Доставка экспериментальных ДНК- и мРНК-вакцин против COVID-19 с помощью электропорации и струйной инжекции тема диссертации и автореферата по ВАК РФ 00.00.00, кандидат наук Кисаков Денис Николаевич

• Кисаков Денис Николаевич
• кандидат наук
• 2025

Оглавление диссертации кандидат наук Кисаков Денис Николаевич

ВВЕДЕНИЕ

ГЛАВА 1 ОБЗОР ЛИТЕРАТУРЫ

1.1 Вирус SARS-CoV-2

1.2 Вакцины на основе нуклеиновых кислот

1.3 Системы доставки ДНК- и мРНК-вакцин

1.3.1 Вирусные системы доставки

1.3.2 Невирусные системы доставки

ГЛАВА 2 МАТЕРИАЛЫ И МЕТОДЫ

2.1 МАТЕРИАЛЫ

2.1.1 Основные компоненты для приготовления питательных сред, реактивы, реагенты и прочие материалы

2.1.2 Бактериальные штаммы, культуры клеток, плазмиды, мРНКОшибка! Закладка не определена.

2.1.3 Штаммы вирусов...........................................................Ошибка! Закладка не определена.

2.1.4 Лабораторные животные

2.1.5 Программное обеспечение, используемое в работе

2.2 Методы

2.2.1 Приготовление компетентных клеток E. Coli

2.2.2 Heat-shock трансформация

2.2.3 Культивирование клеток E. coli штамма Neb Stable, трансформированных ДНК-вакцинной конструкцией

2.2.4 Работа с перевиваемыми культурами клеток

2.2.5 Трансфекция эукариотических клеток

2.2.6 Электрофоретический анализ ДНК в агарозном геле

2.2.7 Получение ДНК-конструкций

2.2.8 Синтез РНК

2.2.9 Выделение ДНК

2.2.10 Измерение концентрации нуклеиновых кислот

2.2.11 Инкапсуляция мРНК в ЛНЧ и определение физико-химических характеристик

2.2.12 Иммунизация мышей линии Balb/c ДНК pVAXrbd с использованием электропорации68

2.2.13 Иммунизация мышей линии Balb/c мРНК-GFP с использованием электропорации

2.2.14 Иммунизация мышей линии Balb/c для оптимизации протокола струйной инжекции

2.2.15 Иммунизация мышей линии Balb/c ДНК pVAXrbd с помощью струйной инжекции

2.2.16 Иммунизация мышей линии Balb/c мРНК-RBD с помощью струйной инжекции

2.2.17 Визуализация распределения мРНК с меткой Cy5 in vivo

2.2.18 Гистологические исследования

2.2.19 ИФА анализ

2.2.20 Вируснейтрализация SARS-CoV-2............................Ошибка! Закладка не определена.

2.2.21 Анализ вируснейтрализующей активности сывороток с использованием псевдовирусов

2.2.22 Проведение анализа ELISpot

2.2.23 Заражение животных SARS-CoV-2............................Ошибка! Закладка не определена.

2.2.24 Исследование протективной активности..................Ошибка! Закладка не определена.

2.2.25 Статистическая обработка полученных результатов

ГЛАВА 3 РЕЗУЛЬТАТЫ И ОБСУЖДЕНИЕ

3.1 Получение и характеризация ДНК- и мРНК-конструкций

3.2 Разработка оптимизированного протокола электропорации in vivo

3.2 Испытания протокола электропорации для введения ДНК-вакцины pVAXrbd, кодирующей рецепторсвязывающий домен SARS-CoV-2

3.3 Разработка протокола струйной инжекции для ДНК- и мРНК-конструкций

3.4 Испытания протокола струйной инжекции на примере доставки плазмиды pVAXrbd, кодирующей рецепторсвязывающий домен спайкового белка SARS-CoV-2

3.5 Испытания протокола струйной инжекции на примере доставки мРНК-RBD, кодирующей рецепторсвязывающий домен спайкового белка SARS-CoV-2

ЗАКЛЮЧЕНИЕ

ВЫВОДЫ

СПИСОК ЦИТИРОВАННОЙ ЛИТЕРАТУРЫ

СПИСОК ИСПОЛЬЗУЕМЫХ СОКРАЩЕНИЙ 3' UTR - 3' нетранслируемый регион; 5' UTR - 5' нетранслируемый регион;

hACE2 - человеческий ангиотензинпревращающий фермент 2;

BSA (Bovine serum albumin) - бычий сывороточный альбумин;

CD (cluster of differentiation) - Кластер дифференцировки;

CTL (Cytotoxic T Cell) - цитотоксические Т-лимфоциты;

DAMP - молекулы молекулярного паттерна, связанными с повреждением

клеток;

DMEM (Dulbecco's Modified Eagle Medium) модифицированная среда Игла Дульбекко;

DOTMA - 1,2-di-O-octadecenyl-3-trimethylammonium propane, 1,2-ди-О-

октадецен-3-метиламмонийпропан;

FBS (Fetal Bovine Serum) - фетальная бычья сыворотка;

GFP (green fluorescent protein) -зелёный флуоресцентный белок;

HEK293 - культура клеток почки эмбриона человека;

HLA (Human Leukocyte Antigens) - система тканевой совместимости человека; HMGB1 (high-mobility group protein B1) - белок из группы ядерных негистоновых белков HMG;

HSA (human serum albumin) - человеческий сывороточный альбумин;

ICS (Intracellular Cytokine Staining) - внутриклеточное окрашивание

цитокинов;

IFN у (Interferon y) - интерферон гамма; IL (Interleukin) - интерлейкин;

LAMP-1 (lysosomal-associated membrane protein 1) - гликопротеин лизосомальной мембраны 1; LF - Lipofectamine 3000;

MHC (major histocompatibility complex) главный комплекс гистосовместимости;

NK (natural killer) - натуральные киллеры;

NLR (NOD-like receptor) - NOD-подобный рецептор;

PAMAM (polyamidoamine) - полиамидоамин;

PBS (phosphate-buffered saline) - фосфатно-солевой буфер;

PBST - фосфатный буферный физиологический раствор с Tween 20;

PRLR - пролактиновый рецептор;

RAGE - рецептор конечных продуктов гликирования;

RBD - рецептор-связывающий домен белка S SARS-CoV-2;

TCID50 - 50% тканевая цитопатическая доза;

Th (T-helpers) - Т-хелперные клетки, Т-хелперы;

Th1 - T-хелперные клетки 1 типа;

Th2 - T-хелперные клетки 2 типа;

TLR (Toll-like receptor) - толл-подобный рецептор;

TMPRSS2 - трансмембранной сериновой протеазы 2;

TNF (Tumor necrosis factor) - фактор некроза опухоли;

А.О. - аминокислотный остаток;

АПК - антигенпрезентирующих клеток;

БСА - бычий сывороточный альбумин;

В/К - внутрикожно;

В/М - внутримышечно;

ВОЗ - Всемирная организация здравоохранения;

ВПЧ - вирусоподобные частицы;

ДМВ - двухмембранные везикулы;

ДНК - дезоксирибонуклеиновая кислота;

ИФА - иммуноферментный анализ;

кДа - килодальтон;

кДНК - комплементарная дезоксирибонуклеиновая кислота;

ЛД50 - средняя доза вещества, вызывающая гибель половины членов

испытуемой группы;

ЛНЧ - липидные наночастицы;

МКА - моноклональные антитела; НК -Нуклеиновые кислоты; ОП - оптическая плотность;

ОТ-ПЦР - полимеразная цепная реакция с обратной транскрипцей;

П.О. - пары оснований (синонимично: п.н. - поры нуклеотидов);

ПААГ - полиакриламидный гель;

ПЦР - полимеразная цепная реакция;

ПЭГ - Полиэтиленгликоль;

РНК - рибонуклеиновая кислота;

С/И - струйная инжекция;

УФ - ультрафиолет;

ЭП - электропорация.

Введение диссертации (часть автореферата) на тему «Доставка экспериментальных ДНК- и мРНК-вакцин против COVID-19 с помощью электропорации и струйной инжекции»

ВВЕДЕНИЕ

Пандемия COVID-19 стимулировала разработку ДНК- и мРНК-вакцин [1,2]. Вакцины на основе матричной РНК были одними из первых, лицензированных для использования против этого заболевания [1,2]. В 2021 г. для профилактики COVID-19 была также одобрена первая ДНК-вакцина ZyCoV-D, разработанная индийской компанией Zydus Lifesciences Ltd [3,4].

ДНК- и мРНК-вакцины способны индуцировать как Т-клеточный, так и гуморальный иммунитет. Разработка и производство их значительно быстрее, проще и безопаснее, чем производство аттенуированных, субъединичных и векторных вакцин. При этом, варьируя антиген-кодирующей частью вакцины, её можно быстро адаптировать к борьбе с новыми патогенами [5]. Платформы на основе нуклеиновых кислот позволяют разрабатывать синтетические консенсусные иммуногены, полиэпитопные и мозаичные иммуногены для создания «универсальных» вакцин, направленных сразу против нескольких разных патогенов [6-9].

К недостаткам ДНК- и мРНК-вакцин относится их низкая иммуногенность при введении в виде «голой» нуклеиновой кислоты (то есть без использования специальных систем доставки) [5,10,11].

Исследования в области вакцин на основе нуклеиновых кислот проводятся уже на протяжении 30 лет и продолжают активно развиваться по сей день. Для повышения иммуногенности существуют два основных пути:

1) Методы молекулярной оптимизации увеличения биосинтеза белка, а

вследствие и иммуногенности мРНК и ДНК-вакцин, такие как оптимизация

7

кодоновой последовательности нуклеиновой кислоты (для повышения стабильности молекул, эффективности экспрессии), минимизирование неспецифических реакций, индуцируемых НК (в частности через ТLR рецепторы), выбор нетранслируемых областей и лидерных пептидов, способных направить белок на секрецию из клетки, а также другие подходы.

2) Системы доставки, которые способны значительно увеличить процент трансфецированных мишеней, экспрессирующих иммуноген и усилить иммуногенность вакцины за счет адъювантных свойств.

Задачи, связанные с разработкой новых иммуногенов, в значительной степени уже решены. Для усиления иммунного ответа, вызванного ДНК-вакцинами, совместно с ними вводят различные адъюванты, например, плазмиды, кодирующие синтез цитокинов, гранулоцитарно-макрофагального колониестимулирующего фактора и других. В то же время системы доставки иммуногена иммунокомпетентным клеткам требуют дальнейших исследований. За последние годы было предложено несколько подходов доставки, включая упаковку в липидные наночастицы и в поликатионные полимеры, доставку с помощью электропорации, генной пушки и безыгольной струйной инжекции [3,12-14]. Электропорация и струйная инжекция -привлекательные методы доставки, которые легко реализуемы технологически и позволяют существенно повысить иммуногенность ДНК- и мРНК-вакцин, одновременно снижая их реактогенность [15,16].

Данная работа направлена на изучение и разработку физических методов доставки вакцин в макроорганизм на основе нуклеиновых кислот с помощью электропорации и струйной безыгольной инжекции.

Цель исследования

Основная цель настоящей работы заключалась в исследовании потенциала физических методов доставки экспериментальных ДНК- и мРНК-вакцин методами электропорации и струйной инжекции в организм лабораторных животных.

Задачи исследования

Для достижения поставленной цели необходимо было решить следующие задачи:

1. Получить экспериментальные ДНК- и мРНК-вакцины, кодирующие рецепторсвязывающий домен (RBD) белка S вируса SARS-COV-2, штамм Wuhan Hu-1.

2. Разработать и оптимизировать протоколы электропорации с использованием модельных конструкций phMGFP и мРНК-GFP на мышах линии BALB/c.

3. Разработать и оптимизировать протоколы струйной инжекции с использованием модельных конструкций phMGFP и мРНК-GFP на мышах линии BALB/c.

4. Исследовать иммунный ответ у мышей линии BALB/c на экспериментальную ДНК-вакцину pVAXrbd, кодирующую

рецепторсвязывающий домен спайкового белка SARS-CoV-2, доставленную с помощью электропорации и струйной инжекции.

5. Провести сравнительную оценку иммуногенности экспериментальной мРНК-вакцины, кодирующей рецепторсвязывающий домен спайкового белка SARS-CoV-2, доставленную с помощью струйной инжекции и липидных наночастиц (ЛНЧ).

Научная новизна и практическая ценность работы Разработан и оптимизирован протокол электропорации (ЭП) области четырёхглавой мышцы мышей линии BALB/c in vivo: прямой и обратной полярности прямоугольные импульсы постоянного тока в количестве трёх импульсов, напряжение 12 В, интервалы 30 мс и 950 мс, с ограничением по силе тока 45 мА. Этот протокол был использован для усиления иммуногенности экспериментальной плазмидной ДНК-вакцины pVAXrbd. Полученные результаты демонстрируют существенное повышение уровня формирования специфического гуморального иммунного ответа, проявленное в 16-кратном увеличении среднего титра RBD-специфических антител и более чем 20-кратное увеличение вируснейтрализующих антител по сравнению с внутримышечным введением ДНК-вакцины. Аналогичная ситуация была также выявлена в отношении клеточного иммунного ответа, где количество спотобразующих клеток на 106 клеток увеличилось в 7 раз.

Разработан протокол безыгольной струйной инжекции (СИ) области четырёхглавой мышцы мышей линии BALB/c. Показано, что наибольшая

иммунногенность достигается при введении вакцины под прямым углом к месту инжекции, объём препарата 50 мкл, скорость струи - 220 метров в секунду, давление 6,5 бар, время инжекции 0,33 мс. Протокол С/И был применен для иммунизации животных плазмидной экспериментальной ДНК-вакцины рУАХгЬё с последующей оценкой гуморального ответа с помощью иммуноферментного анализа (ИФА) и оценкой эффективности защитного эффекта вакцинации. В результате исследования эффективности вакцины рУАХгЬё на модели инфекции СОУГО-19, вызываемой 50ИД50 Гамма-вариантом 8АЯ8-СоУ-2 (ЪСоУ-19/Яш51а/8А-17620-080521/2021) в организме лабораторных животных (мыши линии БАЬБ/с) было установлено, что вакцина рУАХгЬё демонстрирует протективный эффект при введении в дозах 50, 100, 200 мкг, приводя к 5-10 кратному снижению вирусной нагрузки в тканях лёгких в сравнении с контролем. Наибольшее снижение вирусной нагрузки (число копий вирусной РНК) наблюдалось в группах, которая получила вакцину в дозе 100 и 200 мкг рУАХгЬё.

Одними из первых в мире выполнена черескожная иммунизация животных мРНК-вакциной с помощью струйной инжекции на примере мРНК-ИББ, кодирующей рецепторсвязывающий домен белка Б вируса БАКБ-СоУ-2. Такая иммунизация приводит к выработке высоких титров специфических антител с вируснейтрализующей активностью, индуцирует Т-клеточный ответ и снижает вирусную нагрузку в легких мышей линии БАЬБ/с после заражения 8АЯ8-СоУ-2 (ИСоУ-19/Кшв1а/8А-17620-080521/2021). Уровни гуморального

и Т-клеточного иммунного ответа у мышей, иммунизированных мРНК с помощью СИ, были сопоставимы с таковыми у животных, которым вводили мРНК-RBD, инкапсулированную в липидные наночастицы (ЛНЧ). Полученные нами результаты свидетельствуют о том, что струйная инжекция может быть альтернативой ЛНЧ для доставки мРНК-вакцин.

Основные положения, выносимые на защиту

1. Физические методы доставки нуклеиновых кислот, такие как струйная безыгольная инжекция и электропорация, обеспечивают иммуногенность ДНК-вакцин, индуцируя оба компонента иммунного ответа.

2. Экспериментальная ДНК-вакцина pVAXrbd, кодирующая рецепторсвязывающий домен спайкового белка вируса SARS-CoV-2 (Wuhan Hu-1), обеспечивает формирование высокого как гуморального, так и клеточного иммунного ответа у лабораторных животных, иммунизированных с помощью метода электропорации.

3. Экспериментальная ДНК-вакцина pVAXrbd, кодирующая рецепторсвязывающий домен спайкового белка вируса SARS-CoV-2 (Wuhan Hu-1), введенная мышам линии BALB/c с помощью струйной инжекции, обеспечивает формирование обоих звеньев иммунитета и снижает вирусную нагрузку Гамма-варианта SARS-CoV-2 в тканях лёгких иммунизированных животных.

4. Струйная безыгольная чрескожная инжекция обеспечивает иммунный ответ мРНК-КБВ-вакцины, сопоставимый с мРНК-КБВ-вакциной, инкапсулированной в ЛНЧ.

