Эпидемиологические особенности гнойно-септических инфекций, вызванных Acinetobacter baumannii и Preudomonas aeruginosa в ожоговом реанимационном отделении тема диссертации и автореферата по ВАК РФ 14.00.30, кандидат медицинских наук Гончаров, Артемий Евгеньевич

  • Гончаров, Артемий Евгеньевич
  • кандидат медицинских науккандидат медицинских наук
  • 2005, Санкт-ПетербургСанкт-Петербург
  • Специальность ВАК РФ14.00.30
  • Количество страниц 164
Гончаров, Артемий Евгеньевич. Эпидемиологические особенности гнойно-септических инфекций, вызванных Acinetobacter baumannii и Preudomonas aeruginosa в ожоговом реанимационном отделении: дис. кандидат медицинских наук: 14.00.30 - Эпидемиология. Санкт-Петербург. 2005. 164 с.

Оглавление диссертации кандидат медицинских наук Гончаров, Артемий Евгеньевич

Введение 3

Глава 1. Обзор литературы.7

1.1 Проблема гнойно-септических инфекций в комбустиологии.7

1.2 ; Этиологическая характеристика гнойносептических инфекций у пациентов ожоговых стационаров на современном этапе. 12

1.3. Эпидемиология распространения полиантибиотикорезистентных штаммов ацинетобактер и синегнойной палочки. 22

1.4. Оценка возможностей профилактики гнойно-септических инфекций, вызванных неферментирующими микроорганизмами в ожоговых стационарах. Фаготерапия как метод профилактики гнойно-септических инфекций ожоговых ран. 25

Глава 2. Материалы и методы.30

Глава 3. Особенности эпидемического процесса гнойно-септических инфекций, обусловленных Acinetobacter baumannii в ожоговом реанимационном отделении.39

Глава 4. Особенности эпидемического процесса гнойно-септических инфекций, обусловленных Pseudomonas aeruginosa в ожоговых реанимационных отделениях.81

Глава 5. Влияние стихийной циркуляции псевдомонадных и ацинетобактерных бактериофагов на эпидемический процесс гнойно-септических инфекций в стационаре.105

Рекомендованный список диссертаций по специальности «Эпидемиология», 14.00.30 шифр ВАК

Введение диссертации (часть автореферата) на тему «Эпидемиологические особенности гнойно-септических инфекций, вызванных Acinetobacter baumannii и Preudomonas aeruginosa в ожоговом реанимационном отделении»

Актуальность исследования

В настоящее время Acinetobacter banmannii и Pseudomonas aeruginosa лидируют в составе грамотрицательной микрофлоры, вызывающей гнойно-септические инфекции у пациентов ожоговых стационаров. [134,25,21] Способность этих микроорганизмов формировать госпитальные штаммы, устойчивые ко всем классам применяемых антибиотиков, ряду дезинфектантов и антисептиков, существенно снижает эффективность не только лечебных мероприятий, но и мероприятий, предназначенных для инфекционного контроля за синегнойной и ацинетобактерной инфекциями в стационарах. Как оказалось, появление новых классов антибактериальных препаратов, совершенствование реанимационных технологий и внедрение в практику традиционных программ инфекционного контроля существенным образом не повлияло на заболеваемость ГСИ ацинетобактерной и синегнойной этиологии.

В связи с этим назрела необходимость детального изучения эпидемиологии данных инфекций в стационарах, где заболеваемость ими наиболее высока: в ожоговых реанимационных отделениях. Ограниченные возможности антибиотикотерапии заставляют заниматься поиском новых альтернативных методов борьбы с этими возбудителями. Требуется внести коррективы в систему инфекционного контроля. Кроме того, для лечения и профилактики ГСИ может быть, в частности, изучено применение бактериофагов.

В настоящее время практически отсутствуют данные о чувствительности «ожоговых» штаммов Acinetobacter baumannii и Pseudomonas aeruginosa к бактериофагам. Отсутствуют работы по изучению экологических аспектов взаимодействия бактериофагов и бактерий - хозяев на популяционном уровне в условиях стационаров с высокой частотой внутрибольничного инфицирования. Не разработаны методы, позволяющие на основе объективных данных осуществлять слежение за изменениями клональной структуры госпитальных популяций ацинетобактер и синегнойной палочки, в том числе, за появлением и циркуляцией клонов, устойчивых к различным антибактериальным препаратам. Таким образом, актуальность выбранной темы определяется необходимостью более глубокого изучения экологических основ развития ГСИ и разработки более обоснованных с теоретических позиций принципов инфекционного контроля в ожоговых стационарах.

Цель и задачи исследования.

Целью настоящего исследования было изучение эпидемиологических закономерностей ГСИ, вызванных синегнойной палочкой и ацинетобактер, в ожоговом реанимационном отделении и разработка предложений по оптимизации инфекционного контроля за этими инфекциями.

Для реализации цели были поставлены следующие задачи:

1. на основании проспективного наблюдения выявить эпидемиологические особенности распространения в реанимационном отделении ожогового стационара гнойно-септических инфекций, вызванных синегнойной палочкой и ацинетобактер

2. оценить возможности применения современных методов генетического типирования для слежения за изменениями структуры госпитальных штаммов

3. изучить экологию стихийно циркулирующих бактериофагов и влияние этого явления на формирование госпитальных штаммов Acinetobacter baumannii и Pseudomonas aeruginosa в стационаре

4. оценить возможность применения для лечебных и профилактических целей бактериофагов, адаптированных к циркулирующим в стационаре штаммам ацинетобактер и синегнойной палочки

Научная новизна.

1".Впервые на основе сравнительного проспективного исследования удалось установить ряд отличительных эпидемиологических особенностей развития: ГСИ, вызванных A. baumannii и P. aeruginosa, а. также то, что широко распространенное мнение о слабой патогенности A. baumannii не всегда отражает объективную ситуацию: в ряде случаев формируются госпитальные штаммы ацинетобактер, которые обладают более высокой вирулентностью, чем госпитальные штаммы; синегнойной палочки.

