Применение гена Fe-зависимой супероксиддисмутазы для защиты хлоропластов растений томата и табака от окислительного стресса тема диссертации и автореферата по ВАК РФ 03.01.06, кандидат наук Нодельман, Екатерина Константиновна

• Нодельман, Екатерина Константиновна
• кандидат наук
• 2014

Оглавление диссертации кандидат наук Нодельман, Екатерина Константиновна

ОГЛАВЛЕНИЕ

ВВЕДЕНИЕ

ГЛАВА 1. ОБЗОР ЛИТЕРАТУРЫ

1.1 Негативное влияние абиотических стрессовых факторов на культурные растения

1.1.1 Неблагоприятное действие засоления и солевого стресса

1.1.2 Неблагоприятное действие окислительного стресса и активных форм кислорода

1.2 Получение растений устойчивых к неблагоприятным абиотическим факторам среды

1.2.1 Применение генов, кодирующих ферменты синтеза осмопротекторов

1.2.2 Применение генов, кодирующие LEA белки и пептиды (late embryogenesis abundant protein genes), синтезирующиеся на поздних стадиях эмбриогенеза

1.2.3 Применение генов, кодирующих сигнальные и регуляторные молекулы (белки, пептиды, РНК)

1.2.4 Применение генов, кодирующих ферменты, влияющие на количество, транспорт и восприятие рецепторами растительных гормонов

1.2.5 Применение генов участвующих в нейтрализации окислительного стресса

1.2.6 Применение генов, кодирующих, симпортеры, антипортеры, протонные помпы и транспортеры ионов

1.2.7 Применение генов, кодирующих молекулярные шапероны

1.3 Роль супероксиддисмутазы в регуляции активных форм кислорода

1.3.1 Структура, локализация и функции супероксиддисмутазы

1.3.2 Активность супероксиддисмутазы в условиях действия неблагоприятных факторов

1.4 Технология получение трансгенных растений семейства Solanaceae (табака и томата)

1.4.1 Использование метода биолистической трансформации

1.4.2 Использование метода электропорации

1.4.3 Использование метода микроинъекции ДНК

1.4.4 Использование метода агробактериальной трансформации

1.5 Стратегии повышения устойчивости томата к воздействию абиотических стрессов

1.6. Заключение по обзору литературы

ГЛАВА 2. ОБЪЕКТЫ И МЕТОДЫ ИССЛЕДОВАНИЯ

2.1 Растительный материал

2.2 Введение томата и табака в культуру in vitro

2.3 Конструкция для агробактериальной трансформации растений

2.4 Агробактериальная трансформация

2.5 Анализ наследования селективного гена npt II в первом трансгенном поколении табака и томата

2.6 Молекулярно - генетический анализ трансформантов

2.6.1 Экстракция бактериальной и плазмидной ДНК

2.6.2 Экстракция тотальной геномной ДНК растений

2.6.3 Полимеразная цепная реакция

2.6.4 Выделение РНК и обратная транскрипция

2.6.5 Электрофорез продуктов амплификации

2.7 Измерение активности антиокислительных ферментов

2.7.1 Получение грубых гомогенатов и ферментативных экстрактов

2.7.2 Определение активности ферментов

2.7.3 Анализ кислородного газообмена и переменной флуоресценции

2.8 Электронная микроскопия

2.9 Цитофотометрический анализ

л

1

1

ГЛАВА 3 РЕЗУЛЬТАТЫ И ОБСУЖДЕНИЕ

I

3.1 Агробактериальная трансформация и отбор генетически модифицированных растений

3.1.1 Изучение регенерационного потенциала томата сортов Белый

налив 241 и Взрыв

3.1.2 Первичная оценка трансформантов

3.1.3 Молекулярно-генетический анализ канамицин - устойчивых побегов томата и табака

3.1.4 Оценка эффективности агробактериальной трансформации

3.1.5 Анализ экспрессии целевого гена Ге-БОО! методом ОТ-ПЦР

3.1.6 Адаптация и выращивание в условиях защищенного грунта трансгенных растений томата и табака, экспрессирующих ген Ге-ЗОИ!. Анализ семенного поколения

3.1.7 Анализ экспрессии гена Ре-80В1 в первом семенном поколении Т1

3.2 Влияние экспрессии гена Ре-БОй на анатомо-физиологические и биохимические характеристики растений табака и томата

3.2.1 Анализ активности ферментов трансгенных растений

3.2.2 Оценка митотической активности клеток трансгенных растений

3.2.3 Сравнительный анализ структурной организации хлоропластов в контрольных и трансгенных растениях

3.3 Влияние экспрессии гена Ре-8001 на анатомо-физиологические и биохимические характеристики растений томата в условиях стресса

3.3.1 Исследование активности фотосинтетического аппарата

3.3.2 Оценка цитофотометрических показателей трансгенных растений при солевом стрессе

3.3.3 Сравнительный анализ структурной организации хлоропластов в контрольных и трансгенных растениях при воздействии солей

ЗАКЛЮЧЕНИЕ

ВЫВОДЫ

СПИСОК СОКРАЩЕНИЙ

БИБЛИОГРАФИЧЕСКИЙ СПИСОК ЛИТЕРАТУРЫ

Введение диссертации (часть автореферата) на тему «Применение гена Fe-зависимой супероксиддисмутазы для защиты хлоропластов растений томата и табака от окислительного стресса»

ВВЕДЕНИЕ

В естественных условиях произрастания растения часто оказываются под действием стрессов вызываемых засухой, засолением, избыточной освещенностью, высокими или низкими температурами и другими абиотическими факторами. Все абиотические воздействия сопровождаются образованием активных форм кислорода (АФК), токсичных для растительных клеток. Для нейтрализации АФК растения выработали целый ряд защитных механизмов. К ним относятся возрастание активности ферментов таких, как супероксиддисмутаза (ЕС 1.15.1.1, СОД), аскорбатпероксидаза (ЕС 1.11.1.11, АсП), глутатионредуктаза (ЕС 1.6.4.2, ГР) и другие, а также синтез низкомолекулярных антиоксидантов (аскорбат, глутатион, каротиноиды и антоцианины) [114].

Внедрение генов, кодирующих синтез антиокислительных ферментов, -перспективный способ получения растений, обладающих толерантностью ко многим стрессам [99, 114]. В различных исследованиях было продемонстрировано, что повышенной устойчивостью к окислительному стрессу обладают растения-трансформанты с суперэкспрессией единичных генов супероксиддисмутазы, аскорбатпероксидазы, глутатион-Б-трансферазы, глутатионредуктазы и др. В то же время, остается мало изученным действие окислительного стресса на основные структурно-функциональных системы индивидуальных клеток.

Настоящая работа направлена на решение одной из актуальных проблем современной биотехнологии — изучение клеточных механизмов, обеспечивающих защиту растений от действия оксидативного стресса.

Первичный ответ на действие АФК к клетке является синтез супероксиддисмутаз (СОД) (Fe-SOD, Mn-SOD и Cu/Zn-SOD), основная функция

л

которых заключается в ферментативном превращении супероксида (О ") и воды перекись водорода (Н2О2), нейтрализуемый затем другими ферментами, в частности, аскарбатпероксидазой. Хлоропласты наиболее подвержены риску токсических повреждений, вызываемых АФК, так как молекулярный кислород в

процессе фотовосстановления, происходящего в фотосистеме I, получает дополнительный электрон и превращается в супероксид (О"). В геноме арабидопсиса содержится 7 генов, кодирующих различные виды и изоформы СОД. Установлено, что Fe-SOD2 и Fe-SOD3 локализуются в хлоропластах. Показано, что они формируют гетеромерный белковый комплекс с нуклеоидом хлоропластов. Локализация Fe-SODl, установленная путем трансляционного слияния с GFP белком, свидетельствует о его наличии в цитоплазме и ядре, причем установлено, что экспрессия Fe-SODl в антисенс-ориентации не приводит к нарушению структуры пластид, в отличие от аналогичных экспериментов с Fe-SOD2 и Fe-SOD3 [167]. В настоящее время остаются малоизученными многие аспекты, связанные с особенностями влияния локализации продуктов экспрессии введенных генов, а также с влиянием внедренных генов на структурную организацию клеточных компартментов. Исходя из роли супероксиддисмутаз в антиокислительной защите структурной организации пластид, принципиальное значение имеет вопрос - может ли экспрессия цитоплазматической Fe-SOD приводить к изменениям структуры компартментов клетки при перенаправлении ее в хлоропласт.

Цель работы - изучить влияние экспрессии гена Fe-зависимой супероксиддисмутазы с сигнальной последовательностью Rbsc на структурную организацию хлоропластов трансгенных растений табака и томата при действии окислительного стресса.

Для достижения поставленной цели было необходимо решить следующие задачи:

1. Получить трансгенные растения томата и табака, экспрессирующие ген Fe-SODl, кодирующий цитоплазматическую Fe-зависимую супероксиддисмутазу из Arabidopsis thaliana (L.) Heynh. с сигнальной последовательстью гена rbsc гороха (Pisum sativum L.) для локализации продукта в хлоропластах;

2. Измерить активность супероксиддисмутазы у трансгенных растений томата и табака, с экспрессией гена Fe-SODl',

3. Изучить влияние экспрессии гена Ре-ЗОИ 1 у трансгенных растений томата и табака на пролиферативную активность клеток меристемы корня;

4. Изучить влияние экспрессии гена Ее-БОИ 1 у трансгенных растений томата и табака при таргетинге продукта в пластиды на структурно-функциональную организацию клеток фотосинтезирующих тканей;

5. Изучить влияние экспрессии гена Ге-$ОВ1 на физиологические и структурные характеристики трансгенных растений томата при воздействии абиотических факторов (засоление, УФ-радиация), генерирующих образование в клетке АФК.

ГЛАВА 1. ОБЗОР ЛИТЕРАТУРЫ

1.1 Негативное влияние абиотических стрессовых факторов на культурные

растения

Растения часто подвергаются влиянию неблагоприятных факторов окружающей среды - стрессоров. Стрессоры делятся на абиотические и биотические. К биотическим стрессорам относят воздействие патогенов -бактерий, вирусов, растительноядных насекомых. Абиотическими стрессорами являются засоление почв, водный дефицит, экстремальные температуры, ультрафиолетовая радиация, гипоксия и ряд других [1].

В первую очередь стрессоры угнетают развитие и рост растения, снижают продуктивность. Было выявлено, что урожайность культурных растений обычно составляет всего 20% от максимально возможного уровня [43]. Предполагаемые потери урожая от абиотических стрессов сотавляют: 17 % из-за засухи, 20% за счет засоления почв, 40% из-за повышенных температур, 15% из-за низких температур и 8% за счет других неблагоприятных факторов среды [28,199].

Засоление, затопление, воздействие экстремальных температур, засуха, токсические концентрации тяжелых металлов, высокая кислотность или щелочность почв снижают продуктивность сельскохозяйственных растений в два раза и более [43, 45], а при высокой интенсивности и достаточно долгой продолжительности стресса приводят к их гибели. В соответствии с данными FAO (ООН по вопросам продовольствия и сельского хозяйства) около 22% пахотных земель являются засоленными [78].

1.1.1 Неблагоприятное действие засоления и солевого стресса

Причиной ингибирования роста большинства видов культурных растений и ограничения их урожайности является избыток солей в почвенном растворе [43, 108]. Засоление почвы связано с избыточным количеством натрия, кальция, магния, хлоридов, сульфатов и карбонатов. Если содержание солей более чем 0,20,25%, почва считается засоленной. Прогнозируют, что в связи с засолением через

25 лет 30 % земель станут непригодными для использования в сельском хозяйстве.

