Получение и исследование противоспаечных барьерных материалов на основе биополимеров пектина и хитозана тема диссертации и автореферата по ВАК РФ 03.01.06, кандидат наук Коновалова, Мария Владимировна

  • Коновалова, Мария Владимировна
  • кандидат науккандидат наук
  • 2017, Москва
  • Специальность ВАК РФ03.01.06
  • Количество страниц 118
Коновалова, Мария Владимировна. Получение и исследование противоспаечных барьерных материалов на основе биополимеров пектина и хитозана: дис. кандидат наук: 03.01.06 - Биотехнология (в том числе бионанотехнологии). Москва. 2017. 118 с.

Оглавление диссертации кандидат наук Коновалова, Мария Владимировна

ОГЛАВЛЕНИЕ

ОГЛАВЛЕНИЕ

ВВЕДЕНИЕ

1. ЛИТЕРАТУРНЫЙ ОБЗОР

1.1. Биоматериалы

1.1.1. Биоматериалы

1.1.2. Общие требования, предъявляемые к биоматериалам

1.2. Биоматериалы в лечении спаек

1.2.1. Проблема спайкообразования

1.2.2. Барьерные материалы и специальные требования, предъявляемые к биоматериалам для предотвращения спайкообразования

1.3. Полисахариды пектин и хитозан как основа биоматериалов

1.3.1. Структура, физико-химические и биологические свойства пектина и хитозана

1.3.2. Биоматериалы на основе хитозана и пектина

2. МАТЕРИАЛЫ И МЕТОДЫ

2.1 Материалы

2.2 Получение образцов полисахаридов

2.2.1 Выделение пектина из растительного материала

2.2.2 Очистка хитозана переосаждением

2.2.3 Химическая деполимеризация хитозана

2.2.4 Реацетилирование хитозана

2.2.5 Дополнительное дезацетилирование хитозана

2.3 Определение физико-химических характеристик полисахаридов

2.3.1 Определение физико-химических характеристик пектина

2.3.2 Определение физико-химических характеристик хитозана

2.3.2.1 Определение молекулярной массы хитозана методом ВЭЖХ

2.3.2.2 Определение молекулярной массы хитозана вискозиметрическим методом

2.3.2.3 Определение степени дезацетилирования образцов хитозана

2.3.2.4 Определение динамической вязкости образцов хитозана

2.4 Получение криогелей на основе пектина и хитозана

2.5 Исследование структуры и состава криогелей

2.5.1 ИК-спектроскопия

2.5.2 Элементный анализ

2.5.3 Исследование морфологии поверхности и внутренней структуры криогелей методом сканирующей электронной микроскопии

