Изучение эволюционно-вариабельных участков β '-субъединиц бактериальных РНК-полимераз тема диссертации и автореферата по ВАК РФ 03.00.03, кандидат биологических наук Захарова, Наталья Александровна

• Захарова, Наталья Александровна
• кандидат биологических наук
• 1998

Оглавление диссертации кандидат биологических наук Захарова, Наталья Александровна

ОГЛАВЛЕНИЕ

ВВЕДЕНИЕ

ГЛАВА 1. ОБЗОР ЛИТЕРАТУРЫ

1.1. Общие сведения о структуре РНК-полимеразы Е. coli и стадиях транскрипционного цикла

1.2.а-субъединица РНК-полимеразы Е. coli

1.3. ß-субъединица РНК-полимеразы Е. coli

1.4. ß'-субъединица РНК-полимеразы Е. coli

1.5. a-70-субъединица РНК-полимеразы Е. coli

1.6. Заключение

ГЛАВА 2. МАТЕРИАЛЫ И МЕТОДЫ

2.1. Бактериальные штаммы

2.2. Источники препаратов геномной ДНК

2.3. Плазмиды

2.4. Питательные среды и условия выращивания бактерий

2.5. Компетентные клетки и трансформация бактерий

2.6. Выделение плазмидной и геномной ДНК

2.7. Использование ферментов в молекулярном клонировании

2.8. Денатурирующий электрофорез ДНК и выделение фрагментов ДНК из гелей

2.9. Денатурирующий электрофорез РНК

2.10. Денатурирующий электрофорез белков

2.11. Олигонуклеотиды и определение первичных последовательностей ДНК

2.12. Цепная полимеразная реакция (ЦПР)

2.13. Делеционный мутагенез гена гроС

2.14. Сборка РНК-полимеразы из отдельных субъединиц

2.15. Выделение РНК-полимеразы Н. pylori

2.16. Определение аминокислотной последовательности белка

2.17. Моноклональные антитела и иммуноблоттинг

2.18. Реакция транскрипции in vitro

2.19. Реакция абортивной инициации

2.20. Аффинное мечение РНК-полимеразы

ГЛАВА 3. РЕЗУЛЬТАТЫ И ОБСУЖДЕНИЕ

3.1. Изучение СООН-концевого эволюционно-вариабельного

района ß'-субъединицы РНК-полимеразы Е. coli

3.1.1. Получение делеций в вариабельном районе гена гроС Е. coli и картирование антигенной детерминанты моноклональных антител

3.1.2. Свойства гроС-мутантов in vivo

3.1.3. Сборка мутантных РНК-полимераз in vitro

3.1.4. Транскрипционная активность мутантных РНК-полимераз

3.1.5. Расщепление РНК-продукта в тройных элонгационных

комплексах мутантными ферментами

3.1.6. Влияние связывания антител с РНК-полимеразой на

реакцию транскрипции in vitro

3.2. Исследование структурной организации генов гроВ/С

e-группы протеобактерий

3.2.1. Филогенетический анализ участков стыковки генов гроВ и гроС из

s-группы протеобактерий

3.2.2. Выделение РНК-полимеразы Н. pylori

выводы

ЛИТЕРАТУРА

Введение диссертации (часть автореферата) на тему «Изучение эволюционно-вариабельных участков β '-субъединиц бактериальных РНК-полимераз»

ВВЕДЕНИЕ

Актуальность темы. ДНК-зависимая РНК-полимераза Escherichia coli играет центральную роль в процессе транскрипции генов бактерии. Это сложный белковый комплекс с молекулярным весом 450 кДа, состоящий из корфермента (а2(3р'), обладающего каталитической активностью, и ст-субъединицы, необходимой для специфичного узнавания промоторов и эффективной инициации транскрипции. Наши знания о функциональной роли различных участков субъединиц РНК-полимеразы весьма ограничены. Мультисубъединичное строение и большие размеры РНК-полимеразы затрудняют применение прямых структурных методов для изучения фермента. Использование рентгеноструктурного анализа пока дало лишь общую форму фермента (Polyakov et al., 1995).

Корфермент РНК-полимеразы может быть денатурирован до отдельных субъединиц и затем ренатурирован с сохранением ферментативной активности. Однако, отдельные субъединицы РНК-полимеразы не обладают каталитической активностью. Сведения о роли отдельных субъединиц получены в опытах по химическим сшивкам, аффинной модификации субстратами, а также в результате генетического анализа мутаций в генах, кодирующих субъединицы РНК-полимеразы, и изучения дефектов мутантных РНК-полимераз in vitro.

По современным представлениям, а-субъединица РНК-полимеразы принимает участие во взаимодействии с рядом факторов регуляции транскрипции. Димер а-субъединицы является первым компонентом при сборке фермента из

отдельных субъединиц. Кроме того, а-субъединица взаимодействует с участками промотора, расположенными за областью -35, и таким образом участвует в сайтспецифичном узнавании промотора.

Две самые большие ß- и ß'-субъединицы, не гомологичные между собой, являются наиболее эволюционно-консервативными среди субъединиц РНК-полимеразы. При сравнении аминокислотных последовательностей этих субъединиц q их гомологами из различных источников обнаруживается ряд почти инвариантных районов, которые чередуются с областями, значительно отличающимися по последовательности. Эволюционно-консервативные участки расположены в одинаковой последовательности у всех известных организмов, что позволяет предположить сходство в структурной организации всех РНК-полимераз.

Гены гроВ и гроС эубактерий и архебактерий, кодирующие соответственно ß- и ß'-подобные субъединицы РНК-полимеразы, организованы в оперон, причём гроВ всегда предшествует гроС. Однако, было обнаружено, что в геномах хлоропластов и цианобактерий гомологи ß'-субъединицы кодируются двумя генами (Xie et al., 1989; Hu et al., 1990; Bergsland et al., 1991), а в геномах некоторых архебактерий гомологи ß- и ß'-субъединиц кодируются двумя генами (Berghover et al., 1988; Puhler et al., 1989; Leffers et al., 1989). Следовательно, ß'-субъединицы хлоропластов и цианобактерий и каждая из ß- и ß'-субъединиц некоторых архебактерий представлены в виде двух отдельных полипептидов, независимо входящих в состав РНК-полимеразы. На основании данного факта возникло предположение о доменной организации ß-и ß'-субъединиц. Это предположение

было подтверждено экспериментально. Было показано, что все известные сайты разрывов в гомологах Р и Р' субъединиц, обнаруженные в различных организмах, могут быть искусственно представлены в РНК-полимеразе Е. coli, без потери функциональной активности in vitro (Severinov et al., 1996). По имеющимся в настоящее время данным, Р-субъединица состоит по крайней мере из четырёх, а Р' из трёх независимых доменов (Severinov et al., 1996).

