Нарушение механизмов репарации повреждений ДНК в формировании химиочувствительности злокачественных новообразований тема диссертации и автореферата по ВАК РФ 14.03.03, кандидат наук Рамазанов, Булат Рашитович

• Рамазанов, Булат Рашитович
• кандидат наук
• 2014

Оглавление диссертации кандидат наук Рамазанов, Булат Рашитович

ОГЛАВЛЕНИЕ

ВВЕДЕНИЕ

ГЛАВА 1. СОВРЕМЕННЫЕ ПРЕДСТАВЛЕНИЯ О МЕХАНИЗМАХ РЕПАРАЦИИ ПОВРЕЖДЕНИЙ ДНК (ОБЗОР ЛИТЕРАТУРЫ)

1.1 Система репарации ДНК в клетках эукариот

1.1.1 Сигнальные механизмы при двунитевых разрывах ДНК

1.1.2 Механизмы репарации двунитевых разрывов ДНК

1.1.2.1 Репарация двунитевых разрывов по механизму негомологичного соединения концов ДНК

1.1.2.2 Репарация двунитевых разрывов по механизму гомологичной

рекомбинации

1.1.3. Клинические синдромы, обусловленные дефектами репарации повреждений ДНК

1.2 Роль поли(АДФ-рибоза)полимеразы в механизмах репарации повреждений

ДНК

1.2.1 Структура и ферментативная активность поли(АДФ-рибоза)полимеразы

1.2.1 Поли(АДФ-рибоза)полимераза вовлечена в процессы репарации различных по природе повреждений ДНК

1.3 Роль белка РМЬ в механизмах репарации повреждений ДНК

1.3.2 Ядерные тельца белка РМЬ - активные макромолекулярные структуры, опосредующие его функциональную активность

1.3.2.1 Ядерные тельца белка РМЬ принимают участие в процессах программированной клеточной гибели

1.3.2.2 Ядерные тельца белка РМЬ и механизмы репарации повреждений ДНК

1.3.4 Механизмы снижения экспрерсии белка РМЬ в клетках

ГЛАВА 2. МАТЕРИАЛЫ И МЕТОДЫ ИССЛЕДОВАНИЯ

2.1. Характеристика объекта и предмета исследования

2.2. Хранение, культивирование и пассирование клеточных культур линий В1,13-2 ОБ

2.3. Нокдаун белков РМЬ и РАЯР в клетках линий В1 и и-2 08 методом РНК-

интерференции

2.3.1. Трансфекция короких интерфирирующих РНК (киРНК)

1.4. Индукция повреждений ДНК (генотоксический стресс ) в клетках линий В.Г и и-2 ОБ с помощью химиопрепаратов

1.5. Анализ экспрессии белков методом иммуноблотинга (Вестерн блоттинг)

2.5.1. Подготовка лизатов

2.5.2. Приготовление полиакриламидного геля

2.5.3. Электрофорез белков в полиакриламидном геле

2.5.4. Перенос белков на нитроцеллюлозную мембрану (Трансфер)

2.5.5. Блокирование и окрашивание нитроцеллюлозной мембраны

2.5.6. Анализ экспрессии белков методом хемилюминесцентной детекции

2.6 Исследование экспресии белков методом иммунофлуоресцентной микроскопии

2.7. Исследование накопления (3-галактозидазы в клетках с помощью окраски реагентом Х^а1

2.7.1. Приготовление растворов для окрашивания

2.7.2. Протокол окрашивания клеток

2.8. Оценка жизнеспособности клеток с помощью МТБ-теста

2.7.1. Приготовление рабочих растворов для МТБ-теста

2.8.2. Культивирование клеток для МТБ-теста и интерпретация результатов

2.9 Статистическая обработка полученных результатов

ГЛАВА 3. РЕЗУЛЬТАТЫ ИССЛЕДОВАНИЙ

3.1 Нокдаун белков РМЬ и РАЯР-1 короткими интерферирующими РНК (киРНК)

3.2 Изучение активности поли (АДФ-рибоза)-полимеразы в условиях нокдауна белка РМЬ

3.3 .Исследование роли белков РМЬ и РАЕР в процессах репарации повреждений ДНК

3.4 Исследование жизнеспособности нормальных и опухолевых клеток в условиях

генотоксического стресса и нокдауна белков РАКР и РМЬ

ГЛАВА 4. ОБСУЖДЕНИЕ ПОЛУЧЕННЫХ РЕЗУЛЬТАТОВ

ВЫВОДЫ

ЗАКЛЮЧЕНИЕ

ПРАКТИЧЕСКИЕ РЕКОМЕНДАЦИИ

СПИСОК СОКРАЩЕНИЙ

СПИСОК ЛИТЕРАТУРЫ

СПИСОК ИЛЛЮСТРАТИВНОГО МАТЕРИАЛА

Введение диссертации (часть автореферата) на тему «Нарушение механизмов репарации повреждений ДНК в формировании химиочувствительности злокачественных новообразований»

ВВЕДЕНИЕ

Актуальность темы

Химио- и радиорезистентность злокачественных новообразований на проводимую терапию остается одной из наиболее актуальных проблем современной клинической и экспериментальной онкологии. Особое место в этой проблеме занимает не только изначально существующая резистентность опухолевых клеток, но также их способность приобретать устойчивость к противоопухолевым агентам в процессе лечения [1]. Во многом, это обусловлено тем фактом, что опухолевые клетки способны «переживать» повреждения ДНК (т.е. генотоксический стресс), возникающие в результате воздействия химиопрепаратов и/или лучевой терапии [229]. Это достигается в результате запуска в опухолевых клетках различных механизмов репарации поврежденных участков ДНК, в частности, за счет активации процессов гомологичной и негомологичной рекомбинации ДНК [102,115,180]. Результатом этого является повышение выживаемости опухолевых клеток, что клинически проявляется неуклонным ростом опухолевой массы и клиническим прогрессированием заболевания, несмотря на проводимую химио- и радиотерапию. Осложняет положение и генетическая нестабильность опухолевых клеток, которые, имея высокий уровень спонтанных мутаций, легко подвергаются мутагенному воздействию химиопрепаратов и продуктов их метаболизма [137]. Это в значительной мере усиливает гетерогенность опухолевой популяции, способствует генерации еще большего числа резистентных к химиотерапии опухолевых клеток, усиливает их способность к метастазированию и возникновению рецидивов на фоне продолжающейся химиотерапии [218].

В сложившейся ситуации продолжение проведения химио- и радиотерапии не только не способствует улучшению состояния больных злокачественными новообразованиями, но и приводит к развитию побочных эффектов,

обусловленных выраженными цитотоксическими свойствами большинства современных химиопрепаратов.

В настоящее время широкое распространение получил «персонализированный подход» терапии многих заболеваний, в том числе и злокачественных новообразований, который базируется на особенностях возникновения и патогенеза заболевания отдельно взятого организма или небольшой группы. Это позволяет подобрать наиболее эффективную терапию Пациенту с конкретным новообразованием, основываясь на генетическом анализе опухоли и уровне экспрессии «особых» белков. Одним из перспективных направлений в обеспечении повышения эффективности нехирургических методов лечения онкологических больных является разработка методов оценки и повышения чувствительности опухолевых клеток к проводимой химиотерапии, которые базируются на использовании дефектов в системе репарации повреждений ДНК для достижения наиболее результативного противоопухолевого эффекта.

Установлено, что дефекты в системе гомологичной рекомбинации ДНК с одной стороны являются предрасполагающим фактором в возникновении злокачественных новообразований. С другой стороны, онкологические больные, имеющие таковые дефекты, являются наиболее восприимчивыми к воздействию определенных групп цитотоксических препаратов по причине существующих дефектов в системе репарации повреждений ДНК в опухолевых клетках, возникающих в результате проведения химиотерапии. Данный феномен нашел отражение в концепции «синтетической летальности», согласно которой наличие мутации в одном из двух «летальных» генов никак не отражается на жизнедеятельности клеток, однако мутации в обоих «летальных» генах приводят к гибели этих клеток [118]. В соответствии с данной концепцией, химиопрепараты, разработанные по данному принципу, должны вызывать гибель исключительно раковых клеток, имеющие мутации в таковых «летальных генах».

Наиболее перспективным примером использования данной концепции в терапии злокачественных новообразований является монотерапия препаратами

ингибиторами РАКР (поли(АДФ-рибоза)-полимеразы) пациентов с мутациями генов ВЯСА-1 и В11СА-2. Данная группа имеет высокую чувствительность к ингибиторам РАИ* за счет подавления процессов гомологичной рекомбинации повреждений ДНК [27, 79].

Дальнейшие исследования показали, что дефекты в системе гомологичной рекомбинации встречаются гораздо чаще и обнаруживаются у больных злокачественными новообразованиями [250].

Особое внимание следует уделить белкам-онкосупрессорам, которые участвуют в процессах гомологичной рекомбинации. Так, белок РМЬ является одним из многофункциональных белков ядра, принимающим участие в транскрипции генов, противовирусном ответе, онкогенезе, клеточном старении, регуляции апоптоза и репарации ДНК [16].

Исследования, проведенные ранее, демонстрируют, что РМЬ взаимодействует со многими факторам вовлеченными в репарацию ДНР по механизму гомологичной рекомбинации, в том числе и ЯА051 [19]. Таким образом, изучение взаимосвязи вышеперечисленных белков и их роли в репарации ДНК, а также формировании химиочувствительности опухолевых клеток, является актуальным и перспективным направлением в фундаментальной онкологии.

Все вышеизложенное явилось основанием для проведения настоящего исследования по изучению роли белков РМЬ и РАКР в процессах репарации повреждений ДНК.

Цель исследования

Изучить роль белков РАЛР и РМЬ в механизмах репарации повреждений ДНК в условиях генотоксического стресса, вызываемого химиопрепаратами.

В соответствии с целью данной работы определены следующие задачи:

1. Произвести нокдаун белков РМЬ и РА ИР методом РНК-интерференции и оценить жизнеспособность клеток на фоне «выключения» экспрессии вышеназванных белков.

2. Исследовать взаимосвязь между экспрессией белка РМЬ и активностью поли (АДФ-рибоза)-полимераз (РАЯР) в физиологических условиях, а также в условиях генотоксического стресса, вызываемого химиопрепаратами.

3. Охарактеризовать роль белков РМЬ и РАЯР в репарации повреждений ДНК, а также жизнеспособность нормальных и опухолевых клеток в условиях генотоксического стресса.

4. Изучить способность белка РМЬ регулировать процессы клеточного старения в ответ на генотоксический стресс, индуцированный химиопрепаратами.

Методы исследования

В работе использовался ряд современных методов патофизиологии, биохимии и молекулярной биологии: культивирование клеточных линий, иммуноблоттинг, иммунофлуоресцентный метод, фотоколориметрический метод, методы световой и иммунофлюоресцентной микроскопии.

Научная новизна исследования:

В рамках проведенной диссертационной работы впервые получены данные о повышении активности поли(АДФ-рибоза)-полимераз (РАКР) в условиях генотоксического стресса и нокдауна белка РМЬ. Полученные данные о нарушениях процессов репарации некоторых типов повреждений ДНК, а именно, ее двунитевых разрывов, в условиях сочетанного нокдауна белков РАЛР и РМЬ, также получены впервые. Представленные в настоящей работе данные раскрывают новые молекулярные механизмы репарации двунитевых разрывов ДНК в опухолевых клетках и открывают перспективы для повышения чувствительности опухолевых клеток к воздействию генотоксических факторов, а

именно, химиопрепаратов. Полученные данные дополняют современные представления о молекулярных механизмах феномена "синтетической летальности" и подтверждают координирующую роль белка РМЬ в репарации ДЫР ДНК по механизму гомологичной рекомбинации. В настоящее работе впервые была проведена комплексная оценка жизнеспособности нормальных и опухолевых клеток на фоне единичного и комбинированного нокдауна вышеназванных белков, как в физиологических условиях, так и на фоне генотоксического стресса, индуцированного химиопрепаратами. Получены новые данные, свидетельствующие о координирующей роли белка РМЬ в механизмах старения опухолевых клеток на фоне генотоксического стресса, вызываемого химиопрепаратами. Было также показано, что РМЬ-опосредованное развитие данного процесса является исключительно специфичным для опухолевых клеток.

