Кровоснабжение тканей при кожно-пластических операциях у больных с трофическими язвами и лимфедемой тема диссертации и автореферата по ВАК РФ 00.00.00, кандидат наук Багян Арут Рантикович

• Багян Арут Рантикович
• кандидат наук
• 2025

Оглавление диссертации кандидат наук Багян Арут Рантикович

Оглавление стр.

Введение

Глава 1. Обзор литературы

1.1. Методы определения состояния кровоснабжения тканей

1.2. Общая характеристика видов кожной пластики при лечении трофических венозных язв и лимфедемы

1.3. Методы определения жизнеспособности кожных лоскутов по состоя-

нию кровотока в клинике

1.4. Методы жизнеспособности тканей по состоянию кислородного режима тканей

1.5. Результаты хирургического лечения и осложнения после резекционно-

пластических операций при лимфедеме

1.6. Резекционно-пластические операции при тяжелых формах лимфедеме

1.7. Процессы приживления свободных кожных лоскутов

Глава 2. Материалы и методы

2.1. Общая характеристика клинического материала

2.2. Методы исследования

2.3. Методы хирургического лечения

2.4. Метод количественной оценки редукции конечности

2.5. Статистические методы

Глава 3. Экспериментальные исследования

3.1. Материалы и методы экспериментальных исследований

3.2. Сравнительные показатели кровоснабжения тканей лоскута в различ-

ных экспериментальных моделях

3.3. Сравнительные показатели кислородного режима тканей кожного лос-

кута в покое в различных экспериментальных моделях

3.4. Сравнительные показатели кислородного режима тканей кожного лос-

кута при кислородной нагрузке в различных экспериментальных моделях

Глава 4. Результаты диагностики и хирургического лечения больных с лим-федемой и трофической венозной язвой

4.1. Сравнительный анализ результатов диагностики жизнеспособности кожных лоскутов на основании при лечении деформирующих форм лимфедемы

4.2. Анализ результатов кожно-пластических операций у больных с деформирующими формами лимфедемы

4.3. Сравнительный анализ сроков лечения больных с лимфедемой при гибели кожного лоскута

4.4. Ближайшие результаты кожно-пластических операций при ХВН в стадии трофической венозной язвы

Заключение

Выводы

Практические рекомендации

Список сокращений

Список литературы

Введение диссертации (часть автореферата) на тему «Кровоснабжение тканей при кожно-пластических операциях у больных с трофическими язвами и лимфедемой»

ВВЕДЕНИЕ Актуальность темы исследования

Хроническими заболеваниями вен страдают около 15-40% трудоспособного населения и свыше 60% людей пенсионного возраста (O'Donnell T. F. 2023). ХЗВ является не только медицинской, но и социально-экономической проблемой особенно при наличие трофических расстройств, которые приводят к инвалидности пациента (Дибиров М.Д. 2021, Богданов С.Б. 2020, Богачев В. Ю. 2015, Золотухин И.А. 2016, Кириенко А.И. 2015, Савельев В.С. 2012, Kolluri R. 2022).

Лечение трофических венозных язв является комплексным и в первую очередь направлено на устранение причин хронической венозной недостаточности и восстановление венозного оттока с использованием хирургических методов, эндове-нозной коагуляции, склерозирования, а также консервативной терапии с профилактикой и реабилитацией пациентов (Шиманко А.И. 2015, Покровский А.В. 2016, Игнатьев И.М. 2020, Богданец Л.И. 2021, Дибиров М.Д. 2021, Иванов Е.В 2021). Однако при даже устранении возможных венозных причин развития ТВЯ, особенно при ПТБ, не всегда удается добиться её эпителизации. В этом случае используются кожно-пластические операции, по типу shave therapy, которые дают возможность одномоментного заживления ТВЯ (Каторкин С.Е.2011, Турчин И. В. 2021, Ослав-ский А. И. 2020). В тоже время при аутодермопластике язвы возможны некротические осложнения, которые приводят к гибели кожных лоскутов и увеличению сроков лечения. При этом своевременное удаление нежизнеспособного лоскута при прогнозировании неблагоприятного исхода позволяет сократить пребывания пациента в клинике (Малинин А.А.2022).

При деформирующих формах лимфедемы также требуется использование редукционных кожно-пластических операций с пластикой местными тканями (Rajan S., 2021, Krishnasamy K., 2022, Drobot D.,2023, Малинин А.А. 2022). Резекционное направление в лечении лимфедемы основано на удалении избыточных тканей и

пластики раны для чего используются различные хирургические подходы. Различные хирургические приемы позволяют удалить значительное количество избыточных тканей и создать конечность по размерам соизмеримую с противоположной (Ogawa A. et al. 2021, Kim H.2019 Singh K. 2023, Gebremariyam Z. T. 2024).

Проведение таких операций сопряжено с мобилизацией кожно-жировых лоскутов, что в послеоперационном периоде приводит к нарушению кровоснабжения и гибели кожного лоскута. Важность проблемы заключается в том, что частота некроза кожного лоскута после пластических операций может достигать 41% (Luze H. 2022, Богданов С.Б. 2020, Иванов, П.А. 2020).

В результате проблема жизнеспособности тканей играет ведущую роль в определение тактики хирургического лечения, что позволяет сократить сроки лечения пациента (Richardson M. 2023, Pagliara D. 2023, George R. E. 2023, Bernasconi S. 2024, Байтингер В.Ф. 2020, Турчин И. В. 2021, Агафонова М. А. 2022).

Наиболее простыми и доступными методами определения кровоснабжения тканей являются субъективные методы, которые основаны на оценке визуальных и тактильных симптомов. Для клинической оценки состояния кровообращения в тканях лоскута проводят визуальное определение цвета кожи, тактильно температуры и тест с проколом иглой по выделению крови. Однако физические методы не дают количественной оценки и имеют низкую степень достоверности прогноза (Рыжков А. Д., 2022, Wada H. Zai W.2023, Özsoylu D.2023).

Объективное определение жизнеспособности тканей может производиться различными способами, в основе которых лежит определение нарушения кровоснабжения и оксигенации тканей. Наиболее часто в качестве фактора жизнеспособности используются методы исследования состояния кровоснабжения или кислородного обеспечения тканей (Halani S.H. 2020, Lee D.W. 2023, Kohlert S. 2019, Schraven S. P. 2023,).

Одним из методов объективной оценки жизнеспособности тканей является способ определения кислородного режима тканей в области раны методом полярографии [Lee D.W. 2023, Kohlert S. 2019, Schraven S. P. 2023]. В тоже время критерием прогнозиро-

вания жизнеспособности тканей в этих работах являются статические показатели напряжения кислорода, которые не дают косвенной оценки их кровоснабжения. В результате достоверность статических показателей РО2 в тканях не позволяет достаточно точно интерпретировать степень их жизнеспособности по уровню кислорода (Lee D.W. 2023).

Несмотря на значительное количество работ, посвященных определению жизнеспособности тканей при кожно-пластических операциях остаются нерешенные вопросы. Данная работа предполагает создание экспериментальных моделей кожных лоскутов с различными вариантами сохранения жизнеспособности или гибели лоскутов, использование динамических исследований кровоснабжения и оксигена-ции тканей и определение критерием прогноза состояния кожных лоскутов.

По дизайну клиническая часть работы представлена нерандомизированным, ретроспективным, одноцентровым, когортным клиническим исследованием. Экспериментальная работа выполнена в виде проспективного исследования.

Таким образом, при кожно-пластических операциях у больных с трофическими венозными язвами и деформирующими формами лимфедемы основным осложнением является ишемия и гибель кожного лоскута. В связи с отсутствием объективных критериев жизнеспособности тканей требуется длительное время наблюдения вплоть до появления явных визуальных признаков некроза кожи, что сопряжено с удлинением сроков лечения. Исследование предполагает улучшение результатов лечения на основании внедрения, экспериментально разработанных критериев прогноза жизнеспособности тканей кожных лоскутов в послеоперационном периоде для своевременного изменения тактики и сокращения сроков лечения.

Степень разработанности темы

При лечении больных с трофическими венозными язвами и деформирующими формами лимфедемы используют различные виды кожно-пластических операций, которые имеют высокую эффективность в комплексном лечении этих заболеваний. Основным осложнением является нарушение кровоснабжения в кожных лоскутах и некроз тканей, явные признаки которого могут появиться через несколько дней. В ряде клинических работ было показано, что лечение некротических осложнений

значительно удлиняет сроки лечения, приводит к инфицированию и образованию гранулирующих ран.

Основной причиной длительности принятия решения об удалении нежизнеспособных тканей является отсутствие объективных методов диагностики и количественных критериев оценки состояния кровоснабжения тканей кожного лоскута.

В настоящее время проблеме определения жизнеспособности тканей посвящено большое количество научных исследований, основанных на определении различных биомакеров кровоснабжения тканей. Однако до настоящего времени не разработаны объективные критерии жизнеспособности тканей кожных лоскутов доступных для использования в клинической практике.

Для решения этой проблемы чрезвычайно актуальным является проведение экспериментальных исследований по разработке критериев диагностической оценки на различных моделях кожных лоскутов, а также внедрение их в лечении больных с трофическими венозными язвами и лимфедемой.

Основанием для проведения настоящей работы послужило отсутствие экспериментальных и клинических исследований по этому направлению.

Цель исследования: Улучшить результаты лечения больных с трофическими венозными язвами и лимфедемой с использованием кожно-пластических операций путем экспериментальной разработки критериев прогноза жизнеспособности тканей и их клинического внедрения для сокращения сроков лечения.

Задачи:

1. Разработать модели кожных лоскутов с различными вариантами жизнеспособности и гибели их тканей.

2. Провести исследования кровоснабжения и кислородного режима тканей в динамике методом лазерной флоуметрии и чрескожного определения напряжения кислорода на экспериментальных моделях.

3. Определить критерии прогноза гибели кожного лоскута по результатам показателей кислородного режима тканей.

4. Провести сравнительный анализ результатов лечения, некротических осложнений тканей и сроков заживления раны после кожно-пластических операций у

больных с деформирующими формами лимфедемы и трофическими венозными язвами.

Научная новизна исследования

В работе впервые была проведена сравнительная оценка объективных критериев диагностики жизнеспособности кожных лоскутов с использованием лазерной флоуметрии и чрескожного РО2, а также разработана дифференцированная тактика лечения при кожно-пластических операциях.

Показано, что степень нарушения кислородного режима мягких тканей находится в прямой корреляции с ишемией и является прогностическим фактором развития некроза в послеоперационном периоде. Определены закономерности динамики кислородного режима тканей и объемной скорости капиллярного кровотока характерные для жизнеспособности и гибели тканей кожного лоскута. Экспериментальные исследования показали, что по динамике показателей напряжения кислорода в покое и после кислородной нагрузки можно прогнозировать гибель кожного лоскута более эффективно, чем по значениям объемного кровотока. Впервые было установлено, что кислородная реактивность по данным нагрузочных проб имеет наибольшую диагностическую чувствительность по сравнению с другими способами диагностики.

Впервые в эксперименте были изучены процессы приживления различных видов кожных аутотрансплантатов, на питающей ножке и обработанных в полную толщу путем исследования кислородного режима в тканях с различными функциональными пробами, которые косвенно позволяли свидетельствовать о кровоснабжении тканей в них в течение всего периода приживления.

