Макроциклические антибиотики как новые хиральные селекторы в неводном капиллярном электрофорезе тема диссертации и автореферата по ВАК РФ 02.00.02, кандидат наук Лебедева, Маргарита Владимировна

• Лебедева, Маргарита Владимировна
• кандидат наук
• 2014

Оглавление диссертации кандидат наук Лебедева, Маргарита Владимировна

ОГЛАВЛЕНИЕ

ВВЕДЕНИЕ

ОБЗОР ЛИТЕРАТУРЫ

Глава 1. Хиральное разделение методом неводного капиллярного электрофореза

1.1. Метод неводного капиллярного электрофореза

1.2. Неводные среды

1.3. Совместимость с детекторами

1.4. Хиральные селекторы в неводном капиллярном электрофорезе

1.4.1. Циклодекстрины

1.4.2. Ион-парные селекторы

1.4.3. Антибиотики

1.4.4. Другие селекторы

ЭКСПЕРИМЕНТАЛЬНАЯ ЧАСТЬ

Глава 2. Исходные вещества, аппаратура, техника эксперимента

2.1. Исходные реактивы и растворы

2.2. Техника эксперимента

ОБСУЖДЕНИЕ РЕЗУЛЬТАТОВ

Глава 3. Свойства исследуемых антибиотиков

3.1. Растворимость антибиотиков

3.2. Оптические свойства и стабильность антибиотиков

3.3. Адсорбция антибиотиков на стенках кварцевого капилляра

Некоторые общие замечания по методологии исследования макроциклических

антибиотиков в качестве хиральных селекторов

Глава 4. Энантиоразделение с использованием макроциклических антибиотиков в водно-органических системах

4.1. Эремомицин как хиральный селектор в водно-органических системах

4.2. Азитромицин, эритромицин и клэритромицин как хиральные селекторы в

водно-органических системах

Глава 5. Энантиоразделение с использованием макроциклических антибиотиков в неводных системах

1.1. Азитромицин как хиральный селектор в неводных системах

1.2. Эритромицин как хиральный селектор в неводных системах

1.3. Кларитромицин как хиральный селектор в неводных системах

1.4. Влияние внешних параметров (температуры, напряжения, длины капилляра)

1.5. Сравнение энантиораспознавательной способности азитромицина, эритромицина и кларитромицина

Глава 6. Определение оптически активных компонентов

лекарственных препаратов

ВЫВОДЫ

СПИСОК ЛИТЕРАТУРЫ

Приложение 1. Список сокращений

Приложение 2. Структуры исследованных соединений

Приложение 3. ИК - спектры

Приложение 4. Электрофореграммы энантиоразделенных соединений с использованием антибиотиков

Введение диссертации (часть автореферата) на тему «Макроциклические антибиотики как новые хиральные селекторы в неводном капиллярном электрофорезе»

ВВЕДЕНИЕ

Актуальность работы. Разделение оптических изомеров является важной задачей аналитической химии. С ужесточением требований контроля качества продукции фармацевтической промышленности большое значение приобретают описание фармакологических свойств отдельных изомеров и оценка энантиомерной чистоты лекарственных препаратов. В последнее время наблюдается увеличение количества препаратов, активным веществом которых является только один индивидуальный оптический изомер. Использование таких лекарственных средств позволяет снизить необходимую дозировку и избежать неблагоприятных побочных эффектов. Разработка методик разделения оптических изомеров и определения хирального состава лекарственных препаратов является актуальной задачей, с которой наряду с ВЭЖХ успешно справляется метод капиллярного электрофореза (КЭ), который является высокоэффективным и экспрессным методом. В основном в качестве фонового электролита (ФЭ) используют водные растворы, однако замена воды на органические растворители расширяет область применения капиллярного электрофореза, так появляется возможность использования растворимых в органических растворителях хиральных селекторов (ХС), обладающих нужной энантиоселективностью, анализа нерастворимых и/или неустойчивых в воде соединений. Низкая степень диссоциации многих электролитов в органических растворителях приводит к уменьшению электропроводности фонового электролита, что позволяет разделять вещества при высоком напряжении без существенного разогревания капилляра, при этом уменьшается время анализа и повышается эффективность. Так же применение органических растворителей уменьшает адсорбцию компонентов фонового электролита, селектора и пробы на стенках капилляра, что улучшает параметры разделения.

Макроциклические антибиотики (МА) являются одним из основных классов соединений, используемых в качестве хиральных селекторов в КЭ. В водном варианте метода использование некоторых антибиотиков ограничено их растворимостью, поэтому применение органических растворителей в качестве фоновых электролитов позволит значительно расширить круг исследуемых

селекторов. Макроциклические антибиотики в неводном капиллярном электрофорезе (НКЭ) практически не исследованы. Механизм энантиоразделения еще до конца не ясен и, следовательно, не существует однозначного ответа на вопрос о возможности применения того или иного хирального селектора для решения конкретной задачи. Поэтому поиск новых антибиотиков и систематическое изучение влияния состава фонового электролита на энантиоразделение позволит выявить некоторые закономерности процесса и дать рекомендации по выбору условий разделения.

Цель работы заключалась в использовании макроциклических антибиотиков как новых хиральных селекторов (эремомицина, азитромицина, ютаритромицина и эритромицина) для разделения энантиомеров профенов, аминов и аминоспиртов в неводном капиллярном электрофорезе. Для достижения поставленной цели были решены следующие задачи:

• изучение свойств исследуемых антибиотиков (растворимость в водно-органических и неводных системах, оптическое поглощение, стабильность растворов, адсорбция на стенках кварцевого капилляра);

• оценка влияния метанола на разделение энантиомеров профенов в немодифицированном кварцевом капилляре при использовании эремомицина;

• исследование влияния состава фонового электролита (содержания и природы кислот и оснований, природы органического растворителя) на энантиоразделяющую способность азитромицина, кларитромицина и эритромицина, и выявление наиболее значимых факторов, влияющих на разделение энантиомеров аминов и аминоспиртов;

• сравнение закономерностей энантиоразделения в неводном капиллярном электрофорезе при использовании азитромицина, кларитромицина и эритромицина.

Научная новизна. Показана возможность использования эремомицина как хирального селектора в водно-органических фоновых электролитах для успешного разделения энантиомеров профенов. Установлены преимущества данных фоновых электролитов по сравнению с водными: уменьшение адсорбции хирального

селектора на стенках немодифицированного кварцевого капилляра, высокая эффективность и воспроизводимость.

В работе впервые изучены эритромицин и кларитромицин в форме оснований в качестве хиральных селекторов в неводных фоновых электролитах. Систематическое исследование влияния состава фонового электролита (природы органического растворителя, содержания и природы кислот и оснований), концентрации хирального селектора на миграцию и энантиоразделение позволило установить основные закономерности и выбрать условия разделения энантиомеров ряда органических аминов и аминоспиртов.

Показана принципиальная роль борной кислоты в составе неводных фоновых электролитов для достижения энантиоразделения с использованием азитромицина, кларитромицина и эритромицина в качестве хиральных селекторов. Доказано образование комплекса макролид * борная кислота, который принимает участие в энантиоразделении.

Практическая значимость. Установлено, что применение водно-органических фоновых электролитов является альтернативой использования модифицированных капилляров для разделения энантиомеров профенов с эремомицином в качестве хирального селектора. Получено разделение энантиомеров флурбипрофена, индопрофена, кетопрофена и фенопрофена с высоким разрешением менее чем за 17 мин.

