Механизмы образования однонитевых разрывов и щелочнолабильных сайтов ДНК в лимфоцитах крови человека при воздействии УФА-излучения тема диссертации и автореферата по ВАК РФ 03.01.01, кандидат наук Сметанина, Надежда Михайловна

• Сметанина, Надежда Михайловна
• кандидат наук
• 2014

Оглавление диссертации кандидат наук Сметанина, Надежда Михайловна

СОДЕРЖАНИЕ

Список сокращений

Введение

Глава 1. Обзор литературы

1.1. Краткая характеристика ультрафиолетового излучения

1.2. Биологические эффекты УФА-излучения

1.3. Механизмы образования повреждений ДНК при воздействии УФА-излучения

1.4. Заключение

Глава 2. Материалы и методы

Объект исследований

Иммобилизация клеток в агарозу

Получение нуклеоидов

Условия облучения

Воздействие перекиси водорода

Влияние тоничности раствора ЫаС1

Метод ДНК-комет

Метод ДНК-гало

Статистический анализ полученных данных

Глава 3. Результаты и обсуждение

3.1. Сравнительный анализ однонитевых разрывов и щелочнолабильных сайтов ДНК в лимфоцитах периферической крови человека, подвергшихся воздействию 365 нм УФ-излучения,

рентгеновского излучения и перекиси водорода

3.2. Сравнительная оценка повреждений ДНК, индуцированных различными генотоксическими агентами, с помощью метода ДНК-

гало

3.3. Влияние скавенджеров активных форм кислорода на повреждаемость ДНК в нуклеоидах лимфоцитов крови человека при воздействии 365 нм УФ-излучения

3.4. Исследование влияния инкубации в гипертонических растворах ИаС1 на выход ОР и ЩС ДНК

Заключение

Выводы

Приложение 1

Список литературы

СПИСОК СОКРАЩЕНИЙ

УФ Ультрафиолетовое излучение

УФС Коротковолновое (100-280 нм) ультрафиолетовое излучение

УФВ Средневолновое (280-315 нм) ультрафиолетовое излучение

УФА Длинноволновое (315-400 нм) ультрафиолетовое излучение

АФК Активные формы кислорода

АФА Активные формы азота

СРББ Циклобутановые пиримидиновые димеры

тт Тимин-тиминовый димер

ТС Тимин-цитозиновый димер

СС Цитозин-цитозиновый димер

Синглетный кислород

но» Гидроксил-радикал

ДНК Дезоксирибонуклеиновая кислота

ОР Однонитевые разрывы

ЩС Щелочнолабильные сайты

ДМСО Диметилсульфоксид

№N3 Азид натрия

КаС1 Хлорид натрия

ИИ Ионизирующее излучение

Введение диссертации (часть автореферата) на тему «Механизмы образования однонитевых разрывов и щелочнолабильных сайтов ДНК в лимфоцитах крови человека при воздействии УФА-излучения»

ВВЕДЕНИЕ

Актуальность проблемы. Ультрафиолетовое излучение необходимо для нормальной жизнедеятельности человека. При его отсутствии в организме развиваются неблагоприятные последствия, получившие название «светового голодания»: авитаминоз, при котором нарушаются фосфорно-кальциевый обмен и процесс костеобразования, снижение иммунитета (Wacker and Holick, 2013). С другой стороны, длительное воздействие больших доз УФ-излучения оказывает негативное воздействие на организм и может привести к развитию серьёзных отклонений в состоянии здоровья. Негативный биологический эффект УФ-излучения включает в себя деструкцию белков, обесцвечивание пигментации, фотостарение кожи, увеличение частоты злокачественных новообразований (Polefka et al., 2012; Pandel et al., 2013; Syed et al., 2014). При псориазе малые дозы ультрафиолета являются лечебными, а высокие - напротив, могут только подхлестнуть развитие болезни, то же самое относится и к солнечным ваннам (Bataille et al., 2000; Greaves and Weinstein, 1995; Dawe, 2003; Veierod et al., 2003).

Согласно современной международной классификации ISO по определению солнечного излучения (ISO-DIS-21348), УФ-излучение делится на три диапазона: коротковолновый (УФС, 200-280 нм), средневолновый (УФВ, 280-315 нм) и длинноволновый (УФА, 315400 нм). УФС- и УФВ-фотоны поглощаются ДНК и индуцируют в основном такие повреждения, как циклобутан-пиримидиновые димеры (CPD) и пиримидин-(6-4)-пиримидон фотопродукты ((6-4)-PD) (Mitchell and Karentz, 1993; You et al., 2000; Friedberg et al., 2000; Yoon et al., 2000; Clingen et al., 1995). Однако весь спектр УФС- и ~ 90 % УФВ-излучения

поглощается озоновым слоем и атмосферой земли. Длинноволновое УФА-излучение, 90 % которого достигает земной поверхности, почти не поглощается ДНК, но передаёт энергию различным хромофорам, таким как меланин, порфирины, хиноны, флавины и т.д., которые действуют как эндогенные фотосенсибилизаторы. В ходе фотоокислительных реакций II типа происходит образование активных форм кислорода (АФК), таких как синглетный кислород, супероксид-анион-радикал, гидроксил-радикал и пероксид водорода (Cadet et al., 2009; Cadet and Douki, 2011; Swalwell et al.,

2012). Эти реакции протекают одновременно, однако отношение скоростей этих реакций зависит от природы фотосенсибилизатора и субстрата (Dougherty et al., 1998).

Показано, что длительное воздействие УФА-излучения вызывает лизосомальную дисфункцию в фибробластах кожи человека (Lamore et al.,

2013), онкотрансформацию в культивируемых кератиноцитах человека (Не

et al., 2006) и развитие сарком кожи у «голых» мышей (de Laat et al., 1997).

Неясна роль УФА-излучения в развитии меланом. Экспериментальные

работы свидетельствуют о том, что УФА-излучение не индицирует

меланомы у модельных животных (Mitchell et al., 2010), тогда как

эпидемиологические данные говорят о наличии положительной

корреляции между количеством посещений солярия и частотой

заболеваний меланомой у человека (Autier et al., 2011). УФА-излучение, а

именно 340^100 нм (известное также как УФА1 -излучение), используется

для терапевтических процедур (Kerr etal., 2012) и в соляриях. На 365 нм

приходится пик фототерапии УФА1-излучением. При этом существуют

данные, свидетельствующие о том, что 365 нм УФ-излучение имеет даже

больший канцерогенный эффект, чем УФВ-излучение (de Laat et al.,

1997).Так, показано, что при этой длине волны наблюдается максимум

увеличения частоты заболеваний меланомой (Setlow etal., 1993). Исследуя

зависимости выхода повреждений от длины волны, Квам и Тиррелл

6

показали, что при воздействии излучения с длиной волны 365 нм наблюдается больше повреждений, чем при 334 и 434 нм (Kvam and Tyrrell, 1997).

Большинство работ по изучению биологического действия УФА-излучения выполняется на клетках базального слоя кожи. При воздействии УФА-излучения происходит облучение клеток периферической крови, в том числе и лимфоцитов, поскольку дерма богата капиллярами. Лимфоциты периферической крови обладают высокой чувствительностью к генотоксикантам, большой продолжительностью жизни и возможностью перемещения по организму. Показано, что после острого УФА-облучения кожи в относительно низких дозах

(10-20 кДж/м ) в лимфоцитах периферической крови голых мышей регистрируется повышенное количество повреждений ДНК (Svobodova et al., 2012). При наличии заболеваний, ассоциированных с нарушениями работы защитных молекулярных и клеточных систем, наблюдается повышенная чувствительность лимфоцитов к УФА-излучению. Так, лимфоциты периферической крови онкологических больных или пациентов в предраковом состоянии гораздо чувствительнее к УФА-излучению, чем лимфоциты здоровых доноров (Najafzadeh et al., 2012).

До настоящего времени работы, посвященные изучению ДНК-повреждающего действия УФА-излучения на лимфоциты периферической крови человека, практически отсутствовали в открытой литературе. Лишь в последнее время стали появляться подобные работы (Najafzadeh et al., 2012; Svobodova etal., 2012), поэтому представлялось актуальным изучить особенности индукции повреждений ДНК лимфоцитов периферической крови человека при воздействии УФА-излучения.

Цель работы состояла в изучении механизмов образования однонитевых разрывов (ОР) и щелочнолабильных сайтов (ЩС) ДНК в

лимфоцитах крови человека при воздействии УФА 1-излучения. Для

достижения этой цели были поставлены следующие задачи:

- Провести анализ зависимости «доза-эффект» образования ОР и ЩС ДНК в лимфоцитах крови человека при воздействии 365 нм УФ-изл учения;

- Сравнить количественный выход ОР и ЩС ДНК, индуцированных 365 нм УФ-излучением, в лимфоцитах крови человека с выходом данных повреждений при воздействии рентгеновского излучения и перекиси водорода;

- Исследовать влияние скавенджеров гидроксил-радикала (НО-) и синг-летного кислорода ('Оз) на выход ОР и ЩС ДНК в нуклеоидах лимфоцитов периферической крови человека при воздействии 365 нм УФ-излучения;

- Изучить влияние инкубации лимфоцитов крови в гипертонических растворах ЫаО, вызывающих ступенчатую депротеинизацию хроматина, на выход ОР и ЩС ДНК, индуцированных 365 нм УФ-излучением.

Положения, выносимые на защиту:

1) 365 нм УФ-излучение вызывает дозозависимое увеличение одно-нитевых разрывов и щелочнолабильных сайтов ДНК в лимфоцитах периферической крови человека;

2) Основными источниками однонитевых разрывов и щелочнолабильных сайтов ДНК в лимфоцитах периферической крови человека при воздействии 365 нм УФ-излучение являются гидроксил-радикал и синглетный кислород;

3) Количественный выход однонитевых разрывов и щелочнолабильных сайтов ДНК, индуцированных 365 нм УФ-излучением в лимфоцитах периферической крови человека, зависит от структурной

организации хроматина, защищающего ДНК от атак активных форм кислорода.

