Разработка новых методов анализа спиртов и альдегидов и конструирование продуцентов этанола с использованием нетрадиционных дрожжей Hansenula polymorpha и Pichia stipitis тема диссертации и автореферата по ВАК 03.01.06, 03.02.03, доктор биологических наук Сибирный, Владимир Андреевич

Диссертация и автореферат на тему «Разработка новых методов анализа спиртов и альдегидов и конструирование продуцентов этанола с использованием нетрадиционных дрожжей Hansenula polymorpha и Pichia stipitis». disserCat — научная электронная библиотека.
Автореферат
Диссертация
Артикул: 493105
Год: 
2013
Автор научной работы: 
Сибирный, Владимир Андреевич
Ученая cтепень: 
доктор биологических наук
Место защиты диссертации: 
Москва
Код cпециальности ВАК: 
03.01.06, 03.02.03
Специальность: 
Биотехнология (в том числе бионанотехнологии)
Количество cтраниц: 
279

Оглавление диссертации доктор биологических наук Сибирный, Владимир Андреевич

Список сокращений.

1. ВЕДЕНИЕ.

2. ОБЗОР ИТЕРАТУРЫ.

2.1. Этанол, метанол и формальдегид.

2.2. Микробная деградация формальдегида и метанола в сточных водах.

2.3. Химические и физико-химические методы определения этанола, метанола и формальдегида.

2.4. Хемосенсорные методы анализа этанола, метанола и формальдегида

2.5. Методы анализа этанола, метанола и формальдегида с использованием ферментов.

2.5.1. Характеристика метилотрофных дрожжей и метилотрофного метаболизма.

2.5.2. Свойства алкогольоксидазы метилотрофных дрожжей.

2.5.3. Выделение и очистка алкогольоксидазы (АО) из метилотрофных дрожжей Hansenula polymorpha.

2.5.4. Биосенсорные методы анализа этанола, метанола и формальдегида

2.6. Конструирование штаммов дрожжей с увеличенной продукцией этанола.

2.6.1. Конструирование продуцентов этанола на основе дрожжей Saccharomyces cerevisiae.

2.6.2. Конструирование продуцентов этанола на основе бактерий

Zymomonas mobili и Escherichia coli.

2.6.3. Биотехнологическое совершенствование нетрадиционных дрожжей Pichia stipitis.

2.6.4. Конструирование продуцентов этанола на основе метилотрофных дрожжей Hansenula polymorpha.

2.6.5. Промышленная продукция этанола из лигноцеллюлозы.

3. МАТЕРИАЛЫ И МЕТОДЫ ИССЛЕДОВАНИЙ.

3.1. Объекты исследований.

3.2. Условия культивирования.

3.3. Определение биомассы клеток.

3.4. Пермеабилизация клеток.

3.5. Получение бесклеточного экстракта (БЭ).

3.6. Определение содержания белка.

3.7. Определение активности ферментов.

3.7.1. Определение активности оксидаз.

3.7.2. Определение активности алкогольдегидрогеназы (АДГ).

3.7.3. Определение активности формальдегиддегидрогеназы (ФАДГ).

3.7.4. Определение активности пероксидазы (ПО).

3.7.5. Единицы определения активности ферментов, формула расчетов.

3.8. Электрофорез АО Н. ро1утогрИа.

3.9. Определение константы Михаэлиса (Км) алкогольоксидазы

Н. ро1утогрка для метанола, этанола и формальдегида при помощи кислородного электрода Кларка.

3.10. Определение формальдегида и метанола в промышленных стоках с использованием АО и 4-амино-5-гидразино-3-меркапто-1,2,4-триазола (АГМТ).

3.10.1. Определение содержаня формальдегида.

3.10.2. Определение содержания метанола.

3.11. Одновременное определение содержания метанола и формальдегида с использованием АО и гидразона З-метил-2-бензотиазолинона (МБТГ).

3.12. Анализ содержания этанола.

3.12.1. Анализ содержания этанола с использованием алкогольдегидрогеназы (АдГ).

3.12.2. Анализ содержания этанола с алкогольоксидазой и пероксидазой метод АОП).

3.12.3. Анализ содержания этанола оксидазно-химическим методом с использованием АО и МБТГ.

3.12.4. Определение содержания этанола в соках и плодово-ягодных винах.

3.13. Биосенсорные методы анализа этанола.

3.13.1. Разработка амперометрического биосенсора на основе алкогольоксидазы.

3.13.2. Формирование чувствительной мембраны.

3.13.3. Формирование амперометрического АОП- биоосенсора.

3.13.4. Формирование двухслойного двухферментного элемента биосенсора.

3.14. Ферментативное определение формальдегида.

3.14.1. Определение формальдегида методом АОП.

3.14.2. Определение содержания формальдегида в рыбе.

3.15. Использование электрохимического биосенсора для определения метанола в промышленных сточных водах.

3.16. Выделение из мутантов дрожжей Hansenulapolymorpha АО с пониженным сродством к субстратам.

3.16.1. Штаммы и среды.

3.16.2. Определение аминокислотных последовательностей.

3.16.3. Молекулярно-биологические методы.

3.16.4. Определение операционной стабильности биосенсоров.

3.17. Выделение и биотехнологическое использование формальдегиддегидрогеназы (ФАДГ).

3.17.1. Источник ФАДГ, условия культивирования и получения бесклеточного экстракта (БЭ).

3.17.2. Выделение и очистка ФАДГ.

3.17.3. Электрофорез.

3.17.4. Ферментативное определение формальдегида.

3.18. Конструирование рекомбинантного штамма дрожжей Pichia stipitis с улучшеной алкогольной ферментацией ксилозы.

3.18.1. Штаммы и среды.

3.18.2. Молекулярно-генетические методы.

3.19. Изучение алкогольной ферментации у диких и рекомбинантных штаммов Hansenula polymorpha и Saccharomyces cerevisiae.

3.19.1. Использованные штаммы.

3.19.2. Условия культивирования.

3.19.3. Конструирование плазмиды, содержащей ген GSH1 S. cerevisiae.

3.19.4. Аналитические методы.

3.19.5. Резистентность к экзогенному этанолу.

3.20. Статистический анализ полученных результатов.

4. РЕЗУЛЬТАТЫ И ИХ ОБСУЖДЕНИЕ.

4.1. Разработка ферментативных фотометрических методов анализа этанола, метанола и формальдегида.

4.1.1. Анализ этанола в плодово-ягодных винах, напитках и соках.

4.1.3. Разработка оксидазно-химического метода определения этанола.

4.1.4. Разработка ферментативных фотометрических методов анализа формальдегида.

4.1.5. Энзиматическое определение формальдегида (ФА) в рыбных продуктах с использованием АО и ФАДГ.

4.1.6. Использование энзимо-химического метода для определения содержания формальдегида и метанола в промышленных сточных водах.

4.2. Конструирование элементов биосенсоров, селективно реагирующих на метанол, этанол и формальдегид.

4.3. Биосенсорное определение метанола в промышленных сточных водах.

4.4. Разработка амперометрических биосенсоров на основе АО с использованием новых технологий.

4.4.1. Иммобилизация АО методом электроосаждения и изучение возможности использования АО в безоксидазном биосенсоре.

4.4.2. Конструирование двухферментного биосенсора с использованием

АО и ПО.

4.5. Мутантные формы АО H. polymorpha в качестве селективного элемента амперометрического биосенсора.

4.5.1. Мутагенез и селекция мутантных штаммов, скрининг мутантов по активности АО.

4.5.2. Определение кинетических параметров мутантной АО.

4.5.3. Определение нуклеотидной последовательности мутантных аллелей структурных генов АО штаммов СА2 и СА4 Н. polymorpha и идентификация мутаций.

4.5.4. Выделение и очистка мутантных форм АО.

4.5.5. Конструирование амперометрического биосенсора на основе мутантных форм АО.

4.6. Биоаналитическое использование формальдегиддегидрогеназы (ФАДГ).

4.6.1. Оптимизация условий культивирования. Выделение и характеристика фермента.

4.6.2. Использование ФАДГ для ферментного определения ФА.

4.6.3. Использование ферментных и клеточных биосенсоров для анализа ФА в вакцинах.

4.7. Конструирование штаммов дрожжей с увеличенной продукцией этанола.

4.7.1. Конструирование рекомбинантного штамма дрожжей Pichia stipitis с улучшенной алкогольной ферментацией ксилозы.

4.7.2. Улучшение параметров алкогольной ферментации глюкозы рекомбинантными штаммами Hansenula polymorpha и Saccharomyces cerevisiae с повышенным уровнем внутриклеточного глутатиона

5. ВЫВОДЫ.

Введение диссертации (часть автореферата) На тему "Разработка новых методов анализа спиртов и альдегидов и конструирование продуцентов этанола с использованием нетрадиционных дрожжей Hansenula polymorpha и Pichia stipitis"

Актуальность проблемы. Загрязнение окружающей среды наряду с исчерпанием нефти ставит перед биотехнологией задачи разработки современных методов анализа токсичных продуктов и поиска возобновляемых источников энергии. Все процессы биотехнологии, химической технологии, мониторинга окружающей среды и многих пищевых технологий базируются на методах анализа хода процесса и качества конечного продукта. Эти проблемы во многом могут быть решены с использованием нетрадиционных дрожжей Натепи1а ро1утогр/га и Р1сЫа

Мониторинг среды, включающий контроль воздуха, сточных вод, пищевых продуктов, почвы и питьевой воды, приобретает все большее значение в программах улучшения условий жизни и питания человека. Среди множества методов все большее внимание уделяется новейшим биоаналитическим методам [34, 35, 253]. В них используются высокоспецифичные ферменты, а также биосенсоры на основе ферментов, микробных клеток, либо иных биоэлементов. Для внедрения биосенсорных методов анализа в широкую практику необходимы исследования по конструированию биоэлементов с оптимальными параметрами, включая создание ферментных и микробных сенсорных элементов с необходимыми биоаналитическими характеристиками.

Современный этап развития цивилизации в значительной степени зависит от успешной разработки новых технологий для производства биотоплива, особенно топливного этанола из непищевых источников. В настоящее время этанол производится в больших количествах (79 млрд л в 2009 г.), причем около 75 % этого вещества используется в качестве топлива для двигателей внутреннего сгорания и лишь 15 % - для приготовления крепких спиртных напитков. Бензин в настоящее время зачастую используется в смесях с этанолом, который будут получать из биомассы растений, причем в странах Евросоюза с 2010 г. введено требование, согласно которому бензин должен содержать не менее 5,5 % этанола [220]. Известно также положительное влияние биотехнологического производства этанола на глобальный парниковый эффект. Сжигание этанола, полученного из биомассы, не приводит к дополнительной эмиссии С02 в атмосферу [198]. В настоящее время топливный этанол получают из пищевого и кормового сырья (крахмал, сахароза). Поэтому конструирование штаммов, способных к эффективной конверсии в этанол гидролизатов растительной биомассы, состоящих, в основном, из глюкозы и ксилозы, имеет первостепенное значение для увеличения производства этого биотоплива. Важной задачей является также усовершенствование методов анализа этанола.

Метанол играет важную роль в качестве исходного сырья для химического синтеза. Значительная его часть используется в процессе получения формальдегида, а также для производства синтетических смол и лавсана, биотоплива, а также в качестве добавки к бензину. Случайное потребление метанола приводит к слепоте, необратимым неврологическим нарушениям и даже к смерти [1, 2]. В связи с высокой токсичностью метанола [3-5] важное значение имеет определение его содержания в алкогольных напитках, биологических жидкостях, при контроле промышленных отходов.

Одна из крупнейших по масштабу химическая технология заключается в производстве различных пластмасс с применением формальдегида. Поэтому определение формальдегида и сопутствующего ему метанола очень важно для мониторинга окружающей среды, контроле многих промышленных товаров и медицинских препаратов, пищевых продуктов. Особенно высокий уровень формальдегида, как натурального метаболита, в ряде рыбных продуктов семейства тресковых [295], содержание которого в процессе хранения в замороженном состоянии его содержание может достигать от 210 до 780 мг на

1 кг сырой биомассы, что представляет собой серьезную токсикологическую проблему [251].