р'-субъединица вовлечена в большинство функций РНК-полимеразы. Она участвует в организации каталитического центра фермента (Zaychikov et al., 1996, Mustaev et al., 1997), формирует один из центров связывания антибиотика стрептолидигина (Severinov et al., 1995, В). Мутации в р'-субъединице изменяют терминационные (Weilbaecher et al., 1994) и элонгационные свойства РНК-полимеразы (Heisler et al., 1996) и влияют на способность фермента взаимодействовать с факторами, регулирующими транскрипцию. В гене гроС получены точечные мутации, нарушающие каталитическую функцию фермента (Zaychikov et al., 1996), и мутация, значительно понижающая стабильность открытого промоторного комплекса (Heisler et al., 1996). СООН-концевой фрагмент Р'-субъединицы участвует во взаимодействии с фактором активации транскрипции бактериофага N4 (Miller et al., 1997).

Р-субъединица участвует в организации инициаторного центра фермента (Grachev et al., 1987 А, В) и формирует центры связывания антибиотиков рифампицина и стрептолидигина (Zillig et al., 1977) и эффектора строгого контроля ppGpp (Glass et al., 1986). Мутации в р-субъединице изменяют терминационные свойства РНК-полимеразы (Landick et al., 1990) и влияют на способность фермента

взаимодействовать с факторами, регулирующими транскрипцию. В гене гроВ получены точечные мутации, нарушающие переход фермента из стадии инициации в стадию элонгации транскрипции (Kashlev et al., 1990; Mustaev et al., 1991).

Систематическое получение мутаций в генах, кодирующих субъединицы РНК-полимеразы, и биохимический анализ мутантных ферментов позволят соотнести известные изменения в первичной последовательности этих субъединиц с функциональными дефектами мутантных РНК-полимераз. Это даст возможность смоделировать третичную структуру каждой из субъединиц в составе целого фермента и углубит наши знания о механизмах действия и регуляции РНК-полимеразы.

Цели работы и задачи исследования. Целью данной работы являлось

выяснение функциональной роли СООН-концевого эволюционно-вариабельного района Р'-субъединицы РНК-полимеразы Е. coli и структурной организации РНК-полимеразы патогенной желудочной бактерии Helicobacter pylori. В работе ставились следующие задачи: (а) картирование антигенной детерминанты и изучение механизма подавления транскрипции моноклональными антителами, взаимодействующими с Р'-субъединицей РНК-полимеразы Е. coli; (б) исследование функциональной роли протяжённого эволюционно-вариабельного района Р'-субъединицы при помощи делеционного мутагенеза и изучение свойств полученных мутантных ферментов in vitro; (в) выделение РНК-полимеразы из штамма 26695 Helicobacter pylori; (г) определение и сравнение последовательностей участков стыковки генов гроВС протеобактерий, родственных Helicobacter pylori. \

Научная новизна и практическая ценность работы. Показано, что протяжённый СООН-концевой эволюционно-вариабельный район ß'-субъединицы не является необходимым для основных каталитических функций РНК-полимеразы Е. coli in vitro. В гене гроС получен ряд перекрывающихся делеций, приводящих к уменьшению скорости элонгации транскрипции мутантными ферментами. Для одного из полученных мутантных ферментов показано, что делеция в вышеуказанном районе ß'-субъединицы понижает эффективность расщепления РНК-продукта в тройном элонгационном комплексе. Впервые выделена РНК-полимераза из патогенной желудочной бактерии Helicobacter pylori, и показано, что ß и ß'-субъединицы данного фермента представляют собой единый полипептид. Установлено, что слияние генов гроВС характерно для всех исследованных в данной работе бактерий, принадлежащих роду Helicobacter. Показано, что ß и ß'-субъединицы РНК-полимераз бактерий, принадлежащих родам Campylobacter и Arcobacter, кодируются двумя генами (гроВ и гроС), причём эти гены не разделены спейсером, как характерно для большинства изученных бактерий, а перекрываются.

Структура и объём работы. Диссертация состоит из введения, обзора литературы, материалов и методов, изложения полученных результатов и их обсуждения, выводов и списка цитируемой литературы. Работа изложена на 123 страницах машинописного текста и содержит 17 рисунков и 2 таблицы. Библиография включает в себя 158 названий, в том числе 4 русских и 154 иностранных.

Заключение диссертации по теме «Молекулярная биология», Захарова, Наталья Александровна

выводы

1. Протяжённый СООН-концевой эволюционно-вариабельный район ß'-субъединнцы не является необходимым для основных каталитических функций РНК-полимеразы Е. coli in vitro.

2. Показано, что делеционная мутация в эволюционно-вариабельном районе ß '-субъ единицы а) влияет на скорость элонгации транскрипции при низких (но не «нормальных») концентрациях НТФ за счёт удлинения пауз в определённых положениях ДНК-матрицы, но не влияет на переход фермента в арестованное состояние; б) на порядок уменьшает эффективность GreB-зависимого и GreB-независимого расщеплений РНК-продукта; в) уменьшает эффективность сшивания фактора расщепления РНК-продукта с фотоактивируемым аналогом рибонуклеинового основания, находящимся на 3'-конце РНК-продукта в тройном элонгационном комплексе, но не влияет на связывание фермента с фактором расщепления РНК-продукта.

3. Картированы антигенные детерминанты двух моноклональных антител Pynl и Руп4, взаимодействующих с ß'-субъединицей РНК-полимеразы Е. coli.

4. Изучен механизм действия моноклонального антитела Pynl, подавляющего активность РНК-полимеразы Е. coli. Показано, что подавление активности вызвано повышением в 20 раз кажущейся константы Михаэлиса для нуклеозидтрифосфатов - субстратов реакции.

5. Определена нуклеотидная последовательность участков стыковки генов гроВ и гроС протеобактерий s-группы. Показано, что слияние генов гроВ и гроС характерно для бактерий рода Helicobacter. Показано, что гроВ и гроС гены бактерий, принадлежащих родам Campylobacter и Arcobacter, в отличие от большинства известных гроВ и гроС генов бактерий, не разделены спейсером, а перекрываются, как соответствующие гены некоторых архебактерий.