Научная новизна и практическая значимость работы. Впервые проведён сравнительный анализ образования ОР и ЩС ДНК в лимфоцитах периферической крови человека при воздействии трёх различных повреждающих агентов: 365 нм УФ-излучения, рентгеновского излучения и перекиси водорода. Исследовано влияние скавенджера гидроксил-радикала - диметилсульфоксида, и синглетного кислорода - азида натрия, на выход ОР и ЩС ДНК в нуклеоидах лимфоцитов периферической крови человека при воздействии 365 нм УФ-излучения. Получены результаты, свидетельствующие о важной роли гидроксил-радикала и синглетного кислорода в образовании этих повреждений ДНК при воздействии 365 нм УФ-излучения. Изучено влияние инкубации в гипертонических растворах №С1 на повреждаемость ДНК лимфоцитов крови человека 365 нм УФ-излучением. Показано, что по сравнению с эффектами в клетках, инкубированных в изотоническом растворе №С1, статистически достоверное увеличение выхода как спонтанных, так и индуцированных УФА-излучением повреждений ДНК наблюдается при концентрации ШС1, вызывающей диссоциацию линкерного гистона Н1 (0,5 моль/л). Разработана простая, чувствительная и хорошо воспроизводимая модификация метода ДНК-гало для анализа ОР и ЩС ДНК в живых клетках.

Личный вклад диссертанта. Представленная работа является частью исследований, проведённых лабораторией радиационной биофизики ФГБУ ГНЦ ФМБЦ им. А.И. Бурназяна ФМБА России с личным вкладом диссертанта в получение представленных в работе материалов не менее 70 %. Результаты работы получены лично автором или лее при его непосредственном участии в планировании и проведении экспериментов.

Имена соавторов указаны в соответствующих публикациях.

9

Апробация работы. Основные положения диссертации докладывались и обсуждались на международной конференции молодых учёных «Экспериментальная и теоретическая биофизика» (г. Пущино, 2013) и XIII международной молодёжной научной школе «Проблемы фундаментальной и прикладной радиобиологии» (г. Обнинск, 2013).

Публикации. По теме диссертации опубликовано 7 печатных работ, в том числе 5 статей в рецензируемых журналах, рекомендованных ВАК РФ.

ГЛАВА 1. ОБЗОР ЛИТЕРАТУРЫ

1.1. Краткая характеристика ультрафиолетового излучения

Солнечный свет состоит из непрерывного спектра электромагнитного излучения, который подразделяется на три основных диапазона: ультрафиолетовый, видимый и инфракрасный диапазоны. Ультрафиолетовая область располагается между длинами волн в 100 и 400 нм (таблица 1). Согласно современной международной классификации, УФ-излучение делится на три диапазона: коротковолновый (УФС, 200280 нм), средневолновый (УФВ, 280-315 нм) и длинноволновый (УФА, 315^400 нм). УФА-излучение, в свою очередь, подразделяется на УФА2 с длинами волн 315-340 нм и УФА1 с длинами волн 340^00 нм.

Таблица 1. Спектр солнечной радиации

Ультрафиолетовое излучение Видимый свет Инфракрасное излучение

УФС УФВ УФА

УФА1 УФА2

100-280 нм 280-315 нм 315-340 нм 340-400 нм 400 - 780 нм > 780 нм

Озоновый слой эффективно поглощает большую часть солнечной радиации: весь спектр УФС-излучения и 90 % УФВ-излучения, тогда как УФА-излучение поглощается достаточно слабо (рис. 1). Поэтому излучение, достигающее земной поверхности, в значительной степени состоит из длинноволнового УФА-излучения с небольшой частью средневолнового УФВ-излучения 5-10 %).

Рис. 1. Прохождение УФ-лучей через озоновый слой

Но в связи с тем, что озоновый слой постепенно истончается, увеличивается и проникающая способность УФВ-излучения и всё больший его процент достигает земной поверхности (van der Leun, 2004; Norval et al., 2011).

Поражение кожи, индуцированное УФ-излучением, зависит от зенитного угла солнца, который определяется широтой, сезоном и временем дня (таблица 2).

Таблица 2. Измерение интенсивности излучения солнца в течение сезонов (Ооёаг, 2005)

Измерение мощности излучения солнца в полдень

Весна 27.03 Лето 30.06 Осень 27.09 Зима 20.12

УФВ (Вт/м2) 2,11 2,43 2,11 0,6

УФА (Вт/м2) 42 42 39 17,8

Отношение УФА/У ФВ 19,9 17,3 18,5 29,7

Дневная доза излучения

УФВ (кДж/м2) 42,6 61,9 45,1 11,9

УФА (кДж/м2) 994 1278 979 403

Отношение УФА/УФВ 23,3 20,6 21,7 35,1

Большая часть взрослого населения Европы, работающего в

л

помещении, получает ежегодно суммарную дозу в 10-20 кДж/м ,

2 2

американцы 20-30 кДж/м в год, а австралийцы 20-50 кДж/м в год. При

этом люди, работающие на открытом воздухе, получают примерно в 2,5-

5 раз большие дозы УФ-излучения, чем работающие в помещении. Индивидуальная генетическая чувствительность также является важным фактором восприимчивости к УФ-излучению (Сос1аг, 2005). Получаемая

УФ-доза повышается с увеличением высоты над уровнем моря и

13

уменьшением географической широты, а также изменяется с сезоном.

В Австралии, которая находится в непосредственной близости от озоновых дыр, наиболее часто наблюдаются случаи образования базально-клеточной карциномы (Green et al., 1996).

Команда английских учёных изучила месячное различие в плотности потока УФА- и УФВ-излучений в Хилтоне, Англия (51,6 °N) (рис. 2а) (Tewari et al., 2013). Максимум УФА-излучения достигается в середине лета и составляет 45 Вт/м . При таких условиях за один час на солнце наша кожа получает примерно

140-180 кДж/м2 (Wenczl etal., 1997). На рис 26 показана плотность потока излучений в зависимости от времени суток. Видно, что большая интенсивность УФА-излучения наблюдается в середине лета-в конце июня, июль. При этом интенсивность УФА-излучения в дневное время больше как летом, так и зимой, тогда как УФВ-излучение почти отсутствует.

УФВ

УФА

Д Я Ф М А

-1-1-1-1-г

М И И А СО Месяц

Н Д

Время дня

Рис. 2. Зависимость интенсивности УФА- и УФВ-излучений от месяца (а) и от времени суток (б) в Хилтоне, Англия (Те^уап е1 а1., 2013)

1.2. Биологические эффекты УФА-излучения

Ультрафиолетовое излучение с одной стороны оказывает благоприятное действие на организм человека (образование витамина Д, комплексное применение совместно с препаратами в терапии кожных заболеваний, таких как псориаз, витилиго), с другой стороны вызывает множество последствий - как острых, так и хронических заболеваний кожи, которые могут привести в развитию злокачественных образований. Среди всех видов рака у человека, рак кожи на данный момент один из самых распространенных типов. Солнечная радиация всё больше интересует людей из-за повышенного воздействия на человека, обусловленного модой на загорелую кожу, посещением солярия, а также из-за всё большего проникновения солнечной радиации на земную поверхность из-за истощения озонового слоя Земли (van der Leun, 2004; Norval et al., 2011). Во всём мире в 2000 году было диагностировано более 200 000 случаев заболевания меланомой и произошло 65 000 связанных с меланомой случаев смерти (Данные ВОЗ, 2009).

Кожа - самый большой орган человеческого тела (Swann, 2010). Она покрывает всю поверхность тела и действует как барьер, предотвращающий испарение влаги из организма, а также проникновение вредных веществ и патогенов внутрь организма (Grice and Segre, 2011). Однако целостность этого барьера может быть нарушена экзогенными факторами, в том числе и УФ-лучами.

Анатомически кожа делится на эпидермис, дерму и подкожные ткани (рис. 3). В свою очередь, эпидермис можно разделить на базальный, шиповатый, гранулярный и ороговевший слои, различия между которыми обусловлены дифференцировкой кератиноцитов, основных клеток эпидермиса (Pincelli and Marconi, 2010). Кроме кератиноцитов, основными клетками эпидермиса являются меланоциты и клетки Лангерганса. Следующий

16

за эпидермисом слой, дерма, состоит из большого количества типов клеток, таких как эндотелиальные клетки, лимфоциты, тучные клетки, фиб-робласты кожи. Этот слой обеспечивает физическую поддержку и обеспечивает питание эпидермиса (Lugo et al., 2011).

Проникающая способность УФ-излучения

УФ-лучи по-разному проникают в кожу человека. Если бы УФС-лучи проходили сквозь озоновый слой, то они бы задерживались роговым слоем кожи. УФВ-лучи проникают в эпидермис (рис. 3).

УФА УФ В

Кератиноциты Меланоциты базальные клетки Й дермы

т

Капилляры

Лимфоциты Макрофаги Мастоциты Гранулоцигты

сЗ

Рис. 3. Проникающая способность УФ-излучения (Citek, 2009)

Эти лучи обладают сильным повреждающим действием и отвечают за множество острых и хронических побочных эффектов, связанных с воздействием солнечного света, например солнечный ожог или острые фотодерматозы.

г

УФА-лучи имеют меньшую энергию, но большую проникающую способность (рис. 3). Если УФВ-лучи проходят не более 0,5 мм вглубь эпидермиса, то УФА-лучи плохо поглощаются верхними слоями эпидермиса, поэтому могут проникать в дерму на глубину 1-4 мм (Bruis et al., 1984; Tewari et al., 2013).