Большинство известных методов определения этанола, метанола и формальдегида недостаточно селективны и чувствительны, либо слишком дорогостоящие. Блдее перспективн энзиматические методы с использованием алкогольоксидазы, выделенной из штаммов-сверхпродуцентов Н. polymorpha. Алкогольоксидаза, способная in vitro окислять метанол, алифатические спирты, включая этанол, имеет важное биотехнологическое значение. Другим ферментом Н. polymorpha, имеющим биоаналитичесое значение, является формальдегиддегидрогеназа. Этот фермент также использовался в диссертационной работе.

Для эффективного производства биоэтанола необходим поиск и генно-инженерное улучшение дрожжей, способных сбраживать до этилового спирта гидролизаты лигноцеллюлозы. Важнейшее значение имеет исследование метилотрофных дрожжей Н. polymorpha, которые могут сбраживать как глюкозу, так и ксилозу, а также P. stipitis, дикие штаммы которых по характеристикам ферментации ксилозы не уступают лучшим рекомбинантным штаммам Saccharomyces cerevisiae. Такие дрожжи представляют интерес для разработки процесса одновременного энзиматического гидролиза лигноцеллюлозы с последующей ферментацией образуемых Сахаров до этанола. Штаммы с улучшенными параметрами ферментации лигноцеллюлозного сырья могут сделать этот процесс более рентабельным [13].

Цель и задачи исследования. Целью работы было использование нетрадиционных дрожжей Hansenula polymorpha для разработки новых ферментативных и биосенсорных методов анализа формальдегида, метанола и этанола в окружающей среде, продуктах питания, сыворотках крови, а также конструирование штаммов Н. polymorpha и Pichia stipitis с увеличенной продукцией этанола. Для достижения этой цели необходимо было решить следующие задачи:

1. Использование высокоочищенного фермента алкогольоксидазы (АО), полученного из клеток бескаталазного штамма метилотрофных дрожжей Н. ро1утогрка С-105 (^сг1 сагХ) с нарушенной катаболитной глюкозной репрессией синтеза АО для разработки ферментных фотометрических методов анализа этанола, метанола и формальдегида.

2. Анализ этанола в алкогольных и безалкогольных напитках и соках при помощи разработанного алкогольоксидазно-пероксидазного (АОП) метода.

3. Использование АОП-метода и препарата рекомбинантной формальдегиддегидрогеназы (ФАДГ) для определения содержания формальдегида в рыбных продуктах, метанола и формальдегида в модельных растворах и промышленных сточных водах.

4. Разработка нового энзимо-химического метода определения одновременного содержания формальдегида и метанола для анализа стоков.

5. Конструирование элементов биосенсоров, селективно реагирующих на метанол, этанол и формальдегид, с применением ферментных препаратов, выделенных из селекционированных штаммов нетрадиционных дрожжей.

6. Получение мутантных форм АО Н. ро1утогрка с пониженным сродством к этанолу, разработка амперометрических биосенсоров на основе природных и мутантных форм АО Н. ро1утогрка.

7. Биоаналитическое использование ФАДГ Н. роХутогрЬа в разработке ферментативных и клеточных биосенсоров для анализа формальдегида в вакцинах.

8. Конструирование рекомбинантных штаммов Р1сЫа БИрШБ с увеличенной продукцией этанола при алкогольной ферментации лигноцеллюлозного сырья.

9. Изучение взаимосвязи между внутриклеточным пулом ОБН, повышением продукции этанола и устойчивости к этанолу у рекомбинантных штаммов пекарских дрожжей 5. сегеуг'5гае и метилотрофных дрожжей Н. ро1утогрка.

Научная новизна исследования. В работе представлены примеры использования нетрадиционных дрожжей Н. ро\утогрка и их мутантов -сверхпродуцентов ферментов (АО - алкогольоксидазы, ФАДГ -формальдегиддегидрогеназы), мутантных форм АО с уменьшенным сродством к субстратам, выделение ферментов и их биоаналитическое применение в ферментно-химических и биосенсорных методах анализа формальдегида, метанола и этанола в промышленных сточных водах, продуктах питания и вакцинах. Представлены примеры конструирования рекомбинантных штаммов дрожжей Р1сЫа БИрШБ и Н. ро1утогрка с улучшенными параметрами алкогольной ферментации.

Разработан новый ферментно-химический метод одновременного анализа формальдегида и метанола в их смесях, в котором определение метанола осуществляется с участием АО в условиях химического «маскирования» формальдегида в реакционной смеси (добавление веществ, связывающих молекулы формальдегида, делает невозможным его реакцию с АО). Метод использован для анализа промышленных сточных вод и коммерческих препаратов формалина. Порог чувствительности метода для обоих аналитов составляет 1 мкМ, что в 3,2 раза выше по сравнению с традиционным химическим методом.

Показана возможность применения АО, пероксидазы хрена (ПО) и ФАДГ при анализе этанола в спиртосодержащих напитках, метанола и формальдегида в модельных растворах и промышленных сточных водах, а также формальдегида в рыбных продуктах. Использование таких методов значительно упроститло процедуру анализа этанола, метанола и формальдегида по сравнению с традиционными способами.

Сконструирован новый прототип двухферментного амперометрического биосенсора с применением АО метилотрофных дрожжей и ПО, способного к анализу этанола, метанола и формальдегида. Биоселективный элемент создан путем электроосаждения двух ферментов в различных слоях с использованием катионных и анионных полимеров. Эффективная коммуникация между окисленной формой ПО и поверхностью рабочего электрода достигнута путем введения во внутренний слой, контактирующий с электродом, полимера, содержащего осмиевый комплекс. Преимуществами биосенсора являются быстрый ответ на аналит, высокая чувствительность и стабильность. Это дает возможность примениеия разработанной конструкции биосенсора также в исследованиях других ферментов (ФАДГ, мутантной АО), а также для практического использования биосенсоров в анализах соответствующих аналитов.

На основе селекции в среде с аллиловым спиртом впервые получены мутантные штаммы Н. polymorpha СА2 и СА4 с пониженным сродством АО к этанолу. Проведено секвенирование мутантных аллелей структурных генов АО из мутантов Н. polymorpha СА2 и СА4, идентифицированы точечные мутации в гене А ОХ, которые приводят к уменьшению сродства фермента к субстрату. Изучены некоторые структурно-функциональные свойства мутантных форм АО. Разработана технология иммобилизации ферментов на поверхности рабочего электрода биосенсора. Показано, что биосенсор на основе мутантной формы АО обладает расширенным спектром линейного ответа на аналиты по сравнению с сенсором на основе АО дикого типа.

Оптимизированы условия культивирования рекомбинантного штамма Н. polymorpha с повышенным синтезом термостабильной ФАДГ, выделен фермент из рекомбинантных клеток, изучены некоторые свойства очищенной ФАДГ. Удельная активность очищенных препаратов ФАДГ превышала активность коммерческих препаратов ФАДГ из Ps. putida. Разработан ФАДГ-метод анализа формальдегида и показана возможность его использования в анализе сточных вод. Ферментативный метод на основе ФАДГ рекомендован к практическому использованию вместо химических методов, которые трудоемки, требуют дистилляции проб или дополнительных исследований (в случае содержания фенола).

Разработаны два типа селективных к формальдегиду амперометрических биосенсоров (ферментный и клеточный) с использованием зависимой от НАД+ и глутатиона ФАДГ, выделенной из рекомбинантных клеток дрожжей Н. polymorpha, с высоким содержанием ФАДГ. Сконструированные биосенсоры использованы для анализа содержания формальдегида в промстоках и вакцинах (АДТ-М, антигеморрагическая вакцина кроликов, вакцина Imovax Polio). Установлена корреляция между результатами биосенсорного и химического определения.

Сконструирован рекомбинантный штамм дрожжей Р. stipitis XYLlm9 с увеличенной продукцией этанола при ферментации ксилозы. В полупромышленной среде на основе кислотных гидролизатов опилок и отрубей штамм характеризовался существенным улучшением параметров алкогольной ферментации. Так, при ферментации гидролизатов пшеничных отрубей штамм продуцировал в 1,5 раза больше этанола по сравнению с дрожжами S. cerevisiae дикого типа. Использование смеси рекомбинантного штамма Р. stipitis и штамма дикого типа S. cerevisiae увеличивало синтез этанола в 1,6 раза по сравнению с параметрами ферментации рекомбинанта.

Рекомбинанты Н. polymorpha с повышенным пулом внутриклеточного GSH в связи с гиперэкспрессией первого гена биосинтеза GSH, гамма-глутамилцистеинсинтетазы, или центрального регуляторного гена метаболизма серы МЕТ4 (мультикопийная интеграция генов GSH2 и МЕТ4) накапливали почти в два раза больше этанола при сбраживаении глюкозы по сравнению со штаммом дикого типа, тогда как штамм S. cerevisiae с повышенным внутриклеточным пулом GSH не увеличивал продукцию спирта. Трансформанты S. cerevisiae, и Н. polymorpha с повышенным пулом GSH более чувствительны к экзогенному этанолу, чем соответствующие штаммы дикого типа.

Практическое значение полученных результатов. Предложенные модификации ферментных фотометрических методов анализа этанола, метанола и формальдегида с использованием АО и ФАДГ из мутантов -сверхпродуцентов этих ферментов использованы для анализа содержания этанола в винах, формальдегида и метанола в промышленных сточных водах, формальдегида - в рыбных продуктах. Показаны их преимущества по сравнению с традиционными химическими методами. Сконструированный биосенсор на основе АО использован для определения содержания метанола в промстоках.

Разработан новый ферментно-химический метод позволяющий определять метанол и формальдегид в смесях этих веществ и, в отличие от химических методов, не требует использования агрессивных химических веществ, прост в реализации и используется для контроля аналитов в промстоках и различных продуктах, содержащих формальдегид и метанол.

Показана возможность применения сконструированного двухферментного амперометрического биосенсора, содержащего АО и ПО с использованием раздельного электроосаждения двух ферментов в различных слоях, применением катионных и анионных полимеров для анализа метанола, этанола и формальдегида.

С использованием предложенного нами метода селекции мутантов дрожжей Н. ро1утогрка получены препараты АО с пониженным сродством к субстратам, которые иммобилизованы на поверхности трансдукторов амперометрических биосенсоров и показана возможность их применения для анализа этанола в широком диапазоне концентраций.

Сконструированные на основе рекомбинантного штамма Н. ро1утогр/га со сверхпродукцией термостабильной ФАДГ энзиматические и клеточные биосенсоры для анализа формальдегида использованы для определения содержания формальдегида в промышленных сточных водах и в сыворотках.

Рекомбинантные штаммы дрожжей РгсЫа БИрШз ХУЫш9 с повышенной продуктивностью алкогольной ферментации ксилозы и Н. роЬтогрИа с увеличенным внутриклеточным содержанием глутатиона перспективны для получения этанола из гидролизатов растительной биомассы и традиционного сырья.

Предложенные нами методы используются при анализе метанола и формальдегида в сточных водах фабрики по производству пластмасс в Пусткове (Польша), в учебном процессе на практических занятиях по биотехнологии и при выполнении дипломных работ во Львовском университете им. Ивана Франко (Украина) и Жешовском университете (Польша).

Основные положения, выносимые на защиту

• Нетрадиционные дрожжи Н. ро1утогрка и их мутанты - сверхпродуценты АО и ФАДГ впервые использованы для анализа этанола и метанола в биогенных пробах (вино, пиво, соки, безалкогольные напитки), метанола и формальдегида в модельных растворах и промстоках, а также формальдегида - в пищевых рыбных продуктах.

• Разработан и использован в аналитической практике новый ферментно-химический метод определения метанола и формальдегида в смесях этих веществ, основанный на применении химического анализа формальдегида с гидразоном З-метил-2-бензотиазолина без АО и последующей реакции с участием АО, что позволяет определять общее содержание метанола и формальдегида в промстоках.

• Разработаны новые типы амперометрических биосенсоров с использованием ферментов дрожжей Н. ро1утогрка (АО, мутантная АО, ФАДГ) и осмий-содержащих катионных и анионных полимеров для получения быстрого отклика на аналит при высокой чувствительности и стабильности биосенсора. Сконструированные биосенсоры использованы для анализа метанола, этанола и формальдегида.

• Сконструирован рекомбинантный штамм дрожжей XYLlm9 P. stipitis с повышенной продуктивностью алкогольной ферментации ксилозы и гидролизатов растительного сырья. Обнаружена способность рекомбинантных штаммов Н. polymorpha с увеличенным внутриклеточным содержанием глутатиона к сверхсинтезу этанола в среде с глюкозой.