6. Впервые выделена и частично охарактеризована РНК-полимераза из желудочной патогенной бактерии Helicobacter pylori. Доказано, что ß и ß'-субъединицы РНК-полимеразы данной бактерии представляют собой единый полипептид.

Список литературы диссертационного исследования кандидат биологических наук Захарова, Наталья Александровна, 1998 год

ЛИТЕРАТУРА

1. Грачёв, М. А., Лухтанов, Е. А., Мустаев, А. А., Рихтер, В. А., Рабинов, И. В. 1987, А. Локализация аминокислотного остатка Lys в участке последовательности РНК-полимеразы Е. coli, связывающем инициирующий субстрат. Биоорган. Химия 13: 552-555.

2. Грачёв, М. А., Лухтанов, Е. А., Мустаев, А. А., Абикаюмов, М. Н., Рабинов, И.

B. 1987, Б. Локализация аминокислотного остатка His в участке последовательности РНК-полимеразы Е. coli, связывающем инициирующий субстрат. Биоорган. Химия 13: 992-995.

3. Кашлев, М. В., Басс, И. А., Лебедев, А. Н., Каляева, Э. С., Никифоров, В. Г. 1989. Делеционно-инсерционное картирование области, не существенной для функционирования b'-субъединицы РНК-полимеразы Escherichia coli. Генетика 25: 396-405.

4. Лисицин, Н. А., Свердлов Е. Д., Моисеева, Е. П., Никифоров, В. Г. 1985. Локализация мутации, приводящей к устойчивости РНК-полимеразы Е. coli антибиотику стрептолидигину, в гене гроВ, кодирующем Ь'-субъединицу фермента. Биоорган. Химия 11: 132-134.

5. Akopyants, N. S., Clifton, S. W., Kersulyte, D., Crabtree, J. E., Youree, В. E,, Reece,

C. A„ Bukanov, N. O., Drazek, E. S., Roe, В. A„ Berg, D. E. 1998. Analyses of the cag pathogenicity island of Helicobacter pylori. Mol. Microbiol. 28: 37-53.

6. Ahearn, J. M. Jr., Bartoiomei, M. S., West, M. L., Cisek, L. J., Corden, J. L. 1987. Cloning and sequence analysis of the mouse genomic locus encoding the largest subunit of RNA polymerase II. J. Biol. Chem. 262: 10695-10705.

7. Aiyar, S. E., Juang, Y. L., Helmann, J. D., deHaseth, P. L. 1994. Mutations in sigma factor that affect the temperature dependence of transcription from a promoter, but not from a mismatch bubble in double-stranded DNA. Biochemistry 33: 1150111506.

8. Akhtar, A., Faye, G., Bentley, D. L. 1996. Distinct activated and non-activated RNA polymerase II complexes in yeast. EMBO J. 15: 4654-4664,

9. Allison, L. A., Moyle, M., Shales, M., Ingles, C. J. 1985. Extensive homology among the largest subunits of eukaryotic and prokaryotic RNA polymerases. Cell 42: 599610.

10. Archambault, J., Lacroute, F., Ruet, A., Friesen, J. D. 1992. Genetic interaction between transcription elongation factor TFIIS and RNA polymerase II. Mol. Cell. Biol. 12: 4142-4152.

11. Azuma, Y., Yamagishi, M., Ishihama, A. 1993. Subunits of the Schizosaccharomyces pombe RNA polymerase II: enzyme purification and structure of the subunit 3 gene. Nucleic Acids Res. 21: 3749-3754.

12. Bartoiomei, M. S., Corden, J. L. 1987. Localization of an alpha-amanitin resistance mutation in the gene encoding the largest subunit of mouse RNA polymerase II. Mol. Cell. Biol. 7: 586-594.

13. Bartoiomei, M. S., Corden, J. L. 1995. Clustered alpha-amanitin resistance mutations in mouse. Mol. Gen. Genet. 246: 778-782.

14. Berghofen B., Krockel, L., Kortner, C, Trass, M„ Schallenberg, J„ Klein, A. 1988. Relatedness of archaebacterial RNA polymerase core subunits to their eubacterial and eukaryotic equivalents. Nucleic Acids Res. 16: 8113-8128.

15. Bergsland, K. J., Haselkorn, R. 1991. Evolutionary relationships among eubacteria, cyanobacteria, and chloroplasts: evidence from the rpoCl gene of Anabaena sp. Strain PCC 7120. J. Bacteriol. 173: 3446-3455.

16. Bird, D. M., Riddle, D. L. 1989. Molecular cloning and sequencing of ama-1, the gene encoding the largest subunit of Caenorhabditis elegans RNA polymerase II. Mol. Cell. Biol. 9: 4119-4130.

17. Blatter, E. E„ Ross, W., Tang, H., Gourse, R. L„ Ebright, R. H. 1994. Domain organization of RNA polymerase alpha subunit: C-terminal 85 amino acids constitute a domain capable of dimerization and DNA binding. Cell 78: 889-896.

18. Borukhov, S., Severinov, K., Kashlev, M., Lebedev, A., Bass, I., Rowland, G. C., Lim, P. P., Glass, R. E., Nikiforov, V., Goldfarb, A,. 1991, A. Mapping of trypsin cleavage and antibody-binding sites and delineation of a dispensable domain in the beta subunit of Escherichia coli RNA polymerase. J. Biol. Chem. 266: 23921-23926.

19. Borukhov, S„ Lee, J., Goldfarb, A. 1991, B. Mapping of a contact for the RNA 3' terminus in the largest subunit of RNA polymerase. J. Biol. Chem. 266: 2393223935.

20. Borukhov, S., Goldfarb, A. 1993. Recombinant Escherichia coli RNA polymerase: purification of individually overexpressed subunits and in vitro assembly. Protein Expr.Purif. 4: 503-511.

21. Bremer, Dennis, Escherichia coli and Salmonella typhimurium. Cellular and Molekulur Biology. F. C. Neidhardt, Ed. (American Society for Microbiology, Washington DC, 1987), pp 1527-1542.

22. Buckle, M., Buc, H. 1989. Fine mapping of DNA single-stranded regions using base-specific chemical probes: study of an open complex formed between RNA polymerase and the lac UV5 promoter. Biochemistry 28: 4388-4396.

23. Buckle, M., Geiselmann, J., Kolb, A., Buc, H. 1991. Protein-DNA cross-linking at the lac promoter. Nucleic Acids Res. 19: 833-840.

24. Bukanov, N. O., Berg, D. E. 1994. Ordered cosmid library and high-resolution physical-genetic map of Helicobacter pylori strain NCTC11638. Mol. Microbiol. 11: 509-523.