Канцерогенез

Ранее полагали, что УФА-излучение безвредно, поэтому его применяют как в терапии кожных заболеваний, так и в солярии. Но ещё в 1894 г. Унна (Unna, 1894) отмечал, что хроническое воздействие солнца может вызывать немеланомный рак кожи (Unna, 1894). Он показал, что матросы, пребывающие долгое время на солнце, предрасположены к развитию рака кожи. Финдлей (Findlay, 1928) на мышах показал, что хроническое воздействие УФ-излучения от искусственного источника света вызывало плоскоклеточный рак (SCC).

Однако было показано, что УФ-лучи, воздействующие на глубокие

слои кожи, могут индуцировать развитие злокачественных

новообразований (Не, 2006.; Ridley, 2009). УФА- и УФВ-излучения

вызывают окислительные повреждения ДНК за счёт образования активных

форм кислорода и азота. (Cooper, 2009). Поэтому клетки эпидермиса и

дермы являются мишенью для этих типов излучений и их антиоксидантная

защита может быть нарушена. Лимфоциты периферической крови

пациентов с различными видами рака или в предраковом состоянии

чувствительнее к УФА-излучению, чем лимфоциты здоровых доноров

18

(Najafzadeh et al., 2012). Более того, УФА-излучение в диапазоне 360380 нм подавляет иммунитет, что может способствовать развитию рака кожи (Damian et al., 2011; Halliday et al., 2011). При воздействии УФА1-излучения наблюдается утолщение эпидермиса (de Laat et al., 1997; Gambichler et al., 2005; Lavker and Kaidbey, 1997), индуцирование апоптоза Т-клеток (Morita et al., 1997; Breuckmann et al., 2003.).

За последние 20 лет получила широкое распространение фототерапия УФА 1-излучением, которая используется для лечения различных дерматологических заболеваний (Kerr, et al., 2012.) с сопоставимой эффективностью с другими типами фототерапий (TL01 или узкополосная УФВ-терапия). Для лечения псориаза в 1970 г. был разработан метод ПУВА, объединяющий в себе приём псоралена и облучение УФА-излучением (Peters et al., 2000.). Этот метод предотвращает репликацию кератиноцитов и индуцирует смерть активных Т-клеток в коже (Coven et al., 1999). В 1987 г. Р. Эдельсон разработал метод экстракорпорального фотофереза - лейкоцитарной процедуры, объединяющей пероральное применение фотосенсибилизатора метоксипсоралена с экстракорпоральным УФА-облучением (длина волны 350 нм) фракции лейкоцитов из периферической крови - для лечения кожной Т-клеточной лимфомы (Edelson et al., 1987). Метод ПУВА связан с развитием плоскоклеточного рака кожи (Stern et al., 1998). Есть данные, что повышенный риск злокачественной меланомы коррелирует с количеством сеансов и времени их проведения, причём этот риск становится заметным через 15 лет после начала терапии (Stern, 1999; Stern andVàkeva, 1997.).

Среди представителей европеоидной расы рак кожи является самым распространённым типом рака, особенно часто возникающим у людей, живущих в тропической и субтропической областях. Например, в США

30 % случаев рака связано с раком кожи (Kerr, 1994). Как и УФВ-, УФА-излучение может вызывать немеланоцитарный рак кожи, однако для этого требуется больше времени и более высокие дозы, поскольку рак кожи, индуцированный УФА-излучением, по-видимому, возникает из-за косвенного повреждения ДНК, вызванного преимущественно образованием активных форм кислорода (Mouret et al., 2006).

За последние 25 лет наблюдается значительное увеличение случаев

заболеваний раком кожи в Европе и США, особенно злокачественной

меланомой (Godar, 2005). Ранее внимание учёных фокусировалось

преимущественно на УФВ-излучении, поскольку известно, что оно

индуцирует образование фотопродуктов ДНК, провоцирующих

заболевание раком кожи (Di Giovanna and Kraemer, 2012; Bradford etal.,

2011; Wikonkal and Brash, 1999). Однако в последнее время было показано,

что УФА-излучение играет более значительную роль в процессах

канцерогенеза, чем предполагалось ранее. Эпидемиологические данные

показывают, что частота заболеваний злокачественными меланомами

гораздо лучше коррелируют с воздействием УФА-, чем с воздействием

УФВ-излучения (Moan etal., 2008; Moan etal., 2012), а использование

искусственных устройств для загара (которые главным образом излучают

УФА1) повышает риск рака кожи (Halliday et al., 2004), особенно

злокачественной меланомы (Ghissassi et al., 2009). В настоящее время

солярии нашли широкое применение в среде молодёжи, и люди до 35 лет

подвергаются огромному риску (IARC, 2007). Исследование, проведённое

в Швеции и Норвегии, показало, что при регулярном использовании

солярия в любом возрасте риск развития злокачественной меланомы

возрастает на 55 % (Veierod etal. 2003). Основные защитные средства от

солнца, представленные на рынке, защищают нас преимущественно от

УФВ-излучения. Поэтому можно предположить, что эритема,

проявляющаяся после повторяющихся сеансов в солярии, возникает из-за

20

УФА-излучения (Young et al., 2010). Поскольку около 50% УФА-излучения достигает клеток эпидермиса (Bruis et al., 1984), то даже при применении солнцезащитных средств или в случае, если кожа уже загорелая, клетки эпидермального слоя могут получать довольно большие дозы излучения (Matsui and DeLeo, 1991).

1.3. Механизмы образования повреждений ДНК при воздействии УФА-излучения

ДНК - одна из ключевых мишеней для УФ-излучения. Повреждения ДНК, индуцированные УФ-излучением, исследовались на различных организмах: от бактерий (Peak and Peak, 1982; Peak et al., 1984) до животных и человека (Stein et al., 1989; Kripke et al., 1992). Все биологические клетки богаты агентами, хромофорами, поглощающими УФ-излучение: это и нуклеиновые кислоты, и белки. Однако ряд организмов образуют дополнительные поглощающие УФ-излучение пигменты. Например, скитонемин у некоторых цианобактерий, флаваноиды у высших растений и меланин у животных и человека (Sinha et al., 1998; Britt, 1995). Но эти вещества не позволяют полностью избежать повреждений, индуцированных УФ-излучением, из-за косвенного действия облучения.

Фотоны с относительно низкой энергией, такой как в видимом или

ультрафиолетовом диапазонах, способны взаимодействовать с

электронами органических молекул, образуя возбуждённые состояния, в

которых повышаются энергетические уровни молекулярных орбиталей и,

таким образом, запускаются химические реакции (Riley, 1994).

Повреждения индуцируются путём двух различных механизмов. Один из

них - прямое поглощение УФ-фотонов клеточными хромофорами,

которые могут привести к фотоиндуцированным реакциям. Этот вид

21

повреждений типичен для оснований ДНК. Второй, косвенный механизм, включает процессы фотосенсибилизации, в которых эндогенные или экзогенные сенсибилизаторы поглощают УФ-излучение (Pattison and Davies, 2006). Поглощение энергии фотонов изменяет распределение электронов в молекулах хромофоров/фотосенсибилизаторов и создаёт возбуждённый синглетный уровень. С этого уровня молекулы могут флуоресцировать, терять энергию, подвергаться фотохимическим реакциям (рис. 4), образуя фотопродукты, переходить в триплетное возбуждённое состояние или возвращаться в основное состояние (Pattison and Davies, 2006; Kanofsky and Sima, 1991).

Рис. 4. Модификация триптофана в триплетном состоянии, индуцированная УФ-излучением (Pattison and Davies, 2006)

Последующие фотобиохимические реакции, зависящие от толщины эпидермиса, концентрации и распределения хромофоров, вызывают изменения на клеточном и тканевом уровнях (Clydesdale etal., 2001; Trautinger, 2001).

УФА-излучение способно возбуждать такие хромофоры, как флавины, хиноны, порфирины и меланин (рис. 5), которые действуют как эндогенные фотосенсибилизаторы, приводящие к образованию активных

■УАЛЛ.

Н^^^соон

[СООН]

[СООН]

[СООН]

НООСч>1На Т н

СООН

СООН

Рис. 5. УФА-фотосенсибилизаторы, которые, возможно, участвуют в повреждении кожи: эумеланин (1), феомеланин (2), фотопорфирин IX (3), рибофлавин (4) (\Vondrak е1 а1., 2005)

форм кислорода (АФК), таких как пероксид водорода, гидроксил-радикал, пероксинитрит и синглетный кислород (Cadet et al., 2009; Cadet and Douki, 2011; Swalwell etal., 2012). Существует два пути, по которым фотосенсибилизаторы индуцируют клеточные повреждения. Их часто называют реакциями I и II типа. Механизмы, по которым протекают эти реакции, зависят от химических свойств фотосенсибилизатора (рис. 6).

UV

(A) Sen —*

я

R

+ R + Sen"

+ О2 "+Sen

uv

;n ' * Sen*

(fe

X

а

+ 1Q2 + Scn

+ Scn

Me

• * НзО-2 —> но1

Рис. 6. Схема механизмов реакций фотосенсибилизации. Sen -фотосенсибилизатор, Sen* - возбуждённый фотосенсибилизатор, подвергающийся первичным изменениям, R - основание/белок (ароматическая аминокислота), Ме+ - катион металла (Svobodova et al., 2006)

В реакциях I типа фотовозбуждённый сенсибилизатор может вступать в окислительно-восстановительные реакции с различными биологически важными молекулами, участвуя в переносе электрона либо атома водорода. В результате образуются реакционноспособные радикалы

(и/или ион-радикалы) сенсибилизатора и молекул биологического субстрата, вступающие в дальнейшие химические реакции с кислородом.