Работа выполнялась на кафедре Биотехнологии и микробиологии Биолого-почвенного факультета Жешовского университета (Жешов, Польша). Часть исследований проведена на основе Отдела молекулярной генетики и биотехнологии и Отдела аналитической биотехнологии Института биологии клетки НАН Украины (Львов, Украина), Института инжинерии окружающей среды Ченстоховского Технологического университета (Ченстохова, Польша), кафедры Технологии воды и сточных вод Свентокшыского Технологического университета (Кельце, Польша), Лаборатории аналитической химии — электроаналитики и сенсорики Рурского Университета (Бохум, Германия), кафедры Экологии микроорганизмов Брюссельского свободного университета (Брюссель, Бельгия).

Исследования выполнялись также в рамках международных научных грантов: KBN 3 Р04В 003 23 «Новые ферментативные и биосенсорные методы анализа формальдегида, метанола и этанола в окружающей среде и клеточные системы детоксикации формальдегида», KBN N N302 1385 33 «Мутанты дрожжей Hansenula polymorpha с нарушенной катаболитной репрессией и их использование с целью конструирования сверхпродуцентов собственных и чужих белков с биотехнологическим значением», P-W CG „Interaction between glutathione and alcoholic fermentation in Saccharomyces cerevisiae and non-conventional yeasts".

Апробация работы. Основные положения диссертации были представлены на Международном экологическом конгрессе «Новое в экологии и безопасности жизнедеятельности» (Санкт-Петербург, Россия, 2000), на XXI Международном специализированном симпозиуме по дрожжам «Биохимия, Генетика, биотехнология и экология ннетрадиционных дрожжей» (Львов, Украина, 2001), на XXII Международном специализированном симпозиуме по дрожжам „Yeast Fermentations and other Yeast Bioprocesses" (Пиланесбург, ЮАР, 2002), на II Конгрессе по биотехнологии (Лодзь, Польша, 2003), на VI Международной конференции „Role of Formaldehyde in Biological Systems" (Печ, Венгрия, 2003), на Первом (Инаугурационном) Украинском Конгрессе по биологии клетки (Львов, Украина, 2004), на Украинско-Германском Симпозиуме по нанобиотехнологии "Current State and Prospects for Future Cooperation" (Киев, Украина, 2006), на II Украинско-Польской Вайглевской конференции "Microbiology of the XXI century" (Варшава, Польша, 2007), на XII Международном Конгрессе по дрожжам (Киев, Украина, 2008), на III Украинско-Польской Вайглевской конференции «Микробиология на службе человека» (Одесса, Украина, 2009), на X Международной научной конференции "Risk factors of food chain" (Нитра, Словакия, 2010), на XXVIII Международном специализированном симпозиуме по дрожжам „Metabolic and Bioprocess Engineering for Sustainable Development" (Бангкок, Таиланд, 2010), на IV Украинско-Польской Вайглевской конференции "От микробиологии к синтетической биологии" (Вроцлав, Польша, 2011).

Публикации. По теме диссертации опубликовано 45 работ, среди которых 17 статей, в российских журналах, рекомендуемых ВАК, и в приравниваемых к ним периодических изданиях, входящих хотя бы в одну из библиографических баз цитирования (PubMed, Scopus, Web of Knowellege и др.), в том числе с международным импакт-фактором (IF); 2 монографии; 10 статей в других журналах и сборниках, а также 16 тезисов докладов на международных конференциях.

Структура и объем работы. Диссертация состоит из введения, обзора литературы, описания материалов и методов, 7 глав результатов исследований, выводов, списка литературы (362 источника). Основной текст диссертации изложен на 279 страницах, включая 69 рисунков и 13 таблиц.

Заключение диссертации по теме "Биотехнология (в том числе бионанотехнологии)", Сибирный, Владимир Андреевич

5. ВЫВОДЫ

1. Препарат алкогольоксидазы (АО), полученный из бесклеточного экстракта мутантов метилотрофных дрожжей Натепи1а ро1утогрка. с нарушенной катаболитной репрессией, лишенных каталазной активности и способных к сверхсинтезу АО в среде с глюкозой без метанола впервые использован для анализа этанола и метанола в биогенных пробах (вино, пиво, соки, безалкогольные напитки), метанола и формальдегида в модельных растворах и промышленных сточных водах, а также формальдегида в рыбных продуктах.

2. Разработан новый ферментно-химический метод определения метанола и формальдегида в смесях этих веществ, основанный на использовании химического анализа формальдегида с гидразоном З-метил-2-бензотиазолина без АО и последующей реакции с участием АО, что позволяет определять общее содержание метанола и формальдегида в пробе. Предлагаемый метод, в отличие от химических методов, не требует использования вредных, агрессивных химических веществ, прост в реализации и может быть использован для контроля промышленных сточных вод и различных продуктов, содержащих формальдегид.

3. Сконструирован новый прототип двухферментного амперометрического биосенсора, содержащего АО и пероксидазу хрена, методом раздельного электроосаждения двух ферментов в различных слоях с использованием катионных и анионных полимеров, что дает возможность получения быстрого ответа на аналит при высокой чувствительности и стабильности биосенсора. Показана возможность использования такого биосенсора для анализа метанола, этанола и формальдегида.

4. Разработан метод селекции мутантов дрожжей Н. ро1утогрка с пониженным сродством по отношению к субстратам (формальдегид, метанол). Выделены препараты «мутантных» ферментов, проведена их иммобилизация на поверхности амперометрических биосенсоров и показана возможность использования для анализа этанола в расширенном диапазоне концентраций. Идентифицированы мутации в гене АОХ1, которые приводят к уменьшению сродства фермента к субстратам.

5. Получены препараты высокоочищенной ФАДГ из клеток рекомбинантного штамма Н. ро1утогрка со сверхпродукцией термостабильной формальдегиддегидрогеназы и показана возможность их использования для ферментативного определения содержания формальдегида в сточных водах и пищевых продуктах. Сконструированы лабораторные прототипы энзиматических и клеточных биосенсоров и показана возможность их использования при определении содержания формальдегида в промышленных сточных водах и в сыворотках.

6. Создан рекомбинантный штамм дрожжей ХУЫт9 Р. зНрШБ с повышенной продуктивностью алкогольной ферментации ксилозы. Параметры алкогольной ферментации гидролизатов лигноцеллюлозы сконструированным штаммом при алкогольной ферментации полупромышленной среды на основе кислотных гидролизатов опилок также были улучшены. Штамм характеризовался повышенной продуктивностью по этанолу при ферментации гидролизатов пшеничных отрубей в 1,5 раза по сравнению со штаммом дикого типа дрожжей сегеушае. Продукцию этанола можно повысить в 1,6 раза путем одновременного культивирования рекомбинантного штамма Р. яНрШя и штамма дикого типа 6". сегеушае.

7. Сконструированы рекомбинантные штаммы Н. ро1утогрка с повышенным пулом внутриклеточного вБН в результате гиперэкспрессии первого гена фермента биосинтеза вБН гамма-глугамилцистеинсинтетазы либо центрального регуляторного гена метаболизма серы МЕТ4. Рекомбинанты накапливали почти вдвое больше этанола при сбраживании глюкозы по сравнению со штаммом дикого типа. Трансформанты 5. сегеушае и Н. ро1утогрка с повышенным пулом в8Н оказались более чувствительными к экзогенному этанолу, чем соответствующие штаммы дикого типа.

Заключение

С помощью сайт-специфического мутагенеза создана модифицированная форма ксилозоредуктазы (КР) дрожжей Р'юЫа зйрШз со сниженным сродством к ЫАЕ)РН(Н+). Сконструирован рекомбинантный штамм Р. яйрШз с усиленной экспрессией модифицированной формы КР, характеризирующийся повышенной (в 1,3 раза) продуктивностью алкогольной ферментацией ксилозы. Продуктивность алкогольной ферментации гидролизатов отрубей и опилок сконструированным штаммом была также улучшена [13, 259].

Сравнивали способность пекарских дрожжей Басскаготусез сегеу151ае и термотолерантных метилотрофных дрожжей Натепи1а ро1утогрНа производить этанол в процессе спиртового брожения глюкозы у штаммов дикого типа и у рекомбинантных штаммов, обладающих повышенным уровнем внутриклеточного глутатиона (ОЭН) в связи с гиперэкспрессией первого гена фермента биосинтеза вБН, гамма-глутамилцистеинилсинтетазы или центрального регуляторного гена метаболизма серы МЕТ4. Установлено, что изученные штаммы Я. ро1утогрка с повышенным пулом внутриклеточного ОБН накапливали почти вдвое больше этанола при брожении глюкозы по сравнению со штаммом дикого типа, тогда как штамм 5. сегеушае с гиперэкспрессией СБШ, который также обладает повышенным пулом вЭН, не проявлял каких-либо изменений в спиртовой ферментации. Была также определена толерантность к этанолу у штаммов со сверхпродукцией вБИ. Для этого было проведено сравнение жизнеспособности штамма дикого типа и трансформантов с повышенным пулом вБН после воздействия экзогенного этанола. Неожиданно было установлено, что трансформанты как 5". сегеум/ае так и Я. ро1утогрка с повышенным пулом вБН более чувствительны к экзогенному этанолу чем соответствующие штаммы дикого типа.

Список литературы диссертационного исследования доктор биологических наук Сибирный, Владимир Андреевич, 2013 год

1. Баерман К. А. Определение следовых количеств органических веществ // Москва, Мир, - 1987. - 462 с.

2. Гончар М.В. Оксидазно-пероксидазный метод определения алкоголя в крови с помощью отечественного набора "Алкотест" // Лаб. диагностика.- 19996.-№ 2.-С. 55-58.

3. Гончар М.В. Традиционные и ферментативные методы определения алкоголя в биологических жидкостях // Лаб. диагностика. 1999а. - № 1.- С. 45-49.

4. Гончар М.В., Корпан Я.1., Сиб1рний A.A. Кшьюсний фотометричний анал1з етанолу з використанням очищено!' алкогольоксидази та мутантних юптин метилотрофних др1ждж1в // Укр. 6ioxiM. журн. 1991. -Т. 63.-№6.-С. 62-67.

5. Гончар М.В., Майдан М.М., Сиб1рний A.A. Способ кшьюсного визначення перекису водню та субстрат1в оксидаз у бюлопчних об"ектах // Патент УкраТни 10752. 1996. - Бюлл. № 4.

6. Гончар М.В., Сибирный A.A. Способ определения перекиси водорода в биологических объектах // Авторское свидетельство СССР 1636772. Бюлл. Изобретений 1991. - Т. 11.

7. Гончар М.В., Сибирный A.A. Способ определения пероксидазной активности биологических объектов // Авторское свидетельство СССР 1636773. Бюлл. Изобретений 1991. - Т. 11.

8. Гончар М.В., Сиб1рний A.A., Майдан М.М. Анал1тичний Ha6ip для ферментативного визначення алкоголю в бюлопчних рщинах "AJIKOTECT": Техшчш умови: Затв. М-вом охорони здоров'я Укра'ши. 29.03.1994а. - 23 с.

9. Гончар М.В., Сиб1рний A.A., Майдан М.М., Покрасьон М.М. 1нструкщя використання анал1тичного набору для ферментативного визначення алкоголю в бюлопчних рщинах "AJIKOTECT": Затв. М-вом охорони здоров'я Укра'ши. 12.04.1994.-4 с.

10. Гончар М.В., Титоренко В.И., Гладаревская H.H., Сибирный A.A. Явление закисления среды клетками метилотрофных дрожжей и его биохимическая природа // Биохимия 1990. - Т. 55. - С. 2148-2157.

11. Кишковский З.Н., Скурихин И.М. // Химия вина. М: Агропромиздат, 1988.-254 с.

12. Корпан Ю.И., Ельская A.B. Микробные биосенсоры: достижения, проблемы и перспективы // Биохимия 1995. - Т. 60. - С. 1517-1524.

13. Лурье Ю.Ю., Рыбникова А.И. Химический анализ производственных сточных вод. 4-е изд // - Москва: Химия. - 1974. - 320 с.

14. Майдан М.М., Гончар М.В., Сибирный A.A. Окисление экзогенного формальдегида в клетках метилотрофных и неметилотрофных // Биохимия. 1997. - Т. 62. - С. 744-749.

