Структурно-функциональные исследования IgG1 человека: Выявление и локализация свободных остатков цистеина тема диссертации и автореферата по ВАК РФ 03.00.04, кандидат биологических наук Волынская, Алла Марковна

• Волынская, Алла Марковна
• кандидат биологических наук
• 2004

Оглавление диссертации кандидат биологических наук Волынская, Алла Марковна

ВВЕДЕНИЕ.

1. ВЗАИМОСВЯЗЬ СТРУКТУРЫ ИММУНОГЛОБУЛИНОВ G-КЛАССА И

ИХ ПРОТЕКТИВНОЙ АКТИВНОСТИ (обзор литературы).

1.1. Структура иммуноглобулинов G-класса.

1.1.1. Fab фрагмент.

1.1.2. Fc фрагмент.

1.1.3. Шарнирный регион.

1.1.4. Пространственная структура.

1.1.5. Подклассы IgG человека.

1.2. Эффекторные функции иммуноглобулинов.

1.2.1. Активация системы комплемента.

1.2.2. Индукция опсонизации.

1.2.3. Лигандсвязывающие участки Fc фрагмента.

1.3. Механизмы функционирования иммуноглобулинов.

1.3.1. Модель изменения конформации.

1.3.2. Аллостерическая модель.

1.4. Свободные остатки цистеина и их возможное участие в функционировании антител.

2. МАТЕРИАЛЫ И МЕТОДЫ.

2.1. Материалы.

2.2. Методы.

2.2.1. Выделение IgGl.

2.2.2. Анализ белковых и пептидных фракций.

2.2.2.1. Определение концентрации белка.

2.2.2.2. Гель-электрофорез.

2.2.2.3. Электроблотгинг.

2.2.2.4. Определение класса и подкласса иммуноглобулинов.

2.2.2.5. Определение агглютинирующей способности.

2.2.2.6. Аминокислотный анализ.

2.2.2.7. Анализ N-концевой аминокислотной последовательности.

2.2.2.8. Определение N-концевого аминокислотного остатка.

2.2.3. Методы определения SH-групп и дисульфидных связей.

2.2.3.1. Предварительная подготовка белка.

2.2.3.2. Меркаптидирование.

2.2.3.3. Алкилирование.

2.2.3.4. Тиол-дисульфидный обмен.

2.2.4. Получение Fab и Fc фрагментов иммуноглобулина G1.

2.2.5. Определение С-концевой аминокислотной последовательности алкилированного Fab фрагмента.

2.2.6. Выделение флуоресцентномеченых пептидов из гидролизата.

Fab фрагмента IgGl.

2.2.7. Выделение флуоресцентномеченых пептидов из гидролизата IgGl.

2.2.8. Определение агглютинирующей способности модифицированного IgGl.

2.2.9. Определение местоположения легкодоступного остатка цистеина.

2.2.10. Методы статистической обработки данных.

3. РЕЗУЛЬТАТЫ И ИХ ОБСУЖДЕНИЕ.

3.1. Получение гомогенного препарата IgGl человека.

3.2. Определение числа свободных остатков цистеина в IgGl человека.

3.2.1. Легкодоступные остатки цистеина.

3.2.2. Маскированные остатки цистеина.

3.3. Локализация четырех свободных остатков цистеина в IgGl.

3.3.1. Поиск свободных остатков цистеина в Fab и Fc фрагментах.

3.3.2. Анализ С-концевой последовательности Fab фрагмента.

3.3.3. Выделение и анализ флуоресцентных цистеинсодержащих пептидов Fab фрагмента IgGl.

3.3.4. Выделение и анализ флуоресцентных цистеинсодержащих пептидов IgGl.

3.4. Определение значимости легкодоступного остатка цистеина для функционирования IgGl.

3.5. Локализация легкодоступного остатка цистеина в IgGl.

ВЫВОДЫ.

Введение диссертации (часть автореферата) на тему «Структурно-функциональные исследования IgG1 человека: Выявление и локализация свободных остатков цистеина»

Антитела являются мощным фактором приобретенного иммунитета, обеспечивающего устойчивость организма к вирусам, бактериям, токсинам и другим патогенам. Именно они в первую очередь взаимодействуют с поступающими в организм этиотропными агентами и вовлекают в иммунный ответ молекулярные и клеточные механизмы защиты, которые без участия антител лишены возможности селективно действовать на патогены.

На основании многочисленных исследований с применением методов физико-химического, белкового и иммунохимического анализов установлено, что молекула IgG состоит из двух тяжелых (Н) и двух легких (L) цепей, включающих 12 доменов, сходных по способу укладки полипептидной цепи и наличию одной дисульфидной связи в гидрофобном ядре каждого домена. Четыре полипептидные цепи сложены таким образом, что в результате образуются три большие субструктуры - две идентичные Fab области, содержащие антигенсвязывающий центр, и Fc область, осуществляющая эффекторные функции. В состав Fab фрагмента входит вся легкая цепь и N-концевая половина тяжелой цепи, в состав Fc фрагмента — С-концевые половины двух тяжелых цепей. Fab фрагменты соединены с Fc фрагментом константными участками тяжелых цепей, именуемыми шарнирным регионом [1,2].

Несмотря на большой объем накопленных данных по структуре и функциям антител, до настоящего времени остается невыясненным, почему при высокой секреции специфических антител в процессе иммунного ответа последние часто не оказывают протективный эффект. Неизвестно также, за счет каких молекулярных механизмов обеспечивается динамичность молекулы IgG, необходимая для поливалентного связывания с антигеном и осуществления аллостерических структурных изменений, происходящих во второй фазе реакции антиген-антитело [3]. Предполагается, что сегментная гибкость и передача сигналов от центров связывания с антигеном Fab области к эффекторным доменам Fc области в основном осуществляется шарнирным участком антитела [4, 5]. Отличительной особенностью этой области является высокая обогащенность остатками пролина и цистеина, которые с одной стороны придают структуре гибкость, а с другой - стабильность за счет межцепочечных дисульфидных связей [6, 7]. Таким образом, сложилось представление, что остатки цистеина в молекуле IgG выполняют исключительно каркасную функцию, обеспечивая целостность четвертичной структуры молекулы.

В то же время в литературе стали появляться единичные сообщения об обнаружении свободных SH-групп в препаратах IgG [8 - 13]. Несмотря на то, что работы по определению SH-групп носят фрагментарный характер, и феномен их появления не объясняется совсем или же интерпретируется как результат разрыва лабильной межцепочечной дисульфидной связи [13, 14], эти данные заслуживают внимания, поскольку поднимают вопрос о возможном существовании, наряду с ковалентно связанными, свободных остатков цистеина, потенциально способных, в силу своей реактивности, участвовать в процессе функционирования антител.

Отсутствие единой точки зрения относительно наличия в IgG свободных остатков цистеина, а также то, что в моноклональных, миеломных и генноинженерных антителах свободные остатки цистеина не обнаруживаются или выявляются в следовых количествах [11, 12], тогда как в некоторых препаратах IgG, выделенных из сывороток крови, определяется от 0.3 до 1.5 SH-групп и наблюдается уменьшение их числа при патологии [15- 17], делает актуальным проведение исследований по выяснению наличия или отсутствия свободных остатков цистеина в IgG в норме и при патологии.