Существует несколько причин почвенного засоления. Ранее наиболее распростаненной причиной засоления являлось наличие естественного высокого уровня минеральных солей в почве, реже причиной засоления являлись периодические затопления ряда районов морской или соленой водой. В последние годы основной причиной увеличения количества непригодных или слабо пригодных для сельского хозяйства засоленных земель все чаще становится деятельность человека. Это происходит по причине неконтролируемого использования водных ресурсов, неправильной мелиорации, что вызывает так называемое вторичное засоление [27, 81]. Кроме того, в последнее время ряд авторов утверждает, что дополнительно на эти процессы влияет изменение климата, в результате действия человека, что приводит не только к засолению, но и к опустыниванию огромных районов некогда плодородных территорий [45].

Засоление почвы характерно для большинства регионов, где испарение превышает количество выпадающих осадков. Многие умеренно или сильно солеустойчивые растения могут нормально существовать на соленых почвах. Подобные виды используют различные способы нейтрализации или избежания ионной токсичности и могут поддерживать поглощение воды, поддержание тургора и транспирацию в присутствии высоких концентраций солей [34]. Некоторым видам удается использовать локализацию ионов в специальных компартментах или клетках (специфические вакуоли и солевые железки), препятствовать поглощению токсичных ионов с помощью белковых комплексах на мембранах блокирующих их проникновение, ряду растений также удается избежать других негативных воздействий, вызванных засолением, используя формирование АФК. Чувствительность растений к засолению меняется в зависимости от вида, генотипа и стадии роста [92].

Обычно, засоление почвы связывают с накоплением различных солей натрия. Таким образом, засоление часто именуют хлоридным, сульфатным, содовым или смешанным в зависимости от преимущественного вида солей натрия

в почвенном растворе [103]. В ряде случаев в реальных условиях в разных горизонтах почвы на одном участке могут присутствовать существенно отличающиеся по составу комбинации ионов. При засолении почв это проявляется как токсическое влияние высоких концентраций солей и вызывает изменения в водном балансе растения, существенно влияя на транспирацию, тургор и транспорт воды. Наиболее изученной является реакция на хлоридное засоление. При засолении - ионы Ма+ и С1- оказывают влияние не только на водные оболочки молекул, но также препятствуют нековалентным взаимодействиям между аминокислотами белков. Это приводит к конформационным изменениям и потере функций белков. Высокая концентрация натрия в засоленой почве препятствует накоплению других катионов. Условия засоления могут также вызвать дефицит калия [40].

Засоление оказывает влияние на рост растений, вызывая нарушения, приводящие к дефициту минеральных веществ и токсичность ионнов, может приводить к нарушению физиологических и биохимических процессов метаболизма [164]. В условиях засоления у большинства гликофитов понижается содержание хлорофиллов [86]. Одним из объяснений понижения количества хлорофилла в клетке в условиях засоления может быть активация протеолитических ферментов, ответственных за деградацию хлорофилла [213] Солевой стресс оказывает влияние на содержание каротиноидов, а также на эффективность фиксации углерода, за счет активности рибулозо 1,5- бифосфат карбоксилазы/оксигеназы [68].

Высокие концентрации солей вызывают повреждение мембранных структур и целостность ряда компартментов. Повреждения проявляются в росте проницаемости мембран и утрате способности к избирательному накоплению отдельных ионов и молекул, с током воды, необходимым для поддержания тургора посредством транспирации в клетки поступают ионы соли, что может приводить к сильному повреждению и даже гибели клеток. Не менее чувствительны к высоким концентрациям солей процессы фосфорилирования и карбоксилирования. В результате присутствие в почве повышенных

т

м

концентраций ионов Ыа+ и (или) С1- ингибирует процесс фотосинтез [268]. Нарушается структурная организация пластид, а в результате нарушения процессов дыхания и митохондрий [74].

Таким образом, формирование устойчивости к засолению обуславливает необходимость адаптации сразу к трем независимым факторам: увеличению осмотического давления, токсическому действию ионов и окислительному стрессу [3]. Ионная токсичность, осмотический стресс, и дефицит поступления питательных веществ при действии солей может вызывать окислительный стресс [275]. В результате осмотического стресса меняется транспорт ионов в клетке растения и, как следствие, нарушается гомеостаз [183].

Различные виды абиотических стрессов, таких как засоление, засуха, экстимальные температуры часто сопровождаются окислительным стрессом, в ходе которого образуются АФК, способные повреждать различные биополимеры клетки [36]. Соответственно различные виды стрессов могут формировать сходные сигнальные пути [276]. Что позволяет клеткам растений даже при отсутствии специфического восприятия сигнала использовать одинаковые клеточные ответы на воздействие нехарактерных для данного вида стрессоров.

1.1.2 Неблагоприятное действие окислительного стресса и активных форм

кислорода

Одной из важнейших причин повреждений от различных видов стресса является образование АФК [234]. АФК обычно образуются при нормальных метаболических процессах в растении. К АФК относят перекись водорода (Н2О2), анион-радикал (02* ), гидроксильный радикал (НО*), гидроперекисный радикал (НО2'), синглетный кислород (Ог) и озон(03) [1]. Хлоропласты, митохондрии и пероксисомы - наиболее важные внутриклеточные генераторы АФК, таких, как супероксидный радикал (Ог'- ) и перекись водорода (Н202). Окислительный стресс является результатом дисбаланса между производством и удалением АФК. В стрессовых условиях, таких как засоление, засуха, экстремальные температуры, растения производят и накапливают АФК [114, 174].

8 АФК представляют собой серьезную угрозу для организмов, живущих в

аэробной среде, в связи с поломками ДНК [44], перекисным окислением липидов мембраны [154], инактивацией ферментов [85], и ингибированием клеточного цикла [200].

Фотосинтетическая электрон - транспортная система является основным источником АФК в растительных тканях [25]. АФК образуются в реакциях восстановления кислорода в результате окисления различных субстратов, а так же в фотоиндуцируемых реакциях [115]. В хлоропластах 02'~ и Н2О2 в основном производятся акцептором электронов фотосистемы I, в то время как синглетный кислород образуется путем передачи электрона от возбужденной молекулы хлорофилла до молекулярного кислорода [107]. АФК также выявлены в митохондриальной электрон-транспортной цепи [105] и при воздействии солевого стресса (NaCl) было показано, что АФК могут привести к повреждению митохондриального транспорта электронов в Zea mays [100]. Митохондрии очень чувствительны к окислительному стрессу, о чем свидетельствует перекисное окисление липидов, белков и мутации митохондриальной ДНК [140]. Результаты Prasad с соавторами демонстрируют митохондрии в условиях окислительного стресса во время охлаждения в проростках кукурузы. Показано, что охлаждение ухудшает дыхательную активность, цитохромный путь транспорта электронов и АТФ-азную активность [195].

В соответствии с установленным механизмом образования АФК окислительный стресс был обнаружен в нескольких видах растений после воздействия NaCl. Важная роль свободных радикалов О2* и Н2Ог в повреждениях растения хлоридом натрия была обнаружена в растениях Vigna catjand, Vigna unguiculata и Oryza sativa [232, 106]. АФК обладают высокой реакционной способностью, и, в отсутствие защитного механизма растений, могут вызвать серьезные повреждения различных клеточных структур и их функций. Супероксидный радикал, например, формирует гидроксильные радикалы в реакции Фентона. Гидроксильный радикал - это высокотоксичный свободный

радикал, способный инициировать окисление липидов, разрушение ДНК, белков [24].

Последние данные свидетельствуют, что АФК являются необходимыми сигналами в посредничестве закрытия устьиц через регулирующее действие абсцизовой кислоты (АБК). Растения накапливают АБК в ответ на действие водного стресса, вызывая сигнальный каскад в замыкающих клетках, что приводит к закрытию устьиц. Этот процесс является очень важным в стрессовых условиях, поскольку поры устьиц локализованы в растительном эпидермисе и контролируют поступление С02 для фотосинтеза и потери воды через транспирацию [135]. АФК служат ключевым звеном сигнального каскада по активации кальциевых каналов в плазматической мембране. Таким образом, наиболее вероятной последовательностью событий в условиях солевого стресса будет следующая: физиологический дефицит воды - закрытие устьиц листа, регулируемое абсцизовой кислотой - ограничение доступности С02 - ослабление электрон-транспортной цепи и образование АФК. Это условие, называемое фотоокислительным стрессом, является основой реакций растения на прочие виды стресса - засуху, высокие и низкие температуры и чрезмерную освещенность [239, 119].

В связи с этим растения защищены антиокислительными механизмами, связывающими свободные радикалы. Эти механизмы состоят из двух компонентов: ферментативного и неферментативного. Неферментативный компонент включает в себя защиту с помощью антиоксидантов, таких, как токоферол, каротиноиды, аскорбат и глутатион, которые удаляют молекулы свободных радикалов [217]. Ферментативный компонент состоит из энзимов, таких, как супероксиддисмутаза, каталаза, аскорбат пероксидаза, моногидроаскорбат редуктаза, дегидроаскорбат редуктаза и глутатион редуктаза [217]. Наряду с этим, железосодержащий белок, ферритин, также вовлечен в процесс удаления АФК [156].

Большое количество обзоров было сосредоточено на зависимости между солевым стрессом и антиокислительными механизмами защиты растений [24, 39].

1.2 Получение растений устойчивых к неблагоприятным абиотическим

факторам среды

Показано, что основной проблемой селекционной работы по повышению устойчивости к абиотическим стрессам является наличие большого комплекса генов, контролирующих реакцию растений на абиотические стрессы, характеризуются сложной регуляцией [103, 242, 229]. Например, при действии солевого стресса у растений изменяется экспрессия около 1500 генов [146]. Следовательно, для существенного увеличения толерантности к стрессовым факторам необходим отбор по многим генам. Изучение регуляторной системы и механизмов устойчивости растений к абиотическим стрессам на молекулярном уровне дает возможность использовать генно-инженерный подход для получения стрессоустойчивых растений. В последние годы биотехнологи изучают связь изменений физиологических и фенотипических признаков при стрессе с регуляцией транскрипции, синтезом белков и их комплексов с устойчивостью с использованием мутагенеза и генно-инженерных манипуляций. Гены, потенциально способные оказывать влияние на изменение (увеличение либо уменьшение) устойчивости растений к абиотическим стрессам: 1) гены, кодирующие ферменты, участвующие в синтезе осмопротекторов; 2) гены, кодирующие LEA белки и пептиды (late embryogenesis abundant protein genes), синтезирующиеся на поздних стадиях эмбриогенеза; 3) гены, кодирующие сигнальные и регуляторные молекулы (белки, пептиды, РНК), 4) контролирующие регуляцию стрессового ответа; 5) гены, контролирующие количество, транспорт и восприятие рецепторами растительных гормонов; 6) гены, кодирующие ферменты, участвующие в нейтрализации окислительного стресса; 7) гены, кодирующие белки регуляции транспорта ионов (антипортеры, симпортеры и транспортеры, локализованные в плазмалемме и мембранах различных клеточных компартментов - вакуолей и органоидов); 8) гены молекулярных шаперонов и другие.

