Влияние противоопухолевых препаратов различных групп на систему глутатиона и возможные методы ее коррекции тема диссертации и автореферата по ВАК РФ 03.01.04, кандидат медицинских наук Лалетин, Всеволод Сергеевич

• Лалетин, Всеволод Сергеевич
• кандидат медицинских наук
• 2011

Оглавление диссертации кандидат медицинских наук Лалетин, Всеволод Сергеевич

ВВЕДЕНИЕ.

1. ОБЗОР ЛИТЕРАТУРЫ.

1.1. СИСТЕМА ГЛУТАТИОНА.

1.1.1. Г ЛУ ТАТИОН.

1.1.2. ГЛУТАТИОНТРАНСФЕРАЗЫ.

1.1.3. ГЛУТАТИОНРЕДУКТАЗА.

1.1.4. ГЛУТАТИОНПЕРОКСИДАЗЫ.

1.2. ПРОТИВООПУХОЛЕВЫЕ ПРЕПАРАТЫ И ОКИСЛИТЕЛЬНЫЙ СТРЕСС.

1.3. ХИМИОПРОТЕКТОРЫ.

2. МАТЕРИАЛ И МЕТОДЫ ИССЛЕДОВАНИЯ.

2.1. МАТЕРИАЛ.

2.2. МЕТОДИКА ПРОВЕДЕНИЯ ОПЫТОВ.

2.3. БИОХИМИЧЕСКИЕ МЕТОДЫ.

2.4. СТАТИСТИЧЕСКИЙ АНАЛИЗ РЕЗУЛЬТАТОВ.

3. РЕЗУЛЬТАТЫ ИССЛЕДОВАНИЯ.

3.1. ВЛИЯНИЕ ПРОТИВООПУХОЛЕВЫХ ПРЕПАРАТОВ РАЗЛИЧНЫХ ГРУПП НА СИСТЕМУ ГЛУТАТИОНА.

3.1.1. ВЛИЯНИЕ 5-ФТОРУРАЦИЛА НА СОСТОЯНИЕ СИСТЕМЫ ГЛУТАТИОНА В ПЕЧЕНИ МЫШЕЙ.

3.1.2. ВЛИЯНИЕ МЕТОТРЕКСАТА НА СОСТОЯНИЕ СИСТЕМЫ ГЛУТАТИОНА В ПЕЧЕНИ МЫШЕЙ.

3.1.3. СРАВНИТЕЛЬНАЯ ХАРАКТЕРИСТИКА ВЛИЯНИЯ 5-ФТОРУРАЦИЛА И МЕТОТРЕКСАТА НА СОСТОЯНИЕ СИСТЕМЫ ГЛУТАТИОНА В ПЕЧЕНИ, ПОЧКАХ, СЕЛЕЗЕНКЕ И СЕРДЦЕ МЫШЕЙ.

3.1.4. ВЛИЯНИЕ ЦИКЛОФОСФАМИДА НА СОСТОЯНИЕ СИСТЕМЫ ГЛУТАТИОНА В ПЕЧЕНИ МЫШЕЙ.

3.1.5. ВЛИЯНИЕ КАРБОПЛАТИНА НА СОСТОЯНИЕ СИСТЕМЫ ГЛУТАТИОНА В ПЕЧЕНИ МЫШЕЙ.

3.1.6. ВЛИЯНИЕ ЭПИРУБИЦИНА НА СОСТОЯНИЕ СИСТЕМЫ ГЛУТАТИОНА В ПЕЧЕНИ МЫШЕЙ.

3.2. ВЛИЯНИЕ а-ЛИПОЕВОЙ КИСЛОТЫ И 2-МЕРКАПТОЭТАНСУЛЬФОНАТА НА СОСТОЯНИЕ СИСТЕМЫ ГЛУТАТИОНА В ОРГАНАХ МЫШЕЙ ПРИ ВВЕДЕНИИ ПРОТИВООПУХОЛЕВЫХ ПРЕПАРАТОВ РАЗЛИЧНЫХ ГРУПП.

3.2.1. ВЛИЯНИЕ а-ЛИПОЕВОЙ КИСЛОТЫ НА СОСТОЯНИЕ СИСТЕМЫ ГЛУТАТИОНА В ПЕЧЕНИ МЫШЕЙ.

3.2.1.1. ВЛИЯНИЕ а-ЛИПОЕВОЙ КИСЛОТЫ НА СОСТОЯНИЕ СИСТЕМЫ ГЛУТАТИОНА В ПЕЧЕНИ МЫШЕЙ ПРИ ВВЕДЕНИИ ЦИТОСТАТИКОВ РАЗЛИЧНЫХ ГРУПП.

3.2.2. ВЛИЯНИЕ 2-МЕРКАПТОЭТАНСУЛЬФОНАТА НА СОСТОЯНИЕ СИСТЕМЫ ГЛУТАТИОНА В ПЕЧЕНИ И ПОЧКАХ МЫШЕЙ.

3.2.2.1. ВЛИЯНИЕ 2-МЕРКАПТОЭТАНСУЛЬФОНАТА НА СОСТОЯНИЕ СИСТЕМЫ ГЛУТАТИОНА В ПЕЧЕНИ И ПОЧКАХ МЫШЕЙ ПРИ ВВЕДЕНИИ МЕТОТРЕКСАТА.

3.2.3. СРАВНИТЕЛЬНАЯ ХАРАКТЕРИСТИКА ВЛИЯНИЯ 2-МЕРКАПТОЭТАНСУЛЬФОНАТА И ЛИПОЕВОЙ КИСЛОТЫ НА СИСТЕМУ ГЛУТАТИОНА В ПЕЧЕНИ МЫШЕЙ.

3.2.4. ВЛИЯНИЕ 2-МЕРКАПТОЭТАНСУЛЬФОНАТА И а-ЛИПОЕВОЙ КИСЛОТЫ НА СОСТОЯНИЕ СИСТЕМЫ ГЛУТАТИОНА В ПЕЧЕНИ И ПОЧКАХ МЫШЕЙ ПРИ ВВЕДЕНИИ ОКСАЗОФОСФОРИНОВ.

3.2.4.1. ВЛИЯНИЕ 2-МЕРКАПТОЭТАНСУЛЬФОНАТА НА СОСТОЯНИЕ СИСТЕМЫ ГЛУТАТИОНА В ПЕЧЕНИ И ПОЧКАХ МЫШЕЙ ПРИ ВВЕДЕНИИ ЦИКЛОФОСФАМИДА.

3.2.4.2. ВЛИЯНИЕ 2-МЕРКАПТОЭТАНСУЛЬФОНАТА НА СОСТОЯНИЕ СИСТЕМЫ ГЛУТАТИОНА В ПЕЧЕНИ И ПОЧКАХ МЫШЕЙ ПРИ ВВЕДЕНИИ ИФОСФАМИДА.

3.2.4.3. ВЛИЯНИЕ а-ЛИПОЕВОЙ КИСЛОТЫ НА СОСТОЯНИЕ СИСТЕМЫ ГЛУТАТИОНА В ПЕЧЕНИ И ПОЧКАХ МЫШЕЙ ПРИ ВВЕДЕНИИ ИФОСФАМИДА.

Введение диссертации (часть автореферата) на тему «Влияние противоопухолевых препаратов различных групп на систему глутатиона и возможные методы ее коррекции»

Актуальность проблемы. Противоопухолевые препараты занимают одно из центральных мест в лечении опухолей. Они обладают рядом существенных недостатков, основными из которых являются малая избирательность действия, высокая токсичность [87] и узкий терапевтический индекс [106, 281]. Токсические эффекты препаратов схем химиотерапии часто более выражены в интактных тканях, чем в опухолевых клетках [87]. Выраженное побочное действие химиопрепаратов часто ограничивает возможность проведения адекватного курса химиотерапии. Механизмы токсического действия химиопрепаратов различны. Противоопухолевые препараты часто имеют прооксидантные свойства, вызывая окислительный стресс, как в клетках опухоли, так и в интактных здоровых тканях [76, 77].

Токсическое действие радикал-образующих химиопрепаратов (таких как антрациклины) сопряжено с развитием окислительного стресса в интактных органах их тропной токсичности [103, 114, 148]. С прооксидантным действием связывают побочные эффекты противоопухолевых препаратов других групп: антиметаболитов 5-фторурацила [200, 223] и метотрексата [67, 125], алкилирующих препаратов ифосфамида [304] и циклофосфамида [39, 272, 273], препарата платины карбоплатина [108].

Развитие окислительного стресса при введении химиопрепаратов различных групп позволяет рассматривать его как один из общих механизмов токсического действия противоопухолевых препаратов.

Защиту тканей от окислительного стресса осуществляют эндогенные антиоксиданты и в первую очередь система глутатиона, участвующая в различных уровнях защиты [10, 11, 14]. Описано влияние химиопрепаратов, вызывающих прооксидантное действие в интактных органах, на отдельные показатели системы глутатиона. Большая часть публикаций описывает снижение уровня глутатиона в органах тройной токсичности [108, 200, 239]. В отдельных работах сообщают об изменении активности ферментов метаболизма глутатиона: глутатионтрансфераз [34, 70, 75], глутатионредуктазы [40] и глутатионпероксидаз [131-134, 203].

Изменение отдельных показателей системы глутатиона в органах тропной токсичности в условиях интоксикации химиопрепаратами различных групп позволяет выдвинуть гипотезу о её универсальной роли в развитии токсических эффектов цитостатиков. Однако данные литературы сообщают об изменениях отдельных показателей системы глутатиона в отдельно взятые сроки. Для объективной оценки значения изменений в системе глутатиона в развитии токсических эффектов химиопрепаратов необходимо проведение комплексного исследования показателей системы глутатиона в динамике. Также необходима сравнительная характеристика изменений системы глутатиона, вызываемых противоопухолевыми препаратами различных групп. Токсикологические аспекты влияния цитостатиков на систему глутатиона на уровне организма находятся на стадии изучения [94]. Актуальным является исследование влияния противоопухолевых препаратов на динамику состояния системы глутатиона в органах тропной токсичности, в том числе печени - главном органе детоксикации ксенобиотиков и центральном органе межтканевого и межорганного транспорта глутатиона [94].