Целью работы явилось выяснение истинного числа свободных остатков цистеина в IgGl человека в норме, определение их локализации в полипептидных цепях и роли в функционировании антител.

Для достижения этой цели были поставлены следующие задачи:

- выделить из сыворотки крови гомогенный препарат IgGl с сохранением нативной четвертичной структуры;

- разработать способ глубокой денатурации белка для тестирования всех имеющихся SH-групп IgGl с дифференциацией их по степени доступности к тиоловым реагентам;

- для идентификации местоположения свободных остатков цистеина в полипептидной цепи белка разработать оптимальные условия химической модификации SH-групп с учетом степени сродства к тиоловым реагентам в отсутствие восстановителя и способ контроля эффективности алкилирования молекулы IgGl;

- разработать алгоритм поиска меченых остатков цистеина, выделить индивидуальные пептиды, содержащие модифицированные остатки цистеина, и провести анализ их аминокислотной последовательности;

- исследовать влияние химической модификации IgGl по остаткам цистеина на функциональную активность антител.

Научная новизна работы. Впервые установлено, что наряду с четырнадцатью дисульфидными связями в IgGl человека присутствуют четыре свободных остатка цистеина. Определено, что только один из них является легкодоступным и реакционноспособным, а остальные три - в различной степени маскированы и выявляются на разных стадиях денатурации белка. Показано, что свободные остатки цистеина расположены в двух L цепях в положении 214 и двух Н цепях в положении 220. Это свидетельствует об отсутствии ковалентной связи между Н и L цепями в Fab фрагменте молекулы. Установлено, что реакционноспособный остаток цистеина расположен в Н цепи и необходим для функционирования антител; его химическая модификация приводит к потере способности антитела к поливалентному связыванию с эпитопами антигена.

Полученные данные о наличии четырех свободных остатков цистеина открывают принципиально новые возможности для тестирования конформационных и функциональных состояний молекулы при действии различных физических, химических и биологических факторов.

Практическая значимость работы. Результаты исследования были использованы при разработке эталона конформационного состояния молекулы IgGl в норме, применяемого в качестве контроля в тест-системах для: дифференциации антител по функциональной активности, экспресс-диагностики доклинических и клинически выраженных форм вторичной иммунологической недостаточности у больных с аллергическими, атопическими и инфекционными заболеваниями, оценки эффективности фотоиммуномодулирующей терапии; а также при разработке оптимальных параметров и режимов воздействия фотоматричных терапевтических систем на биообъект. Практическая ценность работы подтверждена актами внедрения (см. приложения).

Основные результаты работы были представлены на 18th International Congress of Biochemistry and Molecular Biology «Beyond the genom: Understanding and exploiting molecules and cells in the 3 rd Millennium» (Birmingham, 2000); International Symposium on Biomedical Optics (San Jose, 2000); V чтениях, посвященных памяти академика Ю.А.Овчинникова «Биоорганика-2000» (Москва, 2000); Международной конференции и дискуссионном научном клубе «Новые информационные технологии в медицине и экологии» (Гурзуф, 1998, 1999, 2001); XIII Международной научно-технической конференции «Лазеры в науке, технике, медицине» (Сочи, 2002); Международной конференции по физико-химической биологии, посвященной 70-летию со дня рождения академика Ю.А.Овчинникова (Москва, 2004).

По материалам диссертации опубликовано 13 работ, в том числе 4 статьи в реферируемых журналах.

Заключение диссертации по теме «Биохимия», Волынская, Алла Марковна

выводы

1. Впервые установлено, что наряду с 14 дисульфидными связями в IgGl человека присутствуют четыре свободных остатка цистеина. Из них только один остаток цистеина является легкодоступным и реакционноспособным, а остальные три - в различной степени маскированы, что свидетельствует об асимметрии молекулы.

2. Показано, что определение маскированных остатков цистеина зависит как от кинетики внутримолекулярных изменений, происходящих в процессе денатурации белка, так и от способа тестирования SH-групп. Наиболее чувствительным методом выявления маскированных остатков цистеина является амперометрическое титрование нитратом серебра или хлоридом ртути.

3. С помощью различных способов тестирования продуктов ограниченного протеолиза IgGl, алкилированного в денатурирующих условиях, установлено, что все свободные остатки цистеина расположены в Fab области молекулы.

4. Из триптического гидролизата IgGl, алкилированного N-дансилазиридином, методом ВЭЖХ выделены пептиды, содержащие модифицированные остатки цистеина, определена их аминокислотная последовательность и установлена локализация четырех свободных остатков цистеина: в двух L цепях (в положении 214) и в двух Н цепях (в положении 220). Полученные данные свидетельствуют об отсутствии ковалентной связи между легкой и тяжелой цепями молекулы.

5. Установлено, что легкодоступный остаток цистеина расположен в тяжелой цепи IgGl и необходим для функционирования молекулы; его химическая модификация приводит к потере способности антитела к поливалентному связыванию с эпитопами антигена.

6. Данные о реакционной способности остатков цистеина легли в основу создания эталона конформационного состояния молекулы IgGl в норме, используемого в качестве контроля в тест-системах для: дифференциации антител* по функциональной активности; экспресс-диагностики

103 доклинических и клинически выраженных форм вторичной иммунологической недостаточности (при аллергическом, атопическом и инфекционном синдромах); оценки эффективности фотоиммуномодулирующей терапии.

ЗАКЛЮЧЕНИЕ

Обобщая результаты исследования, можно заключить, что сам факт обнаружения свободных остатков цистеина в IgGl человека в норме меняет представление о молекулярной организации иммуноглобулинов G1-класса и позволяет отнести их к группе белков, имеющих как дисульфидные связи, так и SH-группы, необходимые для функционирования молекулы.

Повышенная устойчивость IgG к денатурирующим воздействиям и ограниченная доступность SH-групп для тиоловых реагентов, свидетельствующие о гидрофобности шарнирного участка, затрудняют выявление глубокомаскированных остатков цистеина. Это способствовало формированию ложного представления о том, что все остатки цистеина находятся в дисульфидных связях и выполняют исключительно каркасную функцию.

Наличие четырех свободных остатков цистеина в верхнем шарнирном регионе IgGl, по-видимому, предопределяет динамичность молекулы и способность антитела к поливалентному связыванию с эпитопами антигена. Отсутствие дисульфидной связи между Н и L цепями позволяет объяснить аллостерические изменения и согласуется с имеющимися литературными данными об удлинении L цепи, сдвиге и повышении гибкости Н цепи, изменении угла между доменами и конформационных перестройках в шарнирном участке молекулы, которые происходят в IgG при реакции антиген-антитело [144, 145, 147].

Выявление реакционноспособной SH-группы в функционально значимом верхнем шарнирном регионе IgGl человека в норме позволяет выдвинуть гипотезу о возможном участии этого остатка цистеина в передаче сигнала от активного центра к эффекторным доменам.

Обнаружение свободных остатков цистеина в IgGl открывает новые перспективы в изучении конформационных изменений, происходящих в молекуле во второй фазе реакции антиген-антитело и определяющих протективную активность антител.