1.2.1 Применение генов, кодирующих ферменты синтеза осмопротекторов

Одной из наиболее распространенных реакций на воздействие стрессовых факторов у растений является синтез различных типов совместимых органических растворов [223]. Осмолиты - это соединения с низким молекулярным весом, не токсичные при высоких концентрациях в клетке. Осмолиты делятся на аминокислоты (пролин, аланин), четвертичные амины (бетаин, глицинбетаин), сахароспирты (маннитол, трегалоза). Они учавствуют в защите растения от стрессовых воздействий с помощью различных механизмов, посредством снижения водного потенциала клеток, обеспечивают целостность структурных белков, защищают ферменты от инактивации, осуществляют детоксификацию АФК [56, 97]. Однако далеко не всегда повышение синтеза осмопротекторов приводит к повышению урожая [245]. Неспецифическая экспрессия генов, контролирующих синтез осмолитов, часто сопровождается плейотропным воздействием, таким как некроз и снижение роста, в связи с нарушениями метаболизма. Для снижения повреждающего эффекта синтез осмолитов должен быть только при воздействии стрессовых факторов и строго тканеспецифичен [89].

Аминокислота пролин, как известно, широко распространена в высших растениях и обычно накапливается в больших количествах в ответ на воздействие абиотических стрессов [181]. В дополнение к своей роли в качестве осмолита для регуляции осмотического потенциала, пролин способствует стабилизации субклеточных структур (мембраны и белки), удаляет АФК в условиях стресса. Пролин усиливает фотохимическую активность фотосистемы II в мембранах тилакоидов, снижает перекисное окисление липидов, регулирует кислотность цитозоля и поддерживает соотношение НАД+/НАДН. Повышение неспецифической устойчивости растений к абиотическим стрессам достигается с помощью дополнительного синтеза пролина, который защищает мембраны, макромолекулы и структурные элементы клетки [127,94]. В ответ на засуху и засоление в растениях происходит накопление пролина в цитозоле [126]. Например, в клетках растения О'МгсИШ вржШа, обработанного 200 мМ №С1,

концентрация пролина в цитозоле составила около 230 мМ [126]. Известно, что пролин индуцирует экспрессию генов, отвечающих на воздействие солевого стресса [55]. Концентрация пролина меняется в разные периоды роста растений, поэтому связь между содержанием пролина и устойчивостью к абиотическим стрессам довольно противоречива. Для некоторых культур была экспериментально подтверждена зависимость между уровнем сверхэкспрессии пролина и устойчивостью к воздействию низких температур, засолению, засухе [94, 266].

Синтез пролина в клетке осуществляется из глутамина или орнитина. В условиях стресса доминирует синтез пролина из глутамина. Ключевым ферментом биосинтеза пролина является пирролин-5-карбоксилатсинтетаза (P5CS) [263]. В геноме арабидопсиса имеются два гена, контролирующих синтез ирролин-5-карбоксилатсинтетазы: ген AtP5CS2 содержит DRE (dehydration responsive element) элементы кодирующей последовательности, второй ген AtP5CSl не имеет этих элементов, оба гена активируются низкой температурой, засухой, наличием повышенных концентраций соли, осмотическим стрессом [77, 237]. Показано, что трансгенные растения табака, обладающие сверхэкспрессией P5CS, имеют повышенное содержание пролина и устойчивы к засухе и засолению [127]. Были получены трансгенные эмбриогенные агрегаты клеток лиственницы Larix leptoeuropaea с геном P5CS, которые обладали повышением содержания пролина в 30 раз по сравнению с контролем и характеризовались способностью к росту в условиях засоления и пониженных температур [94].

Еще одним ферментом синтеза пролина является орнитинаминотрансфераза (ОAT) [54]. Были получены трансгенные растения Nicotiana plumbaginifolia, экспрессирующие ген ОАТ арабидопсиса, трансформанты отличались повышенной активностью ОАТ и уровнем свободного пролина по сравнению с контролем, а также при воздействии осмотического стресса имели большую биомассу и более высокую всхожесть семян [208]. Вклад данного гена в контроль солеустойчивости до конца не изучен, поскольку его тип экспрессии отличается от типичных стресс-специфических вариантов. Одним из способов получения

я j.,

"I

растений с повышенным содержанием пролина ингибирование ферментов деградации пролина. Например, полученные Nanjo с соавторами трансгенные растения арабидопсиса с геном пролиндегидрогеназы в антисмысловой ориентации были более устойчивы к заморозкам и засолению, чем контрольные нетрансгенные растения [170].

Среди многих четвертичных аммониевых соединений, известных в растениях, глицинбетаин наиболее обильно образуется в ответ на обезвоживание. Большое количество глицинбетаина содержится в хлоропластах, где он играет важную роль в защите тилакоидной мембраны, тем самым поддерживая эффективность фотосинтеза [90]. Установлено, что глицинбетаин защищает некоторые ферменты растений от высокотемпературной инактивации [182]. Известно, что фотосистема II чувствительна к воздействию высоких температур, выявлено, что введение генов, экспрессия которых увеличивала содержание в растениях бетаинов, обеспечивало защиту белков фотосистемы [271]. Показано, что глицинбетаин защищает растение путем стабилизации высоко упорядоченных структур белков и мембран [216]. Накопление глицинбетаина повышает толерантность к различным абиотическим стрессам [202]. Введение бактериального гена betA в растения табака, привело к накоплению глицинбетаина и повышению солеустойчивости трансгенных растений [142]. Рис преобразует бетаинальдегид в глицинбетаин и является сравнительно солеустойчивым видом. При дополнительной экспрессии гена betA в хлоропластах риса наблюдалось эффективное накопление глицинбетаина и повышение солеустойчивости [238]. Введение гена codA холиноксидазы в геном растений арабидопсиса и риса привело к увеличению уровня бетаина в хлоропластах трансгенных растений и более высокой устойчивости при солевом, низко- и высокотемпературном стрессах, повышенном уровне освещения [166, 215].

Полиамины - низкомолекулярные поликатионы, присутствующие во всех живых организмах. Полиамины могут выступать в качестве низкомолекулярных осмолитов, повышающих устойчивость растений [97]. Полиамины растений

вовлечены во множество биологических процессов, в том числе рост, развитие и ответные реакции на абиотические стрессы [79, 87]. Основные формы -путресцин, спермидин и спермин. В последние годы наблюдается растущий интерес к изучению участия полиаминов в защитной реакции растения против различных неблагоприятных факторов, таких как окислительный стресс [144], осмотический стресс [29], УФ-облучение [130], засоление [269]. Введение в геном растений табака генов S-аденозилметиониндекарбоксилазы или аргининдекарбоксилазы - ключевых ферментов биосинтеза полиаминов -привело к усилению засухо- и солеустойчивости [258]. При биохимическом анализе было показано четырехкратное увеличение уровня полиамина путресцина по сравнению с контролем. Однако у некоторых растений модификация метаболизма полиаминов коррелировала с замедлением роста и дефектами развития растений.

Список литературы диссертационного исследования кандидат наук Нодельман, Екатерина Константиновна, 2014 год

БИБЛИОГРАФИЧЕСКИЙ СПИСОК ЛИТЕРАТУРЫ

1.Балнокин Ю. В. Растения в условиях стресса // Физиология растений: Учебник для студ. вузов / под ред. И. П. Ермакова - М.: Издательсктй центр «Академия», 2005. - сс.510-584.

2. Бараненко В.В. Супероксиддисмутаза в клетках растений // Цитология. -2006. - Т.48. - № 6. - С. 465-474.

3. Баранова Е.Н, Гулевич A.A. Проблемы и перспективы генно-инженерного подхода в решении вопросов устойчивости растений к засолению // Сельскохозяйственная биология. - 2006. - №1. - С. 39-55.

4. Баранова E.H., Гулевич A.A., Лаврова Н.В. Цитоплазматическая характеристика устойчивости мобилизации запасных веществ при прорастании семян томата в условиях засоления среды // Известия ТСХА. -2009. - №3. - С. 61-64.

5. Войников В.К., Боровский Г.Б. Роль стрессовых белков в клетках при гипертермии//Успехи современной биологии. - 1994.- Т.114. - С.85-95.

6. Генерозова И.П., Снхчян А.Г., Вартапетян Б.Б. Динамика изменений ультраструктуры митохондрий проростков кукурузы в условиях аноксии // Физиология растений. - 1984. - Т.31. - №4. - С.683-691.

7. Гидова Э.М. Методические указания к лабораторным занятиям по цитогенетике / Гидова Э.М. - Нальчик: Каб.- Балк. Ун.-т. - 2003. - С. 26.

8. Доспехов Б.А. Методика полевого опыта: (с основами статистической обработки результатов исследований) / Доспехов Б.А. — Изд. 4-е, перераб. и доп. - М.: Колос. - 1979. - С. 416.

9. Дрейпер Дж., Скотт Р., Армитидж Ф. и др. Генная инженерия растений. Лабораторное руководство / пер. с англ. под редакцией Дж. Дрейпера, Р.Скотта, Ф.Армитиджа, Р.Уолдена - М.: Колос. - 1991. - С. 408.

10. Иванов В.Б. Пролиферация клеток в растениях. Итоги науки и техники / Сер. «Цитология». - М.:ВИНИТИ, 1987.- №5.-С.216.

11. Корнеева И.В., Парашина Е.В., Лебедев В.Г. и др. Получение трансформированных растений томата (Lycopersicon esculentum Mill.) / Методические рекомендации. - Москва. - 2008. - С. 13.

12. Норова Г. Е., Калиев А. Б. Трансформация растений томата (Lycopersicon esculentum L.) сорта Бахтемир // Биотехнология. - 1991.- №2.- С. 16-18.

13. Парашина Е.В. Создание и характеристика трансгенных форм томатов (Lycopersicon esculentum M.), экспрессирующих ген дефензина редьки Rs-AFP2. автореф. дис. ... канд. биол. наук: 03.00.23 / Парашина Елена Владимировна. - М. - 1999. - С. 18.

14. Попов В.Н., Кипайкина Н.В., Астахова Н.В. и др. Особенности окислительного стресса растений табака, трансофрмированных геном desC 9-ацил-липидной десатуразы из Synechocjccus vulcanus при гипотермии // Физиология растений. - 2006. - Т. 53. - №4. - С. 525-529.

15. Прохорова И.М., Комарова М.И., Фомичева А.Н. Оценка митотоксического и мутагенного действия факторов окружающей среды / Методические указания. - Ярославль: Яросл. гос. ун-т. - 2003. - С. 32.

16. Рубин А.Б. Биофизические методы в экологическом мониторинге // Соросовский образовательный журнал. - 2000. - Т.6. - №4. - С. 7-13.

17. Сингер М., Берг П. Гены и геномы / Сингер М., Берг П. - М: Мир, 1998. -Т.1.- С. 373.

18. Шевелуха B.C., Калашникова Е.А., Дегтярев C.B. и др. // Сельскохозяйственная биотехнология. - 1998. - М.: Высшая школа. - С. 154-212.

19. Abdul-Baki A.A., Saunders J.A., Matthews B.R. et al. DNA uptake during electroporation of germinating pollen grains // Plant Sei. - 1990. - Vol. 70. - P. 181-190.

20. Agarwal M., Katiyar-Agarwal S., Sahi C. et al. Arabidopsis thaliana HsplOO proteins: kith and kin // Cell Stress Chaperones. - 2001. -№6. - P. 219-224.