Исследование закономерностей изменения показателей системы глутатиона в условиях химиотерапии определяется необходимостью поиска универсальных средств регуляции побочных токсических эффектов химиопрепаратов. В качестве препаратов коррекции системы глутатиона были исследованы два низкомолекулярных тиола: а-липоевая кислота и 2-меркаптоэтансульфонат (месна). В настоящее время а-липоевая кислота не используется в качестве химиопротектора. Однако в силу сочетания антиоксидантных свойств [2, 116] и описанных противоопухолевых эффектов [195, 249, 284] а-липоевая кислота является перспективным средством коррекции токсических эффектов цитостатиков. 2-Меркаптоэтансульфонат применяется в качестве уропротектора при интоксикации оксазофосфоринами [22], в литературе описаны его антиоксидантные эффекты в различных тканях и органах [93, 240, 299, 300].

Целью настоящей работы является исследование изменений показателей системы глутатиона при введении противоопухолевых препаратов различных групп (антиметаболитов, алкилирующих препаратов, препаратов платины и противоопухолевых антибиотиков) и определение обоснованности и эффективности применения низкомолекулярных тиолов для коррекции состояния системы глутатиона.

В ходе выполнения работы решались следующие задачи:

1. изучение динамики показателей системы глутатиона печени мышей при введении противоопухолевых препаратов различных групп: антиметаболитов 5-фторурацила и метотрексата, алкилирующих препаратов циклофосфамида и карбоплатина, противоопухолевого антибиотика эпирубицина;

2. определение влияния низкомолекулярных тиолов: а-липоевой кислоты и 2-меркаптоэтансульфоната на состояние системы глутатиона печени и почек мышей в условиях введения химиопрепаратов различных групп.

Новизна исследования:

• проведено комплексное сравнительное исследование влияния антиметаболитов 5-фторурацила и метотрексата, алкилирующих препаратов циклофосфамида и карбоплатина, противоопухолевого антибиотика эпирубицина на систему глутатиона печени и почек мышей в динамике;

• установлены основные патогенетические механизмы нарушения работы системы глутатиона химиопрепаратами различных групп;

• установлена эффективность применения а-липоевой кислоты в качестве препарата коррекции системы глутатиона в печени мышей в условиях интоксикации 5-фторурацилом, карбоплатином и эпирубицином;

• обоснована эффективность применения а-липоевой кислоты в качестве нефропротектора при введении ифосфамида;

• установлена возможность использования 2-меркаптоэтансульфоната для предотвращения токсических эффектов метотрексата в тканях печени и почек.

Практическое значение

Обоснована возможность применения а-липоевой кислоты в качестве гепатопротектора в условиях интоксикации 5-фторурацилом, метотрексатом, циклофосфамидом, карбоплатином и эпирубицином, а также в качестве нефрогепатопротектора при введении ифосфамида.

Основные положения, выносимые на защиту:

1. 5-Фторурацил, метотрексат, циклофосфамид, карбоплатин и эпирубицин вызывают дестабилизацию системы глутатиона в печени мышей. Нарушение системы глутатиона при введении химиопрепаратов начинается со снижения активности глутатионредуктазы в ранние сроки (3-24 ч) с последующим уменьшением активности глутатионтрансфераз (кроме циклофосфамида) и глутатионредуктазы в поздние сроки (3-7 суток).

2. а-Липоевая кислота при совместном введении с 5-фторурацилом увеличивает концентрацию восстановленного глутатиона и активность глутатионтрансфераз, глутатионредуктазы и глутатионпероксидаз, при введении с карбоплатином и эпирубицином предотвращает снижение активности глутатионтрансфераз в печени через 72 ч.

3. а-Липоевая кислота при совместном введении с ифосфамидом вызывает увеличение глутатионпероксидазной активности и концентрации восстановленного глутатиона и в печени, и в почках и нормализует глутатионтрансферазную активность в почках, предотвращая активацию перекисного окисления липидов.

4. 2-Меркаптоэтансульфонат при совместном введении с метотрексатом предупреждает активацию перекисного окисления липидов, увеличивая концентрацию восстановленного глутатиона в печени и почках, предотвращая снижение активности глутатионтрансфераз и глутатионредуктазы в печени и увеличивая глутатионпероксидазную активность в почках.

Апробация работы. Результаты исследований были представлены на 72-76 итоговых научных студенческих конференциях СНО им. И.И. Мечникова ИГМУ (Иркутск, 2005, 2006, 2007, 2008, 2009), Юбилейной студенческой научной конференции СПБГПМА (Санкт-Петербург, 2005), 69-й итоговой студенческой научно-практической конференции КрасГМА L

Красноярск, 2005), The 7 Mongolian-Russian International Medical Symposium (Mongolia, 2006), Всероссийской конференции молодых ученых «Актуальные вопросы клинической и экспериментальной онкологии» (Москва, 2007), Пятой международной крымской конференции «Окислительный стресс и свободнорадикальные патологии» (Судак, Крым, Украина, 2009), XV International Symposium on Atherosclerosis (Boston, 2009).

Публикации. По теме диссертации опубликовано 22 работы, в том числе 4 статьи в российских рецензируемых и рекомендованных ВАК научных журналах.

Структура и объем диссертации. Диссертация состоит из введения, обзора литературы, описания материалов и методов исследования, результатов собственных исследований, их обсуждения, выводов и списка литературы. Работа изложена на 149 страницах машинописного текста, содержит 28 рисунков и 22 таблицы. Список литературы представлен 307 источниками.

Заключение диссертации по теме «Биохимия», Лалетин, Всеволод Сергеевич

выводы

1. Антиметаболиты 5-фторурацил и метотрексат вызывают длительную дестабилизацию системы глутатиона в печени, проявляющуюся синхронным снижением активности глутатионредуктазы и глутатионпероксидаз (через 12 ч) и увеличением активности глутатионтрансфераз в ранние сроки (3-24 ч) с последующим понижением активности глутатионтрансфераз и повторным снижением активности глутатионредуктазы в поздние сроки (3-7 суток).

2. Однократное введение алкилирующего химиопрепарата циклофосфамида, несмотря на защитную активацию системы глутатиона печени (увеличение концентрации восстановленного глутатиона, глутатионтрансферазной и глутатионпероксидазной активности), уже через 24 ч вызывает снижение активности глутатионредуктазы, которое определяется и через 7 суток.

3. Введение карбоплатина в ранние сроки сопровождается защитным увеличением в печени концентрации восстановленного глутатиона, глутатионтрансферазной и глутатионпероксидазной активности, которые происходят на фоне стойкого снижения активности глутатионредуктазы. Активация системы глутатиона сменяется снижением концентрации восстановленного глутатиона и глутатионтрансферазной активности через 72 ч и активности глутатионредуктазы и глутатионпероксидаз через 7 суток.

4. Эпирубицин вызывает раннее синхронное снижение активности ферментов редокс-циклизации глутатиона в печени. Кратковременное повышение глутатионтрансферазной активности сменяется стойким снижением. Активность глутатионредуктазы остается сниженной и через 7 суток.

5. Введение а-липоевой кислоты совместно с 5-фторурацил ом увеличивает активность глутатионтрансфераз, глутатионредуктазы, глутатионпероксидаз и нормализует уровень восстановленного глутатиона, тем самым предотвращая дестабилизацию системы глутатиона в печени через 72 ч после введения химиопрепарата. При совместном введении с метотрексатом а-липоевая кислота увеличивает сниженную активность глутатионредуктазы, но вызывает уменьшение концентрации глутатиона через 72 ч. Введение а-липоевой кислоты с карбоплатином и эпирубицином предотвращает снижение глутатионтрансферазной активности через 72 ч.

6. а-Липоевая кислота при совместном введении с ифосфамидом предотвращает активацию перекисного окисления липидов в печени и почках, вызывает раннее выраженное увеличение глутатионпероксидазной активности и концентрации глутатиона и в печени, и в почках и нормализует глутатионтрансферазную активность в почках.

7. 2-Меркаптоэтансульфонат при совместном введении с метотрексатом увеличивает концентрацию восстановленного глутатиона и нормализует активность глутатионтрансфераз и глутатионредуктазы в печени, предупреждая активацию перекисного окисления липидов. В почках через 24 ч 2-меркаптоэтансульфонат предотвращает активацию перекисного окисления липидов, увеличивает концентрацию восстановленного глутатиона и глутатионпероксидазную активность.

Список литературы диссертационного исследования кандидат медицинских наук Лалетин, Всеволод Сергеевич, 2011 год

1. Биронайте Д. А., Ченас Н.К., Луценко В.В. Инактивация глутатионредуктазы хинонами и нитрозокарбамидами. // Украинский биохимический журнал. - 1993. — Т.65, №.1. - С.97-100.

2. Бустаманте Д., Лодж Д., Маркоччи Л., Тришлер Г. Метаболизм а-липоевой кислоты в печени при различных формах патологии. // Междун. мед. журн. 2001. - №2. - С.133-142.

3. Волчегорский И.А., Долгушин ИИ, Колесников О.Л., Цейликман В.Э. Экспериментальное моделирование и лабораторная оценка адаптивных реакций организма. — Челябинск: Издательство Челябинского государственного педагогического университета. -2000- 167 с.

4. Гаврилов В.Б., Гаврилова А.Р., Мажуль Л.М. Анализ методов определения продуктов перекисного окисления липидов в сыворотке крови по тесту с тиобарбитуровой кислотой. // Вопросы мед. химии. -1987. №1. - С. 118-121.

5. Гланц С. Медико-биологическая статистика. М.: Практика. - 1998. -459 с.

6. Дубинина Е.Е. Продукты метаболизма кислорода в функциональной активности клеток (жизнь и смерть, созидание и разрушение). Физиологические и клинико-биохимические аспекты. СПб.: Медицинская пресса. - 2006. - 400 с.

7. Закс Л. Статистическое оценивание. М.: Статистика. - 1976. — 598 с.

8. Зенков Н.К., Кандалинцева Н.В., Ланкин В.З., Меныцикова Е.Б., Просенко А.Е. Фенольные биоантиоксиданты. — Новосибирск: СО РАМН, 2003.-328 с.

9. Кулинский В.И., Колесниченко JI.C. Физиологическое значение регуляции катехоламинами, вторыми посредниками и индукторами ферментов метаболизма глутатиона. // Физиологический журнал им. И.М. Сеченова. 1990 - Т.76, №.10. - С. 1418-1425.

10. Кулинский В.И., Колесниченко JI.C. Биологическая роль глутатиона. // Успехи современной биологии. 1990. — Т. 110, № 1(4).-С. 20-33.

11. Кулинский В.И., Колесниченко JI.C. Обмен глутатиона. // Успехи биологической химии. 1990. - Т.31. - С. 157-179.