Список литературы диссертационного исследования кандидат биологических наук Волынская, Алла Марковна, 2004 год

1. Burton D.R. Immunoglobulin G: functional sites // Mol. Immunol. 1985. -Vol. 22.-P. 161-206.

2. Padlan E.A. Anatomy of the antibody molecule // Mol. Immunol. 1994. -Vol. 31, №3.-P. 169-217.

3. Harris L.J., Larson S.B., McPherson A. Comparison of intact antibody structures and the implications for effector function // Adv. Immunol. 1999. -Vol. 12.- P. 191-208.

4. Nezlin R. Internal movements in immunoglobulin molecules // Adv. Immunol. 1990. - Vol. 48. - P. 1-40.

5. Roux K.H. Immunoglobulin structure and function as revealed by electron microscopy // Int. Arch. Allergy. Immunol. 1999. - Vol. 120, №2. - P. 8599.

6. Padlan E.A. X-ray crystallography of antibodies // Advan. Protein. Chem. -1996.-Vol. 49.-P. 57-133.

7. Coloma J.H., Trinh K.R., Wins L.A., Morrison S.L. The hihge as a spaser contributes to covalent assembly and required for function of IgG // J. Immunol. 1997. - Vol. 158 . - P. 733-740.

8. Гевондян B.C., Ермилов C.A., Гевондян H.M., Волынская A.M., Жаров В.П. Изучение влияния низкоинтенсивного оптического излучения на гуморальный иммунитет // Биомедицинская радиоэлектроника. 1999. -№5. - С. 32-35.

9. Lyons A., King D.S., Owens J. Site-specific attachment to recombinant antibodies via introduced surface cystein residues // Protein Engineering. -1990. Vol. 3, №8. - P. 703-708.

10. Zang W., Czupryn MJ. Free sulfhydryl in recombinanat monoclonal antibodies // Biotechnol. Prog. 2002. - Vol. 18. - P. 509-513.

11. Saphire E.O., Stanfield R.L., Crispin M.D.M., Parren P.W., Rudd P.M., Dwek R.A., Burton D.R., Wilson I.A. Contrasting IgG structures reveal extreme asymmetry and flexibility // J. Mol. Biol. 2002. - Vol. 319. - P. 9-18.

12. Schauenstein E., Dachs F., Reiter M., Gombotz H., List W. Labile disulfide bonds and free thiol groups in human IgG. I. Assignment to IgGl and IgG2 subclasses // Int. Archs. Allergy. Appl. Immun. 1986. - Vol. 80. - P. 174179.

13. Гевондян H.M., Гевондян B.C., Трофимова И.Б., Мишурис JI.A., Волынская A.M., Щукина И.В., Гевондян М.В. Авидитет антител G класса в патогенезе атопического дерматита // Аллергология. 2003. -№3. - Р. 17-23.

14. Radaev S., Motyka S., Fridman W.H., Sautes-Fridman C., Sun P.D. Structure of a human type III Fcgamma receptor in complex with Fc // J. Biol. Chem. -2001. Vol. 276, №19. - P. 16469-77.

15. Guddat L.W., Herron J.N., Edmundson A.B. Three-dimensional structure of a human immunoglobulin with a hinge deletion // Proc. Natl. Acad. Sci. USA. 1993. - Vol. 90, № 9. - P. 4271-4275.

16. Sarma R., Laudin A.G. The three-dimensional structure of a human IgGl immunoglobulin at 4 A resolution: a computer fit of various structural domains on the electron density map // J. Appl. Crystallog. 1982. - Vol. 15. -P. 476-481.

17. Harris L.J., Larson S.B., Skaletsky E., McPherson A. Comparison of the conformations of two intact monoclonal antibodies with hinges // Immunol. Rev.- 1998.-Vol. 163.-P. 35-43.

18. Harris L.J., Skaletsky E., McPherson A. Crystallographic structure of an intact IgGl monoclonal antibody // J. Mol. Biol. 1998. - Vol. 275, №5. - P. 861-72.

19. Porter R.R. The hydrolysis of rabbit y-globulin and antibodies with crystalline papain // Biochem. J. 1959. - Vol. 73. - P. 119-126.

20. Edelman G.M. Poulik M.D. Studies on structural units of the gammaglobulins//J. Exp. Med.-1961.-Vol. 113.-P. 861-884.

21. Fleischman J.B., Pain R.H., Porter R.R. Reduction of gamma-globulins // Arch. Biochem. Biophys. 1962. - Vol. 1. - P. 174-80.

22. Edelman G.M., Gaily J.A. A Model for the 7S antibody molecule // Proc. Natl. Acad. Sci. USA.- 1964. Vol. 51. - 846-853.

23. Marler E., Nelson C.A. Tanford C. The polypeptide chains of rabbit gammaglobulin and its papain-cleaved fragments // Biochemistry. 1964. - Vol. 170.-P. 279-284.31. http://www.path.cam.ac.uk/~mrc7/mikeimages.html

24. Poljak R.J., Amzel L.M., Avey H.P., Chen R.P., Saul F. Three-dimensional structure of the Fab' fragment of a human immunoglobulin at 2,8-A resolution //Proc. Natl. Acad. Sci. USA.- 1973. Vol. 70, №12. - P. 3305-3310.

25. Poljak R.J., Amzel L.M., Avey H.P., Веска L.N., Nisonoff A. Structure of Fab' New at 6 A resolution // Nature. 1972. - Vol. 235. - P. 137-140.

26. Michaelsen Т.Е. Alteration of the conformation of human IgG subclasses by reduction of the hinge S-S bonds // Mol. Immunol. 1988. - Vol. 25, № 7. -P. 639-646.

27. Saul F.A., Poljak R.J. Crystal structure of human immunoglobulin fragment Fab New refined at 2.0 A resolution // Proteins: Struct. Funct. Genet. 1992. -Vol. 14.-P. 363-371.

28. He X.M., Rueker F., Casale E., Carter D.C. Structure of human monoclonal antibody Fab fragment against gp41 of human immunodeficiency virus type 1 //Proc. Natl. Acad. Sci. U.S.A. 1992. - Vol. 89. - P. 7154-7158.

29. Larson S., Day J., Greenwood A., Skaletsky E., McPherson A. Characterization of crystals of an intact monoclonal antibody for canine lymphoma // J. Mol. Biol. 1991. - Vol. 222. - P. 17-19.

30. Harris L. J., Larson S. В., Hasel K. W., Day J., Greenwood A., McPherson A. The three-dimensional structure of an intact monoclonal anti-body for canine lymphoma // Nature. 1995. - Vol. 360. - P. 369-372.

31. Worn A., Pluckthun A. An intrinsically stable antibody scFv fragment can tolerate the loss of both disulfide bonds and fold correctly // FEBS Lett. -1998. Vol. 427. - P. 357-361.

32. Padlan E.A., Silverton E.W., sheriffs., Cohen G.H., Smith-Gill S.L., Davies D.R. Structure of an antibody-antigen complex: crystal structure of the HyHEL-10 Fab-lysozyme complex // PNAS. 1989. - Vol. 86. - P. 59385942.

33. Garcia K.C., Ronco P.M., Verroust P.J., Brunger A.T., Amzel L.M. Three-dimensional structure of an angiotensin II-Fab complex at 3 A: hormone recognition by an anti-idiotypic antibody // Science. 1992 . - Vol. 257, № 5069.-P. 502-507.