21. Allen R.D. Dissection of oxidative stress tolerance using transgenic plants // Plant Physiol. - 1995. -№107. - P. 1049-1054.

22. Allen R.D., Webb R.P., Schake S.A. Use of transgenic plants to study antioxidant defenses // Free Radic Biol Med. - 1997. - №23. - P. 473-479.

23. Apse M.P., Aharon G.S., Snedden W.S. et al. Salt tolerance conferred by overexpression of a vacuolar Na+/H+ antiport in Arabidopsis // Science. - 1999. -№285.-P. 1256-1258.

24. Arora A., Sairam R. K., Srivastava G. C. Oxidative stress and antioxidative systems in plants // Curr. Sci. - 2002. -№82. -P. 1227-1238.

25. Asada K. Mechanisms for scavenging reactive molecules generated in chloroplasts under light stress / in: Baker N.R., Bowyer J.R., eds. Photoinhibition of photosynthesis. From molecular mechanisms to the field. Oxford: Bios Scientific Publishers, 1994.-P. 129-142.

26. Asada K. Radical production and scavenging in the chloroplasts / in Photosynthesis and the Environment, ed. Baker NR (Kluwer Academic Publishers, The Netherlands), 1996.-P. 123-150.

27. Ashraf M. Breeding for salinity tolerance in plants // Crit. Rev. Plant Sci. -1994.-№13.-P. 17-42.

28. Ashraf M., Athar H.R., Harris P.J.C. et al. Some prospective strategies for improving crop salt tolerance // Adv. Agron. - 2008. - №97. - P. 45-110.

29. Aziz A., Martyn-Tanguy J., Larher F. Plasticity of polyamine metabolism associated with high osmotic stress in rape leaf discs and with ethylene treatment // Pin. Grow.Regul.-1997.-№21.-P. 153-163.

30. Basu U., Good A. G., Taylor G. J. Transgenic Brassica napus plants overexpressing aluminium-induced mitochondrial manganese superoxide dismutase cDNA are resistant to aluminium // Plant Cell Envir. - 2001. - №24. -P. 1269-1278.

31. Beauchamp C. O., Fridovich I. Isozymes of superoxide dismutase from wheat germ. Biochim. biophys. acta. - 1973. -№317. - P. 50-64.

32. Becker D., Brettschneider R., Lorz H. Fertile transgenic wheat from microprojectile bombardment of scuteller tissue // Plant J. - 1994. - Vol. 5. - P. 299-307.

33. Bellini C., Chupeau M.C., Guerche P. et al. Transformation of Lycopersicon peruvianumand, Lycopersicon esculentum mesophyll protoplasts by electroporation // Plant Sci. - 1989. - Vol. 65. - №1. - P. 63-76.

34. Benlloch-Gonzalez M., Fournier J.M., Ramos J. et al. Strategies underlying salt tolerance in halophytes are present in Cynara cardunculus II Plant Sci. — 2005. — №168.-P. 653-659.

35. Birnboim H.C., Doly J. A rapid alkaline extraction procedure for screening recombinant plasmid DNA // Nucleic Acids Res. - 1979. - Vol. 7. - P. 15131523.

36. Bohnert H.J, Sheveleva E. Plant stress adaptations - making metabolism move // Curr.Opin.Plant Biol. - 1998. - №1. - P. 267-274.

37. Bolarin M.C., Santa Cruz A., Caro M. Relationship between the salt responses of tomato transgenic plants and calluses derived from them // IX Intern. Congr.Plant Tissue Cell Culture: Abstr. (June 14-19, 1998). -Jerusalem, 1998. - P. 132.

38. Bolton G.W., Nestor E.W., Gordon M.P. Plant phenolic compounds induce expression of the Agrobacterium tumefaciens loci needed for virulence // Science. - 1986. - Vol. 232. - P. 983-985.

39. Borsani O., Valpuesta V. and Botella M. A. Developing salt tolerant plants in a new century: a molecular biology approach // Plant Cell Tissue Organ Cult. -2003.-№73.-P. 101-115.

40. Botella M.A., Martinez V., Pardines J. et al. Salinity induced potassium deficiency in maize plants // J. Plant Physiol. - 1997. - №150. - P. 200-205.

41. Bowler C., Alliotte T., de Loose M. et al. The induction of Mn-superoxide dismutase in response to stress in N. plumbaginifolia // EMBO J. - 1989. - №8. -P. 31-38.

42. Bowler C., Slooten L., Vandenbranden S. et al. Manganese superoxide dismutase can reduce cellular damage mediated by oxygen radicals in transgenic plants // EMBO J. - 1991. - №10. - P. 1723-1732.

43. Boyer J.S. Plant productivity and environment. Science. - 1982. - №218. - P. 443-448.

44. Brawn K., Fridovich I. DNA strand scission by enzymically generated oxygen radicals // Arch. Biochem. Biophys. - 1981. - №206. - P. 414-419.

45. Bray E.A., Bailey-Serres J., Weretilnyk E. Responses to abiotic stresses / in Gruissem W., Buchannan B., Jones R., eds. Biochemistry and Molecular Biology of Plants. American Society of Plant Physiologists, Rockville, 2000. - P. 11581249.

46. Briza J., Pavingerova D., Prikrylova P. et al. Use of phosphomannose isomerase-based selection system for Agrobacterium-mediated transformation of tomato and potato // Biologia plantarum. - 2008. - Vol. 52. -№3. - P. 453-461.

47. Busk, K., Pages, M. Regulation of abscisic acid-induced transcription // Plant Mol. Biol. - 1998. -№37. - P. 425-435.

48. Cano E.A., Perez-Alfacea F., Moreno V. et al. Evalution of salt tolerance in cultivated and wild tomato species through in vitro shoot apex culture // Plant Cell Tissue Organ culture. -1998. - Vol.53. - №1. - P. 19-26.

49. Capiati D.A., Pais S.M., Tellez-Inon M.T. Wounding increases salt tolerance in tomato plants: evidence on the participation of calmodulin-like activities in cross-tolerance signaling // J Exp Bot. - 2006. - №57. - P. 2391-2400.

50. Carolina C., Francisco A.C.M. Tomato transformation and transgenic plant production // Plant Cell, Tiss. and Org. Cult. - 2004. - Vol. 76. - P. 269-275.

51. Chen L., Marmey P., Taylor N.J. et al. Expression and inheritance of multiple transgenes in rice plants // Nat. Biotech. - 1998. - Vol. 16. - P. 1060-1064.

52. Cheng L., Zou Y., Ding S. et al. Polyamine accumulation in transgenic tomato enhances the tolerance to high temperature stress // J. Integr. Plant Biol. - 2009. -№51.-P. 489^199.

53. Cheng, Z.M., Schnurr J.A., Kapaun J.A. Timentin as an effective antibiotic for suppression of Agrobacterium tumefaciens in genetic transformation // Plant Cell Reports. - 1998. - Vol. 17. - P. 646-649.

54. Chiang H.H., Dandekar A.M. Regulation of proline accumulation in Arabidopsis thaliana (L.) Heynh during development and in response to desiccation // Plant Cell Environ. - 1995. -№18. - P. 1280-1290.

55. Chinnusamy V., Jagendorf A., Zhu J.K. Understanding and improving salt tolerance in plants // Crop Sci. -2005. - №45. - P. 437-448.

56. Chinnusamy V., Zhu J.K. Plant salt tolerance / in : Hirt H., Shinozaki K., ed. Topics in Current Genetics. Vol. 4: Plant Responses to Abiotic Stress. SpringerVerlag, Berlin - Heidelberg, 2004. - P. 241-270.

57. Christis C., Lubsen N.H., Braakman I. Protein folding includes oligomerization-examples from the endoplasmic reticulum and cytosol // FEBS J. - 2008. -№275. - P. 4700-4727.

58. Christou P., Ford T.L., Kofron M. Production of transgenic rice (Oryza sativa) plants from agronomically important indica and japonica varieties via electric discharge particle acceleration of exogenous DNA into immature zygotic embryos // Biotechnology. - 1991. - Vol. 9. - P. 957-962.

59. Chyi Y.S., Phillips G.C. High efficiency Agrobacterium - mediated transformation of Lycopersicon esculentum based on conditions favorable for regeneration // Plant Cell Rep. - 1987. - Vol. 6. - P. 105-108.

60. Cohen A., Moses M.S., Plants A.L. et al. Multiple mechanisms control the expression of abscisic acid (ABA)-requiring genes in tomato plants exposed to soil water deficit // Plant, Cell and Environment. - 1999. - №22. - P. 989-998.

61. Corpas F. J., Sandalio L. M., Del Rio L. A. et al. Copper-zinc superoxide dismutase is a constituent enzyme of the matrix of peroxisomes in the cotyledons of oilseed plants//New Phytol. -1998. -№138. -P. 307-314.

62. Cortina C., Culianez-Macia F.A. Tomato transformation and transgenic plant production // Plant Cell Tiss. and Org. Cult. - 2004. - Vol. 76. - P. 269-275.

63. Crossway A., Oakes J.V., Irvine J.M. et al. Integration of foreign DNA following microinjection of tobacco mesophyll protoplasts // Mol. Gen. Genet. -1986.-Vol. 202.-P. 179-185.

64. Daniell H., Lee S.B., Panchal T. et al. Expression of the Native Cholera Toxin B Subunit Gene and Assembly as Functional Oligomers in Transgenic Tobacco Chloroplasts // J. Mol. Biol. - 2001. - Vol. 311. - №5. - P. 1001 -1009.

65. Danilova S.A. The Technologies for Genetic Transformation of Cereals // Rus. J. of Plant Physiol. -2007. - Vol. 54. - P. 569-581.

66. Davis M.E., Miller A.R., Lineberger R.D. Temporal competence for transformation of Lycopersicon esculentum cotyledons by Agrobacterium tumefaciens: relation to wounding-healing and soluble plant factor // J. Exp. Bot. - 1991. - Vol. 42. - P. 359-364.

67. De Block M., Herrera-Estrella L., Van Montagu M. et al. Expression of foreign genes in regenerated plants and in their progeny // EMBO J. - 1984. - Vol. 3. - P. 1681-1689.

68. Delfine S., Alvino A., Zacchini M. et al. Consequences of salt stress on diffusive conductances, Rubisco characteristics and anatomy of spinach leaves. Aust J Plant Physiol. - 1998. - №25. - P. 395-402.

69. Del Rio L. A., Sandalio L. M., Ahornare D. et al. Mitochondria and peroxisomal manganese superoxide dismutase: different expression during leaf senescence // J. Exp. Bot. - 2003. - №54. - P. 923-933.

70. Demel R.A., Dorrepaal E., Ebskamp M.J.M. et al. Fructans interact strongly with model membranes // Biochim Biophys Acta. - 1998. - №1375k> - P. 36-42.

71. De Roover J., Vandenbranden K., Van Laere A. et al. Drought induces fructan synthesis and 1-SST (sucrose: sucrose fructosyltransferase) in roots and leaves of chicory seedlings (Cichorium intybus L.) // Planta. - 2000. - №210. - P. 808-814.

72. Djilianov D., Yordanov Y., Valkov V. et al. Establishing drought_tolerant tobacco - the gene transfer approach // Abstr. IX Intern. Congr. Plant Tissue Cell Culture (June 14-19). - Jerusalem, 1998. - P. 138.

73. Dure L., Greenway S.C., Galau G.A. Developmental biochemistry of cottonseed embryogenesis and germination: changing messenger ribonucleic acid populations as shown by in vitro and in vivo protein synthesis // Biochemistry. -1981.-№20.-P. 4162-4168.