25. Busby, S., Ebright, R. H. 1994. Promoter structure, promoter recognition, and transcription activation in prokaryotes. Cell 79: 743-746.

26. Chan, B., Minchin, S., Busby, S. 1990. Unwinding of duplex DNA during transcription initiation at the Escherichia coli galactose operon overlapping promoters. FEBS Lett. 267: 46-50.

27. Chen, Y., Weeks, J., Mortin, M. A., Greenleaf, A. L. 1993. Mapping mutations in genes encoding the two large subunits of Drosophila RNA polymerase II defines domains essential for basic transcription functions and for proper expression of developmental genes. Mol. Cell. Biol. 13: 4214-4222.

28. Chen, Y., Ebright, Y. W„ Ebright, R. H. 1994. Identification of the target of a transcription activator protein by protein-protein photocrosslinking. Science 265:9092.

29. Daniels, D., Zuber P., Losick, R. 1990. Two amino acids in an RNA polymerase sigma factor involved in the recognition of adjacent base pairs in the -10 region of a cognate promoter. Proc. Natl. Acad. Sei. U S A 87: 8075-8079.

30. Darst, S. A., Kubalek, E. W., Kornberg, R. D. 1989. Three-dimensional structure of Escherichia coli RNA polymerase holoenzyme determined by electron crystallography. Nature 340: 730-732.

31. Darst, S. A., Edwards, A. M., Kubalek, E. W„ Kornberg, R. D. 1991. Three-dimensional structure of yeast RNA polymerase II at 16 A resolution. Cell 66: 121128.

32. Dombroski, A. J., Walter, W. A., Record, M. T. Jr., Siegele, D. A., Gross, C. A. 1992. Polypeptides containing highly conserved regions of transcription initiation factor sigma 70 exhibit specificity of binding to promoter DNA. Cell 70: 501-512.

33. Dombroski, A. J., Walter, W. A., Gross, C. A. 1993. Amino-terminal amino acids modulate sigma-factor DNA-binding activity. Genes Dev. 7: 2446-55.

34. Ebright, R. H., Busby, S. 1995. The Escherichia coli RNA polymerase alpha subunit: structure and function. Curr. Opin. Genet. Dev. 5: 197-203.

35. Ettner, N„ Metzger, J. W., Lederer, T., Hulmes, J. D., Kisker, C., Hinrichs, W„ Ellestad, G. A., Hillen, W. 1995. Proximity mapping of the Tet repressor-tetracycline-Fe2+ complex by hydrogen peroxide mediated protein cleavage. Biochemistry 34: 22-31.

36. Gardella, T., Moyle, H., Susskind, M. M. 1989. A mutant Escherichia coli sigma 70 subunit of RNA polymerase with altered promoter specificity. J. Mol. Biol. 206: 579590.

37. Glass, R. E., Jones, S. T., Ishihama, A. 1986. Genetic studies on the beta subunit of Escherichia coli RNA polymerase. VII. RNA polymerase is a target for ppGpp. Mol. Gen. Genet. 203: 265-268.

38. Gralla, J. D., Carpousis, A. J., Stefano, J. E. 1980. Productive and abortive initiation of transcription in vitro at the lac UV5 promoter. Biochemistry 19: 5864-5869.

39. Gribskov, M., Burgess, R. R. 1983. Overexpression and purification of the sigma subunit of Escherichia coli RNA polymerase. Gene 26: 109-118.

40. Gross, C. A.., Lonetto, M., Losick, R. 1992. Bacterial sigma factors, p.129-176. Transcriptional regulation. Cold Spring Harbor Laboratory, Cold Spring Harbor, N.Y.

41. Guruge, J. L., Falk, P. G., Lorenz, R. G„ Dans, M„ Wirth, H. P., Blaser, M. J., Berg, D. E., Gordon, J. I. 1998. Epithelial attachment alters the outcome of Helicobacter pylori infection. Proc. Natl. Acad. Sei. USA 95: 3925-3930.

42. Hansen, U. M., McClure, W. R. 1980, A. Role of the sigma subunit of Escherichia coli RNA polymerase in initiation. I. Characterization of core enzyme open complexes. J. Biol. Chem. 255: 9556-9563.

43. Hansen, U. M., McClure, W. R. 1980, B. Role of the sigma subunit of Escherichia coli RNA polymerase in initiation. II. Release of sigma from ternary complexes. J. Biol. Chem. 255: 9564-9570.

44. Harley, C. B., Reynolds, R. P. 1987. Analysis of E. coli promoter sequences. Nucleic Acids Res. 15: 2343-2361.

45. Hayward, R. S., Igarashi, K., Ishihama, A. 1991. Functional specialization within the alpha-subunit of Escherichia coli RNA polymerase. J. Mol. Biol. 221: 23-29.

46. Hawley, D. K., McCIure, W. R. 1983. Compilation and analysis of Escherichia coli promoter DNA sequences. Nucleic Acids Res. 11: 2237-2255.

47. Heisler, L. M., Suzuki, H., Landick, R., Gross, C. A. 1993. Four contiguous amino acids define the target for streptolydigin resistance in the beta subunit of Escherichia coli RNA polymerase. J. Biol. Chem. 268: 25369-25375.

48. Heisler, L. M., Feng, G., Jin, D. J., Gross, C. A., Landick, R. 1996. Amino acid substitutions in the two largest subunits of Escherichia coli RNA polymerase that suppress a defective Rho termination factor affect different parts of the transcription complex. J. Biol. Chem. 271: 14572-14583.

49. Helmann, J. D., Chamberlin, M. J. 1988. Structure and function of bacterial sigma factors. Annu. Rev. Biochem. 57: 839-72.

50. Heyduk, T„ Heyduk, E„ Severinov, K„ Tang, H., Ebright, R. H. 1996. Determinants of RNA polymerase alpha subunit for interaction with beta, beta', and sigma subunits: hydroxyl-radical protein footprinting. Proc. Natl. Acad. Sci. U S A 93: 10162-10166.

51. Hilton, M. D„ Whiteley, H. R. 1985. UV cross-linking of the Bacillus subtilis RNA polymerase to DNA in promoter and non-promoter complexes. J. Biol. Chem. 260: 8121-8127.

52. Hinkle, D. C., Chamberlin, M. J. 1972. Studies of the binding of Escherichia coli RNA polymerase to DNA. I. The role of sigma subunit in site selection. J. Mol. Biol. 70: 157-185.