34. Colman P.M. Structure of antibody-antigen complexes: implications for immune recognition // Adv. Immunol. 1988. - Vol. 43. - P. 99-132.

35. Bhat T.N., Bentley G.A., Fischmann Т.О., Boulot G., Poljak R.J. Small rearrangements in structures of Fv and Fab fragments of antibody D1.3 on antigen binding // Nature. 1990. - Vol. 347. - P. 483-485.

36. Rini J.M., Schulze-Gahmen U., Wilson I.A. Structural evidence for induced fit as a mechanism for antibody-antigen recognition // Science. 1992. - Vol. 255.-P. 959-965.

37. Schulze-Gahmen U., Rini J.M., Wilson I.A. Detailed analysis of the free and bound conformations of an antibody. X-ray structures of Fab 17/9 and three different Fab-peptide complexes // J. Mol. Biol. 1993. - Vol. 234, №4. - P. 1098-1118.

38. Thies M.J.W., Talamo F., Mayer M., Bell S., Ruoppolo M., MarinoG., Buchner J. Folding and Oxidation of the Antibody Domain CH3 // J. Mol. Biol. 2002. - Vol. 319. - P. 1267-1277.

39. Seegan G.W., Smith C.A., Schumaker V.N. Changes in quaternary structure of IgG upon reduction of the interheavy-chain disulfide bond // Proc. Natn. Acad. Sci. U.S.A. 1979. - Vol. 76. - P. 907-911.

40. Deisenhofer J. Crystallographic refinement and atomic models of a human Fc fragment and its complex with fragment В of protein A from Staphylococcus aureus at 2.9 and 2.8 A resolution // Biochemistry. 1981. - Vol. 20. - P. 2361-2370.

41. Burmeister W.P., Huber A.H., Bjorkman P J. Crystal structure of the complex of rat neonatal Fc receptor with Fc // Nature. 1994. - Vol. 372. - P. 379383.

42. Tischenko V.M., Abramov V.M., Zav'yalov V.P. Investigation of the cooperative structure of Fc fragments from myeloma immunoglobulin G // Biochemistry. 1998 . - Vol. 37, №16. - P. 5576-5581.

43. Sondermann P., Huber R., Oosthuizen V., Jacob U. The 3.2-A crystal structure of the human IgGl Fc fragment-FcgRIII complex // Nature. 2000. -Vol. 406.-P. 267-273.

44. DeLano W.L., Ultsch M.H., de Vos A.M., Wells J. A. Convergent solutions to binding at a protein-protein interface // Science. 2000. - Vol. 287. - P. 1279-1283.

45. Brekke O.H., Michaelsen Т.Е., Sandlie I. The structural requirements for complement activation by IgG: does it hinge on the hinge? // Immunol. Today. 1995. - Vol. 16. - P. 85-90.

46. Ito W., Arata Y. Proton nuclear magnetic resonance study on the dynamics of the conformation of the hinge segment of human G1 immunoglobulin // Biochemistry. 1985. - Vol. 24, №23. - P. 6467-6474.

47. Marquart M., Deisenhofer J., Huber R., Palm W. Crystallographic refinement and atomic models of the intact immunoglobulin molecule Kol and its antigen-binding fragment at 3.0 A and 1.0 A resolution // J. Mol. Biol. -1980.-Vol. 141, №4.-P. 369-391.

48. Kim H., Matsunaga C., Yoshino A., Kato K., Arata Y. Dynamical structure of the hinge region of immunoglobulin G as studied by 13C nuclear magnetic resonance spectroscopy // J. Mol. Biol. 1994. - Vol. 236, № 1. - P. 300309.

49. Terry W.D., Matthews B.W., Davies D.R. Crystallographic studies of a human immunoglobulin //Nature. 1968. - Vol. 220. - P. 239-241.

50. Edmundson A.B., Wood M.K., Schiffer M., Hardman K.D., Ainsworth C.F., Ely K., Deutsch H.F. A crystallographic investigation of a human IgG immunoglobulin // J. Biol. Chem. 1970. - Vol. 245. - P. 2763-2764.

51. Huber R., Deisenhofer J., Colman P.M., Matsushima M., Palm W. Crystallographic structure studies of an IgG molecule and an Fc fragment // Nature. 1976. - Vol. 264. - P. 415-420.

52. Harris L.J., Skaletsky E., McPherson A. Crystallization of intact monoclonal antibodies // Proteins: Struct. Funct. Genet. 1995. - Vol. 23. - P. 285-289.

53. Kuznetsov Y.G., Day J., Newman R., McPherson A. Chimeric human-simian anti-CD4 anti-bodies form crystalline high symmetry particles // J. Struct. Biol. 2000.- Vol. 131.- P. 108-115.

54. Rajan S.S., Ely K.R., Abola E.E., Wood M.K., Colman P.M., Athay R.J., Edmundson A.B. Three-dimensional structure of the Meg IgGl immunoglobulin//Mol. Immunol. 1983.- Vol.20. - P. 787-799.

55. Colman P.M., Deisenhofer J., Huber R., Palm W. Structure of the human antibody molecule Kol (immunoglobulin Gl): an electron density map at 5 A resolution // J. Mol. Biol. 1976. - Vol. 100. - P. 257-278.

56. Valentine R.C., Green N.M. Electron microscopy of an antibody-hapten complex//J. Mol.Biol. 1967.- Vol.27. - P. 615-617.

57. Schur PH. IgG subclasses—a review // Ann. Allergy. 1987. - Vol. 58, № 2.- P. 89-96.

58. French M., Harrison G. Serum IgG subclass concentrations in healthy adults: a study using monoclonal antisera // Clin Exp Immunol. 1984. Vol. 56. -P. 473-475.

59. French M. Serum IgG subclasses in normal adults // Monogr. Allergy. -1986.- Vol. 19.- P. 100-107.

60. Furukawa K., Kobata A. IgG galactosylation its biological significance and pathology // Mol Immunol. - 1991. - Vol. 28, № 12. - P. 1333-1340.

61. Ellison J., Hood L. Linkage and sequence homology of two human immunoglobulin gamma heavy chain constant region genes // Proc. Natl. Acad. Sci. USA.- 1982. Vol. 79. - P. 1984-1988.

62. Michaelsen Т.Е., Frangione В., Franklin E.C. Primary structure of the "hinge" region of human IgG3. Probable quadruplication of a 15-amino acid residue basic unit // J. Biol. Chem. 1977. - Vol. 252. - P. 883-889.

63. Huck S., Fort P., Crawford D.H., Lefranc M.P., Lefranc G. Sequence of a human immunoglobulin gamma 3 heavy chain constant region gene: comparison with the other human С gamma genes // Nucleic. Acids. Res. -1986.- Vol. 14.- P. 1779-1789.

64. Michaelsen Т.Е., Naess L.M., Aase A. Human IgG3 is decreased and IgGl, IgG2 and IgG4 are unchanged in molecular size by mild reduction and reoxidation without any major change in effector functions // Mol. Immunol.- 1993.-Vol. 30, № 1. P. 35-45.