Теоретическая и практическая значимость

Результаты проведенного исследования позволяют углубить современные представления о роли белков РМЬ и РА ИР в механизмах репарации повреждений ДНК. В работе показано, что белок РМЬ является одним из ключевых для реализации механизма репарации двунитевых разрывов ДНК.

Экспериментальные данные свидетельствуют, что активность РАИР в клетках с нокдауном белка РМЬ повышается в условиях повреждения ДНК, вызванного генотоксическими агентами. Полученные результаты имеют большое научно-практическое значение как с точки зрения понимания молекулярных механизмов репарации повреждений ДНК, вызываемых химиопрепаратами, так и с точки зрения перспектив разработки и новых стратегий терапии злокачественных новообразований (в частности, для использования химиопрепаратов - ингибиторов РАШ5).

Методика проведения сочетанного нокдауна белков РМЬ и РАЛР-1 в дальнейшем может быть использована для изучения механизма «синтетической летальности» и сенсибилизации опухолевых клеток к химиопрепаратам.

Материалы диссертации могут быть использованы патофизиологами, биохимиками: а) в учебном процессе для преподавания раздела «Патогенез опухолевого роста», «Химия белков и нуклеиновых кислот»; б) в научной работе - для дальнейшего изучения механизмов репарации повреждений ДНК.

Основные положения диссертации, выносимые на защиту:

1. Белки PML и PARP-1 вовлечены в процессы репарации повреждений ДНК, а их «выключение» повышает чувствительность клеток к генотоксическим факторам, вызывающим двунитевые разрывы ДНК.

2. Белок PML регулирует процессы клеточного старения при генотоксическом стрессе, вызываемом химиопрепаратами.

Личный вклад соискателя

При непосредственном участии автора была выбрана тема, составлена программа, определены этапы диссертационной работы, проведен анализ научной литературы по изучаемой проблеме. Автором выполнены экспериментальные исследования на всех этапах диссертационной работы, которые проводились в лаборатории кафедры патофизиологии ГБОУ ВПО Казанский ГМУ Минздрава России (заведующий кафедрой, д.м.н., профессор Бойчук C.B.). Автором проведена статистическая обработка, группировка, анализ результатов, интерпретированы полученные данные. Формулирование выводов, рекомендаций, положений, выносимых на защиту, происходило при непосредственном участии автора работы.

Связь работы с базовыми научными программами.

Эксперименты, выполненные в рамках настоящей диссертационной работы, проводились при финансовой поддержке грантов:

1. Грант РФФИ 13-04-00255 А «Молекулярные механизмы репарации повреждений ДНК и химио- и радиочувствительность злокачественных новообразований»(2013-2015).

2. Грант РФФИ 14-04-32304 мол а «Роль белка р53 в регуляции ATM- и ATR-зависимых путей репарации повреждений ДНК» (2014-2015)..

3. Грант У.М.Н.И.К. по проекту «Разработка тест-системы химио- и радиочувствительности злокачественных новообразований» (2013-2014).

Апробация работы

Материалы диссертации доложены и обсуждены на: научно-практических конференциях молодых ученых Казанского государственного медицинского университета (Казань, 2012 г.), Всероссийской конференции «Здоровье в XXI веке» (Казань, 2012 г.), Международной научной конференции студентов, аспирантов и молодых учёных «Ломоносов-2013» (Москва, 2013 г.). Всероссийской конференции «Петровские чтения - 2014» (Санкт-Петербург, 2014 г.).

Публикации по теме диссертации

Основные результаты диссертационного исследования отражены в 7 научных работах, в том числе 3-х статьях в ведущих рецензируемых научных журналах, рекомендованных Высшей аттестационной комиссией для защиты кандидатских и докторских диссертаций, 3 тезиса докладов на Международных и Всероссийских конференциях и конгрессах.

Реализация результатов работы

Материалы диссертации используются в учебном процессе кафедры патофизиологии (для преподавания раздела «Патогенез опухолевого роста») и кафедры биохимии (для преподавания раздела «Химия белков и нуклеиновых кислот») ГБОУ ВПО Казанский ГМУ Минздрава России.

Методы культивирования опухолевых линий, предложенные в диссертации, внедрены в практическую работу исследовательской лаборатории онкогенеза при кафедре патофизиологии ГБОУ ВПО Казанский ГМУ Минздрава России.

Структура и объем диссертации

Диссертационная работа состоит из введения, 4 глав (обзор литературы, материалы и методы исследования, результаты собственных исследований, обсуждение полученных результатов), выводов, практических рекомендаций, списка литературы, содержащего 264 источника, из которых 263 зарубежных авторов. Работа изложена на 124 страницах машинописного текста, иллюстрирована 2 таблицами и 23 рисунками.

ГЛАВА 1. СОВРЕМЕННЫЕ ПРЕДСТАВЛЕНИЯ О МЕХАНИЗМАХ РЕПАРАЦИИ ПОВРЕЖДЕНИЙ ДНК (ОБЗОР ЛИТЕРАТУРЫ)

1.1 Система репарации ДНК в клетках эукариот.

Поддержание целостности генетической информации является чрезвычайно важной для жизнедеятельности отдельной клетки, так и для всего организма [116]. Для сохранения целостности генома в ходе эволюции в клетках сформировался комплекс механизмов, который устраняет многочисленные повреждения ДНК и, тем самым, предотвращает накопление и передачу измененного генетического материала в дочерние клетки [84]. Данный комплекс в англоязычной литературе получил название DDR (от англ. DNA Damage Response) [116,185]. Данная система производит постоянный мониторинг целостности генома, и по мере необходимости активирует комплексы факторов репарации ДНК в ответ на повреждающее воздействие генотоксических агентов и нарушение целостности генома. В зависимости от характера и объема повреждений ДНК комплекс белков и сигнальных молекул, входящих в систему DDR, способен останавливать дальнейшее продвижение по клеточному циклу, обеспечивая время для восстановления целостности ДНК, прежде чем клетка запустит репликацию или вступит в митоз [263]. В тех случаях, когда репарация невозможна или объем повреждений слишком велик, система репарации запускает механизм программированной клеточной гибели — апоптоза [170].

В то время как часть повреждений ДНК является преимущественно результатом естественного метаболизма клеток или репликации [142], они также могут быть вызваны экзогенными факторами, такими как ультрафиолетовое и ионизирующее излучение, природные и искусственные мутагены, ионы тяжелых металлов и химиопрепараты [110]. Было подсчитано, что в каждой из ~1013 клеток организма человека в течение дня происходит десятки тысяч повреждений ДНК репликации [142]. Спектр повреждений, вызываемых как эндогенными

процессами, так и экзогенными агентами довольно широк, только повреждения, вызванные активными формами кислорода, имеют более 100 различных модификаций [30]. Тем не менее, в настоящее время в зависимости от характера повреждения и механизмов их репарации выделяют такие формы повреждений ДНК, как дезаминирование, депуринизация и алкилирование азотистых оснований, появление некомплементарных пар нуклеотидов, поперечные сшивки, образование тиминовых димеров, однонитевые и двунитевые разрывы (ДНР) ДНК [116].

Несмотря на то, что двунитевые разрывы ДНК встречаются значительно реже, чем другие вышеперечисленные типы повреждений ДНК, именно этот тип повреждений ДНК считается наиболее опасным и жизнеугрожающим [115, 116,124].

Двунитевой разрыв ДНК может сформироваться при воздействии таких факторов, как ионизирующее излучение и радиомиметические препараты, ингибиторы топоизомеразы II, а также в результате таких процессов, как У(0)1 рекомбинация лимфоцитов, мейотическая рекомбинация половых клеток, активности нуклеаз при апоптозе и при реторовирусной инфекции [84, 116]. Формирование ДНР ДНК на концах хромосом связано с естественным репликативным старением клеток [48]. Следует помнить, что двунитевой разрыв (ДНР) ДНК характеризуется нарушением целостности обеих комплементарных нитей ДНК, и может сформироваться из двух однитевых разрывов ДНК, находящихся в непосредственной близости друг от друга [116]. Часто образование ДНР ДНК происходит в результате наличия повреждений ДНК, например однонитевого разрыва ДНК, на участке активности репликативных вилок [84, 116]. Как правило, концы ДНК, образованные при ДНР, подвержены физическому разделению друг от друга, что затрудняет их репарацию [115]. Другими препятствиями для быстрой и безошибочной репарации ДНР являются сочетанные повреждения оснований и конформационные изменения на образовавшихся концах разрыва остова ДНК, требующие концевого процессинга ДНК специальными комплексами ферментов - нуклеаз [115].

Нарушения репарации двунитевых разрывов ДНК могут инициировать возникновение мутаций, и, следовательно, привести к нестабильности клеточного генома [110]. Это, в свою очередь, может явиться одним из факторов, обуславливающих дефекты развития, послужить причиной возникновения злокачественных и нейродегенеративных заболеваний, иммунодефицитных состояний, бесплодия, а также обуславливать повышенную чувствительность к действию экзогенных факторов, оказывающих повреждающие действие на геном человека (например, ионизирующее излучение, ультрафиолетовое облучение) [116]. Поскольку именно нестабильность генома опухолевых клеток является одной из фундаментальных особенностей злокачественных новообразований [222], становится очевидным, что подобные генетические поломки могут обладать и канцерогенным потенциалом [102].

1.1.1 Сигнальные механизмы при двунитевых разрывах ДНК.

Репарация двунитевых разрывов ДНК (ДНР ДНК) млекопитающих представляет собой сложный сигнальный механизм, который регулирует два ключевых события при ДНР - быструю остановку дальнейшего продвижения по клеточному циклу (или «чекпоинт») и вовлечение белков репарации к участку хроматина с ДНР ДНК [115]. Данные процессы инициируется активностью специальных участников каскада сигнализации повреждения ДНК -протеинкиназами ATR- (от англ. Ataxia telangiectasia and Rad3 related) и ATM-киназ (от англ. Ataxia telangiectasia mutated) [155], принадлежащим к одному семейству - PIKK-киназ (от англ. phosphoinositide-3-kinase-related protein kinase) [217]. В то время, как АТМ-киназа совместно с комплексом MRN (Mrel 1-Rad50-NBS1) участвует в распознавании ДНР ДНК [121, 136, 211], ATR-киназа и ATRIP (белок, взаимодействующий с ATR) направлены на распознавание однонитевых разрывов ДНК, возникающих в процессе репарации ДНР ДНК и при блоке репликативных вилок [121, 155].

Активированная АТМ-киназа фосфорилирует до сотни белков, включая белки, вовлеченные в активацию чекпоинтов (р53,СНК1,СНК2) и белки,

принимающие непосредственное участие в репарации, например, такие как BRCA1 и 53ВР1 [68, 155, 211, 263].

В зависимости от фазы клеточного цикла, в которой произошел ДНР ДНК, происходит вовлечение и активация специальных групп белков, регулирующих активацию точек рестрикции именно на данном этапе [121]. Так в случае возникновения повреждений ДНК в G1-фазе, активированная ATM/ATR вызывает фосфорилирование белка р53, который служит транскрипционным фактором для белка р21 - ингибитора циклин-зависимой киназы 1А (CdklA) [10, 34, 232]. Связывание белка р21 с CdklA вызывает инактивацию последней, что блокирует переход клетки в S-фазу, тем самым предотвращая синтез поврежденной ДНК [138]. Внутри S-фазы также существует чекпоинт-регуляция (в англоязычной литературе получившая название «intra-S»), которая осуществляется через ATM-зависимую деградацию циклин-зависимой киназы 25А (CDC25A). Данный механизм замедляет продвижение в S-фазе, предоставляя время для репарации ДНК [77]. Постсинтетические повреждения вызывают активацию точек рестрикции G2/M, что блокирует вступление клетки с поврежденными хромосомами в митоз [36]. Данный процесс также инициируется активностью ATM- и ATR-киназ, и происходит через фосфорилирование фермента СНК1 с последующей инактивацией белка CDC25C [203]. Таким образом, регуляция клеточного цикла имеет большое значение для своевременной репарации повреждений ДНК. Более того, большинство белков, вовлеченных в регуляцию клеточного цикла, способны запускать апоптоз, в случае если повреждения превышают критический уровень, например это касается белка р53 [232].

1.1.2 Структурные изменения хроматина при двунитевых разрывах ДНК.