12. Кулинский В.И., Колесниченко JI.C. Система глутатиона. I. Синтез, транспорт, глутатионтрансферазы, глутатионпероксидазы. // Биохимия. 2009. - Т. 55, № 3.

13. Кулинский В.И., Колесниченко JI.C. Система глутатиона. И. Другие ферменты, тиол-дисульфидный обмен, воспаление и иммунитет, функции. // Биохимия-2009. Т. 55, № 4.

14. Кулинский В.И., Колесниченко JI.C. Структура, свойства, биологическая роль и регуляция глутатионпероксидазы. // Успехи современной биологии. 1993. - Т. 113, № 1. - С. 107-122.

15. Кулинский В.И., Колесниченко JI.C. Глутатионтрансферазы. // Успехи современной биологии. 1989. - Т. 107, № 2. - С. 179-194.

16. Меныцикова Е.Б., Ланкин В.З., Зенков Н.К. Окислительный стресс: Патологические состояния и заболевания. Новосибирск: APTA, 2008.-284 с.

17. Октябрьский О.Н., Смирнова Г.В. Редокс-регуляция клеточных функций. // Биохимия. 2007. - Т.72, №2. - С. 158-174.

18. Подымова С.Д., Давлетшина И.В. Эффективность применения альфа-липоевой кислоты (берлитиона) у больных неалкогольным стеатогепатитом. // Экспериментальная и клиническая гастроэнтерология. 2008. - №5. - С.77-84.

19. Ставровская А.А. Клеточные механизмы множественной лекарственной устойчивости опухолевых клеток. // Биохимия. — 2000.-Т. 65, №1.-С. 112-126.

20. Харкевич Д.А. Фармакология. М.: ГЭОТАР-МЕД, изд. 8, 2005 -736 с.

21. Чу Э., Де Вита-младший В. Химиотерапия злокачественных новообразований. М.: Практика. - 2008. — 448 с.

22. Abd-Allah A.R., Gado A.M., Al-Majed А.А. et al. Protective effect of taurine against cyclophosphamide-induced urinary bladder toxicity in rats. // Clin. Exp. Pharmacol. Physiol. 2005. - Vol. 32, No.3. - P.167-172.

23. Abraham P., Kolli V.K., Rabi S. Melatonin attenuates methotrexate-induced oxidative stress and renal damage in rats. // Cell Biochem. Funct. 2010. - Vol.28, No.5. - P.426-433.

24. Akhdar H., Loyer P., Rauch C. et al. Involvement of Nr£2 activation in resistance to 5-fluorouracil in human colon cancer HT-29 cells. // Eur. J. Cancer. 2009. - Vol.45, No. 12. - P.2219-2227.

25. Aleksa K., Halachmi N., Ito S. et al. A tubule cell model for ifosfamide nephrotoxicity. // Can. J. Physiol. Pharmacol. 2005. -Vol.83, No.6. -P.499-508.

26. Alexandre J., Nicco C., Chereau C. et al. Improvement of the therapeutic index of anticancer drugs by the superoxide dismutase mimicmangafodipir. // J. Natl. Cancer Inst. 2006. - Vol. 98, No. 4. - P. 236244.

27. Al-Yahya A.A., Al-Majed A.A., Gado A.M. et al. Acacia Senegal gum exudate offers protection against cyclophosphamide-induced urinary bladder cytotoxicity. // Oxid. Med. Cell Longev. 2009. - Vol. 2, No.4. -P.207-213.

28. Anderson M.E. Enzymatic and Chemical Methods for the Determination of Glutathione. // Coenzymes and Cofactors: Glutathione. Dolphin D., Poulson R., Avramovic O., Eds. -N.Y.: John Wiley, 1989. -P.339-366.

29. Anderson M.E. Glutathione: an overview of biosynthesis and modulation. // Chem. Biol. Interact. 1998. - No. 111-112. -P.l-14.

30. Ansell P.J., Espinosa-Nicholas C., Curran E.M. et al. In vitro and in vivo regulation of antioxidant response element-dependent gene expression by estrogens. Endocrinology. 2004. - Vol.145, No.l. - P.311-317.

31. Antipova S.V. Indices of lipid peroxidation and antioxidant defense system and prostanoid level in patients with uterine cancer. // Klin. Khir. 2000. -No.10. — P.50-51.

32. Arafa H.M. Carnitine deficiency aggravates carboplatin nephropathy through deterioration of energy status, oxidant/anti-oxidant balance, and inflammatory endocoids. // Toxicology. 2008. - Vol. 254, No. 1-2. -P.51-60.

33. Arafa H.M. Uroprotective effects of curcumin in cyclophosphamide-induced haemorrhagic cystitis paradigm. // Basic Clin. Pharmacol. Toxicol. 2009. - Vol. 104, No.5. - P.393-399.

34. Armagan A., Uzar E., Uz E. et al. Caffeic acid phenethyl ester modulates methotrexate-induced oxidative stress in testes of rat. // Hum. Exp. Toxicol. 2008. - Vol.27, No.7. - P.547-552.

35. Avendano C., Menendez J.C. Medicinal chemistry of anticancer drugs. — Amsterdam, The Netherlands: Elsevier, 2008. 442 P.

36. Awasthi Y. C. Ed. Toxicology of Glutathione Transferases. N.Y.: CRC Press, 2007.-376 P.

37. Ayhanci A., Yaman S., Sahinturk V. et al. Protective effect of seleno-L-methionine on cyclophosphamide-induced urinary bladder toxicity in rats.// Biol. Trace Elem. Res. -2010. -Vol. 134, No.l.-P.98-108.

38. Babiak R.M., Campello A.P., Carnieri E.G. et al. Methotrexate: pentose cycle and oxidative stress. // Cell Biochem. Funct. — 1998. — Vol. 16, No.4. -P.283-293.

39. Baglole C.J., Sime P.J., Phipps R.P. Cigarette smoke-induced expression of heme oxygenase-1 in human lung fibroblasts is regulated by intracellular glutathione. // Am. J. Physiol. Lung Cell. Mol. Physiol. — 2008. Vol.295, No.4. - P.624-636.

40. Balendiran G.K., Dabur R., Fraser D. The role of glutathione in cancer. // Cell Biochem. Funct. 2004. - Vol.22. - P.343-352.

41. Ballatori N., Rebbeor J.F. Roles of MRP2 and oatpl in hepatocellular export of reduced glutathione. // Semin. Liver Dis. 1998. - Vol. 18, No.4. -P.377-387.

42. Banerjee R., Becker D., Dickman M., Gladyshev V., Ragsdale S. Eds. Redox biochemistry. New Jersey: John Wiley & Sons, 2008. - 318 P.

43. Banning A., Deubel S., Kluth D. et al. The GI-GPx gene is a target for Nrf2. //Mol. Cell. Biol. -2005. Vol.25, No. 12. -P.4914-4923.

44. Batista C.K., Mota J.M., Souza M.L. et al. Amifostine and glutathione prevent ifosfamide- and acrolein-induced hemorrhagic cystitis. // Cancer Chemother. Pharmacol. 2007. - Vol.59, No. 1. - P.71-77.

45. Becker K., Gui M., Schirmer R.H. Inhibition of human glutathione reductase by S-nitrosoglutathione. // Eur. J. Biochem. — 1995. — Vol.234, No.2. P.472-478.

46. Benesic A., Schwerdt G., Freudinger R. et al. Chloroacetaldehyde as a sulfhydryl reagent: the role of critical thiol groups in ifosfamide nephropathy. // Kidney Blood Press. Res. 2006. - Vol.29, No.5. -P.280-293.

47. Bienvenu P., Caron L., Gasparutto D. et al. Assessing and counteracting the prooxidant effects of anticancer drugs. // EXS. — 1992. No.62. — P.257-265.

48. Bierl C., Voetsch B., Jin R.C. et al. Determinants of human plasma glutathione peroxidase (GPx-3) expression. // J. Biol. Chem. — 2004. — Vol.279, No.26. P.26839-26845.

49. Bilska A., Wlodek L. Lipoic acid the drug of the future? // Pharmacol. Reports. - 2005. - Vol.57. - P.570-577.

50. Biswas S., Chida A.S., Rahman I. Redox modifications of protein-thiols: emerging roles in cell signaling. // Biochem. Pharmacol. 2006. — Vol.71, No.5.-P.551-564.

51. Bounias M., Kladny J., Kruk I. et al. Effects of catechols on free radical formation by chemotherapeutic agents (adriamycin, farmorubicin, and mitomycin). // Cancer Detect. Prev. 1997. - Vol. 21, No.6. - P.553-562.

52. Brigelius-Flohe R. Glutathione peroxidases and redox-regulated transcription factors. // Biol. Chem. 2006. - Vol.387, No.10-11. -P.1329-1335.

53. Brigelius-Flohe R., Müller C., Menard J. et al. Functions of GI-GPx: lessons from selenium-dependent expression and intracellular localization. // Biofactors. 2001. - Vol.14, No. 1-4. - P. 101-106.

54. Bukowska B. Glutathione: its biosynthesis, induction agents and concentrations in selected diseases. // Med. Pr. 2004. - Vol.55, No.6. -P.501-509.

55. Burg D., Riepsaame J., Pont C. et al. Peptide-bond modified glutathione conjugate analogs modulate GSTpi function in GSH-conjugation, drug sensitivity and JNK signaling. // Biochem. Pharmacol. 2006. - Vol.71, No.3. -P.268-277.

56. Byun C.H., Koh J.M., Kim D.K. Alpha-lipoic acid inhibits TNF-alpha-induced apoptosis in human bone marrow stromal cells. // J. Bone Miner. Res. 2005. - Vol.20, No.7. - P.l 125-1135.

57. Cakatay U., Kayali R. Plasma protein oxidation in aging rats after alpha-lipoic acid administration. // Biogerontology. 2005. - Vol. 6. - P.87-93.

58. Cakatay U., Kayali R., Sivas A. et al. Prooxidant activities of alpha-lipoic acid on oxidative protein damage in the aging rat heart muscle. // Arch. Gerontol. Geriatr. 2005. - Vol.40, No.3. - P.231-240.

59. Cascales M., Martin-Sanz P., Craciunescu D.G. et al. Alterations in hepatic peroxidation mechanisms in thioacetamide-induced tumors in rats. Effect of a rhodium(III) complex. // Carcinogenesis. 1991. -Vol.12, No.2. - P.233-240.

60. Castro-Caldas M., Milagre I., Rodrigues E. et al. Glutathione S-transferase pi regulates UV-induced JNK signaling in SH-SY5Y neuroblastoma cells. //Neurosci. Lett. 2009. - Vol.451, No.3. - P.241-245.