65. Gregory L., Davis K.G., Sheth В., Boyd J., Jefferis R., Nave C., Burton D.R. The solution conformations of the subclasses of human IgG deduced fromsedimentation and small angle X-ray scattering studies // Mol. Immunol. -1987.-Vol. 24.-821-829.

66. Hamilton R.G. The human IgG subclasses // Booklet Calbiochem-Novabiochem Corporation. 2001. - 66 p.

67. Natvig J.B., Kunkel H.G. Human immunoglobulin: classes, subclasses, genetic variants and idiotypes // Adv. Immun. 1973. - Vol. 16. - P. 1-59.

68. Stanworth D.R., Turner M.W. Immunochemical analysis of human and rabbit immunoglobulins and their subunits // In Handbook of experimental immunology in four volumes, ed. by Weir D.M. Blackweel scien. pub. Oxford. 1986.

69. Kishore U., Kojouharova M.S., Reid K.B. Recent progress in the understanding of the structure-function relationships of the globular head regions of Clq // Immunobiology. 2002. - Vol. 205. - P. 355-364.

70. Hughes-Jones N.C. Functional affinity constants of the reaction between 1251-labelled Clq and Clq binders and their use in the measurement of plasma С1 q concentrations//Immunology. 1977.- Vol.32. - P. 191-198.

71. Hughes-Jones N.C., Gardner B. Reaction between the isolated globular sub-units of the complement component Clq and IgG-complexes // Mol. Immunol. 1979. - Vol. 16. - P. 697-701.

72. Wright J.K., Tschopp J., Jaton J.C., Engel J. Dimeric, trimeric and tetrameric complexes of immunoglobulin G fix complement // Biochem. J. 1980. -Vol. 187.- P. 775-780.

73. Painter R.H., Foster D.B., Gardner В., Hughes-Jones N.C. Functional affinity constants of subfragments of immunoglobulin G for Clq // Mol. Immunol. -1982.- Vol. 19.- P. 127-131.

74. Schumaker V.N., Calcott M.A., Spiegelberg H.L., Muller-Eberhard H.J. Ultracentrifuge studies of the binding of IgG of different subclasses to the Clq subunit of the first component of complement // Biochemistry. 1976. -Vol. 15.- P. 5175-5181.

75. Hulett M.D., Hogarth P.M. Molecular basis of Fc receptor function // Adv. Immunol.- 1994.- Vol.57. P. 1-127.97. van Dijlc M.A., van de Winkel J.G. Human antibodies as next generation therapeutics //Curr. Opin. Chem. Biol. 2001. - Vol. 5. - P. 368- 374.

76. Ravetch J.V., Bolland S. IgG Fc receptors // Annu. Rev. Immunol. 2001. -Vol. 19.- P. 275-290.

77. Ravetch J.V., Anderson C.L. FcR family: proteins, transcripts, and genes // In: Fc receptors and the action of antibodies. Ed. by Metzger H. 1990. - Am. Soc. Microbiol, Washington DC. - 211 p.

78. Jefferis R., Lund J. Interaction sites on human IgG-Fc for Fc-R: current models // Immunol. Lett. 2002. - Vol. 82. - P. 57- 65.

79. Utsumi S., Okada M., Udaka K., Amano T Preparation and biologic characterization of fragments containing dimeric and monomeric С gamma 2 domain of rabbit IgG // Mol. Immunol. 1985. - Vol. 22. - P. 811-819.

80. Sensel M.G., Kane L.M., Morrison S.L. Amino acid differences in the N-terminus of C(H)2 influence the relative abilities of IgG2 and IgG3 to activate complement//Mol. Immunol. 1997.- Vol.34. - P. 1019-1029.

81. Duncan A.R., Winter G. The binding site for CIq on IgG // Nature. 1988. -Vol.332. - P. 738-40.

82. Hezareh M., Hessell A J., Jensen R.C., van de Winkel J.G., Parren P.W.J Effector function activities of a panel of mutants of a broadly neutralizing antibody against human immunodeficiency virus type 1 // Virol. 2001. -Vol.75. - P. 12161-12168.

83. Thommesen J.E., Michaelsen Т.Е., Loset G.A., Sandlie I., Brekke O.H. Lysine 322 in the human IgG3 C(H)2 domain is crucial for antibody dependent complement activation // Mol. Immunol. 2000. - Vol. 37. - P. 995-1004.

84. Tao M.H., Smith R.I., Morrison S.L. Structural features of human immunoglobulin G that determine isotype-specific differences in complement activation//J. Exp. Med. 1993.- Vol.178. - P. 661-667.

85. Xu Y., Oomen R., Klein M.H. Residue at position 331 in the IgGl and IgG4 CH2 domains contributes to their differential ability to bind and activate complement // J. Biol. Chem. 1994. - Vol. 269. - P. 3469-3474.

86. Canfield S.M., Morrison S.L. The binding affinity of human IgG for its high affinity Fc receptor is determined by multiple amino acids in the CH2 domain and is modulated by the hinge region // J. Exp. Med. 1991. - Vol. 173. -P. 1483-1491.

87. Jefferis R., Lund J., Pound J.D. IgG-Fc-mediated effector functions: molecular definition of interaction sites for effector ligands and the role of glycosylation // Immunol. Rev. 1998. - Vol. 163. - P. 59-76.

88. Lund J., Tanaka Т., Takahashi N., Sarmay G., Arata Y., Jefferis R. A protein structural change in aglycosylated IgG3 correlates with loss of huFc gamma R1 and huFc gamma Rill binding and/or activation // Mol. Immunol. -1990.- Vol.27. P. 1145-1153.

89. Lund J., Pound J.D., Jones P.T., Duncan A.R., Bentley Т., Goodall M., Levine B.A., Jefferis R., Winter G. Multiple binding sites on the CH2 domain of IgG for mouse Fc gamma R11 // Mol. Immunol. 1992. - Vol. 29. - P. 53-59.

90. Burton D.R., Woof J.M. Human antibody effector function // Adv. Immunol. 1992.- Vol.51. - P. 1-84.

91. Diamond В., Boccumini L., Birshtein В. K. Site of binding of IgG2b and IgG2a by mouse macrophage Fc receptors by using cyanogen bromide fragments // J. Immunol. 1985. - Vol. 134. - P. 1080-1083.

92. Gergely J., Sarmay G. The two binding-site models of human IgG binding Fey receptors // FASEB J. 1990. - Vol. 4. - P. 3275-3283.

93. Dwek R.A., Lellouch A.C., Wormald M.R. Glycobiology: 'the function of sugar in the IgG molecule' // J. Anat. 1995. - Vol. 187, Pt 2. - P. 279-292.

94. Tao M.H., Morrison S.L. Studies of aglycosylated chimeric mouse-human IgG. Role of carbohydrate in the structure and effector functions mediated by the human IgG constant region // J. Immunol. 1989. - Vol. 143. - P. 2595-2601.

95. Ghirlando R., Lund J., Goodall M., Jefferis R. Glycosylation of human IgG-Fc: influences on structure revealed by differential scanning micro-calorimetry//Immunol. Lett. 1999.- Vol.68. - P. 47-52.

96. Woof J.M., Nik Jaafar M.I., Jefferis R., Burton D.R. The monocyte binding domain(s) on human immunoglobulin G // Mol. Immunol. 1984. - Vol. 21,- P. 523-527.