В фотодинамических реакциях II типа происходит перенос энергии от возбуждённой в триплетное состояние молекулы сенсибилизатора к кислороду с образованием его электронно-возбуждённой формы 'СЬ; образовавшийся синглетный кислород затем окисляет молекулы биологического субстрата. Было показано, что синглетный кислород может образовываться в результате реакции молекулярного кислорода с триплетным уровнем пуриновых и пиримидиновых оснований (Bishop et al., 1994; Mohammad et al., 1996).

С меньшей эффективностью некоторые триплетные сенсибилизаторы способны осуществлять одноэлектронное восстановление молекулярного кислорода с образованием супероксидного анион-радикала Ö2, который в свою очередь в реакциях спонтанной и ферментативной дисмутации образует перекись водорода, которая затем в реакциях Фентона и Габер-Вейса генерирует HO-радикал, индуцирующий ОР и ЩС ДНК (рис. 7) (Cadet et al., 2009). Активные формы кислороды (АФК) взаимодействуют с клеточными биомолекулами, вызывая конечный биологический ответ (рис. 8) (Thiele and Eisner, 2001). АФК могут вызывать ОР ДНК, мутации, хромосомные мутации, канцерогенез и клеточную дегенерацию (Cerutti, 1985).

Синглетныи „ Супероксид Пероксид

Кислород

кислород анион водорода

Гидроксил радикал

%

восстанавливающим агент

hv + ё

«— о2 —► о

Супероксид дишутаза

2Н+

+ е + 2Н*

Реакция Фентана

pest

Fe31"

'2

к он#

Тиоредоксин редукгаза

Каталаза

Л

1 г

02 + н2о2

н20

хапатообразующий агент

f GSH

Глутатион I \ Глутатион

пероксидаза \ J редукгаза

GSSG

1 —/

Рис. 7. Внутриклеточный метаболический путь образования АФК и антиоксидантные ферменты (Petersen et al., 2000)

Также при УФ-излучении образуются активные формы азота (АФА): окись азота (N0) и диоксид азота (N02) (Sander et al., 2004). Хотя АФК/АФА постоянно образуются в кератиноцитах и фибробластах и быстро удаляются посредством механизмов нейтрализации: неэнзиматическими (аскорбиновая кислота, токоферол, убихинол и глутатион) и энзиматическими (каталаза, супероксиддисмутаза, глутатионредуктаза) антиоксидантами (Sander etal., 2004; Inal et al., 2001; Blokhina et al., 2003), -свободные радикалы, образованные УФ-излучением, могут преодолевать антиоксидантные механизмы защиты в виде окислительного стресса (Afaq and Mukhtar, 2001; Heck et al., 2004).

Список литературы диссертационного исследования кандидат наук Сметанина, Надежда Михайловна, 2014 год

СПИСОК ЛИТЕРАТУРЫ

1. ВОЗ, Информационный бюллетень №305 декабрь 2009 г. "Ультрафиолетовое излучение и здоровье детей".

2. Осипов А.Н., Елаков А.Л., Пучков П.В. и др. Оценка молекулярных и цитогенетических эффектов хронического воздействия низкоинтенсивного у-излучения у мышей // Генетика. 2002. Т. 38. № 10. С. 1345-1350.

3. Сметанина Н.М., Пустовалова М.В., Осипов А.Н. Модифицированный метод ДНК-гало для оценки повреждений ДНК, индуцированных различными генотоксическими агентами. // Радиационная биология. Радиоэкология. 2013. Т. 53 № 4. С. 389-393.

4. Сметанина Н.М., Пустовалова М.В., Бушманов А.Ю., Осипов А.Н. Сравнительные исследования выхода однонитевых разрывов и щелочнолабильных сайтов ДНК при воздействии 365 нм ультрафиолетового и рентгеновского излучений на лимфоциты периферической крови человека. // Саратовский научно-медицинский журнал. 2013. Т. 9. № 4. С. 791-795.

5. Сметанина Н.М., Пустовалова М.В., Осипов А.Н. Влияние диметилсульфоксида на выход однонитевых разрывов и щелочнолабильных сайтов ДНК в нуклеоидах лимфоцитов крови человека при воздействии 365 нм УФ-излучения. // Радиационная биология. Радиоэкология. 2014. Т. 54. № 2. С. 169-173.

6. Afaq F., Mukhtar Н. Effects of solar radiation on cutaneous detoxification pathways // J. Photochem. Photobiol. 2001.V.63. P. 61-69.

7. Ali I., Sakhnini N., Naseem I. Hemolysis of human red blood cells by riboflavin-Cu(II) system: enhancement by azide // Biochemistry (Mosc). 2005. V 70(9). P. 1011-1014.

8. Autier P., Dor'e J.F., Eggermont A.M., Coebergh J.W. Epidemiological

evidence that UVA radiation is involved in the genesis of cutaneous melanoma// Cur. Opin. Oncol. 2011. V. 23. P. 189-196.

9. Banath J.P., Klokov D., MacPhail S.H., Banuelos C.A., Olive P.L. Residual gammaH2AX foci as an indication of lethal DNA lesions // BMC Cancer. 2010. V. 10. P. 4.

10. Bataille V., Bykov V.J., Sasieni P., Harulow S., Cuzick J., Hemminki K. Photoadaptation to ultraviolet (UV) radiation in vivo: photoproducts in epidermal cells following UVB therapy for psoriasis // Br. J. Dermatol. 2000. V. 143(3). P. 477-483.

11. Besaratinia A., Synold T. W., Chen H.-H., Chang C., Xi B., Riggs A., Pfeifer G. P. DNA lesions induced by UVA1 and B radiation in human cells: Comparative analyses in the overall genome and in the p53 tumor suppressor gene // Proc. Natl. Acad. Sci. USA. 2005. V. 102. P. 10058-10063.

12. Bergmeyer H.U., Grassi M., Walter H.E. Methods of enzymatic analysis // Third Edition. V. 3, P. 165, VCH, Weinheim, West Germany 1983.

13. Besaratinia A., Yoon J. I., Schroeder C., Bradforth S. E., Cockburn M., Pfeifer G. P. Wavelength dependence of ultraviolet radiation-induced DNA damage as determined by laser irradiation suggests that cyclobutane pyrimi-dine dimers are the principal DNA lesions produced by terrestrial sunlight // FASEB J. 2011. V. 25. P. 3079-3091.

14. Bishop S.M., Malone M., Phillips D., Parker A.W., Symons C.R. Singlet oxygen sensitisation by excited state DNA // J. Chem. Soc., Chem. Commun. 1994. P. 871-872.

15. Blazek E.R., Peak J.G., Peak M.J. Singlet oxygen induces frank strand breaks as well as alkali-labile and piperidine-labile sites in supercoiled plasmid DNA // Photochem. Photobiol. 1989. V. 49. P. 607-613.

16. Blokhina O., Virolainen E., Fagerstedt K.V. Antioxidants, oxidative damage and oxygen deprivation stress: a review // Ann. Bot. 2003. V. 91. P. 179194.

17. Bock T.A, Scheding S, Brugger W, Kanz L. Clinical use for expanded peripheral blood stem cells // Baillieres Best Pract Res Clin Haematol. 1999. V. 12(1-2). P. 117-128.

18. Boye E., Moan J. Photodynamic effect of hematoporphyrin on DNA // Photochem. Photobiol. 1980. V. 31. P. 223-228.

19. Bradford P.T., Goldstein A.M., Tamura D., Khan S.G., Ueda T., Boyle J., Oh K.S., Imoto K., et al. Cancer and neurologic degeneration in xeroderma pigmentosum: long term follow-up characterises the role of DNA repair // J. Med. Genet. 2011. V. 48(3). P. 168-176.

20. Breuckmann F., von Kobyletzki G., Avermaete A., Radenhausen M., Hoxtermann S., Pieck C., Schoneborn P., Gambichler T., et al. Mechanisms of apoptosis: UVA1-induced immediate and UVB-induced delayed apoptosis in human T cells in vitro // J Eur. Acad. Dermatol. Venereol. 2003. V. 17. P. 418-429.

21. Britt A.B. Repair of DNA damage induced by ultraviolet radiation // Plant Physiol. 1995. V. 108. P. 891-896.

22. Bruls W.A., van Weedlden H., van der Leun J.C. Transmission of UV-radiation through human epidermal layers as a factor influencing the minimal erythema dose // Photochem. Photobiol. 1984. V. 39. P. 63-67.

23. Brulsl W.A., Slaper H., van der Leun J. C., Berrens L. Transmission of human epidermis and .stratum corneum as a function of thickness, in the ultraviolet and visible wave- lengths // Photochem. Photobiol. 1984. V. 40. P. 485-494.

24. Cadet J., Teoule R. Comparative study of oxidation of nucleic acid components by hydroxyl radicals, singlet oxygen and superoxide anion radical//Photochem. Photobiol. 1978. V. 28. P. 661-667.

25. Cadet J., Berger M., Douki T., Ravanat J.-L., Oxidative damage to DNA: formation, measurement and biological significance // Rev. Physiol.

Biochem. Pharmacol. 1997. V. 131. P. 1-87.

81

26. Cadet J., Douki T., Gasparutto D., Ravanat J.-L. Oxidative damage to DNA: formation, measurement and biochemical features // Mutât. Res. 2003. V. 531. P. 5-23.

27. Cadet J., Sage E., Douki Th. Ultraviolet radiation-mediated damage to cellular DNA // Mutation Research. 2005. V. 571. P. 3-17.

28. Cadet J., Douki T., Ravanat J. L., Di Mascio P. Sensitized formation of oxidatively generated damage to cellular DNA by UVA radiation // Photochem. Photobiol. Sci. 2009. V. 8. P. 903-911.

29. Cadet J., Douk T. Oxidatively generated damage to DNA by UVA radiation in cells and human skin//J. Invest. Dermatol. 2011. V. 131. P. 1005-1007.