2. Изучено влияние паразитарных экосистем; складывающихся при взаимодействии стихийно: циркулирующих специфичных бактериофагов и хозяев — возбудителей ГСИ; на формирование госпитальных штаммов Acinetobacter baumannii и Pseudomonas aeruginosa

3. Дано научное обоснование комплекса противоэпидемических мероприятий, включающего слежение: за динамикой генетической структуры госпитальных штаммов ацинетобактера и синегнойной палочки и стихийно циркулирующими в ожоговом: стационаре бактериофагами, которые могут существенно изменять ряд биологических свойств изучаемых возбудителей ГСИ

Теоретическая и практическая значимость работы.

Показано, что при ацинетобактернош и синегнойной инфекциях имеются различия1 в условиях формирования ГСИ, в частности, ведущих факторах передачи и местах риска, что определяет необходимость дифференциации профилактических мероприятий при этих нозоформах.

Показано, что внедрение разработанной системы фаготипирования А. baumannii и Р. aeruginosa, основанной на использовании неоднородной популяции стихийно циркулирующих в стационаре бактериофагов, позволяет более точно установить эпидемиологические связи.

Впервые в России для определения эпидемиологических связей использовался метод RAPD-генотипирования и показана целесообразность его внедрения в систему инфекционного контроля при изучении генетической структуры госпитальных штаммов наряду с фаготипированием и изучением стихийной циркуляции бактериофагов.

Установленное на основании молекулярно-генетических исследований доминирование в ожоговых стационарах стабильно сохраняющегося небольшого числа госпитальных штаммов ацинетобактер позволяет понять причину быстрого формирования устойчивости к постоянно используемым в стационаре антибиотикам, дезинфектантам и антисептикам.

Разработанная система адаптации выделенных в стационаре фагов к 44,4 % культур ацинетобактер и 13,3 % культур синегнойной палочки открывает перспективы использования бактериофагов для лечения и профилактики ГСИ.

На защиту выносятся следующие положения:

1. в ожоговых реанимационных отделениях ГСИ, вызываемые Acinetobacter baumannii и Pseudomonas aeruginosa различаются по значимости мест заражения и факторов передачи

2. в ожоговых стационарах формируется небольшое число клональных линий госпитальных штаммов Acinetobacter baumannii и Pseudomonas aeruginosa, обладающих наиболее выраженной приспособляемостью к неблагоприятным факторам воздействия (антибиотикам, дезинфектантам, антисептикам, бактериофагам)

3. в систему инфекционного контроля необходимо включать молекулярно-генетические исследования госпитальных штаммов (RAPD-типирование) и, наряду с определением спектра чувствительности к антибиотикам и фаготипа, также оценку стихийной циркуляции бактериофагов

Похожие диссертационные работы по специальности «Эпидемиология», 14.00.30 шифр ВАК

Заключение диссертации по теме «Эпидемиология», Гончаров, Артемий Евгеньевич

Выводы

1. В реанимационном отделении ожогового стационара отмечается высокая частота внутрибольничных ГСИ, обусловленных Acinetobacter baumannii и Pseudomonas aeruginosa, частота которых составила соответственно 66,3 и 40,3 на 100 поступивших пациентов. Заносы негоспитальных штаммов ацинетобактер и синегнойной палочки составили 0,99 % и - 7,3 % соответственно.

2. Заражение ожоговых пациентов ацинетобактер происходит, как правило, в палатах (78,9±9,6%), реже в перевязочных, а заражение синегнойной палочкой, наоборот, чаще - в перевязочных (80±13,3%). В качестве факторов передачи для ацинетобактер большее значение имеют матрацы, постельные принадлежности и каталки для транспортировки пациентов, для синегнойной палочки — перевязочные столы и руки медицинского персонала.

3. Госпитальные штаммы ацинетобактер и синегнойной палочки в процессе длительной циркуляции в стационаре приобретают помимо множественной устойчивости к антибиотикам устойчивость к постоянно используемым в стационаре дезинфектантам и антисептикам.

4. Госпитальные популяции ацинетобактер характеризовались преобладанием 4-х клональных линий, обладающих возможностями для приобретения мобильных генетических элементов (плазмид, интегронов).

5. В стационарах наблюдается постоянная стихийная циркуляция низковирулентных госпитальных штаммов бактериофагов ацинетобактер и синегнойной палочки, способствующая формированию фаго- и антибиотикорезистентности госпитальных штаммов Acinetobacter baumannii и Pseudomonas aeruginosa.

6. Готовые растворы комбинированного дезинфектанта на основе четвертичных аммонийных соединений и глутарового альдегида, а также повидон-иод обладали антифаговым действием, которое проявлялось в снижении концентрации фаговых частиц.

7. Искусственно полученные фагорезистентные штаммы Acinetobacter baumannii и Pseudomonas aeruginosa приобретали повышенную устойчивость к некоторым антибиотикам, а фагорезистентные штаммы Acinetobacter к антисептику (сульфадиазин серебра).

8. В ряде случаев возможна адаптация (усиление вирулентности) выделенных бактериофагов к циркулирующим в стационаре штаммам синегнойной палочки и ацинетобактер. Высоковирулентные адаптированные бактериофаги удалось получить в отношение 44,4 % госпитальных штаммов ацинетобактер и 13,4 % штаммов синегнойной палочки.

9. Разработанные нами наборы бактериофагов могут быть использованы для фаготипирования госпитальных штаммов Acinetobacter baumannii и Pseudomonas aeruginosa и определения эпидемических связей.

10. Метод полимеразно-цепной реакции с универсальным праймером М13 (RAPD-ПЦР) в сочетании с фенотипическими методами типирования (фаготипирование, антибиотикотипирование) может быть использован для эпидемиологического наблюдения за циркулирующими госпитальными штаммами ацинетобактер и синегнойной палочки и выявления эпидемических связей.

11. Для осуществления эффективного инфекционного контроля в ожоговых стационарах помимо мониторинга антибиотикорезистентности требуется внедрение системы динамического слежения за стихийной циркуляцией бактериофагов и изменениями генетической структуры госпитальных популяций Acinetobacter baumannii и Pseudomonas aeruginosa, что позволит выявить появление и циркуляцию штаммов, несущих мобильные генетические элементы и обеспечит своевременное включение необходимых дополнительных мер борьбы.