74. El-Banna Y., Attia T. Root tip meristematic cell and leaf chloroplast structure in three barley (Hordeum vulgare L.) genotypes exposed to salinity stress // Cytologia. - 1999. -№64. - P. 69-76.

75. English J. J., Mueller E., Baulcombe D. E. Suppression of virus accumulation in transgenic plants exhibiting silencing of nuclear genes // Plant Cell - 1996. -Vol.8.-P. 179-188.

76. Estan M.T., Martinez-Rodriguez M.M., Perez-Alfocea F. et al. Grafting raises the salt tolerance of tomato through limiting the transport of sodium and chloride to the shoot // J Exp Bot. - 2005. - Vol.56. -№412. - P. 703-712.

77. Fabro G., Kovacs I., Pavet V. et al. Proline accumulation and AtP5CS2 gene activation are induced by plant-pathogen incompatible interactions in Arabidopsis // Mol Plant Microbe Interact. - 2004. - №17. - P. 343-350.

78. FAO Production Yearbook 2002. Vol. 56. FAO Statistics Series No. 176 Rome, 2003.-P. 336.

79. Fillatti J.J., Kiser J., Rose R. et al. Efficient transfer of a glyphosate tolerance gene into tomato using a binary Agrobacterium tumefaciens vector // Biotech. -1987.-Vol. 5.-P. 726-730.

80. Flores H.E., Protacio C.M., Signs M.W. Primary and secondary metabolism of polyamines in plants / in: Poulton J.E., Romeo J.T., Conn E.E., eds. Plant

Nitrogen Metabolism, Rec. Adv. Phytochem, Vol 23, Plenum Press, New York,

1989.-P. 329-393.

81. Flowers T.J., Garcia A., Koyama M. Breeding for salt tolerance in crop plants-the role of molecular biology // Acta Physiologiae Plantarum. - 1997. - №19. -P. 427-433.

82. Frary A., Hamilton C.M. Efficiency and stability of high molecular weight DNA transformation: an analysis in tomato // Transgenic Res. - 2001. - Vol. 10. - P. 121-132.

83. Fromm M.E., Taylor L.P., Walbot V. Expression of genes transferred into monocot and dicot plant cells by electroporation // Proc. Natl. Acad. Sci. USA. -1985. - Vol. 82. - P. 5824-5825.

84. Fu J., Huang B. Involvement of antioxidants and lipid peroxidation in the adaptation of two cool-season grasses to localized drought stress // Environ. Expt. Bot. - 2001. - №45. - P. 105-114.

85. Fucc L., Oliver C.N., Coon M.J. et al. Inactivation of metabolic enzymes by mixed-function oxidation reaction: possible implication in protein turnover and aging // Proc Nat Acad Sci USA. - 1983. -№80. - P. 1521-1525.

86. Gadallah M.A.A. Effect of waterlogging and kinetin on the stability of leaf membranes, leaf osmotic potential, soluble carbon and nitrogen compounds and chlorophyll content of Ricinus plants // Phyton. - 1995. - №35. - P. 199-208.

87. Galston A.W., Sawhney R.K. Polyamines in plant physiology // Plant Physiol. —

1990.-№94.-P. 406-410.

88. Gao X., Ren Z., Zhao Y. et al. Overexpression of SOD increases salt tolerance of Arabidopsis // Plant Physiol. - 2003. - №133. - P. 1873-1881.

89. Garg A.K., Kim J.K., Owens T.G. et al. Trehalose accumulation in rice plants confers high tolerance levels to different abiotic stresses. Proc Natl Acad Sci USA.-2002.-№99. -P. 15898-15903.

90. Genard H., Le Saos J., Billard J.P. et al. Effect of salinity on lipid composition, glycine betaine content and photosynthetic activity in chloroplasts of Suaeda maritima II Plant Physiol. Biochem. - 1991. - №29. - P. 421-427.

91. Giannopolitis C.N., Ries S. K. Superoxide dismutases occurrence in higher plants // Plant Physiol. - 1979. - Vol. 59. - P. 309-314.

92. Gill K.S., Dutt S.K. Physiological aspects of salt tolerance in barley and wheat grown in pots and coastal conditions // Ind. J. Agric. Sci. - 1987. - №57. - P. 409-415.

93. Gisbert C., Rus A.M., Bolarin M.C. et al. The yeast HAL1 gene improves salt tolerance of transgenic tomato // Plant Physiol. - 2000. - №123. - P. 393-402.

94. Gleeson D., Lelu Walter M.A., Parkinson M. Overproduction of proline in transgenic hybrid larch (Larix leptoeuropaea (Dengler)) cultures renders them tolerant to cold, salt and frost // Mol. Breed. - 2005. - №15. - P. 21-29.

95. Goel D., Singh A.K., Yadav V. et al. Overexpression of osmotin gene confers tolerance to salt and drought stresses in transgenic tomato (Solarium lycopersicum L.) // Protoplasma. - 2010. - №245. - P. 133-141.

96. Gomez J., Jimenez A., Olmos E. et al. Location and effects of long-term NaCl stress on superoxide dismitase and ascorbate peroxidase isoenzymes of pea (Pisum sativum, cv. Puget) chloroplasts // J. Exp. Bot. - 2004. - №55. - P. 119130.

97. Groppa M.D., Benavides M.P. Polyamines and abiotic stress: recent advances // Amino Acids. - 2008. - №34. - P. 35-45.

98. Gupta A.S., Webb R.P., Holaday A.S. et al. Overexpression of superoxide dismutase protects plants from oxidative stress // Plant Physiology. - 1993. -№103.-P. 1067-1073.

99. Gusta L.V., Benning N.T., Wu G. Superoxide dismutase: an all-purpose gene for agri-biotechnology // Mol Breed. - 2009. - №24. - P. 103-115.

100. Hamilton E.W., Heckathorn S.A. Mitochondrial adaptation to NaCl. Complex I is protected by anti-oxidants and small heat shock proteins, whereas complex II is

protected by proline and betaine // Plant Physiol. - 2001. - №126. - P. 12661274.

101. Hamza S., Chupeau Y. Re evaluation of conditions for plant regeneration and Agrobacterium-mediated transformation form tomato (Lycopersicon esculentum) //J. Exp. Bot. - 1993. - Vol. 44. - P. 1837-1845.

102. Handa A. K., Bressan R.A., Handa S. et al. Clonal variation for tolerance to polyethylene glycol-induced water stress in cultured tomato cells. Plant Physiol. -1983.-№72.-P. 645-653.

103.Hasegawa P.M., Bressan R.A., Zhu J.K. et al. Plant cellular and molecular responses to high salinity // Ann. Rev. of Plant Phys. and Plant Mol. Biol. - 2000. -№51.-P. 463-499.

104. Henle E.S., Linn S. Formation, prevention, and repair of DNA damage by iron/hydrogen peroxide // J Biol Chem. - 1997. -№272. - P. 19095-19098.

105. Hernandez J. A., Corpas F.J., Gomez M. et al. Salt-induced oxidative stress mediated by activated oxygen species in pea leaf mitochondria // Phys. Plantarum.- 1993. -Vol.89. -№1.- P. 103-110.

106. Hernandez J.A., Del Rio L.A., Sevilla F. Salt stress-induced changes in superoxide dismutase isozymes in leaves and mesophyll protoplasts from Vigna unguiculata (L.) // Walp. New Phytol. - 1994. - №126. - P. 37-44.

107. Hernandez J.A., Olmos E., Corpas F.J. et al. Salt-induced oxidative stress in chloroplasts of pea plants // Plant Sci. - 1995. - №105. - P. 151-167.

108. Horie T., Schroeder J.I. Sodium transporters in plants: diverse genes and physiological functions // Plant Physiol. -2004. - №136. - P. 2457-2462.

109. Hsieh T.H., Lee J.T., Charng Y.Y. et al. Tomato plants ectopically expressing Arabidopsis CBF1 show enhanced resistance to water deficit stress // Plant Physiol. - 2002. - №130. -P. 618-626.

110. Hu W., Phillips G.C. A combination of overgrowth control antibiotics improves Agrobacterium tumefaciens-mediated transformation efficiency for cultivated

tomato (Lycopersicon esculentum) II In vitro Cell Dev Bio-Plant. - 2001. — Vol.37.-P. 12-18.

111. Hughes M.A., Dunn M.A. The molecular biology of plant acclimation to low temperature // J Exp Bot. - 1996. - №47. - P. 291-305.

112. Iida A., Seki M., Kamada M. et al. Gene delivery into cultured plant cells by DNA-coated gold particles accelerated by a pneumatic gun // Theor. Appl. Genet. - 1990.-Vol. 80.-P. 813-816.

113. Iida A., Yamashita T., Yamada Y., Morikawa H. Efficiency of particle bombardment-mediated transformation is influenced by cell cycle stage in synchronized cultured cells of tobacco // Plant Physiol. - 1991. - Vol. 97. - P. 1585-1587.

114. Inze D., Van Montagu M. Oxidative stress in plants. Curr. Opin. Biotechnol. -1995.-№6.-P. 153-158.

115. Ivanov S., Konstantinova T., Parvanova D. et al. Effect of high temperatures on the growth, free proline content and some antioxidants in tobacco plants // C.R. Acad. Bulg. Sci.-2001.-Vol.54.-№7.-P. 71-74.

116. Jaglo-Ottesen J., Zarka D.G., Schabenberger O. et al. Arabidopsis CBF1 overexpression induces COR genes and enhances freezing tolerance // Science. -1998.-№280.-P. 104-106.

117. Jang S.J., Shin S.H., Yee S.T. et al. Effects of abiotic stresses on cell cycle progression in tobacco BY-2 cells // Molecules and Cells. - 2005. - Vol. 20. - P. 136-141.

118. Jia G.X., Zhu Z.Q., Chang F.Q. et al. Transformation of tomato with the BADH gene from Atriplex improves salt tolerance // Plant cell Rep. - 2002. -Vol.21.-P. 141-146.

119. Jiang M., Zhang J. Water stress-induced abscisic acid accumulation triggers the increased generation of reactive oxygen species and up-regulates the activities of antioxidant enzymes in maize leaves // J. Exp. Bot. - 2002. - №53. - P. 24012410.

120. Joersbo M., Brunstedt J. Electroporation and Transgenic Plant Production / in: Lynch P.T., Davey M.R., eds. Electrical Manipulation of Cells NY: Chapman and Hall, 1996.-P. 201-222.

121. Kagaya Y., Hobo T., Murata M. et al. Abscisic acid-induced transcription is mediated by phosphorylation of an abscisic acid response element binding factor, TRAB1 // Plant Cell. - 2002. - № 14. - P. 3177-3189.

122. Kaminaka H., Morita S., Yokoi H. et al. Molecular cloning and characterization of a cDNA for plastidic copper/zinc-superoxide dismutase in rice (Oryza sativa L.) // Plant Cell Physiol. -1997. - №38. - P. 65-69.

123. Kaminska-Roiek E., Pukacki P. Effect of water deficit on oxidative stress and degradation of cell membranes in needles of Norway spruce (Picea abies) // Acta physiol. plant. - 2004. - №26. - P. 431-442.

124. Kang H.M., Saltveit M.E. Activity of enzymatic antioxidant defense systems in chilled and heat shocked cucumber seedlings radicles // Physiol Plant. - 2001. -№113.-P. 548-556.