2.6 Исследование физико-химических свойств криогелей

2.6.1 Способность к набуханию криогелей

2.6.2 Адгезия криогелей к внутренней поверхности брюшной стенки крыс

2.6.3 Определение прочности криогелей

2.6.4 Определение модуля упругости криогелей

2.6.5 Деградация криогелей in vitro

2.7 Исследование биосовместимости криогелей

2.7.1 Адсорбция белков сыворотки крови

2.7.2 Активация системы комплемента криогелями

2.7.3 Адгезия макрофагов к поверхности криогелей

2.7.4 Цитотоксичность криогелей

2.7.4.1 Цитотоксичность в отношении фибробластов

2.7.4.2 Цитотоксичность в отношении эритроцитов

2.8 Исследование противоспаечной активности криогелей

2.8.1 Оценка противоспаечной активности криогелей in vivo

2.8.2 Гистологический анализ

2.8.3 Деградация криогелей in vivo

2.9 Статистический анализ

3. РЕЗУЛЬТАТЫ И ОБСУЖДЕНИЕ

3.1. Характеристики полисахаридов, используемых в работе

3.2. Получение криогелей на основе пектина и хитозана

3.3. Исследование структуры и состава криогелей

3.3.1. ИК-спектроскопия

3.3.2. Элементный анализ

3.3.3. Морфология поверхности криогелей

3.3.4. Внутренняя структура криогелей

3.4. Исследование физико-химических свойств криогелей

3.4.1. Способность к набуханию криогелей

3.4.2. Адгезия криогелей к внутренней поверхности брюшной стенки крыс

3.4.3. Прочность криогелей

3.4.4. Модуль упругости криогелей

3.4.5. Деградация криогелей in vitro

3.4.5.1. Изменения в морфологии криогелей в ходе деградации

3.4.5.2. Изменение прочности криогелей при деградации in vitro

3.5. Исследование биосовместимости криогелей

3.5.1. Адсорбция белков сыворотки крови

3.5.2. Активация системы комплемента криогелями

3.5.3. Адгезия макрофагов к поверхности криогелей

3.5.4. Цитотоксичность криогелей

3.5.4.1. Цитотоксичность в отношении фибробластов

3.5.4.2. Цитотоксичность в отношении эритроцитов

3.6. Исследование противоспаечной активности криогелей

3.6.1. Оценка противоспаечной активности криогелей

3.6.2. Гистологический анализ

3.6.3. Деградация криогелей in vivo

3.6.3.1. Изменение прочности криогелей при деградации in vivo

ЗАКЛЮЧЕНИЕ

ВЫВОДЫ

СПИСОК ПУБЛИКАЦИЙ ПО ТЕМЕ ДИССЕРТАЦИИ

СПИСОК ИСПОЛЬЗУЕМЫХ СОКРАЩЕНИЙ

СПИСОК ЛИТЕРАТУРЫ

БЛАГОДАРНОСТИ

ПРИЛОЖЕНИЕ 1

Рекомендованный список диссертаций по специальности «Биотехнология (в том числе бионанотехнологии)», 03.01.06 шифр ВАК

Введение диссертации (часть автореферата) на тему «Получение и исследование противоспаечных барьерных материалов на основе биополимеров пектина и хитозана»

ВВЕДЕНИЕ

Актуальность темы исследования

Одной из актуальных задач современной биотехнологии и медицины является создание новых биоматериалов для различных областей применения, в том числе для предотвращения спайкообразования после хирургических вмешательств. По данным Международного общества изучения спаек проблема послеоперационного спайкообразования является самым частым осложнением хирургических вмешательств на органах брюшной полости. Спаечный процесс может вызвать бесплодие или внематочную беременность у женщин, тазовые боли, кишечную непроходимость и пр. [1-3]. Внутрибрюшные спайки являются причиной повторных операций, увеличения продолжительности наркоза, неудовлетворительных результатов лечения и низкого качества жизни. Болезнь поражает преимущественно пациентов молодого, трудоспособного возраста, что приводит к социальным проблемам. Консервативное лечение спаечной болезни малоэффективно, а надежные средства профилактики, по мнению многих авторов, отсутствуют [4,5].

В последние годы активно разрабатываются и внедряются в клиническую практику различные барьерные противоспаечные материалы. Использование для предотвращения спаечной болезни барьерных материалов оказывает влияние на патогенез спайкообразования. Данные биоматериалы действуют как физические барьеры - разобщают раневые поверхности на время, необходимое для регенерации повреждений брюшины, препятствуют их склеиванию фибрином и спайкообразованию. Идеальный барьерный материал должен быть эффективным, биосовместимым, полностью биоразлагаемым без необходимости удаления, а также закрепляться на поврежденных поверхностях без дополнительной фиксации, оставаться активным в присутствии экссудата [6]. Наиболее полно требованиям, предъявляемым к барьерным материалам, соответствуют

биоматериалы на основе природных полисахаридов. Полисахариды широко используются для создания биоматериалов благодаря их биосовместимости, биоразлагаемости, низкой токсичности и целому ряду биологических свойств [7].

Среди природных полисахаридов выделяются пектин и хитозан как наиболее перспективные полимеры для получения противоспаечных барьерных материалов. Молекулы хитозана в растворе при рН менее 6,3-6,5 присутствуют в катионной полиэлектролитной форме, что открывает возможность взаимодействия с отрицательно заряженными молекулами пектина. Пектин с низкой степенью метилэтерифицирования способен к гелеобразованию в присутствии двухвалентных ионов металлов, что позволяет получать материалы на его основе без использования токсичных сшивающих агентов. Для извлечения биоматериалов на основе пектина и хитозана нет необходимости в повторных операциях, так как они являются биодеградируемыми, а также не требуется дополнительная фиксация к тканям, благодаря биоадгезивным свойствам полимеров [8,9]. Еще одним преимуществом пектина и хитозана является то, что они обладают биологическими свойствами (антиоксидантная, антимикробная, гемостатическая активность), которые способствуют снижению спайкообразования [10-13].

Таким образом, противоспаечные барьерные материалы на основе пектина и хитозана наряду с механическим разделением поврежденных поверхностей, выполняют функцию биологически активного компонента, ингибирующего процесс спайкообразования. В связи с этим получение и исследование противоспаечных барьерных материалов на основе биополимеров пектина и хитозана является актуальной задачей.

Цель и задачи исследования

Целью диссертационной работы является получение материалов на основе пектина и хитозана, исследование их свойств, а также экспериментальное обоснование возможности использования для профилактики послеоперационного спаечного процесса в брюшной полости.