Заключение

Acinetobacter baumannii и Pseudomonas aeruginosa лидируют в составе грамотрицательной микрофлоры, вызывающей гнойно-септические инфекции у пациентов ожоговых стационаров. Способность этих микроорганизмов формировать госпитальные штаммы, устойчивые ко всем классам применяемых антибиотиков, ряду дезинфектантов и антисептиков, существенно снижает эффективность мероприятий инфекционного контроля за синегнойной и ацинетобактерной инфекциями в стационарах. Появление новых классов антибактериальных препаратов, совершенствование реанимационных технологий и внедрение в практику программ инфекционного контроля существенным образом не повлияло на заболеваемость ГСИ ацинетобактерной и синегнойной этиологии.

В связи с этим назрела необходимость одновременного сравнительного изучения эпидемиологии данных инфекций в одних и тех же стационарах, где заболеваемость ими наиболее высока: в ожоговых реанимационных отделениях.

Исходя из этого, наше исследование было посвящено сравнению особенностей эпидемического процесса, обусловленных двумя основными грамотрицательными возбудителями ожоговых инфекций ацинетобактером и синегнойной палочкой в ожоговых реанимационных отделениях НИИ Скорой Помощи им. И.И. Джанелидзе и Областного ожогового Центра Ленинградской Областной Клинической больницы.

В результате проспективного эпидемиологического наблюдения нами было установлено, что частота внутрибольничных ГСИ, вызванных синегнойной палочкой, составила 40,3 на 100 поступивших пациентов (95% ДИ=34,1-45,7), то есть была достоверно ниже аналогичного показателя при ацинетобактерных инфекциях (частота внутрибольничного инфицирования, при ГСИ, обусловленных ацинетобактер составила 66,3 на 100 поступивших пациентов (95% ДИ=62,0-70,4)). Заносы негоспитальных штаммов ацинетобактер составили 0,99 % (95% ДИ=0,03-2,7), негоспитальных штаммов синегнойной палочки - 7,3 % (95% ДИ=4-12). Таким образом, частота внутрибольничных инфекций, вызванных синегнойной палочкой, была достоверно ниже аналогичного показателя при инфекциях, вызванных ацинетобактером.

Итак, два достаточно близких по своим биологическим свойствам представителя неферментирующей микрофлоры существенно различались по степени адаптации к госпитальным условиям, что и проявлялось разницей в частоте вызываемых ими инфекций. В связи с этим нас интересовали не только особенности развития эпидемического процесса при каждой из инфекций, но и биологические (в том числе, генетические) свойства госпитальных штаммов сравниваемых возбудителей, позволяющих им существовать в госпитальных условиях.

При сравнении ГСИ, вызванных A.baumannii и P. aeruginosa, мы попытались охарактеризовать вирулентные свойства изучаемых возбудителей, исходя из продолжительности периодов колонизации ожоговых ран, частоты ГСИ с высевом возбудителя из ран в этиологически значимых титрах. Кроме того, мы сравнивали частоту вызываемых данными микроорганизмами осложнений (инвазивных форм инфекций ожоговых ран, сепсиса) и летальность среди пациентов с ГСИ различной этиологии.

Из 22 пациентов, у которых в биоптатах обнаруживалась синегнойная палочка, в 11 случаях (50 %) имел место высев данного возбудителя в этиологическом титре. При гнойно-септических инфекциях, вызванных А. baumannii соотношение числа положительных находок возбудителя в биоптатах и числа высевов в этиологическом титре было несколько иным: ацинетобактер высевался из биоптатов в этиологическом титре у 20 из 53 пациентов, что составило 37,7 %.

Продолжительность периода бактериовыделения колебалась от 1 до 26 дней для ГСИ ацинетобактерной этиологии и от 1 до 53 дней при синегнойной инфекции, при этом статистически достоверных различий между продолжительностью периодов выделения из ран синегнойной палочки и ацинетобактер выявить не удалось.(см. таб. 1. )

Список литературы диссертационного исследования кандидат медицинских наук Гончаров, Артемий Евгеньевич, 2005 год

1. Адаме М. Бактериофаги. М.: Изд-во иностр. лит., 1961.-527 с.

2. Азолов В.В., Жегалов В.А., Перетягин С.П., Российская ожоговая служба на современном этапе проблемы и возможности их решения.// В сб. Материалы VII Всероссийской научно-практической конференции по проблеме термических поражений. Челябинск, 1999, с. 3-6.

3. Азолов В.В., Пономарева H.A., Беляков В.А. Анализ основных результатов научных исследований по проблеме ожоговой болезни.// В кн. Актуальные вопросы патогенеза, клиники и лечения ожоговой болезни г. Горький .1990, с.3-81.

4. Алексеев A.A. Ожоговый сепсис: диагностика, профилактика, лечение.// Дис.доктора мед. наук. М. ,1993, 233 с.

5. Асланов Б.И., Яфаев Р.Х., Зуева Л.П. Пути рационального использования синегнойных бактериофагов в лечебной и противоэпидемической практике.// ЖМЭиИ, 2003 ,№5, с. 72-77.

6. Атясов Н.И., Матчин E.H. Восстановление кожных покровов тяжелообожженных сетчатыми трансплантатами. Саранск. 1989, 201 с.

7. Беляков В.Д., Ряпис JI.A., Илюхин В.И. Псевдомонады и псевдомонозы М., 1990, 223 с.

8. Вазина И.Р., Бушуев Ю.И., Сосин Е.Ю. Особенности сепсиса у обожженных в настоящее время.// Вестник хирургии им. И.И.Грекова . 1985,135,12,- с. 66-68.

9. Вазина И.Р., Вазина В.А., Зудина Т.И. Шок и сепсис как причины смерти обожженных.Вестник хирургии им. И.И.Грекова . 1988,140,6.-е. 58-62

10. Вазина И.Р., Верещагина Е.С., Пылаева С.И., Гординская H.A., Бугров С.Н. Сепсис обожженных и вопросы его патогенеза.// В сб. Комбустиология на рубеже веков. Мат. Конгресса. Москва, 2000, с. 43-44

11. Вейант Р., Мосс У., Уивер Р. и др. Определитель нетривиальных патогенных грамотрицательных бактерий (аэробных и факультативно анаэробных). Пер. с англ. М:Мир. 1999, 791 с.