61. Cetin A., Kaynar L., Kocyigit I. et al. Role of grape seed extract on methotrexate induced oxidative stress in rat liver. // Am. J. Chin. Med. -2008. Vol. 36, No.5. - P.861-872.

62. Cetiner M., Sener G., Sehirli A.O. et al. Taurine protects against methotrexate-induced toxicity and inhibits leukocyte death. // Toxicol. Appl. Pharmacol. 2005. -Vol. 209, No. 1. - P.39-50.

63. Chan A., Tan S.H., Wong C.M. et al. Clinically significant drug-drug interactions between oral anticancer agents and nonanticancer agents: a Delphi survey of oncology pharmacists. // Clin. Ther. 2009. - No.31, Pt.2. - P.2379-2386.

64. Chen N., Aleksa K., Woodland C. et al. N-Acetylcysteine prevents ifosfamide-induced nephrotoxicity in rats. // Br. J. Pharmacol. 2008. -Vol. 153, No.7. — P.1364-1372.

65. Chen H.H., Kuo M.T. Role of glutathione in the regulation of Cisplatin resistance in cancer chemotherapy. // Met. Based Drugs. 2010. -Vol.2010. -P.l-7.

66. Cheng B., Yang X., An L. et al. Arsenic trioxide-induced apoptosis of Hep-2 cell line through modulating intracellular glutathione (GSH) level. // Auris Nasus Larynx. 2010. - Vol.37, No.l. - P.89-94. 19574005

67. Cho H.Y., Reddy S.P., Kleeberger S.R. Nrf2 defends the lung from oxidative stress. // Antioxid. Redox Signal. 2006. - Vol.8, No. 1-2. -P.76-87.

68. Chung F.L., Komninou D., Zhang L. et al. Glutathione depletion enhances the formation of endogenous cyclic DNA adducts derived from t-4-hydroxy-2-nonenal in rat liver. // Chem. Res. Toxicol. 2005.1. Vol.18, No.l.-P.24-27.

69. Conklin D.J., Haberzettl P., Lesgards J.F. Increased sensitivity of glutathione S-transferase P-null mice to cyclophosphamide-induced urinary bladder toxicity. // J. Pharmacol. Exp. Ther. — 2009. Vol.331, No.2. -P.456-469.

70. Conklin K.A. Chemotherapy-associated oxidative stress: impact on chemotherapeutic effectiveness. // Integr. Cancer Ther. 2004. - Vol.3, No.4. -P.294-300.

71. Conklin K.A. Dietary antioxidants during cancer chemotherapy: impact on chemotherapeutic effectiveness and development of side effects. // Nutr. Cancer. 2000. - Vol.37, No.l. - P. 1-18.

72. Corti A., Franzini M., Paolicchi A. et al. Gamma-glutamyltransferase of cancer cells at the crossroads of tumor progression, drug resistance and drug targeting. // Anticancer Res. 2010. - Vol.30, No.4. - P.1169-1181.

73. Crack P.J., Taylor J.M., Ali U. et al. Potential contribution of NF-kappaB in neuronal cell death in the glutathione peroxidase-1 knockoutmouse in response to ischemia-reperfusion injury. // Stroke. 2006. — Vol.37, No.6.-P.1533-1538.

74. Dadhania V.P., Tripathi D.N., Vikram A. et al. Intervention of alpha-lipoic acid ameliorates methotrexate-induced oxidative stress and genotoxicity: A study in rat intestine. // Chem. Biol. Interact. -2010. — Vol.183, No.l.-P.85-97.

75. Deneke S.M. Thiol-based antioxidants. // Curr. Top. Cell. Regul. -2000. -Vol. 364. P. 151-180.

76. Deneke S.M., Fanburg B.L. Regulation of cellular glutathione. // Am. J. Physiol. 1989. - Vol. 257, No.4. - P.163-173.

77. Deponte M., Urig S., Arscott L.D. et al. Mechanistic studies on a novel, highly potent gold-phosphole inhibitor of human glutathione reductase. // J. Biol. Chem. 2005. - Vol.280, No.21. - P.20628-20637.

78. Devrim E., Cetin R., Kilii^oglu B. et al. Methotrexate causes oxidative stress in rat kidney tissues. // Ren. Fail. 2005. - Vol. 27, No.6. — P.771-773.

79. Dhakshinamoorthy S., Long D.J. 2nd, Jaiswal A.K. et al. Antioxidant regulation of genes encoding enzymes that detoxify xenobiotics and carcinogens. // Curr. Top. Cell. Regul. 2000. - No.36. - P.201-216.

80. Diesel B., Kulhanek-Heinze S., Holtje M. et al. Alpha-lipoic acid as a directly binding activator of the insulin receptor: protection from hepatocyte apoptosis. // Biochemistry. 2007. - Vol.46, No.8. - P.2146-2155.

81. Donnelly J.G. Pharmacogenetics in cancer chemotherapy: balancing toxicity and response. // Ther. Drug. Monit. 2004. - Vol.26, No.2. -P.231-235.

82. Dubourg L., Michoudet C., Cochat P. et al. Human kidney tubules detoxify chloroacetaldehyde, a presumed nephrotoxic metabolite ofifosfamide. // J. Am. Soc. Nephrol. 2001. - Vol.12, No.8. - P.1615-1623.

83. Dubourg L., Tanière P., Cochat P. et al. Toxicity of chloroacetaldehyde is similar in adult and pediatric kidney tubules. // Pediatr. Nephrol. — 2002. Vol. 17, No.2. - P.97-103.

84. Durak I., Karaayvaz M., Kavutcu M. Reduced antioxidant defense capacity in myocardial tissue from guinea pigs treated with 5-fluorouracil. // J. Toxicol. Environ. Health A. 2000. - Vol.59, No.7. -P.585-589.

85. Duvoix A., Schnekenburger M., Delhalle S. et al. Expression of glutathione S-transferase Pl-1 in leukemic cells is regulated by inducible AP-1 binding. // Cancer Lett. 2004. - Vol.216, No.2. - P.207-219.

86. Edwards R., Dixon D.P. Plant glutathione transferases. // Methods Enzymol. 2005. -No.401. -P.169-186.

87. El-Medany A., Hagar H.H., Moursi M. et al. Attenuation of bleomycin-induced lung fibrosis in rats by mesna. // Eur. J. Pharmacol. — 2005. -Vol.509, No.L-P.61-70.

88. Estrela J.M., Ortega A., Obrador E. Glutathione in cancer biology and therapy. // Crit. Rev. Clin. Lab. Sci. 2006. - Vol. 43, No.2. - P. 143181.

89. Falkner K.C., Prough R.A. Regulation of the rat glutathione S-transferase A2 gene by glucocorticoids: crosstalk through C/EBPs. // Drug Metab. Rev. 2007. - Vol.39, No.2-3. - P.401-418.

90. Feng R., Lu Y., Bowman L.L. et al. Inhibition of activator protein-1, NF-kappaB, and MAPKs and induction of phase 2 detoxifying enzyme activity by chlorogenic acid. // J. Biol. Chem. 2005. - Voi.280, No.30. -P.27888-27895.

91. Flohé L. Glutathione peroxidase. // Basic Life Sci. 1988. - No.49. -P.663-668.

92. Fong C.M., Lee A.C. High-dose methotrexate-associated acute renal failure may be an avoidable complication. // Pediatr. Hematol. Oncol. — 2006. Vol.23, No.l. — P.51-57.

93. Franco R., Schoneveld O.J., Pappa A. et al. The central role of glutathione in the pathophysiology of human diseases. // Arch. Physiol. Biochem. 2007. - Vol.113, No.4-5. - P.234-258.

94. Furlanut M., Franceschi L. Pharmacology of ifosfamide. // Oncology. -2003. Vol. 65, No.2. - P.2-6.

95. GalettaF., Franzoni F., Cervetti G. et al. In vitro and in vivo study on the antioxidant activity of dexrazoxane. // Biomed. Pharmacother. 2010. -Vol. 64, No.4. - P.259-263.

96. Gallagher E.P., Huisden C.M., Gardner J.L. Transfection of HepG2 cells with hGSTA4 provides protection against 4-hydroxynonenal-mediated oxidative injury. // Toxicol. In Vitro. 2007. - Vol.21, No.8. - P. 13651372.

97. Gallogly M.M., Mieyal J.J. Mechanisms of reversible protein glutathionylation in redox signaling and oxidative stress. // Curr. Opin. Pharmacol. 2007. - Vol.7, No.4. - P.381-391.

98. Gamelin E., Boisdron-Celle M., Morel A. et al. Pharmacogenetics of anti-cancer drugs. // Ann. Pharm. Fr. 2007. - Vol.65, No.6. - P.390-401.

99. Giraud B., Hebert G., Deroussent A. et al. Oxazaphosphorines: new therapeutic strategies for an old class of drugs. // Expert Opin. Drug Metab. Toxicol. 2010. - Vol. 6, No.8. - P.919-938.

100. Giustarini D., Dalle-Donne I., Paccagnini E. Carboplatin-induced alteration of the thiol homeostasis in the isolated perfused rat kidney. // Arch. Biochem. Biophys. 2009. - Vol. 488, No.l. - P.83-89.

101. Goren M.P., Hsu L.C., Li J.T. Reduction of dimesna to mesna by the isolated perfused rat liver. // Cancer Res. — 1998. — Vol.58, No. 19. -P.4358-4362.

102. Griffith O.W. Biologic and pharmacologic regulation of mammalian glutathione synthesis. // Free Radic. Biol. Med. 1999. - Vol.27, No.9-10. -P.922-935.

103. Gronroos M.H., Jahnukainen T., Mottonen M., et al. Long-term follow-up of renal function after high-dose methotrexate treatment in children. // Pediatr. Blood Cancer. 2008. - Vol.51, No.4. - P.535-539.

104. Grubben M.J., van den Braak C.C., Nagengast F.M. et al. Low colonic glutathione detoxification capacity in patients at risk for colon cancer. // Eur. J. Clin. Invest. -2006. Vol.36, No.3. -P.188-192.

105. Gulgun M., Erdem O., Oztas E. et al. Proanthocyanidin prevents methotrexate-induced intestinal damage and oxidative stress. // Exp. Toxicol. Pathol. 2010. - Vol.62, No.2. - P.109-115.

106. Guven A., Yavuz O., Cam M. et al. Melatonin protects against epirubicin-induced cardiotoxicity. //Acta Histochem. 2007. - Vol. 109, No.l. -P.52-60.