Для достижения данной цели были поставлены следующие задачи:

1. Получить и охарактеризовать образцы пектина из различных источников и образцы хитозана, отличающиеся по степени дезацетилирования (СД) и молекулярной массе (ММ);

2. Разработать способ получения материалов на основе пектина и хитозана;

3. Исследовать влияние физико-химических характеристик и структурных особенностей используемых полисахаридов на свойства материалов;

4. Исследовать биосовместимость разработанных материалов in vitro;

5. Оценить противоспаечную активность материалов на основе пектина и хитозана in vivo.

Научная новизна работы

Разработан способ получения материалов на основе полисахаридов пектина и хитозана. Впервые получены и охарактеризованы криогели на основе пектина из различных источников и хитозана с разной СД и ММ. Показано влияние физико-химических характеристик и структурных особенностей используемых полисахаридов на свойства материалов. Исследована биосовместимость криогелей на основе пектина и хитозана, установлена зависимость биосовместимости от состава криогелей. Впервые показано, что криогели на основе яблочного пектина с добавлением хитозана обладают противоспаечной эффективностью, которая зависит от характеристик используемого для получения материалов хитозана.

Практическая значимость работы

На основе полисахаридов растительного и морского происхождения создан хирургический барьерный материал, ингибирующий спайкообразование в брюшной полости, представляющий собой лиофильно высушенный криогель, в котором массовое соотношение пектина и хитозана составляет 3:1. Показано, что наложение криогеля на основе яблочного пектина и хитозана на поврежденные

поверхности брюшной стенки и слепой кишки экспериментальных животных достоверно снижает образование спаек по сравнению с контролем. Полученный криогель может найти применение в медицине как барьерный материал для профилактики спаечной болезни брюшной полости.

Положения, выносимые на защиту:

1. Разработан способ получения материалов на основе пектина и хитозана;

2. Показано, что включение хитозана с высокой СД в состав материалов увеличивает их механическую прочность и время деградации in vitro, а также усиливает адгезию материалов к внутренней поверхности брюшной стенки экспериментальных животных.

3. Установлено, что криогели на основе яблочного пектина и хитозана обладают высокой биосовместимостью.

4. Криогели на основе яблочного пектина и хитозана имеют низкую иммуногенность: в слабой степени адсорбируют белки сыворотки крови, не активируют систему комплемента, вызывают низкую адгезию макрофагов к поверхности.

5. Криогели на основе яблочного пектина и хитозана ингибируют образование спаек в брюшной полости, индуцированных повреждением серозной оболочки слепой кишки и прилежащего участка брюшной стенки крыс:

а) СД и ММ хитозана, входящего в состав материалов, оказывает влияние на противоспаечную активность;

б) противоспаечный эффект обеспечивается за счет небольшого времени деградации криогелей на основе яблочного пектина.

Апробация работы

Материалы диссертации были представлены автором в виде устных и стендовых сообщений на молодёжной научной школе "Перспективные направления физико-химической биологии и биотехнологии" (Москва, Россия,

2014); «22st annual international conference on composites/nano engineering» (Сент-Джулианс, Мальта, 2014); VII московском международном конгрессе «Биотехнология: состояние и перспективы развития» (Москва, Россия, 2015); XIII Международной Конференции "Современные перспективы в исследовании хитина и хитозана" (Уфа, Россия, 2016).

Публикации

По материалам диссертации опубликовано 6 печатных работ, в том числе 3 статьи в журналах, входящих в перечень ВАК РФ.

Личный вклад автора в проведение исследования

Экспериментальные результаты, представленные в диссертации, получены лично автором и совместно с сотрудниками лаборатории инженерии биополимеров Института биоинженерии ФИЦ биотехнологии РАН, а также совместно с сотрудниками отдела молекулярной иммунологии и биотехнологии Института Физиологии Коми научного центра УрО РАН. На защиту вынесены только те положения и результаты экспериментов, в получении которых роль соискателя была определяющей.

Объем и структура диссертации

Материалы диссертации изложены на 118 страницах машинописного текста и включают 28 рисунков и 5 таблиц. Диссертация содержит разделы: Введение, Литературный обзор, Материалы и методы, Результаты и обсуждение, Заключение, Выводы и Список литературы, включающий 250 наименований.

1. ЛИТЕРАТУРНЫЙ ОБЗОР

1.1. Биоматериалы

1.1.1. Биоматериалы

Современные медицинские методы основаны на использовании различных биоматериалов для замены или восстановления функций органов и тканей, пораженных в результате патологических процессов и травм [14].

Биоматериал - это любое вещество, комбинация веществ, синтетических или естественных по происхождению, отличных от лекарственных средств, которое разработано, чтобы взаимодействовать с биологическими системами для медицинских целей: диагностических или терапевтических (лечение, восстановление функций или замена тканей тела) [15].