97. Walker M.R., Lund J., Thompson K.M. Aglycosylation of human IgGl and IgG3 monoclonal antibodies can eliminate recognition by human cells expressing Fc gamma RI and/or Fc gamma RII receptors // Biochem. J. -1989.- Vol.259. P. 347-353.

98. Takahashi N., Ishii I., Ishihara H., Mori M., Tejima S., Jefferis R., Endo S., Arata Y. Comparative structural study of the N-linked oligosaccharides of human normal and pathological immunoglobulin G // Biochemistry. 1987.- Vol. 26.- P. 1137-1144.

99. Dangl J.L., Wensel T.G., Morrison S.L., Stryer L., Herzenberg L.A., Oi V.T. Segmental flexibility and complement fixation of genetically engineered chimeric human, rabbit and mouse antibodies // EMBO J. 1988. - Vol. 7.- P. 1989-1994.

100. Roux K.H., Strelets L., Michaelsen Т.Е. Flexibility of human IgG subclasses //J. Immunol. 1997,- Vol. 159.- P. 3372-3382.

101. Tan L.K., Shopes R.J., Oi V.T., Morrison S.L. Influence of the hinge region on complement activation, Clq binding, and segmental flexibility in chimeric human immunoglobulins // Proc. Natl. Acad. Sci. USA.- 1990 . Vol. 87.- P. 162-166.

102. Brekke O.H., Michaelsen Т.Е., Sandin R., Sandlie I. Activation of complement by an IgG molecule without a genetic hinge // Nature. 1993. -Vol. 363. - P. 628-630.

103. Rinfret A., Home C., Dorrington K.J., Klein M. Noncovalent association of heavy and light chains of human immunoglobulins. IV. The roles of the CHI and CL domains in idiotypic expression // J. Immunol. 1985. - Vol. 135. -№4.- P. 2574-2581.

104. Hamel P.A., Klein M.H., Smith-Gill S.J., Dorrington K.J. Relative noncovalent association constant between immunoglobulin H and L chains is unrelated to their expression or antigen-binding activity // J. Immunol. -1987. Vol. 139. - P. 3012-3020.

105. Bindon C.I., Hale G., Waldmann H Complement activation by immunoglobulin does not depend solely on Clq binding // Eur. J. Immunol. -1990.- Vol.20. P. 277-281.

106. Junghans R.P. Cruel antibody fictions! Cellular antigen enumeration by 'saturation' binding // Immunol. Today. 1999. - Vol. 20. - P. 401-406.

107. Schifferi J.A., Ng Y.C., Peters D.K. The role of complement and its receptors in the elimination of immune complexes // N. Engl. J. Med. 1986. - Vol. 315.-P. 488-495.

108. Wilson I.A., Stainfield R.L. Antibody-antigen interactions: new structures and new conformational changes // Current Opinion in Structural Biology. -1994,- Vol.4. P. 857-867.

109. Sotriffer C.A., Rode B.M., Varga J.M., Liedl K.R. Elbow flexibility and ligand-induced domain rearrangements in antibody Fab NC6.8: large effects of a small hapten // Biophysical J. 2000. - Vol. 79. - P. 614-628.

110. Guddat L. W., Shan L., Anchin J.M., Linthicum D.S., Edmundson A.B. Local and transmitted conformational changes on complexation of an anti-sweetener Fab // J. Mol. Biol. 1994. - Vol. 236. - P. 247-274.

111. Kodandapani R., Veerapandian L., Ni C.Z., Chiou C.K., Whittal R.M., Kunicki T.J., Ely K.R. Conformational change in an anti-integrin antibody: structure of OPG2 Fab bound to a beta 3 peptide // Biochem. Biophys. Res. Commun.- 1998.- Vol.251. P. 61-66.

112. Lesk A.M., Chothia C. Elbow motion in the immunoglobulins involves a molecular ball-and-socket joint//Nature.- 1988.- Vol.335. P. 188-190.

113. Landolfi N.F., Thakur A.B., Fu H., Vasquez M., Queen C., Tsurushita N. The integrity of the ball-and-socket joint between V and С domains is essential for complete activity of a humanized antibody // J. Immunol. -2001.- Vol. 166,- P. 1748-1754.

114. Пикулева И.А., Турко И.В., Адамович Т.Б., Чащин B.JI. Химическая модификация иммуноглобулинов G кролика N-дансилазиридином иисследование свойств модифицированных антител // Биохимия. 1990.- т.55, № 12.- С. 2200-2210.

115. Oda М., Kozono Н., Morii Н., Т. Azuma Evidence of allosteric conformational changes in the antibody constant region upon antigen binding //International Immunology. 2003.- Vol. 15.- P. 417-426.

116. Stanfield R.L., Takimoto-Kamimura M., Rini J.M., Profy A.T., Wilson I.A. Major antigen-induced domain rearrangements in an antibody // Structure. -1993.-Vol. 1.- P. 83-93.

117. Nair D.T., Singh K., Siddiqui Z., Nayak B.P., Rao K.V.S., Salunke D.M. Epitope recognition by diverse antibodies suggests conformational convergence in an antibody response // The Journal of Immunology. 2002.- Vol. 168.- P. 2371-2382.

118. Smith T.J., Chase E.S., Schmidt T.J., Olson N.H., Baker T.S. Neutralizing antibody to human rhino virus 14 penetrates the receptor-binding canyon // Nature. 1996. - Vol. 383. - P. 350-354.

119. Schneider W.P., Wensel T.G., Stryer L., Oi T.V. Genetically engineered immunoglobulins reveal structural features controlling segmental flexibility // PNAS. 1988.- Vol.85. - P. 2509-2513.

120. Montan R.F., Morrison S.L. Influence of the isotype of the light chain on the properties of IgG 1 // The Journal of Immunology. 2002. - Vol. 168. - P. 224-231.

121. Pritsch O., Hudry-Clergeon G., Buckle M., Petillot Y., Bouvet J.P., Gagnon J., Dighiero G. Can immunoglobulin CH 1 constant region domain modulate antigen binding affinity of antibodies? // J. Clin. Invest. 1996. - Vol. 98. -P. 2235-2243.

122. Edmundson A.B., Ely K.R., Abola E.E. Conformational flexibility in immunoglobulins // Contemp. Top Mol. Immunol. 1978. - Vol. 7. - P. 95-118.

123. Novotny J., Bruccoleri R., Newell J., Murphy D., Haber E,. Karplus M. Molecular anatomy of the antibody binding site // J. Biol. Chem. 1983. -Vol.258. - P. 14433-14437.

124. Chintalacharuvu K.R., Morrison S.L. Residues critical for H-L disulfide bond formation in human IgAl and IgA2 // J. Immunol. 1996. - Vol. 157. - P.3443-3449,

125. Schauenstein E., Lahousen M., Reiter M. Labile disulfide bonds and free thiol groups in human IgGl. IV. Use of the "2 S" value for postoperative monitoring of gyneacological malignant tumors // Wien. Klin. Wochenschr. -1989.- Vol. 101.- P. 117-119.

126. Yoo E.M., Wims L.A., Chan L.A., Morrison S.L. Human IgG2 can form covalent dimers // J. Immunol. 2003. - Vol. 170. - P. 3134-3138.

