Creation of Hybrid Nanorods From Sequences of Natural Trimeric Fibrous Proteins Using the Fibritin Trimerization Motif2008. p. 15-33.

62. Seo, H.-S., et al., Functional fusion mutant of Candida antarctica lipase B (CalB) expressed in Escherichia coli. Biochimica et Biophysica Acta (BBA) Proteins & Proteomics, 2009. 1794(3): p. 519-525.

63. Weininger, U., et al., NMR Solution Structure of SlyD from Escherichia coli: Spatial Separation of Prolyl Isomerase and Chaperone Function. Journal of Molecular Biology,2009. 387(2): p. 295-305.

64. Roof, W.D. and R. Young, Phi XI74 lysis requires slyD, a host gene which is related to the FKBP family of peptidyl-prolyl cis-trans isomerases. FEMS Microbiol Rev, 1995. 17(1-2): p. 213-8.

65. Roof, W.D., et al., Mutational analysis of slyD, an Escherichia coli gene encoding a protein of the FKBP immunophilin family. Mol Microbiol, 1997. 25(6): p. 1031-46.

66. Bernhardt, T.G., W.D. Roof, and R. Young, The Escherichia coli FKBP-type PPIase SlyD is required for the stabilization of the E lysis protein of bacteriophage phi XI74. Mol Microbiol, 2002. 45(1): p. 99-108.

67. Mendel, S., et al., Interaction of the transmembrane domain of lysis protein E from bacteriophage phiXl 74 with bacterial translocase MraY and peptidyl-prolyl isomerase SlyD. Microbiology, 2006. 152(Pt 10): p. 2959-67.

68. Roof, W.D., et al., slyD, a host gene required for phi X174 lysis, is related to the FK506-binding protein family of peptidyl-prolyl cis-trans-isomerases. J Biol Chem, 1994. 269(4): p. 2902-10.

69. Martino, L., et al., The interaction of the Escherichia coli protein SlyD with nickel ions illuminates the mechanism of regulation of its peptidyl-prolyl isomerase activity. FEBS J, 2009.276(16): p. 4529-44.

70. Mitterauer, T., et al., Metal-dependent nucleotide binding to the Escherichia coli rotamase SlyD. Biochem J, 1999. 342 ( Pt 1): p. 33-9.

71. Hottenrott, S., et al., The Escherichia coli SlyD is a metal ion-regulated peptidyl-prolyl cis/trans-isomerase. J Biol Chem, 1997. 272(25): p. 15697-701.

72. Zhang, J.W., et al., A role for SlyD in the Escherichia coli hydrogenase biosynthetic pathway. J Biol Chem, 2005. 280(6): p. 4360-6.

73. Hesterkamp, T., et al., Escherichia coli trigger factor is a prolyl isomerase that associates with nascent polypeptide chains. Proc Natl Acad Sei USA, 1996. 93(9): p. 4437-41.

74. Patzelt, H., et al., Binding specificity of Escherichia coli trigger factor. Proc Natl Acad Sei U S A, 2001. 98(25): p. 14244-9.

75. Leach, M.R., J.W. Zhang, and D.B. Zamble, The role of complex formation between the Escherichia coli hydrogenase accessory factors HypB and SlyD. J Biol Chem, 2007. 282(22): p. 16177-86.

76. Mukherjee, S., A. Shukla, and P. Guptasarma, Single-step purification of a protein-folding catalyst, the SlyD peptidyl prolyl isomerase (PPI), from cytoplasmic extracts of Escherichia coli. Biotechnol Appl Biochem, 2003. 37(Pt 2): p. 183-6.

77. Wülfing, C., J. Lombardero, and A. Pluckthun, An Escherichia coli protein consisting of a domain homologous to FK506-binding proteins (FKBP) and a new metal binding motif. J Biol Chem, 1994. 269(4): p. 2895-901.