Первое поколение биоматериалов появилось в 1960-х и 1970-х гг. В основном, они являлись медицинскими имплантатами. Имплантат - это искусственный материал или устройство, вставленное или вложенное хирургически в организм [16]. Главная цель в процессе изготовления этих биоматериалов состояла в поддержании баланса между соответствующими физическими и механическими свойствами и минимальной токсичностью для тканей [17]. Идеальные биоматериалы первого поколения имели следующие свойства: 1) механическая прочность, 2) устойчивость к коррозии в водной среде, 3) низкая токсичность и отсутствие канцерогенности. Биоматериалы второго поколения являлись биологически активными и биодеградируемыми. Они включают биоактивные стекла, керамику, полимеры, стеклокерамику и композиты [17,18]. Современные разработки в области технологии создания биоматериалов третьего поколения заключаются в стимуляции специфического клеточного ответа [19]. Основное внимание исследователей направлено на разработку искусственных тканей, которые имеют такие же архитектурные особенности, как у природного аналога. Практически эту идею реализуют путем использования биоматериалов в качестве матриц для выращивания живых

клеток в присутствии факторов роста и других биологически активных молекул. Основой матриц могут являться биологически разлагаемые природные и синтетические полимеры, гидрогели, а также синтетические биоактивные стекла и керамика или их комбинации [17]. После этого живые клетки вместе с подложкой вводят в организм как единую структуру, что приводит к восстановлению ткани. Разработка и использование новых биоматериалов является перспективным направлением развития здравоохранения. Появляются новые методы и подходы к созданию биоматериалов, которые позволят сделать медицинскую помощь более доступной [18].

1.1.2. Общие требования, предъявляемые к биоматериалам

Выбор вещества для изготовления биоматериала зависит от области применения: костная ткань, кровеносные сосуды, кожные покровы, мышечная ткань, нервные волокна. Для успешного использования биоматериал должен соответствовать определенным требованиям, предъявляемым к его химическим, биологическим и механическим свойствам [20,21]. К требуемым химическим характеристикам относится отсутствие химических реакций с тканями организма, межтканевыми жидкостями [20], а также контролируемое время деградации в организме [22]. Необходимы определенные механические свойства, соответствующие замещаемой ткани [23], а также достаточная прочность материала для возможности осуществления хирургических манипуляций.

Главным требованием к биологическим свойствам является биосовместимость материала с организмом [24]. Биосовместимость -способность материала встраиваться в организм пациента, не вызывать побочных клинических проявлений и индуцировать клеточный или тканевый ответ, необходимый для достижения оптимального терапевтического эффекта [15]. Согласно существующим представлениям о характере взаимодействия чужеродного материала с биологическими структурами организма человека выделяют основные свойства биосовместимых материалов:

1) биоматериалы не должны вызывать местной воспалительной реакции;

2) биоматериалы не должны оказывать токсического и аллергического действия на организм;

3) биоматериалы не должны обладать канцерогенным действием;

4) биоматериалы не должны провоцировать развитие инфекции;

5) биоматериалы должны сохранять функциональные свойства в течение предусмотренного срока эксплуатации [25].

Биосовместимые материалы функционируют при нахождении в организме и контакте с биологическими жидкостями, не вызывая негативных последствий. Однако ни один биоматериал не может быть абсолютно биосовместимым. Биосовместимость является свойством материала, используемого при определенных условиях, и не может рассматриваться отдельно. Например, один и тот же материал в двух разных физических формах может вызвать совершенно разные реакции организма [20].

Биоматериалы могут частично или полностью растворяться, поглощаться макрофагами, включаться в метаболические и биохимические процессы и/или заменяться живой тканью, то есть они подвержены биодеградации. Биодеградация - это процесс разложения биоматериалов при контакте с живыми тканями, клетками и биологическими жидкостями. Противоположным биодеградации свойством является биоустойчивость, которая характеризует способность материала противостоять воздействию внутренней среды организма и тканей в течение определенного промежутка времени, сохраняя при этом свои механические, физико-химические, биологические и функциональные свойства [26]. В зависимости от назначения и места имплантации от материалов требуется либо биоустойчивость, либо биодеградация в течение заданного периода времени.

По отклику организма на его имплантацию биоматериалы можно разделить на биотолерантные, биоинертные и биоактивные [26]. Биотолерантные материалы отделяются от внутренней среды организма прорастающим массивным фиброзным слоем. В качестве примера таких веществ могут быть золото и керамика [27,28].

Биоинертные материалы практически не взаимодействуют с окружающими тканями, не вызывают образования выраженного фиброзного слоя. Примером таких соединений может быть металлокерамика из оксида титана, ванадия, циркония и алюминия. Биоинертные материалы, как правило, имеют на своей поверхности защитный слой, который препятствует выходу из имплантата ионов и проникновению в него агрессивных молекул из окружающей биологической жидкости [29,30].