15. Методы технохимического и микробиологического контроля в виноделии // Под ред. Г.Г. Валуйко. М: Пищевая промышленность, 1980. 145 с.

16. Мясоедов Б.Ф., Давыдов A.B. Химические сенсоры: возможности и перспективы // Журн. Анал. Химии 1990. Т. 45. - С. 1259-1278.

17. Назарко Т.Ю., Сиб1рний A.A. Молекулярш мехашзми автофагшно1 деградацй' пероксимом у др1ждж1в // Укр. BioxiM. ж. 2005. - Т. 77. - С. 16-25.

18. Павлилко Г.М., Гайда Г. 3., Гончар М.В. Алкогольоксидаза та и бюаналптсчне використання // Вюник Льв1в. ун-ту. Сер. бюл.- 2004.-Т. 35,- С. 3-22.

19. Пущик Е. Биоэтанол: ближние и далекие перспективы. http://www.newchemistry.ru/printletter.php?nid=7374

20. Сибирный A.A., Титоренко В.И., Убийвовк В.М. Различия в регуляции биосинтеза цитозольной супероксиддисмутазы и ферментов окисления метанола у дрожжей // Биохимия. 1987. - Т. 52. - С. 462-473.

21. Сибирный В.А., Гончар М.В., Рябова О.В., Майдан М.М. Современные методы анаилиза формальдегида, метанола и этанола с использованием микробных и ферментных систем // Микробиол. ж. (Киев). 2005. - Т.67.-С. 85-110.

22. Сиб1рний А. Бюпаливний етанол з л1гноцелюлози (рослинно'1 бюмаси): досягнення, проблеми, перспективи // Вюник HAH Украши 2006. - Т. З.-С. 32-48.

23. Симонов Е.Е., Королева JI.B. Чувствительность трубки Мохова-Шинкаренко // Суд.-мед. эксперт. 1969. - Т. 12. - С. 27-28.

24. Солдатенков А.Т., Сытинский H.A. Методы определения алкоголя в биологических жидкостях организма // Лаб. Дело 1974. №. 11. - С. 663669.

25. Солдаткин А.П., Сандровский А.К., Шульга A.A., Стародуб Н.Ф., Стриха В.И., Ельская A.B. Глюкозный биосенор на основе ISFET. Зависимость биосенсорного ответа от композиции образцов // Ж. Анал. Хим. 1990. -Т. 45.-С. 1405-1410.

26. Стасик О.Г., Стасик О.В., Сиб1рний A.A. Регулящя вуглецевими субстратами промотора гену алкогольоксидази у муташпв др1ждж1в Hansenula polymorpha з пошкодженою катабол1тною penpecieio // Бюпол1мери i юптина 2002.-Т. 18. - С. 155-161.

27. Стасик О.В., Сиб1рний A.A. Мехашзми бюгенезу та деградаци пероксисом у др1ждж1в // Bîch. Наук, товариства îm. Т.Г.Шевченка. -2003. Т. 10. - С. 271-283.

28. Стасик О.В., Сиб1рний A.A. Молекулярш мехашзми катабол1тноУ penpeciï у др1ждж1в // М1кроб1ол. ж. (Киев). 2003b. - Т. 65. - С. 84-103.

29. Троценко Ю.А., Доронина Н.В., Хмеленина В.Н., Понаморева О.Н. Биология и биотехнология аэробных метилотрофов: учеб. пособие // Тула, Изд-во ТулГУ, 2010. - 204 с.

30. Троценко Ю.А., Торгонская М.Л. Метилотрофные дрожжи // Москва, ТР-Принт, 2011,- 313 с.

31. Чистяков В.К., Талалай П.Г. Особенности промывки при бурении скважин в ледниках и ледниковых покровах // Сб. науч. Тр.

32. Национальной горной академии Украины. Днепропетровск. - 1999. Т. 4. - С. 85-89.

33. Шавловский Г.М., Жарова В.П., Щелокова И.Ф., Трач В.М., Сибирный А.А., Кшеминская Г.П. Флавиногенная активность природных штаммов дрожжей Pichia guilliermondii // Прикл. Биохим. Микробиол. 1978. - Т. 14.-С. 184-189.

34. Akyilmaz E., Dinfkaya E. Development of a catalase based biosensor for alcohol determination in beer samples // Talanta. 2003. - V. 61. - P. 113118.

35. Alcool PAP unitaire. Enzymatic determination of ethanol in serum or whole blood / Instruction for kit produced by "BioMDrieux" (Lyon, France). 1992. - P. 1-2.

36. Alexandre H., Ansanay-Galeote V., Dequin S., Blondin B. Global gene expression during short-term ethanol stress in Saccharomyces cerevisiae II FEBS Lett. 2001. - V. 498. - P. 98-103.

37. Allais J.J., Louktibi A., Baratti J. Oxidation of methanol by the yeast, Pichia pastoris, purification and properties of the formaldehyde dehydrohenase // Agric Biol. Chem. 1983. - V. 47. - P. 1509-1516.

38. Alpeeva I.S., Vilkanauskyte A., Ngounou В., Csoregi E., Sakharov IYu, Gonchar M., Schuhmann W.: Bi-enzyme alcohol biosensors based on genetically engineered alcohol oxidase and different peroxidases // Microchim Acta. 2005. - V. 152. - P. 21-27.

39. Andrews J.E., Ebron-Mccoy M., Schmid J.E., Svendsgaard D. Effects of combinations of methanol and formic acid on rat embryos in culture // Teratology. 1998. - V. 58. P. 54-61.

40. Aristidou A., Penttila M. Metabolic engineering applications torenewable resource utilization // Curr. Opin. Biotechnol. 2000. - V. 11,-P. 187-198.

41. Attwood M.M., Quayle J.R. Formaldehyde as a central intermediary metabolite of methylotrophic metabolism Microbial Growth on CI Compounds, R. L. Crawford, R. S. Hanson (Ed.), American Society for Microbiology, Washington, D.C. 1984. - P. 315-323.

42. Auerbach C., Moutschen-Dahmen M. Moutschen J. Genetic and cytogenetical effects of formaldehyde and related compounds // Mutat. Res. -1977. -V. 39. P. 317-362.

43. Avigad G. A simple spectrometric determination of formaldehyde and other aldehydes: application to periodate oxidized glycerol systems // Anal. Biochem. 1983. - V. 13. - P. 499-504.

44. Azachi M., Henis Y., Oren A., Gurevich P., Sarig S. Transformation of formaldehyde by a Halomonas sp. Can // J. Microbiol. 1995. - V. 41. - № 6. -P. 548-553.

45. Bai F.W., Anderson W.A., Moo-Young M. Ethanol fermentation technologies from sugar and starch feedstocks // Biotechnology Advances. -2008. -V. 26. P. 89-105.

46. Bakar A.A., Salleh A.B., Abdulamir Y.H., Indang M.N, Azah Y.N., Lee Y.H. Areview: Methods of determination of health-endangering formaldehyde in diet // Res. J. Pharmacol. 2009. - V. 3. - P. 31-47.

47. Barzana E., Klibanov A., Karel M. A colorimetric method for the enzymatic analysis of gases: the determination of ethanol and formaldehyde vapor using solid alcohol oxidase // Anal. Biochem. 1989. - V. 182. - P. 109-115.

48. Bechmann I.E., Determination of formaldehyde in frozen fish with formaldehyde dehydrogenase using a flow injection system with an incorporated gel-filtration chromatography kolumn // Anal. Chim. Acta -1996. -V. 320, P. 155-164.

49. Becker J., Boles E. A modified Saccharomyces cerevisiae strain that consumes 1-arabinose and produces ethanol // Appl. Environ. Microbiol. -2003.-V. 69.-P. 4144-4150.

50. Belghith H., Romette J., Thomas D. An enzyme electrode for on-line determination of ethanol and methanol // Biotechnol Bioengineer. 1987. -V. 30.-P. 1001-1005.

51. Belghith H, Ellouz-Chaabouni S, Gargouri A. Biostoning of denims by Penicillium occitanis (Pol6) cellulases // J. Biotechnol. 2001. - V. 89. - P 257-262.

52. Belinsky S.A. Gene-promoter hypermethylation as a biomarker in lung cancer // Nature Reviews Cancer. 2004. - V. 4. - P. 707-717.

53. Berg C. 1999. World ethanol production and trade to 2000 and beyond. http://www.distill.com/berg

54. Bieri J., Sybirny W., Sybirny A., Maidan N., Gonchar M. Nowa enzymatyczno-chemiczna metoda oznaczania formaldehydu i metanolu w sciekach przemyslowych // Inzynieria i Ochrona Srodowiska. 1999. - V. 2. -P. 323-331.

55. Boehringer Mannheim. Biochemicals Catalog. Test Combinations for Biochemical Analysis and Food Analysis. 1995. - P. 495-528.

56. Bonting S.L. Chemical sensors for space applications // Adv. Space Biol. Med. 1992.-V. 2.-P. 263-293.

57. Bothast R.J., Nichols N.N., Dien B.S. Fermentation with new recombinant organisms // Biotechnol. Progr. 1999. - V. 15. - P. 875.

58. BOXSHADE 3.21 http://www.ch.embnet.org/software/BOX form.html

59. Brehe J., Burch H.B. Enzymatic assay of glutathione // Anal Biochem. -1976. -V. 74. P. 189-197.

60. Brooks T.A., Ingram L.O. Conversion of Mixed Waste Office Paper to Ethanol by Genetically Engineered Klebsiella oxytoca Strain P2 // Biotechnol. Progr. 1995. - V. 11. - P. 619-625.

61. Brown M.A., Levine M.D., Romm J.P.R.A.H., Koomey J.G. Engineering-economic studies of energy technologies to reduce greenhouse emissions: opportunities and challenges // Ann. Rev. Energy Environ. 1998. - V. 23. -P. 31-39.

62. Campbell C.J., Laherrere J.H. The end of cheap oil // Scientific American. -1998.-V. 278.-P. 78-83.

63. Casey G.P., Ingledew W.M. Ethanol tolerance in yeasts // Crit Rev

64. Microbiol. 1986. - V. 13. - P. 219-280.

65. Chan W.H., Xie T.Y. Adsorption voltammetric determination of ingT1 levels formaldehyde via in situ derivatization with Girard's reagent T // Anal. Chim. Acta. 1997. - V. 339. - P. 173-179.

66. Chen H.M., Peterson C.M. Quantifying ethanol by high performance liquid chromatography with precolumn enzymatic conversion and derivatization with fluorimetric detection // Alcohol. 1994. -V. 11. - P. 577-582.

67. Chiras D.D. Environmental science. Action for a sustainable future // The Benjamin Cummings Publ. Co. 1991. - 549 p.

68. Cook C.C. Alkohol and aviation // Addictoin. 1997. - V. 92. - P. 539-555.

69. Cox C.H. Fabulous formaldehyde // Technicon Histology Quarterly. 1994. -V. 3. - P. 4-6.

70. Cregg J., Barringer K., Hessler A., Madden K. Pichia pastoris as a host system for transformations // Mol. Cell. Biol. 1985. - V. 5. - P. 3376-3385.

71. Cregg J., Vedvick T., Raschke W. Recent advances in the expression of foreign genes in Pichia pastoris // Biotechnology. 1993. - V. 11. - P. 905910.

72. Cregg J.M., Madden K.R., Barringer K.J., Thill G.P., Stillman C.A. Functional characterization of the two alcohol oxidase genes from the yeast Pichia pastoris II Mol. Cell. Biol. 1989. - V. 9. - P. 1316-1323.

73. Davin A., Vion-Dury J., Viout P., Cozzone P.J. Rapid evaluation of ethanol content and metabolism in human plasma using quantitative proton magnetic resonance spectroscopy // Alcohol Alkohol. 1994. - V. 29. - P. 479-483.

74. Deanda K., Zhang M., Eddy M., Picataggio S. Development of an Arabinose-Fermenting Zymomonas mobilis strain by Metabolic Pathway Engineering // Appl. Environ. Microbiol 1996. - V. 62. - P. 4465-4470.

75. Demkiv O.M., Paryzhak S.Y., Gayda G.Z., Sibirny V.A., Gonchar M.V. Formaldehyde dehydrogenase from recombinant yeast Hansenula polymorpha: isolation and bioanalitical application // FEMS Yeast Res. -2007.-V. 7.-P. 1153-1159.