30. Candeias L.P., Steenken S. Reaction of HO* with guanine derivatives in aqueous solution: formation of two different redox-active OH-adduct radicals and their unimolecular transformation reactions. Properties of G(-H)* // Chemistry. 2000. V. 6(3). P. 475^84.

31. Cerutti P.A. Prooxidant states and tumor promotion // Science 1985. V. 227. P. 375-381.

32. Chen Y.-R., Sturgeon B.E., Gunther M.R., Mason R.P. ESR Investigation of the cyanyl radical in cyanide/cytochrome c oxidase and azidyl radical in azide/cytochrome c oxidase/H202 systems // J. Biol. Chem. 1999. V. 274. P. 24611-24616.

33. Citek K. Protecting patients from ultraviolet radiation // College of Optometry. Pacific University. 2009.

34. Clingen P.H., Arlett C.F., Roza L., Mori T., Nikaido O., Green M.H. Induction of cyclobutane pyrimidine dimers, pyrimidine(6-4)pyrimidone photo-products, and Dewar valence isomers by natural sunlight in normal human mononuclear cells // Cancer. Res. 1995. V. 55. P. 2245-2248.

35. Clydesdale G.J., Dandie G.W., Muller H.K. Ultraviolet light induced injury: Immunological and inflammatory effects // Immunol Cell Biol. 2001. V. 79. P. 547-68.

36. Cooper K.L., Liu K.J., Hudson L.G. Enhanced ROS production and redox signaling with combined arsenite and UVA exposure: contribution of NADPH oxidase. // Free Radical Biol. Med. 2009. V. 47(4). P. 381-388.

37. Cortat B.5 Garcia C.C.M., Quinet A., Schuch A.P., de Lima-Bessac K.M., Menck C.F.M. The relative roles of DNA damage induced by UVA irradiation in human cells // Photochem. Photobiol. Sci. 2013. V. 12. P. 1483.

38. Courdavault S., Baudouin C., Charveron M., Favier A., Cadet J., Douki T. Larger yield of cyclobutane dimers than 8 oxo-7,8-dihydroguanine in the DNA of UVA-irradiated human skin cells // Mutat. Res. 2004. V. 556. P. 135-142.

39. Coven T.R., Walters I.B., Cardinale I., Krueger J.G. PUVA-induced lymphocyte apoptosis: mechanism of action in psoriasis // Photodermatol Photoimmunol Photomed. 1999. V. 15(1). P. 22-27.

40. Damian D.L., Matthews Y.J., Phan T.A., Halliday G.M. An action spectrum for ultraviolet radiation-induced immunosuppression in humans // Br. J. Dermatol. 2011. V. 164. P. 657-659.

41. Dawe R.S. Ultraviolet A1 phototherapy // British Journal of Dermatology. 2003. V. 148. P. 626-637.

42. Devasagayam T.P., Steenken S., Obendorf M.S.W., Schulz W.A., Sies H. Formation of 8-hydroxy(deoxy)guanosine and generation of strand breaks at guanine residues in DNA by singlet oxygen // Biochemistry. 1991. V. 30. P. 6283-6289.

43. Devasagayam T.P., Kamat J.P. Biological significance of singlet oxygen // Indian. J. Exp. Biol. 2002. V. 40(6). P. 680-92.

44. DiGiovanna J.J., Kraemer K.H. Shining a light on xeroderma pigmentosum //J. Invest. Dermatol. 2012. V. 132. P. 785-796.

45. Di Mascio P., Wefers H., Do-Thi H.P., Lafleur M.V., Sies H. Singlet

molecular oxygen causes loss of biological activity in plasmid and

83

bacteriophage DNA and induces single-strand breaks // Biochim. Biophys. Acta. 1989. V. 1007(2). P. 151-7.

46. Di Mascio P., Menck C.F.M., Nigro R.G., Sarasin A., Sies H. Singlet molecular oxygen induced mutagenicity in a mammalian in a mammalian SV40-based shuttle vector // Photochem. Photobiol. 1990. V. 51. P. 293298.

47. Dmitrieva N.I., Cai Q., Burg M.B. Cells adapted to high NaCl have many DNA breaks and impaired DNA repair both in cell culture and in vivo // Proc. Natl. Acad. Sci. USA. 2004. V. 101. P. 2317-2322.

48. Dmitrieva N.I., Cui K., Kitchaev D.A. Zhao K., Burg M.B. DNA doublestrand breaks induced by high NaCl occur predominantly in gene deserts. // Proc. Natl. Acad. Sci. USA. 2011. V. 108(51). P.20796-20801.

49. Dougherty T.J., Gomer C.J., Henderson B.W., Jori G., Kessel D., Korbelik M., Moan J., Peng Q. Photodynamic Therapy // Journal of the National Cancer Institute. 1998. V. 90. No. 12.

50. Douki T., Perdiz D., Grof P., Kuluncsics Z., Moustacchi E., Cadet J., Sage E., Oxidation of guanine in cellular DNA by solar UV radiation: biological role // Photochem. Photobiol. 1999. V. 70. P. 184-190.

51. Douki T., Laporte G., Cadet J. Inter-strand photoproducts are produced in high yield within A-DNA exposed to UVC radiation // Nucleic Acids Res. 2003. V. 31. P. 3134-3142.

52. Douki T., Reynaud-Angelin A., Cadet J., Sage E. Bipyrimidine photoproducts rather than oxidative lesions are the main type of DNA damage involved in the genotoxic effect of solar UVA radiation. // Biochemistry.

2003. V. 42. P. 9221-9226.

53. Douki T., Ravanat J.-L., Angelov D., Wagner J.R., Cadet J. Effects of duplex stability on charge transfer efficiency within DNA // Top. Curr. Chem.

2004. V. 236. P. 1-25.

54. Eccles L.J., O'Neill P., Lomax M.E. Delayed repair of radiation induced clustered DNA damage: friend or foe? // Mutat Res., 2011. V. 711. P. 134141.

55. Edelson R., Berger C., Gasparro F., Jegasothy B., Heald P., Wintroub B., Vonderheid E., Knobler R., et al. Treatment of cutaneous T cell lymphoma by extracorporeal photochemotherapy: preliminary results // N. Engl. J. Med. 1987. V. 316. P. 297-303.

56. Elia M.C., Bradley M.O. Influence of chromatin structure on the induction of DNA double strand breaks by ionizing radiation. // Cancer Res. 1992. V. 52(6). P. 1580-1586.

57. Epe B., Mutzel P., Adam W. DNA damage by oxygen radicals and excited state species: a comparative-study using enzymatic probes in vitro// Chem. Biol. Interact. 1988. V. 67. P. 149-165.

58. Findlay G.M. Ultra-violet light and skin cancer // Lancet. 1928. P.1070-1073.

59. Frederick J.E. Ultraviolet sunlight reaching the earth's surface: a review of trecent research // Phtochem Photobiol. 1993. V. 57. P. 175-178.

60. Freeman S.E., Ryan S. L. Wavelength dependence for UV-induced pyrimi-dine dimer formation in DNA of human peripheral blood lymphocytes // Mutat. Res. 1990. V. 235. P. 181-186.

61. Freeman S.E., Hacham H., Gange R. W., Maytum D. J., Sutherland J. C., Sutherland B. M. Wavelength dependence of pyrimidine dimer formation in DNA of human skin irradiated in situ with ultraviolet light // Proc. Natl. Acad. Sci. USA. 1989. V. 86. P. 5605-5609.

62. Friedberg E.C., Bond J.P., Burns D.K., Cheo D.L., Greenblatt M.S., Meira L.B., Nahari D., Reis A.M. Defective nucleotide excision repair in xpc mutant mice and its association with cancer predisposition // Mutat Res. 2000. V. 459(2). P. 99-108.

63. Gambichler T., Kunzlberger B., Paech V., Kreuter A., Boms S., Bader A.,

85

Moussa G., Sand M., et al. UVA1 and UVB irradiated skin investigated by optical coherence tomography in vivo: a preliminary study // Clin. Exp. Dermatol. 2005. V. 30. P. 79-82.

64. Garinis G. A., Mitchell J. R., Moorhouse M. J., Hanada K., de Waard H., Vandeputte D., Jans J., Brand K., et al. Transcriptome analysis reveals cyclobutane pyrimidine dimers as a major source of UV-induced DNA breaks // EMBO J. 2005. V. 24. P. 3952-3962.

65. Gasiorowski K., Brokos B. DNA repair of hydrogen peroxide-induced damage in human lymphocytes in the presence of four antimutagens. A study with alkaline single cell gel electrophoresis (comet assay). // Cell Mol. Biol. Lett. 2001. V. 6(4). P. 897-911.

66. El Ghissassi F., Baan R., Straif K., Grosse Y., Secretan B., Bouvard V., Benbrahim-Tallaa L., Guha N., Freeman et al. A review of human carcinogens - part D: Radiation // Lancet Oncol. 2009. V. 10. P. 751-752.

67. Girard P.M., Francesconi S., Pozzebon M., Graindorge D., Rochette P., Drouin R., Sage E. UVA-induced damage to DNA and proteins: direct versus indirect photochemical processes // J. Phys.: Conf. Ser. 2011. 261. 012002.

68. Godar D.E. UV doses worldwide // Photochem. Photobiol. 2005. V. 81. P. 736-49.

69. Greaves M.W., Weinstein G.D. Treatment of psoriasis // N. Engl. J. Med. 1995. V. 332. P. 581-588.

70. Green A., Battistutta D., Hart V., Leslie D., Weedon D. Skin cancer in a subtropical Australian population: incidence and lack of association with occupation. The Nambour Study Group // Am. J. Epidemiol. 1996. V. 144. P. 1034^40.