107. Habig W.H., Pabst M.J., Jakoby W.B. Glutathione S-transferases. The first enzymatic step in mercapturic acid formation. // J. Biol. Chem. -1974. Vol. 249, No.22. - P.7130-7139.

108. Han D., Hamilton R.T., Lam P.Y., Packer L. Lipoic acid: energy production, antioxidant activity and health effects / Ed. M.S. Patel, L. Packer. -N.Y.: CRC Press, 2008. P. 293-315.

109. Han D., Shinohara M., Ybanez M.D. et al. Signal transduction pathways involved in drug-induced liver injury. // Handb. Exp. Pharmacol. 2010. -No.196. — P.267-310.

110. Han Y.H., Kim S.Z., Kim S.H. et al. Induction of apoptosis in arsenic trioxide-treated lung cancer A549 cells by buthionine sulfoximine. // Mol Cells. 2008. - Vol.26, No.2. - P.158-164.

111. Han Y.H., Moon H.J., You B.R. et al. The effects of MAPK inhibitors on pyrogallol-treated Calu-6 lung cancer cells in relation to cell growth, reactive oxygen species and glutathione. // Food Chem. Toxicol. 2010. -Vol.48, No. 1.-P.271-276.

112. Hanly L., Chen N., Rieder M. et al. Ifosfamide nephrotoxicity in children: a mechanistic base for pharmacological prevention. // Expert Opin. Drug Saf. 2009. - Vol.8, No.2. - P. 155-168.

113. Hayes J.D., Flanagan J.U., Jowsey I.R. Glutathione transferases. // Annu. Rev. Pharmacol. Toxicol. -2005. -No.45. -P.51-88.

114. Hayes J.D., McLellan L.I. Glutathione and glutathione-dependent enzymes represent a co-ordinately regulated defence against oxidative stress. // Free Radic. Res. 1999. - Vol.31, No.4. - P.273-300.

115. Heber D., Blackburn G.L., Go V.L.W., Milner J. Eds. Nutritional oncology (Second Edition). London, U.K.: Elsevier, 2006. - 822 P.

116. Hehr T., Hoffmann W., Bamberg M. Role of sodium selenite as an adjuvant in radiotherapy of rectal carcinoma. // Med. Klin. (Munich). -1997. Vol.92, No.3. - P.48-49.

117. Hemeida R.A., Mohafez O.M. Curcumin attenuates methotraxate-induced hepatic oxidative damage in rats. // J. Egypt. Natl. Cane. Inst. -2008. Vol.20, No.2. - P.141-148.

118. Herman S., Zurgil N., Deutsch M. Low dose methotrexate induces apoptosis with reactive oxygen species involvement in T lymphocytic cell lines to a greater extent than in monocytic lines. // Inflamm. Res. -2005. Vol.54, No.7. - P.273-280.

119. Hill B.G., Ramana K.V., Cai J. et al. Measurement and identification of S-glutathiolated proteins. // Methods Enzymol. 2010. - No.473.1. P.179-197.

120. Hochwald S.N., Harrison L.E., Rose D.M. et al. Gamma-Glutamyl transpeptidase mediation of tumor glutathione utilization in vivo. // J. Natl. Cancer Inst. 1996. - Vol.88, No.3-4. - P.193-197.

121. Holley S.L., Fryer A.A., Haycock J.W. et al. Differential effects of glutathione S-transferase pi (GSTP1) haplotypes on cell proliferation and apoptosis. // Carcinogenesis. 2007. - Vol.28, No.l 1. - P.2268-2273.

122. Huang Z., Komninou D., Kleinman W. et al. Enhanced levels of glutathione and protein glutathiolation in rat tongue epithelium during 4-NQO-induced carcinogenesis. // Int. J. Cancer. 2007. - Vol.120, No.7. -P.1396-1401.

123. Husain K., Scott R.B., Whitworth C. et al. Dose response of carboplatin-induced hearing loss in rats: antioxidant defense system. // Hear Res. -2001.-Vol. 151, No.1-2. P.71-78.

124. Husain K., Scott B., Whitworth C. et al. Time response of carboplatin-induced hearing loss in rat. // Hear Res. 2004. - Vol. 191, No.1-2. -P.l 10-118.

125. Husain K., Whitworth C., Hazelrigg S. et al. Carboplatin-induced oxidative injury in rat inferior colliculus. // Int. J. Toxicol. — 2003. — Vol. 22, No.5. P.335-342.

126. Husain K., Whitworth C., Rybak L.P. Time response of carboplatin-induced nephrotoxicity in rats. // Pharmacol. Res. 2004. - Vol. 50, No.3. -P.291-300.

127. Husain K., Whitworth C., Somani S.M. et al. Carboplatin-induced oxidative stress in rat cochlea. // Hear Res. 2001. - Vol. 159, No.1-2. -P. 14-22.

128. Husain K., Whitworth C., Somani S.M. et al. Partial protection by lipoic acid against carboplatin-induced ototocicity in rats. // Biomed. Environ. Sci. 2005. - Vol.18, No.3. - P. 198-206.

129. Ikeda Y., Taniguchi N. Gene expression of gamma-glutamyltranspeptidase. // Methods Enzymol. 2005. - No.401. - P.408-425.

130. Izzedine H., Launay-Vacher V., Karie S., et al. Is low-dose methotrexate nephrotoxic? Case report and review of the literature. // Clin. Nephrol. — 2005. Vol.64, No.4. - P.315-319.

131. Jahovic N., Cevik H., Sehirli A.O. et al. Melatonin prevents methotrexate-induced hepatorenal oxidative injury in rats. // J. Pineal Res. 2003. - Vol. 34, No.4. - P.282-287.

132. Jahovic N., Sener G., Cevik H. et al. Amelioration of methotrexate-induced enteritis by melatonin in rats. // Cell Biochem. Funct. — 2004. — Vol.22, No.3.-P.169-178.

133. Jeyapaul J., Jaiswal A.K. Nrf2 and c-Jun regulation of antioxidant response element (ARE)-mediated expression and induction of gamma-glutamylcysteine synthetase heavy subunit gene. // Biochem. Pharmacol. 2000. - Vol.59, No. 11. - P. 1433-1439.

134. Jones C.I., Zhu H., Martin S.F. et al. Regulation of antioxidants and phase 2 enzymes by shear-induced reactive oxygen species in endothelial cells. // Ann. Biomed. Eng. 2007. - Vol.35, No.5. - P.683-693.

135. Kaufmann Y., Spring P., Klimberg V.S. Oral glutamine prevents DMBA-induced mammary carcinogenesis via upregulation of glutathione production. // Nutrition. 2008. - Vol.24, No.5. - P.462-469.

136. Kayali R., Cakatay U., Ak<?ay T. et al. Effect of alpha-lipoic acid supplementation on markers of protein oxidation in post-mitotic tissues of ageing rat. // Cell Biochem. Funct. 2006. - Vol.24, No.l. - P.79-85.

137. Keating A.F., Sen N., Sipes I.G. et al. Dual protective role for glutathione S-transferase class pi against VCD-induced ovotoxicity in the rat ovary. // Toxicol. Appl. Pharmacol. 2010. - Vol.247, No.2. -P.71-75.

138. Kesik V., Uysal B., Kurt B. et al. Ozone ameliorates methotrexate-induced intestinal injury in rats. // Cancer Biol. Ther. 2009. - Vol.8, No. 17. - P. 1623-1628.

139. Kinnula K., Linnainmaa K., Raivio K.O. et al. Endogenous antioxidant enzymes and glutathione S-transferase in protection of mesothelioma cells against hydrogen peroxide and epirubicin toxicity. // Br. J. Cancer. 1998. - Vol.77, No.7. - P. 1097-1102.

140. Knouzy B., Dubourg L., Baverel G. et al. Targets of chloroacetaldehyde-induced nephrotoxicity. // Toxicolln Vitro. 2010. - Vol.24, No.l. -P.99-107.

141. Koch C.J., Evans S.M. Cysteine concentrations in rodent tumors: unexpectedly high values may cause therapy resistance. // Int. J. Cancer.- 1996. Vol.67, No.5. - P.661-667.

142. Kojima S., Takaba K., Kimoto N. Protective effects of glutathione on 5-fluorouracil-induced myelosuppression in mice. // Arch. Toxicol. 2003.- Vol.77, No.5. P.285-290.

143. Kolli V.K., Abraham P., Isaac B. et al. Neutrophil infiltration and oxidative stress may play a critical role in methotrexate-induced renal damage. // Chemotherapy. 2009. - Vol.55, No.2. - P.83-90.

144. Konig H., Härtel N., Schultheis B. et al. Enhanced Bcr-Abl-specific antileukemic activity of arsenic trioxide (Trisenox) through glutathione-depletion in imatinib-resistant cells. // Haematologica. 2007. - Vol.92, No.6. - P.838-841.

145. Kruk I., Michalska T., Kladna A. Formation of singlet oxygen during farmorubicin oxidation. // Chemosphere. 2001. - Vol. 44, No.7. -P.1565-1571.

146. Kurbacher C.M., Mallmann P.K. Chemoprotection in anticancer therapy: the emerging role of amifostine (WR-2721). // Anticancer Res. 1998. -Vol.18, No.3C. -P.2203-2210.

147. Langie S.A., Knaapen A.M., Houben J.M. et al. The role of glutathione in the regulation of nucleotide excision repair during oxidative stress. // Toxicol. Lett. -2007. Vol.168, No.3. -P.302-309.

148. Le C.T., Hollaar L., Van der Valk E.J. et al. Protection of myocytes against free radical-induced damage by accelerated turnover of the glutathione redox cycle. // Eur. Heart J. 1995. - Vol.16, No.4. - P.553-562.

149. Lee S.B., Kang K., Oidovsambuu S. et al. A polyacetylene from Gymnaster koraiensis exerts hepatoprotective effects in vivo and in vitro. // Food Chem. Toxicol. 2010. - Vol.48, No.l 1. - P.3035-3041.

150. Lee T.K., Li L., Ballatori N. Hepatic glutathione and glutathione S-conjugate transport mechanisms. // Yale J. Biol. Med. 1997. - Vol.70, No.4. -P.287-300.

151. Lee Y.Y., Kim H.G., Jung H.I. et al. Activities of antioxidant and redox enzymes in human normal hepatic and hepatoma cell lines. // Mol. Cells. 2002. - Vol.14, No.2. - P.305-311.