125. Kasuga M., Miura S., Shinozaki K. et al. A combination of the Arabidopsis DREB1A gene and stress-inducible RD29A promoter improved drought- and low-temperature stress tolerance in tobacco by gene transfer // Plant Cell Physiol. - 2004. - №45. - P. 346-350.

126. Ketchum R.E.B., Warren R.C., Klima L.J. et al. The mechanism and regulation of proline accumulation in suspension cultures of the halophytic grass Distichlis spicata L. // J. Plant Physiol. - 1991. - №137. - P. 368-374.

127. Kishor P.B.K., Hong Z., Miao G.H. et al. Overexpression of pyrroline-5-carboxylate synthetase increases proline production and confers osmotolerance in transgenic plants // Plant Physiol. - 1995. - №108. - P. 1387-1394.

128. Klein T.M., Wolf E.D., Wu R. et al. High-velocity microprojectiles for delivering nucleic acids into living cells // Nature. -1987. - Vol. 327. - P. 70-73.

129. Klein T.M., Harper E.C., Svab Z. et al. Stable genetic transformation of intact Nicotiana cells by the particle bombardment process // Proc. Nat. Acad. Sci. U.S.A. - 1988. - Vol. 85. - P. 8502-8505.

130. Kramer G.F., Wang C.Y., Conway W.S. Inhibition of softening by polyamine application in 'Golden Delicious' and 'Mcintosh' apples // J. Amer. Soc. Hort. Sci. -1991.-№116.-P. 813-817.

131. Krishna P, Gloor G. The Hsp90 family of proteins in Arabidopsis thaliana // Cell Stress Chaperones. - 2001. - №6. - P. 238-246.

132. Krishna P. Plant responses to heat stress / in: Hirt H., Shinozaki K., eds. Topics in Current Genetics. Vol. 4: Plant Responses to Abiotic Stress. Springer-Verlag, Berlin-Heidelberg, 2004. - P. 73-101.

133. Kulkarni M., Deshpande U. In vitro screening of tomato genotype for drought resistance using polyethylene glycol // African Journal of Biotechnology. - 2007. - №6. - P. 69-696.

134. Kumar V., Sharma A., Prasad B.C.N, et al. Agrobacterium rhizogenes mediated genetic transformation resulting in hairy root formation is enhanced by ultrasonication and acetosyringone treatment // Electronic Journal of Biotechnology. - 2006. - Vol. 9. - №4. Access mode: http://www.ejbiotechnology.info/index.php/ejbiotechnology/article/view/v9n4-4/322

135. Kwak J.M., Mori I.C., Pei Z.M. et al. NADPH oxidase AtrbohD and AtrbohF genes function in ROS-dependent ABA signaling in Arabidopsis // EMBO J. -2003. - №22. - P. 2623-2633.

136. Lai S., Gulyani V., Khurana P. Overexpression of HVA1 gene from barley generates tolerance to salinity and water stress in transgenic mulberry (Morus indica) // Transgenic Res. - 2008. - №17. - P. 651-663.

137. Lang V., Mantyla E., Welin B. et al. Alterations in water status, endogenous abscisic acid content and expression of rabZ8 gene during the development of

freezing tolerance in Arabidopsis thaliana // Plant Physiol. - 1994. - №104. - P. 1341-1349.

138. Lee D.H., Kim Y.S., Lee C.B. The inductive responses of the antioxidant enzymes by salt stress in the rice (Oryza sativa L.) // J. Plant Physiol. - 2001. -№158.-P. 737-745.

139. Lee J.H., Hubel A., Schoffl F. Derepression of the activity of genetically engineered heat shock factor causes constitutive synthesis of heat shock proteins and increased thermotolerance in transgenic Arabidopsis // Plant J. - 1995. — №8. -P. 603-612.

140. Lenaz G. Role of mitochondria in oxidative stress and aging // Biochim. Biophys. Acta. - 1998. -№1366. - P. 53-67.

141. Li H.J., Yang A.F., Zhang X.C. et al. Improving freezing tolerance of transgenic tobacco expressing sucrose: sucrose 1-fructosyltransferase gene from Lactuca sativa // Plant Cell Tissue Organ. Cult. - 2007. - №89. - P. 37-48.

142. Lilius G., Holmberg N., Bulow L. Enhanced NaCl stress tolerance in transgenic tobacco expressing bacterial choline dehydrogenase // Biotechnol. - 1996. - Vol. 14-№2.-P. 177-180.

143. Liu Q., Kasuga M., Sakuma Y. et al. Two transcription factors, DREB1 and DREB2, with an EREBP/AP2 DNA binding domain separate two cellular signal transduction pathways in drought- and low-temperature-responsive gene expression, respectively, in Arabidopsis // Plant Cell. - 1998. - №10. - P. 13911406.

144. Lovaas E. Antioxidative and metal-chelating effects of polyamines // Adv. Pharmacol. - 1997. - №38. - P. 119-149.

145. Lurie S., Shatai S., Schoffl F. et al. Fruits of tomato plants expressing the chimeric HSF-GUS gene manifest increased tolerance to high and low temperature stresses // IX Intern. Congr. Plant Tissue Cell Culture: Abstr. (June 14-19, 1998).-Jerusalem, 1998.-P. 160.

146. Ma S., Gong Q., Bohnert H.J. Dissecting salt stress pathways // J. Exp. Bot. -

2006.-Vol. 57.-№5.-P. 1097-1107.

147. Makela P., Kontturi M., Pehu E. et al. Photosynthetic response of drought- and salt-stressed tomato and turnip rape plants to foliar-applied glycinebetaine // Physiol. Plant. - 1999. - №105. - P. 45-50.

148. Manoharan M., Dahleen L.S. Genetic transformation of the commercial barley (Hordeum vulgare L.) cultivar conlon by particle bombardment of callus // Plant Cell Rep. - 2002. - Vol. 21. - P. 76-80.

149. Marton L., Wullems G.J., Molendijk L. et al. In vitro transformation of cultured cells from Nicotiana tabacum by Agrobacterium Tumefaciens II Nature (Lond). - 1979. - Vol. 277. - P. 129-131.

150. McClellan A.J., Xia Y., Deutschbauer A.M. et al. Diverse cellular functions of the Hsp90 molecular chaperone uncovered using systems approaches // Cell. -

2007.-№131.-P. 121-135.

151.McCord J.M., Fridovich I. Superoxide dismutase, an enzymic function for erythrocuprein (hemocuprein) // J. Biol. Chem. - 1969. - №244. - P. 6049-6055.

152. McCormick S., Niedermeyer J., Fry J. et al. Leaf disc transformation of cultivated tomato (Lycopersicon esculentum) using Agrobacterium tumefaciens // Plant Cell Rep. - 1986. - Vol. 5. - P. 81-84.

153.McKersie B.D., Murnaghan J., Jones K.S. et al. Iron-superoxide dismutase expression in transgenic alfalfa increases winter survival without a detectable increase in photosynthetic oxidative stress tolerance // Plant Physiology. - 2000. -№122.-P. 1427-1438.

154. Mead J.F. Free radical mechanism of lipid damage andconsequences for cellular membranes / in: Pryor WA, ed. Freed radicals in biology, vol 1. Academic Press NY. - 1976. - P. 51-68.

155. Mittler R. Oxidative stress, antioxidants and stress tolerance // Trends in Plant Science. - 2002. - №9. - P. 405-410.

156. Mittler R., van der Auwerra S., Gollery M. et al. Reactive oxygen gene network of plants // Trends Plant Sci. - 2004. - №10. - P. 490-498.

157. Mittova V., Tal M., Volokita M. et al. Up-regulation of the leaf motochondrial and peroxisomal antioxidative systems in response to salt-induced oxidative stress in the wild salt-tolerant tomato species Lycopersicon pennellii // Plant Cell Envir. - 2003. - №26. - P. 845-856.

158. Moghaieb R.E.A., Saneoka H., Fujita K. Shoot regeneration from GUS-transformed tomato (Lycopersicon esculentum) haity root // Cell, and Mol. Biol. Lett. - 2004. - Vol. 9. - P. 439-449.

159. Mohamed E.A., Iwaki T., Munir I. et al. Overexpression of bacterial catalase in tomato leaf chloroplasts enhances photo-oxidative stress tolerance // Plant Cell Environ. - 2003. - №26. - P. 2037-2046.

160. Moons A., Bauw G., Prinsen E. et al. Molecular and physiological responses to abscisic acid and salts in roots of salt-sensitive and salt-tolerant Indica rice varieties // Plant Physiol. - 1995. - №107. - P. 177-186.

161. Moons A., Prinsen E., Bauw G. et al. Antagonistic effects of abscisic acid and jasmonates on salt stress inducible transcripts in rice roots // Plant Cell. - 1997. -№9.-P. 2243-2259.

162. Moran J. F., James E. K., Rubio M. C. et al. Functional characterization and expression of a cytosolic iron-superoxide dismutase from cowpea root nodules // Plant Physiol. - 2003. - №133. - P. 773-782.

163. Mullineaux P.M., Karpinski S., Baker N.R. Spatial dependence for hydrogen-peroxide-directed signaling in light-stressed plants // Plant Physiol. - 2006. - Vol. 141.-P. 346-350.

164. Munns R., Tester M. Mechanisms of salinity tolerance // Annu. Rev. Plant Biol. -2008.-№59.-P. 651-681.

165. Murasighe T., Skoog F. A revised medium for rapid growth and bioasays in tobacco tissue culture // Physiologia Plantarum. - 1962. - Vol. 15. - P. 473-479.

166. Murata N. Enhancement of tolerance to multiple stresses by genetic engineering // Abstr. IX Intern. Congr. Plant Tissue Cell Culture (June 14-19, 1998). -Jerusalem, 1998.-P. 34.

167. Myouga F., Hosoda C., Umezawa T. et al. A heterocomplex of iron superoxide dismutases defends chloroplast nucleoids against oxidative stress and is essential for chloroplast development in Arabidopsis // The Plant Cell. - 2008. - №20. - P. 3148-3162.

168. Nakano Y., Asada K. Hydrogen Peroxide Is Scavenged by Ascorbate Specific Peroxidase in Spinach Chloroplasts // Plant Cell Physiol. - 1981. - Vol. 22. - P. 867-880.

169. Nakashima K. and Yamaguchi-Shinozaki K. Regulons involved in osmotic stress-responsive and cold stress-responsive gene expression in plants // Physiologia Plantarum. - 2006. - №126. - P. 62-71.

170. Nanjo T., Kobayashi M., Yoshiba Y. et al. Antisence suppression of proline degradation improves tolerance to freezing and salinity in Arabidopsis thaliana // FEBS Lett. - 1999. -№461. - P. 205-210.

171. NDong C., Danyluk J., Wilson K.E. et al. Cold-regulated cereal chloroplast late embiyogenesis abundant-like proteins. Molecular characterization and functional analyses // Plant Physiology. - 2002. - №129. - P. 1368-1381.

172. Neuhaus G., Spangenberg G. Plant transformation by microinjection techniques // Physiol. Plant. - 1990. - Vol. 79. - P. 213-217.

173. Neumann D., Nover L., Parthier B. et al. Heat shock and other stress response systems of plants // Biol. Zentralbl. - 1989. - №108. - P. 1-156.

174. Noctor G., Foyer C.H. Ascorbate and glutathione: keeping active oxygen under control // Annu. Rev. Plant Physiol. Plant Mol. Biol. - 1998. - №49. - P. 249279.