Репарация двунитевых разрывов ДНК происходит в сложно организованном комплексе ' хроматина, и является очевидным, что для своевременного

обнаружения и эффективной репарации таких повреждений структура хроматина и организация нуклеосом представляют собой значительный барьер [11,188].

Это во многом обусловлено тем фактом, что клетки млекопитающих содержат разнообразные структуры специализированного хроматина, особенно на участках с активными генами, теломерами, репликативными вилками и высокоорганизованным (компактным) гетерохроматином [95]. Данные структуры отличаются специальным набором гистонов и их модификаций, содержанием уникальных вариантов гистонов, массивами белков, связанных с хроматином, и степенью упаковки нуклеосом. Данное разнообразие и сложность организации хроматина представляют ряд препятствий для системы репарации ДНК [183].

Важность организации хроматина на участке повреждения ДНК для ее репарации ДНК была впервые описана в 1991 году на модели «доступ-репарация-восстановление» [216]. Согласно данной концепции, система репарации ДНК функционирует в определенной последовательности, состоящей из нескольких этапов: 1) обнаружения повреждения ДНК в различных структурах хроматина; 2) перестройки локальной архитектоники хроматина для обеспечения доступа к участку повреждения; 3) реорганизации платформы нуклеосома-ДНК для процессинга и репарации повреждений; и, главное, 4) восстановления локальной организации хроматина по завершению репарации повреждения ДНК.

Структура хроматина является весьма динамичной структурой и в ответ на внешние стимулы ее состояние регулируется двумя основными механизмами: посттранскрипционными модификациями гистонов и АТФ-зависимой перестройкой структуры нуклеосом [148,185].

Одним из наиболее изученных изменений в организации хроматина при ДНР является формирование открытых хроматиновых структур. Этот процесс инициируется активностью ATR и ATM [155]. Важной мишенью для АТМ-киназы является гистон ШАХ, который фосфорилируется данным ферментом в положении серин-139 [29], и является одним из ранних событий, происходящих в течение первых минут после возникновения ДНР [62, 194, 195]. Фосфорилирование гистона ШАХ АТМ-киназой распространяется за пределы

ДНР, создавая так называемые уН2АХ-домены, которые простираются на сотни т.п.н. (тысяч пар нуклеотидов) вдоль хроматина по обе стороны от ДНР [21, 195]. Таким образом, с момента открытия данной посттранскрипционной модификации гистона, уН2АХ служит универсальным маркером наличия ДНР [196]. Значение данного фосфорилирования гистона обусловлено тем, уН2АХ создает участки для присоединения ВЯСТ-домена белка МЕ)81 [144], который, находясь на участке ДНР, создает сайт стыковки для дополнительных белков репарации, в том числе и для комплекса N11А4. Присоединение N11А4 является необходимым условием для дальнейших посттранскрипционных модификаций гистонов, например, таких как ацетилирование гистона Н4 [61].

Было установлено, что открытые хроматиновые конформации формируются на активно транскрибирующихся генах и связаны с ацетилированием гистона Н4 в положении лизин-16 [209]. Механизм, с помощью которого происходит формирование открытых хроматиновых структур связан с нарушением взаимодействия между К-терминальным концом гистона Н4 и кислотным участком на поверхности димеров Н2А-Н2В соседней нуклеосомы, при ацетилировании гистона Н4, что приводит к декомпенсации хроматина на данном участке [147, 166]. Данное ацетилирование простирается на сотни т.п.н. от повреждения, напоминая распространение фосфорилирования гистона Н2АХ при ДНР [63, 66]. При ДНР ацетилирование гистона Н4 происходит под действием ацетилтрансферазы Т1р60, которая быстро вовлекается к участку повреждения, где она может присоединять ацильный радикал к различным белкам, вовлеченным в репарацию повреждений ДНК, включая АТМ-киназу, гистоны Н2А и Н4, белок р53 и т.д. [17, 221]. Данный фермент функционирует в качестве субъединицы N11 А4-ремоделирующего комплекса(ЬЫиА4) [64, 146]. Мутации, затрагивающие остатки лизина в положении 16 гистона Н4, делеции Ы-концевой области, либо несостоятельность комплекса ЫиА4, в частности компонента Т1р60, увеличивает чувствительность клеток к ДНР, что объясняет важность роли комплекса ЫиА4 в ацетилировании гистонов, и, следовательно, процессах репарации ДНР ДНК [63].

Помимо ацетилтрансферазы Tip60, комплекс hNuA4 также содержит АТФазу р400, которая осуществляет обмен гистона Н2А на гистон H2A.Z на участке ДНР [146, 257]. Существует предположение, что расположение гистона H2A.Z на концах ДНР функционирует как ограничитель для свободных от нуклеосом участков ДНК и служить хроматиновой платформой, которая сдерживает и ограничивает концевую резекцию свободных концов ДНК комплексом CtIP-MRN [188, 256]. Не удивительно, что при ингибировании обмена гистона H2A.Z при ДНР, клетки подвергаются беспрепятственной резекции концов ДНК, что приводит к накоплению избыточной одноцепочечной ДНК и утраты связывания с гетеродимером Ки70/80, ключевым ферментом при негомологичном соединении концов ДНК (NHEJ) [242].

Список литературы диссертационного исследования кандидат наук Рамазанов, Булат Рашитович, 2014 год

СПИСОК ЛИТЕРАТУРЫ

1. Зинченко, В. А. Возможные механизмы устойчивости опухолевых клеток к лучевой и химиотерапии/ В. А. Зинченко, Л. И.Чащина // Биополимеры и клетка. - 2005. - Vol. 21, № 6. - Р.473-484.

2. Ahel, D. Poly(ADP-ribose)-dependent regulation of DNA repair by the chromatin remodeling enzyme ALC1/ D. Ahel, Z. Horejsi, N. Wiechens, et al.// Science. - 2009. - Vol.325. - P. 1240-1243.

3. Alcalay, M. The promyelocyte leukemia gene product (PML) forms stable complexes with the retinoblastoma protein / M. Alcalay, L. Tomassoni, E. Colombo, et al. // Mol Cell Biol. - 1998. - Vol. 18. - P. 1084-1093.

4. Allinson, S.L. Poly(ADP-ribose) polymerase in base excision repair: always engaged, but not essential for DNA damage processing / S.L. Allinson, I.I. Dianova, G.L. Dianov //Acta Biochim. Pol. - 2003. - Vol. 50. - P. 169-179.

5. Altmeyer, M. Molecular mechanism of poly(ADP-ribosyl)ation by PARP1 and identification of lysine residues as ADP-ribose acceptor sites / M. Altmeyer, S. Messner, P.O. Hassa, et al. // Nucleic Acids Res. - 2009. - Vol. 37. - P. 3723-38.

6. Ame, J.C. PARP- 2, A novel mammalian DNA damage-dependent poly(ADP-ribose) polymerase / J.C. Ame, V. Rolli, V. Schreiber, et al. // J. Biol. Chem. - 1999.-Vol. 274. - P.17860-17868.

7. Amé, J.C. The PARP superfamily / J.C. Amé, С. Spenlehauer, G. de Murcia // Bioessays. - 2004. - Vol.26. - P.882-893

8. Ascoli, C. A. Identification of a novel nuclear domain / C. A. Ascoli, G.G. Maul //J. Cell Biol. - 1991.-Vol.112.-P.785-795.

9. Bahmed, K. End-processing during non-homologous end-joining: a role for exonuclease 1 / K. Bahmed, A. Seth, K.C. Nitiss, J.L. Nitiss // Nucleic Acids Res. -2011. - Vol.39. - P.970-978.

10. Banin, S. Enhanced phosphorylation of p53 by ATM in response to DNA damage / S. Banin, L. Moyal, S. Shieh, et al.// Science. - 1998. - Vol.281, № 5383. -P.1674-1677.

11. Bao, Y. Chromatin remodeling in DNA double-strand break repair / Y. Bao, X. Shen // Curr. Opin. Genet. Dev. - 2007. - Vol.17, № 2. - P.126-131.

12. Benjamin, R. C. Poly(ADP-ribose) synthesis in vitro programmed by damaged DNA. A comparison of DNA molecules containing different types of strand breaks / R. C. Benjamin, D. M. Gill // J. Biol. Chem. - 1980. - Vol.255. - P. 1050210508.

13. Berghammer, H. pADPRT-2: a novel mammalian polymerizing(ADP-ribosyl)transferase gene related to truncated pAD- PRT homologues in plants and Caenorhabditis elegans / H. Berghammer, M. Ebner, R. Marksteiner, B. Auer // FEBS Lett. - 1999. - Vol. 449. - P. 259-263.

14. Bernardi, R. PML regulates p53 stability by sequestering Mdm2 to the nucleolus / R. Bernardi, P.P. Scaglioni, S. Bergmann, et al.// Nat Cell Biol. - 2004. -Vol.6.-P.665-672.

15. Bernardi, R. Regulation of apoptosis by PML and the PML-NBs / R. Bernardi, A. Papa, P.P. Pandolfi // Oncogene. - 2008. - Vol.27. - P. 6299-6312

16. Bernardi, R. Structure, dynamics and functions of promyelocytic leukaemia nuclear bodies / R. Bernardi, P. Pandolfi // Nat. Rev. Mol. Cell Biol. - 2007. -Vol.8.-P. 1006-1016.

17. Bird, A.W. Acetylation of histone H4 by Esal is required for DNA doublestrand break repair / A.W. Bird, D.Y. Yu, M.G. Pray-Grant, et al. // Nature. - 2002. -Vol.419.-P. 411-415.

18. Bischof, O. Deconstructing PML-induced premature senescence / O. Bischof, O. Kirsh, M. Pearson, et al. // EMBO J. - 2002. - Vol.21. - P.3358-3369.

19. Boichuk, S. Functional connection between Rad51 and PML in homology-directed repair / S. Boichuk , L.Hu , K. Makielski , et al // PLoS One. - 2011. - Vol.6, № 10. - P.e25814.

20. Boichuk, S. Multiple DNA Damage Signaling and Repair Pathways Deregulated by Simian Virus 40 Large T Antigen / S. Boichuk, L. Hu, J. Hein, O.V. Gjoerup // J Virol. - 2010. - Vol. 84, №16. - P. 8007-8020.

21. Bonner, W.M. Gamma H2AX and cancer / W.M. Bonner, C.E. Redon, J.S. Dickey, et al. // Nat. Rev. Cancer. - 2008. - Vol. 8, № 12. - P.957-67.

22. Borden, K. L. Pondering the promyelocyte leukemia protein (PML) puzzle: possible functions for PML nuclear bodies/ K. L. Borden // Mol. Cell. Biol. -2002. - Vol. 22. - P.5259-5269.

23. Bourdeau, V. Regulation of E2Fs and senescence by PML nuclear bodies / V. Bourdeau, M.F. Gaumont-Leclerc, O. Moiseeva, et al. //Vernier Genes Dev. - 2011. -Vol. 25, № 1. -P.41-50.

24. Braig, M. Oncogene-induced senescence as an initial barrier in lymphoma development / M. Braig, S. Lee, C. Loddenkemper et al. // Nature. - 2005. - Vol.436. -P.660-665.

25. Bryant, H E. Inhibition of poly (ADP-ribose) polymerase activates ATM which is required for subsequent homologous recombination repair / HE. Bryant, T.Helleday// Nucleic Acids Res. - 2006. - Vol. 34, № 6. - P. 1685-1691.

26. Bryant, H.E. PARP is activated at stalled forks to mediate Mrell-dependent replication restart and recombination / H.E. Bryant, E. Petermann, N. Schultz, et al. //EMBO J. - 2009. - Vol. 28, № 17.-P.2601-15.

27. Bryant, H.E. Specific killing of BRCA2-deficient tumours with inhibitors of poly(ADP-ribose) polymerase / H.E. Bryant, N. Schultz, H.D. Thomas, et al. // Nature. - 2005. - Vol.434, № 7035. - P.913-7.

28. Buisson, R. Cooperation of breast cancer proteins PALB2 and piccolo BRCA2 in stimulating homologous recombination / R. Buisson, A.M. Dion-Côté, Y. Coulombe, et al. // Nat Struct Mol Biol. - 2010. - Vol.17. - P. 1247-1254.

29. Burma, S. ATM phosphorylates histone H2AX in response to DNA double-strand breaks / S. Burma, B.P. Chen, M. Murphy, et al. // J Biol Chem. - 2001. -Vol.276, № 45. - P.42462-7.