152. Lefevre G., Beljean-Leymarie M., Beyerle F. et al. Evaluation of lipid peroxidation by measuring thiobarbituric acid reactive substances. // Ann. Bioi. Clin. (Paris). 1998.-Vol.56, No.3.-P.305-319.

153. Lewis-Wambi J.S., Kim H.R., Wambi C. et al. Buthionine sulfoximine sensitizes antihormone-resistant human breast cancer cells to estrogen-induced apoptosis. // Breast Cancer Res. 2008. - Vol.10, No.6. - P.l-13.

154. Li Q., Engelhardt J.F. Interleukin-lbeta induction of NF-kappaB is partially regulated by H202-mediated activation of NF-kappaB-inducing kinase. // J. Biol. Chem. 2006. - Vol.281, No.3. - P. 1495-1505.

155. Li Q., Sanlioglu S., Li S. et al. GPx-1 gene delivery modulates NF-kappaB activation following diverse environmental injuries through a specific subunit of the IKK complex. // Antioxid. Redox. Signal. 2001. -Vol.3, No.3.-P.415-432.

156. Li S., Zhang J., Li J., Chen D. et al. Inhibition of both thioredoxin reductase and glutathione reductase may contribute to the anticancermechanism of TH-302. // Biol. Trace Elem. Res. 2010. - Vol.136, No.3. — P.294-301.

157. Lii C.K., Liu K.L., Cheng Y.P. et al. Sulforaphane and alpha-lipoic acid upregulate the expression of the pi class of glutathione S-transferase through c-jun and Nrf2 activation. // J. Nutr. 2010. - Vol.140, No.5. -P.885-892.

158. Links M., Lewis C. Chemoprotectants: a review of their clinical pharmacology and therapeutic efficacy. // Drugs. 1999. - Vol.57, No.3. -P.293-308.

159. Lou, M. F. The glutathione system. / Redox biochemistry. Banerjee R., ed. New Jersey, U.S.: John Wiley & Sons, 2008 - P.74-83.

160. Lowry O.H., Rosebrough N.J., Farr A.L., Randall R.J. Protein measurement with the Folin phenol reagent. // J. Biol. Chem. 1951. -Vol. 193, No.l. -P.265-275.

161. Lu G.D., Shen H.M., Chung M.C. et al. Critical role of oxidative stress and sustained JNK activation in aloe-emodin-mediated apoptotic cell death in human hepatoma cells. // Carcinogenesis. — 2007. Vol.28, No.9. - P. 1937-1945.

162. Lu S.C. Regulation of hepatic glutathione synthesis: current concepts and controversies. // FASEB J. 1999. - Vol. 13. - P. 1169-1183.

163. Lu S.C. Regulation of glutathione synthesis. // Mol. Aspects Med. -2009. Vol. 30, No. 1-2. - P. 42-59.

164. Mannervik B., Carlberg J., Larson K. Glutathione: Chemical, Biochemical and Medical Aspects. Part A. // By edit. D. Dolphin, O. Avramovic, R. Poulson. -N.Y.: John Wiley & Sons, 1989. P.475-516.

165. Manoharan S., Kolanjiappan K., Kayalvizhi M. Enhanced lipid peroxidation and impaired enzymic antioxidant activities in the erythrocytes of patients with cervical carcinoma. // Cell. Mol. Biol. Lett.- 2004. Vol.9, No.4A. - P.699-707.

166. Mantovani G., Maccio A., Madeddu C. et al. Reactive oxygen species, antioxidant mechanisms and serum cytokine levels in cancer patients: impact of an antioxidant treatment // J. Cell. Mol. Med. 2002. — Vol. 6, No. 4.-P. 570-582.

167. Marengo B'., De Ciucis C., Verzola D. et al. Mechanisms of BSO (L-buthionine-S,R-sulfoximine)-induced cytotoxic effects in neuroblastoma. // Free Radic. Biol. Med. 2008. - Vol.44, No.3. - P.474-482.

168. Markovic J., Garcfa-Gimenez J.L., Gimeno A. et al. Role of glutathione in cell nucleus. // Free Radic. Res. 2010. - Vol.44, No.7. - P,721-733.

169. Marnett L.J. Oxy radicals, lipid peroxidation and DNA damage. // Toxicology. 2002. - No. 181 -182. - P.219-222.

170. Meister A. Glutathione deficiency produced by inhibition of its synthesis, and its reversal; applications in research and therapy. // Pharmacol. Ther. 1991. - Vol. 51, No. 2. -P.155-194.

171. Meister A. Selective modification of glutathione metabolism. // Science.- 1983. Vol. 220, No.4596. - P.472-477.

172. Mena S., Benlloch M., Ortega A. et al. Bcl-2 and glutathione depletion sensitizes B16 melanoma to combination therapy and eliminates metastatic disease. // Clin. Cancer Res. 2007. - Vol.13, No.9. -P.2658-2666.

173. Meng Q., Peng Z., Chen L. et al. Nuclear Factor-KB modulates cellular glutathione and prevents oxidative stress in cancer cells. // Cancer Lett. -2010. Vol.299, No.l. - P.45-53.

174. Mila-Kierzenkowska C., Kedziora-Kornatowska K., Wozniak A. et al. The effect of brachytherapy on antioxidant status and lipid peroxidationin patients with cancer of the uterine cervix. // Cell. Mol. Biol. Lett. -2004. Vol.9, No.3. -P.511-518.

175. Mohrmann M., Ansorge S., Schmich U. et al. Toxicity of ifosfamide, cyclophosphamide and their metabolites in renal tubular cells in culture. // Pediatr. Nephrol. 1994. - Vol.8, No.2. - P. 157-163.

176. Mohrmann M., Ansorge S., Schonfeld B., Brandis M. Dithio-bis-mercaptoethanesulphonate (DIMESNA) does not prevent cellular damage by metabolites of ifosfamide and cyclophosphamide in LLC-PK1 cells. // Pediatr. Nephrol. 1994. - Vol.8, No.4. - P.458-465.

177. Moini H., Packer, L. Saris N.E. Antioxidant and prooxidant activities of alpha-lipoic acid and dihydrolipoic acid. // Toxicol. Appl. Pharmacol.2002. Vol.182, No.l. - P.84-90.

178. Morkunaite-Haimi, S., Kruglov, A.G., Teplova V.V. et al. Reactive oxygen species are involved in the stimulation of the mitochondrial permeability transition by dihydrolipoate. // Biochem. Pharmacol. —2003. Vol.65, No.l. - P.43-49.

179. Moss R.W. Do antioxidants interfere with radiation therapy for cancer? // Integr. Cancer Ther. 2007. - Vol.6, No.3. - P.281-292.

180. Moss R.W. Should patients undergoing chemotherapy and radiotherapy be prescribed antioxidants? // Integr. Cancer Ther. 2006. — Vol.5, No.l. -P.63-82.

181. Muldoon L.L., Walker-Rosenfeld S.L., Hale C. et al. Rescue from enhanced alkylator-induced cell death with low molecular weight sulfur-containing chemoprotectants. // J. Pharmacol. Exp. Ther. 2001. -Vol.296, No.3. - P.797-805.

182. Narang V.S., Pauletti G.M., Gout P.W. et al. Sulfasalazine-induced reduction of glutathione levels in breast cancer cells: enhancement of growth-inhibitory activity of Doxorubicin. // Chemotherapy. 2007. -Vol.53, No.3.-P.210-217.

183. Navarro J., Obrador E., Carretero J. et al. Changes in glutathione status and the antioxidant system in blood and in cancer cells associate with tumour growth in vivo. // Free Radic. Biol Med. — 1999. Vol.26, No.3-4. -P.410-418.

184. Navarro J., Obrador E., Pellicer J.A. et al. Blood glutathione as an index of radiation-induced oxidative stress in mice and humans. // Free Radic. Biol. Med. 1997. - Vol.22, No.7. - P. 1203-1209.

185. Numazawa S., Sugihara K., Miyake S. et al. Possible involvement of oxidative stress in 5-Fluorouracil-mediated myelosuppression in mice. // Basic Clin. Pharmacol. Toxicol. -2011. Vol.108, No. 1. -P.40-45.

186. Odom R.Y., Dansby M.Y., Rollins-Hairston A.M. et al. Phytochemical induction of cell cycle arrest by glutathione oxidation and reversal by N-acetylcysteine in human colon carcinoma cells. // Nutr. Cancer. — 2009. — Vol.61, No.3.-P.332-339.

187. Oktem F., Yilmaz H.R., Ozguner F. et al. Methotrexate-induced renal oxidative stress in rats: the role of a novel antioxidant caffeic acidphenethyl ester. // Toxicol. Ind. Health. 2006. - Vol. 22, No.6. - P.241-247.

188. Ookhtens M, Kaplowitz N. Role of the liver in interorgan homeostasis of glutathione and cyst(e)ine. // Semin. Liver Dis. 1998. - Vol.18, No.4. -P.313-329.

189. Ozkan A., Fiskin K. Protective effect of antioxidant enzymes against drug cytotoxicity in MCF-7 cells. // Exp. Oncol. 2006. - Vol.28, No.l. -P.86-88.

190. Packer L. Ed. Methods in enzymology. Vol. 252 Biothiols. Part B. Glutathione and Thioredoxin: Thiols in Signal Transduction and Gene Regulation. California, U.S.: Academic Press, 1995. - 382 P.

191. Pañi G., Galeotti T., Chiarugi P. Metastasis: cancer cell's escape from oxidative stress. // Cancer Metastasis Rev. 2010. - Vol.29, No.2. -P.351-378.

192. Paolicchi A., Pompella A., Tonarelli P. et al. Gamma-glutamyltranspeptidase activity in human ovarian carcinoma. // Anticancer Res. 1996. - Vol.16, No.5B. -P.3053-3058.

193. Pastore A., Federici G., Bertini E. et al. Analysis of glutathione: implication in redox and detoxification. // Clin. Chim. Acta. — 2003. — Vol.333, No.L-P.19-39.

194. Patel M.S., Packer L. Eds. Lipoic acid. Energy Production, Antioxidant Activity and Health Effects. N.Y.: CRC Press, 2008. - 532 P.

195. Pearson W.R. Phylogenies of glutathione transferase families. // Methods Enzymol. 2005. -No.401. - P. 186-204.

196. Perra A., Pibiri M., Sulas P. et al. Alpha-lipoic acid promotes the growth of rat hepatic pre-neoplastic lesions in the choline-deficient model. // Carcinogenesis. 2008. - Vol.29, No.l. - P. 161-168.