12. Вихриев Б.С., Бурмистров В.М. Прогнозирование ожоговой болезни.// Хирургия. 1981,5,43-48.

13. Глущенко Е.В., Алексеев A.A., Морозов С.С. Использование клеточных культур при местном лечении ожоговых ран.// Хирургия 1993,11. -с. 26-29.

14. Гомарели Г.Г. О целесообразности применения поливалентного бактериофага при лечении ожоговых ран.// Тезисы докладов 3-й Всесоюз. конф. по проблеме современных средств первой помощи и методы лечения ожоговой болезни. М.1986. с. 237-238.

15. Гудкова Е.И., Красильников А.П. Методика определения и показатели чувствительности (устойчивости) бактерий к дезинфектантам.// Клин.лабор.диагностика, 1994, 16, с.48-50

16. Дмитриенко О. Д. Ожоговые катастрофы (вопросы организации помощи обожженным).//Вестн. хир. им. Грекова. 1991,4.-е. 143-146

17. Зубков, М. Н. Бактерии родов Moraxella и Acinetobacter и их роль в патологии человека // Автореф. дис. на соиск. учен. степ. д. м. н. Воен.-мед. акад. им. С.М. Кирова. М., 1989. - 36 с.

18. Ильина Т.С. Механизмы горизонтального переноса генов: роль бактериофагов и интегронов в эволюции патогенных бактерий.// Молекулярная генетика, микробиология и вирусология, 2003,1:3-10.

19. Колкер И.И., Борисова O.K., Богатова И.С. Бактерии вида Acinetobacter calcoaceticus как возможный этиологический фактор инфекционных осложнений при ожогах. //Журн. микробиол. 1983, 1:67-70.

20. Колкер И.И., Гришина И.А. Бактериология и инфекционная иммунология ожоговой болезни.// В сб. Ожоги. Научный обзор. Вып. 3, Москва, 1969, с. 3-39

21. Колосовская E.H. Эпидемиология гнойно-септических инфекций, вызванных бактериями рода ацинетобактер, в стационарах хирургического профиля.//дис. .канд. мед. наук. Д., 1990.151 с.

22. Кузин М.И., Сологуб В.К., Юденич В.В. Ожоговая болезнь. М.Медицина. 1982,160 с.

23. Муразян Р.И., Смирнов С.В. История и основные направления советской школы лечения ожогов. //В кн. Итоги и перспективы исследований по истории медицины. Ташкент 1980,с. 111-114

24. Нобл У.К. Микробиология кожи человека.- М., 1986,493 с.

25. Околов И.Н. Эпидемиология гнойно-септических инфекций, вызванных грамотрицательными бактериями в ожоговых стационарах и предложения для усовершенствования их профилактики.// Дис. к.м.н., Д.,1989 г.136 с.

26. Основы инфекционного контроля. Практическое руководство. Вашингтон, издание Американского международного союза здравоохранения, 2003 г., 277с.

27. Саркисов Д.С., Алексеев A.A., Туманов В.П. и др. Лечение ожогов с использованием культивированных клеток кожи человека //Хирургия, 1993, 3, с. 22-27

28. Саркисов Д.С., Каем Р.И. Морфологические изменения в органах при ожоговой болезни и их значение в ее патогенезе. //Хирургия, 1980, 3, с. 8-12

29. Сологуб В.К., Колкер И.И., Гришина И.А. и др. Клинико-бактериологические особенности грамотрицательной инфекции у обожженных.// Клинич. мед. 1985. т.63, №2. с 113-118.

30. Соломенный А.П., Максимов А.Ю., Мочалова Т.И. ПЦР-генотипирование госпитальных изолятов ацинетобактера. //Журн. микробиол. 2004, 6:26-30.

31. Толстов А.В., Филимонов А.А., Рыжков С.В. Состояние проблемы диагностики бактериемии и сепсиса у тяжелообожженных.// В сб. Комбустиология на рубеже веков. Мат. Конгресса. Москва, 2000, с.61

32. Филимонов А.А. Толстов А.В., Королев В.Ю., Рыжков С.В. Анализ летальности у обожженных. //В сб. Комбустиология на рубеже веков. Мат. Конгресса. Москва, 2000, с. 34.

33. Abdul-Hassan, Н. S., Е. El-Tahan, В. Massoud, and R. Gomaa. 1990. Bacteriophage therapy of pseudomonas burn wound sepsis. Ann. Medit. Burn Club 3:262-264.

34. Ahmad SI. Treatment of post-burns bacterial infections by bacteriophages, specifically ubiquitous Pseudomonas spp. notoriously resistant to antibiotics. Med Hypotheses. 2002 Apr;58(4):327-31.

35. Alexander J.W. The body's respose to infection. In Artz C.P., Moncrief J.A., Pruitt B.A. Jr (eds) Burns: A Team Approach. Chapter 6. Philadelphia. WB Saunders Company. 1979

36. Arakawa Y, Shibata N, Shibayama K, Kurokawa H, Yagi T, Fujiwara H, Goto M. Convenient test for screening metallo-beta-lactamase-producing gramnegative bacteria by using thiol compounds.J Clin Microbiol. 2000 Jan;38(l):40-3.

37. Avril J, Mesnard R. The biology of Acinetobacter. Ed. KJ.Towner, Bergogne-Berezin E, Fewson CA. N.Y.: Plenum Publishing Corp., 1991; P. 77-62.

38. Bang RL, Gang RK, Sanyal SC, Mokaddas E, Ebrahim MK. Burn septicaemia: an analysis of 79 patients. Burns 1998 Jun;24(4):354-61

39. Bayat A, Shaaban H, Dodgson A, Dunn KW. Implications for Burns Unit design following outbreak of multi-resistant Acinetobacter infection in ICU and Burns Unit. Burns. 2003 Jun;29(4):303-6.