53. Honore, N., Bergh, S., Chanteau, S., Doucet-Populaire, F., Eiglmeier, K., Gamier, T., Georges, C., Launois, P., Limpaiboon, T., Newton, S. 1993. Nucleotide sequence of

the first cosmid from the Mycobacterium leprae genome project: structure and function of the Rif-Str regions. Mol. Microbiol. 7: 207-214.

54. Hu, J., Bogorad, L. 1990. Maize chloroplast RNA polymerase: the 180-, 120-, and 38-kilodalton polypeptides are encoded in chloroplast genes. Proc. Natl. Acad. Sci. U S A 87: 1531-1535.

55. Igarashi, K., Ishihama, A. 1991, A. Bipartite functional map of the E. coli RNA polymerase alpha subunit: involvement of the C-terminal region in transcription activation by cAMP-CRP. Cell 65: 1015-1022.

56. Igarashi, K., Fujita, N., Ishihama, A. 1991, B. Identification of a subunit assembly domain in the alpha subunit of Escherichia coli RNA polymerase. J. Mol. Biol. 218: 1-6.

57. Igarashi, K., Fujita, N., Ishihama, A. 1990. Sequence analysis of two temperature-sensitive mutations in the alpha subunit gene (rpoA) of Escherichia coli RNA polymerase. Nucleic Acids Res. 18: 5945-5948.

58. Ishihama, A. 1993. Protein-protein communication within the transcription apparatus. J. Bacteriol. 175: 2483-2489.

59. Jin, D. J., Gross, C. A. 1988. Mapping and sequencing of mutations in the Escherichia coli rpoB gene that lead to rifampicin resistance. J. Mol. Biol. 202: 45-58.

60. Jokerst, R. S„ Weeks, J. R„ Zehring, W. A., Greenleaf, A. L. 1989. Analysis of the gene encoding the largest subunit of RNA polymerase II in Drosophila. Mol. Gen. Genet. 215: 266-275.

61. Jones, C. H., Moran, C. P. Jr. 1992. Mutant sigma factor blocks transition between promoter binding and initiation of transcription. Proc. Natl. Acad. Sci. USA 89: 1958-1962.

62. Joyce, C. M., Steitz, T. A. 1994. Function and structure relationships in DNA polymerases. Annu. Rev. Biochem. 63: 777-822.

63. Juang, Y. L., Helmann, J. D. 1994. A promoter melting region in the primary sigma factor of Bacillus subtilis. Identification of functionally important aromatic amino acids. J. Mol. Biol. 235: 1470-88.

64. Karam, A. 1994. Molecular Biology of Bacteriophage T4. (American Society for Microbiology, Washington, D.C.)

65. Kashlev, M., Lee, J., Zalenskaya, K„ Nikiforov, V., Goldfarb, A. 1990. Blocking of the initiation-to-elongation transition by a transdominant RNA polymerase mutation. Science 248: 1006-1009.

66. Kawakami, K., Ishihama, A. 1980. Defective assembly of ribonucleic acid polymerase subunits in a temperature-sensitive alpha-subunit mutant of Escherichia coli. Biochemistry 19: 3491-3495.

67. Kimura, M., Fujita, N., Ishihama, A. 1994. Functional map of the alpha subunit of Escherichia coli RNA polymerase. Deletion analysis of the amino-terminal assembly domain. J. Mol. Biol. 242: 107-115.

68. Kimura, M., Ishihama, A. 1995, B. Functional map of the alpha subunit of Escherichia coli RNA polymerase: amino acid substitution within the amino-terminal assembly domain. J. Mol. Biol. 254: 342-349.

69. Kimura, M., Ishihama, A. 1995, B. Functional map of the aipha subunit of Escherichia coli RNA polymerase: insertion analysis of the amino-terminal assembly domain. J. Mol. Biol. 248: 756-67.

70. Kimura, M., Ishihama, A. 1996. Subunit assembly in vivo of Escherichia coli RNA polymerase: role of the amino-terminal assembly domain of alpha subunit. Genes Cells. 1:517-528.

71. Kolb, A., Igarashi, K., Ishihama, A., Lavigne, M., Buckle, M., Buc, H. 1993. E. coli RNA polymerase, deleted in the C-terminal part of its alpha-subunit, interacts differently with the cAMP-CRP complex at the lacPl and at the galPl promoter. Nucleic Acids Res. 21: 319-326.

72. Kolodziej, P. A., Young, R. A. 1991. Mutations in the three largest subunits of yeast RNA polymerase II that affect enzyme assembly. Mol. Cell. Biol. 11: 4669-4678.

73. Komissarova, N., Kashlev, M. 1997. Transcriptional arrest: Escherichia coli RNA polymerase translocates backward, leaving the 3' end of the RNA intact and extruded. Proc. Natl. Acad. Sci. U S A 94: 1755-1760.

74. Kong, X. P., Onrust, R., O'Donnell, M., Kuriyan, J. 1992. Three-dimensional structure of the beta subunit of E. coli DNA polymerase III holoenzyme: a sliding DNA clamp. Cell 69: 425-437.

75. Koulich, D„ Orlova, M., Malhotra, A., Sali, A., Darst, S. A., Borukhov, S. 1997. Domain organization of Escherichia coli transcript cleavage factors GreA and GreB. J. Biol. Chem. 272: 7201-7210.

76. Krishna, T. S., Kong, X. P., Gary, S., Burgers, P. M„ Kuriyan, J. 1994. Crystal structure of the eukaryotic DNA polymerase processivity factor PCNA. Cell 79: 1233-1243.

77. Kuldell, N., Hochschild, A. 1994. Amino acid substitutions in the -35 recognition motif of sigma 70 that result in defects in phage lambda repressor-stimulated transcription. J. Bacteriol. 176: 2991-2998.

78. Kumar, A., Grimes, B„ Fujita, N„ Makino, K., Malloch, R. A., Hayward, R. S., Ishihama, A. 1994. Role of the sigma 70 subunit of Escherichia coli RNA polymerase in transcription activation. J. Mol. Biol. 235: 405-413.

79. Lalo, D., Carles, C., Sentenac, A., Thuriaux, P. 1993. Interactions between three common subunits of yeast RNA polymerases I and III. Proc. Natl. Acad. Sci. USA 90: 5524-5548.

80. Landick, R., Stewart, J., Lee, D. N. 1990. Amino acid changes in conserved regions of the beta-subunit of Escherichia coli RNA polymerase alter transcription pausing and termination. Genes Dev. 4: 1623-1636.