197. Phillips D.C., Woollard K.J., Griffiths H.R. The anti-inflammatory actions of methotrexate are critically dependent upon the production of reactive oxygen species. // Br. J. Pharmacol. 2003. - Vol.138, No.3. -P.501-511.

198. Poh Z.X., Goh K.P. A current update on the use of alpha lipoic acid in the management of type 2 diabetes mellitus. // Endocr. Metab. Immune Disord. Drug Targets. 2009. - Vol.9, No.4. - P.392-398.

199. Pompella A., Bánhegyi G., Wellman-Rousseau M. Eds. Thiol Metabolism and Redox Regulation of Cellular Functions. — Amsterdam, The Netherlands: IOS Press, 2002. 364 P.

200. Pompella A., De Tata V., Paolicchi A. et al. Expression of gamma-glutamyltransferase in cancer cells and its significance in drug resistance. // Biochem. Pharmacol. 2006. - Vol.71, No.3. -P.231-238.

201. Prabhu K.S., Reddy P.V., Jones E.C. et al. Characterization of a class alpha glutathione-S-transferase with glutathione peroxidase activity inhuman liver microsomes. // Arch. Biochem. Biophys. 2004. - Vol.424, No.l. — P.72-80.

202. Radjendirane V., Jaiswal A.K. Coordinated induction of the c-jun gene with genes encoding quinone oxidoreductases in response to xenobiotics and antioxidants. // Biochem. Pharmacol. 1999. - Vol.58, No.4. — P.597-603.

203. Rahman I., Yang S.R., Biswas S.K. Current concepts of redox signaling in the lungs. // Antioxid. Redox Signal. 2006. - Vol.8, No.3-4. -P.681-689.

204. Ray S., Roy K., Sengupta C. In vitro evaluation of protective effects of ascorbic acid and water extract of Spirulinaplantesis (blue green algae) on 5-fluorouracil-induced lipid peroxidation. // Acta. Pol. Pharm. 2007. - Vol.64, No.4. - P.335-344.

205. Ray S., Sengupta C., Roy K. Evaluation of ascorbic acid as suppressor of cyclophosphamide induced lipid peroxidation using common laboratory markers. // Acta. Pol. Pharm. 2005. - Vol.62, No.2. - P. 145-152.

206. Rebbeor J.F., Connolly G.C., Henson J.H. et al. ATP-dependent GSH and glutathione S-conjugate transport in skate liver: role of an Mrp functional homologue. // Am. J. Physiol. Gastrointest. Liver Physiol. — 2000. Vol.279, No.2. - P.417-425.

207. Reliene R., Schiestl R.H. Glutathione depletion by buthionine sulfoximine induces DNA deletions in mice. // Carcinogenesis. 2006. -Vol.27, No.2.-P.240-244.

208. Richie J.P. Jr, Komninou D., Albino A.P. Induction of colon tumorigenesis by glutathione depletion in p53-knock-out mice. // Int. J. Oncol. 2007. - Vol.30, No.6. - P. 1539-1543.

209. Riggins J.N., Pratt D.A., Voehler M. et al. Kinetics and mechanism of the general-acid-catalyzed ring-closure of the malondialdehyde-DNA adduct, N2-(3-oxo-l-propenyl)deoxyguanosine (N20PdG-), to 3-(2'

210. Deoxy-beta-D-erythro-pentofuranosy l)pyrimido 1,2-alpha.purin-10(3H)-one (MldG). // J. Am. Chem. Soc. 2004. - Vol.126, No.34. - P.10571-10581.

211. Roder-Stolinski C., Fischader G., Oostingh G.J. et al. Styrene induces an inflammatory response in human lung epithelial cells via oxidative stress and NF-kappaB activation. // Toxicol. Appl. Pharmacol. -2008. -Vol.231, No.2. P.241-247.

212. Rybak L.P., Husain K., Whitworth C. et al. Dose dependent protection by lipoic acid against cisplatin-induced ototoxicity in rats: antioxidant defense system. // Toxicol. Sci. 1999. - Vol.47, No.2. - P. 195-202.

213. Schwab M. Ed. Encyclopedia of Cancer (2nd edition). N.Y.: SpringerVerlag, 2008.-3236 P.

214. Schwerdt G., Kirchhoff A., Freudinger R. et al. Mesna or cysteine prevents chloroacetaldehyde-induced cell death of human proximal tubule cells. // Pediatr. Nephrol. 2007. - Vol. 22, No.6. - P.798-803.

215. Seefeldt T., Zhao Y., Chen W. et al. Characterization of a novel dithiocarbamate glutathione reductase inhibitor and its use as a tool to modulate intracellular glutathione. // J. Biol. Chem. 2009. - Vol.284, No.5. -P.2729-2737.

216. Selvakumar E., Hsieh T.C. Regulation of cell cycle transition and induction of apoptosis in HL-60 leukemia cells by lipoic acid: role in cancer prevention and therapy. // J. Hematol. Oncol. 2008. - No.l. -P.4.

217. Sen C.K. Cellular thiols and redox-regulated signal transduction. // Curr. Top. Cell. Regul. 2000. - Vol. 36. - P. 1-30.

218. Sen C.K., Sies H., Baeuerle P.A. Antioxidant and redox regulation of genes. California, USA: Academic Press, 2000. - 562 P.

219. Sener G., Ek§ioglu-Demiralp E., Cetiner M. et al. Beta-glucan ameliorates methotrexate-induced oxidative organ injury via its antioxidant and immunomodulatory effects. // Eur. J. Pharmacol. — 2006. -Vol. 542, No.1-3. -P.170-178.

220. Sener G., Ek§ioglu-Demiralp E., Cetiner M. et al. L-Carnitine ameliorates methotrexate-induced oxidative organ injury and inhibits leukocyte death. // Cell Biol. Toxicol. 2006. - Vol. 22, No.l. - P.47-60.

221. Sener G., Kabasakal L., Sehirli O. et al. 2-Mercaptoethane sulfonate (MESNA) protects against biliary obstruction-induced oxidative damage in rats. // Hepatol. Res. 2006. - Vol.35, No.2. - P.140-146.

222. Sener G., Sehirli O., Cetinel S. et al. Protective effects of MESNA (2-mercaptoethane sulphonate) against acetaminophen-induced hepatorenal oxidative damage in mice. // J. Appl. Toxicol. — 2005. Vol.25, No.l. — P.20-29.

223. Sener G., Sehirli O., Ercan F. et al. Protective effect of MESNA (2-mercaptoethane sulfonate) against hepatic ischemia/reperfusion injury in rats // Surg. Today. 2005. - Vol.35, No.7. - P.575-580.

224. Seo J.Y., Lee Y.S., Kim H.J. et al. Dehydroglyasperin C isolated from licorice caused Nrf2-mediated induction of detoxifying enzymes. // J. Agric. Food Chem. 2010. - Vol.58, No.3. - P. 1603-1608.

225. Shay K.P., Moreau R.F., Smith E.J. et al. Alpha-lipoic acid as a dietary supplement: molecular mechanisms and therapeutic potential. // Biochim. Biophys. Acta. 2009. - Vol.1790, No.10. - P. 1149-1160.

226. Sheehan D., Meade G., Foley V.M. et al. Structure, function and evolution of glutathione transferases: implications for classification ofnon-mammalian members of an ancient enzyme superfamily. // Biochem. J. 2001. - Vol.360, No. 1. - P. 1-16.

227. Shenvi S.V., Smith E.J., Hagen T.M. Transcriptional regulation of ratgamma-glutamate cysteine ligase catalytic subunit gene is mediatedthrough a distal antioxidant response element. // Pharmacol. Res. — 2009. Vol.60, No.4. - P.229-236.

228. Shibata T., Kokubu A., Gotoh M. et al. Genetic alteration of Keapl confers constitutive Nrf2 activation and resistance to chemotherapy in gallbladder cancer. // Gastroenterology. 2008. - Vol. 135, No.4. -P.1358-1368.

229. Sies H. Glutathione and its role in cellular functions. // Free Radie. Biol. Med. 1999. - Vol.27, No.9-10. -P.916-921.

230. Simbula G., Columbano A., Ledda-Columbano G.M. et al. Increased ROS generation and p53 activation in alpha-lipoic acid-induced apoptosis of hepatoma cells. // Apoptosis. 2007. — Vol. 12, No.l. — P.113-123.

231. Simone C.B., Simone N.L., Simone V. et al. Antioxidants and other nutrients do not interfere with chemotherapy or radiation therapy and can increase kill and increase survival, part 1. // Altern. Ther. Health Med. -2007. Vol.13, No.l. -P.22-28.

232. Simone C.B., Simone N.L., Simone V. et al. Antioxidants and other nutrients do not interfere with chemotherapy or radiation therapy and can increase kill and increase survival, part 2. // Altern. Ther. Health Med. -2007. Vol.13, No.2. — P.40-47.

233. Skinner R., Sharkey I.M., Pearson A.D. et al. Ifosfamide, mesna, and nephrotoxicity in children. // J. Clin. Oncol. 1993. - Vol.11, No.l. -P.173-190.

234. Skretkowicz J., Sekulska M., Danilewicz M., et al. Effect of some anticancer drugs and combined chemotherapy on renal toxicity // Biol. Signals.- 1996.- Vol.5,No.l.-P.51-58.

235. Somani S.M., Husain K., Whitworth C. et al. Dose-dependent protection by lipoic acid against cisplatin-induced nephrotoxicity in rats: antioxidant defense system. // Pharmacol. Toxicol. — 2000. — Vol.86, No.5. -P.234-241.

236. Son Y.O., Jang Y.S., Shi X. et al. Activation of JNK and c-Jun is involved in glucose oxidase-mediated cell death of human lymphoma cells. // Mol. Cells. 2009. - Vol.28, No.6. - P.545-551.

237. Souid A.K., Fahey R.C., Aktas M.K. et al. Blood thiols following amifostine and mesna infusions, a pediatric oncology group study. // Drug Metab. Dispos. 2001. - Vol.29, No. 11. - P. 1460-1466.

238. Springate J. Ifosfamide metabolite chloroacetaldehyde causes renal dysfunction in vivo. // J. Appl. Toxicol. 1997. - Vol.17, No.l. - P.75-79.

239. Springate J., Chan K., Lu H. et al. Toxicity of ifosfamide and its metabolite chloroacetaldehyde in cultured renal tubule cells. // In Vitro Cell Dev. Biol. Anim. 1999. - Vol.35, No.6. -P.314-317.