30. Cadet, J. Oxidative damage to DNA: formation, measurement, and biological significance/ J.Cadet, M. Berger, T. Douki, J. L. Ravanat // Rev. Physiol. Biochem. Pharmacol. - 1997. - Vol.131. - P. 1-87.

31. Campisi J. The biology of replicative senescence / J. Campisi // Eur J Cancer. - 1997. - Vol. 33. - P.703-709.

32. Campisi, J. Cellular senescence as a tumor-suppressor mechanism / J. Campisi // Trends Cell Biol. - 2001. - Vol. 11.- P.27-31.

33. Campos, E.I. Histones: annotating chromatin / E.I. Campos, D. Reinberg // Annu. Rev. Genet. - 2009. - Vol. 43. - P.559-599.

34. Canman, C. E.Activation of the ATM kinase by ionizing radiation and phosphorylation of p53/ C. E. Canman, D.S. Lim , K.A. Cimprich, et al.// Science. -1998. - Vol.281. - P.1677-1679.

35. Carbone, R. PML NBs associate with the hMrel 1 complex and p53 at sites of irradiation induced DNA damage/ R. Carbone, M. Pearson, S. Minucci, P.G. Pelicci // Oncogene. - 2002. - Vol.21, № 11. - P. 1633-40.

36. Chen, P. Chkl complements the G2/M checkpoint defect and radiosensitivity of ataxia-telangiectasia cells / P. Chen, M. Gatei, M.J. O'Connell et al. // Oncogene. - 1999. - Vol.18. - P.249-256.

37. Chen, Y.C. Live cell dynamics of promyelocytic leukemia nuclear bodies upon entry into and exit from mitosis / Y.C. Chen, C. Kappel, J. Beaudouin et al.// Mol Biol Cell. - 2008. - Vol.19. - P.3147-3162.

38. Chen, Z. Crucial role of p53-dependent cellular senescence in suppression of Pten-deficient tumorigenesis/ Z. Chen, L.C. Trotman, D. Shaffer et al. // Nature. -2005. - Vol.436. - P. 725-730.

39. Chen, Z. Mechanism of homologous recombination from the RecA-ssDNA/dsDNA structures / Z. Chen, H. Yang, N.P. Pavletich // Nature. - 2008. - Vol. 453. - P.489^184.

40. Cho, Y. A novel nuclear substructure, ND10: distribution in normal and neoplastic human tissues/ Y. Cho, I. Lee, G.G. Maul, E. Yu // Int J Mol Med. - 1998. -Vol. l.-P. 717-724.

41. Chou, D.M. A chromatin localization screen reveals poly (ADP ribose)-regulated recruitment of the repressive polycomb and NuRD complexes to sites of DNA

damage / D.M. Chou, B. Adamson, N.E. Dephoure, et al. // Proc Natl Acad Sei USA. -2010. - Vol. 107. - P. 18475-18480.

42. Chrzanowska, K.H. Nijmegen breakage syndrome (NBS) / K.H. Chrzanowska , H. Gregorek, B. Dembowska-Baginska, et al. // Orphanet Journal of Rare Diseases. - 2012. - Vol.7 - P. 13.

43. Cleaver, J.E. Cancer in xeroderma pigmentosum and related disorders of DNA repair / J.E. Cleaver // Nature Reviews Cancer. -2005. - Vol.5. - P.564-573.

44. Condemine, W. Characterization of endogenous human promyelocytic leukemia isoforms / W. Condemine, Y. Takahashi, J. Zhu, et al. // Cancer Res. - 2006. -Vol.66.-P.6192-6198.

45. Cortes-Ledesma, F. Double-strand breaks arising by replication through a nick are repaired by cohesin-dependent sister-chromatid exchange / F. Cortes-Ledesma, A. Aguilera // EMBO Rep. - 2006. Vol.7, № 9. - P.919-26.

46. Cottarel, J. A noncatalytic function of the ligation complex during nonhomologous end joining / J. Cottarel , P. Frit , O. Bombarde, et al. // Cell Biol. -2013.-Vol. 200, №2.-P. 173-86.

47. D'Amours, D. Poly(ADPribosyl)ation reactions in the regulation of nuclear functions / D. D'Amours, S. Desnoyers, I. D'Silva, G.G. Poirier // Biochem J. - 1999. -Vol. 342.-P. 249-268.

48. d'Adda di Fagagna, F. A DNA damage checkpoint response in telomere-initiated senescence / F. d'Adda di Fagagna, P.M. Reaper, L. Clay-Farrace, et al // Nature. - 2003. - Vol.426, № 6963. - P. 194-198.

49. Daniel, M.T. PML protein expression in hematopoietic and acute promyelocytic leukemia cells / M.T. Daniel, M. Koken, O. Romagne, et al. // Blood. -1993. - Vol.82. - P.1858-1867.

50. Davis A.J. DNA double strand break repair via non-homologous end-joining / A.J. Davis, D.J. Chen // Transl. Cancer Res. - 2013. - Vol. 2, № 3. - P.130-143.

51. De Lorenzo, S.B.The Elephant and the Blind Men: Making Sense of PARP Inhibitors in Homologous Recombination Deficient Tumor Cells / S.B. De Lorenzo, A.G. Patel, R.M. Hurley, S.H. Kaufmann // Front Oncol. - 2013. - Vol.3. - P.228.

52. de Stanchina, E. PML is a direct p53 target that modulates p53 effector functions / E. de Stanchina, E. Querido, M. Narita, et al. // Mol Cell. - 2004. - Vol.13. - P.523-535.

53. de Thé, H. The t(15; 17) translocation of acute promyelocyte leukaemia fuses the retinoic acid receptor alpha gene to a novel transcribed locus / H. de Thé, C. Chomienne, M. Lanotte, et al. // Nature. -1990. - Vol. 347, № 6293. - P.558-561.

54. Decottignies A. Alternative end-joining mechanisms: a historical perspective / A. Decottignies // Front Genet. - 2013. - Vol.4. - P.48.

55. Dellaire, G. Mitotic accumulations of PML protein contribute to the reestablishment of PML nuclear bodies in G1 / G. Dellaire, C.H. Eskiw, H. Dehghani, et al.//J Cell Sci.-2006.-Vol. 119. - P. 1034-1042.

56. Dellaire, G. PML nuclear bodies: dynamic sensors of DNA damage and cellular stress / G. Dellaire, D. P. Bazett-Jones // BioEssays. - 2004. - Vol. 26. - P.963-977.

57. Dellaire, G. Promyelocytic leukemia nuclear bodies behave as DNA damage sensors whose response to DNA double-strand breaks is regulated by NBS1 and the kinases ATM, Chk2, and ATR / G. Dellaire, R.W. Ching, K. Ahmed, et al.// J. Cell Biol. - 2006. - Vol.175. - P. 55-66.

58. Dellaire, G. The number of PML nuclear bodies increases in early S phase by a fission mechanism / G. Dellaire, R. W. Ching, H. Dehghani, et al. // J. Cell Sci. -2006. - Vol.119. - P.1026-1033.

59. Di Croce, L. Methyltransferase recruitment and DNA hypermethylation of target promoters by an oncogenic transcription factor / L. Di Croce, V.A. Raker, M. Corsaro, et al. // Science. - 2002. - Vol. 295, № 5557. - P. 1079-82.

60. Dimri, G.P. A biomarker that identifies senescent human cells in culture and in aging skin in vivo / G.P. Dimri, X. Lee, G. Basile, et al. // Proc Natl Acad Sci. -1995.-Vol. 92. - P.9363-9367

61. Doil, C. RNF168 binds and amplifies ubiquitin conjugates on damaged chromosomes to allow accumulation of repair proteins / C. Doil, N. Mailand, S. Bekker-Jensen, et al. // Cell. - 2009. - Vol. 136. - P. 435-446.

62. Downs, J.A. A role for Saccharomyces cerevisiae histone H2A in DNA repair / J.A. Downs, N.F. Lowndes, S.P. Jackson // Nature. - 2000. - Vol. 408. - P. 1001-1004.

63. Downs, J.A. Binding of chromatin-modifying activities to phosphorylated histone H2A at DNA damage sites / J.A. Downs, S. Allard, O. Jobin-Robitaille, et al. // Mol Cell. - 2004. - Vol. 16. - P.979-990.

64. Doyon, Y. The highly conserved and multifunctional NuA4 HAT complex / Y. Doyon, J. Cote // Curr Opin Genet Dev. - 2004. - Vol.14. - P. 147-154.

65. Dyck, J.A. A novel macromolecular structure is a target of the promyelocyte- retinoic acid receptor oncoprotein / J.A. Dyck, G.G. Maul, W.H. Miller, et al. //Cell. - 1994. - Vol.76. - P.333-343.

66. Eberharter, A. Histone acetylation: a switch between repressive and permissive chromatin. Second in review series on chromatin dynamics / A. Eberharter, P.B. Becker // EMBO Rep. - 2002. - Vol.3. - P. 224-229.

67. El-Khamisy, S.F. A requirement for PARP-1 for the assembly or stability of XRCC1 nuclear foci at sites of oxidative DNA damage / S.F. El-Khamisy, M. Masutani, H. Suzuki, K.W. Caldecott // Nucleic Acids Res. - 2003. - Vol.31, № 19. _ P.5526-33.

68. Elledge S.J. Cell cycle checkpoints: preventing an identity crisis / S.J. Elledge // Science. -1996. - Vol. 274. - P. 1664-1672.

69. Ellenberger, T. Eukaryotic DNA ligases: structural and functional insights / T. Ellenberger, A.E.Tomkinson //Annu Rev Biochem. - 2008. - Vol.77. - P.313-38.

70. Ellis, N.A. Molecular genetics of Bloom's syndrome / N.A. Ellis, J. German // Hum. Mol. Gen. - 1996. - Vol.5. - P.1457-1463.

71. Eskiw, C.H. Chromatin contributes to structural integrity of promyelocytic leukemia bodies through a SUMO-1-independent mechanism / C.H. Eskiw, G. Dellaire, D.P. Bazett-Jones // J Biol Chem. - 2004. -Vol. 279. - P. 9577-9585.

72. Eskiw, C.H. Size, position and dynamic behavior of PML nuclear bodies following cell stress as a paradigm for supramolecular trafficking and assembly / C.H. Eskiw, G. Dellaire, J.S. Mymryk, D.P. Bazett-Jones // J Cell Sci. - 2003. - Vol. 116. -P.4455-66.

73. Everett, R.D. A novel ubiquitin-specific protease is dynamically associated with the PML nuclear domain and binds to a herpesvirus regulatory protein / R.D. Everett, M. Meredith, A. Orr, et al. // EMBO J. - 1997. - Vol. 16. - P. 1519-1530.

74. Everett, R.D. Cell cycle regulation of PML modification and ND10 composition / R.D. Everett, P. Lamonte, T. Sternsdor et al. // J. Cell Sci. - 1999. - Vol. 112.-P. 4581-4588.

75. Fagioli, M. Alternative splicing of PML transcripts predicts coexpression of several carboxy-terminally different protein isoforms/ M. Fagioli, M. Alcalay, P.P. Pandolfi et al. // Oncogene. - 1992. - Vol.7. - P. 1083-1091.

76. Falck, J. Conserved modes of recruitment of ATM, ATR and DNA-PKcs to sites of DNA damage / J. Falck, J. Coates, S.P. Jackson // Nature. - 2005. - Vol.434. - P.605-11.

77. Falck, J. The ATM-Chk2-Cdc25A checkpoint pathway guards against radioresistant DNA synthesis / J. Falck, N. Mailand, R.G. Syljuasen, et al. // Nature. -2001. - Vol.410. - P.842-847.

78. Fanelli, M. The coiled-coil domain is the structural determinant for mammalian homologues of Drosophila Sina-mediated degradation of promyelocytic leukemia protein and other tripartite motif proteins by the proteasome / M. Fanelli, A. Fantozzi, P. De Luca et al. // J. Biol. Chem. - 2004. - Vol.279. - P.5374-5379.

79. Farmer, H. Targeting the DNA repair defect in BRCA mutant cells as a therapeutic strategy / H. Farmer, N. McCabe, C.J. Lord et al. // Nature. - 2005. -Vol.434.-P.917-921.