Впервые установлено, что показатели напряжения кислорода в покое и после кислородной нагрузки являются достоверным критерием прогнозирования жизнеспособности тканей кожного лоскута, в течение первых 3-х суток после операции. Положительная динамика кислородного режима тканей является признаком жизнеспособности и благоприятным прогнозом приживления кожного лоскута. Проведенный анализ клинической эффективности применения критериев объективной

оценки состояния кожных лоскутов и дифференцированный выбор тактики лечения некротических осложнений позволил сократить сроки лечения при частичном некрозе кожного лоскута на 36,4%, а при гибели всего лоскута на 49,8%.

Теоретическая и практическая значимость работы

Клиническое использование объективных критериев жизнеспособности тканей, основанных на экспериментальных исследованиях дает возможность оптимизировать процесс принятия решения об изменении тактики лечения. На основании результатов исследования состояния кровоснабжения кожных лоскутов определяется хирургическая тактика лечения после кожно-пластических операциях.

При сравнительном анализе сроков лечения в основной и группе сравнения, доказана практическая значимость преимущества объективных методов диагностики жизнеспособности тканей.

Проведение ранней кожной пластики раны расщепленным аутотрансплантан-том после удаления нежизнеспособных тканей приводит к закрытию тканевого дефекта и заживлению раны без развития воспаления. Своевременное удаление нежизнеспособных тканей и раннее заживление раны является профилактической процедурой развития гранулирующих ран. Предлагаемые профилактические и лечебные мероприятия позволяют снизить частоту гнойно-воспалительных осложнений, увеличить вероятность заживления ран.

Объективная диагностика жизнеспособности тканей и своевременное изменение тактики способствует улучшению результатов лечения, вследствие чего сокращаются сроки восстановления трудоспособности и снижаются показатели инвалидности, что в итоге имеет большое социальное и экономическое значение.

Методология и методы исследования

Методологической основой научной работы явилось последовательное применение методов научного познания. Исследование выполнено в соответствии с принципами и правилами доказательной медицины.

В работе применены следующие методы исследования: экспериментальные, клинические, инструментальные, документальные и статистической оценки, полученных результатов.

Положения, выносимые на защиту

1. Существует прямая корреляционная связь между показателями объемной скорости капиллярного кровотока, кислородного режима тканей и состоянием жизнеспособности кожного лоскута.

2. Показатели чрескожного напряжения кислорода после кислородной нагрузки являются показателем реактивности микроциркуляции и имеют более высокую чувствительность, чем РО2 в покое.

3. Количественные показатели состояния кровотока тканей кожных лоскутов являются объективным показателям прогноза их жизнеспособности.

4. Варианты клинического исхода состояний жизнеспособности кожных лоскутов являются критериями изменения тактики лечения, что позволяет сократить сроки лечения.

Степень достоверности и апробация результатов работы

Результаты исследования являются достоверными, подтверждены достаточным количеством экспериментального и клинического материала с формированием групп сравнения, современными методами исследований и корректными методами статистической обработки. Сформулированные 5 выводов, положения и рекомендации аргументированы и логически вытекают из системного анализа результатов выполненных исследований.

Результаты проведенных исследований доложены на:

1. XXV Ежегодная сессия Национального медицинского исследовательского центра сердечно-сосудистой хирургии им. А.Н. Бакулева Минздрава России с Всероссийской конференцией молодых ученых 15 по 17 мая 2022 года.

2. XIV Научно-практической конференции Ассоциации флебологов России. Казань, 26-29 мая 2022 года.

3. XXVI Ежегодная сессия Национального медицинского исследовательского центра сердечно-сосудистой хирургии им. А.Н. Бакулева Минздрава России с Всероссийской конференцией молодых ученых, Москва, 14-16 мая 2023 года.

4. XXVII Ежегодная сессия НМИЦ ССХ им. А.Н. Бакулева с Всероссийской конференцией молодых ученых. Москва 26-28 мая 2024 года.

5. III Северо-Западной конференции с международным участием «Белые ночи Карелии» 31 мая — 01 июня 2024 г.

Апробация работы состоялась на объединённой конференции отделения хирургического магистральных артерий, отделения сочетанной патологии и отделения венозной патологии, ФГБУ «Национальный медицинский исследовательский центр сердечно-сосудистой хирургии имени А.Н. Бакулева» Минздрава России от 19 июня 2024 года протокол № 16.

Автором самостоятельно запланированы и выполнены все этапы диссертационного исследования.

Автором самостоятельно выполнены систематизация экспериментального и клинического материала, а также проведен научный анализ полученных результатов, сформулированы выводы и положения, выносимые на защиту, организовано внедрение результатов в клиническую практику.

Публикации по теме диссертации

По теме диссертации опубликовано 12 печатных работ, 4 из них в журналах, рекомендованных ВАК РФ.

Внедрение в практику

Результаты диссертационной работы внедрены в клиническую практику отделения венозной патологии и микрососудистой хирургии НМИЦ ССХ им. А.Н. Бакулева при лечении больных с деформирующими формами лимфедемы и трофическими венозными язвами с использование кожно-пластических операций.

Объем и структура работы

Диссертация изложена на 158 страницах, состоит из оглавления, введения, 4 глав, заключения, выводов, практических рекомендаций, списка сокращений и списка литературы. Работа иллюстрирована 26 таблицами и 38 рисунками. Библиографический список содержит 232 источника, в том числе 57 отечественных и 175 зарубежных авторов.

Глава 1. Обзор литературы

1.1. Методы определения биомаркеров и состояния кровоснабжения тканей

Кожно-пластические операции широко используются при лечении обширных ран различной этиологии и трофических язв, в том числе на фоне ХВН [Sun B.K. 2014, Tomioka Y.2022, Fawzy A. 2022, Малинин А.А. 2022]. Важной задачей по улучшению результатов приживления кожных трансплантатов и лоскутов является контроль за состоянием кровоснабжения их тканей на интра- и послеоперационном периоде. В настоящее время все исследования, которые характеризует жизнеспособность или состояние тканей называют биомаркерами, что подразумевает получение объективных показателей нормальных биологических и патологических процессов или ответа на вмешательство [Конради А. О.2022].

Биомаркеры выступают в роли индикатора нормального функционирования тканей организма или патологического биологического процесса, т.е. под это определение попадают и любые физиологические параметры. Биомаркер — это объективно измеренная или оцененная иным способом характеристика (индикатор) нормальных биологических и патологических процессов или ответа на вмешательство [Конради А.О. 2022].

В настоящее время происходит процесс внедрения (био)сенсоров для мониторинга состояния имплантированных кожных трансплантатов и кожных лоскутов для различных применений инвазивных/неинвазивных или носимых/имплантируемых датчиков [Song Y. 2021, Cheng S.2021, Tang N.2021]. Обсуждаются разработки в области альтернативных сенсорных систем, включая физические, оптические и электрохимические датчики, которые могут быть адаптированы для непрерывного мониторинга (интра- и послеоперационного) кожных трансплантатов [Song Y. 2021, Ozsoylu D. 2022].

Диагностические устройства на основе биосенсоров играют важную роль в своевременном мониторинге биомаркеров или факторов жизнеспособности трансплантата, для лечения, основанного на фактических данных [Gil Rosa B. 2022, Morales-Narv'aez E.2022, Özsoylu D. 2023].

В зависимости от вида кожного трансплантата, датчики должным быть адаптированы для неинвазивного измерения и мониторинга различных биомаркеров, таких как микроциркуляция, температура, рН, напряжение кислорода и других показателей жизнеспособности тканей, а также для интраоперационного мониторинга в реальном времени [Rodrigues D.2020, Ates H.C. 2022].

Внедрение носимых устройств контроля состояния пересаженных тканей является новым достижением технологического прогресса настоящего времени [Berthelot M. 2019, Lu Di. S. Li 2022, Guo H.2022, Tomioka Y. 2022].

Объективное определение жизнеспособности тканей может производиться различными способами. Каждый из них обычно основан на исследовании одного или нескольких факторов, свидетельствующих о жизнеспособности тканей в данный момент или о прогнозировании её сохранения в дальнейшем. Наиболее часто в качестве фактора жизнеспособности используются методы исследования состояния кровоснабжения или кислородного обеспечения тканей [Keller A.2009, Desmet C.M., 2015, Halani S.H.2022, Guo H., 2022, Sonmezoglu S.2021, Zai W.2023,].

Главным биомаркером, определяющим жизнеспособность тканей, является кровоснабжение, которое в свою очередь определяет такие показатели или биомаркеры, как температура, кислотность, артериальное давление, скорость кровотока, оксигенация и другие факторы [Wada H. 2017, Tomioka Y.2022, Özsoylu Dua 2023].

Существующие на данный момент способы объективного определения жизнеспособности мягких тканей имеют ряд недостатков. Большинство способов основаны на субъективной интерпретации результатов исследования, а объективные способы требуют дорогостоящего оборудования и длительного времени для его обработки [Bian H.Z. 2022, Mofikoya B.O. 2018].

Одним из методов объективной оценки жизнеспособности тканей является способ определения кислородного режима тканей в области раны методом полярографии [Abe Y. 2013, Halani S.H.2022]. В тоже время критерием прогнозирования жизнеспособности тканей в этих работах являются статические показатели напряжения кислорода, которые дают косвенную оценку их кровоснабжения [Berthelot M. 2019].

Использование датчиков для мониторинга имплантированной ткани кожного лоскута предполагает процесса многопараметрического зондирования, которое имеет большое преимущество, включающее одновременное исследование нескольких диагностических маркеров таких как температура, насыщение кислородом, показатели кровотока и др. [Mofikoya B.O. 2018, Tomioka Y. 2022].

Большинство датчиков для неинвазивного мониторинга пересаженной кожи основаны на оптических свойствах таких, как спектроскопия ближнего инфракрасного диапазона. Наиболее распространенным является тканевой оксиметр ViOptix, который позволяют выявлять сосудистые нарушения по показателям сатурации кислорода [Keller A 2009, Bian H.Z. 2022].

Коэффициент сохранности свободных лоскутов на микрососудистых анастомозах при мониторинге с помощью клинического наблюдения и инфракрасной спектроскопии составил 87,2%, а контролируемых только с помощью визуального наблюдения 50,0% (Р<0,01) [Bian H.Z. 2022].

Кроме того, были изучены оптические системы на основе флуорофоров в сочетании с спектроскопией ближнего инфракрасного излучения в виде флуоресцентной ангиографии. Проводились исследования по прогнозированию жизнеспособности тканей и оценке перфузии кожного лоскута после мастэктомии [Ashitate Y. 2013, Wada H.,2017, Ogawa A. 2021].

Другие подходы к неинвазивному мониторингу включают устройства визуализации на основе видеокамеры. Marks H. et al. (2020) продемонстрировали использование окрашиваемой фосфоресцирующей повязки и использование цифровой од-нообъективной зеркальной камеры для послеоперационной оценки кислорода в тканях [Li Z. 2014, Marks H.2020].

Сенсорная система, предназначенная для контроля за пересаженной кожей, должна обеспечивать беспроводную передачу данных в режиме реального времени на устройство врача или систему мониторинга, чтобы обеспечить быстрое принятие решений и проведение своевременных вмешательств. Также следует обеспечить надежность и точность передачи данных для своевременного предотвращения ишемических осложнений [Tomioka Y.2022, Bian H.Z. 2022, Lu Di. 2022].

Поэтому идеальная сенсорная система контроля жизнеспособности должна быть способна осуществлять контроль за состоянием кожного лоскута даже в ин-траоперационный период и прогнозировать будущий результат на основе анализа нескольких различных показателей [Ashitate Y.2013, Wada H.2017, Bian H.Z. 2022].