240. Springate J., Taub M. Ifosfamide toxicity in cultured proximal renal tubule cells. // Pediatr. Nephrol. 2007. - Vol. 22, No.3. - P.358-365.

241. Stankiewicz-Kranc A., Bielawska A., Bielawski K. et al. Proline analogue of nitrosourea as a new cytotoxic prodrug. // Arch. Pharm. (Weinheim). 2009. - Vol.342, No. 11. - P.632-639.

242. Stipanuk M.H., Dominy J.E. Jr, Lee J.I. et al. Mammalian cysteine metabolism: new insights into regulation of cysteine metabolism. // J. Nutr. -2006. Vol.136, No.6. - P. 1652-1659.

243. Stocks J., Gutteridge J.M., Sharp R.J. et al. Assay using brain homogenate for measuring the antioxidant activity of biological fluids. // Clin. Sci. Mol. Med. 1974. - Vol.47, No.3. - P.215-222.

244. Suckow M.A., Danneman P., Brayton C. The Laboratory Mouse. -N.Y.: CRC Press. Taylor & Francis Group, 2001.- 166 P.

245. Suzuki T., Takagi Y., Osanai H. et al. Pi class glutathione S-transferase genes are regulated by Nrf 2 through an evolutionarily conserved regulatory element in zebrafish. // Biochem. J. 2005. - Vol.388, No. 1. -P.65-73.

246. Tarloff J.B., Lash L.H. Eds. Toxicology of the Kidney (Third Edition). -N.Y.: CRC Press. Taylor & Francis Group, 2005. 1162 P.

247. Tormos C., Javier Chaves F., Garcia M.J. et al. Role of glutathione in the induction of apoptosis and c-fos and c-jun mRNAs by oxidative stress in tumor cells. // Cancer Lett. 2004. - Vol.208, No.l. - P.103-113.

248. Townsend D.M., Manevich Y., He L. et al. Novel role for glutathione S-transferase pi. Regulator of protein S-Glutathionylation following oxidative and nitrosative stress. // J. Biol. Chem. 2009. - Vol.284, No.l. — P.436-445.

249. Treon S.P., Chabner B.A. Concepts in use of high-dose methotrexate therapy. // Clin. Chem. 1996. - Vol.42, No.8. - P. 1322-1329.

250. Tripathi D.N., Jena G.B. Astaxanthin intervention ameliorates cyclophosphamide-induced oxidative stress, DNA damage and early hepatocarcinogenesis in rat: Role of Nrf2, p53, p38 and phase-II enzymes. // Mutat. Res. 2010. - Vol.696, No.l. - P.69-80.

251. Tripathi D.N., Jena G.B. Effect of melatonin on the expression of Nrf2 and NF-kappaB during cyclophosphamide-induced urinary bladder injury in rat. // J. Pineal Res. 2010. - Vol.48, No.4. - P.324-331.

252. Tsai C.W., Chen H.W., Yang J.J. et al. Diallyl disulfide and diallyl trisulfide up-regulate the expression of the pi class of glutathione S-transferase via an AP-1-dependent pathway. // J. Agric. Food Chem. — 2007.-Vol.55, No.3.-P.1019-1026.

253. Ursinini F., Maiorino M. Glutathione Peroxidases. // Encyclopedia of Biological Chemistry. Lennarz W.J., Lane M.D. Eds. London, U.K.: Elsevier, 2004. - Vol. 2, P. 224-228.

254. Vardi N., Parlakpinar H., Ates B. et al. Antiapoptotic and antioxidant effects of beta-carotene against methotrexate-induced testicular injury. // Fertil. Steril. 2009. - Vol.92, No.6. - P.2028-2033.

255. Veeramani S., Lin M.-F. Role of reactive oxygen species in carcinogenesis // Redox biochemistry. Banerjee, R., ed. New Jersey: John Wiley & Sons, 2008. -P.212-218.

256. Verschraagen M., Boven E., Torun E. et al. Pharmacokinetic behaviour of the chemoprotectants BNP7787 and mesna after an i.v. bolus injection in rats. // Br. J. Cancer. 2004. - Vol.90, No.8. - P. 1654-1659.

257. Visconti R., Grieco D. New insights on oxidative stress in cancer. // Curr. Opin. Drug Discov. Devel. 2009. - Vol. 12, No.2. - P.240-245.

258. Wagner T. Ifosfamide clinical pharmacokinetics. // Clin. Pharmacokinet. 1994. - Vol.26, No.6. - P.439-456.

259. Walko C.M., McLeod H. Pharmacogenomic progress in individualized dosing of key drugs for cancer patients. // Nat. Clin. Pract. Oncol. -2009. Vol.6, No.3. - P.153-162.

260. Wenzel U., Nickel A., Daniel H. Alpha-Lipoic acid induces apoptosis in human colon cancer cells by increasing mitochondrial respiration with a concomitant 02-*-generation. // Apoptosis. 2005. - Vol.10, No.2. - P. 359-368.

261. White A.T., Spence F.J., Chipman J.K. Glutathione depletion modulates gene expression in HepG2 cells via activation of protein kinase C alpha. // Toxicology. 2005. - Vol.216, No.2-3. - P. 168-180.

262. Willmore W.G., Storey K.B. Purification and properties of glutathione reductase from liver of the anoxia-tolerant turtle, Trachemys scripta elegans. // Mol. Cell Biochem. 2007. - Vol.297, No. 1-2. - P.139-149.

263. Xie C., Lovell M.A., Xiong S. et al. Expression of glutathione-S-transferase isozyme in the SY5Y neuroblastoma cell line increases resistance to oxidative stress. // Free Radic. Biol. Med. 2001. - Vol.31, No.l. -P.73-81.

264. Xu Y., Jiang N., Yu H. et al. Effect of glutathione combined with cisplatin and oxaliplatin on the proliferation and apoptosis of lung carcinoma cell line. // Toxicol. Mech. Methods. 2010. - Vol.20, No.8. - P.487-492.

265. Yadav U.C., Ramana K.V., Awasthi Y.C. et al. Glutathione level regulates HNE-induced genotoxicity in human erythroleukemia cells. // Toxicol. Appl. Pharmacol. 2008. - Vol.227, No.2. - P.257-264.

266. Yamasaki M., Kawabe A., Nishimoto K. et al. Dihydro-alpha-lipoic acid has more potent cytotoxicity than alpha-lipoic acid. // In Vitro Cell. Dev. Biol. Anim. 2009. - Vol.45, No.5-6. - P.275-280.

267. Yang P., Ebbert J.O., Sun Z. et al. Role of the glutathione metabolic pathway in lung cancer treatment and prognosis: a review. // J. Clin. Oncol. -2006. Vol.24, No.ll. - P. 1761-1769.

268. Yang Y., Yang Y., Xu Y. et al. Endothelial glutathione-S-transferase A4-4 protects against oxidative stress and modulates iNOS expression through NF-kappaB translocation. // Toxicol. Appl. Pharmacol. 2008. -Vol.230, No.2. -P.187-196.

269. Yaseen Z., Michoudet C., Baverel G. et al. In vivo mesna and amifostine do not prevent chloroacetaldehyde nephrotoxicity in vitro. // Pediatr. Nephrol. -2008. Vol. 23, No.4. -P.611-618.

270. Yaseen Z., Michoudet C., Baverel G. et al. Mechanisms of the ifosfamide-induced inhibition of endocytosis in the rat proximal kidney tubule. // Arch. Toxicol. 2008. - Vol. 82, No.9. - P.607-614.

271. Ye S.F., Hou Z.Q., Zhong L.M. et al. Effect of curcumin on the induction of glutathione S-transferases and NADP(H):quinone oxidoreductase and its possible mechanism of action. // Yao Xue Xue Bao. 2007. - Vol.42, No.4. - P.376-380.

272. Yeh C.T., Yen G.C. Induction of hepatic antioxidant enzymes by phenolic acids in rats is accompanied by increased levels of multidrug resistance-associated protein 3 mRNA expression. // J. Nutr. 2006. -Vol.136,No.L-P.11-15.

273. Yin W., Cheng W., Shen W. et al. Impairment of Na(+), K(+)-ATPase in CD95(APO-l)-induced human T-cell leukemia cell apoptosis mediated by glutathione depletion and generation of hydrogen peroxide. // Leukemia. 2007. - Vol.21, No.8. - P. 1669-1678.

274. Ypsilantis P., Lambropoulou M., Tentes I. et al. Mesna protects intestinal mucosa from ischemia/reperfusion injury // J. Surg. Res. -2006. Vol.134, No.2. - P.278-284.

275. Ypsilantis P., Tentes I., Anagnostopoulos K. et al. Mesna protects splanchnic organs from oxidative stress induced by pneumoperitoneum. // Surg. Endosc. 2009. - Vol.23, No.3. - P.583-589.

276. Yu J.C., Jiang Z.M., Li D.M. et al. Alanyl-glutamine preserves hepatic glutathione stores after 5-FU treatment. // Clin. Nutr. 1996. - Vol.15, No.5. -P.261-265.

277. Yu J.C., Jiang Z.M., Li D.M. Glutamine: a precursor of glutathione and its effect on liver. // World J. Gastroenterol. 1999. - Vol.5, No.2. -P.143-146.

278. Zaki E.L., Springate J.E., Taub M. Comparative toxicity of ifosfamide metabolites and protective effect of mesna and amifostine in cultured renal tubule cells. // Toxicol. In Vitro. 2003. - Vol. 17, No.4. - P.397-402.

279. Zhang J., Lu H. Ifosfamide induces acute renal failure via inhibition of the thioredoxinreductase activity. // Free Radie. Biol. Med. — 2007. — Vol. 43, No. 12.- P. 1574-1583.

280. Zhang Q., Pi J., Woods C.G. et al. Phase I to II cross-induction of xenobiotic metabolizing enzymes: a feedforward control mechanism for potential hormetic responses. // Toxicol. Appl. Pharmacol. 2009. — Vol.237, No.3. - P.345-356.

281. Zhang X., Zhao X., Ma Z. PYDDT, a novel phase 2 enzymes inducer, activates Keapl-Nrf2 pathway via depleting the cellular level of glutathione. // Toxicol. Lett. 2010. - Vol.199, No.l. - P.93-101.

282. Ziegler D., Ametov A., Barinov A. et al. Oral treatment with alpha-lipoic acid improves symptomatic diabetic polyneuropathy: the SYDNEY 2 trial. // Diabetes Care. 2006. - Vol.29, No.l 1. - P.2365-2370.