Степень достоверности и апробация результатов По результатам диссертации опубликовано: 6 статей в ведущих рецензируемых научных журналах, рекомендованных ВАК Министерства образования и науки РФ для защиты диссертаций, 12 тезисов докладов на всероссийских и международных конференциях. Результаты исследования прошли многократную экспертизу и были представлены на нескольких научных конференциях: Международная конференция ОрепБю (Кольцово, 2021); 64-я Всероссийская научная конференция МФТИ (Москва, 2021); научная конференция «Молодёжное научное творчество - эффективный путь подготовки медико-биологических кадров» (Бишкек, 2022); вторая Санкт-Петербургская молодежная школа-конференция с международным участием «Актуальные вопросы эпидемиологии, иммунологии, профилактики и лечения СОУГО-19» (Санкт-Петербург, 2022); X Международная конференция ОрепБю (Кольцово, 2023); X Юбилейный конгресс ЕвроАзиатского общества по инфекционным болезням (Санкт-Петербург, 2024); Всероссийская научно-практическая конференция, посвященная 105-летию создания ФБУН ННИИЭМ им. академика И.Н. Блохиной Роспотребнадзора (Нижний Новгород, 2024).

Таким образом полученные результаты являются достоверными и опираются на экспериментальные и литературные данные.

Личный вклад автора

Основная часть экспериментальной работы выполнена лично автором, в том числе: проведен анализ литературы, изучена степень разработанности проблемы с определением цели, задач исследования и его дизайна, проведено молекулярное клонирование, ПЦР, электрофорез; культивирование культур клеток Е.СоН и НЕК293Т; изучение биораспределения меченой РНК, оценка флуоресценции phMGFP и мРНК-GFP; работа с животными (иммунизация животных, забор крови и подготовка сывороток); анализ и статистическая обработка данных.

При участии автора проводилось конструирование, синтез и выделение ДНК-конструкций совместно Рудометовым А.П., Боргояковой М.Б.; синтез мРНК с Шарабриным С.В.; иммуноферментный анализ, вируснейтрализация, ELISpot совместно с Боргояковой М.Б., Старостиной Е.В. Анализ образцов с помощью электронной микроскопии и гистологические исследования выполнены сотрудниками отдела микроскопических исследований; работы с вирусом SARS-CoV-2 проведены специалистами отдела «Коллекция микроорганизмов».

Благодарности

Автор работы выражает особую благодарность научном руководителям Ильичеву А.А. и Сергееву А.А. Автор искренне благодарен сотрудникам

отдела биоинженерии: в.н.с. Карпенко Л.И., м.н.с. Кисаковой Л.А., в.н.с. Рудометову А.П., с.н.с. Рудометовой Н.Б., с.н.с. Старостиной Е.В., н.с. Боргояковой М.Б., н.с. Шарабрину С.В., старшему лаборанту Слесаренко Л.В., лаборанту-исследователю Ануфриковой О.А., м.н.с. Яковлеву В.А., м.н.с. Тигеевой Е.В.; сотрудникам отдела «Микроскопических исследований» зав. отделом Таранову О.С., м.н.с. Ивлевой Е.К., сотрудникам отдела «Коллекции микроорганизмов» с.н.с. Зайковской А.В., м.н.с. Кудрову Г.А. и в.н.с. Пьянкову О.В. .

Структура и объём диссертации:

Диссертационная работа состоит из введения, обзора литературы, описания материалов и методов, результатов и их обсуждения, выводов и списка цитируемой литературы. Работа изложена на 163 страницах, включает 34 рисунков, 6 таблиц, 1 приложение. Список литературы включает 288 источника

ГЛАВА 1 ОБЗОР ЛИТЕРАТУРЫ

1.1 Вирус 8АЯ8-СоУ-2

Пандемия СОУГО-19 вызванная коронавирусом (8АЯ8-СоУ-2) спровоцировала широкий спектр медицинских, социальных и экономических проблем. Коронавирусы — это тип оболочечных одноцепочечных вирусов с положительной РНК (+8вКЫА), 4 группа по Балтимору. Коронавирусы генетически разнообразны и обладают самыми большими геномами (26,4-31,7 кб) среди всех известных РНК-вирусов. Геном кодирует 16 неструктурных (пБр1-16), 4 структурных (Б, М, N и Е) и 11 вспомогательных белков (ОКЕЗа, ОЯБЗЬ, ОЯЕЗс, ОЯБЗё, ОЯБ6, ОЯБ7а, ОКБ7Ь, ОИББ, ОКБ9Ь, ОЯЕ9с и ОЯБЮ) [17,18].

Согласно актуальной версии таксономии 1СТУ (Международный комитет по таксономии вирусов) SARS-CoV-2 относится к виду Бе1асогопау1гш ра^етюит изотряда Nidovirales, семейства коронавирусов Coronaviridae, подсемейства Orthocoronavirinae, рода Betacoronavirus, подрода Sarbecovirus (Рисунок 1) [19,20].

Рисунок 1. Таксономическое положение вируса В&асогопау1гш ра^вт1сит (8ЛЯ8-СоУ-2).

К этому роду также относятся вирусы БАЯБ-СоУ (2002 г.) и МЕЯБ-СоУ (2012 г.), вызывающие тяжёлый острый респираторный синдром и ближневосточный респираторный синдром соответственно [21-24].

Репликативный цикл 8АКБ-СоУ-2

Белок Б (180-200 кДа, 1273 аминокислоты) располагается на поверхности вириона в виде тримера, образуя выпуклую «головку» и «стебель». Каждый тример покрыт 66 гликанами, которые препятствуют распознаванию вируса иммунной системой хозяина и помогают вирусу прикрепиться. В белке Б есть 2 субъединицы: отвечает за связывание с рецептором, а Б2 отвечает за слияние вируса с мембраной клетки хозяина. Основными доменами субъединицы являются К-концевой домен и рецепторсвязывающий домен (ИББ).

Коронавирусы проникают в клетку в результате двух последовательных событий (рисунок 2): (1) вирусный гликопротеин Б, расположенный на поверхности 8АЯ8-СоУ-2, взаимодействует со своим рецептором на поверхности клетки ангиотензинпревращающим фермент 2 (ИАСЕ2), через Б1 субъединицу [25,26]. В нативной конформации субъединица «обволакивает» субъединицу Б2, которая образует центр белка. Затем (2) белок Б трансформируется в активную форму, с помощью трансмембранной сериновой протеазы 2 (ТМРЯ882) клетки-хозяина, обеспечивающей расщепление белка Б на Б1и Б2 [27-35]. После расщепления субъединицы внутри субъединицы Б2 происходят масштабные перестройки. Эктодомен белка-шипа меняет конформацию с открытой на закрытую, и в открытой конформации ЯБЭ взаимодействует с АСЕ2 у людей. В результате этого процесса пептид слияния (БР) высвобождается и интегрируется в мембрану клетки-хозяина. Этот открытый участок способствует слиянию вирусной оболочки с мембраной клетки-хозяина, позволяя вирусу проникнуть в клетку-хозяина.

После проникновения белок N облегчает высвобождение вирусной РНК посредством диссоциации капсида [27]. Белок N отделяется от положительного (+) РНК-генома вируса, инициируя строго регулируемую программу репликации и экспрессии вирусного генома как в пространстве, так и во времени [36,37].

Далее наступает этап транскрипции неструктурных белков в виде двух крупных полипротеинов (рр1а и рр1Ь) сразу после проникновения вируса в клетку, которые подвергаются дальнейшему процессингу на 16 зрелых неструктурных белков (шр1-16) Мрго и папаин-подобной протеазой (РЬрго) [25,27,35,38-47]

Для транскрипции структурных и вспомогательных белков коронавирусы образуют специальные репликационные органеллы — ДМВ (двухмембранные везикулы), представляющие собой ретикуло-везикулярную сеть двухмембранных везикул с взаимосвязанными внешними мембранами [35,38,48-50].

Процессы репликации и транскрипции субгеномной РНК коронавирусов происходят в репликационно-транскрипционных комплексах с помощью РНК-зависимой РНК-полимеразы (шр2-16) в ДМВ [25,31,40,51,52].

Наряду с трансляцией неструктурных белков в клетке немедленно происходит накопление полноразмерных антисмысловых геномных копий, которые используются в качестве матриц для формирования новых смысловых геномных РНК [27].

Структурные и вспомогательные белки синтезируются и перемещаются сначала в промежуточный компартмент между ЭПР и аппаратом Гольджи (ЕЯ-Оо^), а затем мигрируют в аппарат Гольджи, где происходит формирование зрелого вириона. Вирион высвобождается из клетки путем конститутивного экзоцитоза [27,33-35,38].

Во время созревания вириона при прохождении эндоцитарного пути в условиях отсутствия расщепления 81/82 активация S2' возможна катепсинами

(катепсин Ь). То есть коронавирусы могут сливаться с клеточной плазматической мембраной или эндосомами [53].

Рисунок 2. Жизненный цикл БАЯБ-СоУ^ и мишени для создания вакцин. Поверхность вируса покрыта белком 8 (состоящим из 81 и 82 субъединиц), который взаимодействует с рецептором ИАСЕ2 и активирует слияние вируса с клеточной мембраной после расщепления протеазой клеточной поверхности ТМРЯББ2 (1). Геномная РНК, освобождается от нуклеокапсида и попадая внутрь клетки, немедленно распознается рибосомой, происходит трансляция полипротеинов (рр1а и рр1Ь); их процессинг в отдельные неструктурные белки (шр-1-16) (2). Образование двухмембранных везикул (ДМВ) происходит в мембранах эндоплазматического ретикулума со сборкой репликационно-транскрипционного комплекса в ДМВ (3). Геномная смысловая РНК сначала преобразуется в оц(-)РНК форму с образованием геномных и субгеномных РНК (4), а затем в смысловую форму геномной РНК и субгеномных мРНК (5). Субгеномные мРНК транслируются в

эндоплазматическом ретикулуме в структурные и вспомогательные белки (6). Геномная РНК взаимодействует с белком N образуя нуклеокапсид (7), который соединяется со структурными белками, образуя вирион (8). Зрелый вирион (9) высвобождается из клетки путем экзоцитоза. Мишени: I -гликопротеин S; II - рецепторсвязывающий домен (RBD); III - белок N.

Полные геномы SARS-CoV-2 и SARS-CoV (рисунок 3) имеют достаточно высокую гомологию, что даёт основания говорить о сходстве механизмов проникновения этих вирусов в клетки человека [50].

Рисунок 3. Структура генома SARS-CoV-2 и SARS-CoV.

Вирусная оболочка состоит из липидного бислоя, в котором закреплены структурные белки мембраны (М), оболочки (Е) и поверхностного гликопротеина Внутри оболочки находится нуклеокапсид, который образуется из множества копий белка нуклеокапсида (Ы), связанных с РНК-геномом (рисунок 4). Соотношение белков S/E/M/N составляет 20:1:300:100 [50].

Рисунок 4. Структура вириона БЛКБ-СоУ-2. Взаимодействие рецепторсвязывающего домена (ЯБЭ) с ангиотензинпревращающим ферментом 2 (ИЛСЕ2).

Белок Б играет важную роль в прикреплении коронавирусов к клеточному рецептору, слиянии и проникновении в клетку-хозяина. Для БЛЯБ-СоУ^ и БЛЯБ-СоУ рецептором Б белка является ИЛСЕ2. Однако БЛЯБ-СоУ^ имеет гораздо более широкий тропизм к хозяину, чем БЛЯБ-СоУ, вызывая инфекции у различных видов млекопитающих [54]. Поэтому именно белок Б рассматривается как наиболее подходящая мишень для разработки вакцины, способной индуцировать образование вируснейтрализующих антител [55]. Известно, что S-белок содержит фрагменты, которые могут вызывать антителозависимое усиление инфекции, поэтому некоторые исследователи считают, что безопаснее использовать только его рецепторсвязывающий домен [56-63].

Важным фактором, влияющим на эффективность стимуляции гуморального ответа и нейтрализующей активности антител, является степень мультимеризации белков вирусных антигенов. Показано, что иммуногены на основе димерных и мультимерных производных белковых рецепторов, а именно рецепторсвязывающего домена S белка (RBD), индуцируют

значительно более высокий титр нейтрализующих антител [55,64].

21

К настоящему времени уже существует несколько успешно применяемых вакцин, однако ведется поиск новых вариантов и методов их доставки.

1.2 Вакцины на основе нуклеиновых кислот

В области вакцин на основе нуклеиновых кислот в последние несколько лет достигнуты значительные успехи. ДНК- и мРНК-вакцины становятся перспективной альтернативой другим типам вакцин, основанным на живом или инактивированном вирусе, субъединичных белках, вирусоподобных частицах, векторных вакцинах. Среди ряда лицензированных вакцин против COVID-19 особая роль принадлежит вакцинам на основе матричной РНК. Такими вакцинами за последние 4 года вакцинировано более миллиарда человек. Все они вводились пациентам в виде инкапсулированных в липидные наночастицы молекул мРНК [65]. Необходимость инкапсуляции как метода доставки мРНК связана с тем, что «голая» мРНК по своей природе нестабильна и склонна к быстрой деградации рибонуклеазами [66]. Эти вакцины продемонстрировали высокую эффективность и весьма приемлемую безопасность, но при этом научное сообщество осознает и недостатки вакцин на основе мРНК, и один из них заключается в способе доставки. Несмотря на то, что доставка мРНК с помощью липидных наночастиц оказалась весьма эффективной, вскрылись определённые недостатки комплексов мРНК-ЛНЧ, связанные как со сложностью хранения и логистики таких вакцин (при -800 С), так и с побочными поствакцинальными явлениями. Считается, что эти явления связаны с природой липидов. В частности, катионные липидные наночастицы могут прикрепляться к поверхности клетки, тем самым способствуя невозвратной дестабилизации плазматической мембраны, вызывая побочные эффекты у вакцинированного человека [67-69]. Они могут вызывать аллергическую реакцию. Кроме того, описаны случаи реакций, характеризующихся перикардитом, миокардитом, лицевым параличом, тромбозами, тромбоэмболией и другими симптомами [67,68].

Для доставки мРНК исследуются различные формы поликатионных носителей, полимерные и полипептидные системы, дендримеры, наночастицы золота, а также системы, основанные на физических принципах (электропорация, сонопорация, магнитные наночастицы, струйная инжекция и др.) [70-72]. Считается, что разработка более совершенных и одновременно простых и безопасных методов доставки позволит решить проблемы, присущие на данный момент вакцинам на основе мРНК [73].

Вакцины на основе мРНК считаются перспективной платформой, однако имеется альтернатива - ДНК-вакцины. Благодаря нескольким важным преимуществам ДНК-вакцины занимают особое место среди различных вакцинных платформ. В отличие от мРНК-вакцин, ДНК-вакцины обладают большей стабильностью. Необходимо признать, что оба подхода имеют определенные преимущества и недостатки, которые могут быть важны для решения различных задач в медицине. Массовое производство ДНК- и мРНК-вакцин является недорогим, быстрым и масштабируемым. Конструирование плазмиды, получение штамма-продуцента, ферментацию и очистку плазмиды можно осуществить в течение 2-4 недель [74]. Технология производства таких вакцин не требует сложных манипуляций или работы с опасными патогенами, что значительно облегчает процесс их создания и снижает стоимость производства (рисунок 5).

Рисунок 5. Общая схема разработки прототипа ДНК- и мРНК-вакцин.

Первая ДНК-вакцина ZyCoV-D для введения людям была лицензирована в 2021 году, когда компания Zydus Lifesciences Ltd (Индия) получила одобрение на ограниченное использование этой вакцины в чрезвычайных ситуациях.

В настоящее время проводятся клинические испытания множества кандидатных ДНК-вакцин против различных вирусных и бактериальных заболеваний, включая вакцины против инфекции вируса иммунодефицита человека (ВИЧ) [75], гриппа [76], хантавирусной инфекции [77], альфавирусной инфекции [78], лихорадки Зика (ZIKV) [79], лихорадки Западного Нила [80], лихорадки Эбола [81,82], COVID-19 [83,84], малярии, токсоплазмоза, туберкулёза и др. [85-90].

Среди основных достоинств ДНК-вакцин следует отметить следующие:

• ДНК-вакцины относительно стабильны, что выгодно отличает их от мРНК-вакцин, требующих хранения при низких температурах [91].

• ДНК-вакцины используют механизм транскрипции и трансляции клетки-хозяина для экспрессии генов, что позволяет обеспечить нативную структуру этих белковых соединений благодаря посттрансляционным модификациям [92].

• Эндогенный синтез иммуногенов ведёт к их протеасомному, либо лизосомальному лизису и последующему связыванию коротких пептидов с MHC I или MHC II класса. Таким образом, происходит активация как гуморального, так и клеточного звена иммунитета.

• Благодаря методикам, которые обеспечивают простую замену целевого гена в ДНК-вакцине без изменения технологии производства, появляется возможность быстрого реагирования на возникновение новых пандемий, особенно для высоко изменчивых вирусов.

• ДНК-вакцины позволяют создавать конструкции, кодирующие искусственные иммуногены, например, Т-клеточные полиэпитопы, содержащие множество последовательностей Т-хелперных и цитотоксических эпитопов из разных белков патогена. Это даёт возможность модулировать иммунный ответ, вызывая не только реакции

гуморального, но и Т-клеточного звена иммунитета, которые тесным образом связаны с формированием иммунологической памяти, элиминацией вируса и формированием долгосрочного эффективного ответа [6,7,93]

• Использование ДНК-вакцин является более безопасным, чем применение традиционных подходов, таких как живые ослабленные вакцины, которые могут возвратиться к дикому типу и иметь высокую частоту побочных эффектов. Кроме того, ДНК-вакцины не вызывают противовекторный иммунный ответ [92].