Электрохимические биосенсоры являются мощными аналитическими устройствами, могут определять изменения в биохимических состояниях, таких как изменения концентрации pH, ионов, метаболитов, вызванных ферментативным катализом, реакции антитело-антиген, результат гибридизации ДНК или даже клеточный метаболизм [Gil Rosa B. 2022, Yoshinobu T. 2021, Poghossian A. 2021, Ozsoylu D.2021]. Возможность быстрого и оперативного мониторинга целевых молекул в режиме реального времени с высокой чувствительностью и селективностью делает электрохимические биосенсоры весьма желательными [Gil Rosa B. 2022, Naresh V. 2021].

Мониторинг биомаркеров in-situ рассматривается с точки зрения возможности определения жизнеспособности тканей на основании воспалительных реакций, таких как значение pH, матриксных металлопротеиназ и интерлейкина-1 бета, и др. [Daulton E. 2020, Saleh K. 2019, Kollar B. 2018].

В качестве непрерывного мониторинга pH подкожной ткани [Gao Y. 2021, Lee W. 2021] было установлено, что её изменение в кислую сторону является таким индикатором, который свидетельствует об окклюзии кровотока кожных лоскутов. При этом значение pH раневой поверхности ниже 7,3 являлось причиной гибели пересаженной кожи [Schneider L.A. 2007].

Gao Y. (2021) разработали гибкую мультиплексную биосенсорную платформу на основе микрофлюидности (названную VeCare), которую можно прикрепить к области хронической раны или венозной язвы [Gao Y. 2021].

Для неинвазивного изучения динамики кровотока в определенной области применяют метод видеозаписи с кожи с помощью тепловизора со спектральной фильтрацией при измерении температуры [Sagaidachnyi A.A. 2017]. Тепловизион-ные камеры определяют температуру путем регистрации длинноволновых инфракрасных сигналов от кожи. Таким образом, проводилось наблюдение жизнеспособности кожных лоскутов в эксперименте на свиньях [Oda T. 2021, Hummelink S. 2020]. Была выявлена зависимость между гибелью кожного лоскута и резким снижением температуры более, чем на 3 градуса [Hummelink S. 2020].

С помощью оптической когерентной томографии (ОКТ) неинвазивно [Deegan

A.J. 2021] можно визуализировать кровеносные сосуды путем неоднократного сканирования одной и той же области, что позволяет контролировать состояние различных видов трансплантатов, в том числе и расщепленных кожных лоскутов.

1.2. Общая характеристика видов кожной пластики при лечении трофических венозных язв и лимфедемы

Различные виды пересадки кожи и кожных лоскутов является одной из наиболее распространенных хирургических вмешательств, которую часто применяют для закрытия гранулирующих ран, дефектов кожи после онкологических операций, а также при лечении трофических язв, по методу shave-therapy [Chen K.-T. 2007, Kohlhauser M. 2021, Tomioka Y.2022, Özsoylu 2023, Mehrara B.J. 2006, Mofikoya

B.O. 2018, Каторкин С.Е., 2021, Малинин А.А. 2022].

Расщепленные кожные трансплантаты и в полную толщу не имеют собственного кровоснабжения в первые сутки после операции. Процессы неоваскуляриза-ции находятся в прямой зависимости от степени васкуляризизации раневого ложа [Oda T. 2021, Özsoylu D. 2023, Малинин А.А. 2022], такие препятствия могут снизить выживаемость трансплантата.

Частота полного приживления расщепленных кожных лоскутов зависит от состояния раневой поверхности и после shave-therapy наблюдается в 77,1% случаев, а пересадка на грануляции в 19,4% случаев [Каторкин С.Е., 2021]. Гибель кожных трансплантатов при лечении трофических венозных язв может достигать 20,8% [Nsaful K.O. 2020].

Список литературы диссертационного исследования кандидат наук Багян Арут Рантикович, 2025 год

Список литературы

1. Абалмасов К. Г., Малинин А.А. Клиническая классификация лимфедемы Вестник лимфологии. 2006;1:7-10.

2. Абалмасов К.Г., Малинин А.А., Морозов К.М., Егоров Ю.С. Комплексная программа в лечении больных с хроническими лимфатическими отёками конечностей. Ангиология и сосудистая хирургия. 1997;2:87-94.

3. Агафонова М. А., Туровинина Е. Ф., Шукалович О. А., Елфимова И. В. Роль лазерной доплеровской флоуметрии в оценке микроциркуляторного русла. Медицинская наука и образование Урала. 2022; 23(3)(111): 163-167. - DOI 10.36361/18148999_2022_23_3_163. - EDN SNLYSQ.

4. Байтингер В.Ф., Селянинов К.В. Микроциркуляторное русло в реперфузируе-мых лоскутах: современные возможности коррекции гемодинамических расстройств (часть I). Вопросы реконструктивной и пластической хирургии. 2020;23(2):29-40. doi 10.17223/1814147/73/04

5. Бесчастнов В. В., Павленко И. В., Багрянцев М. В. Современные подходы к техническим аспектам свободной аутодермопластики. Вестник экспериментальной и клинической хирургии.2018;11(1): 59-69. - DOI 10.18499/2070-478X-2018-11-1-59-69. - EDN SIGJNZ.

6. Богачев В. Ю. Диагностика и лечение хронических заболеваний вен. Обзор практического руководства Европейского общества сосудистых хирургов. Стационаро-замещающие технологии: Амбулаторная хирургия.2015;(3-4):6-11.

7. Богданец Л.И., Юмин С.М., Голованова О.В., Кузнецов А.Н. Опыт применения интерактивных раневых покрытий в лечении венозных язв. Флебология. 2021;15(4):268-276. https://doi.org/10.17116/flebo202115041268

8. Богданов С.Б., Аладьина В.А., Марченко Д.Н., Поляков А.В., Мелконян К.И., Гилевич И.В., Богданова Ю.А. Хирургические аспекты приживления полнослой-ного кожного аутотрансплантата на гранулирующую рану. Инновационная медицина Кубани. 2020;18(2):41-45. doi:10.35401/2500-0268- 2020-18-2-41-45

9. Валиев А. А., Р. Ш. Хасанов, Л. Л. Галимова, И. Г. Гатауллин Современные методы оценки жизнеспособности стенки кишки (обзор литературы). Колопрокто-логия. - 2023. - Т. 22, № 3(85). - С. 140-148. - DOI 10.33878/2073-7556-2023-22-3140-148. - EDN NZCELY.

10. Ведянская Д. А., Краморов Е. С., Ратников В. А., Кащенко В. А. Современные методы интраоперационной оценки перфузии тканей. Клиническая больница. -2022. - № 2(34). - С. 42-54. - DOI 10.56547/22263071_2022_2_42. - EDN WJHAZM.

11. Воротников А.А., Румянцев Д.О., Айрапетов Г.А., Душин Р.В., Шиндин А.Н. Реконструкция дефектов покровных тканей методом транспозиции локо-регионар-ных перфорантных островковых лоскутов. Гений ортопедии. 2022; 28(4): 538-545. DOI: 10.18019/1028-4427-2022-28-4-538-545. EDN ONLWDM.

12. Дибиров М.Д., Шиманко А.И., Волков А.С., Магдиев А.Х., Тюрин Д.С., и др. Сравнительная характеристика ближайших и отдаленных результатов применения эхосклеротерапии и ЭВЛО несостоятельных перфорантных вен в комплексном лечении декомпенсированных форм хронических заболеваний вен нижних конечностей с трофическими нарушениями. Инфекции в хирургии. - 2021. - Т. 19, № 12. - С. 3-9. - EDN WYQGSS.

13. Дибиров М. Д., Шиманко А. И., Зубрицкий В. Ф., Земляной А.Б., Матвеев Д.А. и др. Современный подход к лечению обширных венозных трофических язв. Инфекции в хирургии. - 2019. - Т. 17, № 1. - С. 26-32. - EDN CWFAIP.

14. Добродеев А. С., Неробеев А. И., Малыхина И. Ф., Вербо Е. В., & Гарелик, Е. И. Тканевая оксиметрия в оценке жизнеспособности малоберцовых лоскутов при реконструкции головы и шеи. Хирург. 2015; 5-6: 60-68.

15. Евтеев А.А. К вопросу об оценке эффективности аутодермопластики. Регрессивные метаморфозы кожных трансплантатов. Комбустиология. 2011;5

16. Задорожный, А. А. Кровеносное русло свободных полнослойных аутотранс-плантатов кожи крыс. автореф. дис. ... канд. мед. наук М., 2005.

17. Захаренко А.А., Беляев М.А., Трушин А.А., и соавт. Интраоперационная оценка жизнеспособности стенки кишки (обзор литературы). Вестник хирургии имени И.И. Грекова. 2020;179(10):82-88. doi: 10.24884/0042-4625-2020-179-1-82-88

18. Золотухин И.А., Гаврилов С.Г., Кириенко А.И. Флебология сегодня. Анналы хирургии. 2016; 21(1-2):19-25. DOI: 10.18821/1560-9502-2016-21-1-19-25

19. Иванов А. Н., Лагутина Д. Д., Степанова Т. В. Особенности механизмов реализации дистантного стимулирующего эффекта аутотрансплантации кожного лоскута на перфузию микроциркуляторного русла в условиях локальных и системных нарушений. Вестник трансплантологии и искусственных органов. 2020; 22(4): 123132. - DOI 10.15825/1995-1191-2020-4-123-132. - EDN QBWLHM.

20. Иванов Е.В., Бурлева Е.П. Сравнение эффективности различных вариантов консервативного лечения трофических язв и варикозной экземы. Амбулаторная хирургия. 2021;18(2): 133-143. https://doi.org/10.21518/1995-1477- 2021-18-2-133-143

21. Игнатьев И.М. Реконструктивная хирургия глубоких вен при посттромботиче-ской болезни: возможности и перспективы. Ангиология и сосудистая хирургия. 2020; 26(2):197-200

22. Каторкин С.Е., Насыров М.В. Применение фотодинамической терапии в местном лечении и предоперационной подготовке трофических язв венозной этиологии. Новости хирургии. 2015; 23: 2: 182-188.

23. Каторкин С.Е., Сушков С.А., Кушнарчук М.Ю. Современные стандарты хирургического лечения венозных трофических язв нижних конечностей. Новости хирургии. 2021;29(1):75-89.

24. Кириенко А. И., Золотухин И. А., Юмин С. М., Селиверстов Е. И. Эффективность специализированной флебологической помощи в России: результаты проспективного обсервационного исследования СПЕКТР. Флебология. 2015;9(2):4-11. https://doi.org/10.17116/flebo2015924-11

25. Козлов, В. И., Азизов, Г. А., Гурова, О. А., & Литвин, Ф. Б. (2012). Лазерная допплеровская флоуметрия в оценке состояния и расстройств микроциркуляции крови. Методическое пособие для врачей. М:. Российский университет дружбы народов. ГНЦ лазерной медицины; 2012.

26. Конради А. О. Биомаркеры, их типы и основы применения в персонализированной медицине. Российский журнал персонализированной медицины. 2022;2(3): 6-16.

27. Крупаткина А. И., Сидорова В. В. Лазерная допплеровская флоуметрия микроциркуляции крови. Руководство для врачей Под. ред. КрупаткинаА. И., Сидорова В. В. М.: Издательство Медицина; 2005.

28. Ладутько Д. Ю., Подгайский В. Н., Ладутько Ю. Н. Одностадийная микрохирургическая реконструкция крупных комплексных дефектов тканей нижних конечностей двумя васкуляризированными лоскутами. Вопросы реконструктивной и пластической хирургии. 2021; 24(3-4)(78): 30-39. - DOI 10.52581/1814-1471/7879/02. - EDN PXNTLJ.