Выбраны оптимальные условия разделения энантиомеров 4 профенов и 20 аминов и аминоспиртов с применением исследуемых антибиотиков.

Доказано образование комплекса макролида и борной кислоты, который участвует в энантиоразделении. Использование метанольного раствора комплекса в качестве фонового электролита позволяет успешно разделять энантиомеры оптически активных веществ без введения дополнительных добавок борной кислоты.

Показана возможность одновременного разделения энантиомеров нескольких соединений основного характера в присутствии макролидов. Применимость разработанных подходов показана на примере определения энантиомерного состава различных лекарственных препаратов и содержания в них основных компонентов. Определен энантиомерный состав и содержание

тетрагидрозолина в глазных каплях, пропранолола в таблетках и кетопрофена в геле.

Автор выносит на защиту:

• Результаты исследования растворимости и адсорбции антибиотиков в водно-органических и неводных системах.

• Данные по исследованию влияния добавки метанола в фоновом электролите на электрофоретическое поведение и энантиоразделение профенов в присутствии эремомицина.

• Условия разделения энантиомеров ряда аминов и аминоспиртов в неводных системах с применением азитромицина, кларитромицина и эритромицина в качестве хиральных селекторов.

• Результаты исследования роли борной кислоты в энантиоразделении аналитов с использованием макролидов в качестве хиральных селекторов в неводных системах.

• Условия количественного определения энантиомерного состава некоторых лекарственных препаратов с использованием различных хиральных селекторов.

Апробация работы. Основные результаты работы доложены на 11

международных и всероссийских конференциях, включающих 17th International

Symposium on Capillary Electroseparation Techniques (Балтимор, США, 2010),

II Всероссийскую конференцию «Аналитическая хроматография и капиллярный

• th

электрофорез» (Краснодар, Россия, 2010), Nordic Separation Science Society 6 Conference (Рига, Латвия, 2011), III Всероссийский симпозиум «Разделение и концентрирование в аналитической химии и радиохимии» (Краснодар, Россия, 2011), Advances in Chromatography and Electrophoresis & ChirAnal 2012 (Оломоуц, Чешская Республика, 2012), 29th International Symposium on Chromatography ISC 2012 (Торунь, Польша, 2012), 3-ю научную конференцию с международным участием «Химия - 2013. Физическая химия. Аналитическая химия. Нанохимия. Теория, эксперимент, практика, преподавание» (Москва, Россия, 2013), 29th International Symposium on Microscale Bioseparations (Шарлоттсвилль, США, 2013), XX Международную научную конференцию студентов, аспирантов и молодых ученых «Ломоносов-2013» (Москва, Россия, 2013), 39th International Symposium on

High-Performance-Liquid-Phase Separations and Related Techniques, HPLC 2013 (Амстердам, Нидерланды, 2013), 9th Balaton Symposium on High-Performance Separation Methods (Шиофок, Венгрия, 2013).

Публикации. По материалам диссертации опубликованы 3 статьи, 13 тезисов докладов на международных и всероссийских конференциях.

Структура и объем работы. Диссертация состоит из введения, 1 главы обзора литературы, 1 главы экспериментальной части, 4 глав обсуждения результатов, выводов, 4 приложений, списка литературы, включающего 124 источника. Работа изложена на 135 страницах машинописного текста, содержит 37 рисунков и 23 таблицы.

ОБЗОР ЛИТЕРАТУРЫ

Глава 1. Хиральное разделение методом неводного капиллярного

электрофореза

1.1. Метод неводного капиллярного электрофореза

Метод капиллярного электрофореза (КЭ), основанный на разделении заряженных компонентов смеси в кварцевом капилляре под действием приложенного электрического поля, был предложен в 1960-х годах. Однако стремительное развитие метода началось в конце 70-х — начале 80-х годов XX века с появлением кварцевых капилляров малого диаметра (50-100 мкм) и возможности использования спектрофотометрического детектирования в потоке жидкости [1].

В методе КЭ разделение компонентов смеси происходит вследствие их различной подвижности в капилляре, заполненном фоновым электролитом (ФЭ). На собственную электрофоретическую подвижность аналита (/иэф) накладывается подвижность электроосмотического потока (]иЭОп)> который возникает вследствие диссоциации силанольных групп внутренней поверхности кварца. Таким образом, если направление собственной миграции ионов и ЭОП совпадает, то общая подвижность аналита определяется суммой подвижностей (/иэф + /¿эоя)> если противоположно, то их разницей (р.эф - ¡иЭоп)• Электрофоретическая подвижность и подвижность ЭОП выражаются следующими формулами:

=2е0*е *£ион ^эф вп*г*г] Ъг/ /14

Иэоп ~

1 (2), где г - зарядное число иона, е - заряд электрона, г - радиус сольватированного иона, £0 - диэлектрическая постоянная, е - диэлектрическая проницаемость среды, Сион, Сет ~ электрокинетические потенциалы (дзета-потенциал) иона и поверхности капилляра соответственно, ?/ - вязкость среды.

В капиллярном зонном электрофорезе, как правило, в качестве фоновых электролитов используют различные водные буферные растворы. В большинстве работ именно вода является растворителем, в первую очередь, потому что она безопасна, нетоксична, имеет достаточно высокую температуру кипения, низкую стоимость и обладает хорошей растворяющей и ионизирующей способностью. Тем не менее, очевидно, что система, состоящая из единственного растворителя, не может обеспечить полноценное использование всех возможностей метода. Поэтому иногда необходима добавка органического растворителя в фоновый электролит, а в случае неводного капиллярного электрофореза (НКЭ) органический растворитель или их смесь полностью заменяют воду [2].

Метод неводного капиллярного электрофореза впервые был использован Уалброхелом и Джоргенсоном в 1984 [3], однако в течение последующих 11 лет по данной тематике опубликовано не более 25 статей [4]. Незначительное распространение данного метода в это время в значительной мере связано с несовершенством на тот момент времени оборудования, поскольку вследствие изменения состава ФЭ из-за быстрого испарения органического растворителя не удавалось добиться удовлетворительной воспроизводимости результатов анализа (времени миграции и площади пиков). Проблема была решена, когда появились приборы, в которых использовались закрывающиеся пробирки, предотвращающие испарение растворителя. Начиная с примерно 1996 года, число статей, посвященных НКЭ, ежегодно увеличивалось. В наши дни неводный КЭ, имеющий ряд преимуществ перед классическим водным вариантом, применяется для анализа плохо растворимых в воде соединений. Так, данный метод был успешно использован при анализе фосфолипидов [5, 6], полимеров, например, поли-(М-трифторацетил-Ь-лизина) [7, 8], жирных кислот [9, 10], катионных и анионных текстильных красителей [11], ртутьорганических соединений [12], гидрофобных полипептидов [13], фосфорорганических пестицидов [14] и гидрофобных лекарственных препаратов [15]. Метод неводного КЭ подходит для анализа нестабильных в воде соединений, например красителей нуклеиновых кислот [16], тропановых алкалоидов [17], а также применяется для разделения анионных и катионных ПАВ [18, 19], т.к. в органических растворителях агрегация и адсорбция ПАВ значительно ниже, чем в воде.