76. Demmano G., Seleny E., Vincent J.C. Experimental procedure for a hydrogen peroxide assay based on the peroxidase-oxidase reaction // Eur. J. Biochem. -1996.-V. 238. P. 785-789.

77. Deng X.X., Ho N.W. Xylulokinase activity in various yeasts including Saccharomyces cerevisiae containing the cloned xylulokinase gene," Scientific Note // Appl. Biochem. Biotechnol. 1990. V. 24-25. - P. 193-199.

78. Dumas T. Determination of formaldehyde in air by gas chromatography // J. Chromatogr. 1982. - V. 247. - P. 289-295.

79. Dunn W.A., Jr., Cregg J.M., Kiel J.A.K.W., van der Klei I.J., Oku M., Sakai

80. Y., Sibirny A.A., Stasyk O.V., Veenhuis M. The selective autophagy of peroxisomes // Autophagy. Autophagy. 2005. - V. 1. - P. 75-83.

81. Esteller M.C., Cancer epigenomics: DNA methylomes and histone-modification maps // Nat Rev Genet. 2007. - V. 8. - P. 286-298.

82. Evers M., Harder W., Veenhuis M. In vitro dissociation and reassembly of peroxisomal alcohol oxidase of Hansenula polymorpha and Pichia pastoris II FEBS Lett. 1995. - V. 368. - P. 293-296.

83. Feron V. J., Til H. P., de Vrijer F., Woutersen R.A., Cassee F.R., van Bladeren P.J. Aldehydes: occurrence, carcinogenic potential, mechanism of action and risk assessment // Mutat. Res. 1991. - V. 259. P. 363-385.

84. Flyvholm M.A., Andersen P. Identification of formaldehyde releasers and occurrence of formaldehyde and formaldehyde releasers in registered chemical products // Am. J. Ind. Med. 1993. - V. 24. - P. 533-552.

85. Fukuhara H. The Kluyver effect revisited // FEMS Yeast Res. 2003. - V. 3. -P. 327-331.

86. Gaspar S., Habermuller K., Csoregi E., Schuhmann W. Hydrogen peroxide sensitive biosensor based on plant peroxidases entrapped in Os-modified polypyrrole films // Sensors and Actuators B: Chemical. 2000. - V. 72. - P. 63-68.

87. Geier D.A., Geier M.R. Neurodevelopmental disorders following thimerosal-containing childhood immunizations: a follow-up analysis // Int. J. Toxicol. -2004. -V. 23. P. 369-376.

88. Gellissen G. (ed.) Hansenula polymorpha II Biology and applications. -Wiley-VCH, Weinheim. Wiley-VCH, Weinheim. 2002. - 347 p.

89. Gellissen, G. (ed.) Production of Recombinant Proteins. Novel Microbial and Eukaryotic Expression Systems. 1. Edition Wiley-VCH, Weinheim. 2005. -P. 406.

90. Georghiou P.E., Ho C.K., Chemistry of the chromotropic acid method for the analysis of formaldehyde // Can. J. Chem. 1989. - V. 67. - P. 871-876.

91. Gerberich H.R., Seaman G.C. Formaldehyde. Encyclopedia of Chemical Technology, 4th edit // New York, John Wiley & Sons. 1994. - V. 11. P. 929-951.

92. Gibson T.D., Hulbert J.N., Parker S.M., Woodward J.R., Higgins I.J. Extended shelf life of enzyme based biosensors using a novel stabilization system // Biosensors and Bioelectronics. 1992. - V. 7. - P. 701-708.

93. Glancer-Soljan M., Soljan V., Dragicevic T.L., Cacic L. Aerobic degradation of formaldehyde in wastewater from the production of melamine resins // Food Technol. Biotechnol. 2001. - V. 39. - № 3. - P. 197-202.

94. Gonchar M., Ksheminska G., Hladarevska N., Sibirny A. Catalase-minus mutants of methylotrophic yeast Hansenula polymorpha impaired in regulation of alcohol oxidase synthesis // Proc. Intern. Conf. "Genetics of

95. Respiratory Enzymes in Yeasts". Ed. by T.M. Lachowicz. Karpacz (Poland). Wroclaw: Wroclaw University Press. 1990. - P. 222-228.

96. Gonchar M., Maidan M., Korpan M., Sibirny V., Kotylak Z., Sibirny A. Metabolically engineered methylotrophic yeast cells and enzymes as sensor biorecognition elements // FEMS Yeast Research. 2002. - V. 2. - P. 307-314.

97. Gonchar M., Maidan M., Pavlishko H., Sibirny A. A new oxidase-peroxidase kit for ethanol assays in alcoholic beverages // Food Technol. Biotechnol. -2001.-V. 39.-P. 37-42.

98. Gonchar M., Maidan M., Pavlishko H., Sibirny A. Assay of ethanol in human serum and blood by the use of a new oxidase-peroxidase-based kit // Visnyk of L'viv Univ. Biology Series. -2002,-V. 31. P. 22-27.

99. Gonchar M., Strzelczyk M., Maidan M., Bien J. Sibirny A. Zastosowanie metody enzymatycznej do analizy formaldehydu w roztworach wodnych // Ochrona Srodowiska. 1998. - № 3(70). - P. 35-38.

100. Gonchar M.V., Kostryk L.B., Sibirny A.A. Cytochrome c peroxidase from methylotrophic yeast: physiological role and isolation // Appl. Microbiol. Biotechnol. 1997. - V. 48. - P. 454-458.

101. Griesemer R.A., Ulsamer A.G., Acros J.C. Report of the Federal panel on formaldehyde // Environ. Health Persp. 1982. - V.43. - P. 137-168.

102. Grosjean D. Ambient level of formaldehyde, acetaldehyde and formic acid in Southern California: results of a one-year base-line study // Environ. Sci. Technol. 1991. - V. 25. - P. 710-715.

103. Gruzman M.B, Titorenko V.I, Ashin V.V., Lusta K.A., Trotsenko Yu.A. Multiple molecular forms of alcohol oxidase from the methylotrophic yeast Pichia methanolica // Biochemistry (Moscow). 1996. - V. 61. - P. 15371544.

104. Guilbault G., Palleschi G., Lubrano G. Non-invasive biosensors in clinical analysis // Biosens. Bioelectron. 1995 - V. 10. - P. 379-392.

105. Giilce H., Giilce A., Kavanoz M., Coscun H., Yildiz A. A new amperometric enzyme electrode for alcohol determination // Biosens. Bioelectron. 2002. -V. 17. - P. 517-521.

106. Habeeb A. Reaction of protein sulfhydryl groups with Ellman's reagent // Meth Enzymol. 1976. - V. 25. - P. 457-464.

107. Hahn-Hagerdal B., Wahlbom C.F., Gardonyi M„ van Zyl W.H., Cordero Otero R.R., Jonsson L.J. Metabolic engineering of Saccharomyces cerevisiae for xylose utilization // Adv. Biochem. Eng. 2001. V. 73. - P. 53-84.

108. Harder W., Trotsenko Y., Bystrykh L., Egli T. Metabolic regulation inmethylotrophic yeasts. Microbial Growth on C, Compounds. // Eds. H.W. vanth

109. Verseveld, J.A. Duine. Proc. 5 Intern. Symp. Dordrecht: Martinus Nijhoff Publishers. 1987. - P. 139-149.

110. Heck H.D'A., Casanova-Schmitz, M. Biochemical toxicology of formaldehyde // Rev. Biochem. Toxicol. 1984. - V. 6. - P. 155-189.

111. Helrich K. Official Methods of Analysis of the Association of Official Analytical Chemists, 15th edn. // Arlington. 1990. V. 2. - P. 739-745.

112. Herschkovitz Y., Eshkenazi I., Campbell C.E., Rishpon J. An electrochemical biosensor for formaldehyde // J. Electroanal. Chem. 2000. - V. 491. - № 1-2. -P. 182-187.

113. Hileman B. Formaldehyde: how did EPA develop its formaldehyde policy? // Environ. Sci. Technol. 1982. V. 16. - P. 543-547.

114. Ho M. H., Richards R. A., Enzymatic method for the determination of formaldehyde // Environ. Sci. Technol. 1990. - V. 24. - P. 201-204.

115. Ho N.W., Chen Z., Brainard A.P. Genetically engineered Saccharomyces yeast capable of effective cofermentation of glucose and xylose // Appl. Environ. Microbiol. 1998. - V. 64. - P. 1852-1859.

116. Holland V., Saunders В., Rose F., Walpole A. A safer substitute for benzidine in the detection of blond // Tetrahedron. 1974. V. 30. - P. 3299-3302.

117. Hopkins Т., Muller F. Biochemistry of alcohol oxidase. Microbial growth onth

118. C. compounds. Proc. 5 Intern. Symp. // Eds. H. van Verseveld & J. Duine. Dordrecht et al., Martinus Nijhoff Publishers. 1987. - P. 150-157.138. http://www.iarc.fr/pageroot/PRELEASES/prl53a.html

119. Ingram L.O., Conway T., Clark D.P., Sewell G.W., Preston J.F. Genetic engineering of ethanol production in Escherichia coli // Appl. Environ. Microbiol. 1987. - V. 53. - P. 2420-2425.

120. Ingram L.O., Gomez P.F., Lai X., Moniruzzaman M., Wood B., Yomano L.P., York S.W. Metabolic engineering of bacteria for ethanol production // Biotechnol. Bioeng. 1998. - V. 58. - P. 204-214.

121. Jain N.C., Cravey R.H. Analysis of alcohol. I. A review of chemical and infrared methods // J. Chromatogr. Sci. 1972a. - V. 10. - P. 257-262.

122. Jain N.C., Cravey R.H. Analysis of alcohol. II. A review of gas chromatographic methods // J. Chromatogr. Sci. 1972b. - V. 10. - P. 263267.

123. Jeffries T., van Vleet J. Pichia stipitis genomics, transcriptomics, and gene clusters // FEMS Yeast Res. 2009. - Vol. 9. - P. 793-807.

124. Jeffries T.W., Shi N.Q. Genetic engineering for improved xylose fermentation by yeasts // Adv. Biochem. Eng. 1999. V. 65. P. 117-161.

125. Jeffries T.W. Ethanol fermentation on the move // Nature. 2005. - V. 23. -P. 40-41.

126. Jeffries T.W., Jin Y.-S. Ethanol and thermotolerance in the bioconversion of xylose by yeast // Adv. Appl. Microbiol. 2000. - V. 47. - P. 221-268.

127. Jeffries T.W., Jin Y.-S. Metabolic engineering for improved fermentation of pentoses by yeasts // Appl. Microbiol. Biotechnol. 2004. V. 63. - P. 495509.

128. Jeppsson M., Bengtsson O., Franke K., Lee H., Hahn-Hagerdal B., Gorwa

129. Grauslund M.F. The expression of a Pichia stipitis xylose reductase mutant with higher K(M) for NADPH increases ethanol production from xylose in recombinant Saccharomyces cerevisiae II Biotechnol. Bioeng. 2006. - V. 93. P. 665-673.

130. Jin Y.-S., Ni H., Laplaza J.M., Jeffries T.W. Optimal growth and ethanol production from xylose by recombinant Saccharomyces cerevisiae require moderate d-xylulokinase activity // Appl. Environ. Microbiol. 2003. - V. 69. -P. 495-503.

131. Kalkowska I., Giemza B., Nawrocki J. Powstawanie aldehydow w procesie ozonowania wody // Ochrona Srodowiska. 1995. - № 4(59). - P. 37-39.

132. Karhumaa K., Hahn-Hagerdal B., Gorwa-Grauslund M.F. Investigation of limiting metabolic steps in the utilization of xylose by recombinant

133. Saccharomyces cerevisiae using metabolic engineering // Yeast. 2005. - V. 22. - P. 359-368.

134. Kaszycki P., Koloczek H. Biodégradation of formaldehyde and its derivatives in industrial wastewater with methylotrophic yeast Hansenula polymorpha and with the yeast-bioaugmented activated sludge // Biodégradation. 2002. - V. 13. - №2. - P. 91-99.

135. Kaszycki P., Koloczek H. Formaldehyde and methanol biodégradation with the methylotrophic yeast Hansenula polymorpha in a model wastewater system // Microbiol. Res. 2000. - V. 154. - № 4. - P. 289-296.

136. Kaszycki P., Tyszka M., Malec P. Koloczek H. Formaldehyde and methanol biodégradation with the methylotrophic yeast Hansenula polymorpha. An application to real wastewater treatment // Biodégradation 2001. V. 12. - № 3. - P. 169-177.