Определённым недостатком ДНК-вакцин является их низкая иммуногенность в случае введения в виде «голой» плазмидной ДНК [10,11,92]. Для увеличения иммуногенности ДНК-вакцин было опробовано множество стратегий, таких как включение в липосомы, применение различных полимеров катионов, использование адъювантных плазмид, кодирующих цитокины, а также доставка при помощи генной пушки, методом электропорации или инжекции [94-97].

1.3 Системы доставки ДНК- и мРНК-вакцин

Эффективное функционирование ДНК- и мРНК-вакцин критически зависит от их доставки. мРНК должна оставаться интактной, не подвергаться внеклеточной деградации и успешно проникать в клетки. Для повышения иммунного ответа на введение ДНК-вакцин, необходимо в первую очередь увеличить их иммуногенность. Из-за того, что клеточное поглощение отдельных нуклеиновых кислот происходит неэффективно, были разработаны разнообразные методы их транспортировки в клетки, включая использование вирусных и невирусных механизмов.

Список литературы диссертационного исследования кандидат наук Кисаков Денис Николаевич, 2025 год

СПИСОК ЦИТИРОВАННОЙ ЛИТЕРАТУРЫ

1. Polack, F.P.; Thomas, S.J.; Kitchin, N.; Absalon, J.; Gurtman, A.; Lockhart, S.; Perez, J.L.; Pérez Marc, G.; Moreira, E.D.; Zerbini, C.; et al. Safety and Efficacy of the BNT162b2 MRNA Covid-19 Vaccine. New England Journal of Medicine 2020, 383, doi:10.1056/nejmoa2034577.

2. Baden, L.R.; El Sahly, H.M.; Essink, B.; Kotloff, K.; Frey, S.; Novak, R.; Diemert, D.; Spector, S.A.; Rouphael, N.; Creech, C.B.; et al. Efficacy and Safety of the MRNA-1273 SARS-CoV-2 Vaccine. New England Journal of Medicine 2021, 384, doi:10.1056/nejmoa2035389.

3. Momin, T.; Kansagra, K.; Patel, H.; Sharma, S.; Sharma, B.; Patel, J.; Mittal, R.; Sanmukhani, J.; Maithal, K.; Dey, A.; et al. Safety and Immunogenicity of a DNA SARS-CoV-2 Vaccine (ZyCoV-D): Results of an Open-Label, Non-Randomized Phase I Part of Phase I/II Clinical Study by Intradermal Route in Healthy Subjects in India. EClinicalMedicine 2021, 38, doi:10.1016/j.eclinm.2021.101020.

4. Mallapaty, S. India's DNA COVID Vaccine Is a World First - More Are Coming. Nature 2021, 597, doi:10.1038/d41586-021-02385-x.

5. Li, L.; Petrovsky, N. Molecular Mechanisms for Enhanced DNA Vaccine Immunogenicity. Expert Rev Vaccines 2016, 15.

6. Bazhan, S.I.; Antonets, D. V.; Starostina, E. V.; Ilyicheva, T.N.; Kaplina, O.N.; Marchenko, V.Y.; Volkova, O.Y.; Bakulina, A.Y.; Karpenko, L.I. In Silico Design of Influenza a Virus Artificial Epitope-Based T-Cell Antigens and the Evaluation of Their Immunogenicity in Mice. JBiomolStructDyn 2022, 40, doi:10.1080/07391102.2020.1845978.

7. I. Karpenko, L.; I. Bazhan, S.; M. Eroshkin, A.; V. Antonets, D.; N. Chikaev, A.; A. Ilyichev, A. Artificial Epitope-Based Immunogens in HIV-Vaccine Design. In Advances in HIV and AIDS Control; 2018.

8. Hanke, T. Conserved Immunogens in Prime-Boost Strategies for the next-Generation HIV-1 Vaccines. Expert Opin Biol Ther 2014, 14.

9. Sardesai, N.Y.; Weiner, D.B. Electroporation Delivery of DNA Vaccines: Prospects for Success. Curr Opin Immunol 2011, 23.

10. Braathen, R.; Spáng, H.C.L.; Hinke, D.M.; Blazevski, J.; Bobic, S.; Fossum, E.; Bogen, B. A DNA Vaccine That Encodes an Antigen-Presenting Cell-Specific Heterodimeric Protein

Protects against Cancer and Influenza. Mol Ther Methods Clin Dev 2020, 17, doi:10.1016/j.omtm.2020.01.007.

11. Kim, D.; Wu, Y.; Kim, Y.B.; Oh, Y.K. Advances in Vaccine Delivery Systems against Viral Infectious Diseases. DrugDeliv TranslRes 2021, 11, doi:10.1007/s13346-021-00945-2.

12. Chang, C.; Sun, J.; Hayashi, H.; Suzuki, A.; Sakaguchi, Y.; Miyazaki, H.; Nishikawa, T.; Nakagami, H.; Yamashita, K.; Kaneda, Y. Stable Immune Response Induced by Intradermal DNA Vaccination by a Novel Needleless Pyro-Drive Jet Injector. AAPS PharmSciTech 2019, 21, doi:10.1208/s12249-019-1564-z.

13. Conforti, A.; Marra, E.; Palombo, F.; Roscilli, G.; Rava, M.; Fumagalli, V.; Muzi, A.; Maffei, M.; Luberto, L.; Lione, L.; et al. COVID-EVax, an Electroporated DNA Vaccine Candidate Encoding the SARS-CoV-2 RBD, Elicits Protective Responses in Animal Models. Molecular Therapy 2022, 30, doi:10.1016/j.ymthe.2021.09.011.

14. Peletta, A.; Prompetchara, E.; Tharakhet, K.; Kaewpang, P.; Buranapraditkun, S.; Techawiwattanaboon, T.; Jbilou, T.; Krangvichian, P.; Sirivichayakul, S.; Manopwisedjaroen, S.; et al. Dna Vaccine Administered by Cationic Lipoplexes or by in Vivo Electroporation Induces Comparable Antibody Responses against Sars-Cov-2 in Mice. Vaccines (Basel) 2021, 9, doi:10.3390/vaccines9080874.

15. Hallengärd, D.; Brave, A.; Isaguliants, M.; Blomberg, P.; Enger, J.; Stout, R.; King, A.; Wahren, B. A Combination of Intradermal Jet-Injection and Electroporation Overcomes in Vivo Dose Restriction of DNA Vaccines. Genet Vaccines Ther 2012, 10, doi:10.1186/1479-0556-10-5.

16. Petkov, S.P.; Heuts, F.; Krotova, O.A.; Kilpelainen, A.; Engström, G.; Starodubova, E.S.; Isaguliants, M.G. Evaluation of Immunogen Delivery by DNA Immunization Using Non-Invasive Bioluminescence Imaging. Hum Vaccin Immunother 2013, 9, doi:10.4161/hv.25561.

17. Redondo, N.; Zaldivar-Lopez, S.; Garrido, J.J.; Montoya, M. SARS-CoV-2 Accessory Proteins in Viral Pathogenesis: Knowns and Unknowns. Front Immunol 2021, 12, doi:10.3389/FIMMU.2021.708264.

18. Bai, Z.; Cao, Y.; Liu, W.; Li, J. The SARS-CoV-2 Nucleocapsid Protein and Its Role in Viral Structure, Biological Functions, and a Potential Target for Drug or Vaccine Mitigation. Viruses 2021, 13, doi:10.3390/V13061115.

19. WHO Coronavirus Disease (COVID-19) Available online: https://www.who.int/emergencies/diseases/novel-coronavirus-2019 (accessed on 24 February 2025).

20. New Taxonomy Release: MSL40 | ICTV Available online: https://ictv.global/news/taxonomy_2024 (accessed on 30 March 2025).

21. de Groot, R.J.; Baker, S.C.; Baric, R.S.; Brown, C.S.; Drosten, C.; Enjuanes, L.; Fouchier, R.A.M.; Galiano, M.; Gorbalenya, A.E.; Memish, Z.A.; et al. Middle East Respiratory Syndrome Coronavirus (MERS-CoV): Announcement of the Coronavirus Study Group. J Virol 2013, 87, 7790-7792, doi:10.1128/JVI.01244-13.

22. Zaki, A.M.; van Boheemen, S.; Bestebroer, T.M.; Osterhaus, A.D.M.E.; Fouchier, RAM. Isolation of a Novel Coronavirus from a Man with Pneumonia in Saudi Arabia. N Engl J Med 2012, 367, 1814-1820, doi:10.1056/NEJM0A1211721.

23. Ksiazek, T.G.; Erdman, D.; Goldsmith, C.S.; Zaki, S.R.; Peret, T.; Emery, S.; Tong, S.; Urbani, C.; Comer, J.A.; Lim, W.; et al. A Novel Coronavirus Associated with Severe Acute Respiratory Syndrome. N Engl J Med 2003, 348, 1953-1966, doi:10.1056/NEJM0A030781.

24. Drosten, C.; Günther, S.; Preiser, W.; van der Werf, S.; Brodt, H.-R.; Becker, S.; Rabenau, H.; Panning, M.; Kolesnikova, L.; Fouchier, R.A.M.; et al. Identification of a Novel Coronavirus in Patients with Severe Acute Respiratory Syndrome. N Engl J Med 2003, 348, 1967-1976, doi:10.1056/NEJM0A030747.

25. Hartenian, E.; Nandakumar, D.; Lari, A.; Ly, M.; Tucker, J.M.; Glaunsinger, B.A. The Molecular Virology of Coronaviruses. J Biol Chem 2020, 295, 12910-12934, doi:10.1074/JBC.REV120.013930.

26. Hoffmann, M.; Kleine-Weber, H.; Schroeder, S.; Krüger, N.; Herrler, T.; Erichsen, S.; Schiergens, T.S.; Herrler, G.; Wu, N.H.; Nitsche, A.; et al. SARS-CoV-2 Cell Entry Depends on ACE2 and TMPRSS2 and Is Blocked by a Clinically Proven Protease Inhibitor. Cell 2020, 181, 271-280.e8, doi:10.1016/J.CELL.2020.02.052.

27. V'kovski, P.; Kratzel, A.; Steiner, S.; Stalder, H.; Thiel, V. Coronavirus Biology and Replication: Implications for SARS-CoV-2. Nat Rev Microbiol 2021, 19, 155-170, doi:10.1038/S41579-020-00468-6.

28. Ashraf, U.M.; Abokor, A.A.; Edwards, J.M.; Waigi, E.W.; Royfman, R.S.; Hasan, S.A.M.; Smedlund, K.B.; Hardy, A.M.G.; Chakravarti, R.; Koch, LG. SARS-CoV-2, ACE2 Expression, and Systemic Organ Invasion. Physiol Genomics 2021, 53, 51-60, doi:10.1152/PHYSIOLGENOMICS.00087.2020.

29. Wang, J.; Zhao, H.; An, Y. ACE2 Shedding and the Role in COVID-19. Front Cell Infect Microbiol 2022, 11, doi:10.3389/FCIMB.2021.789180.

30. Zipeto, D.; Palmeira, J. da F.; Arganaraz, G.A.; Arganaraz, E.R. ACE2/ADAM17/TMPRSS2 Interplay May Be the Main Risk Factor for COVID-19. Front Immunol 2020, 11, doi:10.3389/FIMMU.2020.576745.

31. Nazir, F.; John Kombe Kombe, A.; Khalid, Z.; Bibi, S.; Zhang, H.; Wu, S.; Jin, T. SARS-CoV-2 Replication and Drug Discovery. Mol Cell Probes 2024, 77, doi:10.1016/J.MCP.2024.101973.

32. Deng, M.; Zhang, C.; Yan, W.; Chen, L.; He, B.; Li, Y. Development of Fluorescence-Based Assays for Key Viral Proteins in the SARS-CoV-2 Infection Process and Lifecycle. Int J Mol Sci 2024, 25, doi:10.3390/IJMS25052850.

33. Yang, Y.; Luo, Y.D.; Zhang, C.B.; Xiang, Y.; Bai, X.Y.; Zhang, D.; Fu, Z.Y.; Hao, R.B.; Liu, X.L. Progress in Research on Inhibitors Targeting SARS-CoV-2 Main Protease (Mpro). ACS Omega 2024, 9, 34196-34219, doi:10.1021/ACSOMEGA.4C03023.

34. Al Adem, K.; Ferreira, J.C.; Villanueva, A.J.; Fadl, S.; El-Sadaany, F.; Masmoudi, I.; Gidiya, Y.; Gurudza, T.; Cardoso, T.H.S.; Saksena, N.K.; et al. 3-Chymotrypsin-like Protease in SARS-CoV-2. Biosci Rep 2024, 44, doi:10.1042/BSR20231395.

35. Baggen, J.; Vanstreels, E.; Jansen, S.; Daelemans, D. Cellular Host Factors for SARS-CoV-2 Infection. Nat Microbiol 2021, 6, 1219-1232, doi:10.1038/S41564-021-00958-0.

36. Baggen, J.; Vanstreels, E.; Jansen, S.; Daelemans, D. Cellular Host Factors for SARS-CoV-2 Infection. Nat Microbiol 2021, 6, 1219-1232, doi:10.1038/S41564-021-00958-0.

37. Wu, W.; Cheng, Y.; Zhou, H.; Sun, C.; Zhang, S. The SARS-CoV-2 Nucleocapsid Protein: Its Role in the Viral Life Cycle, Structure and Functions, and Use as a Potential Target in the Development of Vaccines and Diagnostics. Virol J 2023, 20, doi:10.1186/S12985-023-01968-6.

38. Letko, M.; Marzi, A.; Munster, V. Functional Assessment of Cell Entry and Receptor Usage for SARS-CoV-2 and Other Lineage B Betacoronaviruses. Nat Microbiol 2020, 5, 562569, doi:10.1038/S41564-020-0688-Y.

39. Sawicki, S.G.; Sawicki, D.L.; Siddell, S.G. A Contemporary View of Coronavirus Transcription. J Virol 2007, 81, 20-29, doi:10.1128/JVI.01358-06.

40. Vuong, W.; Fischer, C.; Khan, M.B.; van Belkum, M.J.; Lamer, T.; Willoughby, K.D.; Lu, J.; Arutyunova, E.; Joyce, M.A.; Saffran, H.A.; et al. Improved SARS-CoV-2 Mpro Inhibitors Based on Feline Antiviral Drug GC376: Structural Enhancements, Increased Solubility, and Micellar Studies. Eur J Med Chem 2021, 222, doi:10.1016/J.EJMECH.2021.113584.

41. Outteridge, M.; Nunn, C.M.; Devine, K.; Patel, B.; McLean, G.R. Antivirals for Broader Coverage against Human Coronaviruses. Viruses 2024, 16, doi:10.3390/V16010156.

42. Pillaiyar, T.; Manickam, M.; Namasivayam, V.; Hayashi, Y.; Jung, S.H. An Overview of Severe Acute Respiratory Syndrome-Coronavirus (SARS-CoV) 3CL Protease Inhibitors: Peptidomimetics and Small Molecule Chemotherapy. J Med Chem 2016, 59, 6595-6628, doi:10.1021/ACS.JMEDCHEM.5B01461.

43. Vuong, W.; Khan, M.B.; Fischer, C.; Arutyunova, E.; Lamer, T.; Shields, J.; Saffran, H.A.; McKay, R.T.; van Belkum, M.J.; Joyce, M.A.; et al. Feline Coronavirus Drug Inhibits the Main Protease of SARS-CoV-2 and Blocks Virus Replication. Nat Commun 2020, 11, doi:10.1038/S41467-020-18096-2.

44. Drag, M.; Salvesen, G.S. Emerging Principles in Protease-Based Drug Discovery. Nat Rev DrugDiscov 2010, 9, 690-701, doi:10.1038/NRD3053.

45. Gao, K.; Wang, R.; Chen, J.; Tepe, J.J.; Huang, F.; Wei, G.W. Perspectives on SARS-CoV-2 Main Protease Inhibitors. J Med Chem 2021, 64, 16922-16955, doi:10.1021/ACS.JMEDCHEM.1C00409.

46. Raj, R. Analysis of Non-Structural Proteins, NSPs of SARS-CoV-2 as Targets for Computational Drug Designing. Biochem Biophys Rep 2020, 25, doi:10.1016/J.BBREP.2020.100847.

47. Cascella, M.; Rajnik, M.; Cuomo, A.; Dulebohn, S.C.; Di Napoli, R. Features, Evaluation and Treatment Coronavirus (COVID-19) - StatPearls - NCBI Bookshelf; 2020;

48. Baez-Santos, Y.M.; St. John, S.E.; Mesecar, A.D. The SARS-Coronavirus Papain-like Protease: Structure, Function and Inhibition by Designed Antiviral Compounds. Antiviral Res 2015, 115, 21-38, doi:10.1016/J.ANTIVIRAL.2014.12.015.

49. Lamers, M.M.; Haagmans, B.L. SARS-CoV-2 Pathogenesis. Nat Rev Microbiol 2022, 20, 270-284, doi:10.1038/S41579-022-00713-0.