Биоактивные материалы предназначены для связывания с биологическими системами с целью повышения эффективности лечения, замещения ткани, органа при выполнении различных функций организма. К биоактивным материалам относятся: кальций-фосфатная керамика, стекло и стеклокерамика, биоактивные полимеры, биоактивные гели и композиты [31,32]. Биомеханические свойства таких биоматериалов наиболее полно соответствуют механическим свойствам замещаемых тканей.

Биоматериалы активно применяют в практической медицине. Ортопедия -одна из самых известных сфер применения биоматериалов. В ортопедии нередко возникает необходимость лечения дефектов костной ткани, замены суставов, мышц и сухожилий. Различные металлы, полимеры и керамика используются для создания ортопедических имплантатов [33-35]. В сердечно-сосудистой системе могут возникнуть проблемы с клапанами сердца, которые успешно решаются с помощью имплантатов. В последние годы в качестве новых материалов для изготовления клапанов сердца рассматриваются биоматериалы на основе биодеградируемых синтетических и природных полимеров [36]. Искусственные кровеносные сосуды применяют для замены патологически измененных участков сосудов и создания обходных путей в системе кровообращения [37,38]. В офтальмологии наиболее часто применяют полимеры для изготовления контактных линз, искусственных хрусталиков, для замены частей роговицы, для изготовления глазных протезов [39-41]. В стоматологии применяются различные биоматериалы для замены или восстановления тканей зубов [42]. Создание шовных материалов, ранозаживляющих покрытий и искусственной кожи

необходимо для лечения ожогов, травм, повреждений [43-45]. Одной из наиболее быстро растущих областей применения биоматериалов является контролируемая адресная доставка лекарственных средств [46,47]. В отдельную группу можно выделить барьерные биоматериалы, которые используют при хирургических вмешательствах для предотвращения образования спаек [7,48].

1.2. Биоматериалы в лечении спаек

1.2.1. Проблема спайкообразования

Спайки - это соединительно-тканные матрицы, состоящие из коллагена и фибрина. Само слово «спайка» подразумевает сращение, объединение двух поверхностей или их частей. Спаечный процесс может вызвать бесплодие или внематочную беременность у женщин, тазовые боли, кишечную непроходимость и т.д. [1-3]. Внутрибрюшные спайки являются причиной повторных операций, увеличения продолжительности наркоза, неудовлетворительных результатов лечения и низкого качества жизни. Спайки увеличивают частоту ранних послеоперационных осложнений до 50 % [49]. Частота образования спаек после первого хирургического вмешательства может варьировать от 10,4 % до 67 %, после повторных полостных операций частота составляет от 90 % до 100 % случаев [50]. В связи с этим, профилактика образования спаек является актуальной проблемой.

Причины спайкообразования многочисленны. Их подразделяют на несколько групп:

1) механический фактор - травма брюшины при рассечении, захвате хирургическими инструментами, промокании и протирании сухими марлевыми салфетками;

2) физический фактор - высушивание брюшины воздухом, воздействие высокой температуры во время операции при использовании плазменного скальпеля, электроножа, горячих растворов, лазерного излучения;

3) инфекционный фактор - инфекция в брюшной полости может быть эндогенного (воспаление органов брюшной полости с развитием местного и

общего воспаления брюшины) и экзогенного (при ранении, прободении, вскрытии полого органа брюшной полости) происхождения;

4) имплантационный фактор - асептическое воспаление брюшины в результате попадания инородного материала (тампонов, дренажных трубок, не рассасывающегося или длительно рассасывающегося шовного материала, кусочков марли, талька с перчаток) в брюшную полость или кровоизлияний и гематом брюшины в результате использования не атравматических игл;

5) химический фактор - асептическое воспаление брюшины из-за использования во время операции веществ, вызывающих химический ожог (спирт, концентрированные растворы антибиотиков, фурацилина и др.).

При выполнении хирургических операций все перечисленные выше факторы в отдельности или в совокупности могут вызвать развитие воспалительного процесса, приводящего к образованию спаек в брюшной полости, поэтому оперативное вмешательство стоит на первом месте среди непосредственных причин спайкообразования [51-53].

Патофизиологический механизм спайкообразования в настоящее время до конца не изучен, но доказан общий центральный путь, в котором важную роль играет перитонеальный фибринолиз. Обычно образование спаек происходит вследствие воздействия на брюшину как локальный ответ, вовлекающий перитонеальную поверхность, мезотелиальные клетки, базальную мембрану, субэндотелиальную соединительную ткань. Воздействие на брюшину приводит к каскаду реакций, которые могут вызвать восстановление брюшины при сбалансированности процессов заживления или образование спаек при нарушении.