40. Belba M, Belba G. Acute Renal Failure In Severe Burns. Conclusions After Analyses Of Deaths During 1998 Annals of Burns and Fire Disasters vol. XIII -n. 2 - June 2000

41. Bergey's Manual of Systematic Bacteriology. Baltimore: Willam& Willcins Co., 1998; 2nd ed. V.l.

42. Bergogne-Berezin E. Acinetobacter spp., saprophytic organisms of increasing pathogenic importance. Zentralbl Bakteriol. 1994 Nov;281(4):389-405.

43. Bergogne-Berezin E. The increasing significance of outbreaks of Acinetobacter spp.: the need for control and new agents. J Hosp Infect. 1995 Jun;30 Suppl:441-52.

44. Boswick J.A. Management of serious infections of burns of the upper extremities. Burns 1984,11,1,63-64

45. Boukind L, Chlihi A, Chafiki N, Alibou F, Terrab S., Bouchta A., Bahechare N. Ox Etude De La Mortalite Par Brulure A Propos De 414 Cas De Deces Annals of Burns and Fire Disasters vol. VIII - n. 4 - December 1995

46. Bouvet PJ, Jeanjean S, Vieu JF, Dijkshoorn L. Species, biotype, and bacteriophage type determinations compared with cell envelope protein profiles for typing Acinetobacter strains.J Clin Microbiol. 1990 Feb;28(2): 170-6.

47. Bovre K. Bergey's manual of systematic bacteriology/Eds. NR.Krieg, JG.Holt. Baltimore: Willam& Willcins Co., 1984; 9th ed. V.l: P. 296-303

48. Chu YW, Leung CM, Houang ET et al Skin carriage of acinetobacters in Hong Kong. J Clin Microbiol 1999; 37: 2962-7.

49. Cioffi W.G., Kim S.H., Pruitt B.A. Cause of mortality in thermally injured patients. US Inst.of Surg. Res., 1993, 7-11.

50. Costerton JW, Lam J, Lam K, Chan R.The role of the microcolony mode of growth in the pathogenesis of Pseudomonas aeruginosa infections.Rev Infect Dis. 1983 Nov-Dec;5 Suppl 5:S867-73. Review.

51. Curreri P.W. Luterman A., Braun D.W., Shires G.T. Burn injury: analysis of survival and hospitalization time for 937 patients. Ann.Surg., 1980, 192, 472-478.

52. Dacso C.C., Luterman A., Curreri P.W. Systemic antibiotic treatment in burned patients. Surg. Clin.N. Amer. 1987,67,2,57-58

53. Dayoub A, Zeidan F, Radidy S. Infection In Burns: Experience Of A Teaching Hospital In Syria Ann. Medit. Burns Club voL VIII - n. I - March 1995

54. De Luca M., Albanese E., Bondanza S. et all. Multicentre experience in the treatment of burns with autologous and allogenic epithelium fresh or preserved in frozen state. Burns. 1989,15,303-309

55. Deitch E.A. A policy of early excision and grafting in elderly burn patients shortens the hospital stay and improves surviva. Burns 1985,12,2,109-114

56. Diem E. Infections in burns. Abstr. 7th European congress of clinical microbiology and infectious diseases. Vienna, Austria. March 26-30,1995, abs. 77, p.15

57. Dogo G.: "Chirurgia Plastica Ricostruttiva", CLEUP, Padova, 1972.

58. Donald HM, Scaife W, Amyes SG, Young HK.Sequence analysis of ARI-1, a novel OXA beta-lactamase, responsible for imipenem resistance in Acinetobacter baumannii.Antimicrob Agents Chemother. 2000 Jan;44(l): 196-9.

59. Dressier D.P., Skornik W.A. Echar: a mayor factor in postburn pneumonia. Am. J. Surg. 1974,127,413-417

60. Dunn D.L. Development And Potential Use Of Antibody Directed Against Lipopolysaccharide For The Treatment Of Gram-Negative Bacterial Sepsis Supplement to The Journal of Trauma, 30, 12: S100-S106, 1990.

61. Frame JD, Kangesu L, Malik WM. Changing flora in burn and trauma units: experience in the United Kingdom. Burn Care Rehabil. 1992 Mar-Apr;13(2 Pt 2):281-6.

62. Freeman, V. J. 1951. Studies on the virulence of bacteriophage-infected strains of Corynebacterium diphtheriae. J. Bacteriol. 61:675-688

63. Frobisher, M., and J. Brown. 1927. Transmissible toxicogenicity of streptococci. Bull. Johns Hopkins Hosp. 41:167-173.

64. Gang RK, Bang RL, Sanyal SC, Mokaddas E, Lari AR. Pseudomonas aeruginosa septicaemia in burns. Burns. 1999 Nov;25(7):611-6.

65. Giannola L.I., De Caro V., Adragna E., et al. A New Delivery System Of Antibiotics In The Treatment Of Burn Wounds Annals of Burns and Fire Disasters vol. XII - n. 1 - March 1999

66. Glorice M., Jarrett F., Balisch L. et all. Clinical experience with prophylactic antibiotic bowel suppression in burn patients Surgery 1985,98,4,523-527

67. Goodwin CW., Yurt R.W.: Epidemiology of burn wounds. In: Galling J.I., Fauci A.S. (Eds): "Advances in host defence mechanisms", Vol. 6, 5-18, Raven Press, New York, 1986.

68. Gorbunova SA, Akhverdian VS, Cheremukhina LV, Krylov VN.Effective method of transduction with virulent phage pfl6 using specific mutants of Pseudomonas putida PpGl. Genetika. 1985 May;21(5):872-4.

69. Gray D.T. Early surgical excision versus conventional therapy in patients with 20 to 40 percent burns, a comparative study. Am. J. Surg 1982,144,76-80

70. Haberai M., Ugar N., Bilgin N. Epidemiological Survey Of Burns Treated In Ankara, Turkey And Desirable Burn-Prevention Strategies Burns, 21: 601-6, 1995.