Неизбежное нагревание капилляра, вызванное протеканием электрического тока, может негативно сказаться на эффективности и результатах анализа даже при наличии термостатирования капилляра. Из-за низкой степени диссоциации многих электролитов в органических растворителях и, как следствие, низкой электропроводности, выделение Джоулева тепла в течение анализа меньше, чем при использовании водных фоновых электролитов. Благодаря этому в неводном капиллярном электрофорезе появляется возможность прикладывать большие значения напряжения и использовать капилляры с большим внутренним диаметром (до 320 - 530 мкм), что увеличивает чувствительность детектирования [20] без значительного разогревания капилляра.

Наряду с водным вариантом метод НКЭ может быть успешно применен для разделения изомеров оптически активных соединений [21]. Согласно уравнению (1), определяющему электрофоретическую подвижность молекул, разделение соединений между собой возможно в случае, если они имеют разные отношения заряда к радиусу {z/r). Для разделения энантиомеров, имеющих одинаковые размеры и удельные заряды, необходимо получить их диастереомерные производные. Это могут быть диастереомерные соединения, полученные при реакции смеси аналитов с оптически чистым модифицирующим реагентом перед проведением электрофореза (непрямой способ), либо лабильные диастереомерные комплексы, образующиеся непосредственно в ходе проведения анализа при реакции стереоизомеров с оптически чистым хиральным селектором, содержащимся в фоновом электролите (прямой способ). При непрямом варианте происходит электрофоретическое разделение соединений с разной подвижностью, но, как правило, непрямое разделение применяется крайне редко. Прямой способ разделения наиболее гибок в процессе оптимизации [22].

При прямом разделении различие подвижностей оптических изомеров обусловлено двумя независимыми факторами. Во-первых, это различная способность энантиомеров реагировать с хиральным селектором (то есть разные константы устойчивости комплексов), во-вторых, отличия в подвижности полученных комплексов в результате разницы в их геометрии и/или константах кислотности. Если энантиомер и хиральный селектор образуют лабильный комплекс с константой устойчивости Ку в соотношении 1:1, имеющий

электрофоретическую подвижность ^компл, то собственная электрофоретическая подвижность энантиомера {цэф) определяется мольной долей свободного энантиомера по следующей формуле:

_ Мэф,св + МкОШ,Ку[С]

(3),

эф 1 + ^Дс]

где [С] - равновесная концентрация хирального селектора, цэф,св, Икомпл -электрофоретическая подвижность свободного энантиомера и комплекса соответственно. А разность электрофоретических подвижностей энантиомеров, которые в различной степени взаимодействуют с хиральным селектором, выражается следующим образом:

[сК

,св / коипл

где КУ1 и Ку2 - константы устойчивости комплексов первого и второго энантиомеров с хиральным селектором соответственно. Из анализа уравнения (4) следует, что существует такая концентрация хирального селектора, при которой достигается максимальная разница электрофоретических подвижностей:

М_ =-;== (5).

у у\ у2

Из формулы 5 видно, что необходимая концентрация ХС тем выше, чем меньше константы устойчивости комплексов энантиомер - хиральный селектор. Следует отметить, что оптимальная концентрация хирального селектора не всегда достижима, например, вследствие ограниченной растворимости селектора или критического повышения вязкости фонового электролита.

Величина разделения пиков соединений в капиллярном электрофорезе, как и в хроматографии, характеризуется разрешением которое вычисляется по

следующей формуле:

R _ * [С1Ку2-Кух) (м,ф.и, -М„п,п,) ^

5 4 Мсп+Мэоп 4 \ + [clK.+Ky2)+KylKy2[c]2 (Мср+Мэап)

где N - число теоретических тарелок, Диэф - разность электрофоретических подвижностей энантиомеров, /лср - средняя электрофоретическая подвижность двух энантиомеров, цэоп - подвижность электроосмотического потока. Эффективность (АО определяется множеством факторов (природой разделяемых соединений,

составом, ионной силой и рН буферного раствора, величиной приложенного напряжения, температурой). Из уравнения (6) видно, что при совпадении направлений миграции аналитов и электроосмотического потока, увеличение подвижности ЭОП негативно влияет на разрешение [21].

Метод неводного капиллярного электрофореза позволяет значительно расширить круг хиральных селекторов. В качестве ХС могут быть использованы различные соединения: циклодекстрины, макроциклические антибиотики, линейные полисахариды, белки, оптически активные краун-эфиры[21,23, 24].

1.2. Неводные среды

1.2.1. Влияние природы растворителя на миграцию и разделение

В качестве растворителя фонового электролита в неводном капиллярном электрофорезе могут быть использованы различные органические растворители или их смеси. Основные требования, предъявляемые к растворителю ФЭ, - это химическая и физическая устойчивость, совместимость с кварцевым капилляром и детектором, растворяющая способность. Очевидно также, что легколетучие растворители не подходят в качестве основы ФЭ. В табл. 1 представлены некоторые физико-химические свойства наиболее часто используемых растворителей. Как можно заметить, их свойства изменяются в достаточно широком диапазоне. По сравнению с водой большинство органических растворителей имеют меньшую диэлектрическую проницаемость, поэтому особую роль играют ион-парные эффекты. Способность быть донором и/или акцептором протона позволяет значительно изменять селективность разделения. Наиболее часто используемые растворители - это растворители амидного типа (формамид, Ы-метил формам ид, диметилформамид), спирты (метанол, этанол, 2-пропанол) и ацетонитрил или их смеси.

Таблица 1. Физико-химические свойства растворителей [4, 21]

Растворитель Сокращение е Вязкость, мПа*с е/г| мПа" i*c-i Предел прозрачности для УФ-света, нм AvU/V, Дж/см3 Поверхностное натяжение, у (10"3 Н/м) Т °С 1 кип, ^ ДЧ, Ккал/моль АЧ рКавт

Вода Н20 78,4 0,89 88,1 190 2294 71,8 100,0 18,0 54,8 14,0

Метанол МеОН 32,7 0,55 59,5 205 858 22,3 64,5 30,0 41,5 16,9

Этанол EtOH 24,6 1,08 22,8 205 676 21,9 78,2 32,0 37,1 19,1

1-пропанол РЮН 20,5 1,94 10,6 210 595 23,1 97,1 30,0 33,7 19,4

2-пропанол 2-РЮН 19,9 2,04 9,8 210 558 21,2 82,2 36,0 33,5 21,1

Ацетонитрил MeCN 35,9 0,34 105,6 195 581 28,3 81,6 14,1 18,9 32,2

Формамид ФА 109,5 3,30 33,2 270 1568 58,2 210,5 24,0 39,8 16,8

N-метилформамид N-МФА 182,4 1,65 110,5 270 910 39,5 199,5 27,0 32,1 10,7

N, N-диметилформамид N,N-ДМФА 36,7 0,80 45,9 270 581 36,4 153,0 26,6 16,0 23,1

Диметилсульфоксид ДМСО 46,5 1,99 23,4 265 708 43,0 189,0 29,8 19,3 31,8

Тетрагидрофуран ТГФ 7,6 0,46 16,5 212 26,4 66 -

Дихлорметан ДХМ 8,9 0,41 22 233 414 27,2 40 1,0 20,4 -

1,2-дихлорэтан дхэ 10,4 0,78 13 228 400 24,2 83 0 16,7 -

Понимание влияния природы растворителя на электрофоретические и электроосмотические подвижности и процесс комплексообразования аналит -хиральный селектор имеет первостепенное значение при электрофоретическом разделении энантиомеров методом НКЭ. Из-за неполноты знаний о механизмах хирального разделения возникает трудность прогнозирования влияния природы растворителя на энантиоразделение. В некоторой степени изменение электрофоретических подвижностей аналитов и ЭОП в различных средах можно оценить, исходя из физических свойств растворителей. Так, например, величина вязкости характеризует сопротивление жидкости ламинарному потоку, следовательно, непосредственным образом влияет на подвижность ионов. В первом приближении, влияние растворителя на электрофоретические подвижности можно грубо оценить эмпирическим правилом Уолдена, которое гласит, что произведение абсолютной подвижности (т.е. подвижности ионов при бесконечном разбавлении) и вязкости является постоянным, если пренебречь влиянием растворителя на размер сольватированного иона [25]. Следовательно, для ацетонитрила и метанола следует ожидать большие, а для формамида меньшие подвижности по сравнению с водой.