50. Zhou, P.; Yang, X. Lou; Wang, X.G.; Hu, B.; Zhang, L.; Zhang, W.; Si, H.R.; Zhu, Y.; Li, B.; Huang, C.L.; et al. A Pneumonia Outbreak Associated with a New Coronavirus of Probable Bat Origin. Nature 2020, 579, doi:10.1038/s41586-020-2012-7.

51. Dai, W.; Zhang, B.; Jiang, X.M.; Su, H.; Li, J.; Zhao, Y.; Xie, X.; Jin, Z.; Peng, J.; Liu, F.; et al. Structure-Based Design of Antiviral Drug Candidates Targeting the SARS-CoV-2 Main Protease. Science 2020, 368, 1331-1335, doi:10.1126/SCIENCE.ABB4489.

52. Thanigaimalai, P.; Konno, S.; Yamamoto, T.; Koiwai, Y.; Taguchi, A.; Takayama, K.; Yakushiji, F.; Akaji, K.; Chen, S.E.; Naser-Tavakolian, A.; et al. Development of Potent Dipeptide-Type SARS-CoV 3CL Protease Inhibitors with Novel P3 Scaffolds: Design, Synthesis, Biological Evaluation, and Docking Studies. Eur J Med Chem 2013, 68, 372384, doi:10.1016/J.EJMECH.2013.07.037.

53. Stevens, C.S.; Oguntuyo, K.Y.; Lee, B. Proteases and Variants: Context Matters for SARS-CoV-2 Entry Assays. Curr Opin Virol 2021, 50, 49-58, doi:10.1016/J.COVIRO.2021.07.004.

54. Nyberg, T.; Ferguson, N.M.; Nash, S.G.; Webster, H.H.; Flaxman, S.; Andrews, N.; Hinsley, W.; Bernal, J.L.; Kall, M.; Bhatt, S.; et al. Comparative Analysis of the Risks of Hospitalisation and Death Associated with SARS-CoV-2 Omicron (B.1.1.529) and Delta (B.1.617.2) Variants in England: A Cohort Study. Lancet 2022, 399, 1303-1312, doi:10.1016/S0140-6736(22)00462-7.

55. He, Y.; Li, J.; Heck, S.; Lustigman, S.; Jiang, S. Antigenic and Immunogenic Characterization of Recombinant Baculovirus-Expressed Severe Acute Respiratory Syndrome Coronavirus Spike Protein: Implication for Vaccine Design. J Virol 2006, 80, doi:10.1128/jvi.00083-06.

56. Eroshenko, N.; Gill, T.; Keaveney, M.K.; Church, G.M.; Trevejo, J.M.; Rajaniemi, H. Implications of Antibody-Dependent Enhancement of Infection for SARS-CoV-2 Countermeasures. Nat Biotechnol 2020, 38.

57. Lee, W.S.; Wheatley, A.K.; Kent, S.J.; DeKosky, B.J. Antibody-Dependent Enhancement and SARS-CoV-2 Vaccines and Therapies. Nat Microbiol 2020, 5, doi:10.1038/s41564-020-00789-5.

58. Wu, F.; Yan, R.; Liu, M.; Liu, Z.; Wang, Y.; Luan, D.; Wu, K.; Song, Z.; Sun, T.; Ma, Y.; et al. Antibody-Dependent Enhancement (ADE) of SARS-CoV-2 Infection in Recovered COVID-19 Patients: Studies Based on Cellular and Structural Biology Analysis. medRxiv 2020.

59. Dai, L.; Zheng, T.; Xu, K.; Han, Y.; Xu, L.; Huang, E.; An, Y.; Cheng, Y.; Li, S.; Liu, M.; et al. A Universal Design of Betacoronavirus Vaccines against COVID-19, MERS, and SARS. Cell 2020, 182, doi:10.1016/j.cell.2020.06.035.

60. Tai, W.; He, L.; Zhang, X.; Pu, J.; Voronin, D.; Jiang, S.; Zhou, Y.; Du, L. Characterization of the Receptor-Binding Domain (RBD) of 2019 Novel Coronavirus: Implication for Development of RBD Protein as a Viral Attachment Inhibitor and Vaccine. Cell Mol Immunol 2020, 17, doi:10.1038/s41423-020-0400-4.

61. Wu, Y.; Wang, F.; Shen, C.; Peng, W.; Li, D.; Zhao, C.; Li, Z.; Li, S.; Bi, Y.; Yang, Y.; et al. A Noncompeting Pair of Human Neutralizing Antibodies Block COVID-19 Virus Binding to Its Receptor ACE2. Science (1979) 2020, 368, doi:10.1126/science.abc2241.

62. Zost, S.J.; Gilchuk, P.; Case, J.B.; Binshtein, E.; Chen, R.E.; Nkolola, J.P.; Schäfer, A.; Reidy, J.X.; Trivette, A.; Nargi, R.S.; et al. Potently Neutralizing and Protective Human Antibodies against SARS-CoV-2. Nature 2020, 584, doi:10.1038/s41586-020-2548-6.

63. Erasmus, J.H.; Khandhar, A.P.; O'Connor, M.A.; Walls, A.C.; Hemann, E.A.; Murapa, P.; Archer, J.; Leventhal, S.; Fuller, J.T.; Lewis, T.B.; et al. An Alphavirus-Derived Replicon RNA Vaccine Induces SARS-CoV-2 Neutralizing Antibody and T Cell Responses in Mice and Nonhuman Primates. Sci Transl Med 2020, 12, doi:10.1126/SCITRANSLMED.ABC9396.

64. Kalathiya, U.; Padariya, M.; Fahraeus, R.; Chakraborti, S.; Hupp, T.R. Multivalent Display of Sars-Cov-2 Spike (Rbd Domain) of Covid-19 to Nanomaterial, Protein Ferritin Nanocages. Biomolecules 2021, 11, doi:10.3390/biom11020297.

65. Wilson, B.; Geetha, K.M. Lipid Nanoparticles in the Development of MRNA Vaccines for COVID-19. J Drug Deliv Sci Technol 2022, 74.

66. Eygeris, Y.; Gupta, M.; Kim, J.; Sahay, G. Chemistry of Lipid Nanoparticles for RNA Delivery. Acc Chem Res 2022, 55, doi:10.1021/acs.accounts.1c00544.

67. Fang, E.; Liu, X.; Li, M.; Zhang, Z.; Song, L.; Zhu, B.; Wu, X.; Liu, J.; Zhao, D.; Li, Y. Advances in COVID-19 MRNA Vaccine Development. Signal Transduct Target Ther 2022, 7.

68. Banerji, A.; Wickner, P.G.; Saff, R.; Stone, C.A.; Robinson, L.B.; Long, A.A.; Wolfson, A.R.; Williams, P.; Khan, D.A.; Phillips, E.; et al. MRNA Vaccines to Prevent COVID-19 Disease and Reported Allergic Reactions: Current Evidence and Suggested Approach. Journal of Allergy and Clinical Immunology: In Practice 2021, 9.

69. Szabo, G.T.; Mahiny, A.J.; Vlatkovic, I. COVID-19 MRNA Vaccines: Platforms and Current Developments. Molecular Therapy 2022, 30.

70. Aldosari, B.N.; Alfagih, I.M.; Almurshedi, A.S. Lipid Nanoparticles as Delivery Systems for RNA-Based Vaccines. Pharmaceutics 2021, 13.

71. Islam, M.A.; Reesor, E.K.G.; Xu, Y.; Zope, H.R.; Zetter, B.R.; Shi, J. Biomaterials for MRNA Delivery. Biomater Sci 2015, 3.

72. Karpenko, L.I.; Rudometov, A.P.; Sharabrin, S. V.; Shcherbakov, D.N.; Borgoyakova, M.B.; Bazhan, S.I.; Volosnikova, E.A.; Rudometova, N.B.; Orlova, L.A.; Pyshnaya, I.A.; et al. Delivery of Mrna Vaccine against Sars-Cov-2 Using a Polyglucin:Spermidine Conjugate. Vaccines (Basel) 2021, 9, doi:10.3390/vaccines9020076.

73. Guan, S.; Rosenecker, J. Nanotechnologies in Delivery of MRNA Therapeutics Using Nonviral Vector-Based Delivery Systems. Gene Ther 2017, 24.

74. Cai, Y.; Rodriguez, S.; Hebel, H. DNA Vaccine Manufacture: Scale and Quality. Expert Rev Vaccines 2009, 8.

75. Elizaga, M.L.; Li, S.S.; Kochar, N.K.; Wilson, G.J.; Allen, M.A.; Hong Van, N.T.; Frank, I.; Sobieszczyk, M.E.; Cohen, K.W.; Sanchez, B.; et al. Safety and Tolerability of HIV-1 Multiantigen PDNA Vaccine given with IL-12 Plasmid DNA via Electroporation, Boosted with a Recombinant Vesicular Stomatitis Virus HIV Gag Vaccine in Healthy Volunteers in a Randomized, Controlled Clinical Trial. PLoS One 2018, 13, doi:10.1371/JOURNAL.PONE.0202753.

76. Houser, K. V.; Chen, G.L.; Carter, C.; Crank, M.C.; Nguyen, T.A.; Burgos Florez, M.C.; Berkowitz, N.M.; Mendoza, F.; Hendel, C.S.; Gordon, I.J.; et al. Safety and

Immunogenicity of a Ferritin Nanoparticle H2 Influenza Vaccine in Healthy Adults: A Phase 1 Trial. Nat Med 2022, 28, 383-391, doi:10.1038/S41591-021-01660-8.

77. Hooper, J.; Paolino, K.M.; Mills, K.; Kwilas, S.; Josleyn, M.; Cohen, M.; Somerville, B.; Wisniewski, M.; Norris, S.; Hill, B.; et al. A Phase 2a Randomized, Double-Blind, Dose-Optimizing Study to Evaluate the Immunogenicity and Safety of a Bivalent DNA Vaccine for Hemorrhagic Fever with Renal Syndrome Delivered by Intramuscular Electroporation. Vaccines (Basel) 2020, 8, 1-21, doi:10.3390/VACCINES8030377.

78. Hannaman, D.; Dupuy, L.C.; Ellefsen, B.; Schmaljohn, C.S. A Phase 1 Clinical Trial of a DNA Vaccine for Venezuelan Equine Encephalitis Delivered by Intramuscular or Intradermal Electroporation. Vaccine 2016, 34, 3607-3612, doi:10.1016/J.VACCINE.2016.04.077.

79. Gaudinski, M.R.; Houser, K. V.; Morabito, K.M.; Hu, Z.; Yamshchikov, G.; Rothwell, R.S.; Berkowitz, N.; Mendoza, F.; Saunders, J.G.; Novik, L.; et al. Safety, Tolerability, and Immunogenicity of Two Zika Virus DNA Vaccine Candidates in Healthy Adults: Randomised, Open-Label, Phase 1 Clinical Trials. The Lancet 2018, 391, 552-562, doi:10.1016/S0140-6736(17)33105-7.

80. Ledgerwood, J.E.; Pierson, T.C.; Hubka, S.A.; Desai, N.; Rucker, S.; Gordon, I.J.; Enama, M.E.; Nelson, S.; Nason, M.; Gu, W.; et al. A West Nile Virus DNA Vaccine Utilizing a Modified Promoter Induces Neutralizing Antibody in Younger and Older Healthy Adults in a Phase I Clinical Trial. Journal of Infectious Diseases 2011, 203, 1396-1404, doi:10.1093/INFDIS/JIR054.

81. Sarwar, U.N.; Costner, P.; Enama, M.E.; Berkowitz, N.; Hu, Z.; Hendel, C.S.; Sitar, S.; Plummer, S.; Mulangu, S.; Bailer, R.T.; et al. Safety and Immunogenicity of DNA Vaccines Encoding Ebolavirus and Marburgvirus Wild-Type Glycoproteins in a Phase i Clinical Trial. Journal of Infectious Diseases 2015, 211, 549-557, doi:10.1093/INFDIS/JIU511.

82. Tebas, P.; Kraynyak, K.A.; Patel, A.; Maslow, J.N.; Morrow, M.P.; Sylvester, A.J.; Knoblock, D.; Gillespie, E.; Amante, D.; Racine, T.; et al. Intradermal SynCon® Ebola GP DNA Vaccine Is Temperature Stable and Safely Demonstrates Cellular and Humoral Immunogenicity Advantages in Healthy Volunteers. Journal of Infectious Diseases 2019, 220, 400-410, doi:10.1093/INFDIS/JIZ132.

83. Ahn, J.Y.; Lee, J.; Suh, Y.S.; Song, Y.G.; Choi, Y.J.; Lee, K.H.; Seo, S.H.; Song, M.; Oh, J.W.; Kim, M.; et al. Safety and Immunogenicity of Two Recombinant DNA COVID-19

Vaccines Containing the Coding Regions of the Spike or Spike and Nucleocapsid Proteins: An Interim Analysis of Two Open-Label, Non-Randomised, Phase 1 Trials in Healthy Adults. Lancet Microbe 2022, 3, doi:10.1016/S2666-5247(21)00358-X.

84. Kraynyak, K.A.; Blackwood, E.; Agnes, J.; Tebas, P.; Giffear, M.; Amante, D.; Reuschel, EL.; Purwar, M.; Christensen-Quick, A.; Liu, N.; et al. SARS-CoV-2 DNA Vaccine INO-4800 Induces Durable Immune Responses Capable of Being Boosted in a Phase 1 Open-Label Trial. Journal of Infectious Diseases 2022, 225, 1923-1932, doi:10.1093/INFDIS/JIAC016.

85. Jenkins, M.; Kerr, D.; Fayer, R.; Wall, R. Serum and Colostrum Antibody Responses Induced by Jet-Inj ection of Sheep with DNA Encoding a Cryptosporidium Parvum Antigen. Vaccine 1995, 13, 1658-1664, doi:10.1016/0264-410X(95)00121-G.

86. Gül, C.; Karakavuk, T.; Karakavuk, M.; Can, H.; Degirmenci Dö§kaya, A.; Gül, A.; Erkunt Alak, S.; Gürüz, A.Y.; Ün, C.; Dö§kaya, M. An Overview of DNA Vaccines Development Studies Against Toxoplasma Gondii. Turkiye Parazitoloji Dergisi 2022, 46, 253-270, doi:10.4274/TPD.GALEN0S.2022.02486.

87. Sefidi-Heris, Y.; Jahangiri, A.; Mokhtarzadeh, A.; Shahbazi, M.A.; Khalili, S.; Baradaran, B.; Mosafer, J.; Baghbanzadeh, A.; Hejazi, M.; Hashemzaei, M.; et al. Recent Progress in the Design of DNA Vaccines against Tuberculosis. Drug Discov Today 2020, 25, 19711987, doi:10.1016/J.DRUDIS.2020.09.005.

88. Lee, J.; Arun Kumar, S.; Jhan, Y.Y.; Bishop, C.J. Engineering DNA Vaccines against Infectious Diseases. ActaBiomater 2018, 80, 31-47, doi:10.1016/J.ACTBI0.2018.08.033.

89. Carter, E.W.; Kerr, D.E. Optimization of DNA-Based Vaccination in Cows Using Green Fluorescent Protein and Protein A as a Prelude to Immunization against Staphylococcal Mastitis. J Dairy Sci 2003, 86, 1177-1186, doi:10.3168/JDS.S0022-0302(03)73701-1.

90. Scheiblhofer, S.; Weiss, R.; Thalhamer, J. Genetic Vaccination Approaches against Malaria Based on the Circumsporozoite Protein. Wiener Klinische Wochenschrift, Supplement 2006, 118, 9-17, doi:10.1007/S00508-006-0676-0.

91. Shafaati, M.; Saidijam, M.; Soleimani, M.; Hazrati, F.; Mirzaei, R.; Amirheidari, B.; Tanzadehpanah, H.; Karampoor, S.; Kazemi, S.; Yavari, B.; et al. A Brief Review on DNA Vaccines in the Era of COVID-19. Future Virol 2022, 17, 49-66, doi:10.2217/FVL-2021-0170.

92. Li, L.; Petrovsky, N. Molecular Mechanisms for Enhanced DNA Vaccine Immunogenicity. Expert Rev Vaccines 2016, 15, 313-329, doi:10.1586/14760584.2016.1124762.

93. Bazhan, S.I.; Antonets, D. V.; Karpenko, L.I.; Oreshkova, S.F.; Kaplina, O.N.; Starostina, E. V.; Dudko, S.G.; Fedotova, S.A.; Ilyichev, A.A. In Silico Designed Ebola Virus T-Cell Multi-Epitope DNA Vaccine Constructions Are Immunogenic in Mice. Vaccines (Basel) 2019, 7, doi:10.3390/vaccines7020034.

94. Karpenko, L.I.; Apartsin, E.K.; Dudko, S.G.; Starostina, E. V.; Kaplina, O.N.; Antonets, D. V.; Volosnikova, E.A.; Zaitsev, B.N.; Bakulina, A.Y.; Venyaminova, A.G.; et al. Cationic Polymers for the Delivery of the Ebola Dna Vaccine Encoding Artificial T-Cell Immunogen. Vaccines (Basel) 2020, 8, doi:10.3390/vaccines8040718.