71. Hansbrough J.F., Zapata-Stirvent R.L. Immunomodulation following burn injury. Surg. Clin. N. Amer. 1987,67,1,69

72. Hayashi T, Baba T, Matsumoto H, Terawaki Y. Phage-conversion of cytotoxin production in Pseudomonas aeruginosa. Mol Microbiol. 1990 Oct;4( 10): 1703-9.

73. Herruzo Cabrera R, Garcia Torres V, Martinez Ratero S, Denia Lafuente R, Rey Calero J. Risk factors for local infection in burns. Multivariate study Med Clin (Bare). 1996 Jan 27;106(3):91-4.

74. Herruzo-Cabrera R., Calle-Puffin E., Garcia-Torres V., Luengo-Matos W, Lenguas-Portero F, Rey-Calero J. Comparative Study Of Sepsis In Burn During Three Periods Of Time Ann. Medit. Burns Club vol. 6 - n. 2 - June 1993

75. Herzog S.R., Meyer A., Woodley D. et all. Wound covtrage with cultured autologous keratinocytes: use after burn wound excision, including biopsy follow-up. J.Trauma. 1988,28,195-198

76. Hobbs M., Collie E.S.R., Free P.D. et al. PilS and PilR, a two-component transcriptional regulatory system controlling expression of type 4 fimbriae in Pseudomonas aeruginosa. Mol Microbiol 1993; 7: 669- 682.

77. Huang ZM, Mao PH, Chen Y, Wu L, Wu J. Study on the molecular epidemiology of SHV type beta-lactamase-encoding genes of multiple-drug-resistant acinetobacter baumannii.Zhonghua Liu Xing Bing Xue Za Zhi. 2004 May;25(5):425-7.

78. Huang, A.S., De Grandis, J. Friesen, M. Karmali, M. Petric, R. Congi, and J. L. Brunton. 1986. Cloning and expression of the genes specifying Shiga-like toxin production in Escherichia coli H19. J. Bacteriol. 166:375-379.

79. Hunt T.K. Wound management and infection. J.Trauma. 1979,19,11,890-893

80. Jang Chin-Chun, Shih Tsi-Siang. A Chinese concept of treatment of extensive third degree burns. Plast. Reconstr. Surg. 1982,70,2,238-252

81. Jarret F., Balish E. et all. Clinical experience with prophilactic antibiotics bowel supression in burn patients. Curr.Surg. 1988,37,1,46-47

82. Jesudason MV, Kandathil AJ, Balaji V.Comparison of two methods to detect carbapenemase & metallo-beta- lactamase production in clinical isolates. Indian J Med Res. 2005 Jun;121(6):780-3.

83. Jones RJ, Roe EA, Gupta JL. Controlled trial of Pseudomonas immunoglobulin and vaccine in burn patients.Lancet.1980 Dec 13;2(8207): 1263-5.

84. Kaplan N, Rosenberg E, Jann B, Jann K. Structural studies of the capsular polysaccharide of Acinetobacter calcoaceticus BD4. Eur J Biochem 1985; 152: 453-8.

85. Krylov VN, Solov'eva TI, Burkal'tseva MV. Mucoid clones of Pseudomonas aeruginosa PAOl, surviving after induction of prophage transposons Genetika. 1995 Oct;31(10):1375-9.

86. Lari AR, Alaghehbandan R. Nosocomial infections in an Iranian burn care center. Burns. 2000 Dec;26(8):737-40.

87. Lazareva EB, Smirnov SV, Khvatov VB, Spiridonova TG, Bitkova EE, Darbeeva OS,Maiskaia LM, Parfeniuk RL, Men'shikov DD. Efficacy of bacteriophages in complex treatment of patients with burn wounds Antibiot Khimioter. 2001 ;46(l):10-4.

88. Ledgham F, Soscia C, Chakrabarty A, Lazdunski A, Foglino M.Global regulation in Pseudomonas aeruginosa: the regulatory protein AlgR2 (AlgQ) acts as a modulator of quorum sensing.Res Microbiol. 2003 Apr;154(3):207-13.

89. Lehmann V, Wing JN. Haemolytic activity of various strains of Acinetobacter.Acta Pathol Microbiol Scand 1972; 80: 823-6.

90. Lesseva M., Hadjiisko 0. Treatment Of Serious Infectious Complications In Burned Patients With-Emipenem/Cilastatin Annals of Burns and Fire Disasters -vol. XI n. 2 - June 1998, 74-80

91. Levesque C., Piche L., Larose C., Roy P.H. PCR mapping of integrons reveals several novel combinations of resistance genes. Antimicrob. Agents Chemother. 1995,39: 185-191.

92. Liu PV.Extracellular toxins of Pseudomonas aeruginosa. J Infect Dis. 1974 Nov; 130 Suppl(0):S94-9. Review.

93. Luterman A, Dacso CC, Curreri PW. Infections in burn patients Am J Med 1986 Jul 28;81(lA):45-52

94. Lyytikainen O., Koljalg S., Harma M., Vuopio-Varkila J. Outbreak caused by two multi-resistant Acinetobacter baumannii clones in a burns unit: emergence of resistance to imipenem. J. Hosp. Infect. 1995, 31: 41-54.

95. Mackie D.P., Van Hertum W.A.J., Schumburg T. Et all. Prevention of infection in burns: preliminary experience with selective decontamination of the digestive tract in patients with extensive injuries. The J. Trauma, 1992, 32, 5, 570575

96. Manson W.L., Klasen HT, Sauer E.W., Oliernan A. Selective Intestinal Decontamination For Prevention Of Wound Colonization In Severely Burned Patients: A Retrospective Analysis Burns, 18: 98-102, 1992.

97. Manson WL, Coenen JM, Klasen HJ, Horwitz EH. Intestinal bacterial translocation in experimentally burned mice with wounds colonized by Pseudomonas aeruginosa. J Trauma. 1992 Nov;33(5):654-8.

98. Marichy J., Zardet V., Lambert D.C. Evalution of a new culture method. J.Trauma 1980,15,657-662

99. Mason A.D., McManus A.T., Pruitt B.A. Association of burn mortality and bacteremia. Arch. Surg., 1986, 121, 9, 1027

100. Mayer V.W., Gabridge, M.G. Oswald E.I. Rapid plate test for evaluating phage induction capacity. Appl Microbiol. 1969 Oct;18(4):697-8.