78. Knappe, T.A., et al., Insertion of a Chaperone Domain Converts FKBP12 into a Powerful Catalyst of Protein Folding. Journal of Molecular Biology, 2007. 368(5): p. 1458-1468.

79. Graubner, W., A. Schierhorn, and T. Bruser, DnaKplays a pivotal role in Tat targeting of CueO and functions beside SlyD as a general Tat signal binding chaperone. J Biol Chem, 2007. 282(10): p. 7116-24.

80. Kanamaru, S., et al., Structure of the cell-puncturing device of bacteriophage T4. Nature, 2002. 415(6871): p. 553-7.

81. Nakagawa, II., F. Arisaka, and S. Ishii, Isolation and characterization of the bacteriophage T4 tail-associated lysozyme. J Virol, 1985. 54(2): p. 460-6.

82. Rossmann, M.G., et al., The bacteriophage T4 DNA injection machine. Curr Opin Struct Biol, 2004.14(2): p. 171-80.

83. Leiman, P.G., et al., Three-dimensional rearrangement of proteins in the tail of bacteriophage T4 on infection of its host. Cell, 2004. 118(4): p. 419-29.

84. Wood, W.B., Undelivered summary remarks for the 1974 Squaw Valley meeting on assembly mechanisms. J Supramol Struct, 1974. 2(2-4): p. 512-4.

85. Hohn, B., et al., Phage lambda DNA packaging, in vitro. J Supramol Struct, 1974. 2(2-4): p. 302-17.

86. Kaiser, D., M. Syvanen, and T. Masuda, Processing and assembly of the head of bacteriophage lambda. J Supramol Struct, 1974. 2(2-4): p. 318-28.

87. Kikuchi, Y. and J. King, Genetic control of bacteriophage T4 baseplate morphogenesis. I. Sequental assambly of the major precursor, in vivo and in vitro. J. Mol. Biol., 1975. 99: p. 645-672.

88. Eisrling, F.A. and L.W. Black, Pathway in T4 morphogenesis in Molecular biology of bacteriophage T4 (eel. J. Karam). American Society for Microbiology. Washington, D.C., 1994: p. 209-212.

89. Kutter, E., G. Mosig, and . Genomic maps of bacteriophage T4 in Genetic Maps. Cold Spring Harbor Laboratory Press: Cold Spring Harbor, 1993: p. 1-27.

90. Bradley, D.E., The structure ofcoliphages. J. Gen. Microbiol., 1963. 31: p. 435-445.

91. Edgar, R.S. and I. Liclausis, Temperature-sensitive mutants of bacteriophage T4D: their isoltion and genetic characterization. Genetics, 1964. 52: p. 649-660.

92. Epstein, R.H., et al., Physiological studies of conditional lethal mutants of bacteriophage T4D. Cold Spring Harbor Symp. Quant. Biol., 1964. 28: p. 375-392.

93. Kellenberger, E., et al., Functiones and properties related to the tail fibers of bacteriophage T4. Virology, 1965. 26: p. 419-440.

94. Yanagida, M. and C. Ahmad-Zadeh, Determination of gene product positions in bacteriophage T4 by specific antibody association. J Mol Biol., 1970. 51: p. 411-21.

95. Cummins, D.J., V.A. Chapman, and S.S. De Long, Disruption ofT-even bacteripohage by dimeilsulfoxid. J. Virol., 1968. 2: p. 610-617.

96. Van Vunakis, II., W.K. Baker, and K. Brown, Structural studies on the protein of bacteriophages. I. Alkaline dissociation of the protein coat "ghost" of bacteriophage T2. Virology, 1958: p. 327-332.

97. Williams, R.C. and D. Fraser, Structural and functional differentiation in T2 bacteripohage. Virology, 1956. 2: p. 289-297.

98. Edgar, R.S. and W.B. Wood, Morphogenesis of bacteriophage T4 in extracts of mutant-infected cells. Proc. Nat. Acad. Sci. USA, 1966. 55: p. 498-505.