137. Kataky R., Bryce M.R., Goldenberg L. A biosensor for monitoring formaldehyde using new lipophilic tetrathiaful valene-tetracyanoquinodimethane salt and a polyurethane membrane // Talanta -2002. -V. 56 P. 451-458.

138. Kato N., Omori G. Tani Y., Ogata K. (1976) Alcohol oxidase of Kloeckera sp. and Hansenula polymorpha. Catalytic properties and subunit structure // Eur. J. Biochem. 1976. - V. 64. P. - 341-350.

139. Kato N., Shirakawa K., Kobayashi H., Sakazawa C. The dismutation of aldehydes by a bacterial enzyme // Agric. Biol. Chem. 1983. - V. 47. № 1. -P. 39-46.

140. Kawamura K., Kerman K., Fujihara M., Nagatani N., Hashiba T., Tamiya E. Development of a novel hand-held formaldehyde gas sensor for the rapiddetection of sick building syndrome // Sens. Actuators. B. Chem. 2005. - V. 105. - P. 495-501.

141. Kettrup A. Analyses of hazardous gases in air // New York: VCH Publisher Inc.- 1993.-V. 2.-P. 111-119.

142. Khoder M.I., Shakour A.A., Farag S.A., Abdel Hameed A.A. Indoor and outdoor formaldehyde concentrations in homes in residential areas in Greater Cairo // J. Environ. Monitor. 2000. - V. 2. - P. 123-126.

143. Kitchens J.F., Casner R. E., Harward W. E„ Marci B.J, Edwards G. S. Investigation of Selected Potential Environmental Contaminants: Formaldehyde //USEPA 560/2-76-009. 1976. - P. 22-98.

144. Klei van der I.J., Bystrykh L.V., Harder W. Alcohol oxidase from Hansenula polymorpha CBS 4732 // Methods Enzymol. 1990. - V. 188. - P. 420-427.

145. Koga M., Akiyama T., Glaze W.H. Analysis of ozanation by-products produced in drinking water treatment // Toxicol. Ind. Health. 1991. - V. 7. -P. 423-432.

146. Korpan Y., Gonchar M., Sibirny A., El'skaya A. A novel enzyme biosensor spesific for formaldehyde based on pH-sensitive field effect transistors // J. Chem. Technol. Biotechnol. 1997. - V. 68. - P. 209-213.

147. Kosaric N. Ethanol potential source of chemistry and chemical products // Biotechnolog / Ed. H-J Rehm, G. Reed. - Wiley-VCH, Weinhein. - 1996. -P. 122-203.

148. Kötter P., Ciriacy M. Xylose fermentation by Saccharomyces cerevisiae II Appl. Microbiol. Biotechnol. 1993. - V. 38. - P. 776-783.

149. Kovar J., Schneider J., Skursky L., Dubsky H. A new photometric assay for blood alcohol // Anal. Biochem. 1984. -V. 137. - P. 74-79.

150. Kurtzman C.P. Synonymy of the yeast genera Hansenula and Pichia demonstrated through comparisons of deoxyribonucleic acid relatedness // Antonie Van Leeuwenhoek. 1984. -V. 50. - P. 209-217.

151. Kurzawa C., Hengstenberg A., Schuhmann W. An immobilization method for the preparation of biosensors based on pH shift induced deposition of biomolecule-containing polymer films // Anal. Chem. 2002. - V. 7. - P. 355-361.

152. Kuyper M., Toirkens M.J., Diderich J.A., Winkler A.A., van Dijken J.P., Pronk J.T. Evolutionary engineering of mixed-sugar utilization by a xylose-fermenting Saccharomyces cerevisiae strain // FEMS Yeast Research. 2005. - V. 5. - P. 925-934.

153. Kuyper M., Winkler A.A., van Dijken J.P., Pronk J.T. Minimal metabolic engineering of Saccharomyces cerevisiae for efficient anaerobic xylose fermentation: a proof of principle 11 FEMS Yeast Res. 2004. - V. 4. - P. 655664.

154. Lahtchev K., Semenova V.D., Tolstorukov 1.1., van der Klei I., Veenhuis M., Isolation and properties of genetically defined strains of the methylotrophic yeast Hansenula polymorpha CBS4732 // Arch. Microbiol. 2002. - V. 177. -P. 150-158.

155. Laurinavicius V., Kulys J., Gureviciene V., Simonavicius K. Flow-through and catheter biosensors with an extended concentration range // Biomed. Biochim. Acta. 1989. - V. 48. - P. 905-909.

156. Lawford H.G., Rousseau J.D. Cellulosic Fuel Ethanol: Alternative Fermentation Process Designs with Wild-type and Recombinant Zymomonas mobilis II Appl. Biochem. Biotechnol. 2003. - V. 105-108. - P. 457-469.

157. Liden H., Vijayakumar A., Gorton L., Marko-Varga G. Rapid alcohol determination in plasma and urine by column liquid chromatography with biosensor detection // J. Pharm. Biomed. Anal. 1998. - V. 17. - P. - 11111128.

158. Lin Y., Tanaka S. Ethanol fermentation form biomass resources: current state and prospects // Appl. Microbiol. Biotechnol. 2005. - V. 6. - P. 1-16.

159. Lonn A., Gardonyi M„ van Zyl W.H., Hahn-Hagerdal B., Otero R.C. Cold adaptation of xylose isomerase from Thermus thermophilics through random PCR mutagenesis. Gene cloning and protein characterization // Eur. J. Biochem. 2002. - V. 269. - P.157-163.

160. Lorrain J.M., Fortune C.R., Dellinger B. Sampling and ion chromatographic determination of formaldehyde and acetaldehyde // Anal. Chem. 1991. - V. 53.-P. 1302-1305.

161. Lowry O.H., Rosebrough N.J., Farr A.L., Randall R.J. Protein determination with the Folin phenol reagent // J. Biol. Chem. 1951. - V. 193. - P. 265-275.

162. Lu P., Davis B.P., Hendrick J., Jeffries T.W. Cloning and disruption of the beta-isopropylmalate dehydrogenase gene (LEU2) of Pichia stipitis with URA3 and recovery of the double auxotroph // Appl. Microbiol. Biotechnol. 1998. - V. 49. -P. 141-146.

163. Lubrano G., Faridnia M., Palleschi G., Guilbault G. Amperometric alcohol electrode with extended linearity and reduced interferences // Anal. Biochem. 1991.-V. 198.-P. 97-103.

164. Lynd L.R. Overview and evaluation of fuel ethanol from cellulosic biomass: technology, economics, the environment and policy // Ann. Rev. Energy Environ. 1996. - V. 21. - P. 403-465.

165. Lynd L.R., Lyford K., South C.R., van Walsum G.P., Levenson K. Evaluation of paper sludges for amenability to enzymatic hydrolysis and conversion to ethanol//Tappi J. 1991.-V. 82.-P. 1-19.

166. Ma M., Liu Z.L. Quantitative transcription dynamic analysis reveals candidate genes and key regulators for ethanol tolerance in Saccharomyces cerevisiae II BMC Microbiol. 2010. - V. 10. - P. 169.

167. Maidan M.M., Sibiray W.A., Gonchar M.V., Kotylak Z., Sibirny A.A. 2000. Wykorzystanie biosensora elektrochemicznego do oznaczania metanolu w sciekach przemyslowych // Ochrona Srodowiska. 2000. - V. 4(79). - P. 2728.

168. Maleszka R., Schneider H., Involvement of oxygen and mitochondrial function in the metabolism of D-xylulose by Saccharomyces cerevisiae II Arch. Biochem. Biophys. 1984. - V. 228. - P. 22-30.

169. Mandenius C.F Electronic noses for bioreactor monitoring // Adv. Biochem. Eng. Biotechnol. 2000. - V. 66. - P. 65-82.

170. Mann B., Grajeski M.L. New chemiluminescent derivatizing agent for the analysis of aldehydes and ketons by high-performance liquid chromatography with peroxioxalate chemiluminescence // J. Chromatogr. 1987. - V. 386. - P 149-158.

171. Marko-Varga G., Johansson K., Gorton L. Enzyme-based biosensor as a selective detection unit in column liquid chromatography // J. Chromatogr. -1994.-V. 660.-P. 153-167.

172. Martin, C.N., McDermid, A.C., Garner, R.C. Testing of known carcinogens and noncarcinogens for their ability to induce unscheduled DNA synthesis in HeLa cells // Cancer Res. 1978. - V. 38. - P. 2621-2627.

173. Mason M. Determination of glucose, sucrose, lactose, and ethanol in foods and beverages, using immobilized enzyme electrodes // J. Assoc. Off. Anal. Chem. 1983. - V. 66. - P. 981-984.

174. Matsuura S. New developments and applications of gas sensors in Japan // Sensors and Actuators. 1993.-V. 13-14.-P. 7-11.

175. McLoughlin S.B., Lowe C.R. An enzymatically active artificial redox coenzyme based on a synthetic dye template // Enzyme Microb. Technol. -1997.-V. 20.-P. 2-11.

176. Medinsky M.A., Dorman D.C., Bond J.A., Moss O.R., Janszen D.B., Everitt J.I. Pharmacocinetics of methanol and formate in female cynomolgus exposed to methanol vapors // Res. Rep. Health Eff. Inst. 1997. - V. 77. - P. 31-38.

177. Melake T., Passoth V.V., Klinner U. Characterization of the Genetic System of the Xylose-Fermenting Yeast Pichia stipitis II Curr. Microbiol. 1996. - V. 33. - P. 237-242.

178. Melissis S.C., Rigden D.J., Clonis Y.D. New family of glutathionylbiomimetic ligands for affinity chromatography of glutathione-recognising enzymes // J. Chromatogr. A. 2001. -V. 917. - P. 29-42.

179. Middelhoven W.J. History, habitat, variability, nomenclature and phylogenetic position of Hansenula polymorpha II Hansenula polymorpha. Biology and Applications. / Ed. G. Gellissen Wiley-VCH, Weinheim. -2002. - P. 1-7.

180. Miertus S., Katrlik J., Pizzariello A., Stred'ansky M., Svorc J. Amperometric biosensors based on solid binding matrices applied in food quality monitoring // Biosens. Bioelectron. 1998. - V. 13. - P. 911-923.

181. Mirdamadi S., Rajabi A., Khalilzadeh P., Norozian D., Akbarzadeh A., Mohseni F.A. Isolation of bacteria able to metabolize high concentrations of formaldehyde // World J. Microbiol. Biotechnol. 2005. - V. 21. - P. 12991301.

182. Mizogichi M., Ishiyama M., Shiga V., Sasamoto K. Water-soluble chromogenic reagent for colorimetric detection of hydrogen peroxide an alternative to 4-aminoantipyrine working at long wave length // Anal. Communications. - 1998. - V. 35. - P. 71-73.

183. Mohlmann G.R. Formaldehyde detection in air by laser induced fluorescence // Appl. Spectrosc.- 1985.-V. 39.-P. 98-101.

184. Monique H., Faaij A., van den Broek R., Berndes G., Gielen D., Turkenburg W. Exploration of the ranges of the global potential of biomass for energy // Biomass Bioenergy. 2003. - V. 25. - P. 119-133.

185. Morales A., Céspedes F., Martínez-Fábregas E., Alegret S.: Ethanol amperometric biosensor based on an alcohol oxidase-graphite-polymer biocomposite // Electrochim Acta. 1998. - V. 43. - P. 3575-3579.

186. Multiple sequence alignment program MultAlin http://prodes.toulouse.inra.fr/multalin/multalin.html

187. Nakagawa T., Mizumura T., Mukaiyama H., Miyaji T., Yurimoto H., Kato N., Sakai Y., Tomizuka N. Physiological role of the second alcohol oxidase gene MOD2 in the methylotrophic growth of Pichia methanolica II Yeast. 2002. -V. 19. -№ 12. - P. 1067-73.

188. Nakagawa T., Mukaiyama H., Yurimoto H. Sakai Y., Kato N. Alcohol oxidase hybrid oligomers formed in vivo and in vitro // Yeast. 1999. - V. 15. -P. 1223-1230.

189. Nanjo M., Guilbault G. Amperometric determination of alcohols, aldehydes and carboxylic acids with an immobilized alcohol oxidase enzyme electrode // Anal. Chim. Acta. 1975. - V. 75. - P. 169-180.