29. Лойко Д. Д., Савкина А. А., Степанова Т. В. Особенности микроциркулятор-ных реакций в области экспериментального раневого дефекта у белых крыс Саратовский научно-медицинский журнал.2022;18(2):272-275. - EDN JPPKPT.

30. Малинин А.А., Прядко С.И., Пескова А.С., Папиташвили В.Г., Чомаева А.А. Тракционный метод пластики кожной раны при резекционных операциях у больных со слоновостью конечностей. Флебология. 2022*;16(4):277-286.

31. Малинин А.А., Прядко С.И., Пескова А.С., Чомаева А.А. Тактика лечения трофических венозных язв с хирургическим дебридментом и одномоментной аутодер-матопластикой. Флебология 2022; 16(2): 130-139.

32. Малыхина И. Ф., Неробеев А. И., Добродеев А. С., Вербо Е. В., Гарелик Е. И., & Салихов К. С. Тканевая оксиметрия: оценка жизнеспособности свободных лоскутов при реконструкции головы и шеи. Вопросы реконструктивной и пластической хирургии. 2015; 18(2): 11-24.

33. Миланов Н. О., Эюбов Ю. Ш. Использование аутокожи для укрытия свободных реваскуляризируемых аутотрансплантатов//Анналы хирургии.-2003.-№4.-с.23-26

34. Михайлов И.А., Мороз В.Ю., Юденич A.A. Роль транскутанной оксиметрии после аутотрансплантации тканевых комплексов на сосудистой ножке. //Вестник новых медицинских технологий. 2008 VI. 2. С. 137-139.

35. Ославский А. И., Филипович А. В., Головня В. И. Послойная дермолипэкто-мия (шейв-терапия) в комплесном лечении трофических язв нижних конечностей

варикозной этиологии / [и др.] // Polish Journal of Science. - 2020. - № 23-1(23). - С. 35-39. - EDN MHCFHQ.

36. Поворозник А.Н. Эффективность лечения донорских ран в условиях влажной камеры с использованием биогальванизации. Вестник неотложной и восстановительной медицины. 2008; 3: 326-328.

37. Покровский А.В. Игнатьев И.М. Градусов Е.Г. Отдаленные результаты вено-венозных шунтирующих операций при посттромботической болезни. Ангиология и сосудистая хирургия. 2016; 22(2): 91-96

38. Полунин С.В. Оценка жизнеспособности мышечных тканей конечностей при выборе объёма оперативного вмешательства: автореф. дис. ... канд. мед. наук / Полунин С. В. - М., 2008. - 19 с.

39. Поройский С. В., Морозов Е.А. Исследование особенностей микроциркуляции зоны дигестивного анастомоза в раннем и позднем послеоперационном периоде как предиктора его несостоятельности. Вестник Волгоградского государственного медицинского университета. 2022; 19(2):105-110. - DOI 10.19163/1994-9480-202219-2-105-110. - EDN PUXEQH.

40. Пржедецкий Ю. В., Позднякова В. В., Максимова Н. А., Хохлова О. В., Захарова Н. А., Ильченко М. Г., & Пржедецкая В. Ю. (2020). Использование кожно-фасциальных лоскутов на перфорантных сосудах в хирургическом лечении мела-номы кожи. Южно-российский онкологический журнал. 2020; 1(3); 18-26.

41. Рисман Б.В. Дифференцированная тактика закрытия послеоперационных дефектов кожи у пациентов с гнойно-некротическими осложнениями синдрома диабетической стопы. Новости хирургии. 2011; 19: 2: 66-71.

42. Рыжков, А. Д., Яковлева, Л. П., Кропотов, М. А., Соболевский, В. А., Диков, Ю. Ю., Ивашков, В. Ю., ... & Ширяев, С. В. Применение однофотонной эмиссионной томографии для оценки жизнеспособности реваскуляризированных аутотранс-плантатов при хирургической реконструкции нижней челюсти. Саркомы костей, мягких тканей и опухоли кожи.2022(3); 26-33.

43. Савельев В.С., Кириенко А.И., Золотухин И.А., Селиверстов Е.И. Проспективное обсервационное исследование СПЕКТР: регистр пациентов с хроническими заболеваниями вен нижних конечностей. Флебология. 2012;6(1):4-9.

44. Сазонова И. Е., Орлинская Н. Ю., Давыденко Д. В. Морфологические аспекты влияния электромагнитного излучения крайне высоких частот на восстановление микроциркуляции в ишемизированных кожных лоскутах у крыс в эксперименте. Медико-фармацевтический журнал Пульс.2020; 22(2): 49-55. - DOI 10.26787/nydha-2686-6838-2020-22-2-49-55. - EDN VESVSZ.

45. Сапин М. Р., В. Е. Милюков, С. В. Полунин Проблема оценки жизнеспособности мягких тканей в профилактике послеоперационных осложнений при травматических повреждениях конечностей. //Анналы хирургии. 2009;1:16-19.

46. Стекольников А. А., Дылько Е. А. Лечение ран при помощи свободных послойных лоскутов и свободной пересадки кожи марочным способом Международный вестник ветеринарии. 2019; 1:65-169. - EDN NKWTQS.

47. Тулеубаев Б. Е., Васильев К. В., Шмидт С. Я., & Шайкен Е. А. Клинический пример лечения пациента с обширной травматической отслойкой кожи и переломами костей на уровне одной конечности. Universum: медицина и фармакология. 2021; (5 (77): 23-28.

48. Турчин И. В., Орлова А. Г., Клешнин М. С. Патент № 2760989 C1 Российская Федерация, МПК A61B 8/06. Способ прогнозирования риска некроза свободного аутодермотрансплантата: №2 2021119980 : заявл. 07.07.2021: опубл. 02.12.2021 EDN JHQMXR.

49. Фионик О. В., Красникова В. В., Покатило Д. А., Поспелова М. Л. Изменения микроциркуляторного русла у пациенток с постмастэктомическим синдромом. Вопросы реконструктивной и пластической хирургии. - 2021. - Т. 24, № 3-4(78). - С. 55-62. - DOI 10.52581/1814-1471/78-79/05. - EDN BQQLJI.

50. Харитонов Б. С. Кац Б. М., Завалев В. И. Способ определения жизнеспособности тканей у больных гангренами нижних конечностей. Новые медицинские технологии. Саратов. 1999. - 194-197.

51. Хрипун А.И., Прямиков А.Д., Шурыгин С.Н., и соавт. Лазерная допплеровская флоуметрия в выборе объема резекции кишечника у больных острым артериальным нарушением мезентериального кровообращения. Хирургия. Журнал им. Н.И. Пирогова. 2012;10: 40-44.

52. Чуян Е. Н., Трибрат Н. С. Методические аспекты применения метода лазерной доплеровской флоуметрии // Ученые записки Крымского федерального университета имени В. И. Вернадского. Сер. Биология. Химия. 2008; 21(2): 156-171.

53. Шиманко А. И., Дибиров М. Д., Зубрицкий В. Ф. и др. Современный подход к лечению венозных трофических язв у больных с хроническими заболеваниями вен нижних конечностей. Медицинский вестник МВД. 2015; 4(77): 10-14. - EDN UABNJL.

54. Шперлинг И.А., Шулепов А.В., Баженов М.В., Коуров А.С., Ростовцев С.О., Шперлинг Н.В., Виноградов М.В. Функциональный статус локальной микроциркуляции при взрывной травме и его экспериментальная коррекция //политравма / POLYTRAUMA. 2021. № 4, С. 54-61.

55. Щудло Н.А., Коростелев М.Ю., Шихалева Н.Г., Климов О.В. Гистопатология повреждений кожи при травматической отслойке покровных тканей. Пластическая хирургия и эстетическая медицина. 2022; 3:43-50.

56. Юрова Ю.В., Крылов П.К., Козулин И.Д. Оценка информативности показателей микроциркуляции гранулирующих ран для оптимизации результатов свободной аутодермопластики у пострадавших с глубокими ожогами кожи. Скорая медицинская помощь. 2011; 3: 81-85

57. Ярец Ю. И., & Новикова И. А. Лабораторный прогноз риска отторжения ауто-дермотрансплантата. Вестник хирургии имени ИИ Грекова. 2010; 169(2): 34-38.

58. Abdelwahab M., Spataro E.A., Kandathil C.K., Most S.P. Neovascularization Perfusion of Melolabial Flaps Using Intraoperative Indocyanine Green Angiography. JAMA Facial Plast. Surg. 2019, 21, 230-236.

59. Abe Y., I. Hashimoto, K. Goishi, K. Kashiwagi, M. Yamano, H. Nakanishi, Transcutaneous pCO2 measurement at low temperature for reliable and continuous free

flap monitoring, Plastic Reconstruc. Surg. Global Open 1 (2013) 1 -8, https://doi.org/10.1097/GQX.0b013e3182936cd0.

60. Achauer B. M., Black K. S., Litke D. K. Transcutaneous PO2 in flaps: a new method of survival prediction. Plast Reconstr Surg. 1980;65(06):738-745.

61. Achauer B.M., Black K.S. Transcutaneous oxygen and flaps // Pleat, reconstr. aurg. - 1984. - V- 74, No. 5. -p. 721-722.

62. Asch S., James W.D., Castelo-Soccio L., Massive localized lymphedema: an emerging dermatologic complication of obesity, J. Am. Acad. Dermatol. 2008;59 (5 Suppl):109-S110.

63. Ashitate Y., B.T. Lee, R.G. Laurence, E. Lunsford, M. Hutteman, R. Oketokoun, H. S. Choi, J.V. Frangioni, Intraoperative prediction of postoperative flap outcome using the near-infrared fluorophore methylene blue, Ann. Plast. Surg. 70 (2013) 360-365, https://doi.org/10.1097/SAP.0b013e318236babe.

64. Ates H.C., P.Q. Nguyen, L. Gonzalez-Macia, E. Morales-Narv'aez, F. Güder, J. J. Collins, C. Dincer, End-to-end design of wearable sensors, Nat. Rev. Mater. 7 (2022) 887-907, https://doi.org/10.1038/s41578-022-00460-x.

65. Ba-Shammakh S. A., Haj-Freej H. M., Al-Naggar Y. S., et al. Massive Localized Lymphedema: Two Case Studies and Diagnostic Challenges. Cureus. 2023; 15(10): e47092. DOI 10.7759/cureus.47092 DOI: 10.7759/cureus.4709

66. Bekara F., Herlin C., Somda S., de Runz A., Grolleau J.L., Chaput B. Free versus perforator-pedicled propeller flaps in lower extremity reconstruction: what is the safest coverage? A meta-analysis. Microsurgery 2018; 38 (01) 109-119

67. Bernasconi S., Angelucci A., De Cesari A., Masotti A., Pandocchi M., Vacca, F. ... & Aliverti A. Recent Technologies for Transcutaneous Oxygen and Carbon Dioxide Monitoring. Diagnostics.2024; 14(8): 785.

68. Bernuth S., Vater A., Fuchs K. F., Meffert R. H., & Jakubietz R. G. Perfusion Changes in Perforator-Based Propeller Flaps. Journal of Reconstructive Microsurgery Open. 2023; 8(01): e45-e50.

69. Berthelot M., F.P. Henry, J. Hunter, D. Leff, S. Wood, N. Jallali, E. Dex, L. Lysa-kova, B. Lo, G.-Z. Yang, Pervasive wearable device for free tissue transfer monitoring

based on advanced data analysis: clinical study report, J. Biomed. Opt. 24 (2019) 1, https://doi.org/10.1117/1 .JBO.24.6.067001.