Отношение относительной диэлектрической проницаемости к вязкости

растворителя (s/r|) позволяет оценить скорость анализа, т.к. исходя из уравнения (2)

видно, что величины электрофоретической подвижности и подвижности ЭОП

прямо пропорциональны е/г|. Согласно табл. 1, TV-МФА и MeCN - это

растворители, которые генерируют наиболее сильный ЭОП из-за высокого

отношения e/rj. Величина ЭОП оказывает значительное влияние на

энантиоразделение. При совпадении направлений электрофоретической

подвижности аналитов и электроосмотического потока, высокое значение ЭОП

обеспечивает меньшее время анализа, однако, как уже упоминалось, согласно

уравнению (6) разрешение в данном случае оказывается хуже. При

противоположном направлении ЭОП и аналитов, сильный ЭОП замедляет

миграцию аналита, поэтому стоит использовать растворители с меньшим

отношением s/rj. Уменьшить электроосмотический поток, а, следовательно, и его

влияние на энантиоразделение, возможно несколькими способами: 1) путем

подавления диссоциации силанольных групп поверхности кварца при добавлении

15

различных соединений в ФЭ (аммониевых соединений [26], Твин-20 [27], менее полярных органических растворителей, таких как 2-пропанол [28], дихлорметан или 1,2-дихлорэтан [29]); 2) использовать ковалентно модифицированные капилляры (например, полиакриламидом [28] или поливиниловым спиртом [30]). Однако последнее не всегда оказывается удобным, так Карлосс и сотр. сравнили энантиоразделение в присутствии 2,3,4,6-ди-0-изопропилиден-2-кето-Ь-гулоновой кислоты в качестве ХС в немодифицированном и модифицированных (полиакриламидом и 3-аминопропилсиланом) капиллярах. Оказалось, что в модифицированных капиллярах ожидаемый выигрыш от снижения ЭОП компенсируется уменьшением числа теоретических тарелок (немодифицированный > полиакриламидный > аминированный) [28].

Из уравнения (6), на первый взгляд кажется, что увеличить разницу (Мэфсв-Нкомпл), а следовательно, и разрешение (Rs) возможно заменой растворителя. Однако подвижности ¡лэфсв, ¡лК0МПЛ подчиняются одним и тем же закономерностям, поэтому можно утверждать, что максимум {¡лэф св - ¡лкомпл) недостижим. В этой ситуации на первый план выходит роль растворителя в процессе комплексообразования аналит - хиральный селектор. Если гидродинамический радиус свободного, несвязанного в комплекс аналита остается без изменений, а конфигурация комплекса зависит от природы растворителя, то значительное изменение {¡лэф св - /икомпл) все же может быть достигнуто.

Ванг и Каледи [31] отмечают, что если при замене растворителя происходит ослабление взаимодействия между энантиомерами аналита и хиральным селектором, то оптимальная концентрация ХС смещается в сторону больших значений и становится не столь явно выраженной. Пологий максимум зависимости величины энантиоразделения от концентрации хирального селектора при использовании органических растворителей расширяет диапазон оптимальных концентраций селектора.

Очевидно, что замена растворителя оказывает наиболее сильное влияние на константы устойчивости комплекса энантиомер - хиральный селектор (Ку] и Ку2). Константа устойчивости Ку, определяющая степень протекания реакции комплексообразования между энантиомером и ХС, зависит от свободной энергии,

которая в свою очередь в значительной степени зависит от среды протекания, т.е. от растворителя. Это связано с тем, что суммарная энергия взаимодействия аналит-ХС определяется не только взаимодействием аналита и селектора, но и взаимодействиями между аналитом и растворителем, а также селектором и растворителем. Процессы сольватации всех участников процесса комплексообразования характеризуются свободной энергией сольватации, которая в конечном итоге также определяет прочность связывания энантиомеров аналита и хирального селектора [21].

Боузер и сотр. [32] выделили три типа сольватационных взаимодействий: сольвофобные, электростатические (ион-ионные, ион-дипольные и диполь-дипольные) и донорно-акцепторные, влияющие на энергию взаимодействия аналит - ХС в неводных условиях. Величина сольвофобных взаимодействий непосредственно связана с энергией взаимодействия между молекулами растворителя и количественно характеризуется плотностью энергии когезии Ауи/У.

Растворители с большей относительной диэлектрической проницаемостью (б показывает во сколько раз уменьшается сила электростатического взаимодействия частиц в растворителе по сравнению с вакуумом) в основном более полярны, в таких растворителях (вода и формамид) сольвофобные взаимодействия сильны, поэтому сольватация аналита и ХС преимущественно не происходит. Ярким примером сильных сольвофобных взаимодействий является взаимодействие гидрофобных аналитов с циклодекстринами в водной среде. Учитывая плотности энергии когезии, сольвофобные взаимодействия наиболее сильны в воде, в то время как в формамиде они значительно слабее. Слабые сольвофобные взаимодействия могут также существовать в Ы-метилформамиде, то время как в других неводных растворителях они значительно слабее. Электролиты, например фосфаты, могут проявлять высаливающий эффект, увеличивая тем самым сольвофобные взаимодействия.

Список литературы диссертационного исследования кандидат наук Лебедева, Маргарита Владимировна, 2014 год

СПИСОК ЛИТЕРАТУРЫ

1. Духин С.С., Дерягин Б. В. Электрофорез, М.: Наука 1976.

2. Geiser L., Veuthey J.L. Nonaqueous capillary electrophoresis in pharmaceutical analysis. //Electrophoresis. 2007. V.28. P.45-57.

3. Walbroehl Y., Jorgenson J.W. On-column UV absorption detector for open-tubular capillary zone electrophoresis. // J. Chromatogr. 1984. V.315. P.135-143.

4. Geiser L., Veuthey J.-L. Non-aqueous capillary electrophoresis 2005-2008. // Electrophoresis. 2009. V.30. P.36-49.

5. Gao F., Zhang Z.X., Fu X.F., Li W, Wang Т., Liu H. Analysis of phospholipids by NACE with on-line ESI-MS. // Electrophoresis. 2007. V.28. P.1418-1425.

6. Guo B.Y., Wen В., Shan X.Q., Zhang S.Z., Lin J.M. Separation and determination of phospholipids in plant seeds by nonaqueous capillary electrophoresis. // J. Chromatogr. A. 2005. V.1074. P.205-213.