101. McManus W.F. Excision of the burn wound in patients with larg burns. Arch. Surg. 1989,124,6,718-720

102. Meitert E, Petrovici M, Sima F, Costache G, Savulian C. Investigation on the therapeutical efficiency of some adapted bacteriophages in experimental infection with Pseudomonas aeruginosa. Arch Roum Pathol Exp Microbiol. 1987 Jan-Mar;46( 1): 17-26.

103. Meynell E, Meynell GG, Datta N. Phylogenetic relationships of drug-resistance factors and other transmissible bacterial plasmids. Bacteriol Rev. 1968 Mar; 32(1): 55-83.

104. Miller C.L. Burns and the immune network. The J. of Trauma, 1979,19,11,880-883

105. Monafo W.W. An overiew of infection control. J.Trauma. 1979,19,11,879

106. Moores B., Rahman M.M. A discriminant function analysis of the likelihood of a patient contracting Pseudomonas. Burns, 1975,2,1,22-25

107. Moran K., Munster A.M. Alterations of the host defence mechanism in burned patients. Surg.Clin.N.Amer. 1987,67,2,45-56

108. Morgan AF.Transduction of Pseudomonas aeruginosa with a mutant of bacteriophage E79.J Bacteriol. 1979 Jul;139(l):137-40.

109. Mousa H.A., Al-Bader S.M., Hassan D.A. Correlation Between Fungi Isolated From Burn Wounds And Burn Care Units Bums, 25: 145-7, 1999

110. Nemec A., Dolzani L., Brisse S. et al. Diversity of aminoglycoside-resistance genes and their association with class 1 integrons among strains of pan-European Acinetobacter baumannii clones. J. Med. Microbiol. 2004, 53: 12331240.

111. Nicas TI, Bradley J, Lochner JE, Iglewski BH. The role of exoenzyme S in infections with Pseudomonas aeruginosa.! Infect Dis. 1985 Oct; 152(4):716-21.

112. PJ. Turner, J.M. Greenhalgh and the MYSTIC Study Group (Europe)The activity of meropenem and comparators against Acinetobacter strains isolated from European hospitals, 1997-2000 Clinical Microbiology & Infection 2003; 9: 563.

113. Pesci E.C., Inglewski B.H. The chain of command in Pseudomonas quorum sensing. Trends Microbiol 1997; 24: 132-134

114. Poh CL, Loh GK. Enzymatic profile of clinical isolates of Acinetobacter calcoaceticus Med Microbiol Immunol 1985; 174: 29-33.

115. Polk H.C. Consensus summary on infection. J.Trauma, 1979, 19, 11, 894896

116. Pollack M, Pier GB, Prescott RK. Immunization with Pseudomonas aeruginosa high-molecular-weight polysaccharides prevents death from Pseudomonas burn infections in mice. Infect Immun. 1984 Feb;43(2):759-60

117. Pruitt B. A, Jr., McManus A. T., Kim S. H., Goodwin C. W. Burn Wound Infections: Current Status World J. Surg. 22:135-145, 1998

118. Pruitt B.A. Burn wound care. Excision of the burn wound. Surg.Clin.N.Amer. 1987,58,6,24-29

119. Pruitt B.A. The burn patients. Later care and complication of thermal injuri. Curr.Prob.Surg. 1983,16,5,1-95

120. Pruitt B.A., McManus A.T., Kim S.H. and Cioffi W.G.Use of wound biopsies in the diagnosis and treatment of burn wound infection", US Army Institute of Surgical Research, Fort Sam Houston, USA. "Steinkopff Verlag Darmstadt", 1993, P. 55-63

121. Rappaport F.T., Memirovsky M.S., Bacharoff R., Ball S. Mechanisms of pulmonary damage in severe burns. Ann. Surg. 1973,177,4,472-477

122. Reidl, J., and J. J. Mekalanos. 1995. Characterization of Vibrio cholerae bacteriophage K139 and use of a novel mini-transposon to identify a phage-encoded virulence factor. Mol. Microbiol. 18:685-701.

123. Robinson D.W. The care of burns. Earli histori of present. J.Arcansas Med. Soc. 1984,80,11,517-525

124. Roe EA, Jones RJ. Active and passive immunization against Pseudomonas aeruginosa infection of burned patients. Burns Incl Therm Inj. 1983 Jul;9(6):433-9.

125. Rosenberg M, Perry A, Bayer EA, Gutnick DL, Rosenberg E, Ofek I. Adherence of Acinetobacter calcoaceticus RAG-1 to human epithelial cells and to hexadecane. Infect Immun. 1981 Jul;33(l):29-33.

126. Santucci SG, Gobara S, Santos CR, Fontana C, Levin AS. Infections in a burn intensive care unit: experience of seven years. J Hosp Infect. 2003 Jan;53(l):6-13.

127. Sarwari A, Hasan R, Lim CB, Ng Y, Ng C, Zaman S.PCR identification and automated ribotyping of Pseudomonas aeruginosa clinical isolates from intensive care patients.Scand J Infect Dis. 2004;36(5):342-9.

128. Sato H, Okinaga K.Role of pili in the adherence of Pseudomonas aeruginosa to mouse epidermal cells.Infect Immun. 1987 Aug;55(8):1774-8.

129. Scaife W, Young HK, Paton RH, Amyes SG. Transferable imipenem-resistance in Acinetobacter species from a clinical source. J Antimicrob Chemother. 1995 Sep;36(3):585-6

130. Scott FW, Pitt TL. Identification and characterization of transmissible Pseudomonas aeruginosa strains in cystic fibrosis patients in England and Wales. J Med Microbiol. 2004 Jul;53(Pt 7):609-15.

131. Seifert H, Dijkshoorn L, Gerner-Smidt P et al. Multicenter study using standardized protocols and reagents for evaluation of reproducibility of PCR-based fingerprinting of Acinetobacter spp J Clin Microbiol 1997; 35: 2919-25.