95. Franck, C.O.; Fanslau, L.; Bistrovic Popov, A.; Tyagi, P.; Fruk, L. Biopolymer-Based Carriers for DNA Vaccine Design. Angewandte Chemie - International Edition 2021, 60.

96. Suschak, J.J.; Williams, J.A.; Schmaljohn, C.S. Advancements in DNA Vaccine Vectors, Non-Mechanical Delivery Methods, and Molecular Adjuvants to Increase Immunogenicity. Hum Vaccin Immunother 2017, 13, 2837-2848, doi:10.1080/21645515.2017.1330236.

97. Gary, E.N.; Weiner, D.B. DNA Vaccines: Prime Time Is Now. Curr Opin Immunol 2020, 65.

98. Bitzer, M.; Armeanu, S.; Lauer, U.M.; Neubert, W.J. Sendai Virus Vectors as an Emerging Negative-Strand RNA Viral Vector System. Journal of Gene Medicine 2003, 5.

99. Castellani, S.; Conese, M. Lentiviral Vectors and Cystic Fibrosis Gene Therapy. Viruses 2010, 2.

100. Gao, Q.; DeLaura, I.F.; Anwar, I.J.; Kesseli, S.J.; Kahan, R.; Abraham, N.; Asokan, A.; Barbas, A.S.; Hartwig, M.G. Gene Therapy: Will the Promise of Optimizing Lung Allografts Become Reality? Front Immunol 2022, 13.

101. Donnelley, M.; Parsons, D.W. Gene Therapy for Cystic Fibrosis Lung Disease: Overcoming the Barriers to Translation to the Clinic. Front Pharmacol 2018, 9.

102. Milone, M C.; O'Doherty, U. Clinical Use of Lentiviral Vectors. Leukemia 2018, 32.

103. Rothe, M.; Modlich, U.; Schambach, A. Biosafety Challenges for Use of Lentiviral Vectors in Gene Therapy. Curr Gene Ther 2014, 13, doi:10.2174/15665232113136660006.

104. Martinez-Molina, E.; Chocarro-Wrona, C.; Martinez-Moreno, D.; Marchal, J.A.; Boulaiz, H. Large-Scale Production of Lentiviral Vectors: Current Perspectives and Challenges. Pharmaceutics 2020, 12.

105. Chandler, R.J.; Venditti, C.P. Gene Therapy for Methylmalonic Acidemia: Past, Present, and Future. Hum Gene Ther 2019, 30.

106. Brady, J.M.; Baltimore, D.; Balazs, A.B. Antibody Gene Transfer with Adeno-Associated Viral Vectors as a Method for HIV Prevention. Immunol Rev 2017, 275.

107. Chamberlain, K.; Riyad, J.M.; Weber, T. Expressing Transgenes That Exceed the Packaging Capacity of Adeno-Associated Virus Capsids. Hum Gene Ther Methods 2016, 27.

108. Lundstrom, K. Viral Vectors for COVID-19 Vaccine Development. Viruses 2021, 13.

109. Bulcha, J.T.; Wang, Y.; Ma, H.; Tai, P.W.L.; Gao, G. Viral Vector Platforms within the Gene Therapy Landscape. Signal Transduct Target Ther 2021, 6.

110. Ghosh, S.; Brown, A.M.; Jenkins, C.; Campbell, K. Viral Vector Systems for Gene Therapy: A Comprehensive Literature Review of Progress and Biosafety Challenges. Applied Biosafety 2020, 25.

111. Alameh, M.G.; Tombacz, I.; Bettini, E.; Lederer, K.; Sittplangkoon, C.; Wilmore, J.R.; Gaudette, B.T.; Soliman, O.Y.; Pine, M.; Hicks, P.; et al. Lipid Nanoparticles Enhance the Efficacy of MRNA and Protein Subunit Vaccines by Inducing Robust T Follicular Helper Cell and Humoral Responses. Immunity 2021, 54, doi:10.1016/j.immuni.2021.11.001.

112. Du, X.; Yada, E.; Terai, Y.; Takahashi, T.; Nakanishi, H.; Tanaka, H.; Akita, H.; Itaka, K. Comprehensive Evaluation of Lipid Nanoparticles and Polyplex Nanomicelles for Muscle-Targeted MRNA Delivery. Pharmaceutics 2023, 15, 2291, doi:10.3390/PHARMACEUTIC S15092291/S1.

113. Carmona-Ribeiro, A.M.; Perez-Betancourt, Y. Cationic Nanostructures for Vaccines Design. Biomimetics 2020, 5.

114. Janaszewska, A.; Lazniewska, J.; Trzepinski, P.; Marcinkowska, M.; Klajnert-Maculewicz, B. Cytotoxicity of Dendrimers. Biomolecules 2019, 9.

115. Malone, R.W.; Felgner, P.L.; Verma, I.M. Cationic Liposome-Mediated RNA Transfection. Proc Natl Acad Sci U S A 1989, 86, doi:10.1073/pnas.86.16.6077.

Cui, S.; Wang, Y.; Gong, Y.; Lin, X.; Zhao, Y.; Zhi, D.; Zhou, Q.; Zhang, S. Correlation of the Cytotoxic Effects of Cationic Lipids with Their Headgroups. Toxicol Res (Camb) 2018, 7, doi:10.1039/c8tx00005k.

117. Cullis, P.R.; Hope, M.J. Lipid Nanoparticle Systems for Enabling Gene Therapies. Molecular Therapy 2017, 25.

118. Zhao, X.; Chen, J.; Qiu, M.; Li, Y.; Glass, Z.; Xu, Q. Imidazole-Based Synthetic Lipidoids for In Vivo MRNA Delivery into Primary T Lymphocytes. Angewandte Chemie -International Edition 2020, 59, doi:10.1002/anie.202008082.

119. Yang, S.T.; Kreutzberger, A.J.B.; Lee, J.; Kiessling, V.; Tamm, L.K. The Role of Cholesterol in Membrane Fusion. Chem Phys Lipids 2016, 199, doi:10.1016/j.chemphyslip.2016.05.003.

120. Cheng, X.; Lee, R.J. The Role of Helper Lipids in Lipid Nanoparticles (LNPs) Designed for Oligonucleotide Delivery. Adv Drug Deliv Rev 2016, 99.

121. Kulkarni, J.A.; Darjuan, M.M.; Mercer, J.E.; Chen, S.; Van Der Meel, R.; Thewalt, J.L.; Tam, Y.Y.C.; Cullis, P.R. On the Formation and Morphology of Lipid Nanoparticles Containing Ionizable Cationic Lipids and SiRNA. ACS Nano 2018, 12, doi:10.1021/acsnano.8b01516.

122. Brito, L A.; Chan, M.; Shaw, C.A.; Hekele, A.; Carsillo, T.; Schaefer, M.; Archer, J.; Seubert, A.; Otten, G.R.; Beard, C.W.; et al. A Cationic Nanoemulsion for the Delivery of Next-Generation RNA Vaccines. Molecular Therapy 2014, 22, doi:10.1038/mt.2014.133.

123. Kisakova, L.A.; Apartsin, E.K.; Nizolenko, L.F.; Karpenko, L.I. Dendrimer-Mediated Delivery of DNA and RNA Vaccines. Pharmaceutics 2023, 15.

124. Lin, M.T.S.; Pulkkinen, L.; Uitto, J.; Yoon, K. The Gene Gun: Current Applications in Cutaneous Gene Therapy. Int J Dermatol 2000, 39.

125. McCaffrey, J.; Donnelly, R.F.; McCarthy, H.O. Microneedles: An Innovative Platform for Gene Delivery. Drug Deliv TranslRes 2015, 5, doi:10.1007/s13346-015-0243-1.

126. Borggren, M.; Nielsen, J.; Bragstad, K.; Karlsson, I.; Krog, J.S.; Williams, J.A.; Fomsgaard, A. Vector Optimization and Needle-Free Intradermal Application of a Broadly Protective Polyvalent Influenza A DNA Vaccine for Pigs and Humans. Hum Vaccin Immunother 2015, 11, doi:10.1080/21645515.2015.1011987.

127. Lee, S.H.; Danishmalik, S.N.; Sin, J.I. DNA Vaccines, Electroporation and Their Applications in Cancer Treatment. Hum Vaccin Immunother 2015, 11, doi:10.1080/21645515.2015.1035502.

128. Furth, P.A.; Shamay, A.; Hennighausen, L. Gene Transfer into Mammalian Cells by Jet Injection. In Proceedings of the Hybridoma; 1995; Vol. 14.

129. Furth, P.A.; Shamay, A.; Wall, R.J.; Hennighausen, L. Gene Transfer into Somatic Tissues by Jet Injection. AnalBiochem 1992, 205, doi:10.1016/0003-2697(92)90449-H.

130. Walther, W.; Minow, T.; Martin, R.; Fichtner, I.; Schlag, P.M.; Stein, U. Uptake, Biodistribution, and Time Course of Naked Plasmid DNA Trafficking after Intratumoral in Vivo Jet Injection. Hum Gene Ther 2006, 17, doi:10.1089/hum.2006.17.611.

131. Del Pino, P.; Munoz-Javier, A.; Vlaskou, D.; Rivera Gil, P.; Plank, C.; Parak, W.J. Gene Silencing Mediated by Magnetic Lipospheres Tagged with Small Interfering RNA. Nano Lett 2010, 10, doi:10.1021/nl102485v.

132. Plank, C.; Zelphati, O.; Mykhaylyk, O. Magnetically Enhanced Nucleic Acid Delivery. Ten Years of Magnetofection-Progress and Prospects. Adv Drug Deliv Rev 2011, 63.

133. Rich, J.; Tian, Z.; Huang, T.J. Sonoporation: Past, Present, and Future. Adv Mater Technol 2022, 7.

134. Wang, J.; Murakami, T.; Yoshida, S.; Matsuoka, H.; Ishii, A.; Tanaka, T.; Tobita, K.; Ohtsuki, M.; Nakagawa, H.; Kusama, M.; et al. Predominant Cell-Mediated Immunity in the Oral Mucosa: Gene Gun-Based Vaccination against Infectious Diseases. J Dermatol Sci 2003, 31, doi:10.1016/S0923-1811(03)00027-6.

135. Kuriyama, S.; Mitoro, A.; Tsujinoue, H.; Nakatani, T.; Yoshiji, H.; Tsujimoto, T.; Yamazaki, M.; Fukui, H. Particle-Mediated Gene Transfer into Murine Livers Using a Newly Developed Gene Gun. Gene Ther 2000, 7, doi:10.1038/sj.gt.3301192.

136. Zelenin, A. V.; Kolesnikov, V.A.; Tarasenko, O.A.; Shafei, R.A.; Zelenina, I.A.; Mikhailov, V. V.; Semenova, M.L.; Kovalenko, D. V.; Artemyeva, O. V.; Ivaschenko, T.E.; et al. Bacterial ß-Galactosidase and Human Dystrophin Genes Are Expressed in Mouse Skeletal Muscle Fibers after Ballistic Transfection. FEBS Lett 1997, 414, doi:10.1016/S0014-5793(97)01019-3.

137. Mellott, A.J.; Forrest, M.L.; Detamore, M.S. Physical Non-Viral Gene Delivery Methods for Tissue Engineering. Ann BiomedEng 2013, 41.

138. Escoffre, J.M.; Teissié, J.; Rols, M.P. Gene Transfer: How Can the Biological Barriers Be Overcome? Journal of Membrane Biology 2010, 236.

139. Al-Dosari, M.S.; Gao, X. Nonviral Gene Delivery: Principle, Limitations, and Recent Progress. AAPS Journal 2009, 11.

140. Scherer, F.; Anton, M.; Schillinger, U.; Henke, J.; Bergemann, C.; Krüger, A.; Gänsbacher, B.; Plank, C. Magnetofection: Enhancing and Targeting Gene Delivery by Magnetic Force in Vitro and in Vivo. Gene Ther 2002, 9, doi:10.1038/sj.gt.3301624.

141. Smith, C.P.; Sargent, M.A.; Wilson, B.P.M.; Price, D.A. Subcutaneous or Intramuscular Insulin Injections. Arch Dis Child 1991, 66, doi:10.1136/adc.66.7.879.

142. D'Ovidio, F.; Daddi, N.; Suda, T.; Grapperhaus, K.; Patterson, A G. Efficient Naked Plasmid Cotransfection of Lung Grafts by Extended Lung/Plasmid Exposure Time. Annals of Thoracic Surgery 2001, 71, doi:10.1016/S0003-4975(01)02593-0.

143. Daddi, N.; Suda, T.; D'Ovidio, F.; Kanaan, S.A.; Tagawa, T.; Grapperhaus, K.; Kozower, B.D.; Ritter, J.H.; Yew, N.S.; Mohanakumar, T.; et al. Recipient Intramuscular Cotransfection of Naked Plasmid Transforming Growth Factor B1 and Interleukin 10 Ameliorates Lung Graft Ischemia-Reperfusion Injury. Journal of Thoracic and Cardiovascular Surgery 2002, 124, doi:10.1067/mtc.2002.122295.

144. Meacham, J.M.; Durvasula, K.; Degertekin, F.L.; Fedorov, A.G. Physical Methods for Intracellular Delivery: Practical Aspects from Laboratory Use to Industrial-Scale Processing. J Lab Autom 2014, 19.

145. Ledesma-Feliciano, C.; Chapman, R.; Hooper, J.W.; Elma, K.; Zehrung, D.; Brennan, M.B.; Spiegel, E.K. Improved DNA Vaccine Delivery with Needle-Free Injection Systems. Vaccines (Basel) 2023, 11, doi:10.3390/VACCINES11020280.

146. Eusébio, D.; Neves, A.R.; Costa, D.; Biswas, S.; Alves, G.; Cui, Z.; Sousa, Â. Methods to Improve the Immunogenicity of Plasmid DNA Vaccines. Drug Discov Today 2021, 26, 2575-2592, doi:10.1016/J.DRUDIS.2021.06.008.

147. Sardesai, N.Y.; Weiner, D.B. Electroporation Delivery of DNA Vaccines: Prospects for Success. Curr Opin Immunol 2011, 23, 421-429, doi:10.1016/J.œI.2011.03.008.

148. Cukjati, D.; Batiuskaite, D.; André, F.; MiklavciC, D.; Mir, L.M. Real Time Electroporation Control for Accurate and Safe in Vivo Non-Viral Gene Therapy. Bioelectrochemistry 2007, 70, doi:10.1016/j.bioelechem.2006.11.001.

149. Trollet, C.; Bloquel, C.; Scherman, D.; Bigey, P. Electrotransfer into Skeletal Muscle for Protein Expression. Curr Gene Ther 2006, 6, doi:10.2174/156652306778520656.

150. Becker, S.M.; Kuznetsov, A. V. Local Temperature Rises Influence in Vivo Electroporation Pore Development: A Numerical Stratum Corneum Lipid Phase Transition Model. J Biomech Eng 2007, 129, doi:10.1115/1.2768380.

151. Hickling, J.K.; Jones, K.R.; Friede, M.; Zehrung, D.; Chen, D.; Kristensenc, D. Intradermal Delivery of Vaccines: Potential Benefits and Current Challenges. Bull World Health Organ 2011, 89, doi:10.2471/BLT.10.079426.

152. Lu, Q.L.; Bou-Gharios, G.; Partridge, T.A. Non-Viral Gene Delivery in Skeletal Muscle: A Protein Factory. Gene Ther 2003, 10.

153. Vandermeulen, G.; Staes, E.; Vanderhaeghen, M.L.; Bureau, M.F.; Scherman, D.; Preat, V. Optimisation of Intradermal DNA Electrotransfer for Immunisation. Journal of Controlled Release 2007, 124, doi:10.1016/j.jconrel.2007.08.010.

154. Adam, L.; Tchitchek, N.; Todorova, B.; Rosenbaum, P.; Joly, C.; Poux, C.; Chapon, C.; Spetz, A.-L.; Ustav, M.; Le Grand, R.; et al. Innate Molecular and Cellular Signature in the Skin Preceding Long-Lasting T Cell Responses after Electroporated DNA Vaccination. The Journal of Immunology 2020, 204, doi:10.4049/jimmunol.1900517.

155. Nold-Petry, C.A.; Nold, M.F.; Zepp, J.A.; Kim, S.H.; Voelkel, N.F.; Dinarello, C A. IL-32-Dependent Effects of IL-1ß on Endothelial Cell Functions. Proc Natl Acad Sci U S A 2009, 106, 3883, doi:10.1073/PNAS.0813334106.

156. Dolgachev, V.; Panicker, S.; Balijepalli, S.; McCandless, L.K.; Yin, Y.; Swamy, S.; Suresh, M. V.; Delano, M.J.; Hemmila, M.R.; Raghavendran, K.; et al. Electroporation-Mediated Delivery of FER Gene Enhances Innate Immune Response and Improves Survival in a Murine Model of Pneumonia. Gene Ther 2018, 25, doi:10.1038/s41434-018-0022-y.