80. Fattah, F. Ku regulates the non-homologous end joining pathway choice of DNA double-strand break repair in human somatic cells / F. Fattah,, E.H. Lee, N. Weisensel, et al.// PLoS Genet. - 2010. Vol.6. - el000855.

81. Ferbeyre, G. PML is induced by oncogenic ras and promotes premature senescence / G. Ferbeyre, E. de Stanchina, E. Querido, et al.// Genes Dev. - 2000. -Vol.14.-P.2015-2027.

82. Flenghi, L. Characterization of a new monoclonal antibody (PG-M3) directed against the aminoterminal portion of the PML gene product: immunocytochemical evidence for high expression of PML proteins on activated macrophages, endothelial cells, and epithelia / L. Flenghi, M. Fagioli, L. Tomassoni, et al.//Blood. - 1995.-Vol. 85, № 7. -P.1871-1880.

83. Fogal, V.Regulation of p53 activity in nuclear bodies by a specific PML isoform / V. Fogal, M. Gostissa, P. Sandy, Zacchi et al. // EMBO J. - 2000. - Vol. 19. -P.6185-6195.

84. Friedberg, E.C. DNA repair and mutagenesis (2nd edition) / E.C. Friedberg, G.C. Walker, W. Siede, R.A. Schultz // ASM Press, Washington, DC. -2006.

85. Gambacorta, M. Heterogeneous nuclear expression of the promyelocytic leukemia (PML) protein in normal and neoplastic human tissues / M. Gambacorta, L. Flengh, M. Fagioli, et al. // Am J Pathol. - 1996. - Vol.149, № 6. - P. 2023-2035.

86. Garber K.Synthetic Lethality: Killing Cancer With Cancer / K. Garber // JNCI J Natl Cancer Inst. - 2002. - Vol. 94, № 22. - P. 1666-1668.

87. Gell, D. Mapping of protein-protein interactions within the DNA-dependent protein kinase complex / D. Gell, S.P. Jackson // Nucleic Acids Res. - 1999. - Vol.27.-P.3494-502.

88. Geng, Y. Contribution of the C-terminal regions of promyelocytic leukemia protein (PML) isoforms II and V to PML nuclear body formation / Y. Geng , S. Monajembashi, A. Shao , et al.// J Biol Chem. - 2012. - Vol.287, № 36. - P.30729-42.

89. Ghabreau, L. Poly(ADP-ribose) polymerase-1, a novel partner of progesterone receptors in endometrial cancer and its precursors / L. Ghabreau, J.P. Roux, P.O. Frappart, et al.// Int J Cancer. - 2004. - Vol. 109. - P.317-321.

90. Giorgi, C. PML regulates apoptosis at endoplasmic reticulum by modulating calcium release / C. Giorgi, K. Ito, H.K. Lin, et al. // Science. - 2010. -Vol.330, № 6008. - P. 1247-51.

91. Goddard ,A.D.Characterization of a zinc finger gene disrupted by the t( 15; 17) in acute promyelocytic leukemia / A.D. Goddard, J. Borrow, P.S. Freemont, E. Solomon // Science. - 1991. - Vol.254, N 5036. - P.1371-1374.

92. Gottipati, P. Poly(ADP-ribose) polymerase is hyperactivated in homologous recombination- defective cells / P. Gottipati, B. Vischioni, N. Schultz et al. // Cancer Res. - 2010. - Vol.70. - P.5389-5398.

93. Gottlieb T.M. The DNA □ dependent protein kinase: requirement for DNA ends and association with Ku antigen / T.M Gottlieb, S.P. Jackson // Cell. - 1993. -Vol.72.-P.131-142.

94. Gradwohl, G. The second zinc-finger domain of poly (ADP-ribose) polymerase determines specificity for single-stranded breaks in DNA / G. Gradwohl, J.M. Menissier de Murcia, M. Molinete, et al. // Proc. Natl. Acad. Sci. USA. - 1990. -Vol.87. - P.2990-2994.

95. Grewal, S.I. Heterochromatin revisited / S.I. Grewal, S. Jia // Nat. Rev. Genet. - 2007. - Vol.8. - P.35^6.

96. Guo, A. The function of PML in p53-dependent apoptosis / A. Guo, P. Salomoni, J. Luo, et al. // Nat. Cell Biol. - 2000. - Vol. 2. - P.730-736.

97. Gurrieri, C. Loss of the tumor suppressor PML in human cancers of multiple histologic origins / C. Gurrieri, P. Capodieci, R. Bernardi // J Natl Cancer Inst. - 2004. - 96, № 4. - P.269-79.

98. Gurrieri, C. Mutations of the PML tumor suppressor gene in acute promyelocytic leukemia / C. Gurrieri, K. Nafa, T. Merghoub, et al. // Blood. - 2004. -Vol.103, № 6.-P.2358-62.

99. Haber, J.E. Recombination: A frank view of exchanges and vice versa / J.E. Haber // Curr. Opin. Cell Biol. - 2000. - Vol. 12. - P. 286-292.

100. Halazonetis, T.D. An oncogene-induced DNA damage model for cancer development / T.D. Halazonetis, V.G. Gorgoulis, J. Bartek // Science. - 2008. -Vol.319.-P.1352-1355.

101. Hanahan, D. The hallmarks of cancer / D. Hanahan, R.A. Weinberg // Cell. - 2000. - Vol. 100, № 1. - P.57-70.

102. Hartlerode, A.J. Mechanisms of double-strand break repair in somatic mammalian cells / A.J. Hartlerode, R. Scully // Biochem. J. - 2009. - Vol.423. - P. 157168.

103. Hayashi, N. Relationship between SUMO-1 modification of caspase-7 and its nuclear localization in human neuronal cells / N. Hayashi, H. Shirakura, T. Uehara, Y. Nomura // Neurosci Lett. - 2006. - Vol. 397. - P.5-9.

104. Hayflick, L. The serial cultivation of human diploid cell strains / L. Hayflick // Exp. Cell Res. - 1961. - Vol.25. - P. 585-621.

105. Hegan, D.C. Inhibition of poly(ADP-ribose) polymerase down-regulates BRCA1 and RAD51 in a pathway mediated by E2F4 and pi30 / D.C. Hegan, Y. Lu, G.C. Stachelek, M.E. Crosby, et al. // Proc Natl Acad Sei USA. - 2010. - Vol.107, № 5. - P.2201-6.

106. Helleday, T. The underlying mechanism for the PARP and BRCA synthetic lethality: clearing up the misunderstandings / T. Helleday // Mol Oncol. -2011. - Vol.5, № 4. - P.387-93.

107. Hellwinkel, O.J.Osteosarcoma cell lines display variable individual reactions on wildtype p53 and Rb tumour-suppressor transgenes. O.J. Hellwinkel, J. Müller, A. Pollmann, H. Kabisch / J Gene Med. - 2005. - Vol.7, № 4. - P.407-19.

108. Henderson, B. R. A comparison of the activity, sequence specificity, and CRM 1-dependence of different nuclear export signals / B. R. Henderson, A. Eleftheriou // Exp. Cell Res. - 2000. - Vol. 256. - P. 213-224.

109. Hendrickson, E.A. Structural aspects of Ku and the DNA-dependent protein kinase complex/ E. A. Hendrickson, J. Huffman, J. Tainer // DNA Damage Recognition. New York, NY: Taylor & Francis Group, LLC. - 2006. - P.629-684.

110. Hoeijmaker, J.H.J. Genome maintenance mechanisms for preventing cancer / J.H.J. Hoeijmaker // Nature. - 2001. - Vol.411. - P.366-374.

111. Huber, A. PARP-1, PARP-2 and ATM in the DNA damage response: functional synergy in mouse development / A. Huber, P. Bai, J.M. de Murcia, G. de Murcia // DNA Repair (Amst). - 2004. - Vol. 3. - P. 1103-1108.

112. Idogawa, M. Poly(ADP-ribose) polymerase-1 is a component of the oncogenic T-cell factor-4/ beta-catenin complex / M. Idogawa, T. Yamada, K. Honda, et al.// Gastroenterology. - 2005. - Vol.128. - P.1919-1936.

113. Ishov, A.M. PML is critical for ND10 formation and recruits the PML-interacting protein daxx to this nuclear structure when modified by SUMO-1 / A.M. Ishov, A.G. Sotnikov, D. Negorev, et al. // J Cell Biol. - 1999. - Vol.147. - P.221-234.

114. Ishov, A.M. The periphery of nuclear domain 10 (ND10) as site of DNA virus deposition / A.M. Ishov, G.G. Mau //J Cell Biol. - 1996. - Vol.134. - P.815-826.

115. Jackson, S.P. Sensing and repairing double-strand breaks / S.P. Jackson // Carcinogenesis. - 2002. - Vol.23. - №5. - P.687-696.

116. Jackson, S.P. The DNA-damage response in human biology and disease/ S.P. Jackson, J. Bartek//Nature. -2009. - Vol.461. - P. 1071-1078.

117. Jensen, K. PML protein isoforms and the RBCC/TRIM motif / K. Jensen, C. Shiels, P.S.Freemont // Oncogene. - Vol. 20. - P.7223-7233.

118. Kaelin W.G. Jr. The concept of synthetic lethality in the context of anticancer therapy / W.G. Jr. Kaelin // Nat Rev Cancer . - 2005. - Vol. 5. - P.689-698.

119. Kakizuka, A. Chromosomal translocation t(15;17) in human acute promyelocytic leukemia fuses RAR alpha with a novel putative transcription factor, PML / A. Kakizuka, W.H. Miller Jr, K. Umesono, et al. // Cell. - 1991. - Vol.66. -P.663-674.

120. Karagiannis T.C. Chromatin modifications and DNA double-strand breaks: the current state of play / T.C. Karagiannis, A. El-Osta // Leukemia. - 2007. - Vol.21. -P. 195-200.

121. Kastan, M.B. Cell-cycle checkpoints and cancer / M.B. Kastan, J. Bartek // Nature. -2004. - Vol.432, № 7015. - P.316-323.

122. Kaufmann, S.H. Specific proteolytic cleavage of poly(ADP-ribose) polymerase: an early marker of chemotherapy-induced apoptosis / S.H. Kaufmann, S. Desnoyers, Y. Ottaviano, et al. // Cancer Res. - 1999. - Vol. 53. - P.3976-3985.

123. Khan, M.M. Role of PML and PML-RARalpha in Mad-mediated transcriptional repression / M.M. Khan, T. Nomura, H. Kim, et al. // Mol Cell. - 2001. -Vol.7, №6.-P. 1233-43.

124. Khanna, K.K. DNA double-strand breaks: signaling, repair and the cancer connection / K.K. Khanna, S.P. Jackson // Nat. Genet. - 2001. - Vol.27. - P.247-254.

125. Khodyreva, S.N. Apurinic/apyrimidinic (AP) site recognition by the 5'-dRP/AP lyase in poly(ADPribose) polymerase-1 (PARP-1) / S.N. Khodyreva, R. Prasad, E.S. Ilina, et al. // Proc Natl Acad Sci USA. - 2010. - Vol.107. - P.22090-22095.

126. Klapstein, K. Physics of RecA-mediated homologous recognition / K. Klapstein, T. Chou, R. Bruinsma // Biophys. J. - 2004. - Vol. 87. - P. 1466-1477.

127. Kotula, E. DNA-PK Target Identification Reveals Novel Links between DNA Repair Signaling and Cytoskeletal Regulation / E. Kotula, W. Faigle, N. Berthault, et al. // PLoS ONE. - 2013. - Vol. 8, № 11. - P.e80313.

128. Krejci, L. Homologous recombination and its regulation / L. Krejci, V. Altmannova , M. Spirek , X. Zhao // Nucleic Acids Res. - 2012. - Vol. 40, № 13. -P.5795-818.

129. Kuilman, T. The essence of senescence / T. Kuilman, C. Michaloglou, W.J. Mooi, D.S. Peeper // Genes Dev. - 2010. - Vol. 24, № 22. - P.2463-79.

130. Kurki, S. Cellular stress and DNA damage invoke temporally distinct Mdm2, p53 and PML complexes and damage-specific nuclear relocalization / S. Kurki, L. Latonen, M. Laiho // J Cell Sci. - 2003. - Vol.116. - P.3917-3925.

131. Lallemand-Breitenbach, V. PML nuclear bodies / V. Lallemand-Breitenbach, H. de Thé // Cold Spring Harb. Perspect. Biol. - 2010. - Vol. 2, a000661.