99. Wood, W.B., Bacteriophage T4 morphogenesis as a model for assembly of subcellular structure. Q. Rev. Biol., 1980. 55: p. 353-367.

100. Edgar, R.S. and I. Lielausis, Some steps in the assambly of bacteriophage T4. J. Mol. Biol., 1968. 32: p. 263-271.

101. King, J., Bacteriophage T4 tail assembly: four steps in core formation. J. Mol. Biol., 1971. 58: p. 693-709.

102. Wood, W.B., Bacteriophage T4 assambly and the morphogenesis of subcellular structure. Harvey Lect., 1979. 73: p. 203-223.

103. Laemmli, U.K., J.R. Paulson, and J. Hitchins, Maturation of the head of bacteriophage T4. J. Supramol. Struct, 1974. 2: p. 276-301.

104. Black, L.W., M.K. Shovve, and A.C. Steven, Morphogenesis of the T4 head in Molecular biology of bacteriophage T4 (ed. J. Karam). American Society for Microbiology. Washington, D.C., 1994: p. 218-258.

105. Kellenberger, E., Studies on the morphogenesis of the head of phage T-even. V. The components of the T4 capsid and of other, capsid-related structures. Virology, 1968. 34: p. 549-61.

106. Kikuchi, Y. and J. King, Genetic control of bacteriophage T4 baseplate morphogenesis. II. Mutants unable to form the central part of the baseplate. J. Mol. Biol., 1975. 99: p. 673-694.

107. Kikuchi, Y. and J. King, Genetic control of bacteriophage T4 baseplate morphogenesis. III. Formation of the central plug and overall assembly pathway. J. Mol. Biol., 1975.99: p. 695-716.

108. Meezan, E. and W.B. Wood, The sequence of gene product interaction in bacteriophage T4 tail core assembly. J. Mol. Biol., 1971. 58: p. 685-692.

109. King, J., Assembly of the tail of bacteriophage T4. J. Mol. Biol., 1968. 32: p. 231-262.

110. King, J. and N. Mykolajewycz, Bacteriophage T4 tail assembly: proteins of the sheath, core and baseplate. J. Mol. Biol., 1973. 75: p. 339-358.

111. Kostyuchenko, V.A., et al., Three-dimensional structure of bacteriophage T4 baseplate. Nat Struct Biol, 2003. 10(9): p. 688-93.

112. Crowther, R.A., et al., Molecular reorganization in the hexagon to star transition of the baseplate of bacteriophage T4. J Mol Biol, 1977. 116(3): p. 489-523.

113. Liljas, L., Virus assembly. Curr Opin Struct Biol, 1999. 9(1): p. 129-34.

114. Thomassen, E., et al., The structure of the receptor-binding domain of the bacteriophage T4 short tail fibre reveals a knitted trimeric metal-binding fold. J Mol Biol, 2003.331(2): p. 361-73.

115. Crowther, R.A., Mutants of bacteriophage T4 that produce infective fibreless particles. J Mol Biol, 1980.137(2): p. 159-74.

116. Kostyuchenko, V.A., et al., The structure of bacteriophage T4 gene product 9: the trigger for tail contraction. Structure, 1999. 7(10): p. 1213-22.

117. Yamamoto, M. and H. Uchida, Organizaton and function of the tail of bacteriophage T4. Structural control of the tail contraction. J. Mol. Biol., 1973. 92: p. 207 223.

118. Yamamoto, M. and H. Uchida, Organization and function of bacteriophage T4 tail. Isolation of heat-sensitive mutations. Virology 1973. 52: p. 234-245.

119. Simon, L.D., J.G. Swan, and J.E. Flatgaart, Functional defects in T4 bacteriophage lacking the gene 11 and 12 products. Virology, 1970. 41: p. 77-90.