71. Greinert R., Volkmer B., Henning S., Breitbart E. W., Greulich K. O., Cardoso M. C., Rapp A. UVA-induced DNA double-strand breaks result from

the repair of clustered oxidative DNA damages // Nucleic Acids Research, 2012. V. 40. No. 20. P. 10263-10273.

72. Grice E.A., Segre J.A. The skin microbiome // Nat. Rev. Microbiol. 2011. V. 9. P. 244-253.

73. Gulston M., de Lara C., Jenner T., Davis E., O'Neill P. Processing of clustered DNA damage generates additional double-strand breaks in mammalian cells post-irradiation // Nucleic Acids Res., 2004. V. 32. P. 1602-1609.

74. Halliday G.M., Byrne S.N., Damian D.L. Ultraviolet A radiation: its role in immunosuppression and carcinogenesis // Semin. Cutan. Med. Surg. 2011. V. 30. P. 214-221.

75. He Y.Y., Pi J., Huang J.L., Diwan B.A., Waalkes M.P., Chignell C.F. Chronic UVA irradiation of human HaCaT keratinocytes induces malignant transformation associated with acquired apoptotic resistance // Oncogene. 2006. V. 25. P. 3680-3688.

76. Heck D.E., Gerecke D.R., Vetrano A.M., Laskin J.D. Solar ultraviolet radiation as a trigger of cell signal transduction // Toxicol Appl. Pharmacol. 2004. V. 195. P. 288-97.

77. Heussen C., Nackerdien Z., Smit. B.J., Bôhm L. Irradiation damage in chromatin isolated from V-79 Chinese hamster lung fibroblasts. // Radiat. Res. 1987. V. 110. P. 84-94.

78. Hochman A., Shemesh A. Purification and characterization of a catalase-peroxidase from the photosynthetic bacterium Phodopseudomonas capsulate // J. Biol. Chem. - 1987. V. 262. No 14. P. 6871-6876.

79. Holt S.M., Scemama J.L., Panayiotidis M.I., Georgakilas A.G. Compromised repair of clustered DNA damage in the human acute lymphoblastic leukemia MSH2-deficient NALM-6 cells // Mutat. Res., 2009. V. 674. P. 123-130.

80. Inal M.E., Kahramant A., Kokent T. Beneficial effects of quercetin on oxidative stress induced by ultraviolet A // Clin Exp Dermatol. 2001. V. 26. P. 536-539.

81. Innes G.K., Fuller B.J., Hobbs K.E.F. Lipid peroxidation in hepatocyte cell cultures: modulation by free radical scavengers and iron // In Vitro Cell Dev Biol. 1988. V. 24(2). P. 126-132.

82. International Agency for Research on Cancer Working Group on artificial ultraviolet (UV) light and skin cancer. The association of use of sunbeds with cutaneous malignant melanoma and other skin cancers: a systematic review // Int. J. Cancer. 2007. V. 120(5). P. 1116-1122.

83. Ischihashi M., Ueda M., Budiyanto A., Bito T., Oka M., Fukunaga M., Tsuru K., Horikawa T. UV-induced skin damage // Toxicology. 2003. V. 189. P. 21-39.

84. Jiang Y., Rabbi M., Kim M., Ke C., Lee W., Clark R.L., Mieczkowski P.A., Marszalek P.E. UVA generates pyri- midine dimers in DNA directly // Biophys. J. 2009. V. 96. P. 1151- 1158.

85. Kanofsky J.R., Sima P. Singlet oxygen production from the reactions of ozone with biological molecules // J. Biol. Chem. 1991. V. 266. P. 90399042.

86. Kappes U.P., Luo D., Potter M., Schulmeister K., Runger T.M. Short- and long-wave UV light (UVB and UVA) induce similar mutations in human skin cells // J. Invest. Dermatol. 2006. V. 126. P. 667-75.

87. Kawanishi S., Hiraku Y. Sequence-specific DNA damage induced by UVA radiation in the presence of endogenous and exogenous photosensitizers // Curr. Probl. Dermatol. 2001. V. 29. P. 74-82.

88. Kerr J. B. Decreasing ozone causes health concern // Environ. Sci. Technol. 1994. V. 28. P. 514-518.

89. Kerr A.C., Ferguson J., Attili S.K., Beattie P.E., Coleman A.J., Dawe R.S.,

Eberlein B., Goulden V., et al. Ultraviolet Al phototherapy: a British

88

photodermatology group workshop report // Clin. Exp. Dermatol. 2012. V. 37. P. 219-226.

90. Kielbassa C., Roza L., Epe B. Wavelength dependence of oxidative DNA damage induced by UV and visible light // Carcinogenesis 1997. V. 18. P. 811-816.

91.Kobori T., Iwamoto S., Takeyasu K., Ohtani T. Chromatin dynamics of unfolding and refolding controlled by the nucleosome repeat length and the linker and core histones. // Biopolymers. 2007. V. 85(4). P. 295-307.

92. Kochevar I.E. Mechanisms of drug photosensitization // Photochem. Photobiol. 1987. V. 45. P. 891-896.

93. Kripke M.L., Cox P. ., Alas L.G., Yarosh D.B. Pyrimidine dimers in DNA initiate systemic suppression in UV-irradiated mice // Proc. Natl. Acad. Sci. U. S. A. 1992. V. 89. P. 7516-7520.

94. Krutmann J. Ultraviolet A radiation-induced biological effects in human skin: Relevance for photoaging and photodermatosis // J. Dermatol. Sci. 2000. V. 23. P. S22-S26.

95. van Kuijik FJ. Effect of ultraviolet light on the eye: role of protective glasses // Environ. Health Perspect. 1991. V. 96. P. 177-184.

96. Kvam E., Tyrrell R.M. Induction of oxidative DNA base damage in human skin cells by UV and near visible radiation // Carcinogenesis. 1997. V. 18. No. 12. P. 2379-2384.

97. de Laat A., van der Leun J.C., de Gruijl F.R. Carcinogenesis induced by UVA (365 nm) radiation: the dose-time dependence of tumor promotion in hairless mice//Carcinogenesis. 1997. V. 18. P. 1013-1020.

98. de Laat A., Kroon E.D., de Gruijl F.R. Cell cycle effects and concomitant p53 expression in hairless murine skin after longwave UVA (365 nm) irradiation: a comparison with UVB irradiation // Photochem. Photobiol. 1997. V. 65. P. 730-735.

99. Lafleur M.V., Nieuwint A.W., Aubry J.M., Kortbeek H., Arwert F., Joenje H. DNA damage by chemically generated singlet oxygen // Free Radic Res Commun. 1987. V. 2(4-6). P. 343-350.

100. S.D. Lamore, G.T. Wondrak. UVA causes dual inactivation of cathepsin B and L underlying lysosomal dysfunction in human dermal fibroblasts // J. Photochem. Photobiol. B. 2013. V. 123. P. 1-12.

101. Land E.J., Prutz W.A. Reaction of azide radicals with amino acids and proteins // Int. J. Radiat. Biol. Relat. Stud. Phys. Chem. Med. 1979. V. 36(1). P. 75-83.

102. Lavker R., Kaidbey K. The spectral dependence for UVA-induced cumulative damage in human skin // J. Invest. Dermatol. 1997. V. 108. P. 17-21.

103. Lehmann J., Pollet D., Peker S., Steinkraus V., Hoppe U. Kinetics of DNA strand breaks and protection by antioxidants in UVA- or UVB-irradiated HaCaT keratinocytes using the single cell gel electrophoresis assay // Mutation Research. 1998. V. 407. P. 97-108.

104. van der Leun J. C. The ozone layer // Photodermatol. Photoimmunol. Photomed. 2004. V. 20. P. 159-162.

105. Lobrich M., Shibata A., Beucher A., Fisher A., Ensminger M., Goodarzi A.A., Barton O., Jeggo P.A. Gamma-H2AX foci analysis for monitoring DNA double-strand break repair: strengths, limitations and optimization.// Cell cycle (Georgetown, Tex.), 2010. V. 9(4). P. 662-669.

106. Lugo L.M., Lei P., Andreadis S.T. Vascularization of the dermal support enhances wound re-epithelialization by in situ delivery of epidermal keratinocytes // Tissue Eng. Part A. 2011. V. 17. P. 665-675.

107. Lyungman M. The influence of chromatin structure on the frequency of radiation-induced DNA strand breaks: a study using nuclear and nucleoid monolayers. //Radiat. Res. 1991. V. 126. P. 58-64.

108. Maehly A., Chance B. "The assay of catalases and peroxidases" // Methods of Biochemical Analysis. 1954. V. 1. P. 357-424.

109. Mascotti K., McCullough J., Burger S.R. HPC viability measurement: trypan blue versus acridine orange and propidium iodide // Transfusion. 2000. V. 40. No 6. P. 693-696.

110. Matsui M. S., DeLeo V. A. Longwave ultraviolet radiation and promotion of skin cancer // Cancer Cells 1991. V. 3. P. 8-12.

111. Melnikova V.O., Ananthaswamy N.H. Cellular and molecular events leading to the development of skin cancer // Mutat. Res. 2005. V. 571. P. 91-106.

112. Mitchell D.L., Karentz D. The induction and repair of DNA photodamage in the environment // Environmental UV Photobiology. 1993. P. 345-377.

113. Mitchell D.L., Fernandez A.A., Nairn R.S., Garcia R., Paniker L., Trono D., Thames H.D., Gimenez-Conti I. Utraviolet A does not induce melanomas in a Xiphophorus hybrid sh model // Proc. Natl. Acad. Sci. USA. 2010. V. 107. No 20. P. 9329-9334.

114. Moan J., Porojnicu A.C., Dahlback A. Ultraviolet radiation and malignant melanoma // Adv. Exp. Med. Biol. 2008. V. 624. P. 104-116.

115. Moan J., Baturaite Z., Juzeniene A., Porojnicu A.C. Vitamin D, sun, sunbeds and health // Public Health Nutr. 2012. V. 15(4). P. 711-715.