81. Lee, A., O'Rourke, J., De Ungria, M. C., Robertson, B., Daskalopoulos, G., Dixon, M. F. 1997. A standardized mouse model of Helicobacter pylori infection: introducing the Sydney strain. Gastroenterology 112: 1386-1397.

82. Leffers, H., Gropp, F„ Lottspeich, F., Zillig, W„ Garrett, R. A. 1989. Sequence, organization, transcription and evolution of RNA polymerase subunit genes from the archaebacterial extreme halophiles Halobacterium halobium and Halococcus morrhuae. J. Mol. Biol. 206: 1-17.

83. Li, M., Moyle, H., Susskind, M. M. 1994. Target of the transcriptional activation function of phage lambda cl protein. Science 263: 75-77.

84. Lisitsyn, N. A., Sverdlov, E. D., Moiseyeva, E. P., Danilevskaya, O. N., Nikiforov, V. G. 1984. Mutation to rifampicin resistance at the beginning of the RNA polymerase beta subunit gene in Escherichia coli. Mol. Gen. Genet. 196: 173-174.

85. Liu, K., Zhang, Y., Severinov, K., Das, A., Hanna, M. M. 1996. Role of Escherichia coli RNA polymerase alpha subunit in modulation of pausing, termination and anti-termination by the transcription elongation factor NusA. EMBO J. 15: 150-161.

86. Losick, R., Pero, J. 1981. Cascades of Sigma factors. Cell 25: 582-584.

87. Luo, J., Krakow, J. S. 1992. Characterization and epitope mapping of monoclonal antibodies directed against the beta' subunit of the Escherichia coli RNA polymerase. J. Biol. Chem. 267: 18175-18181.

88. Luo, J., Sharif, K. A., Jin, R., Fujita, N„ Ishihama, A., Krakow, J. S. 1996. Molecular anatomy of the beta' subunit of the E. coli RNA polymerase: identification of regions involved in polymerase assembly. Genes Cells. 1: 819-827.

89. Mailhammer, R., Yang, H. L., Reiness, G., Zubay, G. 1975. Effects of bacteriophage T4-induced modification of Escherichia coli RNA polymerase on gene expression in vitro. Proc. Natl. Acad. Sci. U S A 72: 4928-4932.

90. Malhotra, A., Severinova, E., Darst, S. A. 1996. Crystal structure of a sigma 70 subunit fragment from E. coli RNA polymerase. Cell 87: 127-136.

91.Maniatis, T., Fritch, E. F., Hayward, R. S. 1982. Molecular cloning: a laboratory manual. Cold Spring Harbor Laboratory, Cold Spring Harbor, N. Y.

92. Markovtsov, V., Mustaev, A., Goldfarb, A. 1996. rrotein-RNA interactions in the active center of transcription elongation complex. Proc. Natl. Acad. Sei. USA 93: 3221-3226.

93. McClure, W. R., Cech, C. L. 1978. On the mechanism of rifampicin inhibition of RNA synthesis. J. Biol. Chem. 253: 8949-8956.

94. Mecsas, J., Cowing, D. W., Gross, C. A. 1991. Development of RNA polymerase-promoter contacts during open complex formation. J. Mol. Biol. 220: 585-597.

95. Metzger, W., Schickor, P., Heumann, H. 1989. A cinematographic view of Escherichia coli RNA polymerase translocation. EMBO J. 8: 2745-2754.

96. Miller, A., Wood, D., Ebright, R. H., Rothman-Denes, L. B. 1997. RNA polymerase beta' subunit: a target of DNA binding-independent activation. Science 275: 16551657.

97. Murray, C. L., Rabinowitz, J. C. 1981. RNA polymerase from Clostridium acidi-urici. Characterization of a naturally occurring rifampicin-resistant bacterial enzyme. J. Biol. Chem. 256: 5153-5161.

98. Mustaev, A., Kashlev, M., Lee, J. Y., Polyakov, A., Lebedev, A., Zalenskaya, K., Grachev, M., Goldfarb, A., Nikiforov, V. 1991. Mapping of the priming substrate contacts in the active center of Escherichia coli RNA polymerase. J. Biol. Chem. 266: 23927-23931.

99. Mustaev, A., Kozlov, M., Markovtsov, V., Zaychikov, E„ Denissova, L., Goldfarb, A. 1997. Modular organization of the catalytic center of RNA polymerase. Proc. Natl. Acad. Sei. U S A 94: 6641-6645.

100. Negishi, T., Fujita, N., Ishiharna, A. 1995. Structural map of the alpha subunit of Escherichia coli RNA polymerase: structural domains identified by proteolytic cleavage. J. Mol. Biol. 248: 723-728.

101. Nene, V., Glass, R. E. 1983. Relaxed mutants of Escherichia coli RNA polymerase. FEBS Lett. 153: 307-310.

102. Newlands, J. T., Josaitis, C. A., Ross, W., Gourse, R. L. 1992. Both fis-dependent and factor-independent upstream activation of the rrnB PI promoter are face of the helix dependent. Nucleic Acids Res. 20: 719-726.

103. Nikiforov, V. G., Yakubov, L. Z., Bogachova, G. T„ Lebedev, A. N„ Rokhlin, O. V. 1983. Monoclonal antibodies inhibiting RNA polymerase from Escherichia coli. FEBS Lett. 158: 113-1135.

104. Nikiforov, V. G., Kalyaeva, E. S., Moiseyeva, E. P., Yakubov, L. Z. 1985. Functionally important site in the vicinity of the amino-terminus of the Escherichia coli RNA polymerase beta subunit. FEBS Lett. 191: 72-74.

105. Nonet, M. L., Young, R. A. 1989. Intragenic and extragenic suppressors of mutations in the heptapeptide repeat domain of Saccharomyces cerevisiae RNA polymerase II. Genetics 123: 715-724.

106. Nudler, E., Goldfarb, A., Kashlev, M. 1994. Discontinuous mechanism of transcription elongation. Science 265: 793-796.

107. Nudler, E., Gusarov, I., Avetissova, E., Kozlov, M., Goldfarb, A. 1998. Spatial organization of transcription elongation complex in Escherichia coli. Science 281: 424-428.

108. Oriova, M., Newiands, J., Das, A., Goldfarb, A., Borukhov, S. 1995. Intrinsic transcript cleavage activity of RNA polymerase. Proc. Natl. Acad. Sci. USA 92: 4596-4600.