132. Langelier, M.F. A third zinc-binding domain of human poly (ADP-ribose) polymerase-1 coordinates DNA dependent enzyme activation / M.F. Langelier, K.M. Servent, E.E. Rogers, J.M. Pascal //J. Biol. Chem. - 2008. - Vol. 283. - P.4105-4114.

133. Langelier, M.F. Structural basis for DNA damage-dependent poly(ADP-ribosyl)ation by human PARP-1 / M.F. Langelier, J.L. Planck, S. Roy, J.M. Pascal // Science. - 2012. - Vol. 336 , № 6082. - P.728-32.

134. Langelier, M.F. The Zn3 domain of human poly(ADPribose) polymerase-1 (PARP-1) functions in both DNA-dependent poly(ADP-ribose) synthesis activity and chromatin compaction / M.F. Langelier, D.D. Ruhl, J.L. Planck, et al. // J. Biol. Chem. -2010.-Vol. 285. -P.18877-18887.

135. Lavin, M.F. Ataxia-telangiectasia: from a rare disorder to a paradigm for cell signalling and cancer / M.F. Lavin // Nat Rev Mol Cell Biol. - 2008. - Vol.9, № 10. -P.759-69.

136. Lee, J.H. ATM activation by DNA double-strand breaks through the Mre 11 -Rad50-Nbs 1 complex / J.H. Lee, T.T. Paull // Science. - 2005. - Vol. 308. -P.551-554.

137. Lengauer, C. Genetic instabilities in human cancers / C. Lengauer, K.W. Kinzler, B.Vogelstein // Nature. - 1998. Vol. 396, № 6712. - P.643-9.

138. Li, Y.Cell cycle expression and p53 regulation of the cyclin-dependent kinase inhibitor p21 / Y. Li, C.W. Jenkins, M.A. Nichols, Y. Xiong // Oncogene. -1994. - Vol.9, № 8. - P. 2261-2268.

139. Lieber, M.R. Flexibility in the order of action and in the enzymology of the nuclease, polymerases, and ligase of vertebrate non-homologous DNA end joining: relevance to cancer, aging, and the immune system / M.R. Lieber, H. Lu, J. Gu, K. Schwarz // Cell Res. - 2008. - Vol.18. - P. 125-133.

140. Lim, J. H. Mitogen-activated protein kinase extracellular signal-regulated kinase 2 phosphorylates and promotes Pinl protein-dependent promyelocytic leukemia protein turnover / J. H. Lim, Y. Liu, E. Reineke, H.H. Kao // J. Biol. Chem. - 2011. -Vol.286.-P.44403-44411.

141. Lindahl, T.Post-translational modification of poly(ADP-ribose) polymerase induced by DNA strand breaks / T. Lindahl, M.S. Satoh, G.G. Poirier, A. Klungland // Trends Biochem. Sci. - 1995. - Vol.20, № 10. - P. 405-11.

142. Lindahl, T.Repair of endogenous DNA damage / T. Lindahl, D.E. Barnes // Cold Spring Harb Symp Quant Biol. - 2000. - Vol.65. - P.127-133.

143. Lipkowitz, S. RINGs of good and evil. RING finger ubiquitin ligases at the crossroads of tumour suppression and oncogenesis / S. Lipkowitz, A.A. Weissman // Nat. Rev. Cancer. - 2011. - Vol. 11. - P.629-643.

144. Lou, Z. MDC1 maintains genomic stability by participating in the amplification of ATM-dependent DNA damage signals / Z. Lou, K. Minter-Dykhouse, S. Franco, et al. // Mol. Cell. - 2006. - Vol.21. - P. 187-200.

145. Louria-Hayon, I. E6AP promotes the degradation of the PML tumor suppressor /1. Louria-Hayon, O. Alsheich-Bartok, Y. Levav-Cohen, et al. // Cell Death Differ. - 2009. - Vol. 16. - P. 1156-1166.

146. Lu, P.Y. NuA4 and SWR1-C: two chromatin-modifying complexes with overlapping functions and components / P.Y. Lu, N. Levesque, M.S. Kobor // Biochem Cell Biol. - 2009. - Vol. 87, № 5. - P.799-815.

147. Luger, K. New insights into nucleosome and chromatin structure: an ordered state or a disordered affair? / K. Luger, M.L. Dechassa, D.J. Tremethick // Nat. Rev. Mol. Cell Biol. - 2012. - Vol.13. - P.436^47.

148. Lukas J.More than just a focus: The chromatin response to DNA damage and its role in genome integrity maintenance / J. Lukas, C. Lukas, J. Bartek // Nat Cell Biol.-2011.-Vol.13, № 10.-P.l 161-1169.

149. Lundberg, A.S. Genes involved in senescence and immortalization / A.S. Lundberg, W.C. Hahn, P. Gupta, R.A. Weinberg // Curr. Opin. Cell Biol. - 2000. -Vol.12. - P.705-709.

150. Lynch, H.T. Review of the Lynch syndrome: history, molecular genetics, screening, differential diagnosis, and medicolegal ramifications / H.T. Lynch, P.M. Lynch, S.J. Lanspa, et al. // Clin Genet. - 2009. - Vol.76, N 1. - P. 1-18.

151. Malu S. Role of non-homologous end joining in V(D)J recombination / S. Malu, V. Malshetty, D. Francis, et al. // Immunol Res. - 2012. - Vol.54. - P.233-246.

152. Mari P.O. Dynamic assembly of end-joining complexes requires interaction between Ku70/80 and XRCC4 / P.O. Mari, B.I. Florea, S.P. Persengiev, et al. //Proc. Natl. Acad. Sci. USA. -2006. - Vol.103. - P. 18597-602.

153. Masson, M. XRCC1 is specifically associated with poly(ADP-ribose) polymerase and negatively regulates its activity following DNA damage / M. Masson, C. Niedergang, V. Schreiber, et al. // Mol. Cell. Biol. - 1998. - Vol.18, № 6. -P.3563-71.

154. Matic, I. Site-Specific Identification of SUMO-2 Targets in Cells Reveals an Inverted SUMOylation Motif and a Hydrophobic Cluster SUMOylation Motif / I. Matic, J. Schimmel, I.A. Hendriks , et al. // Molecular Cell. - 2010. - Vol. 39. - P.641-652.

155. Matsuoka, S. ATM and ATR substrate analysis reveals extensive protein networks responsive to DNA damage / S. Matsuoka, B.A. Ballif, A. Smogorzewska et al. // Science. - 2007. - Vol.316. - P. 1160-1166.

156. McCabe, N. Deficiency in the repair of DNA damage by homologous recombination and sensitivity to poly(ADP-ribose) polymerase inhibition / N. McCabe, N.C. Turner, C.J. Lord, et al. // Cancer Res. - 2006. - Vol.66. - P.8109-8115.

157. McEllin, B. PTEN loss compromises homologous recombination repair in astrocytes: implications for glioblastoma therapy with temozolomide or poly(ADP-ribose) polymerase inhibitors / B. McEllin, C.V. Camacho, B. Mukherjee, et al. // Cancer Res. - 2010. - Vol. 70. - P.5457-5464.

158. McKinnon, P.J. ATM and ataxia telangiectasia / P.J. McKinnon // EMBO Rep. - 2004. - Vol.5 - P.772-776.

159. McVey, M. MMEJ repair of double-strand breaks (director's cut): deleted sequences and alternative endings/ M. McVey, S.E. Lee // Trends Genet. - 2008. - Vol. 24, № 11. - P.529-38.

160. Melnick, A.Deconstructing a disease: RARalpha, its fusion partners, and their roles in the pathogenesis of acute promyelocytic leukemia / A. Melnick, J.D. Licht // Blood. - 1999. - Vol. 93. - P. 3167-3215.

161. Menisser de Murcia, J. Early embryonic lethality in PARP-1 Atm doublemutant mice suggests a functional synergy in cell proliferation during development / J. Menisser-de Murcia, M. Mark, O. Wendling, et al. // Mol Cell Biol. - 2001. - Vol. 21, №5.-P. 1828-32.

162. Menissier de Murcia, J. Functional interaction between PARP-1 and PARP-2 in chromosome stability and embryonic development in mouse / J. Menissier de Murcia, M. Ricoul, L. Tartier, et al. // EMBO J. - 2003. - Vol. 22, № 9. - P.2255-63.

163. Meroni, G. TRIM/RBCC, a novel class of 'single protein RING finger' E3 ubiquitin ligases / G. Meroni , G. Diez-Roux //Bioessays. - 2005. - Vol.27, № 11. -P. 1147-57.

164. Michaloglou, C. BRAFE600-associated senescence-like cell cycle arrest of human naevi / C. Michaloglou, L.C. Vredeveld, M.S. Soengas, et al. // Nature. - 2005. -Vol. 436. -P.720-724.

165. Mohaghegh, P.DNA helicase deficiencies associated with cancer predisposition and premature ageing disorders / P. Mohaghegh, I.D. Hickson // Hum. Mol. Gen. - 2001. - Vol. 10. - P.74 -746.

166. Morales, V.Role of Histone N-Terminal Tails and Their Acetylation in Nucleosome Dynamics / V. Morales H. Richard-Foy // Mol. Cell. Biol. - 2000. - Vol. 20, № 19. - P.7230-7237.

167. Mortusewicz, O. Feedback-regulated poly(ADP-ribosyl)ation by PARP-1 is required for rapid response to DNA damage in living cells / O. Mortusewicz, J.C. Ame, V. Schreiber, H. Leonhardt // Nucleic. Acids. Res. - 2007. - Vol.35. - P.7665-7675.

168. Murr, R. Histone acetylation by Trrap-Tip60 modulates loading of repair proteins and repair of DNA double-strand breaks / R. Murr, J.I. Loizou, Y.G. Yang, et al.// Nat Cell Biol. - 2006. - Vol. 8. - P.91-99.

169. Nishida H., Tatewaki N., Nakajima Y., et al. Inhibition of ATR protein kinase activity by schisandrin B in DNA damage response // Nucleic Acids Res. -2009. - Vol.37. - P.5678-5689.

170. Norbury, C.J. DNA damage-induced apoptosis / C.J. Norbury, B. Zhivotovsky // Oncogene. - 2004. - Vol.23, № 16. - P.2797-2808.

171. Nosho, K. Overexpression of poly(ADP-ribose) polymerase-1 (PARP-1) in the early stage of colorectal carcinogenesis / K. Nosho, H. Yamamoto, M. Mikami, et al // Eur J Cancer. - 2006. -Vol. 42. - P.2374-2381.

172. Ogata, N. ADP-ribosylation of histone HI. Identification of glutamic acid residues 2, 14, and the COOH-terminal lysine residue as modification sites / N. Ogata, K. Ueda, H. Kagamiyama, O. Hayaishi // J. Biol. Chem. - 1980. - Vol.255. - P.7616-7620.

173. Ogata, N. Poly(ADP ribose) synthetase, a main acceptor of poly(ADP-ribose) in soated nuclei / N. Ogata, K. Ueda, M. Kawaichi, O. Hayaishi // J. Biol.Chem. -1981.- Vol.256. -P.4135—4137.

174. Okano, S. Spatial and temporal cellular responses to single-strand breaks in human cells / S. Okano, L. Lan, K.W. Caldecott, et al. // Mol. Cell. Biol. - 2003. -Vol.23.-P. 3974-3981.

175. Ossovskaya, V. Upregulation of Poly(ADP-ribose) Polymerase-1 (PARP-1) in triple-Negative Breast Cancer and Other Primary human tumor types / V. Ossovskaya, I.C. Koo, E.P. Kaldjian, et al. // Genes & Cancer. - 2010. - Vol.1. -P.812-821.

176. Otto, H. In silico characterization of the family of PARP-like poly(ADP ribosyl) transferases (pARTs) / H. Otto, P.A. Reche, F. Bazan, et al. // BMC Genomics. -2005.-Vol. 6. -P.139.

177. Ozato, K. TRIM family proteins and their emerging roles in innate immunity / K. Ozato, D.M. Shin, T.H. Chang, H.C.Morse 3rd. // Nat Rev Immunol. -2008. - Vol. 8, № 11. - P.849-60.

178. Pandolfi, P.P. Structure and origin of the acute promyelocytic leukemia myl/RAR alpha cDNA and characterization of its retinoid-binding and transactivation properties / P.P. Pandolfi, F. Grignani, M. Alcalay et al. // Oncogene. - 1991. - Vol.6, № 7. - P.1285-1292.