120. Crawford, J.T. and E.B. Goldberg, The effect of baseplate mutation on the requirement for tail-fiber binding for irreversible adsorption on bacteriophage T4. J. Mol. Biol.,1977. Ill: p. 305 -313.

121. Beckendorf, S.K., Structure of bacteriophage T4 genes 37 and 38. J.Mol.Biol., 1973. 73: p. 17-35.

122. Dawes, J., Characterization of bacteriophage T4 receptor site. Nature, 1975. 256: p. 332-338.

123. Brenner, F., G. Stuisiunger, and R.W. Hoene, Structural components of bacteriophage T4. J.Mol.Biol., 1959. 1: p. 281-292.

124. Голицына, H.JI., et al., Выделение биологически активных половинок длинных хвостовых фибрилл и бакенбард бактериофага Т4. Биол. Науки, 1983. 114: р. 2732.

125. Селиванов, Н.А., et al., Структура и регуляция сборки фибриллярных белков бактериофага Т4. Выделение и спектральные свойства длинных хвостовых фибрил. Молек. биология, 1987. 21: р. 1258 1267.

126. Wood, W.B., F.A. Eiserling, and R.A. Crowther, Long tail fibers: genes, proteins, structure, and assembly" in Bacteriophage T4 (Karam J.D., ed.). American society for microbiology, Washington D.C., 1994: p. 282-290.

127. Earnshaw, W.G., E.B. Goldberg, and E.A. Crowther, The distal half of the tail fiber of the bacteriophage T4. Rigidly linked domains and cross b - structure. J. Mol. Biol., 1979. 132: p. 101-131.

128. Oliver, D.B. and R.A. Crowther, DNA sequence of the tail fibre genes 36 and 37 of bacteriophage T4. J. Mol. Biol., 1989. 153: p. 545 568.

129. Dickson, R.C., Assembly of bacteriophage T4. J.Mol. Biol., 1970. 53: p. 633-647.

130. Laemmli, U.K., Cleavage of structural protein during the assembly of the head of bacteriophage T4. Nature, 1970. 227: p. 680 685.

131. King, J. and U.K. Laemmli, Polypeptide of the tail fibres of bacteriophage T4. J. Mol. Biol., 1971. 62: p. 465-477.

132. Cerritelli, M.E., et al., Stoichiometry and domainal organization of the long tail-fiber of bacteriophage T4: a hinged viral adhes in. J. Mol. Biol., 1996. 260: p. 767-780.

133. Ward, S. and R.C. Dickson, Assembly of bacteriophage T4 tail fibers. Genetic control of the major tail fiber polypeptides. J. Mol. Biol., 1971. 62: p. 479 492.

134. Makhov, A.M., et al., Filamentous hemagluttinin of Bordetella pertussis: A bacterial adhesin formed as a 50-nm monomeric rigid rod based on a 19-residue repeat motif rich in beta-strands and turns. J.Mol.Biol., 1994. 241: p. 110-124.

135. Steinbacher, S., et al., Crystal structure ofP22 tailspike protein: inter digitated subunits in a thermostable trimer. Science, 1994. 265: p. 383-386.

136. Stouten, P.F.W., et al., New triple-helical model for the shaft of the adenovirus fibre. J. Mol. Biol., 1992. 226: p. 1073-1084.

137. Makhov, A.M., et al., The short tail fiber of bacteriophage T4: Molecular structure and a mechanism for its conformational transition. Virology, 1993. 194: p. 117- 127.

138. Michel, C.J., et al., A remarkable amino acid sequence homology between a phage T4 tail fibre protein and ORF314 of phage lambda located in the tail operon. Genetics, 1986. 44: p. 147- 150.

139. Bartual, S.G., et al., Structure of the bacteriophage T4 long tail fiber receptor-binding tip. Proc Natl Acad Sei USA, 2010.107(47): p. 20287-92.