116. Mohammad T., Morrison H. Evidence for the photosensitized formation of singlet oxygen by UVB irradiation of 2'-deoxyguanosine 5'-monophosphate//J. Am. Chem. Soc. 1996. 118. P. 1221-1222.

117. Morita A., Werfel T., Stege H., Ahrens C., Karmann K., Grewe M., Grether-Beck S., et al. Evidence that singlet oxygeninduced human T helper cell apoptosis is the basic mechanism of ultraviolet-A radiation phototherapy //J. Exp. Med. 1997. V. 186. P. 1763-1768.

118. Mouret S., Baudouin C., Charveron M., Favier A., Cadet J., Douki T.

Cyclobutane pyrimidine dimers are predominant DNA lesions in whole hu-

91

man skin exposed to UVA radiation // Proc. Natl. Acad. Sci. U. S. A. 2006. V. 103. P. 13765- 13770.

119. Mouret S., Philippe C., Gracia-Chantegrel J., Banyasz A., Karpati S., Markovitsi D., Douki T. UVA-induced cyclobutane pyrimidine dimers in DNA: a direct photochemical mechanism? // Org. Biomol. Chem. 2010. V. 8. P. 1706-1711.

120. Mouret S., Leccia M.-T., Bourrain J. L., Douki T., Beani J. C. Individual photosensitivity of human skin and UVA-induced pyrimidine dimers in DNA//J. Invest. Dermatol. 2011. V. 131. P. 1539-1546.

121. Mouret S., Forestier A., Douki T. The specificity of UVA-induced DNA damage in human melanocytes // Photochem. Photobiol. 2012. V. 11. P. 155-162.

122. Najafzadeh M., Baumgartner A., Gopalan R., Davies J.B., Wright A., Reynolds P.D., Anderson D. In vitro sensitivities to UVA of lymphocytes from patients with colon and melanoma cancers and precancerous states in the micronucleus and the Comet assays. // Mutagenesis. 2012. V. 27(3). P. 351-357.

123. Nieuwint A.W., Aubry J.M., Arwert F., Kortbeek H., Herzberg S., Joenje H. Inability of chemically generated singlet oxygen to break the DNA backbone. // Free Radic Res Commun. 1985. V. 1(1). P. 1-9.

124. Norval M., Lucas R. M., Cullen A. P., de Gruijil F. R., Longstreth J., Takizawa Y., van der Leun J. C. The human health effects of ozone depletion and interactions with climate change // Photochem. Photobiol. Sci. 2011. V. 10. P. 199-225.

125. Oleinick N.L., Chiu S.M., Friedman L.R. Gamma-radiation as a probe of chromatin structure: damage to and repair of active chromatin in the metaphase chromosome. // Radiat. Res. 1984. V. 98(3). P. 629-641.

126. Osipov A.N., Klokov D.Y., Elakov A.L. Rozanova O.M., Zaichkina S.I.,

Aptikaeva G.F., Akhmadieva A.Kh. Comparison in vivo study of genotoxic

92

action of high versus very low dose-rate y-irradiation. // Nonlinearity in Biology, Toxicology and Medicine. 2004. V. 2. No. 3. P. 223-232.

127. Osipov A.N., Buleeva G., Arkhangelskaya E., Klokov D. In vivo y-irradiation low dose threshold for suppression of DNA double strand breaks below the spontaneous level in mouse blood and spleen cells // Mutat. Res. 2013. V. 756(1-2). P. 141-145.

128. Osipov A.N., Smetanina N.M., Pustovalova M.V., Arkhangelskaya E., Klokov D. The formation of DNA single-strand breaks and alkali-labile sites in human blood lymphocytes exposed by 365-nm UVA radiation // Free Radical Biol. Med. 2014. V. 73. P. 34-40.

129. Pandel R., Poljsak B., Godic A., Dahmane R. Skin photoaging and the role of antioxidants in its prevention // ISRN Dermatology. 2013. Article ID 930164. 11 pages.

130. Pattison D.I., Davies M.J. Actions of ultraviolet light on cellular structures // EXS. 2006. V. 96. P. 131-157.

131. Peak M. J., Peak J. G. Single-strand breaks induced in Bacillus subtilis DNA by ultraviolet light: action spectrum and properties // Photochem. Photobiol. 1982. V. 35. P. 675-680.

132. Peak M. J., Peak J. G., Moehring P., Webb R. B. Ultraviolet action spectra for DNA dimer induction, lethality and mutagenesis in Escherichia coli with emphasis on the UVB region // Photochem. Photobiol. 1984. V. 40. P. 613620.

133. Peak M.J., Peak J.G. (1986) Molecular photobiology of UVA // The Biological Effects of UVA Radiations (F. Urbach and R.W. Gange, eds.). Plenum. New York. 1986. P. 42-56.

134. Peak M.J., Peak J.G., Carnes B.A. Induction of direct and indirect singlestrand breaks in human cell DNA by far- and near-ultraviolet radiations: Action spectrum and mechanisms // Photochem. Photobiol. 1987. V. 45. P. 381-387.

135. Peak J.G., Peak M.J. Comparison of initial yields of DNA-to-protein crosslinks and single-strand breaks induced in cultured human cells by far-and near-ultraviolet light, blue light and X-rays // Mutation Research. 1991. V. 246. P. 187-191.

136. Perdiz D., Grof P., Mezzina M., Nikaido O., Moustacchi E., Sage E. Distribution and repair of bipyrimidine photoproducts in solar UV-irradiated mammalian cells. Possible role of Dewar photoproducts in solar mutagenesis // J. Biol. Chem. 2000. V. 275. P. 26732-26742.

137. Peters B.P., Weissman F.G., Gill M.A. Pathophysiology and treatment of psoriasis // Am. J. Health Syst. Pharm. 2000. V. 57(7). P. 645-659.

138. Petersen A.B., Gniadecki R., Vicanova J., Thorn T., WulfH.C. Hydrogen peroxide is responsible for UVA-induced DNA damage measured by alkaline comet assay in HaCaT keratinocytes //J. Photochem. Photobiol. B. 2000. V. 59(1-3). P. 123-131.

139. Pfaum M., Kielbassa C., Garmyn M., Epe B. Oxidative DNA damage induced by visible light in mammalian cells: extent, inhibition by antioxidants and genotoxic effects // Mutat. Res. 1998. V. 408. P. 137-146.

140. Pincelli C., Marconi A. Keratinocyte stem cells: Friends and foes // J. Cell Physiol. 2010. V. 225. P. 310-315.

141. Pinnell S.R. Cutaneous photodamage, oxidative stress, and topical antioxidant protection// J. Am. Acad. Dermatol. 2003. V. 48. P. 1-19.

142. Polefka T.G., Meyer T.A., Agin P.P., Bianchini R.J. Effects of solar radiation on the skin // J. Cosmet. Dermatol. 2012. V. 11(2). P. 134-143.

143. Pourzand C., Watkin R.D., Brown J.E., Tyrrell R.M. Ultraviolet radiation induces immediate release of iron in human primary skin fibroblasts: the role of ferritin // Proc. Natl. Acad. Sci. USA. 1999. V. 96(12). P. 6751-6756.

144. Ravanat J.-L., Douki T., Cadet J. Direct and indirect effects of UV radiation on DNA and its components // J. Photochem. Photobiol. B: Biol. 2001. V. 63. P. 88-102.

145. Ravanat J.-L., Sauvaigo S., Caillat S., Martinez G.R., Medeiros M.H.G., Di Mascio P., Favier A., Cadet J. Singlet oxygen mediated damage to cellular DNA as determined by the comet assay associated with DNA repair enzymes // Biol. Chem. 2004. V. 385. P. 17-20.

146. Redon C.E., Bonner W.M. High salt and DNA double-strand breaks. // Proc. Natl. Acad. Sci. USA. 2011. V. 108(51). P. 20281-20282.

147. Reitsema T., Klokov D., Banath J.P., Olive P.L. DNA-PK is responsible for enhanced phosphorylation of histone H2AX under hypertonic conditions. // DNA Repair (Amst). 2005. V. 4(10). P. 1172-1181.

148. Ribeiro D.T., Madzak C., Sarasin A., Di Mascio P., Sies H., Menck C.F.M. Singlet oxygen induced DNA damage and mutagenicity in a single-stranded SV40-based shuttle vector // Photochem. Photobiol. 1992. V. 55. P. 39-45.

149. Ridley A.J., Whiteside J.R., McMillan T.J., Allinson S.L. Cellular and sub-cellular responses to UVA in relation to carcinogenesis // Int. J. Radiat. Biol. 2009. V. 85. No 3. P. 177-195.

150. Riley P.A. Free radicals in biology: oxidative stress and the effects of ionizing radiation // International Journal of Radiation Biology. 1994. V. 65(1). P. 27-33.

151. Rizzo J.L., Dunn J., Rees A., Runger T.M. No formation of DNA doublestrand breaks and activation of recombination repair with UVA // J. Invest. Dermatol. 2011. V. 131. P. 1139-1148.

152. Roberts P.B. Enhanced radiation damage to the erythrocyte membrane in the presence of azide and other anions // Int. J. Radiat. Biol. Relat. Stud. Phys. Chem. Med. 1979. V. 35(6). P. 561-570.

153. Rochette P.J., Therrien J.-P., Drouin R., Perdiz D., Bastien N., Drobetsky E. A., Sage E. UVA-induced cyclobutane pyrimidine dimers form predominantly at thymine-thymine dipyrimidines and correlate with the mu-

tation spectrum in rodent cells // Nucleic Acids Res. 2003. V. 31. P. 27862794.

154. Roos W.P., Binder A., Böhm L. The influence of chromatin structure on initial DNA damage and radiosensitivity in CHO-K1 and xrsl cells at low doses of irradiation 1-10 Gy // Radiat. Environ. Biophys. 2002. V. 41(3). P. 199-206.