Перитонеальная поверхность представляет собой серозную мембрану, которая выстлана мезотелиальными клетками. Клетки слабо связаны с базальной мембраной, под которой лежит экстрацеллюлярный матрикс. Экстрацеллюлярный матрикс содержит множество компонентов, необходимых для заживления, в том числе коллаген, фибронектин, гликопротеины, фибробласты, макрофаги [54,55].

В ответ на повреждение развивается воспалительная реакция, которая

характеризуется повышенной проницаемостью сосудов, увеличением количества воспалительных клеток в месте повреждения, высвобождением медиаторов воспаления этими клетками и увеличением оборота белков экстрацеллюлярного матрикса. Активация тучных клеток стромы высвобождает гистамин и кинины, которые повышают проницаемость сосудов, что приводит к экссудации жидкости с высоким содержанием белка, который образует временную матрицу, содержащую фибрин, гистамин, моноциты, клетки плазмы, полиморфноядерные клетки, макрофаги, мезотелиальные клетки [54,56]. Эта жидкость коагулирует в течение 3 ч, образует волокнистые тяжи между поврежденными поверхностями и сохраняет их контакт [56].

Локальное повреждение сосудов приводит к нарушению монослоя клеток эндотелия и высвобождению фактора фон Виллебранда, а также тканевого фактора, которые присутствуют в стенках сосудов. Фактор фон Виллебранда связывается с тромбоцитами и поддерживает взаимодействие между ними, что приводит к их слипанию и образованию тромба. Прикрепленные тромбоциты подвергаются активации и выделяют вещества, которые способствуют дальнейшему образованию тромбина [57]. Тромбин вызывает образование фибрина из фибриногена внутри сосудов, но при экссудации этот процесс происходит внутрибрюшинно. Образование отложений фибрина на травмированной области создает матрицу для миграции воспалительных клеток и последующего восстановления слоя мезотелия или образования спаек.

Лейкоциты мигрируют в место повреждения. Нейтрофилы запускают каскад цитокинов. Экспериментально доказано, что многие из цитокинов, обнаруженных в перитонеальной жидкости после травмы, играют важную роль в последующем образовании спаек [58-60].

Другие клеточные популяции также играют определенную роль в воспалительной фазе восстановления. Перитонеальные макрофаги вызывают иммунные реакции, лежащие в основе образования спаек. Макрофаги появляются на поврежденных участках в течение 24 ч, адгезируются на месте повреждения, и сохраняются даже после полного восстановления мезотелиального слоя [61]. В

ответ на повреждение, макрофаги повышают фагоцитарную, секреторную активность; они также привлекают новые мезотелиальные клетки и фибробласты [54]. Макрофаги высвобождают хемокин (С-С мотив) лиганд 1 и его

рецептор хемокин (С-С мотив) рецептор 8 (CCR8) в ответ на повреждение. Экспериментально установлено, что уменьшение взаимодействия CCL1-CCR8 снижает перитонеальную миграцию макрофагов и спайкообразование [62].

Тучные клетки дегранулируются на участках восстановления, высвобождая фактор роста эндотелия сосудов и другие ангиогенные и вазоактивные молекулы, которые играют определенную роль в спайкообразовании [63]. Стабилизация тучных клеток для предотвращения дегрануляции уменьшает образование спаек на модели истирания слепой кишки экспериментальных животных [64].

Эозинофилы также присутствуют в областях образования спаек. Хотя их роль не ясна, наличие эозинофилов связано с меньшей пролиферацией фибробластов, возможно, за счет их антигистаминной активности.

Фибринолиз - разрушение фибрина - имеет большое значение для восстановления повреждений без образования спаек. Нормальный фибринолиз тормозит развитие спаек в течение 72 ч. Если волокнистые тяжи сохраняются в течение периода перитонеального восстановления (обычно 3-5 дней), то фибробласты мигрируют в фибринозную массу. Фибробласты, расположенные во внеклеточном матриксе, а также коллаген и фибронектин образуют каркас для слоя мезотелиальных клеток, что приводит к реэпителизации и образованию спаек [65].

Таким образом, плотное прилегание поврежденных серозных поверхностей и нарушение баланса между образованием фибринозных отложений и фибринолизом являются ключевыми факторами в образовании спаек [66].

1.2.2. Барьерные материалы и специальные требования, предъявляемые к биоматериалам для предотвращения спайкообразования

Существует широкое разнообразие методов предотвращения спайкообразования, которые нацелены на различные патофизиологические

аспекты. Они классифицируются по цели воздействия:

1) уменьшение первоначальной травмы брюшины за счет надлежащей хирургической техники [54];

2) снижение воспалительной реакции в зоне операции [67-75];

3) предотвращение коагуляции серозного экссудата [76,77];

4) ингибирование пролиферации фибробластов [78,79];

5) применение фармацевтических средств, воздействующих на баланс образования и разрушения фибрина [80-85];

6) механическое отделение друг от друга поврежденных поверхностей с помощью барьерных материалов [52,65].