7. Cottet H., Simo C., Vayaboury W., Cifuentes A. Nonaqueous and aqueous capillary electrophoresis of synthetic polymers. // J. Chromatogr. A. 2005. V.1068. P.59-73.

8. Simo C., Cottet H., Vayaboury W., Giani O., Pelzing M, Cifuentes A. Nonaqueous capillary electrophoresis mass spectrometry of synthetic polymers. // Anal. Chem. 2004. V.76. P.335-344.

9. Breadmore M.C., Henderson R.D., Fakhari A.R., Маска M.P.R. Separation of nile blue-labelled fatty acids by CE with absorbance detection using a red light-emitting diode. //Electrophoresis. 2007. V.28. P.1252-1258.

10. Wang T.L., Wei H.P., Li S.F.Y. Nonaqueous capillary zone electrophoresis for separation of free fatty acids with indirect fluorescence detection. // Electrophoresis. 1998. V.19. P.2187-2192.

11. Pelaez-Cid AA., Blasco-Sancho S., Matysik F.M. Determination of textile dyes by means of non-aqueous capillary electrophoresis with electrochemical detection. // Talanta. 2008. V.75. P.1362-1368.

12. Peng Z.L., Qu F., Song G.Q., Lin J.M. Simultaneous separation of organomercury species by nonaqueous capillary electrophoresis using methanol containing acetic acid. //Electrophoresis. 2005. V.26. P.3333-3340.

13. Souaid E., Cottet H. Separation of living and dead polymers in synthetic polypeptide mixtures by nonaqueous capillary electrophoresis using differences in ionization states. // Electrophoresis. 2005. V.26. P.3300-3306.

14. Huang L., Lin J., Xu L., Chen G. Nonaqueous and aqueous-organic media for the enantiomeric separations of neutral organophosphorus pesticides by CE. // Electrophoresis. 2007. V.28. P.2758-2764.

15. Subirats X., Reinstadler S., Porras S.P., Raggi M.A., Kenndler E. Comparison of methanol and acetonitrile as solvents for the separation of sertindole and its major metabolites by capillary zone electrophoresis. // Electrophoresis. 2005. V.26. P.3315-3324.

16. Muzikar J., Rozing G., van de Goor T., Eberwein C., Kenndler E. Analysis of dimeric cyanine-nucleic acid dyes by capillary zone electrophoresis in N,N-dimethylacetamide as non-aqueous organic solvent. // J. Chromatogr. A. 2002. V.950. P.249-255.

17. Humam M., Bieri S., Geiser L., Mucoz O., Veuthey J.L., Christen P. Separation of four isomeric tropane alkaloids from Schizanthus grahamii by non-aqueous capillary electrophoresis. // Phytochem. Anal. 2005. V.16. P.349-356.

18. Heinig K., Vogt C. Determination of surfactants by capillary electrophoresis. // Electrophoresis. 1999. V.20. P.3311-3328.

19. Altria K.D., Wallberg M., Westerlund D. Separation of a range of cations by nonaqueous capillary electrophoresis using indirect and direct detection. // J. Chromatogr. B. 1998. V.714. P.99-104.

20. Jussila M., Palonen S., Porras S.P., Riekkola M.-L. Compensation of the siphoning effect in nonaqueous capillary electrophoresis by vial lifting. // Electrophoresis. 2000. V.21. P.586-592.

21. Lammerhofer M. Chiral separations by capillary electromigration techniques in nonaqueous media. I. Enantioselective nonaqueous capillary electrophoresis. // J. Chromatogr. A. 2005. V.1068. P.3-30.

22. Rizzi A. Fundamental aspects of chiral separations by capillary electrophoresis. // Electrophoresis. 2001. V.22. P.3079-3106.

23. Dixit S., Park J.H. Application of antibiotics as chiral selectors for capillary electrophoretic enantioseparation of pharmaceuticals: a review. // Biomed. Chromatogr. 2013. V.DOI 10.1002/bmc.2950.

24. Ali I., Sanagi M.M., Aboul-Enein H.Y. Advances in chiral separations by nonaqueous capillary electrophoresis in pharmaceutical and biomedical analysis. // Electrophoresis. 2013. V.00. P.l-11.

25. Porras S.P., Riekkola M.-L., Kenndler E. The principles of migration and dispersion in capillary zone electrophoresis in nonaqueous solvents. // Electrophoresis. 2003. V.24. P.1485-1498.

26. Ren X., Huang A., Wang T., Sun Y., Sun Z. Enantiomeric separation of three chiral drugs by nonaqueous capillary electrophoresis with triethylamine as additive. // Chromatographia. 1999. V.50. P.625-628.

27. Bjornsdottir I., Hansen S., Terabe S. Chiral separation in non-aqueous media by capillary electrophoresis using the ion-pair principle. // J. Chromatogr. A. 1996. V.745. P.37-44.

28. Carlsson Y, Hedeland M., Bondesson U., Pettersson C. Non-aqueous capillary electrophoretic separation of enantiomeric amines with (2)-2,3:4,6-di-0-isopropylidene-2-keto-L-gulonic acid as chiral counter ion. // J. Chromatogr. A. 2001. V.922. P.303-311.

29. Hedeland Y., Hedeland M., Bondesson U., Petterson C. Chiral separation of amines with N-benzoxycarbonylglycyl-L-proline as selector in non-aqueous capillary electrophoresis using methanol and 1,2-dichloroethane in the background electrolyte. // J. Chromatogr. A. 2003. V.984. P.261-271.

30. Czerwenka C., Lammerhofer M., Lindner W. Electrolyte and additive effects on enantiomer separation of peptides by nonaqueous ion-pair capillary electrophoresis using tert.-butylcarbamoylquinine as chiral counterion. // Electrophoresis. 2002. V.23. P.1887-1899.

31. Wang F., Khaledi M.G. Enantiomeric separations by nonaqueous capillary electrophoresis. // J. Chromatogr. A. 2000. V.875. P. 293

32. Bowser M.T., Kranack A.R., Chen D.D.Y. Analyte-additive interactions in nonaqueous capillary electrophoresis: a critical review. // Trends in Anal. Chem. 1998. V.17. P. 431

33. Valko I.E., Siren H., Riekkola M.-L. Chiral separation of dansyl-amino acids in a nonaqueous medium by capillary electrophoresis. // J. Chromatogr. A. 1996. V.737. P.263-273.

34. Wang F., Khaledi M.G. Chiral separations by nonaqueous capillary electrophoresis. // Anal. Chem. 1996. V.68. P.3460-3467.

35. Sarmini K, Kenndler E. Ionization constants of weak acids and bases in organic solvents. // J. Biochem. Biophys. Methods. 1999. V.38. P. 123-137.

36. Porras S.P., Kenndler E. Capillary zone electrophoresis in non-aqueous solutions: pH of the background electrolyte. // J. Chromatogr. A. 2004. V.1037. P .455-465.

37. Porras S.P., Jussila M., Sinervo K, Riekkola M.-L. Alcohols and wide bore capillaries in nonaqueous capillary electrophoresis. // Electrophoresis. 1999. V.20. P.2510-2518.

38. Cherkaoui S., Bekkouche K, Christen P., Veuthey J.-L. Non-aqueous capillary electrophoresis with diode array and electrospray mass spectrometric detection for the analysis of selected steroidal alkaloids in plant extracts. // J. Chromatogr. A. 2001. V.922. P.321-328.