70. Bian H.Z., C.H. Pek, J. Hwee, Current evidence on the use of near-infrared spectroscopy for postoperative free flap monitoring: a systematic review, Chinese. J. Plastic Re-construc. Surg. 4 (2022) 194-202, https://doi.org/10.1016/j. cjprs.2022.08.008.

71. Bui D.T., P.G. Cordeiro, Q.-Y. Hu, J.J. Disa, A. Pusic, B.J. Mehrara, Free flap reexploration: indications, treatment, and outcomes in 1193 free flaps, Plast. Reconstr. Surg. 119 (2007) 2092-2100, https://doi.org/10.1097/01. prs.0000260598.24376.e1.

72. Charles H. Elephantiasis of the leg. In: Latham A, English TC, editors. A system of treatment. Vol. 3. London: Churchill; 1912.

73. Chen K.-T., S. Mardini, D.C.-C. Chuang, C.-H. Lin, M.-H. Cheng, Y.-T. Lin, W.-C. Huang, C.-K. Tsao, F.-C. Wei, Timing of presentation of the first signs of vascular compromise dictates the salvage outcome of free flap transfers, Plast. Reconstr. Surg. 120 (2007) 187-195, https://doi.org/10.1097/01. prs.0000264077.07779.50.

74. Cheng S., Z. Gu, L. Zhou, M. Hao, H. An, K. Song, X. Wu, K. Zhang, Z. Zhao, Y. Dong, Y. Wen, Recent progress in intelligent wearable sensors for health monitoring and wound healing based on biofluids, Front. Bioeng. Biotechnol. 9 (2021) 1-21, https://doi.org/10.3389/fbioe.2021.765987.

75. Chopra K., Tadisina K. K., Brewer M., Holton L. H., Banda A. K., & Singh D. P. Massive localized lymphedema revisited: a quickly rising complication of the obesity epidemic. Annals of plastic surgery.2015; 74(1): 126-132.

76. Cina C., Katsamouris A., Megerman J., Brewster D.C., Strayhorn E.C., Robison J.G., Abbott W.M. Utility of transcutaneous oxygen tension measurements in peripheral arterial occlusive disease. J Vasc Surg. 1984;1:362-371.

77. Ciudad P., Escandon, J. M., Manrique O. J., & Bustos V. P. Lessons Learnt from an 11-year Experience with Lymphatic Surgery and a Systematic Review of Reported Complications: Technical Considerations to Reduce Morbidity. Archives of Plastic Surgery. 2022; 49(02), 227-239. DOI DOI: 10.21037/gs-23-247. 10.1055/s-0042-1744412.

78. Copelli C., K. Tewfik, L. Cassano, N. Pederneschi, S. Catanzaro, A. Manfuso, R. Cocchi, Gestione del Fallimento dei Lembi Liberi in Chirurgia Testa-Collo, Acta. Oto-rhinolaryngol. Italica 37 (2017) 387-392, https://doi.org/10.14639/ 0392-100X-1376.

79. Cormier J. N., Rourke L., Crosby M., Chang D., & Armer J. The surgical treatment of lymphedema: a systematic review of the contemporary literature (2004-2010). Annals of surgical oncology. 2012;19: 642-651. DOI: 10.1245/s10434-011-2017-4

80. Cruz-Segura A., Cruz-Domínguez M. P., Jara L. J. Early detection of vascular obstruction in microvascular flaps using a thermographic camera. J Reconstr Microsurg. 2019;35(07):541-548

81. Daulton E., A. Wicaksono, J. Bechar, J.A. Covington, J. Hardwicke, The detection of wound infection by ion mobility chemical analysis, Biosensors 10 (2020) 19, https://doi.org/10.3390/bios10030019.

82. Deegan A.J., J. Lu, R. Sharma, S.P. Mandell, R.K. Wang, Imaging human skin autograft integration with optical coherence tomography, Quant. Imaging. Med. Surg 11 (2021) 784-796, https://doi.org/10.21037/qims-20-750.

83. Desmet C.M., A. Lafosse, S. V'eriter, P.E. Porporato, P. Sonveaux, D. Dufrane, P. Lev~eque, B. Gallez, D. Hinderberger, Application of electron paramagnetic resonance (EPR) oximetry to monitor oxygen in wounds in diabetic models, PLoS. ONE 10 (2015), e0144914, https://doi.org/10.1371/journal.pone.0144914.

84. Di Lu., Li S., Yang Q., Arafa H.M., Xu Y., Yan Y., Ostojich D., et al. Implantable, wireless, self-fixing thermal sensors for continuous measurements of microvascular blood flow in flaps and organ grafts, Biosensors. Bioelect. 206 (2022), 114145, https://doi.org/10.1016/j.bios.2022.114145.

85. Donglun Li, Lin Chun, Yue Hu et al. Efficacy and safety of Indocyanine green in the prevention of mastectomy skin flap necrosis: A Systematic Review and Meta-Analy-sis, 04 April 2023, PREPRINT (Version 1) available at Research Square [https://doi.org/10.21203/rs.3.rs-2621186/v1]

86. Drobot D., Zeltzer A.A. Surgical treatment of breast cancer related lymphedema-the combined approach: a literature review. Gland Surg. 2023;12(12):1746-1759. DOI: 10.21037/gs-23-247

87. Executive Committee. The diagnosis and treatment of peripheral lymphedema: 2016 consensus document of the International Society of Lymphology. Lymphology. 2016;49(4):170-184

88. Fawzy A., & Putranti, I. O. Perioperative Management of the Facial Wounds with Insight of Scar Prevention. International Journal of Medical Science and Clinical Research Studies. 2022; 2(10): 1028-1037.

89. for postoperative flap monitoring: proof of concept in a porcine flap model. International Wound Journal. 2023; 20(6): 1839-1848.

90. Gallagher K. K., Lopez M., Iles K., & Kugar, M. Surgical approach to lymphedema reduction. Current Oncology Report. 2020: 22, 1-13.

91. Gao Y., D.T. Nguyen, T. Yeo, S.B. Lim, W.X. Tan, L.E. Madden, L. Jin, J.Y.K. Long, F.A.B. Aloweni, Y.J.A. Liew, M.L.L. Tan, S.Y. Ang, S.D. Maniya, I. Abdelwahab, K. P. Loh, C.-H. Chen, D.L. Becker, D. Leavesley, J.S. Ho, C.T. Lim, A flexible multiplexed immunosensor for point-of-care in situ wound monitoring, Sci. Adv. 7 (2021) eabg9614, https://doi.org/10.1126/sciadv.abg9614.

92. Gaxiola-Garda M. A., Escandon J., Manrique O. J., Skinner K. A., & Contreras B. H. K. Surgical Treatment for Primary Lymphedema: A Systematic Review of the Literature. Archives of Plastic Surgery. 2024; DOI: 10.1055/a-2253-9859

93. Gazyakan E., Kao H. K., Cheng M. H., & Engel H. Laser doppler flowmetry to differentiate arterial from venous occlusion in free tissue transfer. Plastic Surgery. 2019; 27(4): 297-304.

94. Gebremariyam Z. T., & Woldemichael N. A. Staged surgical management of advanced leg lymphedema: A successful Charles procedure in a resource-limited setting, case report. International Journal of Surgery Case Reports. 2024; 115:109221 DOI: 10.1016/j.ij scr.2024.109221

95. Geis S., Babilas P., Schreml S. Transcutaneous pO2 measurement during tourniquet-induced venous occlusion using dynamic phosphorescence imaging. Clin Hemorheol Mi-crocirc. 2008;40(04):249-258.

96. George R. E., Elwood E. T., & Jones G. E. Indocyanine green angiography overpre-dicts postoperative necrosis compared to multispectral reflectance imaging. Plastic and Reconstructive Surgery. 2023;151(3): 412e-419e.

97. Gil Rosa B., O.E. Akingbade, X. Guo, L. Gonzalez-Macia, M.A. Crone, L. P. Cameron, P. Freemont, K.-L. Choy, F. Guder, E. Yeatman, D.J. Sharp, B. Li, Multiplexed immunosensors for point-of-care diagnostic applications, Biosens. Bioelectron. 203 (2022), 114050, https://doi.org/10.1016/j.bios.2022.114050.

98. Gogia, B., Chekmareva, I., Leonova, A., Alyautdinov, R., Karmazanovsky, G., Glotov, A., & Kalinin, D. Massive Localized Abdominal Lymphedema: A Case Report with Literature Review. Archives of Plastic Surgery. 2023, 50(06), 615-620. DOI: 10.1055/a-2140-8589.eISSN 2234-6171.

99. Goncalves L.N., van den Hoven P., van Schaik J., Leeuwenburgh L., Hendricks C.H.F., Verduijn P.S., et al. Perfusion Parameters in Near-Infrared Fluorescence Imaging with Indocyanine Green: A Systematic Review of the Literature. Life. 2021; 11(5):433. https://doi.org/10.3390/life11050433

100. Gorai K., Inoue K., Saegusa N., Shimamoto R., Takeishi M., Okazaki M. et al. Prediction of Skin Necrosis after Mastectomy for Breast Cancer Using Indocyanine Green Angiography Imaging. Plast. Reconstr. Surg. Glob. Open 2017; 5: e1321.

101. Gu J., Y. Tomioka, K. Kida, Y. Xiao, I. Saito, M. Okazaki, T. Someya, M. Sekino, Measurement of optical reflection and temperature changes after blood occlusion using a wearable device, Sci. Rep. 2020; 10: 11491, https://doi.org/10.1038/ s41598-020-68152-6.

102. Guo H., W. Bai, W. Ouyang, Y. Liu, C. Wu, Y. Xu, Y. et al. Wireless implantable optical probe for continuous monitoring of oxygen saturation in flaps and organ grafts, Nat. Commun. 13 (2022) 3009, https://doi.org/10.1038/ s41467-022-30594-z.

103. Hadzimustafic N., D'Elia A., Duru C., & Haykal S. Advances in Ischemia Reperfusion Injury Prevention in Free Flaps and Vascularized Composite Allotransplantation. 2023; DOI: 10.5772/intechopen.112993

104. Halani S.H., A.S. Hembd, X. Li, B. Kirby, C.C. Beard, N.T. Haddock, T. M. Suszyn-ski, Flap monitoring using transcutaneous oxygen or carbon dioxide measurements, J. Hand. Microsurg. 14 (2022) 10-18, https://doi.org/10.1055/s- 0040-1718862.

105. Halani S.H., Hembd A.S., Li X., Kirby B., Beard C.C., Haddock N.T., Suszynski T.M. Flap Monitoring Using Transcutaneous Oxygen or Carbon Dioxide Measurements. J Hand Microsurg. 2020 Nov 16;14(1):10-18. doi: 10.1055/s-0040-1718862. PMID: 35256823; PMCID: PMC8898164

106. Hashimoto I., Nakanishi H., Takiwaki H., Takase M. T., Yamano M., Sedo H. Flap monitoring by transcutaneous PO2 and PCO2: importance of transcutaneous PCO2 in determining follow-up treatment for compromised free flaps. J Reconstr Microsurg. 2007;23(05):269-274. PubMed! [Google Scholar!

107. Hassan K., & Chang, D. W. The Charles procedure as part of the modern armamentarium against lymphedema. Ann Plast Surg. 2020; 85(6): e37-e43. DOI: 10.1097/SAP.0000000000002263

108. Hassan, A. M., Biaggi, A. P., Asaad, M., Andejani, D. F., Liu, J., Offodile2nd, A. C., ... & Butler, C. E. Development and assessment of machine learning models for individualized risk assessment of mastectomy skin flap necrosis. Annals of surgery. 2023). 278(1), e123-e130.