140. Montag, D., H. Schwarz, and U. Henning, Receptor-recognizing proteins T-even type bacteriophages. Constant and hypervariable regions and an unusual case of evolution. J. Mol. Biol., 1987.196: p. 165 174.

141. Tetart, F., et al., Bacteriophage T4 host range is expanded by duplications of a small domain of the tail fiber adhesin. J. Mol. Biol., 1996. 258: p. 726 731.

142. Trojet, S.N., et al., The gp38 Adhesins of the T4 Superfamily: A Complex Modular Determinant of the Phage's Host Specificity. Genome biology and evolution, 2011. 3: p. 674.

143. Sambrook, R. and D.W. Russel, Molecular Cloning: A Laboratory Manual 3d ed. Cold Spring Harbor, N.Y., Cold Spring Harbor Lab. Press, 2001.

144. Maniatis, T., Molecular cloning: a laboratory manual/J. Sambrook, EF Fritsch, T. Maniatis 1989: New York: Cold Spring Harbor Laboratory Press.

145. William Studier, F., et al., 6. Use of T7 RNA polymerase to direct expression of cloned genes. Methods in enzymology, 1990. 185: p. 60-89.

146. Cleveland, D.W., et al., Peptide mapping by limited proteolysis in sodium dodecyl sulfate and analysis by gel electrophoresis. Journal of Biological Chemistry, 1977. 252(3): p. 1102.

147. Provencher, S.W. and J. Glockner, Estimation of globular protein secondary structure from circular dichroism. Biochemistry, 1981. 20(1): p. 33-7.

148. Venyaminov, S.Y., et al., Circular dichroic analysis of denatured proteins: inclusion of denatured proteins in the reference set. Analytical biochemistry, 1993. 214(1): p. 1724.

149. Sreerama, N. and R.W. Woody, A self-consistent method for the analysis of protein secondary structure from circular dichroism. Analytical biochemistry, 1993. 209(1): p. 32-44.

150. Lebowitz, J., M.S. Lewis, and P. Schuck, Modem analytical ultracentrifugation in protein science: a tutorial review. Protein science, 2002. 11(9): p. 2067-2079.

151. Timofeev, V., et al., X-ray investigation of gene-engineered human insulin crystallized from a solution containing polysialic acid. Acta Crystallographica Section F: Structural Biology and Crystallization Communications, 2010. 66(3): p. 259-263.

152. Svergun, D., A. Semenyuk, and L. Feigin, Small-angle-scattering-data treatment by the regularization method. Acta Crystallographica Section A: Foundations of Crystallography, 1988. 44(3): p. 244-250.

153. Chertkov, O., et al., Properties of the peptidoglycan-degrading enzyme of the Pseudomonas aeruginosa UPMG1 bacteriophage. Russian Journal of Bioorganic Chemistry, 2011. 37(6): p. 732-738.

154. Kelley, L.A., R.M. MacCallum, and M.J.E. Sternberg, Enhanced genome annotation using structural profiles in the program 3D-PSSM. Journal of molecular biology, 2000. 299(2): p. 501-522.

155. Амарантов, С.В., Восстановление формы наночастгщы по решению прямой и обратной задач малоуглового рассеяния для единичного потенциала ограниченного в объеме тора. Журнал экспериментальной и теоретической физики, 2009. 135(4): р. 721-737.

156. Svergun, D.I., et al., New developments in direct shape determination from small-angle scattering 2. Uniqueness. Acta Crystallogr., 1996. 52: p. 419-426.

157. Svergun, D.I., Restoring low resolution structure of biological macromolecules from solution scattering using simulated annealing. Biophys J, 1999. 76(6): p. 2879-86.

158. Petoukhov, M.V. and D.I. Svergun, New methods for domain structure determination ofproteins from solution scattering data. Journal of applied crystallography, 2003. 36(3): p. 540-544.

159. Wriggers, W., Using Situs for the integration of multi-resolution structures. Biophysical reviews, 2010. 2(1): p. 21-27.