127. Mohammad S.F., SharmaN., Woodward S.C. Disulfide linking of albumin to the hinge region of immunoglobulin G in normal human serum // Biochemica et Biophysica Acta. 1983. - Vol. 794. - P. 47-51.

128. Kostyushov V.V. Thiol-selective mechanism of HIV antigen conjugation with serum IgM, IgG, and IgA // Bull. Exp. Biol. Med. 2000. - Vol. 130. - P. 1147-1149.

129. Grabar P., Robert B. Determination of thiol-protein groups in immunochemical reactions // Ann. Inst. Pasteur 1957. -Vol. 92. - P. 56-61.

130. Markus G., Grossberg A.L., Pressman D. The disulfide bonds of rabbit gama-globulin and its fragments // Arch. Biochem. Biophys. 1962. - Vol. 96. -P. 63-69.

131. Azuma Т., Isobe Т., Hamaguchi К. Kinetics of recombination of heavy and light chains of a human IgGl myeloma protein // J. Biochem. 1975. - Vol. 77. - P. 473-479.

132. Bradford M. A rapid and sensitive method for the quantitation of microgram quantities of protein utilizing the principle of protein-dye binding // Anal. Biochem. 1976. - Vol. 72. - P. 248-254.

133. Lowry O.H., Rosebrough N.J., Farr A.L., Randall R.J. Protein measurement with the folin phenol reagent // J. Biol. Chem. 1951. - Vol. 193. - P. 263275.

134. Laemmli U.K. Cleavage of structural proteins during the assembly of the head of the bacteriofage T4 // Nature. 1970. - Vol. 227. - P. 680-685.

135. Ouchterlony O. Immunodiffusion and Immunoelectrophoresis // in Handbook of experimental immunology. Blackwell Scientific Publications. Oxford and Edinburg. 1967.

136. Gupta R.K., Sharma S.B., Ahuja S., Saxena S.N. Indirect (passive) haemagglutination test for assay of antigen and antibody (a review) // Acta Microbiol. Hung. 1991. - Vol. 38. - P. 81-90.

137. Bruton C.J., Hartley B.S. Chemical studies on methionyl-tRNA synthetase from Escherichia coli // J. Mol. Biol. 1970. - Vol. 52. - P. 165-178.

138. Benesch R.E., Larde H.A., Benesch R. The sulfhydryl groups of cristaline proteins // J. Biol. Chem. 1955. - Vol. 215. - P. 665-660.

139. Gevondyan N.M., Gevondyan V.S., Gavrilyeva E.E., Modyanov N.N. Analysis of free sulfhydryl groups and disulfide bonds in Na+,K+-ATPase // FEBSLett.- 1989.- Vol.255. P. 265-268.

140. Gevondyan N.M., Gevondyan V.S., Modyanov N.N. Analysis of disulfide bonds in the Na+,K+-ATFase a-subunit // Biochem. Mol. Biol. Int. 1993. -Vol. 29.-P. 327-337.

141. Carter J.R. Amperometric titration of disulfide and sulfhydryl in proteins in 8 m urea//J. Biol. Chem. 1959.- Vol.234. - P. 1705-1710.

142. Sturgill T.W., Baskin G.S., Taylor R.P. Bovine serum albumin as a catalyst. VI. Specificity of several nucleophilic groups in the protein for N-dansylaziridine // Biochem. et biophys. acta. 1977. - Vol. 485. - P. 236241.

143. Gevondyan N.M., Gevondyan V.S., Modyanov N.N. Location of disulfide bonds in the Na+, K(+)-ATPase alpha subunit // Biochem. Mol. Biol. Int. -1993.- Vol.30. P. 347-355.

144. Toyo'oka Т., Imai K. Isolation and characterization of cysteine-containing regions of proteins using 4-(aminosulfonyl)-7-fluoro-2,l,3-benzoxadiazole and high-performance liquid chromatography//Anal. Chem. 1985.- Vol. 57.- P. 1931-1937.

145. Gething M.J.H., Davidson B.E. Chorismate mutase/prephenate dehydratase from Escherichia coli K12. Modification with 5,5'-dithio-bis(2-nitrobenzoic acid) // Eur. J. Biochem. 1977. - Vol. 78. - P. 103-110.

146. Belenky B.G., Nesterov V.V., Gankina E.S., Smirnov M.M. A dynamic theory of thin layer chromatography // J Chromatogr. 1967. - Vol. 31. -P. 369-374.

147. Vermeer A.W., Norde W., van Amerongen A. The unfolding/denaturation of immunogammaglobulin of isotype 2b and its F(ab) and F(c) fragments // Biophys. J. 2000.- Vol. 79.- P. 2150-2154.

148. Attanasio R., Stunz G.W., Kennedy R.C. Folding patterns of immunoglobulin molecules identified by urea gradient electrophoresis // J. Biol. Chem.- 1994.- Vol.269. P. 1834-1838.

149. Троицкий Г.В., Тэтии С.Ю., Ефетов K.A. Влияние дегидратации на междоменные взаимодействия в иммуноглобулине G и его фрагментах // Биофизика. 1984. - т.29, №4. - С. 578-582.

150. Tischenko V.M., Zav'yalov V.P. Long-term metastable conformation of human Fcgamma subunit // Immunol. Lett. 2002. - Vol. 84. - P. 241-245

151. Pezolet M., Pigeon-Gosselin M., Coulombe L. Laser raman investigation of the conformation of human immunoglobulin G // Biochim. Biophys. Acta-1976. Vol. 453. - P. 502-512.

152. Welfle K., Misselwitz R., Hausdorf G., Hohne W., Welfle H. Conformation, pH-induced conformational changes, and thermal unfolding of anti-p24

153. HIV-1) monoclonal antibody CB4-1 and its Fab and Fc fragments I I Biochim. Biophys. Acta. 1999. - Vol. 1431.-P. 120-131.

154. Taschner N., Muller S.A., Alumella V.R., Goldie K.N., Drake A.F., Aebi U„ Arvinte T. Modulation of antigenicity related to changes in antibody flexibility upon lyophilization // J. Mol. Biol. 2001. - Vol. 310. - P. 169179.

155. Phillips A.P., Martin K.L., Horton W.H.J. The choice of methods for immunoglobulin IgG purification: yield and purity of antibody activity // Immunol. Methods. 1984. - Vol. 74. - P. 385-393.

156. Брок Й. Иммунохимия // Иммунологические методы / под ред. Фриммеля Г., пер. с нем. Тарасова А.П.,-М.: Медицина, 1987. 472 с.

157. Goto Y., Ichimura N., Hamaguchi К. Effects of ammonium sulfate on the unfolding and refolding of the variable and constant fragments of an immunoglobulin light chain // Biochemistry. 1988 . - Vol. 27. - P. 16701677.

158. Kent U.M. Purification of antibodies using ammonium sulfate fractionation or gel filtration // Methods. Mol. Biol. 1999. - Vol. 115. - P. 11-18.

159. Steinbuch M. Protein Fractionation by ammonium sulphate, rivanol and caprylic acid precipitation // in Methods of plasma protein fractionation, ed. by J.M. Curling, Academic Press. 1980. - P. 34-56.