109. Ovchinnikov, Y. A., Monastyrskaya, G. S., Guriev, S. O., Kalinina, N. F., Sverdlov, E. D., Gragerov, A. I., Bass, I. A., Kiver, I. F., Moiseyeva, E. P., Igumnov, V. N., Mindlin, S. Z„ Nikiforov, V. G„ Khesin, R. B. 1983. RNA polymerase rifampicin resistance mutations in Escherichia coli: sequence changes and dominance. Mol. Gen. Genet. 190: 344-348.

110. Price, M. A., Tullius, T. D. 1992. Methods Enzymol. 273: 300-321.

111. Park, C. S., Hillel, Z., Wu, C. W. 1980. DNA strand specificity in promoter recognition by RNA polymerase. Nucleic Acids Res. 8: 5895-5912.

112. Polyakov, A., Severinova, E., Darst, S. A. 1995. Three-dimensional structure of E. coli core RNA polymerase: promoter binding and elongation conformations of the enzyme. Cell 83: 365-373.

113. Puhler, G„ Leffers, H„ Gropp, F„ Palm, P., Klenk, H. P., Lottspeich, F., Garrett, R. A., Zillig, W. 1989. Archaebacterial DNA-dependent RNA polymerases testify to the evolution of the eukaryotic nuclear genome. Proc. Natl. Acad. Sci. USA 86: 4569-4573.

114. Rao, L., Ross, W., Appleman, J. A., Gaal, T., Leirmo, S., Schlax, P. J., Record, M. T. Jr., Gourse. R. L. 1994. Factor independent activation of rrnB PI. An "extended" promoter with an upstream element that dramatically increases promoter strength. J. Mol. Biol. 235: 1421-1435.

115. Record, M. T., Reznikoff, V/. S., Claig, M. L„ McQuade, K. L„ Schlax, P. J. 1996. RNA polymerase, promoters, and transcription initiation. Cold Spring Harbor Laboratory, Cold Spring Harbor, N. Y.

116. Reiter, W. D., Hudepohl, U., Zillig, W. 1990. Mutational analysis of an archaebacterial promoter: essential role of a TATA box for transcription efficiency and start-site selection in vitro. Proc. Natl. Acad. Sci. U S A 87: 9509-9513.

117. Reznikoff, W. S. 1977. Formation of the RNA polymerase-lac promoter open complex, pp. 441-54. In: Losick, R., Chamberlin, M. Ed. RNA polymerase. Cold Spring Harbor, N.Y.

118. Riftina, F., DeFalco, E., Krakow, J. S. 1989. Monoclonal antibodies as probes of the topological arrangement of the alpha subunits of Escherichia coli RNA polymerase. Biochemistry 28: 3299-3305.

119. Roe, J. H„ Burgess, R. R., Record, M. T. Jr. 1985. Temperature dependence of the rate constants of the Escherichia coli RNA polymerase-lambda PR promoter interaction. Assignment of the kinetic steps corresponding to protein conformational change and DNA opening. J. Mol. Biol. 184: 441-4453.

120. Rong, J. C., Helmann, J. D. 1994. Genetic and physiological studies of Bacillus subtilis sigma A mutants defective in promoter melting. J. Bacteriol. 176: 5218-5224.

121. Ross, W., Gosink, K. K., Salomon, J., Igarashi, K., Zou, C., Ishihama, A., Severinov, K., Gourse, R. L. 1993. A third recognition element in bacterial promoters: DNA binding by the alpha subunit of RNA polymerase. Science 262: 1407-1413.

122. Russo, F. D., Silhavy, T. J. 1992. Alpha: the Cinderella subunit of RNA polymerase. J. Biol. Chem. 267: 14515-14518.

123. Sharif, K. A., Fujita, N., Jin, R., Igarashi, K., Ishihama, A., Krakow, J. S. 1994. Epitope mapping and functional characterization of monoclonal antibodies specific for the alpha subunit of Escherichia coli RNA polymerase. J. Biol. Chem. 269: 23655-23660.

124. Scafe, C., Chao, D„ Lopes, J., Hirsch, J. P., Henry, S„ Young, R. A. 1990. RNA polymerase II C-terminal repeat influences response to transcriptional enhancer signals. Nature 347: 491-494.

125. Schickor, P., Metzger, W., Werel, W„ Lederer, H„ Heumann, H. 1990. Topography of intermediates in transcription initiation of E.coli. EMBO J. 9: 22152220.

126. Schulz, W., Zillig, W. 1981. Rifampicin inhibition of RNA synthesis by déstabilisation of DNA-RNA polymerase-oligonucleotide-complexes. Nucleic Acids Res. 9: 6889-6906.

127. Schyns, G., Sobczyk, A., Tandeau de Marsac, N., Houmard, J. 1994. Specific initiation of transcription at a cyanobacterial promoter with RNA polymerase purified from Calothrix sp. PCC 7601. Mol. Microbiol. 13: 887-896.

128. Severinov, K., Mustaev, A., Kashlev, M., Borukhov, S., Nikiforov, V., Goldfarb, A. 1992. Dissection of the beta subunit in the Escherichia coli RNA polymerase into domains by proteolytic cleavage. J. Biol. Chem. 267: 12813-12819.

129. Severinov, K., Soushko, M., Goldfarb, A., Nikiforov, V. 1993. Rifampicin region revisited. New rifampicin-resistant and streptolydigin-resistant mutants in the beta subunit of Escherichia coli RNA polymerase. J. Biol. Chem. 268: 14820-14825.

130. Severinov, K., Fenyo, D., Severinova, E., Mustaev, A., Chait, B. T., Goldfarb, A., Darst, S. A. 1994. The sigma subunit conserved region 3 is part of "5'-face" of active center of Escherichia coli RNA polymerase. J. Biol. Chem. 269: 20826-20828.

131. Severinov, K., Mustaev, A., Severinova, E., Kozlov, M., Darst, S. A., Goldfarb, A. 1995, A. The beta subunit Rif-cluster I is only angstroms away from the active center of Escherichia coli RNA polymerase. J. Biol. Chem. 270: 29428-29432.

132. Severinov, K., Markov, D., Severinova, E., Nikiforov, V., Landick, R., Darst, S. A., Goldfarb, A. 1995, B. Streptolydigin-resistant mutants in an evolutionarily conserved region of the beta' subunit of Escherichia coli RNA polymerase. J. Biol. Chem. 270: 23926-23929.

133. Severinov, K., Mustaev, A., Kukarin, A., Muzzin, O., Bass, I., Darst, S. A., Goldfarb, A. 1996. Structural modules of the large subunits of RNA polymerase. Introducing archaebacterial and chloroplast split sites in the beta and beta' subunits of Escherichia coli RNA polymerase. J. Biol. Chem. 271: 27969-27974.