В настоящее время при проведении хирургических вмешательств соблюдаются нормы, предусмотренные надлежащей хирургической техникой, но этого недостаточно для предотвращения спайкообразования, что подтверждается высокой частотой рецидивов спаек [54], поэтому необходимо, наряду с надлежащей хирургической техникой, использовать безопасные и эффективные противоспаечные материалы, разработанные на основании вышеперечисленных методов.

Похожие диссертационные работы по специальности «Биотехнология (в том числе бионанотехнологии)», 03.01.06 шифр ВАК

Список литературы диссертационного исследования кандидат наук Коновалова, Мария Владимировна, 2017 год

СПИСОК ЛИТЕРАТУРЫ

1. Trew G. Postoperative adhesions and their prevention // Rev. Gynaecol. Perinat. Pract. 2006. Vol. 6. P. 47-56.

2. Мазитова М.И. Место противоспаечных барьеров в оперативной гинекологии // Казанский медицинский журнал. 2007. Т. 88, № 2. С. 184-186.

3. Bolnick A., Bolnick J., Diamond M.P. Postoperative adhesions as a consequence of pelvic surgery // J. Minim. Invasive Gynecol. Elsevier Ltd, 2015. Vol. 22, № 4. P. 549-563.

4. Diamond M.P., El-Mowafi D.M. Pelvic adhesions // Surg. Technol. Int. 1998. Vol. 7. P. 273-283.

5. Wiseman D.M., Gottlick-Iarkowski L., Kamp L. Effect of different barriers of oxidized regenerated cellulose (ORC) on cecal and sidewall adhesions in the presence and absence of bleeding // J. Invest. Surg. 2001. Vol. 12, № 3. P. 141146.

6. Cheung J.P.Y. et al. Adjuvant therapy for the reduction of postoperative intraabdominal adhesion formation // Asian J. Surg. Asian Surgical Association, 2009. Vol. 32, № 3. P. 180-186.

7. Lih E. et al. Polymers for cell/tissue anti-adhesion // Prog. Polym. Sci. 2015. Vol. 44. P. 28-61.

8. Mati-Baouche N. et al. Chitosan as an adhesive // Eur. Polym. J. Elsevier Ltd, 2014. Vol. 60. P. 198-212.

9. Sriamornsak P., Wattanakorn N., Takeuchi H. Study on the mucoadhesion mechanism of pectin by atomic force microscopy and mucin-particle method // Carbohydr. Polym. Elsevier Ltd, 2010. Vol. 79, № 1. P. 54-59.

10. Xing R. et al. Relevance of molecular weight of chitosan and its derivatives and their antioxidant activities in vitro // Bioorg. Med. Chem. 2005. Vol. 13, № 5. P. 1573-1577.

11. Popov S. V. et al. Pectic polysaccharides of the fresh plum prunus domestica l.

Isolated with a simulated gastric fluid and their anti-inflammatory and antioxidant activities // Food Chem. Elsevier Ltd, 2014. Vol. 143. P. 106-113.

12. Ahmed S., Ahmad M., Ikram S. Chitosan: A Natural Antimicrobial Agent - A Review // Int. Peer Rev. J. 2014. Vol. 3, № 2. P. 493-503.

13. Huang X. et al. Using absorbable chitosan hemostatic sponges as a promising surgical dressing // Int. J. Biol. Macromol. Elsevier B.V., 2015. Vol. 75. P. 322329.

14. Штильман М.И. Полимеры медико-биологического назначения. Москва: ИКЦ "Академ-книга," 2006. 400 с.

15. Vert M. et al. Terminology for biorelated polymers and applications (IUPAC Recommendations 2012) // Pure Appl. Chem. 2012. Vol. 84, № 2. P. 377-410.

16. Хенч Л., Джоунс Д. Биоматериалы, искусственные органы и инжиниринг тканей. Монография. Москва: Техносфера, 2007. 304 с.

17. Gilbert Triplett R., Budinskaya O. New Frontiers in Biomaterials // Oral Maxillofac. Surg. Clin. North Am. 2017. Vol. 29, № 1. P. 105-115.

18. Bhat S., Kumar A. Biomaterials and bioengineering tomorrow ' s healthcare // Landes Biosci. 2013. Vol. 3, № September. P. 1-12.

19. Hench L.L. Third-Generation Biomedical Materials // Science. 2002. Vol. 295, № 5557. P. 1014-1017.

20. Davis J. Handbook of Materials for Medical Devices // ASM Int. 2003. P. 205216.

21. Хлусов И.А. Вопросы клеточных технологий и биоинженерии тканей (обзор) // J. Sib. Fed. Univ. 2008. Т. 3, № 2008 1. С. 269-294.