160. Page M., Thorpe R. IgG purification // Methods. Mol. Biol. 1998. - Vol. 80. - P. 95-111.

161. Qi Y., Yan Z., Huang J. Chromatography on DEAE ion-exchange and Protein G affinity columns in tandem for the separation and purification of proteins // Biochem. Biophys. Methods. 2001. - Vol. 49. - P. 263-273.

162. Oxelius V-A. Preparation of IgG Subclass Allotypes from Polyclonal IgG // Scand. J. Immunol. 1999. - Vol. 49. - P. 395-398.

163. Darbre A. (ed.) Practical Protein Chemistry: A Handbook. Wiley-Interscience, Chichester, Great Britain. - 1986.

164. Торчинский Ю.М. Сера в белках. М., Наука. - 1977.

165. Petersen M.T., Jonson P.H., Petersen S.B. Amino acid neighbours and detailed conformational analysis of cysteines in proteins // Protein. Eng. -1999.- Vol. 12,- P. 535-548.

166. Heyduk Т., Moniewska A., Kochman M. The reactivity and function of cysteine residues in rabbit liver aldolase В // Biochim. Biophys. Acta. -1986. Vol. 874. - P. 337-346.

167. Scott-Ennis R.J. and Noltmann E.A. Differential response of cysteine residues in pig muscle phosphoglucose isomerase to seven sulfhydryl-modifying reagents // Arch. Biochem. Biophys. 1985. - Vol. 239. - P. 1-11.

168. Raso S.W., Clark P.L., Haase-Pettingell C., King J., Thomas G. J. Jr. Distinct cysteine sulfhydryl environments detected by analysis of Raman S-hh markers of Cys~>Ser mutant proteins // J. Mol. Biol. 2001. - Vol. 307. -P. 899-911.

169. Britto P.J., Knipling L., Wolff J. The local electrostatic environment determines cysteine reactivity of tubulin // J. Biol. Chem. 2002. - Vol. 277.- P. 2918-2927.

170. Исследование сульфгидрильных групп родопсина в фоторецепторной мембране / Каламкаров Г.Р., Скокан JI.E., Островский М.А. // Биофизика. 1980. - т. 26. - С. 634-639.

171. Edelman G.M., Cunningham В.А., Gall W.E., Gottlieb P.D., Rutishauser U., Waxdal M.J. The covalent structure of an entire gammaG immunoglobulin molecule // Proc. Natl. Acad. Sci. USA. 1969. - Vol. 63. - P. 78-85.

172. Pal D., Chakrabarti P.J. Different types of interactions involving cysteine sulfhydryl group in proteins // Biomol. Struct. Dyn. 1998. - Vol. 15. - P. 1059-1072.

173. Nemani R., Lee E.Y. Reactivity of sulfhydryl groups of the catalytic subunits of rabbit skeletal muscle protein phosphatases 1 and 2A // Arch. Biochem. Biophys. 1993.- Vol.300. - P. 24-29.

174. Darby N., Creighton Т.Е. Probing protein folding and stability using disulfide bonds // Mol. biotechnology. 1997. - Vol. 7. - P. 57-77.

175. Scouten W.H., Lubcher R., Baughman W. N-dansylaziridine: a new fluorescent modification for cysteine thiols // Biochem. et Biophys. Acta. -1974. Vol. 336. - P. 421-426.

176. Мельникова Я.И., Одинцов С.Г., Кравчук З.И., Марцев С.П. Антигенсвязывающая активность моноклональных антител после инкубации с органическими растворителями // Биохимия. 2000. - т. 65, №11.- С. 1488-1499.

177. Goto Y., Hamaguchi К. Unfolding and refolding of the reduced constant fragment of the immunoglobulin light chain. Kinetic role of the intrachain disulfide bond // J. Mol. Biol. 1982. - Vol. 156. - P. 911-926.

178. Kikuchi H., Goto Y., Hamaguchi K. Reduction of the buried intrachain disulfide bond of the constant fragment of the immunoglobulin light chain: global unfolding under physiological conditions // Biochemistry. 1986. -Vol.25. - P. 2009-2013.

179. Ellison J.W., Berson В .J., Hood L.E. The nucleotide sequence of a human immunoglobulin С gammal gene // Nucleic Acids Res. 1982. - Vol. 10. -P. 4071-4079.

180. Pikuleva I.A., Turko I.V., Adamovich T.B., Chashchin V.L. Chemical modification of rabbit IgG with N-dansylaziridine. Investigation of the properties of dansylated antibodies // Mol. Immunol. 1991. - Vol. 28. - P. 311-318.

181. O'Donnell I .J., Frangione В., Perter R.R. The disulphide bonds of the heavy chain of rabbit immunoglobulin G // Biochem. J. 1970. - Vol. 116. - P. 261-268.

182. Padlan E.A., Cohen G.H., Davies D.R. Antibody Fab assembly: the interface residues between CHI and CL // Mol. Immunol. 1986. - Vol. 23. - P. 951960.

183. Rowe E.S. Dissociation and denaturation equilibria and kinetics of a homogeneous human immunoglobulin Fab fragment // Biochemistry. 1976. -Vol. 15.-P. 905-916.

184. Zimmerman В., Grey H.M. Noncovalent interactions between immunoglobulin polypeptide chains. Stability to dissociation by denaturants // Biochemistry. 1972. - Vol. 11. - P. 78-84.

185. Azuma Т., Hamaguchi К. Kinetics and equilibrium studies on autologous and heterologous recombinations of heavy and light chains of myeloma proteins // J. Biochem. (Tokyo). 1975. - Vol. 78. - 341-347.

186. Bigelow C.C., Smith B.R., Dorrington K.J. Equilibrium and kinetic aspects of subunit association in immunoglobulin G // Biochemistry. 1974. - Vol. 13.-P. 4602-4608.

187. Sears D.W., Kazin A.K., Mohrere J., Friedman F., Beychok S Acquisition of the covalent quaternary structure of an immunoglobulin G molecule. Reoxidative assembly in vitro // Biochemistry. 1977. - Vol. 16. - P. 20162020.

188. Palm G.J., Billy E., Filipowicz W., Wlodawer A. Crystal structure of RNA 3'-terminal phosphate cyclase, a ubiquitous enzyme with unusual topology // Structure. Fold. Des. 2000. - Vol. 8. - P. 13-23.

189. Phan J., Zdanov A., Evdokimov A.G., Tropea J.E., Peters H.K. 3rd, Kapust R.B., Li M., Wlodawer A., Waugh D.S. Structural basis for the substrate specificity of tobacco etch virus protease // J. Biol. Chem. 2002. - Vol. 277. - P. 50564-50572.

190. Luks C., Connell G.E. Aggregation of an immunoglobulin fragment by sulfhydryl oxidation // Can. J. Biochem. 1968. - Vol. 46. - P. 961-964.

191. Fasler S., Skvaril F., Lutz H.U. Electrophoretic properties of human IgG and its subclasses on sodium dodecyl-sulfate-polyacrylamide gel electrophoresis and immunoblots // Anal. Biochem. 1988. - Vol. 174. - P. 593-600.

192. Brody T. Multistep denaturation and hierarchy of disulfide bond cleavage of a monoclonal antibody // Anal. Biochem. 1997. - Vol. 247. - P. 247-256.