39. Zhu W., Vigh G. Enantiomer separations by nonaqueous capillary electrophoresis using octakis(2,3-diacetyl-6-sulfato)-y-cyclodextrin. // J. Chromatogr. A. 2000. V.892. P.499-507.

40. Vuorensola K, Siren H., Risto Kostiainen R., Kotiaho T. Analysis of catecholamines by capillary electrophoresis and capillary electrophoresis-nanospray mass spectrometry. Use of aqueous and non-aqueous solutions compared with physical parameters. // J. Chromatogr. A. 2002. V.979. P. 179-189.

41. Lammerhofer M„ Zarbl E., Lindner W., Simov B.P., Hammerschmidt F. Simultaneous separation of the stereoisomers of l-amino-2-hydroxy and 2-amino-l-hydroxypropane phosphonic acids by stereoselective capillary electrophoresis employing a quinine carbamate type chiral selector. //Electrophoresis. 2001. V.22. P.l 182-1187.

42. Piette V., Fillet M., Lindner W., Crommen J. Non-aqueous capillary electrophoretic enantioseparation of N-derivatized amino acids using cinchona alkaloids and derivativesas chiral counter-ions. // J. Chromatogr. A. 2000. V.875. P.353-360.

43. Matysik F.-M. Special aspects of detection methodology in nonaqueous capillary electrophoresis. //Electrophoresis. 2002. V.23. P.400-407.

44. Scriba G.KE. Nonaqueous capillary electrophoresis-mass spectrometry. // J. Chromatogr. A. 2007. V.l 159. P.28-41.

45. Servais A.-C., Fillet M., Mol R., Somsen G.W., Chiap P., de Jong G.J., Crommen J. On-line coupling of cyclodextrin mediated nonaqueous capillary electrophoresis to mass spectrometry for the determination of salbutamol enantiomers in urine. // J. Pharm. Biomed. Anal. 2006. V.40. P.752-757.

46. Amini A., Paulsen-Sorman U., Westerlund D. Principle and applications of the partial filling technique in capillary electrophoresis. // Chromatographia. 1999. V.50. P.497-506.

47. Ward T.J., Dann III C., Brown A.P. Separation of enantiomers using vancomycin in a countercurrent process by supression of electrosmosis. // Chirality. 1996. V.8. P.77-83.

48. Jansson M., Roeraade J. N-Methylformamide as a separation medium in capillary electrophoresis. // Chromatographia. 1995. V.40. P.163-169.

49. Ward V.L., Khaledi M.G. Nonaqueous capillary electrophoresis with laser induced fluorescence detection. // J. Chromatogr. B. 1998. V.718. P.15-22.

50. Tjornelund J., Hansen S. Use of metal complexation in non-aqueous capillary electrophoresis systems for the separation and improved detection of tetracyclines. // J. Chromatogr. A. 1997. V.779. P.235-243.

51. Teng H., Yuan B.-Q., You T.-Y. Recent advances in application of nonaqueous capillary electrophoresis. // Chin J Anal Chem. 2010. V.38. P.1670-1677.

52. Lin C.-H., Chung Y.-L., Chen Y.-H. Development of a capillary electrophoresis-77 K luminescence detection system for online spectral identification. // Analyst. 2001. V.126. P.302-305.

53. Stalcup A.M., Gahm K.H. Quinine as a chiral additive in nonaqueous capillary zone electrophoresis. //J. Microcol. Sep. 1996. V.8. P.145-150.

54. Ward T.J., Dann III C., Blaylock A. Enantiomeric resolution using the macrocyclic antibiotics rifamycin B and rifamycin SV as chiral selectors in capillary electrophoresis. // J. Chromatogr. A. 1995. V.715. P.337-344.

55. Armstrong D.W., Rundlett K.L., Reid III G.L. Use of a macrocyclic antibiotic, rifamycin B, and indirect detection for the resolution of racemic amino alcohols by CE. // Anal. Chem. 1994. V.66. P.1690-1695.

56. Servais A.C., Fillet M., Abushoffa A.M., Hubert P., Crommen J. Synergistic effects of ion-pairing in the enantiomeric separation of basic compounds with cyclodextrin

derivatives in nonaqueous capillary electrophoresis. // Electrophoresis. 2003. V.24. P.363-369.

57. Servais A.-C., Fillet M., Chiap P., Dewe, W, Hubert P., Crommen J. Enantiomeric separation of basic compounds using heptakis(2,3-di-0-methyl-6-0-sulfo)-P-cyclodextrin in combination with potassium camphorsulfonate in nonaqueous capillary electrophoresis: Optimization by means of an experimental design. // 2004. V.25. P.2701-2710.

58. WangF., Khaledi M.G. Non-aqueous capillary electrophoresis chiral separations with sulfated p-cyclodextrin. //J. Chromatogr. B. 1999. V.731. P. 187-197.

59. Wang F., Khaledi M.G. Nonaqueous capillary electrophoresis chiral separations with quaternary ammonium p-cyclodextrin. // J. Chromatogr. A. 1998. V.817. P.121-128.

60. Rekharsky M. V., Inoue Y. Complexation thermodynamics of cyclodextrins. // Chem. Rev. 1998. V.98. P.1875-1917.

61. Armstrong D.W., Chang L.W., Chang S.C., Wang X., Ibrahim H., Reid G.R., Beesley T.E. Comparison of the enantioselectivity of P-cyclodextrin vs. heptakis-2,3-0-dimethyl- p -cyclodextrin LC stationary. // J. Liq. Chrom. 1997. P.3279-3295.

62. Valko I.E., Siren H., Riekkola M.-L. Chiral separation of dansyl amino acids by capillary electrophoresis: comparison of formamide and N-methylformamide as background electrolytes. // Chromatographia. 1996. V.43. P.242-246.

63. Valko I.E., Siren H., Riekkola M.-L. Determination of association constants of dansyl-amino acids and p-cyclodextrin in N-methylformamide by capillary electrophoresis. // Electrophoresis. 1997. V.18. P.919-923.

64. Huang Y.-S., Tsai C.-C., Liu J.-T., Lin C.-H. Comparison of the use of aqueous and nonaqueous buffers in association with cyclodextrin for the chiral separation of 3,4-methylenedioxymethamphetamine and related compounds. // Electrophoresis. 2005. V.26. P. 3909

65. Karbaum A., Jira T. Chiral separations of 1,3,4-thia- and 1,3,4-selenadiazine derivatives by use of non-aqueous capillary electrophoresis. // J. Biochem. Biophys. Methods. 2001. P. 155-162.

66. Eder K, Sinner F., Mupa M., Huber C.G., Buchmeiser M.R. Evaluation of nonbornene-P-cyclodextrin - based monomers and oligomers as chiral selector by

means of nonaqueous capillary electrophoresis. // Electrophoresis. 2001. V.22. P.109-116.

67. Riekkola M.-L., Jussila M., Porras S.P., Valko I.E. Non-aqueous capillary electrophoresis. // J. Chromatogr. A. 2000. V.892. P. 155-170.

68. Cai H., Vigh G. Capillary electrophoretic separation of weak base enantiomers using the single-isomer heptakis-(2,3-dimethyl-6-sulfato)-P-cyclodextrin as resolving agent and methanol as background electrolyte solvent. // J. Pharm. Biomed. Anal. 1998. V.18. P.615-621.