134. Severinov, K., Mooney, R., Darst, S. A., Landick, R. 1997. Tethering of the large subunits of Escherichia coli RNA polymerase. J. Biol. Chem. 272: 24137-24140.

135. Siebenlist, U., Simpson, R. B., Gilbert, W. 1980. E. coli RNA polymerase interacts homologously with two different promoters. Cell 20: 269-281.

136. Siegele, D. A., Hu, J. C., Walter, W. A„ Gross, C. A. 1989. Altered promoter recognition by mutant forms of the sigma 70 subunit of Escherichia coli RNA polymerase. J. Mol. Biol. 206: 591-603.

137. Simpson, R. B. 1979. The molecular topography of RNA polymerase-promoter interaction. Cell 18: 277-285.

138. Stebbins, C. E., Borukhov, S„ Orlova, M„ Polyakov, A., Goldfarb, A., Darst, S. A. 1995. Crystal structure of the GreA transcript cleavage factor from Escherichia coli. Nature 373: 636-640.

139. Stetter, K. O., Zillig, W. 1974. Transcription in lactobacillaceae. DNA-dependent RNA polymerase from Lactobacillus curvatus. Eur. J. Biochem. 48: 527-540.

140. Straney, D. C., Crothers, D. M. 1987. A stressed intermediate in the formation of stably initiated RNA chains at the Escherichia coli lac UY5 promoter. J. Mol. Biol. 193: 267-278

141. Suh, W. C., Leirmo, S., Record, M. T. Jr. 1992. Roles of Mg2+ in the mechanism of formation and dissociation of open complexes between Escherichia coli RNA polymerase and the lambda PR promoter: kinetic evidence for a second open complex requiring Mg2+. Biochemistry 31: 7815-7825.

142. Tang, H., Severinov, K., Goldfarb, A., Fenyo, D., Chait, B., Ebright, R. H. 1994. Location, structure, and function of the target of a transcriptional activator protein. Genes Dev. 8: 3058-3067.

143. Tang, H„ Severinov, K„ Goldfarb, A., Ebright, R. H. 1995. Rapid RNA

(

polymerase genetics: one-day, no-column preparation of reconstituted recombinant Escherichia coli RNA polymerase. Proc. Natl. Acad. Sei. U S A 92: 4902-4906.

144. Tavormina, P. L., Landick, R., Gross, C. A. 1996. Isolation, purification, and in vitro characterization of recessive-lethal-mutant RNA polymerases from Escherichia coli. J. Bacteriol. 178: 5263-5271.

145. Tomb, J. F., White, O., Kerlavage, A. R., Clayton, R. A., Sutton, G. G., Fleischmann, R. D., Ketchum, K. A., Klenk, H. P., Gill, S., Dougherty, B. A., Nelson, K., Quackenbush, J., Zhou, L., Kirkness, E. F., Peterson, S., Loftus, B., Richardson, D., Dodson, R., Khalak, H. G., Glodek, A., McKenney, K., Fitzegerald, L. M., Lee, N., Adams, M. D., Venter, J. C., et al. 1997 The complete genome sequence of the gastric pathogen Helicobacter pylori. Nature 388: 539-547.

146. Waldburger, C„ Gardella, T., Wong, R., Susskind, M. M. 1990. Changes in conserved region 2 of Escherichia coli sigma 70 affecting promoter recognition. J. Mol. Biol. 215: 267-276.

147. Weilbaecher, R., Hebron, C., Feng, G., Landick, R. 1994. Termination-altering amino acid substitutions in the beta' subunit of Escherichia coli RNA polymerase identify regions involved in RNA chain elongation. Genes Dev. 8: 2913-2927.

148. Whipple, F. W., Sonenshein, A. L. 1992. Mechanism of initiation of transcription by Bacillus subtilis RNA polymerase at several promoters. J. Mol. Biol. 223: 399414.

149. Wu, F. Y., Yarbrough, L. R„ Wu, C. W. 1976. Conformational transition of Escherichia coli RNA polymerase induced by the interaction of sigma subunit with core enzyme. Biochemistry 15: 3254-3258.

150. Wu, J., Awrey, D. Jb., Edwards, A. M., Archambault, J., Friesen, J. D. 1996. In vitro characterization of mutant yeast RNA polymerase II with reduced binding for elongation factor TFIIS. Proc. Natl. Acad. Sei. U S A 93: 11552-11557.

151. Xie, W. Q., Jager, K., Potts, M. 1989. Cyanobacterial RNA polymerase genes rpoCl and rpoC2 correspond to rpoC of Escherichia coli. J. Bacteriol. 171: 19671973.

152. Xu, Q., Peek, R. M. Jr., Miller, G. G., Blaser, M. J. 1997. The Helicobacter pylori genome is modified at CATG by the product of hpylM. J. Bacteriol. 179: 6807-6815.

153. Zalenskaya, K., Lee, J., Gujuluva, C. N.. Shin, Y. K„ Slutsky, M„ Goldfarb, A. 1990. Recombinant RNA polymerase: inducible overexpression, purification and assembly of Escherichia coli rpo gene products. Gene 89: 7-12.

154. Zaychikov, E., Martin, E., Denissova, L., Kozlov, M., Markovtsov, V., Kashlev, M., Heumann, H., Nikiforov, V., Goldfarb, A., Mustaev, A. 1996. Mapping of catalytic residues in the RNA polymerase active center. Science 273: 107-109.

155. Zhang, G., Darst, S. A. 1998. Structure of the Escherichia coli RNA polymerase alpha subunit amino-terminal domain. Science 281: 262-266.

156. Zillig, W. 1977. Function and reassembly of subunits of DNA-dependent RNA polymerase, pp; 101-125. In: Losick, R., Chamberlin, M. Ed. RNA polymerase. Cold Spring Harbor, N.Y.

157. Zillig, W„ Gropp, F. 1986. In Reznikoff, W. S„ Burgess, R. R., Dalberg, J. E„ Gross, C. A.., Record, M. T. Jr., Wickens, M. P. Ed. RNA Polymerase and Regulation of Transcription, pp. 17-24, Elsvier Science Publishing Co., Inc., N. Y.

158. Zou, C., Fujita, N., Igarashi, K., Ishihama, A. 1992. Mapping the cAMP receptor protein contact site on the alpha subunit of Escherichia coli RNA polymerase. Mol. Microbiol. 6: 2599-2605v