190. Nash T. The colorimetric estimation of formaldehyde by means of the Hantsch reaction//Biochem. J. 1953. V. 55.-P. 416-421.

191. National Research Council. Formaldehyde and Other Aldehydes // USEPA. -600/6-82-002. 1982. - P. 5-96.

192. Neugebauer S., Isik S., Schulte A., Schuhmann W. Acrylic acid-based copolymers as immobilization matrix for amperometric biosensors // Anal. Lett. 2003. - V. 36. - P. 2005-2020.

193. Offit P., Jew, R. Addressing parents' concerns: do vaccines contain harmful preservatives, adjuvants, additives, or residuals // Pediatrics. 2007. -V. 112. - P. 1394-1401.

194. Oliveira S.V.W.B., Moraes E.M., Adorno M.A.T. Foresti A.B. Varesche M., Zaiat M. Formaldehyde degradation in an anaerobic packed-bed bioreactor // Water Research. 2004. - V. 38. № 7. - P. 1685- 1694.

195. Otson, R. , Fellin, P. Volatile organics in the indoor environment: sources and occurrence. // In: Nriagu J.O. (Ed.). Gaseous Pollutants: Characterization and Cycling, John Wiley and Sons, Inc., New York. 1992. - P. 335^421.

196. Ozimek P., van Dijk R., Latchev K., Gancedo, C., Wang, D.Y., van der Klei I.J., Veenhuis M. Pyruvate carboxylase is an essential protein in the assembly of yeast peroxisomal oligomeric alcohol oxidase // Mol. Biol. Cell. 2003. -V. 2.-P. 786-797.

197. Passoth V., Hahn-Hagerdal B. Production of a heterologous endo-l,4-beta-xylanase in the yeast Pichia stipitis with an 02-regulated promoter. // Enzyme and Microbial Thechnologies. 2000. - V. 26. - P. 781-784.

198. Patel N.G., Meier S., Cammann K., Chemnitius G. Screen-printed biosensors using different alcohol oxidases // Sensors and Actuators B: Chemical. 2001. V. 75.-P. 101-110.

199. Paz M.A., Blumenfeld O.O., Rojukind M., Henson E., Furfine C., Gallop P.M. Determination of carbonyl compounds with N-methyl benzothiazolone hydrazone // Arch. Biochem. Biophys. 1965. V. 109. - P. 548-559.

200. Penninckx M.J. An overview on glutathione in Saccharomyces versusnonconventional yeasts // FEMS Yeast Res. 2002. - V. 2. - P. 295-305.

201. Pilat P., Prokop A. Oxidation of methanol, formaldehyde and formic acid by methanol-utilizing yeast // Folia Microbiol. 1976. - V. 21. - P. 306-314.

202. Plunkett E.R., Barbela T. Are embalmers at risk? // Am. Ind. Hyg. Assoc. J., 1977. -V. 38. - P. 61-62.

203. Polman K. Review and analysis of renewable feed-stocks for the production of commodity chemicals // Appl. Biochem. Biotechnol./ 1994. - 45. - P. 709-722.

204. Polska Norma PN-71/C-04568. Woda i scieki. Oznaczanie zawartosci alkoholu metylowego // Warszawa, Polski Komitet Normalizacyjny. 1988. -P. 3.

205. Polska Norma PN-71/c-04593. Woda i scieki. Oznaczanie zawartosci aldehydu mrowkowego // Warszawa, Polski Komitet Normalizacyjny. 1988. -P. 3.

206. Portsmann B., Portsmann T., Nugel E. Comparison of chromogens for horseradish peroxidase as a marker in immuno-assay // J.Clin. Chem. Clin. Biochem. 1981. - V. 19. - P. 435-439.

207. Pourmotabbed T., Creighton D.J. Substrate specificity of bovine liver formaldehyde Dehydrogenase // J. Biol. Chem. 1986 - V. 261. - P. 240-244.

208. Ramezani-Rad M, Hollenberg CP, Lauber J, Wedler H, Griess E, Wagner C, Albermann K, Hani J, Piontek M, Dahlems U, Gellissen G. The Hansenula polymorpha (strain CBS4732) genome sequencing and analysis // FEMS Yeast Res. 2003. - V. 4(2). - P. 207-15.

209. Rehbein H. Formaldehyd und Dimethylamin in tiefgekühlten Fischerzeugnissen aus dem Handel eine Bestandsaufnahme // Archiv Lebensmittelhyg. - 1995. - V. 46. - P. 122-124.

210. Reinders A., Romano I., Wiemken A., de Virgilio C. The thermophilic yeast Hansenula polymorpha does for normal acquisition of thermotolerance // J. Bacteriol. 1999. - V. 181. - P. 4665-4668.

211. Reshetilov, A.N., Iliasov, P.V., Reshetilova, T.A. The microbial cell based biosensors. // In Intelligent and Biosensors, Somerset, V.S. (Ed.) INTECH: Vukovar, Croatia - 2010. - P. 289-322.

212. Richard P., Verho R., Putkonen M., Londesborough J., Penttila M. Production of ethanol from L-arabinose by Saccharomyces cerevisiae containing a fungal L-arabinose pathway // FEMS Yeast Res. 2003. - V. 3. -P. 185-189.

213. Rolfe P. Review of chemical sensors for physiological measurement // J. Biomed. Eng. 1988. - V. 10.-P. 138-145.

214. Rosenfeld S. 1999. Use of Pichia pastoris for expression of recombinant proteins. Methods Enzymol. / Found. Eds. S.P. Colowick, N.O. Kaplan. San Diego, London, Acad. Press. (Eds. J.C. Glorioso, M.C. Schmidt). 1999. - V. 306.-P. 154-169.

215. Ryabova O.B., Chmil O.M., Sibirny A.A. Xylose and cellobiose fermentation to ethanol by the thermotolerant methylotrophic yeast Hansenula polymorpha II FEMS Yeast Res. 2003. - V. 4(2). - P. 157-164.

216. Sahm H., Schiitte H., Kula M. Alcohol oxidase from Candida boidinii II Methods Enzymol. 1982. V. 89. - P. 424-428.

217. Sakaguchi K., Kurane R., Murata M. Assimilation of Formaldehyde and Other Ci -Compounds by Gliocladium deliquescens and Paecilomyces varioti II Agric. Biol. Chem. 1975. - V. 39. - № 9. - P. 1695-1702.

218. Sakai Y., Tani Y. Cloning and sequencing of the alcohol oxidase-encoding gene (AOD1) from the formaldehyde-producing asporogeneous methylotrophic yeast, Candida boidinii S2 // Gene. 1992. - V. 114. - P. 6773.

219. Sambrook J., Fritsh E.F., Maniatis T. Molecular Cloning: A Laboratory Manual. / New York: Cold Spring Harbor Laboratory Press. 1989.

220. Sambrook J., Russell D.W. Molecular cloning: a laboratory manual. 3rd edition. Cold Spring Harbor Laboratory Press, Cold Spring Harbor // New York. -2001.-2222 p.

221. Sawicki E„ Hauser T.R., Stanley T.W., Elbert W. The 3-methyl-2-benzothiazolone hydrazone test. Sensitive new methods for the detection, rapid estimation, and determination of aliphatic aldehydes // Anal. Chem. 1961.-V. 33. P. 93-96.

222. Schechter D.S., Singer P.C. Formation of aldehydes during ozonation // Ozone Sei Eng. 1995. - V. 17. - P. 53-55.

223. Scheller F.W., Hintsche R., Pfeiffer D., Schubert F., Riedel K., Kindervater R. Biosensors: fundamentals, applications and trends // Sensors and Actuators. -1991.-V. 4.-P. 197-206.

224. Schmidt R.D., Karube I. Biosensors and "Bioelectronics" // Biotechnology / (Rehm H.-J. and Reed G„ Eds.), Weinheim: VCH Verlagsgesellschaft. 1998. -V6.-P. 317-365.

225. Schuhmann W., Wohlschlaeger H., Huber J., Schmidt H.L., Stadler H. Development of an extremely flexible automatic analyzer with integrated biosensors for online control of fermentation processes // Analytica Chimica Acta. 1995,-V. 315.-P. 113-122.

226. Schutte H, Flossorf J, Sahm H., Kula M.R. Purification and properties of formaldehyde dehydrogenase and formate dehydrogenase from Candida boidinii II Eur. J. Biochem. 1976. - V. 62. - P. 151-160.

227. Sedlak M., Ho N.W. Expression of E. coli araBAD operon encoding enzymes for metabolizing L-arabinose in Saccharomyces cerevisiae II Enzyme Microb. Technol. 2001. - V. 28. - P. 16-24.

228. Seme M.T., Summerfelt P., Henry M.M., Nejtz J., Eells J.T. Formate-induced inhibition of photoreceptor function in methanol intoxication // J. Pharmacol. Exp. Ther. 1999. - V. 289. P. 361-370.

229. Septon J.C., Ku J.C. Workplace air sampling and polarographic determination of formaldehyde // Am. Ind. Hyg. Assoc. J. 1982. - V. 43. - P. 845-852.

230. Shaham J., Bomstein Y., Meitzer A., Kaufman Z„ Palma E„ Ribak J. DNAprotein crosslinks, a biomarker of exposure to formaldehyde in vitro and in vivo studies // Carcinogenesis. 1996. - V.17. - P. 121-125.

231. Shenton D., Grant C.M. Protein S-thiolation targets glycolysis and protein synthesis in response to oxidative stress in the yeast Saccharomyces cerevisiae II Biochem J. -2003. -V. 374. P. 513-519.

232. Sherry B., Abeles R. Mechanism of action of methanol oxidase, reconstitution of methanol oxidase with 5-deazoflavin, and inactivation of methanol oxidase by cyclopropanol // Biochemistry. -1985. V. 24. - P. 2594-2605.

233. Shi N.Q., Cruz J., Sherman F., Jeffries T.W. SHAM-sensitive alternative respiration in the xylose-metabolizing yeast Pichia stipitis II Yeast. 2002. -V. 19. - P. 1203-1220.

234. Shi N.Q., Davis B., Sherman F., Cruz J., Jeffries T.W. Disruption of the cytochrome c gene in xylose-utilizing yeast Pichia stipitis leads to higher ethanol production //Yeast. 1999. - V. 15. - P. 1021-1030.

235. Sibirny A., Kotylak Z„ Sibirny W., Grabek D., Oklejewicz B., Grz^dka M., Ryabova O. Biotechnologia produkcji etanolu paliwowego z ligninocellulozy przez drozdze. Materialy II Krajowego Kongresu Biotechnologii. Lodz. -2003. 89.

236. Sigma-Aldrich Catalogue. 2007. www.sigma-aldrich.com, N 1879, N4136.

237. Skrzydlewska E., Farbiszewski R. Decreased antioxidant defense mechanisms in rat liver after methanol intoxication // Free Radic. Res. 1997. - V. 27. -P. 369-375.

238. Skrzydlewska E., Szmitkowski M., Farbiszewski R. Activity of cathepsin G, elastase, and their inhibitors in plasma during methanol intoxication // J. Toxicol. Environ. Health. -1999. V. 57. - P. 431-442.

239. Somers T.C., Verette E. Modern methods of plant analysis. Ed. Linskeus H.F., Jackson J.F. New Series. Wine Analysis. Springer-Verlag Berlin Heidelberg. 1988.-V. 6. - P. 219-257.

240. Sonderegger M., Sauer U. Evolutionary engineering of Saccharomyces cerevisiae for anaerobic growth on xylose 11 Environ. Microbiol. 2003. - V. 69. - P. 1990-1998.

241. Sonderegger M., Schumperli M., Sauer U. Metabolic Engineering of a Phosphoketolase Pathway for Pentose Catabolism in Saccharomyces cerevisiae II Appl. Environ. Microbiol. 2004. - V. 70. - P. 2892-2897.

242. Sotelo C.G., Pineiro C., Perez-MartDn R.I. Denaturation of fish proteins during frozen storage: role of formaldehyde // Z. Lebensm. Unters. Forsch. -1995.-V. 200.-P. 14-23.

243. Squire R.A., Cameron L.L. An analysis of potential carcinogenic risk from formaldehyde // Regul. Toxicol. Pharmacol. 1984. - V. 4. - P. 107-129.