157. Arnold, C.E.; Rajnicek, A.M.; Hoare, J.I.; Pokharel, S.M.; Mccaig, C.D.; Barker, R.N.; Wilson, H.M. Physiological Strength Electric Fields Modulate Human T Cell Activation and Polarisation. Sci Rep 2019, 9, doi:10.1038/s41598-019-53898-5.

158. Chiarella, P.; Massi, E.; De Robertis, M.; Sibilio, A.; Parrella, P.; Fazio, V.M.; Signori, E. Electroporation of Skeletal Muscle Induces Danger Signal Release and Antigen-Presenting Cell Recruitment Independently of DNA Vaccine Administration. Expert Opin Biol Ther 2008, 8, 1645-1657, doi:10.1517/14712598.8.11.1645.

Polajzer, T.; Jarm, T.; Miklavcic, D. Analysis of Damage-Associated Molecular Pattern Molecules Due to Electroporation of Cells in Vitro. Radiol Oncol 2020, 54, doi:10.2478/raon-2020-0047.

160. Schultheis, K.; Smith, T.R.F.; Kiosses, W.B.; Kraynyak, K.A.; Wong, A.; Oh, J.; Broderick, K.E. Delineating the Cellular Mechanisms Associated with Skin Electroporation. Hum Gene Ther Methods 2018, 29, doi:10.1089/hgtb.2017.105.

161. Emming, S.; Bianchi, N.; Polletti, S.; Balestrieri, C.; Leoni, C.; Montagner, S.; Chirichella, M.; Delaleu, N.; Natoli, G.; Monticelli, S. A Molecular Network Regulating the Proinflammatory Phenotype of Human Memory T Lymphocytes. Nat Immunol 2020, 21, doi:10.1038/s41590-020-0622-8.

162. Rakoczy, K.; Kisielewska, M.; Sçdzik, M.; Jonderko, L.; Celinska, J.; Sauer, N.; Szlasa, W.; Saczko, J.; Novickij, V.; Kulbacka, J. Electroporation in Clinical Applications—The Potential of Gene Electrotransfer and Electrochemotherapy. Applied Sciences (Switzerland) 2022, 12.

163. Saade, F.; Petrovsky, N. Technologies for Enhanced Efficacy of DNA Vaccines. Expert Rev Vaccines 2012, 11, 189-209, doi:10.1586/ERV.11.188.

164. Modjarrad, K.; Roberts, C.C.; Mills, K.T.; Castellano, A.R.; Paolino, K.; Muthumani, K.; Reuschel, E.L.; Robb, M.L.; Racine, T.; Oh, M. don; et al. Safety and Immunogenicity of an Anti-Middle East Respiratory Syndrome Coronavirus DNA Vaccine: A Phase 1, Open-Label, Single-Arm, Dose-Escalation Trial. Lancet Infect Dis 2019, 19, 1013-1022, doi:10.1016/S1473 -3099(19)30266-X.

165. Andrade, V.M.; Christensen-Quick, A.; Agnes, J.; Tur, J.; Reed, C.; Kalia, R.; Marrero, I.; Elwood, D.; Schultheis, K.; Purwar, M.; et al. INO-4800 DNA Vaccine Induces Neutralizing Antibodies and T Cell Activity against Global SARS-CoV-2 Variants. NPJ Vaccines 2021, 6, doi:10.1038/s41541-021-00384-7.

166. Tebas, P.; Yang, S.P.; Boyer, J.D.; Reuschel, E.L.; Patel, A.; Christensen-Quick, A.; Andrade, V.M.; Morrow, M.P.; Kraynyak, K.; Agnes, J.; et al. Safety and Immunogenicity of INO-4800 DNA Vaccine against SARS-CoV-2: A Preliminary Report of an Open-Label, Phase 1 Clinical Trial. EClinicalMedicine 2021, 31, doi:10.1016/j.eclinm.2020.100689.

167. Krotova, O.; Starodubova, E.; Petkov, S.; Kostic, L.; Agapkina, J.; Hallengärd, D.; Viklund, A.; Latyshev, O.; Gelius, E.; Dillenbeck, T.; et al. Consensus HIV-1 FSU-A Integrase Gene

Variants Electroporated into Mice Induce Polyfunctional Antigen-Specific CD4+ and CD8+ T Cells. PLoS One 2013, 8, doi:10.1371/journal.pone.0062720.

168. Latanova, A.A.; Petkov, S.; Kilpelainen, A.; Jansons, J.; Latyshev, O.E.; Kuzmenko, Y. V.; Hinkula, J.; Abakumov, M.A.; Valuev-Elliston, V.T.; Gomelsky, M.; et al. Codon Optimization and Improved Delivery/Immunization Regimen Enhance the Immune Response against Wild-Type and Drug-Resistant HIV-1 Reverse Transcriptase, Preserving Its Th2-Polarity. Sci Rep 2018, 8, doi:10.1038/s41598-018-26281-z.

169. Leroy, L.A.; Donald, A. Mac; Kandlur, A.; Bose, D.; Xiao, P.; Gagnon, J.; Villinger, F.; Chebloune, Y. Cytokine Adjuvants IL-7 and IL-15 Improve Humoral Responses of a SHIV LentiDNA Vaccine in Animal Models. Vaccines (Basel) 2022, 10, doi:10.3390/vaccines10030461.

170. Sokolowska, E.; Blachnio-Zabielska, A.U. A Critical Review of Electroporation as a Plasmid Delivery System in Mouse Skeletal Muscle. Int J Mol Sci 2019, 20.

171. Petkov, S.; Kilpeläinen, A.; Bayurova, E.; Latanova, A.; Mezale, D.; Fridrihsone, I.; Starodubova, E.; Jansons, J.; Dudorova, A.; Gordeychuk, I.; et al. HIV-1 Protease as DNA Immunogen against Drug Resistance in HIV-1 Infection: DNA Immunization with Drug Resistant HIV-1 Protease Protects Mice from Challenge with Protease-Expressing Cells. Cancers (Basel) 2023, 15, doi:10.3390/cancers15010238.

172. Lambert, L.; Kinnear, E.; McDonald, J.U.; Grodeland, G.; Bogen, B.; Stubsrud, E.; Lindeberg, M.M.; Fredriksen, A.B.; Tregoning, J.S. DNA Vaccines Encoding Antigen Targeted to MHC Class II Induce Influenza-Specific CD8+ T Cell Responses, Enabling Faster Resolution of Influenza Disease. Front Immunol 2016, 7, doi:10.3389/fimmu.2016.00321.

173. Chen, J.; Huang, B.; Deng, Y.; Wang, W.; Zhai, C.; Han, D.; Wang, N.; Zhao, Y.; Zhai, D.; Tan, W. Synergistic Immunity and Protection in Mice by Co-Immunization with DNA Vaccines Encoding the Spike Protein and Other Structural Proteins of SARS-CoV-2. Vaccines (Basel) 2023, 11, doi:10.3390/vaccines11020243.

174. Guan, J.; Deng, Y.; Chen, H.; Yin, X.; Yang, Y.; Tan, W. Priming with Two DNA Vaccines Expressing Hepatitis C Virus NS3 Protein Targeting Dendritic Cells Elicits Superior Heterologous Protective Potential in Mice. Arch Virol 2015, 160, doi:10.1007/s00705-015-2535-7.

175. Tretyakova, I.; Hearn, J.; Wang, E.; Weaver, S.; Pushko, P. DNA Vaccine Initiates Replication of Live Attenuated Chikungunya Virus in Vitro and Elicits Protective Immune Response in Mice. Journal of Infectious Diseases 2014, 209, doi:10.1093/infdis/jiu114.

176. Chai, K.M.; Tzeng, T.T.; Shen, K.Y.; Liao, H.C.; Lin, J.J.; Chen, M.Y.; Yu, G.Y.; Dou, H.Y.; Liao, C.L.; Chen, H.W.; et al. Dna Vaccination Induced Protective Immunity against Sars Cov-2 Infection in Hamsterss. PLoS Negl Trop Dis 2021, 15, doi:10.1371/journal.pntd.0009374.

177. Dormeshkin, D.; Katsin, M.; Stegantseva, M.; Golenchenko, S.; Shapira, M.; Dubovik, S.; Lutskovich, D.; Kavaleuski, A.; Meleshko, A. Design and Immunogenicity of SARS-CoV-2 DNA Vaccine Encoding RBD-PVXCP Fusion Protein. Vaccines (Basel) 2023, 11, doi:10.3390/vaccines11061014.

178. Alter, G.; Yu, J.; Liu, J.; Chandrashekar, A.; Borducchi, E.N.; Tostanoski, L.H.; McMahan, K.; Jacob-Dolan, C.; Martinez, D.R.; Chang, A.; et al. Immunogenicity of Ad26.COV2.S Vaccine against SARS-CoV-2 Variants in Humans. Nature 2021, 596, doi:10.1038/s41586-021-03681-2.

179. Martin, J.E.; Sullivan, N.J.; Enama, M.E.; Gordon, I.J.; Roederer, M.; Koup, R.A.; Bailer, R.T.; Chakrabarti, B.K.; Bailey, M.A.; Gomez, P.L.; et al. A DNA Vaccine for Ebola Virus Is Safe and Immunogenic in a Phase I Clinical Trial. Clinical and Vaccine Immunology 2006, 13, doi:10.1128/CVI.00162-06.

180. Poland, G.A.; Ovsyannikova, I.G.; Kennedy, R.B. SARS-CoV-2 Immunity: Review and Applications to Phase 3 Vaccine Candidates. The Lancet 2020, 396.

181. Haidari, G.; Day, S.; Wood, M.; Ridgers, H.; Cope, A. V.; Fleck, S.; Yan, C.; Reijonen, K.; Hannaman, D.; Spentzou, A.; et al. The Safety and Immunogenicity of GTU®MultiHIV DNA Vaccine Delivered by Transcutaneous and Intramuscular Injection With or Without Electroporation in HIV-1 Positive Subjects on Suppressive ART. Front Immunol 2019, 10, doi:10.3389/fimmu.2019.02911.

182. Chang, C.; Sun, J.; Hayashi, H.; Suzuki, A.; Sakaguchi, Y.; Miyazaki, H.; Nishikawa, T.; Nakagami, H.; Yamashita, K.; Kaneda, Y. Stable Immune Response Induced by Intradermal DNA Vaccination by a Novel Needleless Pyro-Drive Jet Injector. AAPS PharmSciTech 2020, 21, 19, doi:10.1208/S12249-019-1564-Z.

183. Dong, L.; Feng, M.; Qiao, Y.; Liu, C.; Zhou, Y.; Xing, S.; Zhang, K.; Cai, Z.; Wu, H.; Wu,

J.; et al. Preclinical Safety and Biodistribution in Mice Following Single-Dose

150

Intramuscular Inoculation of Tumor DNA Vaccine by Electroporation. Hum Gene Ther 2022, 33, 757-764, doi:10.1089/HUM.2022.038.

184. Tuomela, M.; Malm, M.; Wallen, M.; Stanescu, I.; Krohn, K.; Peterson, P. Biodistribution and General Safety of a Naked DNA Plasmid, GTU®-MultiHIV, in a Rat, Using a Quantitative PCR Method. Vaccine 2005, 23, 890-896, doi:10.1016/J.VACCINE.2004.08.004.

185. Therapeutic Vaccination in Treated HIV Disease | ClinicalTrials.Gov Available online: https://clinicaltrials.gov/study/NCT03606213?a=12 (accessed on 6 October 2023).

186. Hettinga, J.; Carlisle, R. Vaccination into the Dermal Compartment: Techniques, Challenges, and Prospects. Vaccines (Basel) 2020, 8.

187. Roos, A.K.; Eriksson, F.; Timmons, J.A.; Gerhardt, J.; Nyman, U.; Gudmundsdotter, L.; Brave, A.; Wahren, B.; Pisa, P. Skin Electroporation: Effects on Transgene Expression, DNA Persistence and Local Tissue Environment. PLoS One 2009, 4, doi:10.1371/journal.pone.0007226.

188. Fusco, R.; Di Bernardo, E.; D'Alessio, V.; Salati, S.; Cadossi, M. Reduction of Muscle Contraction and Pain in Electroporation-Based Treatments: An Overview. World J Clin Oncol 2021, 12, doi:10.5306/wjco.v12.i5.367.

189. Weniger, B.G.; Papania, M.J. Alternative Vaccine Delivery Methods. In Vaccines: Sixth Edition; 2012.

190. Mitragotri, S. Current Status and Future Prospects of Needle-Free Liquid Jet Injectors. Nat Rev Drug Discov 2006, 5, 543-548, doi:10.1038/NRD2076.

191. Wang, R.; Bian, Q.; Xu, Y.; Xu, D.; Gao, J. Recent Advances in Mechanical Force-Assisted Transdermal Delivery of Macromolecular Drugs. Int J Pharm 2021, 602, doi:10.1016/J.IJPHARM.2021.120598.

192. Kazi, A.; Kakde, A.P.; Khaire, M.P.; Chhajed, P.N. Needle Free Injection Device: The Painless Technology. MIT International Journal of Pharmaceutical Sciences 2018, 4.

193. Dukare, M. V.; Saudagar, R.B. NEEDLE-FREE INJECTION SYSTEM. Int J Curr Pharm Res 2018, 10, 17-24, doi:10.22159/IJCPR.2018V10I2.25885.

194. Henry, K.; Campbell, S. Needlestick/Sharps Injuries and HIV Exposure among Health Care Workers. National Estimates Based on a Survey of U.S. Hospitals. Minn Med 1995, 78.

195. HINGSON, R.A.; DAVIS, H.S.; ROSEN, M. Clinical Experience with One and a Half Million Jet Injections in Parenteral Therapy and in Preventive Medicine. Mil Med 1963, 128, doi:10.1093/milmed/128.6.525.

196. Criscuolo, E.; Caputo, V.; Diotti, R.A.; Sautto, G.A.; Kirchenbaum, G.A.; Clementi, N. Alternative Methods of Vaccine Delivery: An Overview of Edible and Intradermal Vaccines. J Immunol Res 2019, 2019.

197. Hogan, N.C.; Taberner, A.J.; Jones, L.A.; Hunter, I.W. Needle-Free Delivery of Macromolecules through the Skin Using Controllable Jet Injectors. Expert Opin DrugDeliv 2015, 12, 1637-1648, doi:10.1517/17425247.2015.1049531.

198. Plotkin's Vaccines,E-Book - Walter A. Orenstein, Paul A. Offit, Kathryn M. Edwards, Stanley A. Plotkin - Google Books Available online: https://books.google.ru/books?hl=en&lr=&id=grqjEAAAQBAJ&oi=fnd&pg=PP1&ots=T Lessg_tUC&sig=BL6XQzoVwVWNYMnRC98brvJ05Kw&redir_esc=y#v=onepage&q& f=false (accessed on 6 October 2023).

199. Teixeira, L.; Medioni, J.; Garibal, J.; Adotevi, O.; Doucet, L.; Durey, M.A.D.; Ghrieb, Z.; Kiladjian, J.J.; Brizard, M.; Laheurte, C.; et al. A First-in-Human Phase I Study of INVAC-1, an Optimized Human Telomerase DNA Vaccine in Patients with Advanced Solid Tumors. Clinical Cancer Research 2020, 26, 588-597, doi:10.1158/1078-0432.CCR-19-1614.

200. Bashorun, A.O.; Badjie Hydara, M.; Adigweme, I.; Umesi, A.; Danso, B.; Johnson, N.; Sambou, N.A.; Fofana, S.; Kanu, F.J.; Jeyaseelan, V.; et al. Intradermal Administration of Fractional Doses of the Inactivated Poliovirus Vaccine in a Campaign: A Pragmatic, Open-Label, Non-Inferiority Trial in The Gambia. Lancet Glob Health 2022, 10, e257-e268, doi:10.1016/S2214-109X(21)00497-6.

201. Jarrahian, C.; Rein-Weston, A.; Saxon, G.; Creelman, B.; Kachmarik, G.; Anand, A.; Zehrung, D. Vial Usage, Device Dead Space, Vaccine Wastage, and Dose Accuracy of Intradermal Delivery Devices for Inactivated Poliovirus Vaccine (IPV). Vaccine 2017, 35, 1789-1796, doi:10.1016/J.VACCINE.2016.11.098.

202. Daly, C.; Molodecky, N.A.; Sreevatsava, M.; Belayneh, A.D.; Chandio, S.A.; Partridge, J.; Shaikh, A.; Laghari, M.; Agbor, J.; Safdar, R.M.; et al. Needle-Free Injectors for Mass Administration of Fractional Dose Inactivated Poliovirus Vaccine in Karachi, Pakistan: A

Survey of Caregiver and Vaccinator Acceptability. Vaccine 2020, 38, 1893-1898, doi:10.1016/J.VACCINE.2019.12.059.

203. Yousafzai, M.T.; Saleem, A.F.; Mach, O.; Baig, A.; Sutter, R.W.; Zaidi, A.K.M. Feasibility of Conducting Intradermal Vaccination Campaign with Inactivated Poliovirus Vaccine Using Tropis Intradermal Needle Free Injection System, Karachi, Pakistan. Heliyon 2017, 3, doi:10.1016/J.HELIYON.2017.E00395.