109. Hauser C.J., Shoemaker W.C. Use of a transcutaneous PO2 regional perfusion index to quantify tissue perfusion in peripheral vascular disease. Ann Surg. 1983;197:337-343.

110. Heyboer 3rd M., Sharma D, Santiago W, McCulloch N. Hyperbaric oxygen therapy: side effects defined and quantified. Adv Wound Care 2017;6 (6):210-24.

111. Hitier M., Cracowski J.-L., Hamou C., Righini C., Bettega G. Indocyanine green fluorescence angiography for free flap monitoring: A pilot study. J. Cranio-Maxillofac. Surg. 2016, 44, 1833-1841.

112. Holm M.A. Transcutaneous oxygen measurement as a predictor of wound healing and response to hyperbaric oxygen therapy. Can J Respir Ther 1994; 30: 2: 182-187.

113. Homans J. Treatment of elephantiasis of the leg. N Engl J Med.1936;215:1099.

114. Hummelink S., A.S. Kruit, A.R. van Vlaenderen, M.J. Schreinemachers, W. Steen-bergen, D.J. Ulrich, Post-operative monitoring of free flaps using a low-cost thermal camera: a pilot study, Eur. J. Plast. Surg. 43 (2020) 589-596. https: //link. springer.com/arti-cle/10.1007/s00238-020-01642-y.

115. Hwang J. H., Mun G. H. An evolution of communication in postoperative free flap monitoring: using a smartphone and mobile messenger application. Plast Reconstr Surg. 2012;130(01):125-129.

116. Juneja A., Singh K., Cooper, M., Guerges M., Schor J., & Deitch J. Quality of Life Is Improved with Radical Debulking for Severe Chronic Lymphedema. Journal of Vascular Surgery. 2020;72(1): e240-e241.

117. Júnior C.W., Modolin M.L.A., Rocha R.I., Fernandes T.R., Nogueira A.B., Gem-perli R., Ferreira M.C. Results of surgical treatment of massive localized lymphedema in severely obese patients, Rev. Col. Bras. Cir. 2014; 41 (1): 018-022 DOI: 10.1590/S0100-69912014000100005

118. Kagaya Y., Miyamoto S. A systematic review of near-infrared spectroscopy in flap monitoring: Current basic and clinical evidence and prospects. J Plast Reconstr Aesthet Surg. 2018;71(02):246-257.

119. Kalani M., Brismar K., Fagrell B., Ostergren J., Jorneskog, Transcutaneous oxygen tension and toe blood pressure as predictors for outcome of diabetic foot ulcers. Diabetes Care. 1999;22: 147-151.

120. Kamolz L-P., Giovanoli P., Haslik W., Koller R., Frey M. Continuous free-flap monitoring with tissue-oxygen measurements: three-year experience. J Reconstr Microsurg. 2002; 18(06):487-491.

121. Karlsson T., Mackie H., Koelmeyer L., Heydon-White A., Ricketts R., Toyer K., et al. Liposuction for Advanced Lymphedema in a Multidisciplinary Team Setting in Australia: 5-Year Follow-Up. Plastic and Reconstructive Surgery. 2024; 153(2): 482-491. DOI: 10.1097/PRS.0000000000010612

122. Karonidis A., Chen H.C. Preservation of toes in advanced lymphedema an important step in the control of infection. Ann Plast Surg. 2010;64(4): 446-450. doi:10.1097/SAP.0b013e3181b30416

123. Kashiwagi K., Hashimoto I., Abe Y., Kotsu K., Yamano M., Nakanishi H. Quantitative analysis of hemodynamics of congested island flaps under leech therapy J Med Invest 2013;60(3,4):213-220.

124. Keller A., A new diagnostic algorithm for early prediction of vascular compromise in 208 microsurgical flaps using tissue oxygen saturation measurements, Ann. Plast. Surg. 62 (2009) 538-543, https://doi.org/10.1097/ SAP.0b013e3181a47ce8.

125. Khan A.Z., T.P. Utheim, M. Byholt, T. Fiabema, H.C. Sylvester-Jensen, K. A. T0nseth, Skin Grafting,. Tidsskrift. for. Den. Norske, Legeforening 142 (2022) 1-7, https://doi.org/10.4045/tidsskr.21.0671.

126. Khan N., Williams B.B., Hou H., Li H. Repetitive Tissue PO2 Measurements by Electron Paramagnetic Resonance Oximetry: Current Status and Future Potential for Experimental and Clinical Studies //Antioxid Redox Signal. 2007 .- vol.9(8): 1169-1182.

127. Kim H., Park S.J., Woo K.J., Bang S.I. Comparative study of nipple-areola complex position and patient satisfaction after unilateral mastectomy and immediate expander-implant reconstruction nipple-sparing mastectomy versus skin-sparing mastectomy. Aesthetic Plast Surg. 2019; 43:313-327. DOI: 10.1007/s00266-018-1217-8

128. Kohlert S., Quimby A. E., Saman M. & Ducic Y. Postoperative free-flap monitoring techniques. Semin. Plast. Surg. 2019; 33(01): 013-016

129. Kohlhauser M., H. Luze, S.P. Nischwitz, L.P. Kamolz, Historical evolution of skin grafting—a journey through time, Medicina (B. Aires) 57 (2021) 348, https://doi. org/10.3390/medicina57040348.

130. Kollar B., A. Shubin, T.J. Borges, S. Tasigiorgos, T.S. Win, C.G. Lian, S.T. Dillon, X. Gu, I. Wyrobnik, G.F. Murphy, B. Pomahac, T.A. Libermann, L.V. Riella, Increased levels of circulating MMP3 correlate with severe rejection in face transplantation, Sci. Rep. 8 (2018) 1-12, https://doi.org/10.1038/s41598-018- 33272-7.

131. Koolen P. G.L., Li Z., Roussakis E. Oxygen-sensing paint-on bandage: calibration of a novel approach in tissue perfusion assessment. Plast Reconstr Surg. 2017;140(01):89-96.

132. Krishnasamy K., Abdullah H.S., Chinna K.. Lower Limb Lymphedema Successfully Treated with Flap Monitoring - A Case Report. Int J Sci and Med Res 2022;2(4): 12-15. DOI: 10.55349/ijmsnr.2022241215

133. Lacey H., Kanakopoulos D., Hussein S., Moyasser O., Ward J., & King I. C. C.. Adjunctive technologies in postoperative free-flap monitoring: a systematic review. Journal of Plastic, Reconstructive & Aesthetic Surgery.2023; 87: 147-155.

134. Lee D.W., Hwang Y.S., Byeon J.Y., Kim J.H., Choi H.J. Does the advantage of transcutaneous oximetry measurements in diabetic foot ulcer apply equally to free flap reconstruction? World J Clin Cases. 2023 Nov 6;11(31):7570-7582. doi: 10.12998/wjcc.v11.i31.7570. PMID: 38078127; PMCID: PMC10698465.

135. Lee J-H, You H-J, Lee T-Y, Kang HJ. Current Status of Experimental Animal Skin Flap Models: Ischemic Preconditioning and Molecular Factors. International Journal of Molecular Sciences. 2022; 23(9):5234. https://doi.org/10.3390/iims23095234

136. Lee W., S.H. Jeong, Y.W. Lim, H. Lee, J. Kang, H. Lee, I. Lee, H.S. Han, S. Koba-yashi, M. Tanaka, B.S. Bae, Conformable microneedle pH sensors via the integration of two different siloxane polymers for mapping peripheral artery disease, Sci. Adv. 7 (2021) 6290, https://doi.org/10.1126/SCIADV.ABI6290/ SUPPL_FILE/SCI-ADV.ABI6290_SM.PDF.

137. Li D., Chun L., Hu Y., He L., Zhao K., Fu Z., & Saiding A. Efficacy and safety of Indocyanine green in the prevention of mastectomy skin flap necrosis: A Systematic Review and Meta-Analysis. 2023 doi.org/10.21203/rs.3.rs-2621186/v1

138. Li Z., E. Roussakis, P.G.L. Koolen, A.M.S. Ibrahim, K. Kim, L.F. Rose, J. Wu, A. J. Nichols, Y. Baek, R. Birngruber, G. Apiou-Sbirlea, R. Matyal, T. Huang, R. Chan, S.J. Lin, C.L. Evans, Non-invasive transdermal two-dimensional mapping of cutaneous oxygenation with a rapid-drying liquid bandage, Biomed. Opt. Express 5 (2014) 3748, https://doi.org/10.1364/BQE.5.003748.

139. Lim C., Y.J. Hong, J. Jung, Y. Shin, S.H. Sunwoo, S. Baik, O.K. Park, S.H. Choi, T. Hyeon, J.H. Kim, S. Lee, D.H. Kim, Tissue-like skin-device interface for wearable bioelectronics by using ultrasoft, mass-permeable, and low-impedance hydrogels, Sci. Adv. 7 (2021) eabd3716, https://doi.org/10.1126/sciadv. abd3716.

140. Liu L. Q., Deegan R., Gall A. Non-invasive technologies of tissue viability measurement for pressure ulcer prevention in spinal cord injury. J Phys Med Rehabil Disabil. 2015;1:2.

141. Lu Di. S. Li, Q. Yang, H.M. Arafa, Y. Xu, Y. Yan, D. Ostojich, W. Bai, H. Guo, C. Wu, S. Li, L. Jacobson, A.M. Westman, M.R. MacEwan, Y. Huang, M. Pet, J. A. Rogers, Implantable, wireless, self-fixing thermal sensors for continuous measurements of microvascular blood flow in flaps and organ grafts, Biosensors. Bioelect. 206 (2022), 114145, https://doi.org/10.1016/j.bios.2022.114145.

142. Luck J. Assessment of Flap Perfusion: Microvascular Flowmetry. Core Techniques in Flap Reconstructive Microsurgery: A Stepwise Guide. 2023; 25-37.

143. Luze H., Nischwitz S. P., Wurzer P., Winter R., Spendel S., Kamolz L. P., & Bjelic-Radisic V. Assessment of Mastectomy Skin Flaps for Immediate Reconstruction with Implants via Thermal Imaging—A Suitable, Personalized Approach?. Journal of Personalized Medicine. 2022;12(5): 740.

144. Marks H., A. Bucknor, E. Roussakis, N. Nowell, P. Kamali, J.P. Cascales, D. Kazei, S.J. Lin, C.L. Evans, A paintable phosphorescent bandage for postoperative tissue oxygen assessment in DIEP flap reconstruction. Sci Adv 2020; 6(51):eabd1061. https://pubm ed.ncbi.nlm. nih.gov/3 3355131/.

145. Marland J.R., M.E. Gray, C. Dunare, E.O. Blair, A. Tsiamis, P. Sullivan, E. Gonzalez-Fernandez, S.N. Greenhalgh, R. Gregson, R.E. Clutton, M.M. Parys, A. Dyson, M. Singer, I.H. Kunkler, M.A. Potter, S. Mitra, J.G. Terry, S. Smith, A.R. Mount, I. Underwood, A.J. Walton, D.J. Argyle, A.F. Murray, Real-time measurement of tumour hypoxia using an implantable microfabricated oxygen sensor, Sensing and Bio-sensing Research 30 (2020) 100375. doi:10.1016/j. sbsr.2020.100375.

146. Matsen C. B., Mehrara B., Eaton A., Capko D., Berg A., Stempel M., ... & Morrow M. Skin flap necrosis after mastectomy with reconstruction: a prospective study. Annals of surgical oncology.2016; 23: 257-264.