69. Tacker M., Gluckoskiy P., Cai H., Vigh G. Nonaqueous capillary electrophoresis separation of basic enantiomers using heptakis(2,3-dimethyl-6-sulfato)-p-cyclodextrin. // Electrophoresis. 1999. V.20. P.2794-2798.

70. Olsson J., Stegander F., Marlin N., Wan H., Blomberg L.G. Enantiomeric separation of omeprazole and its metabolite 5-hydroxyomeprazole using non-aqueous capillary electrophoresis. // J. Chromatogr. A. 2006. V.l 129. P.291-295.

71. Vincent J. B., Vigh G. Nonaqueous capillary electrophoretic separation of enantiomers using the single-isomer heptakis(2,3-diacetyl-6-sulfato)-p-cyclodextrin as chiral resolving agent. // J. Chromatogr. A. 1998. V.816. P.233-241.

72. Servais A.-C., Chiap P., Hubert P., Crommen J., Fillet M. Determination of salbutamol enantiomers in human urine using heptakis(2,3-di-0-acetyl-6-0-sulfo)-p-cyclodextrin in nonaqueous capillary electrophoresis. // Electrophoresis. 2004. V.25. P.1632-1640.

73. Sanchez-Vindas S., Vigh G. Non-aqueous capillary electrophoretic enantiomer separations using the tetrabutylammonium salt of heptakis(2,3-0-diacetyl-6-0-sulfo)-cyclomaltoheptaose, a single-isomer sulfated (3-cyclodextrin highly-soluble in organic solvents. //J. Chromatogr. A. 2005. V. 1068. P. 151-158.

74. Zhu W., Vigh G. Experimental verification of a predicted, hitherto unseen separation selectivity pattern in the nonaqueous capillary electrophoresis separation of weak base enantiomers by octakis (2,3-diacetyl-6-sulfato)-y-cyclodextrin. // Electrophoresis. 2000. V.21. P.2016-2024.

75. Busby M.B., Maldonado O., Vigh G. Nonaqueous capillary electrophoretic separation of basic enantiomers using octakis(2,3-0-dimethyl-6-0-sulfo)-y-cyclodextrin, a new, single-isomer chiral resolving agent. // Electrophoresis. 2002. V.23. P.456-461.

76. Fradi I., Servais A.-C., Pedrini M., Chiap P., Ivanyi R., Crommen J., Fillet M. Enantiomeric separation of acidic compounds using single-isomer amino cyclodextrin derivatives in nonaqueous capillary electrophoresis. // Electrophoresis. 2006. V.27. P.3434-3442.

77. Mol R., de Jong G.J., Somsen G.W. Coupling of non-aqueous electrokinetic chromatography using cationic cyclodextrins with electrospray ionization mass spectrometry. // Mass Spectrom. 2008. V.22. P.790-796.

78. Loden H., Hedeland Y., Hedeland M., Bondesson U., Petterson C. Development of a chiral non-aqueous capillary electrophoretic system using the partial filling technique with UV and mass spectrometric detection. // J. Chromatogr. A. 2003. V.986. P. 143152.

79. Zarbl E., Lammerhofer M., Franco P., Petracs M., Lindner W. Development of stereoselective nonaqueous capillary electrophoresis system for the resolution of cationic and amphoteric analytes. // Electrophoresis. 2001. V.22. P.3297-3307.

80. Wang L.-J., Yang J., Yang G.-L., -G. C.X. In situ synthesis of twelve dialkyltartrate-boric acid complexes and two polyols-boric acid complexes and their applications as chiral ion-pair selectors in nonaqueous capillary electrophoresis. // J. Chromatogr. A. 2012. V.1248. P.182-187.

81. Piette V., Lammerhofer M., Lindner W.C., J. Enantiomeric Separation of N-Protected Amino Acids by Non-Aqueous Capillary Electrophoresis Using Quinine or tert-Butyl Carbamoylated Quinine as Chiral Additive. // Chirality. 1999. V.l 1. P.622-630.

82. Piette V., Fillet M., Lindner W, Crommen J. Enantiomeric separation of amino acid derivatives by non-aqueous capillary electrophoresis using quinine and related compounds as chiral additives. // Biomed. Chromatogr. 2000. V.14. P. 19-21.

83. Piette V., Lindner W., Crommen J. Enantioseparation of anionic analytes by nonaqueous capillary electrophoresis using quinine and quinidine derivatives as chiralcounter-ions. // J. Chromatogr. A. 2000. V.894. P.63-71.

84. Lammerhofer M., Zarbl E., Lindner W tert.-Butylcarbamoylquinine as chiral ion-pair agent in non-aqueous enantioselective capillary electrophoresis applying the partial filling technique. // J. Chromatogr. A. 2000. V.892. P.509-521.

85. Hammerschmidt F., Lindner W., Wuggening E., Zarbl E. Enzymes in organic chemistry. Part 10:1 Chemo-enzymatic synthesis of 1-phosphaserine and

1-phosphaisoserine and enantioseparation of amino-hydroxyethylphosphonic acids by non-aqueous capillary electrophoresis with quinine carbamate as chiral ion pair. // Tetrahedron: Asymmetry. 2000. V.ll. P.2955-2964.

86. Piette V., Lindner W., Crommen J. Enantiomeric separation of N-protected amino acids by non-aqueous capillary electrophoresis with dimeric forms of quinine and quinidine derivatives serving as chiral selectors. // J. Chromatogr. A. 2002. V.948. P.295-302.

87. Franco P., Klaus M.P., Minguillon C., Lindner W. Evaluation of the contribution to enantioselectivity of quinine and quinidine scaffolds in chemically and physically mixed chiral selectors. // Chirality. 2001. V. 13. P. 177-186.

88. Lammerhofer M., Zarbl E., Piette V., Crommen J., Lindner W. Evaluation of enantioselective nonaqueous ion-pair capillary electrophoresis as screening assay in the development of new ion exchange type chiral stationary phases. // J. Sep. Sci. 2001. V.24. P.706-716.

89. Piette V., Lammerhofer M., Lindner W., Crommen J. Enantiomer separation of N-protected amino acids by non-aqueous capillary electrophoresis and high-performance liquid chromatography with tert.-butyl carbamoylated quinine in either the background electrolyte or the stationary phase. // J. Chromatogr. A. 2003. V.987. P.421-427.

90. Hedeland Y., Haglof J., Beronius P., Pettersson C. Effect of alkali metal hydroxides on the enantioseparation of amines using di-O-isopropylidene-keto-L-gulonic acid as the selector in NACE. // Electrophoresis. 2006. V.27. P.4469-4479.

91. Hedeland Y., Lehtinen J., Petterson C. Ketopinic acid and diisoproylideneketogulonic acid as chiral ion-pair selectors in capillary electrophoresis. Enantiomeric impurity analysis of S-timolol and lR,2S-ephedrine. // 2007. V.l 141. P.287-294.

92. Armstrong D.W., Rundlett K.L., Chen J.-R. Evaluation of the macrocyclic antibiotic vancomycin as a chiral selector for capillary electrophoresis. // Chirality. 1994. V.6. P.496-504.