175. Nyman P.O. A modified method for the purification of erytrocuprein // Buochim. biophys. acta. - 1960. -№45. - P. 387-389.

176. Oberschall A., Deak M., Torok K. et al. A novel aldose/aldehyde reductase protects transgenic plants against lipid peroxidation under chemical and drought stresses // Plant Journal. - 2000. - №24. - P. 437-446.

177. Ogawa K., Kanematsu S., Takabe K. et al. Attachment of CuZn-superoxide dismutase to thylakoid membrane at the site of superoxide generation (PSI) in spinach chloroplast: detection by immunogold labeling after rapid freezing and substitution method // Plant Cell Physiol. - 1995. - №36. - P. 565-573.

178. Ogawa K., Kanematsu S., Asada K. Intra and extra-cellular localization of «cytosolic» CuZn-superoxide dismutase in spinach leaf and hypocotyls // Plant Cell Physiol. - 1996. - №37. - P. 790-799.

179. Olsen J.V., Blagoev B., Gnad F. et al. Global, in vivo, and site-specific phosphorylation dynamics in signaling networks. // Cell. - 2006. - Vol. 127. -№3. - P. 635-648.

180. Orsini F., Cascone P., Pascale S.D. et al. System independent salinity tolerance in tomato: Evidence of specific convergence of abiotic and biotic stress responses // Physiol. Plant. - 2010. - №138. - P. 10-21.

181. Ozturk L., Demir Y. In vivo and In vitro protective role of proline // Plant Growth Regul. - 2002. - №38. - P. 259-264.

182. Paleg L.G., Douglas T.J., van Daal A. Proline, betaine and other organic solutes protect enzymes against heat inactivation // Austr. J. Plant Physiol. - 1998. - Vol. 8. -№1. - P. 107-114.

183. Parida A.K., Das A.B. Salt tolerance and salinity effects on plants: a review // Ecotoxicol. Environ. Saf. - 2005. - №60. - P. 324-349.

184. Park E.J., Jeknic Z., Sakamoto A. et al. Genetic engineering of glycine betaine synthesis in tomato protects seeds, plants, and flowers from chilling damage // Plant J. - 2004. - №40. - P. 474-487.

185. Park E.J., Jeknic Z., Chen T.H.H. Exogenous application of glycine betaine increases chilling tolerance in tomato plants // Plant Cell Physiol. - 2006. - №47. -P. 706-714.

186. Park S.H., Morris J.L., Park J.E. et al. Efficient and genotype independent Agrobacterium-mediated tomato transformation // Plant Physiol. - 2003. - Vol. 160.-P. 1253-1257.

187. Park E.J., Jeknic Z., Chen T.H.H. Exogenous application of glycine betaine increases chilling tolerance in tomato plants // Plant Cell Physiol. - 2006. - №47. -P. 706-714.

188. Parvanova D., Ivanov S., Konstantinova T. et al. Transgenic tobacco plants accumulating osmolytes show reduced oxidative damage under freezing stress // Plant. Physiol. Biochem. - 2004. - №42. - P. 57-63.

189. Paszkowski J., Shillito R.D., Saul M.W. et al. Direct gene transfer to plants // EMBO J. - 1984. - Vol. 3. - P. 2717-2722.

190. Perl-Treves R., Nacmias B., Aviv D. et al. Isolation of two cDNA clones from tomato containing two different superoxide dismutase sequences // Plant Mol. Biol. - 1988. - №11. - P. 609-624.

191. Perl A., Perl-Treves R., Galili S. et al. Enhanced oxidative stress defence in transgenic potato expressing tomato Cu,Zn superoxide dismutases // Theoretical and Applied Genetics. - 1993. - №85. - P. 568-576.

192. Pesaresi P., Schneider A., Kleine T. et al. Interorganellar communication // Curr. Opin. Plant Biol. - 2007. - Vol. 10. - P. 600-606.

193. Pharr D.M., Stoop J.M.H., Williamson J.D. et al. The dual role of mannitol as osmoprotectant and photoassimilate in celery // Hortscience. - 1995. - №30. - P. 1182-1188.

194. Pilon-Smits E.A.H., Terry N., Sears T. et al. Enhanced drought resistance in

fructan-producing sugar beet // Plant Physiology and Biochemistry. - 1999. -

№37.-P. 313-317.

195. Potrykus I., Shillito R.D., Saul M.W. et al. Direct gene transfer: State of the art and future potential // Plant Mol. Biol. Rep. - 1985. - Vol. 3. - P. 117-128.

196. Prasad T.K., Anderson M.D., Martin B.A. et al. Evidence for chilling-induced oxidative stress in maize seedlings and a regulatory role for hydrogen peroxide // Plant Cell. - 1994. - Vol. 6. - P. 65-74.

197. Queitsch C., Hong S.W., Vierling E. et al. Heat stress protein 101 plays a crucial role in thermotolerance in Arabidopsis // Plant Cell. - 2000. - №12. - P. 479-492.

198. Queitsch C., Sangster T.A., Lindquist S. Hsp90 as a capacitor of phenotypic variation // Nature. - 2002. - №417. - P. 618-624.

199. Rapp I., Adams W.C., Miller R.W. Purification of superoxide dismutase from fungi and characterization of the reaction of the enzyme with catechols by electron spin resonance spectroscopy // Can. J. Biochem. - 1973. - №51 - P. 158-171.

200. Rehman S., Harris P.J.C., Ashraf M. Stress environments and their impact on crop production / in: Ashraf M., Harris P.J.C., eds. Abiotic Stresses: Plant Resistance Through Breeding and Molecular Approaches. Haworth Press, New York, 2005.-P. 3-18.

201. Reichheld J.P., Vernoux T., Lardon F. et al. Specific checkpoints regulate plant cell cycle progression in response to oxidative stress // Plant Journal. - 1999. -Vol. 17.-P. 647-656.

202. Reynolds E.S. The use of lead citrate at high pH as an electronopaque stain in electron microscopy // J. Cell Biol. - 1963. - №17. - P. 208-212.

203. Rhodes D., Hanson A.D. Quaternary ammonium and tertiary sulfonium compounds in higher plants // Annu. Rev. Plant Physiol. Plant Mol. Biol. - 1993. -№44.-P. 357-384.

204. Riechmann, J.L., Heard, J., Martin, G. et al. Arabidopsis transcription factors: genome-wide comparative analysis among eukaryotes // Science. — 2000. -№290.-P. 2105-2110.

205. Riggs C.D., Bates G.W. Stable transformation of tobacco by electroporation // Proc. Natl. Acad. Sci. USA. - 1986. - Vol. 83. - P. 5602-5606.

206. Robertson A.J., Ishikawa M., Gusta L.V. et al. Abscisic acid-induced heat tolerance in Bromus inermis Leyss cell-suspension cultures. Heat-stable, abscisic acid-responsive polypeptides in combination with sucrose confer enhanced thermostability // Plant Physiol. - 1994. - №105 - P. 181-190.

207. Rodenburg K.W., de Groot M.J.A, Schilperoort R.A. et al. Single-stranded DNA used as an efficient new vehicle for transformation of plant protoplasts // Plant Mol. Biol. - 1989. - Vol. 13. - P. 711-719.

208. Romero J.P., Houlne G., Cana L. et al. Enhanced regeneration of tomato and pepper seedling explant for Agrobacterium -mediated transformation // Plant Cell Tissue and Org Cult. - 2001. - Vol. 67. - P. 173-180.

209. Roosens N.H., Bitar F.A., Loenders K. et al. Overexpression of ornithine-d-aminotransferase increases proline biosynthesis and confers osmotolerance in transgenic plants // Mol. Breed. - 2002. - №9. - P. 73-80.

210. Roxas V.P., Smith R.K., Allen E.R. et al. Overexpression of glutathione S-transferase/glutathione peroxidase enhances the growth of transgenic tobacco seedlings during stress // Nat. Biotechnol. - 1997. - №15. - P. 988-991.

211. Ruf S., Hermann M., Berger I.J. et al. Stable genetic transformation of tomato plastids and expression of a foreign protein in fruit // Nat. Biotech. - 2001. - Vol. 19.-P. 870-875.

212. Ruma D., Dhaliwal M.S., Kaur A. et al. Transformation of tomato using biolistic gun for transient expression of the P-glucuronidase gene // Indian Journal of Biotechnology. - 2009. - Vol. 8. - №4. - P. 363-369.

213. Russel J.A., Roy M.K., Sanfor J.C. Major improvement in biolistic transformation of suspension-cultured tobacco cells // In Vitro Cell. Dev. Biol. -1992.-Vol. 28.-P. 97-105.

214. Sabater B., Rodriguez M.I. Control of chlorophyll degradation in detached leaves of barley and oat through effect of kinetine on chlorophyllase levels // Physiol Plant. - 1978. - №43. - P. 274-276.

215. Sade N., Gebretsadik M., Seligmann R. et al. The role of tobacco aquaporinl in improving water use efficiency, hydraulic conductivity, and yield production under salt stress // Plant Physiol. - 2010. - №152. - P. 245-254.

216. Sakamoto A., Murata A., Murata N. Metabolic engineering of rice leading to biosynthesis of glycinebetaine and tolerance to salt and cold // Plant Mol. Biol. -1998.-Vol. 38.-№6.-P. 1011-1019.

217. Sakamoto A., Murata N. Genetic engineering of glycinebetaine synthesis in plants: current status and implications for enhancement of stress tolerance // Journal of Experimental Botany. - 2000. - №51. - P. 81-88.

218. Salin M.L. Toxic oxygen species and protective systems of the chloroplast // Physiol. Plant. - 1988. - №72. - P. 681-689.

219. Santos C.L.V., Campos A., Azevedo H. et al. In situ and in vitro senescence induced by KC1 stress: Nutritional imbalance, lipid peroxidation and antioxidant metabolism // J. Exp. Bot. - 2001 - №52, P. 351-360.

220. Scandalios J.G. Molecular genetics of superoxide dismutase in plants / in: Scandalios J.G., ed. Oxidative stress and the molecular biology of antioxidant defenses. New York: Cold Spring Harbor Lab. Press., 1997. - P. 527-568.

221. Scandalios J.G. Oxidative stress: molecular perception and transduction of signals triggering antioxidant gene defenses // Braz. J. Med. Biol. Res. - 2005. -№38.-P. 995-1014.

222. Schnorf M., Neuhaus-Url G., Galli A.et al. An improved approach for transformation of plant cells by microinjection: molecular and genetic analysis // Transgenic Research. - 1991. - Vol. 1. - №1. - P. 23-30.

223. Seong E.S., Baek K.H., Oh S.K. et al. Induction of enhanced tolerance to cold stress and disease by over-expression of the pepper CAPIF1 gene in tomato // Physiol. Plant. - 2007. - №129. - P. 555-566.

224. Serraj R., Sinclair T.R. Osmolyte accumulation: can it really help increase crop yield under drought conditions? // Plant Cell Environ. - 2002. - Vol. 25. - №2. -P. 333-341.

225. Shahin E.A. Totipotency of tomato protoplasts // Theor. Appl. Genet. - 1985. -Vol. 69.-P. 235-241.

226. Shen B., Jensen R.G., Bohnert H.J. Increased resistance to oxidative stress in transgenic plants by targeting mannitol biosynthesis to chloroplast // Plant Physiol. - 1997.-№113.-P. 1177-1183.