147. Maxwell A.K., Deleyiannis F.W.-B. Utility of Indocyanine Green Angiography in Arterial Selection during Free Flap Harvest in Patients with Severe Peripheral Vascular Disease. Plast. Reconstr. Surg. Glob. Open 2016, 4, e1097.

148. McKenna J., Pabbies A., Friesen J. R., Sowa M. G., Hayakawa T., Kerr P. D. Assessing flap perfusion: optical spectroscopy versus venous Doppler ultrasonography. J Otolaryngol Head Neck Surg. 2009;38(05):587-594.

149. Mehrara B.J., T.D. Santoro, E. Arcilla, J.P. Watson, W.W. Shaw, A.L. Da Lio, Complications after microvascular breast reconstruction: experience with 1195 Flaps, Plast. Reconstr. Surg. 118 (2006) 1100-1109, https: //doi.org/10.1097/01. prs.0000236898.87398.d6.

150. Meier J. K., Prantl L., Geis S. Luminescence ratiometric oxygen imaging (LROI) in microvascular anastomosed fibular and radial forearm flaps. Clin Hemorheol Microcirc. 2013;55(01): 169-182.

151. Mericli A. F., Wren J., Garvey P. B., Liu J., Butler C. E., Selber J. C. A prospective clinical trial comparing visible light spectroscopy to handheld doppler for postoperative free tissue transfer monitoring. Plast Reconstr Surg. 2017;140(03):604-613.

152. Miller, T. A., Wyatt, L. E., & Rudkin, G. H. Staged skin and subcutaneous excision for lymphedema: a favorable report of long-term results. Plastic and reconstructive surgery. 1998; 102(5): 1486-1498

153. Mir M. A., Mahakalkar S. S., & Rashim M. Modified Combined Physiological and Debulking Procedure for Lower Limb Lymphedema to Achieve Both Immediate and Sustained Results in Lymphedema. The International Journal of Lower Extremity Wounds. 2023;22(1): 194-199. DOI: 10.1177/15347346211002367

154. Misra S., Carroll B.J. Comprehensive Approach to Management of Lymphedema. Curr Treat Options Cardio Med. 2023; 25: 245-260 DOI: 10.1007/s11936-023-00991-8

155. Miyazaki H., Igari K., Kudo T., Iwai T., Wada Y., Takahashi Y., Inoue, Y., Asamura S. Significance of the Lateral Thoracic Artery in Pectoralis Major Musculocutaneous Flap Reconstruction. Ann. Plast. Surg. 2017, 79, 498-504.

156. Mofikoya B.O., A.O. Ugburo, O.M. Belie, Clinical assessment score for monitoring free flaps in the dark skin, Alban. J. Med. Heal. Sci. 49 (2018) 18-22.

157. Moore E., Vasconez H., Wong, L. Massive Localized Lymphedema: Analysis of Intraoperative Care. Annals of Plastic Surgery 2018;81(1):75-79| DOI: 10.1097/SAP.0000000000001475

158. Morales-Narv'aez E., C. Dincer (Eds.), Wearable Physical, Chemical and Biological Sensors, Elsevier, 2022.

159. Moyer H.R., Losken A. Predicting mastectomy skin flap necrosis with indocyanine green angiography: the gray area defined. Plast Reconstr Surg. 2012; 129(5):1043-1048. https://doi.org/10.1097/PRS.0b013e31824a2b02

160. Mrowietz C., Franke R.P., Pindur G., Wolf U., JungF. Reference range and variability of Laser-Doppler-Fluxmetry. Clinical Hemorheology and Microcirculation. 2017; 67 (3-4): 347-353

161. Mücke, T., Rau, A., Merezas, A., Loeffelbein, D. J., Wagenpfeil, S., Mitchell, D. A., ... Steiner, T. (2014). Identification of perioperative risk factor by laser-doppler spectroscopy after free flap perfusion in the head and neck: A prospective clinical study. Microsurgery, 34(5), 345-351.

162. Nakano T., T. Kudo, Y. Sano, H. Minehara, M. Suzuki, K. Aoki, T. Matsushita. Transcutaneous CO2 pressure monitoring increases salvage rates after free tissue transplantation for extremity reconstruction, Plastic Reconstruc. Surg. Global Open 10 (2022) e4467, https://doi.org/10.1097/G0X.0000000000004467.

163. Nakano T., T. Kudo, Y. Sano, H. Minehara, M. Suzuki, K. Aoki, T. Matsushita. Transcutaneous C02 pressure monitoring increases salvage rates after free tissue transplantation for extremity reconstruction, Plastic Reconstruc. Surg. Global Open 10 (2022) e4467 https://doi.org/10.1097/G0X.0000000000004467.

164. Naresh V., N. Lee, A review on biosensors and recent development of nanostruc-tured materials-enabled biosensors, Sensors 21 (2021), https://doi.org/ 10.3390/s21041109.

165. Newman M.I., Jack M.C., Samson M.C. SPY-Q analysis toolkit values potentially predict mastectomy flap necrosis. Ann Plast Surg. 2013;70(5):595-598. https://doi.org/10.1097/SAP.0b013e3182650b4e

166. Nguyen J.T., Ashitate Y, Venugopal V, Neacsu F, Kettenring F, Frangioni JV, et al. Near-infrared imaging of face transplants: are both pedicles necessary? J Surg Res. Sep.2013 184:714-721. [PubMed: 23706565]

167. Nsaful K.O., A.B. Paintsil, J.C.B. Dakubo, J. Nsaful, K. Appiah-Labi, E. Nartey, Evaluation of bacterial infection of split-thickness skin grafts at the Korle Bu teaching hospital, Bali. Medical. Journal 9 (2020) 259-265, https://doi.org/ 10.15562/bmj.v9i1.1760.

168. Oda T., H. Kato, M. Nakamura, A. Morita, Analysis of biomonitoring data after full-thickness skin grafting, J. Dermatol. 48 (2021) 1035-1043, https://doi.org/ 10.1111/13468138.15873.

169. Ogawa A., Nakagawa, T., Oda, G., Hosoya, T., Hayashi, K., Yoshino, M., ... & Uetake, H. Study of the protocol used to evaluate skin-flap perfusion in mastectomy based on the characteristics of indocyanine green. Photodiagnosis and Photodynamic Therapy. 2021; 35: 102401. DOI: 10.1016/j.pdpdt.2021.102401

170. Okabe K., & Kishi K. Evaluation of Blood Perfusion in Skin Flaps. In Fluorescence-Guided Surgery: From Lab to Operation Room (pp. 55-62). Singapore: Springer Nature Singapore. 2023; doi.org/10.1007/978-981-19-7372-7_10

171. Omar S.E., Farag AFA, Sah VP, et al. Evaluation of the efficacy of wireless steriliz-able pulse oximeter in assessment of bowel viability during surgery. Egypt J Surg. 2020;39:879-88. doi: 10.4103/ejs. ejs_100_20

172. Özsoylu D., Isik T., M.M. Demir, M.J. Schöning, T. Wagner, Cryopreservation of a cell-based biosensor chip modified with elastic polymer fibers enabling ready-to-use on-site applications, Biosens. Bioelectr. 177 (2021), 112983, https://doi.org/ 10.1016/j.bios.2021.112983.

173. Özsoylu D., Janus K. A., Achtsnicht S., Wagner T., Keusgen M., & Schöning M. J (Bio-) Sensors for Skin Grafts and Skin Flaps Monitoring. 2023; Sensors and Actuators Reports, 100163.

174. Özsoylu D., T. Isik, M.M. Demir, M.J. Sch"oning, T. Wagner, Cryopreservation of a cell-based biosensor chip modified with elastic polymer fibers enabling ready-to-use on-site applications, Biosens. Bioelectr. 2021; 177: 112983, https://doi.org/ 10.1016/j.bios.2021.112983

175. Ozsoylu D., Wagner T., M.J. Schoning, Electrochemical cell-based biosensors for biomedical applications, Curr. Top. Med. Chem. 2022; 22: 22713-733, https://doi. org/10.2174/1568026622666220304213617.

176. Pagliara D., Schiavone, L., Garganese, G., Bove, S., Montella, R. A., Costantini, M., ... & Ribuffo, D. Predicting mastectomy skin flap necrosis: A systematic review of preoperative and intraoperative assessment techniques. Clinical Breast Cancer. 2023; 23(3): 249-254.

177. Park KE, Allam O, Chandler L, et al. Surgical management of lymphedema: a review of current literature. Gland Surg 2020;9:503-11.

178. Patel K. M., Hill L. M., Gatti M. E., & Nahabedian M. Y. Management of massive mastectomy skin flap necrosis following autologous breast reconstruction. Annals of plastic surgery. 2012; 69(2): 139-144.

179. Pharaon M. R., Scholz T., Bogdanoff S. Early detection of complete vascular occlusion in a pedicle flap model using quantitative [corrected] spectral imaging. Plast Recon-str Surg. 2010;126(06):1924-1935.

180. Poghossian A., M.J. Schoning, Recent progress in silicon-based biologically sensitive field-effect devices, Curr. Opinion. Electrochem. 2021; 29: 1008-11, https://doi.org/10.1016/j.coelec.2021.100811.

181. Pollmann L., Juratli M., Roushansarai N., Pascher A., & Holzen J. P. Quantification of indocyanine green fluorescence imaging in general, visceral and transplant surgery. Journal of Clinical Medicine. 2023;12(10): 3550.

182. Quigley F.G., Faris I.B. Transcutaneous oxygen tension measurements in the assessment of limb ischaemia. Clin Physiol. 1991;11:315-320.

183. Rahmanian-Schwarz, A., Rothenberger, J., Hirt, B., Luz, O., & Schaller, H. E. (2011). A combined anatomical and clinical study for quantitative analysis of the microcirculation in the classic perfusion zones of the deep inferior epigastric artery perforator flap. Plastic and Reconstructive Surgery, 127(2), 505-513.

184. Rajan S., & Venkatramani H. Recent advances in management of lymphedema. Journal of Skin and Sexually Transmitted Diseases. 2021; 3(1): 26-32

185. Ramachandran S., Chew K. Y., Tan B. K., & Kuo Y. R. Current operative management and therapeutic algorithm of lymphedema in the lower extremities. Asian J Surg. 2021;44:46-53. DOI: 10.21037/gs-23-247.10.1016/j.asjsur.2020.08.010

186. Raskin D. J., Nathan R., Erk Y., Spira M. Critical comparison of transcutaneous PO2 and tissue pH as indices of perfusion. Microsurgery. 1983;4(01):29-33.

187. Ricci J. A., Vargas C. R., Lin S. J., Tobias A. M., Taghinia A. H., Lee B. T. A novel free flap monitoring system using tissue oximetry with text message alerts. J Reconstr Microsurg. 2016;32(05):415-420.

188. Richardson M., & Mani R. Oxygen saturation or tissue oxygen determinations on skin whose viability is at risk. The International Journal of Lower Extremity Wounds. 2023 doi.org/10.1177/15347346231206423

189. Rochat M. C., Payne J. T., Pope E. R., Wagner-Mann C. C., Pace L. W. Evaluation of skin viability in dogs, using transcutaneous carbon dioxide and sensor current monitoring. Am J Vet Res. 1993;54(03):476-480.

190. Rodrigues D., A.I. Barbosa, R. Rebelo, I.K. Kwon, R.L. Reis, V.M. Correlo, Skin-integrated wearable systems and implantable biosensors: a comprehensive review, Biosensors 10 (2020) 79, https://doi.org/10.3390/bios10070079.