93. Armstrong D.W., Tang Y., Chen S., Zhou Y, Bagwill C., Chen J.-R. Macrocyclic antibiotics as a new class of chiral selectors for liquid chromatography. // Anal. Chem. 1994. V.66. P.1473-1484.

94. Ekborg-Ott K.H., Zientara G.A., Schneiderheinze J.M., Gahm K, Armstrong D. W. Avoparcin, a new macrocyelie antibiotic chiral run buffer additive for capillary electrophoresis. //Electrophoresis. 1999. V.20. P.2438-2457.

95. Armstrong D.W., Gasper M.P., Rundlett K. .L. Highly enantioselective capillary electrophoretic separations with dilute solutions of the macrocyclic antibiotic ristocetin A. // J. Chromatogr. A. 1995. V.689. P.285-304.

96. Sharp V.S., Risley D.S., McCarthy A., Huff B.E., Strege M.A. Evaluation of a new macrocyclic antibiotic as a chiral selector for use in capillary electrophoresis. // J. Liq. Chrom. & Rel. Technol. 1997. V.20. P.887-898.

97. Rundlett K.L., Gasper M.P., Zhou E.Y., Armstrong D.W. Capillary electrophoretic enantiomeric separations using the glycopeptide antibiotic, teicoplanin. // Chirality. 1996. V.8. P.88-107.

98. Du Y., Chen B. Evaluation of the enantioseparation capability of the novel chiral selector clindamycin phosphate towards basic drugs by micellar electrokinetic chromatography. // J. Chromatogr. A. 2010. V.1217. P.1806-1812.

99. Chen B., Du Y., Li P. Investigation of enantiomeric separation of basic drugs by capillary electrophoresis using clindamycin phosphate as a novel chiral selector. // Electrophoresis. 2009. V.30. P.2747-2754.

100. Wu J., Liu P., Wang L., Tian H., Wang Q., Zhang S. Synthesis and application of clindamycin succinate as a novel chiral selector for capillary electrophoresis. // J. Sep. Sci. 2011. V.34. P.2455-2462.

101. Nishi H., Nakamura K., Nakai H., Sato T. Enantiomer separation by capillary electrophoresis using DEAE-dextran and aminoglycosidic antibiotics. // Chromatographia. 1996. V.43. P.426-430.

102. Hou J.G., He T.X., Han X.Q., Du X.Z., Mao X.F., Deng H.L., Gao J.Z. Chiral separation of erythromycin as a new chiral selector on CE. // Chin. Chem. Lett. 2003. V.14. P.280-282.

103. Yu T., Du Y., Chen B. Evaluation of clarithromycin lactobionate as a novel chiral selector for enantiomeric separation of basic drugs in capillary electrophoresis. // Electrophoresis. 2011. V.32. P. 1898-1905.

104. Kumar A., Park J. Azithromycin as a new chiral selector in capillary electrophoresis. // J. Chromatogr. A. 2011. P.1314-1317.

105. Maier V., Ranc V., Svidrnoch M., Petr J., Sevcik J., Tesarova E., Armstrong D.W. Study on the use of boromyein as a chiral selector in capillary electrophoresis. // J. Chromatogr. A. 2012. P.128-132.

106. Chen B., Du Y., Wang H. Study on enantiomeric separation of basic drugs by NACE in methanol-based medium using erythromycin lactobionate as a chiral selector. // Electrophoresis. 2010. V.31. P.371-377.

107. Hou J.G., He T.-X., Mao X.-F., Du X.-Z., Deng H.-L., Gao J.-Z. Enantiomeric separation using erythromycin as a new capillary zone electrophoresis chiral selector. // Analytical Letters. 2003. V.36. P. 1437-1449.

108. Armstrong D.W., Rundlett K. .L. CE Resolution of neutral and anionic racemates with glycopeptide antibiotics and micelles. // J. Liq. Chrom. 1995. V.18. P.3659-3674.

109. Wang Z., Mu C, Kang J., Hu Z. Separation and determination of stereoisomeric impurity of folinic acid diastereomers by CE with vancomycin as a selector. // Chromatographia. 2012. P.1211-1215.

110. Xu G., Du Y., Chen B., Chen J. Investigation of the enantioseparation of basic drugs with erytromycin lactobionate as a chiral selector in CE. // Chromatographia. 2010. V.72. P.289-295.

111. Mori Y., Ueno K., Umeda T. Enantiomeric separations of primary amino compounds by nonaqueous capillary zone electrophoresis with a chiral crown ether. // J. Chromatogr. A. 1997. V.757. P.328-332.

112. Karbaum A., Jira T. Chiral separation of unmodified amino acids with non-aqueous capillary electrophoresis based on the ligand-exchange principle. // J. Chromatogr. A. 2000. V.874. P.285-292.

113. Kostareva M.G., Fedorova A.N. Borate complexes of erythromycin. // Khimiko-Farmatsevticheskii Zhurnal. 1968. V.2. P.46-49.

114. Fang N., Zhang H., Li H.-W., Yeung E.S. Mobility-based wall adsorption isotherms for comparing capillary electrophoresis with single-molecule observations. // Anal. Chem. 2007. V.79. P.6047-6054.

115. Rundlett K.L., Armstrong D.W. Methods for the estimation of binding constants by capillary electrophoresis. // Electrophoresis. 1997. V.18. P.2194-2202.

116. Berdnikova T.F., Shashkov A.S., Katrukha G.S., Lapchinskaya O.A., Yurkevicha N. V., Grachev A.A., Nifant'ev N.E. The structure of antibiotic eremomycin B. // Rus. J. Bioorg. Chem. 2009. V.53. P.497-503.

117. Prokhorova A.F., Larin V.A., Mikhalyuk A.N., Staroverov S.M., Shapovalova E.N., Shpigun O.A. Enantioseparation of organic acids of pharmaceutical interest using eremomycin as a chiral selector. // Electrophoresis. 2011. V.32. P.2663-2668.

118. Prokhorova A.F., Kuznetsov M.A., Shapovalova E.N., Staroverov S.M., Shpigun O.A. Enantioseparations of aromatic carboxylic acid by capillary electrophoresis using eremomycin as a chiral selector in a chitosan-modified capillary. // Procedía Chemistry. 2010. V.2. P.8-13.

119. Prokhorova A.F., Shapovalova E.N., Shpak A. V., Staroverov S.M., Shpigun O.A. Enantiorecognition of profens by capillary electrophoresis using a novel chiral selector eremomycin. // J. Chromatogr. A. 2009. V.1216. P.3674-3677.

120. Terespolsky S.A., Kanfer I. Stability of erythromycin and some of its esters in methanol and acetonitrile. // International Journal of Pharmaceutics. 1995. V.115. P.123-128.

121. Jerry M., Zuckerman M.D. Macrolides and ketolides: azithromycin, clarithromycin, telithromycin. // Infect Dis Clin N Am. 2004. V.18. P.621-649.

122. Weinberger R. Practical Capillary Electrophoresis, Academic Press 2000.

123. Nair U.B., Chang S.S.C., Armstrong D.W., Rawjee Y.Y., Eggleston D.S., McArdleJ.V. Elucidation of vancomycin's enantioselective binding site using its copper complex. // Chirality. 1996. V.8. P.590-595.

124. Desiderio C., Fanali S. Chiral analysis by capillary electrophoresis using antibiotics

as chiral selector. //J. Chromatogr. A. 1998. V.807. P.37-56.