179. Paques, F. Multiple pathways of recombination induced by double-strand breaks in Saccharomyces cerevisiae / F. Paques, J.E. Haber // Microbiol. -1999. - Mol. Biol. Rev. - Vol.63. - P. 349-404.

180. Pardo, B.DNA repair in mammalian cells: DNA double-strand break repair: how to fix a broken relationship / B. Pardo, B. Gómez-González, A. Aguilera // Cell Mol. Life Sci. - 2009. - Vol. 66, № 6. - P. 1039-56.

181. Pearson, M. PML regulates p53 acetylation and premature senescence induced by oncogenic Ras / M. Pearson, R. Carbone, C. Sebastiani et al. // Nature. -2000. - Vol. 406. - P.207-210.

182. Pellicciari, C. Etoposide at different concentrations may open different apoptotic pathways in thymocytes / C. Pellicciari, M.G. Bottone, V. Schaack et al. // Eur J Histochem. - 1996. - Vol. 40, №4. - P.289-298.

183. Peng, J.C. Epigenetic regulation of heterochromatic DNA stability / J.C. Peng, G.H. Karpen// Curr. Opin. Genet. Dev. - 2008. - Vol.18. - P.204-211.

184. Peterson, C.L. Cellular machineries for chromosomal DNA repair / C.L. Peterson, J. Côté // Genes Dev. - 2004. -Vol.18, № 6. - P.602-16.

185. Polo S.E. Dynamics of DNA damage response proteins at DNA breaks: a focus on protein modifications / S.E. Polo, S.P. Jackson // Genes Dev. - 2011. - Vol. 25, № 5. - P.409-433.

186. Powell, S.N. Roles of BRCA1 and BRCA2 in homologous recombination, DNA replication fidelity and the cellular response to ionizing radiation / S.N. Powell, L.A. Kachnic // Oncogene. - 2003. - Vol.22, №37. -P.5784-91.

187. Prasad, S.C. Enhanced poly(adenosine diphosphate ribose) polymerase activity and gene expression in Ewing's sarcoma cells / S.C. Prasad, P.J. Thraves, K.G. Bhatia, et al. // Cancer Res. - 1990. - Vol.50. - P.38-43.

188. Price, B.D. Chromatin remodeling at DNA double-strand breaks / B.D. Price, A.D. D'Andrea // Cell. - 2013. - Vol. 152, № 6. - P. 1344-1354.

189. Quiles-Perez, R. Inhibition of poly adenosine diphosphate-ribose polymerase decreases hepatocellular carcinoma growth by modulation of tumor-related

gene expression / R. Quiles-Perez, J.A. Munoz-Gamez, A. Ruiz-Extremera, et al.// Hepatology. - 2010. - Vol.51. - P.255-266.

190. Rabellino, A. PML Degradation: Multiple Ways to Eliminate PML / A. Rabellino, P.P. Scaglioni // Front Oncol. - 2013. - Vol.3. - P.60.

191. Rabellino, A. The SUMO E3-ligase PIAS1 regulates the tumor suppressor PML and its oncogenic counterpart PML-RARA / A. Rabellino, B. Carter, G. Konstantinidou et al. // Cancer Res. - 2012. - Vol.72. - P. 2275-2284.

192. Reineke, E. L. Degradation of the tumor suppressor PML by Pinl contributes to the cancer phenotype of breast cancer MDA-MB-231 cells / E.L. Reineke, M. Lam, Q. Liu et al. // Mol. Cell. Biol. - 2008. - Vol.28. - P.997-1006.

193. Reymond, A. The tripartite motif family identifies cell compartments / A. Reymond, G. Meroni, A. Fantozzi et al. // EMBO J. - 2001. - Vol. 20. - P. 2140-2151.

194. Rogakou, E.P. Megabase chromatin domains involved in DNA double strand breaks in vivo / E.P. Rogakou, C. Boon, C. Redon, W.M. Bonner // J. Cell. Biol. 1999.-Vol.146.-P. 905-916.

195. Rogakou, E.P. DNA double-stranded breaks induce histone H2AX phosphorylation on serine 139 / E.P. Rogakou, D.R. Pilch, A.H. Orr et al. // J. Biol. Chem. - 1998. - Vol.273. - P.5858-5868.

196. Ruf, A. Inhibitor and NAD+ binding to poly(ADP-ribose) polymerase as derived from crystal structures and homology modeling / A. Ruf, G. de Murcia, G.E. Schulz// Biochemistry. - 1998. -Vol. 37, № 11.-P. 3893-900.

197. Ruf, A. Structure of the catalytic fragment of poly(AD-ribose) polymerase from chicken / A. Ruf, J. Mennissier de Murcia, G. de Murcia, G.E. Schulz // Proc. Natl. Acad. Sci. USA. - 1996. - Vol.93, N 15. -P.7481-5.

198. Rupnik, A. MRN and the race to the break / A. Rupnik, N.F. Lowndes, M. Grenon // Chromosoma. - 2010. - Vol.119, № 2. - P. 115-35.

199. Rupnik, A. Quick Guide: The MRN complex / A. Rupnik, M. Grenon, N.F. Lowndes // Curr. Biol. - 2008. - Vol. 18, № 11. - P.455-457.

200. Saleh-Gohari, N. Spontaneous homologous recombination is induced by collapsed replication forks that are caused by endogenous DNA single-strand breaks /

N. Saleh-Gohari, H.E. Bryant, N. Schultz et al.// Mol Cell Biol. - 2005. - Vol. 25. -P.7158-7169.

201. Salomoni, P. New insights into the role of PML in tumour suppression / P. Salomoni, B.J. Ferguson, A.H. Wyllie, T. Rich // Cell Research. - 2008. - Vol. 18. - P. 620-638.

202. San Filippo, J. Mechanism of eukaryotic homologous recombination / J. San Filippo, P. Sung, H. Klein // Annu. Rev. Biochem. - 2008. - Vol. 77. - P.229-57.

203. Sanchez,Y. Conservation of the Chkl checkpoint pathway in mammals: linkage of DNA damage to Cdk regulation through Cdc25 / Y. Sanchez, C. Wong, R.S. Thomaet al. // Science. - 1997. - Vol.277. -P.1450-1451.

204. Scaglioni, P. P. A CK2-dependent mechanism for degradation of the PML tumor suppressor / P. P. Scaglioni, T. M. Yung, L.F. Cai et al. // Cell. - 2006. - Vol. 126. - P.269-283.

205. Schreiber V., Dantzer F., Ame J.C., de Murcia G. Poly(ADP-ribose): novel functions for an old molecule // Nat. Rev. Mol. Cell. Biol. - 2006. - Vol.7. - P.517-528.

206. Schreiber, V. Poly(ADP-ribose): novel functions for an old molecule / V. Schreiber, F. Dantzer, J.C. Ame, G. de Murcia // Nat. Rev. Mol. Cell. Biol. - 2006. -Vol.7. - P.517-528.

207. Serrano, M. Oncogenic ras provokes premature cell senescence associated with accumulation of p53 and pl6INK4a. / M. Serrano, A.W. Lin, M.E. McCurrach et al. // Cell. - 1997. - Vol.88. - P.593-602.

208. Shao, Z. Persistently bound Ku at DNA ends attenuates DNA end resection and homologous recombination / Z. Shao, A.J. Davis, K.R. Fattah et al. // DNA Repair (Amst). - 2012. - Vol. 11,- P.310-6.

209. Shen, T.H.The mechanisms of PML-nuclear body formation / T.H. Shen , H.K. Lin, P.P. Scaglioni et al //Mol Cell. - 2006. - Vol.24, № 3. -P.331-9.

210. Shieh, W.M. Poly(ADP-ribose) polymerase null mouse cells synthesize ADP-ribose polymers / W.M. Shieh, J.C. Ame, M.V. Wilson, et al. // J. Biol. Chem. -1998. - Vol. 273. - P.30069-30072.

211. Shiloh, Y. The ATM-mediated DNA-damage response: taking shape / Y. Shiloh // Trends Biochem Sci. - 2006. - Vol.31, № 7. - P.402-410.

212. Short, K. M. Subclassification of the RBCC/TRIM superfamily reveals a novel motif necessary for microtubule binding / K. M. Short, T.C. Cox // J. Biol. Chem.

- 2006. - Vol. 281. - P. 8970-8980.

213. Silva, F.C. Mismatch repair genes in Lynch syndrome: a review / F.C. Silva, M.D. Valentin, O. Ferreira, et al. //Sao Paulo Med J. - 2009. - Vol.127, N 1. -P.46-51.

214. Singleton, B.K. The C terminus of Ku80 activates the DNA-dependent protein kinase catalytic subunit / B.K. Singleton, M.I. Torres-Arzayus, S.T. Rottinghaus, et al. // Mol Cell Biol. - 1999. - Vol.19. - P.3267-3277.

215. Smeenk, G. The NuRD chromatin-remodeling complex regulates signaling and repair of DNA damage / G. Smeenk, W.W. Wiegant, H. Vrolijk, et al. // J Cell Biol.

- 2010. - Vol. 190. - P.741-749.

216. Smerdon, M.J. DNA repair and the role of chromatin structure / M.J. Smerdon // Curr. Opin. Cell Biol. - 1991. - Vol. 3. - P.422^128.

217. Smith, G.C.DNA-dependent protein kinase and related proteins / G.C. Smith, N. Divecha, N.D. Lakin, S.P. Jackson // Biochem Soc Symp. - 1999. - Vol. 64. -P.91-104.

218. Solyanik, G.I., Autoselection Phenomenon in the Normal Cell Clone Undergoing Differentiation: From Cell Population Heterogeneity to Cancer Phenotype via Nonmutational Changes / G.I. Solyanik, A.A. Serikov // Journal of Theoretical Medicine. - 2000. - Vol. 2, № 4. - P. 275-283.

219. Sousa, F.G. PARPs and the DNA damage response / F.G. Sousa, R. Matuo, D.G. Soares, et al.// Carcinogenesis. - 2012. - Vol.33, № 8. -P.1433-1440.

220. Spector, D.L. Nuclear domains / D.L. Spector // J. Cell Sci. - 2001. - Vol. 114. - P.2891-2893.

221. Squatrito, M. Tip60 in DNA damage response and growth control: many tricks in one HAT / M. Squatrito, C. Gorrini, B. Amati //Trends Cell Biol. - 2006. -Vol. 16, № 9. - P.433-42.

222. Stratton, M.R. A comprehensive overview of cancer-predisposing mutations and advances in cancer genetics / M.R. Stratton, P.J. Campbell, P.A. Futreal // Nature. - 2009. - Vol.458. - P.719-724.

223. Ström, C.E. Poly (ADP-ribose) polymerase (PARP) is not involved in base excision repair but PARP inhibition traps a single-strand intermediate / C.E. Ström, F. Johansson, M. Uhlen, et al.// Nucleic Acids Res. - 2011. -Vol. 39, № 8. - P.3166-75.

224. Ström, C.E. Strategies for the Use of Poly(adenosine diphosphate ribose) Polymerase (PARP) Inhibitors in Cancer Therapy / C.E. Ström, T. Helleday // Biomolecules. - 2012. - Vol.2, № 4. - P. 635-649.

225. Stuurman, N. A monoclonal-antibody recognizing nuclear matrix-associated nuclear-bodies/ N. Stuurman, A. de Graaf, A. Floore, et al. // J. Cell Sei. -1992.-Vol. 101.-P. 773-784.

226. Sugimura, K. PARP-1 ensures regulation of replication fork progression by homologous recombination on damaged DNA / K. Sugimura, S. Takebayashi,, H. Taguchi, et al. // J Cell Biol. - 2008 - Vol.l83(7). - P.1203-1212.

227. Sung, P. Rad51 recombinase and recombination mediators / P. Sung, L. Krejci, S. Van Komen, M.G.Sehorn // J. Biol. Chem. - 2003. - Vol.278. - P. 4272942732.

228. Tan, J.A. Sumo conjugation to the MAR-binding protein, special at-rich sequence binding protein-1, targets it to promyelocytic nuclear bodies where it undergoes caspase cleavage / J.A. Tan, Y. Sun, J. Song, et al. // J Biol Chem. - 2008. -Vol. 283. - P. 18124-18134.