204. Khobragade, A.; Bhate, S.; Ramaiah, V.; Deshpande, S.; Giri, K.; Phophle, H.; Supe, P.; Godara, I.; Revanna, R.; Nagarkar, R.; et al. Efficacy, Safety, and Immunogenicity of the DNA SARS-CoV-2 Vaccine (ZyCoV-D): The Interim Efficacy Results of a Phase 3, Randomised, Double-Blind, Placebo-Controlled Study in India. The Lancet 2022, 399, 1313-1321, doi:10.1016/S0140-6736(22)00151-9.

205. Manam, S.; Ledwith, B.J.; Barnum, A.B.; Troilo, P.J.; Pauley, C.J.; Harper, L.B.; Griffiths, T.G.; Niu, Z.; Denisova, L.; Follmer, T.T.; et al. Plasmid DNA Vaccines: Tissue Distribution and Effects of DNA Sequence, Adjuvants and Delivery Method on Integration into Host DNA. Intervirology 2000, 43, 273-281, doi:10.1159/000053994.

206. Marston, J.O.; Lacerda, C.M.R. Characterization of Jet Injection Efficiency with Mouse Cadavers. Journal of Controlled Release 2019, 305, 101-109, doi:10.1016/J.JCONREL.2019.05.023.

207. Bernelin-Cottet, C.; Urien, C.; Fretaud, M.; Langevin, C.; Trus, I.; Jouneau, L.; Blanc, F.; Leplat, J.J.; Barc, C.; Boulesteix, O.; et al. A DNA Prime Immuno-Potentiates a Modified Live Vaccine against the Porcine Reproductive and Respiratory Syndrome Virus but Does Not Improve Heterologous Protection. Viruses 2019, 11, doi:10.3390/V11060576.

208. Graham, B.S.; Enama, M.E.; Nason, M.C.; Gordon, I.J.; Peel, S.A.; Ledgerwood, J.E.; Plummer, S.A.; Mascola, J.R.; Bailer, R.T.; Roederer, M.; et al. DNA Vaccine Delivered by a Needle-Free Injection Device Improves Potency of Priming for Antibody and CD8+ T-Cell Responses after RAd5 Boost in a Randomized Clinical Trial. PLoS One 2013, 8, doi:10.1371/JOURNAL.PONE.0059340.

209. Elbadry, H.O.; Awad, S.M.; Hammouda, H.E. Comparison between Jet Injector and Traditional Needle Syringe during Infiltration Anesthesia in Pediatric Patients. Mansoura Journal of Dentistry 2023, 10, 178-182, doi:10.61793/2812-5479.1002.

210. Rane, Y.S.; Thomas, J.B.; Fisher, P.; Broderick, K.E.; Marston, J.O. Feasibility of Using Negative Pressure for Jet Injection Applications. J Drug Deliv Sci Technol 2021, 63, 102395, doi:10.1016/J.JDDST.2021.102395.

211. Schlich, M.; Casula, L.; Musa, A.; Pireddu, R.; Pitzanti, G.; Cardia, M.C.; Valenti, D.; Marceddu, S.; Fadda, A.M.; De Luca, M.A.; et al. Needle-Free Jet Injectors and Nanosuspensions: Exploring the Potential of an Unexpected Pair. Pharmaceutics 2022, 14, doi:10.3390/PHARMACEUTIC S14051085.

212. Alberer, M.; Gnad-Vogt, U.; Hong, H.S.; Mehr, K.T.; Backert, L.; Finak, G.; Gottardo, R.; Bica, M.A.; Garofano, A.; Koch, S.D.; et al. Safety and Immunogenicity of a MRNA Rabies Vaccine in Healthy Adults: An Open-Label, Non-Randomised, Prospective, First-inHuman Phase 1 Clinical Trial. The Lancet 2017, 390, 1511-1520, doi:10.1016/S0140-6736(17)31665-3.

213. Alamri, S.S.; Alluhaybi, K.A.; Alhabbab, R.Y.; Basabrain, M.; Algaissi, A.; Almahboub, S.; Alfaleh, M.A.; Abujamel, T.S.; Abdulaal, W.H.; ElAssouli, M.Z.; et al. Synthetic SARS-CoV-2 Spike-Based DNA Vaccine Elicits Robust and Long-Lasting Th1 Humoral and Cellular Immunity in Mice. Front Microbiol 2021, 12, doi:10.3389/FMICB.2021.727455.

214. Chapman, R.; van Diepen, M.; Galant, S.; Kruse, E.; Margolin, E.; Ximba, P.; Hermanus, T.; Moore, P.; Douglass, N.; Williamson, A.L.; et al. Immunogenicity of HIV-1 Vaccines Expressing Chimeric Envelope Glycoproteins on the Surface of Pr55 Gag Virus-like Particles. Vaccines (Basel) 2020, 8, doi:10.3390/VACCINES8010054.

215. Jackson, L.A.; Rupp, R.; Papadimitriou, A.; Wallace, D.; Raanan, M.; Moss, K.J. A Phase 1 Study of Safety and Immunogenicity Following Intradermal Administration of a Tetravalent Dengue Vaccine Candidate. Vaccine 2018, 36, 3976-3983, doi:10.1016/J.VACCINE.2018.05.028.

216. Bakari, M.; Aboud, S.; Nilsson, C.; Francis, J.; Buma, D.; Moshiro, C.; Aris, E.A.; Lyamuya, E.F.; Janabi, M.; Godoy-Ramirez, K.; et al. Broad and Potent Immune Responses to a Low Dose Intradermal HIV-1 DNA Boosted with HIV-1 Recombinant MVA among Healthy Adults in Tanzania. Vaccine 2011, 29, 8417-8428, doi:10.1016/J.VACCINE.2011.08.001.

217. Beckett, C.G.; Tjaden, J.; Burgess, T.; Danko, J.R.; Tamminga, C.; Simmons, M.; Wu, S.J.; Sun, P.; Kochel, T.; Raviprakash, K.; et al. Evaluation of a Prototype Dengue-1 DNA

Vaccine in a Phase 1 Clinical Trial. Vaccine 2011, 29, 960-968, doi:10.1016/J.VACCINE.2010.11.050.

218. McAllister, L.; Anderson, J.; Werth, K.; Cho, I.; Copeland, K.; Le Cam Bouveret, N.; Plant, D.; Mendelman, P.M.; Cobb, D.K. Needle-Free Jet Injection for Administration of Influenza Vaccine: A Randomised Non-Inferiority Trial. The Lancet 2014, 384, 674-681, doi:10.1016/S0140-6736(14)60524-9.

219. Petrovsky, N.; Honda-Okubo, Y.; Royals, M.; Bragg, K.; Sajkov, D. A Randomized Controlled Study to Assess the Immunogenicity and Tolerability of a 2012 Trivalent Seasonal Inactivated Influenza Vaccine Administered via a Disposable Syringe Jet Injector Device versus a Traditional Pre-Filled Syringe and Needle. Trials Vaccinol2013, 2, 39-44, doi:10.1016/J.TRIVAC.2013.09.002.

220. Bavdekar, A.; Oswal, J.; Ramanan, P.V.; Aundhkar, C.; Venugopal, P.; Kapse, D.; Miller, T.; McGray, S.; Zehrung, D.; Kulkarni, P.S.; et al. Immunogenicity and Safety of Measles-Mumps-Rubella Vaccine Delivered by Disposable-Syringe Jet Injector in India: A Randomized, Parallel Group, Non-Inferiority Trial. Vaccine 2018, 36, 1220-1226, doi:10.1016/J.VACCINE.2018.01.006.

221. Momin, T.; Kansagra, K.; Patel, H.; Sharma, S.; Sharma, B.; Patel, J.; Mittal, R.; Sanmukhani, J.; Maithal, K.; Dey, A.; et al. Safety and Immunogenicity of a DNA SARS-CoV-2 Vaccine (ZyCoV-D): Results of an Open-Label, Non-Randomized Phase I Part of Phase I/II Clinical Study by Intradermal Route in Healthy Subjects in India. EClinicalMedicine 2021, 38, doi:10.1016/J.ECLINM.2021.101020.

222. Mooij, P.; Gradeland, G.; Koopman, G.; Andersen, T.K.; Mortier, D.; Nieuwenhuis, I.G.; Verschoor, E.J.; Fagrouch, Z.; Bogers, W.M.; Bogen, B. Needle-Free Delivery of DNA: Targeting of Hemagglutinin to MHC Class II Molecules Protects Rhesus Macaques against H1N1 Influenza. Vaccine 2019, 37, 817-826, doi:10.1016/J.VACCINE.2018.12.049.

223. Yadav, P.D.; Kumar, S.; Agarwal, K.; Jain, M.; Patil, D.R.; Maithal, K.; Mathapati, B.; Giri, S.; Mohandas, S.; Shete, A.; et al. Needle-Free Injection System Delivery of ZyCoV-D DNA Vaccine Demonstrated Improved Immunogenicity and Protective Efficacy in Rhesus Macaques against SARS-CoV-2. J Med Virol 2023, 95, doi:10.1002/JMV.28484.

224. Alluhaybi, K.A.; Alharbi, R.H.; Alhabbab, R.Y.; Aljehani, N.D.; Alamri, S.S.; Basabrain, M.; Alharbi, R.; Abdulaal, W.H.; Alfaleh, M.A.; Tamming, L.; et al. Cellular and Humoral

Immunogenicity of a Candidate Dna Vaccine Expressing Sars-Cov-2 Spike Subunit 1. Vaccines (Basel) 2021, 9, doi:10.3390/VACCINES9080852.

225. Suschak, J.J.; Bixler, S.L.; Badger, C. V.; Spik, K.W.; Kwilas, S.A.; Rossi, F.D.; Twenhafel, N.; Adams, M.L.; Shoemaker, C.J.; Spiegel, E.; et al. A DNA Vaccine Targeting VEE Virus Delivered by Needle-Free Jet-Injection Protects Macaques against Aerosol Challenge. NPJ Vaccines 2022, 7, doi:10.1038/S41541-022-00469-X.

226. van Rompay, K.K.A.; Keesler, R.I.; Ardeshir, A.; Watanabe, J.; Usachenko, J.; Singapuri, A.; Cruzen, C.; Bliss-Moreau, E.; Murphy, A.M.; Yee, J.A.L.; et al. DNA Vaccination before Conception Protects Zika Virus-Exposed Pregnant Macaques against Prolonged Viremia and Improves Fetal Outcomes. Sci Transl Med 2019, 11, doi:10.1126/SCITRANSLMED.AAY2736.

227. Mao, S.; Li, S.; Zhang, Y.; Long, L.; Peng, J.; Cao, Y.; Mao, J.Z.; Qi, X.; Xin, Q.; San, G.; et al. A Highly Efficient Needle-Free-Injection Delivery System for MRNA-LNP Vaccination against SARS-CoV-2. Nano Today 2023, 48, doi:10.1016/j.nantod.2022.101730.

228. Budker, V.; Budker, T.; Zhang, G.; Subbotin, V.; Loomis, A.; Wolff, J.A. Hypothesis: Naked Plasmid DNA Is Taken up by Cells in Vivo by a Receptor-Mediated Process. Journal of Gene Medicine 2000, 2.

229. Qin, W.D.; Mi, S.H.; Li, C.; Wang, G.X.; Zhang, J.N.; Wang, H.; Zhang, F.; Ma, Y.; Wu, D.W.; Zhang, M. Low Shear Stress Induced HMGB1 Translocation and Release via PECAM-1/ PARP-1 Pathway to Induce Inflammation Response. PLoS One 2015, 10, doi:10.1371/journal.pone.0120586.

230. Ahn, Y.; Seo, J.; Lee, E.J.; Kim, J.Y.; Park, M.Y.; Hwang, S.; Almurayshid, A.; Lim, B.J.; Yu, J.W.; Oh, S.H. ATP-P2X7-Induced Inflammasome Activation Contributes to Melanocyte Death and CD8+ T-Cell Trafficking to the Skin in Vitiligo. Journal of Investigative Dermatology 2020, 140, doi:10.1016/j.jid.2019.12.035.

231. Hsieh, H.J.; Liu, C.A.; Huang, B.; Tseng, A.H.; Wang, D.L. Shear-Induced Endothelial Mechanotransduction: The Interplay between Reactive Oxygen Species (ROS) and Nitric Oxide (NO) and the Pathophysiological Implications. JBiomed Sci 2014, 21.

232. Augenstein, D.C.; Sinskey, A.J.; Wang, D.I.C. Effect of Shear on the Death of Two Strains of Mammalian Tissue Cells. Biotechnol Bioeng 1971, 13, doi:10.1002/bit.260130308.

233. Greenfield, E.A.; Nguyen, K.A.; Kuchroo, V.K. CD28/B7 Costimulation: A Review. Crit Rev Immunol 1998, 18.

234. Weninger, W.; Von Andrian, U.H. Chemokine Regulation of Naive T Cell Traffic in Health and Disease. Semin Immunol 2003, 15, doi:10.1016/j.smim.2003.08.007.

235. Shedlock, D.J.; Weiner, D.B. DNA Vaccination: Antigen Presentation and the Induction of Immunity. JLeukoc Biol 2000, 68, doi:10.1189/jlb.68.6.793.

236. Hong, W.; Yang, B.; He, Q.; Wang, J.; Weng, Q. New Insights of CCR7 Signaling in Dendritic Cell Migration and Inflammatory Diseases. Front Pharmacol 2022, 13, 841687, doi:10.3389/FPHAR.2022.841687.

237. Hanasaki, I.; Walther, J.H.; Kawano, S.; Koumoutsakos, P. Coarse-Grained Molecular Dynamics Simulations of Shear-Induced Instabilities of Lipid Bilayer Membranes in Water. Phys Rev E Stat Nonlin Soft Matter Phys 2010, 82, doi:10.1103/PHYSREVE.82.051602.

238. Caldera, F.; Knutson, K.L.; Saha, S.; Wald, A.; Phan, H.S.; Chun, K.; Grimes, I.; Lutz, M.; Hayney, M.S.; Farraye, F.A. Humoral Immunogenicity of MRNA COVID-19 Vaccines Among Patients With Inflammatory Bowel Disease and Healthy Controls. American Journal of Gastroenterology 2022, 117, doi:10.14309/ajg.0000000000001570.

239. Brocato, R.L.; Kwilas, S.A.; Josleyn, M.D.; Long, S.; Zeng, X.; Perley, C.C.; Principe, L.M.; Somerville, B.; Cohen, M. V.; Hooper, J.W. Small Animal Jet Injection Technique Results in Enhanced Immunogenicity of Hantavirus DNA Vaccines. Vaccine 2021, 39, 1101-1110, doi:10.1016/J.VACCINE.2021.01.002.

240. Jiang, J.; Ramos, S.J.; Bangalore, P.; Fisher, P.; Germar, K.; Lee, B.K.; Williamson, D.; Kemme, A.; Schade, E.; McCoy, J.; et al. Integration of Needle-Free Jet Injection with Advanced Electroporation Delivery Enhances the Magnitude, Kinetics, and Persistence of Engineered DNA Vaccine Induced Immune Responses. Vaccine 2019, 37, doi:10.1016/j.vaccine.2019.05.054.

241. Brocato, R.L.; Kwilas, S.A.; Kim, R.K.; Zeng, X.; Principe, L.M.; Smith, J.M.; Hooper, J.W. Protective Efficacy of a SARS-CoV-2 DNA Vaccine in Wild-Type and Immunosuppressed Syrian Hamsters. NPJ Vaccines 2021, 6, doi:10.1038/S41541-020-00279-Z.

242. Nishikawa, T.; Chang, C.Y.; Tai, J.A.; Hayashi, H.; Sun, J.; Torii, S.; Ono, C.; Matsuura, Y.; Ide, R.; Mineno, J.; et al. Immune Response Induced in Rodents by Anti-CoVid19

Plasmid DNA Vaccine via Pyro-Drive Jet Injector Inoculation. Immunol Med 2022, 45, doi:10.1080/25785826.2022.2111905.

243. Hama, S.; Arata, M.; Nakamura, I.; Kasetani, T.; Itakura, S.; Tsuchiya, H.; Yoshiki, T.; Kogure, K. Prevention of Tumor Growth by Needle-Free Jet Injection of Anti-C7orf24 SiRNA. Cancer Gene Ther 2012, 19, doi:10.1038/cgt.2012.31.

244. Abbasi, S.; Matsui-masai, M.; Hayashi, A.; Tockary, T.A.; Akinaga, S. Cutaneous Jet-Injection of Naked MRNA Vaccine Induces Robust Immune Responses without Systemic Vaccine Spillage. BioRxiv 2023.

245. Jay, A.; Kwilas, S.A.; Josleyn, M.; Ricks, K.; Hooper, J.W. Humoral Immunogenicity of a Coronavirus Disease 2019 (COVID-19) DNA Vaccine in Rhesus Macaques (Macaca Mulatta) Delivered Using Needle-Free Jet Injection. PLoS One 2023, 18, doi:10.1371/journal.pone.0275082.