244. Stasyk O.V., Nazarko T.Y., Stasyk O.G., Krasovska O.S., Warnecke D., Nicaud J.M., Cregg J.M., Sibirny A.A. Sterol glucosyltransferases have different roles in Pichia pastoris and Yarrowia lipolytica II Cell Biol. Intern. -2003. -V. 27. P. 947-952.

245. Stasyk O.V., Stasyk O.G., Komduur J., Veenhuis M., Cregg J.M., Sibirny A.A. A Hexose Transporter Homologue Controls Glucose Repression in the

246. Methylotrophic Yeast Hansenula polymorpha II J. Biol. Chem 2004. - V. 279,-P. 8116-8125.

247. Steinman C., Jakoby W.B. Yest aldehyde dehydrogenase. I. Purification and crystallization // J. Biol. Chem. 1967. - V. 242. - P. 5019-5023.

248. Stewart M., van Dijk R., Veenhuis M., Goodman J. Monomeric alcohol oxidase is preferentially digested by a novel protease from Candida boidinii II Biochim. Biophys. Acta. 2002. -V. 1542. - P. 160-72.

249. Suiter G., Harder W., Veenhuis M. Structural and functional aspects of peroxisomal membranes in yeasts // FEMS Microbiol. Rev. 1993. - V. 11.-P. 285-296.

250. Sybirny A., Sybirny W., Puchalski Cz. Biopaliwowy etanol z lignocelulozy (biomasy roslinnej): osi^gniçcia, problemy, perspektywy // Postçpy Nauk Rolniczych. 2007. - V. 4. - P. 15-23.

251. Sybirny W. Nowe enzymatyczne i biosensorowe metody analizy formaldehydu, metanolu oraz etanolu w srodowisku i artykulach spozywczych. Wydawnictwo Uniwersytetu Rzeszowskiego, Rzeszôw. 2008. - 101 P.

252. Sybirny W., Puchalski Cz., Sybirny A.A. Metaboliczna inzynieria drobnoustrojow dla konstruowania wydajnych producentow bioetanolu z lignocellulozy // Biotechnologia. 2007. - V. 4. - P. 38-54.

253. Szende E., TyihDk G., SzDkDn G., KDtay. Possible Role of Formaldehyde in the Apoptotic and Mitotic Effect of 1-Methyl-Ascorbigen // Pathol. Oncol. Res. 1995. - V. 1. -P. 38-42.

254. Tagliaro F., De Leo D., Marigo M., Dorizzi R., Schiavon G. Use of enzymatic reactors in the high performance liquid chromatographic determination of ethanol and methanol with electrochemical detection // Biomed. Chromatogr. 1990.-V. 4.-P. 224-228.

255. Tanenbaum M., Bricker C.E. Microdetermination of free formaldehyde // Anal. Chem. 1951. - V. 23. - P. 354-357.

256. Tani Y., Sawai T., Sakai Y. Production of catalytic cells for formaldehyde production and alcohol oxidase by a catabolite repression-insensitive mutant of a methanol yeast, Candida boidinii A5 // Biotechnol. Bioeng. 1988. - V. 32. - P. - 1165-1169.

257. Teixeira M.C., Raposo L.R., Mira N.P., Lourenco A.B., Sa-Correia I. Genome-wide identification of Saccharomyces cerevisiae genes required for maximal tolerance to ethanol // Appl Environ Microbiol. 2009. - V. 75(18). -P. 5761-5772.

258. Thevenot D.R., Toth K., Durst R.A., Wilson, G.S. Electrochemical biosensors: recommended definitions and classification // Biosens. Bioelectron. -2001. V. 16.-P. 121-131.

259. Tikhomirova L.P., Ikonomova R.N., Kuznetsova E.N. Evidence for autonomous replication and stabilization of recombinant plasmids in the transformants of yeast Hansenula polymorpha II Curr Genet. 1986. - V. 10. P. 741-747.

260. Traff K.L., Otero Cordero R.R., van Zyl W.H., Hahn-Hagerdal B. Deletion of the GRE3 Aldose Reductase Gene and Its Influence on Xylose Metabolism in

261. Recombinant Strains of Saccharomyces cerevisiae Expressing the xylA and XKS1 Genes // Appl. Environ. Microbiol. 2001. - V. 67. - P. 5668-5674.

262. Trafford D.J., Makin H.L. Breath-alcohol concentration may not always reflect the concentration of alcohol in blond // J. Anal. Toxicol. 1994. - V. 18.-P. 225-228.

263. Tseng H.C., Graves D.J. Natural methylamine osmolytes, trimethylamine Noxide and betaine, increase tau-induced polymerization of microtubules // Biochem. Biophys. Res. Commun. 1998. - V. 250. - P. 726-730.

264. Tu G.C., Kapur B., Israel Y. Characteristic of a new urine, serum, and saliva alcohol reagent strip // Alcohol. Clin. Exp. Res. 1992. - V. 16. - P. 222-227.

265. TyihDk E., TrDzl L., Szende B. Stress of Life: From Molecules to Man, P. Csermely // Ann. N.Y. Acad. Sc. 1998. -V. 851. - P. 259-270.

266. Ubiyvovk V.M., Nazarko T.Y., Stasyk O.G., Sohn M.J., Kang H.A., Sibirny, A.A. GSH2, a gene encoding y-glutamylcysteine synthetase in the methylotrophic yeast Hansenula polymorpha II FEMS Yeast Research. -2002.-V. 2.-P. 327-332.

267. United States Patent 6242244. Microbial system for formaldehyde sensing and remediation.

268. Vastarella W., Nicastri R. Enzyme/semiconductor nanoclusters combined systems for novel amperometric biosensors // Talanta. 2005. - V. 66. - P. 627-633.

269. Veenhuis M., Harder W. Microbodies. The Yeast. Ed. by A.H. Rose and J.S. Harrison. 2nd edit // London Acad. Press. 1991. - V. 4. - P. 601-653.

270. Verduyn C., van Dijken J., Scheffers W. Colorimetric alcohol assays with alcohol oxidase // J. Microbiol. Methods. 1984. - V. 2. - P. 15-25.

271. Verduyn C., van Kleef R., Frank J., Schreuder H., van Dijken J.P., Scheffers W.A. Properties of the NAD(P)H-dependent xylose reductase from the xylose-fermenting yeast Pichia stipitis II Biochem. J. 1985. - V. 226. - P. 669-677.

272. Vianello F., Stefani A., Di Paolo M.L., Rigo A., Lui A., Margesin B., Zen M., Scarpa M., Soncini G. Potentiometric detection of formaldehyde in air by an aldehyde dehydrogenase FET // Sensors and Acuators 1997. - V. 37. - P. 49-54.

273. Vidal G., Jiang Z. P., Omil F., Thalasso F., Méndez R., Lema J. M. Continuous anaerobic treatment of wastewaters containing formaldehyde and urea// Bioresour. Technol. 1999. - V. 70. - № 3. - P. 283-291.

274. Vijayakumar A.R., Csoregi E., Heller A., Gorton L. Alcohol biosensors based on coupled oxidase-peroxidase systems // Anal Chim Acta. 1996. - 327. - P. 223-234.

275. Vonk J., van Bruggen E. Architecture of peroxisomal alcohol oxidase crystals from the methylotrophic yeast Hansenula polymortha as dedused by electron microscopy// J. Bacteriol. 1992. - V. 174.-P. 5391-5399.

276. Voronovsky A.A., Abbas C.A., Fayura L.R., Kshanovska B.V., Dmytruk K.V., Sybirna K.A., Sibirny A.A. Development of a transformation system for the flavinogenic yeast Candida famata II FEMS Yeast Res. 2002. - V. 2. - № 3. - P. 381-388.

277. Wackett L.P. Microbialbased motor fuels: science and technology // Microbial Biotechnology. 2008. - V. 1. - P. 211-225.

278. Walker J.F. Formaldehyde, 3rd ed, Reinhold // New York. 1964. - P. 483510.

279. Wardrop F.R., Liti G., Cardinali G., Walker G.M. Physiological responses of Crabtree positive and Crabtree negative yeasts to glucose upshifts in achemostat // Annals Microbiol. 2004. V. 54(1). - P. 103-114.

280. Wheals A.E., Basso L.C., Alves D.M.G., Amorim H.V. Fuel ethanol after 25 years // Trends in Biotechnol. 1999. - V. 17. - P. 482-487.

281. Winter. B., Cammann K. Formaldehyde analysis by electrochemical biosensor-FIA // Fresenius Zeitschrift Fur Analytische Chemie. 1989. - V. 334. - P. 720-721.

282. Woodward J. Biochemistry and applications of alcohol oxidase from methylotrophic yeasts. Autotrophic microbiology and one-carbon metabolism // Dordrech, Kluwer Acad. Publ. 1990. - P. 193-225.

283. Word ethanol production unfazed by recent oil price weakness // F.O. Lichts world ethanol and biofuel report. 2006. - V. 5. - P. 98-102. www.agra-net.com

284. Wu Q., Lee K.-M., Liu C.C. Development of chemical sensors using microfabrication and micromachining techniques // Sensors and Actuators. -1993.-V. 13-14.-P. 1-6.

285. Wyman C.E. Ethanol production from lignocellulosic biomass: overview. In: Wyman C.E. (Ed.) Handbook on ethanol: production and utilization // Taylor and Francis, Washington DC. 1996. - P. 1-18.

286. Xu Z., Qin N., Wang J. Tong H. Formaldehyde biofiltration as affected by spider lant // Bioresour Technol. 2010. - V. 101. - № 18. - P. 6930-6934.

287. Yamada M„ Mizuno M., Tsukamoto Y., Yamada K. 1987. Method for a measurement of alcohol concentration in acetic acid fermenting broth // Pat. U.S.A. 4656140.- 1987.

288. Yocom, Y.E., McCarthy, S.M. Measuring Indoor Air Quality // A Practical Guide, Wiley, Chichester. 1991.

289. Yomano L.P., York S.W., Ingram L.O. Isolation and characterization of ethanol-tolerant mutants of Escherichia coli KO11 for fuel ethanol production // J. Ind. Microbiol. Biotechnol. 1998. - V. 20. - P. 132-138.

290. Yoshikawa K., Tanaka K., Furusawa C., Nagahisa K., Hirasawa T., Shimizu H. Comprehensive phenotypic analysis for identification of genes affecting growth under ethanol stress in Saccharomyces cerevisiae II FEMS Yeast Res. 2009. - V. 9(1). - P. 32-44.

291. Yu P.H. Deamination of methylamine and angiopathy; toxicity of formaldehyde, oxidative stress and relevance to protein glycoxidation in diabetes // J. Neural Transmis. (Suppl.). 1998. V. 52. - P. 201-216.

292. Yurimoto H., Kato N., Sakai Y. Assimilation, dissimilation, and detoxification of formaldehyde, a central metabolic intermediate of methylotrophic metabolism // Chem. Rec. 2005. - V. 5. - № 6. - P. 367-375.

293. Zaldivar J., Nielsen J., Olsson L. 2001. Fuel ethanol production from lignocellulose: a challenge for metabolic engineering and process integration // Appl. Microbiol. Biotechnol. 2001. V. 56. - P. 17-34.

294. Zhang A. Q., Mitchell S., Smith R. Fish odour syndrome; verification of carrier detection test // J. Inherit. Metabol. Desease. 1995. - V. 18. - P. 669674.

295. Zhang M., Chou Y., Picataggio S., Finkelstein M., Single Zymomonas mobilis strain for xylose utilization and arabinose fermentation // Patent USA. -1998. 5,843,760.

296. Zhang M., Eddy C., Deanda K., Finkelstein M., Picataggio S. Metabolic

297. Engineering of a Pentose Metabolism Pathway in Ethanologenic Zymomonas mobilis // Science. 1995. - V. 267. - P. 240-243.

298. Zhou S., Ingram L.O. Engineering endoglucanase-secreting strains of ethanologenic Klebsiella oxytoca P2 // J. Ind. Microbiol. Biotechnol. 1999. -V. 22. - P. 600-607.

Обратите внимание, представленные выше научные тексты размещены для ознакомления и получены посредством распознавания оригинальных текстов диссертаций (OCR). В связи с чем, в них могут содержаться ошибки, связанные с несовершенством алгоритмов распознавания.
В PDF файлах диссертаций и авторефератов, которые мы доставляем, подобных ошибок нет.

Автореферат
200 руб.
Диссертация
500 руб.
Артикул: 493105