191. Rodrigues D., A.I. Barbosa, R. Rebelo, I.K. Kwon, R.L. Reis, V.M. Correlo, Skin-integrated wearable systems and implantable biosensors: a comprehensive review, Biosensors 10 (2020) 79, https://doi.org/10.3390/bios10070079.

192. Rosa B. G., Akingbade O.E., Guo X., Gonzalez-Macia L., Crone M.A., Cameron L. P., et al. Multiplexed immunosensors for point-of-care diagnostic applications, Biosens. Bioelectron. 2022; 203: 114050, DOI: 10.1016/j.bios.2022.114050.

193. Rothenberger, J., Amr, A., Schaller, H. E., & Rahmanian-Schwarz, A. (2013). Evaluation of a non-invasive monitoring method for free flap breast reconstruction using laser Doppler flowmetrie and tissue spectrophotometry. Microsurgery, 33(5), 350-357.

194. Rother U., Lang W., Horch R.E., Ludolph I., Meyer A., Regus S. Microcirculation Evaluated by Intraoperative Fluores-cence Angiography after Tibial Bypass Surgery. Ann. Vasc. Surg. 2017, 40, 190-197.

195. Ruangsetakit C., Chinsakchai K, Mahawongkajit P, Wongwanit C, Mutirangura P. Transcutaneous oxygen tension: a useful predictor of ulcer healing in critical limb ischae-mia. J Wound Care. 2010;19:202-206.

196. Sagaidachnyi A.A., A.V. Fomin, D.A. Usanov, A.V. Skripal, Thermography-based blood flow imaging in human skin of the hands and feet: a spectral filtering approach, Physiol. Meas. 38 (2017) 272-288, https://doi.org/10.1088/1361- 6579/aa4eaf.

197. Saleh K., A.C. Str'omdahl, K. Riesbeck, A. Schmidtchen, Inflammation biomarkers and correlation to wound status after full-thickness skin grafting, Front. Med. (Lausanne) 6 (2019) 159, https://doi.org/10.3389/fmed.2019.00159.

198. Salgado C.J., Sassu P., Gharb B.B., di Spilimbergo S.S., Mardini S., Chen H.C. Radical reduction of upper extremity lymphedema with preservation of perforators. Ann Plast Surg. 2009;63:302-6. DOI: 10.1097/SAP.0b013e31818d45aa

199. Schaverien M. V., & Coroneos C. J. (2019). Surgical treatment of lymphedema. Plastic and reconstructive surgery.2019; 144(3)6:738-758

200. Schneider L.A., A. Korber, S. Grabbe, J. Dissemond, Influence of pH on wound-healing: a new perspective for wound-therapy? Arch. Dermatol. Res. 298 (2007) 413420. https://pubmed.ncbi.nlm.nih.gov/17091276/.

201. Schraven S. P., Kossack B., Strüder D., Jung M., Skopnik L., Gross J., ... & Wisotzky E. L. Continuous intraoperative perfusion monitoring of free microvascular anastomosed fasciocutaneous flaps using remote photoplethysmography. Scientific Reports. 2023; 13(1): 1532.

202. Schrögendorfer, K. F., Nickl, S., Keck, M., Lumenta, D. B., Loewe, C., Gschwandt-ner, M., ... Nedomansky, J. (2016). Viability of five different pre- and intraoperative imaging methods for autologous breast reconstruction. European Surgery, 48(6), 326333.

203. Siegel J.A., Zhao L., Tachibana I., Carlson S., Tausch T.J., Klein A.K., et al. Rapid excision of massive localized lymphedema of the male genitalia with vessel sealing device. Can J Urol 2016;23(3):8291-8295

204. Singh K., Kania, T., Kimyaghalam A., Breier Y., & Cooper M. (2023). How I do it: Radical debulking of lower extremity end-stage lymphedema. Journal of Vascular Surgery Cases, Innovations and Techniques, 9(3), 101238. DOI: 10.1016/j .jvscit.2023.101238

205. Smit, J. M., Negenborn, V. L., Jansen, S. M., Jaspers, M. E., de Vries, R., Heymans, M. W., ... & Krekel, N. M. Intraoperative evaluation of perfusion in free flap surgery: a systematic review and meta-analysis. Microsurgery. 2018; 38(7): 804-818.

206. Smith M.K., Mooney DJ. Hypoxia leads to necrotic hepatocyte death. J Biomed Mater Res A 2007;80(3):520-9.

207. Song Y., D. Mukasa, H. Zhang, W. Gao, Self-powered Wearable Biosensors, Accounts Mater. Res. 2 (2021) 184-197, https://doi.org/10.1021/ accountsmr.1c00002.

208. Sonmezoglu S., J.R. Fineman, E. Maltepe, M.M. Maharbiz, Monitoring deep-tissue oxygenation with a millimeter-scale ultrasonic implant, Nat. Biotechnol. 39 (2021) 855864, https://doi.org/10.1038/s41587-021-00866-y.

209. Sorotos M., Firmani G., Tornambene R., Marrella D., Paolini G., & Santanelli di Pompeo F. DIEP flap perfusion assessment using microdialysis versus Doppler ultrasonography: A comparative study. Microsurgery. 2024; 44(1): e31097.

210. Steele M.H. Three-year experience using near infrared spectroscopy tissue oximetry monitoring of free tissue transfers. Ann Plast Surg 2011; 66 (05) 540-545

211. Sun B.K., Siprashvili Z., Khavari P.A. Advances in skin grafting and treatment of cutaneous wounds Science, 346 (6212) (2014), pp. 941-945

212. Svedman P, Holmberg J, Jacobsson S. On the relation between transcutaneous oxygen tension and skin blood flow. Scandinavian Journal of Plastic and Reconstructive Surgery. 1982;16(2): 133-140.

213. Takiwaki H, Arase S, Nakanishi H, Takeda K. Transcutaneous PO2 and PCO2 measurements in various skin lesions. J Dermatol. 1991;18(06):311-313.

214. Tang N., Y. Zheng, X. Jiang, C. Zhou, H. Jin, K. Jin, W. Wu, H. Haick, Wearable sensors and systems for wound healing-related pH and temperature detection, Micromachines 12 (2021) 430, https://doi.org/10.3390/mi12040430.

215. To C., Rees-Lee J. E., Gush R. J. Intraoperative tissue perfusion measurement by laser speckle imaging: a potential aid for reducing postoperative complications in free flap breast reconstruction. Plast Reconstr Surg. 2019;143(02):287e-292e.

216. Tomioka Y., Sekino M., J. Gu, M. Kurita, S. Yamashita, S. Miyamoto, T. Iida, K. Kanayama, K. Yoshimura, M. Nakagawa, S. Akazawa, Y. Kagaya, K. Tanaka, Y. Sunaga, K. Ueda, T. Kawahara, Y. Tahara, M. Okazaki, Wearable, wireless, multi-sensor device for monitoring tissue circulation after free-tissue transplantation: a multicentre clinical trial, Sci. Rep. 12 (2022) 16532, https:// doi.org/10.1038/s41598-022-21007-8.

217. Tufan, T.B.; Guler, U. A Miniaturized Transcutaneous Carbon Dioxide Monitor Based on Dual Lifetime Referencing. In BioCAS 2022—IEEE Biomedical Circuits and Systems Conference: Intelligent Biomedical Systems for a Better Future, Proceedings; Institute of Electrical and Electronics Engineers Inc.: Piscataway, NJ, USA, 2022; pp. 144-148.

218. Turchin I., Beschastnov V., Peretyagin P., Perekatova V., Kostyuk A., Orlova A. et al. Multimodal Optical Monitoring of Auto- and Allografts of Skin on a Burn Wound. Biomedicines 2023, 11, 351. https://doi.org/10.3390/ biomedicines11020351

219. Van Den Hoven P., Osterkamp J., Nerup N., Svendsen M. B. S., Vahrmeijer A., Van Der Vorst J. R., & Achiam M. P. Quantitative perfusion assessment using indocyanine green during surgery—current applications and recommendations for future use. Langenbeck's Archives of Surgery. 2023; 408(1): 67.

220. Van Der Walt J.C., Perks T.J., Zeeman B.J.V., Bruce-Chwatt A.J., Graewe F.R. Modified charles procedure using negative pressure dressings for primary lymphedema: A functional assessment. Ann Plast Surg. 2009;62(6):669-675. doi:10.1097/SAP.0b013e318180cd24

221. Vargas C.R., Koolen PG, Anderson KE, Paul MA, Tobias AM, Lin SJ, et al. Mastectomy skin necrosis after microsurgical breast reconstruction. J Surg Res. 2015; 198:530-534. [PubMed: 25913487]

222. Wada H. C.R. Vargas J. Angelo B. Faulkner-Jones M.A. Paul O.A. Ho B.T. Lee J.V. Accurate prediction of tissue viability at postoperative day 7 using only two intraoperative

subsecond near-infrared fluorescence images, Plast. Reconstr. Surg. 2017; 139: 354-363, https://doi.org/10.1097/ PRS.0000000000003009.

223. Wang M. L., Valenti, A. B., Qin, N., Vernice, N. A., Huang, H., Cohen, L. E., & Otterburn, D. M. (2023). Using Clinical Measurements to Predict Breast Skin Necrosis: A Quantitative Analysis. Annals of Plastic Surgery. 2023;90(2): 163-170. DOI: 10.1097/SAP.0000000000003363

224. Whitaker I. S., Pratt G. F., Rozen W. M. Near infrared spectroscopy for monitoring flap viability following breast reconstruction. J Reconstr Microsurg. 2012;28(03):149-154.

225. Wolff K. D., Marks C., Uekermann B., Specht M., Frank K. H. Monitoring of flaps by measurement of intracapillary haemoglobin oxygenation with EMPHO II: experimental and clinical study. Br J Oral Maxillofac Surg. 1996;34(06):524-529.

226. Xie R., Liu Q., Zhang Y., Guo C., Huang X., & Liu M. A wireless infrared thermometry device for postoperative flap monitoring: proof of concept in patients. Surgical Innovation. 2023; 30(5): 636-639.

227. Yabe S., Nakagawa T., Oda G., Ishiba T., Aruga T., Fujioka T., et al. Association between skin flap necrosis and sarcopenia in patients who underwent total mastectomy. Asian J. Surg., 44 (2020), pp. 465-470 DOI: 10.1016/j.asjsur.2020.11.001

228. Yafi A., Vetter T. S., Scholz T. Postoperative quantitative assessment of reconstructive tissue status in a cutaneous flap model using spatial frequency domain imaging. Plast Reconstr Surg. 2011;127(01):117-130.

229. Yang C.-E., Chung S.W., Lee D.W., Lew D.H., Song S.Y. Evaluation of the Relationship Between Flap Tension and Tissue Perfusion in Implant-Based Breast Reconstruction Using Laser-Assisted Indocyanine Green Angiography. Ann. Surg. Oncol. 2018, 25, 2235-2240.

230. Yano T., Okazaki M, Tanaka K, et al. Use of intraoperative fluorescent indocyanine green angiography (ICGA) for real-time vascular evaluation of pericranial flaps. Ann Plast Surg. 2016;76:198-204.

231. Yoshinobu T., M.J. Schöning, Light-addressable Potentiometrie sensors for cell monitoring and biosensing, Curr. Opinion. Electrochem. 2021;28: 100727, https://doi.org/10.1016/j.coelec.2021.100727.

232. Zai W., Yuan, Y., Kang L., Xu J., Hu Y., Kang L., & Wu J. Oxygen Penetration through Full-Thickness Skin by Oxygen-Releasing Sutures for Skin Graft Transplantation. Engineering. 2023.