246. Mucker, E.M.; Golden, J.W.; Hammerbeck, C.D.; Kishimori, J.M.; Royals, M.; Joselyn, M.D.; Ballantyne, J.; Nalca, A.; Hooper, J.W. A Nucleic Acid-Based Orthopoxvirus Vaccine Targeting the Vaccinia Virus L1, A27, B5, and A33 Proteins Protects Rabbits against Lethal Rabbitpox Virus Aerosol Challenge. J Virol 2022, 96, doi:10.1128/JVI.01504-21.

247. Kwilas, S.; Kishimori, J.; Josleyn, M.; Jerke, K.; Ballantyne, J.; Royals, M.; Hooper, J. A Hantavirus Pulmonary Syndrome (HPS) DNA Vaccine Delivered Using a Spring-Powered Jet Injector Elicits a Potent Neutralizing Antibody Response in Rabbits and Nonhuman Primates. Curr Gene Ther 2014, 14, 200-210, doi:10.2174/1566523214666140522122633.

248. Dowd, K.A.; Ko, S.Y.; Morabito, K.M.; Yang, E.S.; Pelc, R.S.; DeMaso, C.R.; Castilho, L.R.; Abbink, P.; Boyd, M.; Nityanandam, R.; et al. Rapid Development of a DNA Vaccine for Zika Virus. Science (1979) 2016, 354, 237-240, doi:10.1126/SCIENCE.AAI9137.

249. Grodeland, G.; Fredriksen, A.B.; L0set, G.Ä.; Vikse, E.; Fugger, L.; Bogen, B. Antigen Targeting to Human HLA Class II Molecules Increases Efficacy of DNA Vaccination. The Journal of Immunology 2016, 197, 3575-3585, doi:10.4049/JIMMUNOL.1600893.

250. Lassauniere, R.; Polacek, C.; Gram, G.J.; Frische, A.; Tingstedt, J.L.; Krüger, M.; Dorner, B.G.; Cook, A.; Brown, R.; Orekov, T.; et al. Preclinical Evaluation of a Candidate Naked Plasmid DNA Vaccine against SARS-CoV-2. NPJ Vaccines 2021, 6, doi:10.1038/S41541-021-00419-Z.

251. Viegas, E.O.; Tembe, N.; Nilsson, C.; Meggi, B.; Maueia, C.; Augusto, O.; Stout, R.; Scarlatti, G.; Ferrari, G.; Earl, P.L.; et al. Intradermal HIV-1 DNA Immunization Using Needle-Free Zetajet Injection Followed by HIV-Modified Vaccinia Virus Ankara Vaccination Is Safe and Immunogenic in Mozambican Young Adults: A Phase i Randomized Controlled Trial. AIDS Res Hum Retroviruses 2018, 34, doi:10.1089/aid.2017.0121.

252. Moodie, Z.; Walsh, S.R.; Laher, F.; Maganga, L.; Herce, M.E.; Naidoo, S.; Hosseinipour, M.C.; Innes, C.; Bekker, L.G.; Grunenberg, N.; et al. Antibody and Cellular Responses to HIV Vaccine Regimens with DNA Plasmid as Compared with ALVAC Priming: An Analysis of Two Randomized Controlled Trials. PLoS Med 2020, 17, doi:10.1371/journal.pmed.1003117.

253. Munseri, P.J.; Kroidl, A.; Nilsson, C.; Joachim, A.; Geldmacher, C.; Mann, P.; Moshiro, C.; Aboud, S.; Lyamuya, E.; Maboko, L.; et al. Priming with a Simplified Intradermal HIV-1 DNA Vaccine Regimen Followed by Boosting with Recombinant HIV-1 MVA Vaccine Is Safe and Immunogenic: A Phase IIa Randomized Clinical Trial. PLoS One 2015, 10, doi:10.1371/journal.pone.0119629.

254. Nakagami, H.; Hayashi, H.; Sun, J.; Yanagida, Y.; Otera, T.; Nakagami, F.; Hamaguchi, S.; Yoshida, H.; Okuno, H.; Yoshida, S.; et al. Phase I Study to Assess the Safety and Immunogenicity of an Intradermal COVID-19 DNA Vaccine Administered Using a PyroDrive Jet Injector in Healthy Adults. Vaccines (Basel) 2022, 10, doi:10.3390/vaccines10091427.

255. Walther, W.; Siegel, R.; Kobelt, D.; Knösel, T.; Dietel, M.; Bembenek, A.; Aumann, J.; Schleef, M.; Baier, R.; Stein, U.; et al. Novel Jet-Injection Technology for Nonviral Intratumoral Gene Transfer in Patients with Melanoma and Breast Cancer. Clinical Cancer Research 2008, 14, doi:10.1158/1078-0432.CCR-08-0412.

256. Mucker, E.M.; Brocato, R.L.; Principe, L.M.; Kim, R.K.; Zeng, X.; Smith, J.M.; Kwilas, S.A.; Kim, S.; Horton, H.; Caproni, L.; et al. SARS-CoV-2 Doggybone DNA Vaccine Produces Cross-Variant Neutralizing Antibodies and Is Protective in a COVID-19 Animal Model. Vaccines (Basel) 2022, 10, doi:10.3390/VACCINES10071104.

257. Villacres, M.C.; Longmate, J.; Auge, C.; Diamond, D.J. Predominant Type 1 CMV-Specific Memory T-Helper Response in Humans: Evidence for Gender Differences in Cytokine Secretion. Hum Immunol 2004, 65, 476-485, doi:10.1016/j.humimm.2004.02.021.

258. Klein, S.L.; Flanagan, K.L. Sex Differences in Immune Responses. Nature Reviews Immunology 2016 16:10 2016, 16, 626-638, doi:10.1038/nri.2016.90.

259. Xia, H.J.; Zhang, G.H.; Wang, R.R.; Zheng, Y.T. The Influence of Age and Sex on the Cell Counts of Peripheral Blood Leukocyte Subpopulations in Chinese Rhesus Macaques. Cellular & Molecular Immunology 2009 6:6 2009, 6, 433-440, doi:10.1038/cmi.2009.55.

260. Hewagama, A.; Patel, D.; Yarlagadda, S.; Strickland, F.M.; Richardson, B.C. Stronger Inflammatory/Cytotoxic T-Cell Response in Women Identified by Microarray Analysis. Genes & Immunity 2009 10:5 2009, 10, 509-516, doi:10.1038/gene.2009.12.

261. Boissier, J.; Chlichlia, K.; Digon, Y.; Ruppel, A.; Mone, H. Preliminary Study on Sex-Related Inflammatory Reactions in Mice Infected with Schistosoma Mansoni. Parasitol Res 2003, 91, 144-150, doi:10.1007/S00436-003-0943-1/METRICS.

262. Malke, H. T. Maniatis, E. F. Fritsch and J. Sambrook, Molecular Cloning: A Laboratory Manual, X + 545 S., 61 Abb., 28 Tab. Cold Spring Harbor, N. Y. 1982. Cold Spring Harbor Laboratory. Z AllgMikrobiol 1984, 24, doi:10.1002/jobm.19840240107.

263. "ОФС.1.7.1.0013.18. Общая Фармакопейная Статья. ДНК Вакцины" (Утв. и Введена в Действие Приказом Минздрава России От 31.10.2018 N 749) ("Государственная Фармакопея Российской Федерации. XIV Издание") - КонсультантПлюс Available online:

https://www.consultant.ru/cons/cgi/online.cgi?req=doc&base=0TN&n=30582#GHU11jU k7sBf46Mk1 (accessed on 21 April 2025).

264. Baiersdorfer, M.; Boros, G.; Muramatsu, H.; Mahiny, A.; Vlatkovic, I.; Sahin, U.; Kariko, K. A Facile Method for the Removal of DsRNA Contaminant from In Vitro-Transcribed MRNA. Mol Ther Nucleic Acids 2019, 15, doi:10.1016/j.omtn.2019.02.018.

265. Lokras, A.; Chakravarty, A.; Rades, T.; Christensen, D.; Franzyk, H.; Thakur, A.; Foged, C. Simultaneous Quantification of Multiple RNA Cargos Co-Loaded into Nanoparticle-Based Delivery Systems. Int J Pharm 2022, 626, 122171, doi:10.1016/J.IJPHARM.2022.122171.

266. Timing and Spacing of Immunobiologics | Vaccines & Immunizations | CDC Available online: https://www.cdc.gov/vaccines/hcp/imz-best-practices/timing-spacing-immunobiologics.html#cdcreference_82 (accessed on 21 April 2025).

267. CDC; Ncird Advisory Committee on Immunization Practices (ACIP) General Best Guidance for Immunization.

268. Reed, L.J.; Muench, H. A Simple Method of Estimating Fifty per Cent Endpoints. Am J Epidemiol 1938, 27, doi:10.1093/oxfordjournals.aje.a118408.

269. Rudometova, N.B.; Shcherbakov, D.N.; Karpenko, L.I. GENERATION AND CHARACTERIZATION OF SARS-CoV-2 PSEUDOVIRUSES. Medicinskij Akademiceskij Zurnal 2022, 22, doi:10.17816/MAJ108600.

270. Neerukonda, S.N.; Vassell, R.; Herrup, R.; Liu, S.; Wang, T.; Takeda, K.; Yang, Y.; Lin, TL.; Wang, W.; Weiss, C D. Establishment of a Well-Characterized SARSCoV-2 Lentiviral Pseudovirus Neutralization Assay Using 293T Cells with Stable Expression of ACE2 and TMPRSS2. PLoS One 2021, 16, doi:10.1371/journal.pone.0248348.

271. Borgoyakova, M.B.; Karpenko, L.I.; Rudometov, A.P.; Shanshin, D. V.; Isaeva, A.A.; Nesmeyanova, V.S.; Volkova, N. V.; Belenkaya, S. V.; Murashkin, D.E.; Shcherbakov, D.N.; et al. Immunogenic Properties of the DNA Construct Encoding the Receptor-Binding Domain of the SARS-CoV-2 Spike Protein. Mol Biol 2021, 55, doi:10.1134/S0026893321050046.

272. Shipovalov, A. V.; Kudrov, G.A.; Tomilov, A.A.; Bodnev, S.A.; Boldyrev, N.D.; Ovchinnikova, A.S.; Zaikovskaya, A. V.; Taranov, O.S.; P'yankov, O. V.; Maksyutov, R.A. Studying the Susceptibility of Mouse Strains to SARS-CoV-2 Variants of Concern. Problems of especially dangerous infections 2022, 0, 148-155, doi:10.21055/0370-1069-2022-1-148-155.

273. Dolskiy, A.A.; Bodnev, S.A.; Nazarenko, A.A.; Smirnova, A.M.; Pyankova, O.G.; Matveeva, A.K.; Grishchenko, I. V.; Tregubchak, T. V.; Pyankov, O. V.; Ryzhikov, A.B.; et al. Deletion of BST2 Cytoplasmic and Transmembrane N-Terminal Domains Results in SARS-CoV, SARS-CoV-2, and Influenza Virus Production Suppression in a Vero Cell Line. Front Mol Biosci 2020, 7, 616798, doi:10.3389/FMOLB.2020.616798/BIBTEX.

274. Matsuda, T.; Oinuma, I. Optimized CRISPR/Cas9-Mediated in Vivo Genome Engineering Applicable to Monitoring Dynamics of Endogenous Proteins in the Mouse Neural Tissues. Sci Rep 2019, 9, doi:10.1038/s41598-019-47721-4.

275. Doi, K.; Hargitai, J.; Kong, J.; Tsang, S.H.; Wheatley, M.; Chang, S.; Goff, S.; Gouras, P.

Lentiviral Transduction of Green Fluorescent Protein in Retinal Epithelium: Evidence of

Rejection. Vision Res 2002, 42, 551-558, doi:10.1016/S0042-6989(01)00237-1.

161

276. Qiu, K.; Duan, X.; Mao, M.; Song, Y.; Rao, Y.; Cheng, D.; Feng, L.; Shao, X.; Jiang, C.; Huang, H.; et al. MRNA-LNP Vaccination-Based Immunotherapy Augments CD8+ T Cell Responses against HPV-Positive Oropharyngeal Cancer. NPJ Vaccines 2023, 8, doi:10.1038/s41541-023-00733-8.

277. Ji, A.; Xu, M.; Pan, Y.; Diao, L.; Ma, L.; Qian, L.; Cheng, J.; Liu, M. Lipid Microparticles Show Similar Efficacy With Lipid Nanoparticles in Delivering MRNA and Preventing Cancer. Pharm Res 2022, doi:10.1007/s11095-022-03445-1.

278. Meyer, R.A.; Neshat, S.Y.; Green, J.J.; Santos, J.L.; Tuesca, A.D. Targeting Strategies for MRNA Delivery. Mater Today Adv 2022, 14.

279. Aliakbarinodehi, N.; Gallud, A.; Mapar, M.; Wesen, E.; Heydari, S.; Jing, Y.; Emilsson, G.; Liu, K.; Sabirsh, A.; Zhdanov, V.P.; et al. Interaction Kinetics of Individual MRNA-Containing Lipid Nanoparticles with an Endosomal Membrane Mimic: Dependence on PH, Protein Corona Formation, and Lipoprotein Depletion. ACS Nano 2022, 16, doi:10.1021/acsnano.2c04829.

280. Assessment Report, COVID-19 Vaccine Moderna, European Medicines Agency (EMA). Procedure No. EMEA/H/C/005791/0000 Available online: https://www.ema.europa.eu/en/documents/assessment-report/spikevax-previously-covid-19-vaccine-moderna-epar-public-assessment-report_en.pdf (accessed on 9 November 2024).

281. Assessment Report COVID-19 MRNA Vaccine (Nucleoside-Modified) European Medicines Agency (EMA). Procedure No. EMEA/H/C/005735/0000. Available online: https://www.ema.europa.eu/en/documents/assessment-report/comirnaty-epar-public-assessment-report_en.pdf (accessed on 9 November 2024).

282. Borgoyakova, M.B.; Karpenko, L.I.; Rudometov, A.P.; Volosnikova, E.A.; Merkuleva, I.A.; Starostina, E. V.; Zadorozhny, A.M.; Isaeva, A.A.; Nesmeyanova, V.S.; Shanshin, D. V.; et al. Self-Assembled Particles Combining SARS-CoV-2 RBD Protein and RBD DNA Vaccine Induce Synergistic Enhancement of the Humoral Response in Mice. Int J Mol Sci 2022, 23, doi:10.3390/IJMS23042188.

283. Sonoda, J.; Mizoguchi, I.; Inoue, S.; Watanabe, A.; Sekine, A.; Yamagishi, M.; Miyakawa, S.; Yamaguchi, N.; Horio, E.; Katahira, Y.; et al. A Promising Needle-Free Pyro-Drive Jet Injector for Augmentation of Immunity by Intradermal Injection as a Physical Adjuvant. Int J Mol Sci 2023, 24.

284. Abbasi, S.; Matsui-Masai, M.; Yasui, F.; Hayashi, A.; Tockary, T.A.; Akinaga, S.; Kohara, M.; Kataoka, K.; Uchida, S. Jet Injection Potentiates Naked MRNA SARS-CoV-2 Vaccine in Mice and Non-Human Primates by Adding Physical Stress to the Skin. bioRxiv 2023, 2023.02.27.530188, doi:10.1101/2023.02.27.530188.

285. Abbasi, S.; Matsui-Masai, M.; Yasui, F.; Hayashi, A.; Tockary, T.A.; Mochida, Y.; Akinaga, S.; Kohara, M.; Kataoka, K.; Uchida, S. Carrier-Free MRNA Vaccine Induces Robust Immunity against SARS-CoV-2 in Mice and Non-Human Primates without Systemic Reactogenicity. Molecular Therapy 2024, 32, 1266-1283, doi:10.1016/j.ymthe.2024.03.022.

286. Leneva, I.A.; Smirnova, D.I.; Kartashova, N.P.; Gracheva, A. V.; Ivanina, A. V.; Glubokova, E.A.; Korchevaya, E.R.; Pankratov, A.A.; Trunova, G.G.; Khokhlova, V.A.; et al. Comparative Study of Wuhan-like and Omicron-like Variants of SARS-CoV-2 in Experimental Animal Models. Vopr Virusol2022, 67, doi:10.36233/0507-4088-135.

287. Lyubavina, N.A.; Saltsev, S.G.; Menkov, N. V.; Tyurikova, L. V.; Plastinina, S.S.; Shonia, M.L.; Tulichev, A.A.; Milyutina, M.Y.; Makarova, E. V. Immunological Approaches to the Treatment of New Coronavirus Infection (Review). Sovremennye Tehnologii v Medicine 2021, 13, doi:10.17691/stm2021.13.3.09.

288. Bader, S.M.; Cooney, J.P.; Sheerin, D.; Taiaroa, G.; Harty, L.; Davidson, K.C.; Mackiewicz, L.; Dayton, M.; Wilcox, S.; Whitehead, L.; et al. SARS-CoV-2 Mouse Adaptation Selects Virulence Mutations That Cause TNF-Driven Age-Dependent Severe Disease with Human Correlates. Proc Natl Acad Sci USA 2023, 120, doi:10.1073/pnas.2301689120.