227. Shi H., Lee B.H., Wu S.J. et al. Overexpression of a plasma membrane Na+/H+ antiporter gene improves salt tolerance in Arabidopsis thaliana // Nat. Biotechnol. -2003.-№21.-P. 81-85.

228. Shillito R.D., Saui M.W., Paszkowski J. et al. Direct gene transfer to plants // Newsl. Int. Assoc. Phml. Tissue Culture. - 1986. - P. 5-15.

229. Shinozaki K., Yamaguchi-Shinozaki K. Molecular responses to dehydration and low temperature: differences and cross-talk between two stress signaling pathways // Curr. Opin. Plant Biol. - 2000. - №3. - P. 217-223.

230. Shinozaki K., Yamaguchi-Shinozaki K. Gene networks involved in drought stress response and tolerance // J. Exp. Bot. - 2007. - Vol. 58. - №2. - P. 221227.

231. Sigareva M., Spivey R., Willits M.G. et al. An efficient mannose selection protocol for tomato that has no adverse effect on the ploidy level of transgenic plants // Plant Cell Rep. - 2004. - Vol. 23. - P. 236-245.

232. Sigee D.C., Smith V.A., Hindley J. Passage of bacterial DNA into host cells during in vitro transformation of Nicotiana tabacum by Agrobacterium Tumefaciens II Microbios. - 1982. - Vol. 34. - №136. - P. 113-132.

233. Singha S., Choudhuri M.A. Effect of salinity (NaCl) stress on H2C>2 metabolism in Vigna and Oryza seedlings // Biochem. Physiol. Pflanz. - 1990. - №186. - P. 69-74.

234. Sivamani E., Bahieldin A., Wraith J.M. et al. Improved biomass productivity and water use efficiency under water deficit conditions in transgenic wheat constitutively expressing the barley HVA1 gene // Plant Science. - 2000. - №155. -P. 1-9.

235. Smirnoff N. The role of active oxygen in the response of plants to water deficit and desiccation // New Phytologist. - 1993. - №125. - P. 27-58.

236. Srivastava K.M., Hallan V., Raizada R.K. et al. Molecular cloning of Indian tomato leaf curl virus genome following a simple method of concentrating the supercoiled replicative form of viral DNA // J. Virol. Methods. - 1995. - №51. -P. 297-304.

237. Sun H.J., Uchii S., Watanabe S. et al. A highly efficient transformation protocol for Micro-Tom, a model cultivar for tomato functional genomics // Plant Cell Physiol. - 2006. - Vol. 47. - P. 426-431.

238. Szekely G., Abraham E., Cseplo A. et al. Duplicated P5CS genes of Arabidopsis play distinct roles in stress regulation and developmental control of proline biosynthesis // Plant J. - 2008. - Vol. 53. - №1. - P. 11-28.

239. Takabe T., Hayashi Y., Nakamura T. et al. Genetic engineering of glycinebetaine accumulation and increased salinity tolerance in plants // Abstr. 5th Intern. Congr. Plant Mol. Biology (21-27 Sept. 1997). - Singapore, 1997. -P. 667.

240. Tanaka Y., Hibino T., Hayashi Y. et al. Salt tolerance of transgenic rice overexpressing yeast mitochondrial Mn-SOD in chloroplasts // Plant Sci. - 1999. -№148.-P. 131-138.

241. Tang J., Misson L., Gershenson A. et al. Continuous measurements of soil respiration with and without roots in a ponderosa pine plantation in the Sierra Nevada Mountains // Agric. For. Meteorol. - 2005. - №132. - P. 212-227.

242. Tang K., Wu A., Yao J. et al. Development Mediated Transformation and Genetic Analysis -Based Selection // Acta Biotech. - 2000. - Vol. 20. - P. 175183.

243. Thomashow M.F., Gilmour S.J., Stockinger E.J. et al. Role of the Arabidopsis CBF transcriptional activators in cold acclimation // Physiologia Plantarum. -2001.-Vol. 112.-№2.-P. 171-175.

244. Tognetti J.A., Salerno G.L., Crespi M.D. et al. Sucrose and fructan metabolism of different wheat cultivars at chilling temperatures // Physiol. Plant. - 1990. -№78.-P. 554-559.

245. Toyoda H., Matsuda Y., Utsumi R. et al. Intranuclear microinjection for transformation of tomato callus cultures // Plant Cell Rep. - 1988. - Vol. 7. - P. 293-296.

246. Turner N.C., Shahal A., Berger J.D. et al. Osmotic adjustment in chickpea (Cicer arietinum L.) results in no yield benefit under terminal drought // J. Exp. Bot. - 2007. - №58. - P. 187-194.

247. Van Camp W., Bowler C., Villarroel R.et al. Characterization of iron superoxide dismutase cDNAs from plants obtained by genetic complementation in Escherichia coli // Proc. Natl. Acad. Sci. USA. - 1990. - Vol. 88. - P. 99039907.

248. Van Camp W., Willekens H., Bowler C. et al. Elevated levels of superoxide dismutase protect transgenic plants against ozone damage // Biotechnology. -1994.-№12.-P. 165-168.

249. Van Camp W., Capiau K., Van Montagu M. et al. Enhancement of oxidative stress tolerance in transgenic tobacco plants overproducing Fe-superoxide dismutase in chloroplasts // Plant Physiology. - 1996. - №112. - P. 1703-1714.

250. Van Eck J.M., Blowers A.D., Earle E.D. Stable transformation of tomato cell cultures after bombardment with plasmid and YAC DNA // Plant Cell Rep. -1995.-Vol. 14.-P. 299-304.

251. Vanjildorj E., Bae T.W., Riu K.Z. et al. Overexpression of Arabidopsis ABF3 gene enhances tolerance to drought and cold in transgenic lettuce (Lactuca sativa) // Plant Cell Tiss. Org. Cult. - 2005. - №83. - P. 41-50.

252. Vannini C., Campa M., Iriti M. et al. Evaluation of transgenic tomato plants ectopically expressing the rice Osmyb4 gene // Plant Sci. - 2007. - №173. - P. 231-239.

253. Vannini C., Locatelli F., Bracale M. et al. Overexpression of the rice Osmyb4 gene increases chilling and freezing tolerance of Arabidopsis thaliana plants // Plant J. - 2004. - Vol. 37. - №1. - P. 115-127.

254. Van Roekel J.S.C., Damm B., Melchers L.S. et al. Factors influencing transformation frequency of tomato (Lycopersicon esculentum) // Plant Cell Rep. - 1993. - Vol. 12. - P. 644-647.

255. Vartapetian B.B., Andreeva I.N., Generozova I.P. et al. Functional electron microscopy in studies of plant response and adaptation to anaerobic stress // Ann. Bot. - 2003. - Vol. 91. - №2. - P. 155-172.

256. Velcheva M., Faltin Z., Flaishman M. et al. A liquid culture system for Agrobacterium-mediated transformation of tomato (Lycopersicon esculentum) // Plant Sci. - 2005. - Vol. 168. - P. 121-130.

257. Venkateswarlu K., Nazar R.N. Evidence for T-DNA mediated gene targeting to tobacco chloroplasts // Biotechnology. - 1991. - Vol. 9. - P. 1103-1105.

258. Vierling E. The roles of heat shock proteins in plants // Annu. Rev. Plant Physiol. Plant Mol. Biol. - 1991. -№42. - P. 579-620.

259. Waie B., Rajam M.V. Effect of increased polyamine biosynthesis on stress responses in transgenic tobacco by introduction of human S-adenosylmethionine gene // Plant Sci. - 2003. -№164. - P. 727-734.

260. Walden R., Wingender R. Gene-transfer and plant-regeneration techniques // Trends Biotechnol. - 1995. - Vol. 13. - P. 324-331.

261. Wang B., Luttge U., Ratajczak R. Specific regulation of SOD isoforms by NaCl and osmotic stress in leaves of the C3 halophyte Suaeda salsa L // J. Plant Physiol. - 2004. - № 161. - P. 285-293.

262. Wang H., Hao J., Chen X. et al. Overexpression of rice WRKY89 enhances ultraviolet B tolerance and disease resistance in rice plants // Plant Molecular Biology. - 2007. -№65. - P. 799-815.

263. Wise A.A., Liu Z., Binns A.N. Nucleic Acid Extraction from Agrobacterium Strains // Agrobacterium Protocols. Methods in Molecular Biology. - 2006. -Vol. 343.-P. 67-76.

264. Xiong L., Schumaker K.S., Zhu J.K. Cell Signaling during Cold, Drought, and Salt Stress //The Plant Cell. -2002. - Vol. 14. -P.165-183.

265. Xu D., Duan X., Wang B. et al. Expression of a late embryogenesis abundant protein gene, HVA1, from barley confers tolerance to water deficit and salt stress in transgenic rice // Plant Physiol. - 1996. - №110. - P. 249-257.

266. Xu Z.S., Xia L.Q., Chen M. et al. Isolation and molecular characterization of the Triticum aestivum L. ethylene-responsive factor 1 (TaERFl) that increases multiple stress tolerance // Plant Molecular Biology. - 2007. - №65. - P. 719732.

267. Yamada M., Morishita H., Urano K. et al. Effects of free proline accumulation in petunias under drought stress // J. Exp. Bot. - 2005. - №56. - P. 1975-1981.

268. Yang A.F., Duan A.G., Gu X.F. et al. Efficient transformation of beet (Beta vulgaris) and production of plants with improved salt-tolerance // Plant Cell Tissue Organ and Culture. - 2005. - №83. - P. 259-270.

269. Yeo A.R., Caporn S.J.M., Flowers T.J. The effect of salinity upon photosynthesis in rice (Oryza sativa L.): gas exchange by individual leaves in relation to their salt content 11 J. Exp. Bot. - 1985. -№36. - P. 1240-1248.

270. Zapata P.J., Serrano M., Pretel M.T. et al. Polyamines and ethylene changes during germination of different plant species under salinity // Plant Sci. - 2004. -№167.-P. 781-788.

271. Zhang J., Kirkham M.B. Drought-stress induced changes in activities of superoxide dismutase, catalase and peroxidases in wheat leaves // Plant Cell Physiol. - 1994. -№35. - P. 785-791.

272. Zhang J., Tan W., Yang X.H. et al. Plastid-expressed choline monooxygenase gene improves salt and drought tolerance through accumulation of glycine betaine in tobacco // Plant Cell Rep. - 2008. - Vol. 27. - №6. - P. 1113-1124.

273. Zhang H.X., Blumwald E. Transgenic salt-tolerant tomato plants accumulate salt in foliage but not in fruit // Nat. Biotechnol. - 2001. - №19. - P. 765-768.

274. Zhifang G., Loescher W.H. Expression of a celery mannose 6-phosphate reductase in Arabidopsis thaliana enhances salt tolerance and induces biosynthesis of both mannitol and a glucosyl-mannitol dimer // Plant, Cell and Environment. - 2003. - №26. - P. 275-283.

275. Zhu D., Scandalios J.G. Differential accumulation of manganese-superoxide dismutase transcripts in maze in response to abscisic acid and high osmoticum // Plant Physiol. - 1994. -№106 - P. 173-178.

276. Zhu J.K. Cell signaling under salt, water and cold stresses // Curr. Op. in Plant Biol. - 2001. - №4. - P. 401-406.

277. Zhu J.K. Salt and drought stress signal transduction in plants // Annu. Rev. Plant Biol. - 2002. - №53. - P. 247-273.