132. Sengupta S., Kumar P., Ciraj A.M., Shivananda P.G. Acinetobacter baumannii an emerging nosocomial pathogen in the burns unit Manipal, India. Burns. 2001,27: 140-144

133. Sepetjian M., Bansillon V.G., Moulin A. The use of antibiotics on burned subjects. Ann.Anest.France. 1974,15,33,205-209

134. Severino P, Magalhaes VD. Intégrons as tools for epidemiological studies Clin Microbiol Infect. 2004 Feb; 10(2): 156-62.

135. Sevitt S. Death after burning. Med. Science Low, 1966, 6, 36

136. Seward RJ. Detection of intégrons in worldwide nosocomial isolates of Acinetobacter spp. Clin Microbiol Infect. 1999 Jun;5(6):308-318.

137. Shankowsky HA, Callioux LS, Tredget EE. North American survey of hydrotherapy in modern burn care. J Burn Care Rehabil.1994 Mar-Apr;15(2):43-6.

138. Sheridan RL, Ryan CM, Yin LM, Hurley J, Tompkins RG. Death in the burn unit: sterile multiple organ failure. Burns 1998 Jun;24(4):307-11

139. Smith DJ Jr, Thomson PD, Bolton LL, Hutchinson JJ. Microbiology and healing of the occluded skin-graft donor site. Plast Reconstr Surg 1993 May;91(6): 1094-7

140. Smith DJ Jr, Thomson PD, Garner WL, Rodriguez JL. Burn wounds: infection and healing. Am J Surg 1994 Jan;167(lA):46S-48S

141. Song W., Lee K.M., Kang H.J. et al. Microbiological aspects of predominant bacteria isolated from the burn patients in Korea. Burns. 2001, 27: 136-139.

142. Soothill, J. S. 1992. Treatment of experimental infections of mice by bacteriophage. J. Med. Microbiol. 37:258-261

143. Soothill, J. S. 1994. Bacteriophage prevents destruction of skin grafts by Pseudomonas aeruginosa. Burns 20:209-211

144. Soothill, J. S., J. C. Lawrence, and G. A. J. Ayliffe. 1988. The efficacy of phages in the prevention of the destruction of pig skin in vitro by Pseudomonas aeruginosa. Med. Sei. Res. 16:1287-1288.

145. Speijer H, Savelkoul PH, Bonten MJ, Stobberingh EE, Tjhie JH. Application of different genotyping methods for Pseudomonas aeruginosa in a setting of endemicity in an intensive care unit.J Clin Microbiol. 1999 Nov;37(ll):3654-61.

146. Sriyosachati S, Cox CD. Siderophore-mediated iron acquisition from transferrin by Pseudomonas aeruginosa. Infect Immun. 1986 Jun;52(3):885-91.

147. Stock J.B., Ninfa A.J., Stock A.M. Protein phosphorylation and regulation of adaptive response in bacteria. Microbiol Rev 1989; 53: 450-490.

148. Teepe R.G.C., Kreis R.W., Koebrugge EJ. et all. The use of cultured autologous epidermis in the treatment of extensive burn wounds. J.Trauma. 1990,30,269-275

149. Thomsen M. The history of burns treatment in Denmark. Scand.J.Plast.Reconstr.Surg. 1984,18,1,7-9

150. Thong KL, Lai KS, Ganeswrie R, Puthucheary SD.Pulsed-field gel electrophoresis of multidrug-resistant and -sensitive strains of Pseudomonas aeruginosa from a Malaysian hospital. Jpn J Infect Dis. 2004 Oct;57(5):206-9.

151. Tielen P, Strathmann M, Jaeger KE, Flemming HC, Wingender J.Alginate acetylation influences initial surface colonization by mucoid Pseudomonas aeruginosa.Microbiol Res. 2005;160(2):165-76.

152. Tompcins R.G., Burke J.F. Burn therapy 1985: Acyte management. Intensive care med. 1986,12,289-295

153. Tredget EE, Shankowsky HA, Joffe AM, Inkson TI, Volpel K, Paranchych W, Kibsey PC, Alton JD, Burke JF. Epidemiology of infections with Pseudomonas aeruginosa in burn patients: the role of hydrotherapy. Clin Infect Dis. 1992 Dec;15(6):941-9.

154. Vaca-Pacheco S, Paniagua-Contreras GL, Garcia-Gonzalez O, de la Garza M.The clinically isolated FIZ15 bacteriophage causes lysogenic conversion in Pseudomonas aeruginosa PAOl.Curr Microbiol. 1999 Apr;38(4):239-43.

155. Villegas MV, Hartstein AI Acinetobacter outbreaks, 1977-2000 J Hosp Infect .2003 Apr; 24 (4):284-296.

156. Vindenes IL, Bjerknes R. Microbial Colonization Of Large Wounds Burns, 21: 575-9, 1995.

157. Wagner PL, Waldor MK.Bacteriophage control of bacterial virulence. Infect Immun. 2002 Aug;70(8):3985-93. Review.

158. Wahl WL, Brandt MM. Potential risk factors for deep venous thrombosis in burn patients. J Burn Care Rehabil 2001 Mar-Apr;22(2): 128-31

159. Wegener K., Kohler G., Wesch N., Bock R. Analise von Todesursachen bei Verbrennungen. Unfallheilkunde, 1980, 83,562-570

160. Wisplinghoff H, Perbix W, Seifert H. Risk factors for nosocomial bloodstream infections due to Acinetobacter baumannii: a case-control study of adult burn patients. Clin Infect Dis. 1999 Jan;28(l):59-66

161. Zeana C., Larson E., Sahni J. et al. The epidemiology of multidrug-resistant Acinetobacter baumannii: does the community represent a reservor? Infect. Control Hosp. Epidemiol. 2003, 24: 275-279.

Обратите внимание, представленные выше научные тексты размещены для ознакомления и получены посредством распознавания оригинальных текстов диссертаций (OCR). В связи с чем, в них могут содержаться ошибки, связанные с несовершенством алгоритмов распознавания. В PDF файлах диссертаций и авторефератов, которые мы доставляем, подобных ошибок нет.