155. Roots R., Okada S. Protection of DNA molecules of cultured mammalian cells from radiation-induced single strand scissions by various alcohols and SH compounds // Int. J. Radiat. Biol. 1972. V. 21. P. 329-342.

156. Roza L., van der Schans G.P., Lohman P.H.M. The induction and repair of DNA damage and its influence on cell death in primary human fibroblasts exposed to UVA or UVC irradiation // Mutat. Res. 1985. V. 146(1). P. 8998.

157. Sander C.S., Chang H., Hamm F., Eisner P., Thiele J.J. Role of oxidative stress and the antioxidant network in cutaneous carcinogenesis // Int. J. Dermatol. 2004. V. 43. P. 326-35.

158. Scott D., Hummer F. Properties of Aspergillus catalase // Enzymologia. 1960. V. 22. No 4. P. 229-237.

159. Sestili P., Cantoni O. Osmotically driven radial diffusion of single-stranded DNA fragments on an agarose bed as a convenient measure of DNA strand scission // Free Radic. Biol. Med. 1999. V. 26. No 7-8. P. 1019-1026.

160. Sestili P., Martineiii C., Stocchi V. The fast halo assay: an improved method to quantify genomic DNA strand breakage at the single-cell level // Mutat. Res. 2006. V. 607. No 2. P. 205-214.

161. Sestili P. The fast_halo assay for the assessment of DNA damage at the single-cell level//Meth. Mol. Biol. 2009. V. 521. P. 517-533.

162. Setlow R.B., Grist E., Thompson K., Woodhead A.D. Wavelengths effective in induction of malignant melanoma // Proc. Natl. Acad. Sci. USA. 1993. V. 90. P. 6666-6670.

163. Singh N.P., McCoy M.T., Tice R.R., Schneider E.L. A simple technique for quantitation of low levels of DNA damage in individual cells // Exp. Cell Res. 1988. V. 175. No 1. P. 184-191.

164. Singh N.P. A simple method for accurate estimation of apoptotic cells // Exp. Cell Res. 2000. V. 256(1). P. 328-337.

165. Sinha R.P., Klisch M., Groniger A., Hader D.-P. Ultraviolet-absorbing/screening substances in cyanobacteria, phytoplankton and macroalgae//J. Photochem. Photobiol., B. 1998. V. 47. P. 83-94.

166. Stein B., Rahmsdorf H. J., Steffen A., Litfin M., Herrlich P. UV-induced DNA damage is an intermediate step in UV-induced expression of human immunodeficiency virus type 1, collagenase, c-fos, and metallothionein // Mol. Cell. Biol. 1989. V. 9. P. 5169-5181.

167. Stern R.S., Vakeva L.H. Noncutaneous malignant tumors in the PUVA follow-up study: 1975-1996 // J. Invest. Dermatol. 1997. V. 108(6). P. 897900.

168. Stern R.S., Liebman E.J., Vakeva L. Oral psoralen and ultraviolet-A light (PUVA) treatment of psoriasis and persistent risk of nonmelanoma skin cancer. PUVA Follow-up Study // J. Natl. Cancer Inst. 1998. V. 90(17). P. 1278-1284.

169. Stern R.S. Malignant melanoma in patients treated for psoriasis with PUVA // Photodermatol Photoimmunol Photomed. 1999. V. 15(1). P. 37-38.

170. Sutherland B.M., Bennett P.V., Sidorkina O., Laval J. Clustered damages and total lesions induced in DNA by ionizing radiation: oxidized bases and strand breaks // Biochemistry. 2000. V. 39(27). P. 8026-8031.

171. Svobodova A., Walterova D., Vostalova J. Ultraviolet light induced alteration to the skin // Biomed. Pap. Med. Fac. Univ. Palacky. Olomouc. Czech. Repub. 2006. V. 150(1). P. 25-38.

172. Svobodova A.R., Galandakova A., Sianska J. Dolezal D., Lichnovska R., Ulrichova J., Vostalova J. DNA damage after acute exposure of mice skin to physiological doses of UVB and UVA light. // Arch. Dermatol. Res. 2012. V. 304(5). P. 407^12.

173. Swalwell H., Latimer J., Haywood R.M., Birch-Machin M.A. Investigating the role of melanin in UVA/UVB- and hydrogen peroxide-induced cellular and mitochondrial ROS production and mitochondrial DNA damage in human melanoma cells // Free Radicals Biol. Med. 2012. V. 52. P. 626-634.

174. Swann G. The skin is the body's largest organ // J. Vis. Commun. Med. 2010. V. 33. P. 148-149.

175. Tewari A., Sarkanyl R. P., Young A. R. UVA1 induces cyclobutane py-rimidine dimers but not 6-4 photoproducts in human skin in vivo // J. Invest. Dermatol. 2012. V. 132. P. 494-400.

176. Tewari A., Grage M.M.L., Harrison G.I., Sarkany R., Young A.R. UVA1 is skin deep: molecular and clinical implications // Photochem. Photobiol. Sci. 2013. V. 12. P. 95-103.

177. Thiele J., Eisner P. Oxidants and antioxidants in cutaneous biology // Curr. Probl. Dermatol. Basel. Karger. 2001. V. 29. P. 1-17.

178. Trautinger F. Mechanisms of photodamage of the skin and its functional consequences for skin ageing // Clin. Exp. Dermatol. 2001. V. 26. P. 573577.

179. Tyrrell R.M. Induction of pyrimidine dimers in bacterialDNA by 365 nm radiation // Photochem. Photobiol. 1973. V. 17. P. 69-73.

180. Uitto J., Bernstein E.F. Molecular mechanisms of cutaneous aging: Connective tissue alterations in the dermis // J. Investig. Dermatol. Symp. Proc. 1998. V. 3. P. 41-44.

181. Unna P.G. Die Histopathologie der Hautkrankheiten // Lehrbuch der speciellen pathologischen Anatomie. 1984. Erg.-Bd. V. 2.

182. Veierod M.B., Weiderpass E., Thorn M., Hansson J., Lund E., Armstrong B., Adami H.-O. A prospective study of pigmentation, sun exposure, and risk of cutaneous malignant melanoma in women // J. Natl. Cancer Inst. 2003. V. 95. P. 1530-1538.

183. Wacker M., Holick M.F. Sunlight and Vitamin D: A global perspective for health // Dermatoendocrinol. 2013. V. 5(1). P. 51-108.

184. Ward J. F. DNA damage produced by ionizing radiation in mammalian cells: identities, mechanisms of formation, and reparability // Prog. Nucleic Acid Res. Mol. Biol. 1988. V. 35. P. 95-125.

185. Wenczl E., Pool S., Timmerman A.J., van der Schans G.P., Roza L., Schoothorst A.A. Physiological Doses of Ultraviolet Irradiation Induce DNA Strand Breaks in Cultured Human Melanocytes, as Detected by Means of an Immunochemical Assay // Photochemistry and Photobio logy. 1997. V. 66.1. 6. P. 826-830.

186. Wikonkal N. M., Brash D. E. Ultraviolet radiation induced signature mutations in photocarcinogenesis // J. Investig. Dermatol. Symp. Proc. 1999. V. 4(1). P. 6-10.

187. Wischermann K., Popp S., Moshir S., Scharfetter-Kochanek K., Wlaschek M., de Gruijl F., Hartschuh W., Greinert R., Volkmer B., et al. UVA radiation causes DNA strand breaks, chromosomal aberrations and tumorigenic transformation in HaCaT skin keratinocytes // Oncogene. 2008. V. 27. P. 4269-4280.

188. Wojewödzka M., Buraczewska I., Kruszewski M. A modified neutral

comet assay: elimination of lysis at high temperature and validation of the

99

assay with anti-single-stranded DNA antibody // Mutat Res. 2002. V. 518(1). P. 9-20.

189. Wondrak G.T., Jacobson M.K., Jacobson E.L. Endogenous UVA-photosensitizers: mediators of skin photodamage and novel targets for skin photoprotection // Photochem. Photobiol. Sci. 2006. V. 5. P. 215-237.

190. Wood S.R., Berwick M., Ley R.D. Walter R.B., SetlowR.B., Timmins G.S. UV causation of melanoma in Xiphophorus is dominated by melanin photosensitized oxidant production // Proc. Natl. Acad. Sci. USA. 2006. V. 103. P. 4111-4115.

191. Yoon J.H., Lee C.S., CTConnor T.R., Yasui A., Pfeifer G.P. The DNA damage spectrum produced by simulated sunlight // J. Mol. Biol. 2000. V. 299. P. 681-693.

192. You Y.H., Szabo P.E., Pfeifer G.P. Cyclobutane pyrimidine dimers form preferentially at the major p53 mutational hotspot in UVB-induced mouse skin tumors // Carcinogenesis. 2000. V. 21. P. 2113-2117.

193. Young A.R., Potten C.S., Nikaido O., Parsons P.G., Boenders J., Ramsden J.M., Chadmick C.A. Human melanocytes and keratinocytes exposed to UVB or UVA in vivo show comparable levels of thymine dimmers // J. Invest. Dermatol. 1998. V. 111. P. 936-940.

194. Young A.R., Boles J., Herzog B., Osterwalder U., Baschong W. A sun-screen's labeled sun protection factor may overestimate protection at temperate latitudes: A human in vivo study // J. Invs. Dermat. 2010. V. 130(10). P. 2457-2462.

195. Zhang X.S., Rosenstein B.S., Wang Y., Lebwohl M., Mitchell D.M., Wei H.C. Induction of 8-oxo-7,8-dihydro-2'-deoxyguanosine by ultraviolet radiation in calf thymus DNA and HeLa cells // Photochem. Photobiol. 1997. V. 65 P. 119-124.