229. Tang, H.L. Cell survival, DNA damage, and oncogenic transformation after a transient and reversible apoptotic response / H.L. Tang, H.M. Tang, K.H. Mak, S. Hu // Mol Biol Cell. - 2012. - Vol.23, № 12. - P.2240-2252.

230. Tang, J. Association of caspase-2 with the promyelocytic leukemia protein nuclear bodies / J. Tang, W. Xie, X. Yang // Cancer Biol Ther. - 2005. - Vol. 4. -P.645-649.

231. Thorn, C.F. Doxorubicin pathways: pharmacodynamics and adverse effects / C.F. Thorn, C. Oshiro, S. Marsh, et al. // Pharmacogenet Genomics. - 2011. - Vol. -21,№7.-P.440-446.

232. Tibbetts, R.S. A role for ATR in the DNA damage-induced phosphorylation of p53 / R.S.Tibbetts, K.M. Brumbaugh, J.M. Williams, et al. // Genes Dev. - 1999.-Vol.13.-P.152-157.

233. Tinoco, G. Treating breast cancer in the 21st century: emerging biological therapies / G. Tinoco, S. Warsch, S. Gltick, et al. // J Cancer. - 2013. -Vol.4. - P.l 17132.

234. Tommer, R. Diversity of degradation signals in the ubiquitin-proteasome system / R. Tommer, M. Hochstrasser // Nature Reviews Molecular Cell Biology. -2008.-Vol.9.-P. 679-689.

235. Tomoda, T. Enhanced expression of poly(ADP-ribose) synthetase gene in malignant Lymphoma / T. Tomoda, T. Kurashige, T. Moriki, et al. // Am J Hematol. -1991.-Vol.37.-P.223-227.

236. Tong, W.M. Poly(ADP-ribose) polymerase: a guardian angel protecting the genome and suppressing tumorigenesis / W.M. Tong, U. Cortes, Z.Q. Wang // Biochim. Biophys. Acta. - 2001. - Vol.1552, № 1. -P.27-37.

237. Tong, W.M. Poly(ADP-ribose) polymerase-1 plays a role in suppressing mammary tumourigenesis in mice / W.M. Tong, Y.G. Yang, W.H. Cao, et al. // Oncogene. - 2007. - Vol.26. - P. 3857-3867.

238. Tong, W.M. Synergistic role of Ku80 and poly(ADP-ribose) polymerase in suppressing chromosomal aberrations and liver cancer formation / W.M. Tong, U. Cortes, M.P. Hande, et al // Cancer Res. - 2002. - Vol.62, № 23. - P.6990-6.

239. Trucco, C. DNA repair defect in poly(ADP-ribose) polymerase-deficient cell lines / C. Trucco, F.J.Oliver, G. de Murcia, J. Menissier-de Murcia // Nucleic. Acids. Res. - 1998. - Vol. 26, № 11. - P.2644-2649.

240. Uchida, K. Isolation of the poly(ADP-ribose) polymerase-encoding cDNA from Xenopus laevis: phylogenetic conservation of the functional domains / K. Uchida, M. Uchida, S. Hanai, et al.// Gene. - 1993. - Vol. 137, № 2. - P.293-297.

241. Uematsu, N. Autophosphorylation of DNA-PKCS regulates its dynamics at DNA double-strand breaks / N. Uematsu, E. Weterings, K. Yano, et al. // J. Cell Biol. -2007.-Vol.177.-P. 219-29.

242. van Attikum, H. Distinct roles for SWR1 and IN080 chromatin remodeling complexes at chromosomal double-strand breaks / H. van Attikum, O. Fritsch, S.M. Gasser // Embo J. - 2007. - Vol.26. - P.4113-4125.

243. Vernier, M. Regulation of E2Fs and senescence by PML nuclear bodies / M. Vernier, V. Bourdeau , M.F. Gaumont-Leclerc , et al. // Genes Dev. - 2011. -Vol.25, № 1. -P.41-50.

244. Vogelstein, B. Surfing the p53 network / B. Vogelstein, D. Lane, A.J. Levine // Nature. - 2000. - Vol. 408. - P. 307-310.

245. Wang, J. Promyelocytic leukemia nuclear bodies associate with transcriptionally active genomic regions / J. Wang, C. Shiels, P. Sasieni, et al. // J Cell Biol. - 2004. - Vol.164. -P.515-526.

246. Wang, X.W. Functional interaction of p53 and BLM DNA helicase in apoptosis / X.W. Wang, A. Tseng, N.A. Ellis, et al. // J.Biol.Chem. - 2001. - Vol.276. - P.3294-32955.

247. Wang, Z.G. PML is essential for multiple apoptotic pathways / Z.G. Wang, D. Ruggero, S. Ronchetti et al. // Nat Genet. - 1998. - Vol. 20. - P.266-272.

248. Weemaes, C.M. A new chromosomal instability disorder: the Nijmegen breakage syndrome / C.M. Weemaes, T.W. Hustinx, J.M. Scheres, et al. // Acta Paediatr Scand - 1981. - Vol.70. - P.557-564.

249. Wei, L. Damage response of XRCC1 at sites of DNA single strand breaks is regulated by phosphorylation and ubiquitylation after degradation of poly(ADP-ribose) / L. Wei, S. Nakajima, C.L. Hsieh, et al. // J Cell Sci. - 2013. - Vol.126. - P. 4414-23.

250. Wei, Q. DNA Repair: a Double-Edged Sword / Q. Wei, M.L. Frazier, B.Levin // JNCI J Natl Cancer Inst. - 2000. Vol. 92, № 6. - P. 440-441

251. Weis, K. Retinoic acid regulates aberrant nuclear localization of PML/RARa in acute promyelocytic leukemia cells / K. Weis, S. Rambaud, C. Lavau, et al. // Cell. - 1994. - Vol. 76. - P.345-356.

252. Weterings, E. / Weterings E, Verkaik NS, Briiggenwirth HT, Hoeijmakers JH, van Gent DC// The role of DNA dependent protein kinase in synapsis of DNA ends. Nucleic Acids Res. -2003. - Vol. 31, № 24. -P.7238-46.

253. Wiesmeijer, K. Mobile foci of SplOO do not contain PML: PML bodies are immobile but PML and SplOO proteins are not / K. Wiesmeijer, C. Molenaar, I.M. Bekeer, et al. // J. Struct. Biol. - 2002. - Vol. 140. - P. 180-188.

254. Wu, W.S. Promyelocytic leukemia protein sensitizes tumor necrosis factor alpha-induced apoptosis by inhibiting the NF-kappaB survival pathway / W.S. Wu, Z.X. Xu, W.N. Hittelman, et al. // J Biol Chem. - 2003. - Vol. 278. - P. 12294-12304.

255. Xu, Y. Chromatin dynamics and the repair of DNA double strand breaks / Y. Xu, B.D. Price // Cell Cycle. - 2011. - Vol. 10. -P.261-267.

256. Xu, Y. Histone H2A.Z Controls a Critical Chromatin Remodeling Step Required for DNA Double-Strand Break Repair/ Y. Xu, , M.K. Ayrapetov, C. Xu, et al. // Molecular cell. - 2012. - Vol.48. - P.723-733.

257. Xu, Y. The p400 ATPase regulates nucleosome stability and chromatin ubiquitination during DNA repair / Y. Xu, Y. Sun, X. Jiang, et al. // J Cell Biol. - 2010. - Vol.191.-P.31-43.

258. Yarbro, J.W. Mechanism of action of hydroxyurea / J.W. Yarbro // Semin Oncol. - 1992. - Vol. 19. P. 1-10.

259. Yelamos, J. PARP-1 and PARP-2: new players in tumor development / J. Yelamos, J. Farres, L. Llacuna, et al. // Am. J. Cancer Res. -2011. - Vol.1. - P.328-346.

260. Zahradka, P. A shuttle mechanism for DNA-protein interactions. The regulation of poly(ADP-ribose) polymerase / P. Zahradka, K. Ebisuzaki // Eur. J. Biochem. - 1982. - Vol.127, № 3. - P.579-85.

261. Zhong, S. A role for PML and thenuclear body in genomic stability / S. Zhong, P. Hu, T.Z.Ye, et al. // Oncogene. - 1999. - Vol.18. - P.7941-7947.

262. Zhong, S. The transcriptional role of PML and the nuclear body / S. Zhong, P. Salomoni, P.P. Pandolfi // Nat Cell Biol. - 2000. - Vol. 2. - P.85-90.

263. Zhou, B.B.DNA damage response: putting checkpoints in perspective / B.B. Zhou, S.J. Elledge // Nature. - 2000. - Vol. 408. - P.433-439.

264. Zhu, J. Pathways of retinoic acid- or arsenic trioxide-induced PML/RARa catabolism, role of oncogene degradation in disease remission / J. Zhu, V. Lallemand-Breitenbach, H. de Thé //Oncogene. - 2001. - Vol. 20. - P.7257-7265.

СПИСОК ИЛЛЮСТРАТИВНОГО МАТЕРИАЛА

Рисунок 1 - Схематическое изображение структуры генов hPARP-1 и hPARP-2, а

также их белковых доменов.........................................................................................31

Рисунок 2 - Схематичное изображение гена PML и изоформы белка PML..........37

Рисунок 3 - Схематичное изображение RBCC/TRIM мотива белка PML.............38

Рисунок 4 - Реакция расщепления реагента X-gal под действием Р-галактозидазы.

..........................................................................................................................................58

Рисунок 5 - Реакция превращения реагента MTS в оптически активную форму формазан под дейсвием ферментов дегидрогеназ в метаболически активных

клетках............................................................................................................................60

Рисунок 6 - Подтверждение нокдауна белков PML и PARP-1.................................63

Рисунок 7 - Неспособность клеток образовывать ядерные тельца PML NBs при

нокдауне белка PML......................................................................................................64

Рисунок 8 - Подтверждение сочетанного нокдауна белков PML и PARP-1...........65

Рисунок 9 - Определение активности PARP в условиях генотоксического стресса

и нокдауна белка PML...................................................................................................66

Рисунок 10 - Появление фосфорилированной формы гистона ШАХ (уШАХ) в

зависимости от времени экспозиции доксорубицином.............................................67

Рисунок 11 - Эффективность репарации ДНК в клеточной линии фибробластов

человека BJ.....................................................................................................................68

Рисунок 12 - Эффективность репарации ДНК в клеточной линии фибробластов

человека В J при 5 часовой и постоянной экспозиции доксорубицина....................68

Рисунок 13 - Эффективность репарации ДНК в клеточной линии фибробластов человека BJ при 5 часовой экспозиции доксорубицина в клетках группы контроля

и с сочетанным нокдауном белков PML и PARP-1....................................................69

Рисунок 14 - Эффективность репарации ДНК в клеточной линии фибробластов человека BJ при 5 часовой экспозиции доксорубицина в клетках группы контроля

и с нокдауном белка PARP-1........................................................................................70

Рисунок 15 - Подтверждение нокдауна белков PML в клеточной линии U-2 OS. 71

Рисунок 16 - Эффективность репарации ДНК в опухолевой линии и-2 08..........71

Рисунок 17 - Изменение морфологии опухолевых клеток и-2 08 после

генотоксического стресса, вызванного химиопрепаратом доксорубицином..........72

Рисунок 18 - Накопление р-галактозидазы в опухолевых клетках и-2 08 после

генотоксического стресса, вызванного химиопрепаратом доксорубицином..........73

Рисунок 19 - Определение жизнеспособности фибробластов человека линии ЕЦ в

условиях генотоксического стресса и нокдауна белков РАЯР и РМЬ....................75

Рисунок 20 - Определение жизнеспособности клеток линии и-2 08 в условиях

генотоксического стресса и нокдауна белков РАИР и РМЬ.....................................76

Рисунок 21 - Уровень экспрессии поли(АДФ-рибоза)-полимеразы-1 (РАЯР-1) и белка РМЬ, фосфорилированной формы гистона ШАХ (уШАХ), белка р27,

циклина А, а также актина в опухолевой клеточной линии и-2 08........................77

Рисунок 22 - Гибель клеток с сочетанным нокдауном белков РМЬ после

генотоксического стресса в опухолевой линии Ы-2 08............................................78

Рисунок 23 — Гибель клеток с сочетанным нокдауном белков РМЬ и РАШМ после генотоксического стресса в опухолевой линии 11-2 08............................................79