22. Song Z. et al. Prevention of postoperative tendon adhesion by biodegradable electrospun membrane of poly(lactide-co-glycolide) // Chinese J. Polym. Sci. 2015. Vol. 33, № 4. P. 587-596.

23. Zakhary K.E., Thakker J.S. Emerging Biomaterials in Trauma // Oral Maxillofac. Surg. Clin. North Am. Elsevier Inc, 2017. Vol. 29, № 1. P. 51-62.

24. Ramakrishna S. et al. Biomedical applications of polymer-composite materials: A review // Compos. Sci. Technol. 2001. Vol. 61, № 9. P. 1189-1224.

25. Васин С.Л. и др. Биосовместимость / под ред. Севастьянова В.И. Москва: ИЦ ВНИИгеосистем, 1999. 386 с.

26. Карлов А.В., Шахов В.П. Системы внешней фиксации и регуляторные механизмы оптимальной биомеханики. Томск: СТТ, 2001. 477 с.

27. Rykke M. Dental materials for posterior restorations // Endod. Dent. Traumatol. 1992. Vol. 8, № 4. P. 139-148.

28. Osborn J.F., Newesely H. The material science of calcium phosphate ceramics // Biomaterials. 1980. Vol. 1, № 2. P. 108-111.

29. Patel R. et al. Bioinert membranes prepared from amphiphilic poly(vinyl chloride)-g-poly(oxyethylene methacrylate) graft copolymers // Mater. Sci. Eng. C. Elsevier B.V., 2013. Vol. 33, № 3. P. 1662-1670.

30. Aminian A. et al. Enhanced cell adhesion on bioinert ceramics mediated by the osteogenic cell membrane enzyme alkaline phosphatase // Mater. Sci. Eng. C. Elsevier B.V., 2016. Vol. 69. P. 184-194.

31. Yu Z. et al. Osseointegration of nanohydroxyapatite- or nano- calcium silicate-incorporated polyetheretherketone bioactive composites in vivo // Int. J. Nanomedicine. 2016. P. 6023-6033.

32. Goudouri O.-M. et al. An experimental bioactive dental ceramic for metal-ceramic restorations: Textural characteristics and investigation of the mechanical properties // J. Mech. Behav. Biomed. Mater. Elsevier, 2017. Vol. 66. P. 95-103.

33. Van Hove R.P. et al. Titanium-Nitride Coating of Orthopaedic Implants: A Review of the Literature // Biomed Res. Int. Hindawi Publishing Corporation,

2015. Vol. 2015. P.1-9.

34. Raina D.B. et al. Muscle as an osteoinductive niche for local bone formation with the use of a biphasic calcium sulphate/hydroxyapatite biomaterial // Bone Jt. Res.

2016. Vol. 5, № 10. P. 500-511.

35. Muzzarelli R.A.A. et al. Genipin-crosslinked chitosan gels and scaffolds for tissue engineering and regeneration of cartilage and bone // Mar. Drugs. 2015. Vol. 13, № 12. P. 7314-7338.

36. Hasan A. et al. Micro and nanotechnologies in heart valve tissue engineering //

Biomaterials. Elsevier Ltd, 2016. Vol. 103. P. 278-292.

37. Zhao X. et al. 3D patterned substrates for bioartificial blood vessels - The effect of hydrogels on aligned cells on a biomaterial surface // Acta Biomater. Acta Materialia Inc., 2015. Vol. 26. P. 159-168.

38. Salimi Bani M. et al. A new model for the artificial aorta blood vessels using double-sided radial functionally graded biomaterials // Med. Biol. Eng. Comput. Springer Berlin Heidelberg, 2016.

39. Steinert R.F. et al. Range of refractive independence and mechanism of action of a corneal shape-changing hydrogel inlay: Results and theory // J. Cataract Refract. Surg. 2015. Vol. 41, № 8. P. 1568-1579.

40. Zhang D. et al. Electrospun SF/PLCL nanofibrous membrane: a potential scaffold for retinal progenitor cell proliferation and differentiation // Sci. Rep. 2015. Vol. 5. P. 14326.

41. Anaya-Alaminos R. et al. Antimicrobial biomaterials and their potential application in ophthalmology // J. Appl. Biomater. Funct. Mater. 2015. Vol. 13, № 4. P. e346-50.

42. Montazerian M., Zanotto E.D. Bioactive and inert dental glass-ceramics // J. Biomed. Mater. Res. A. 2016. Vol. 1. P. 1-21.

43. Chaudhari A. et al. Future Prospects for Scaffolding Methods and Biomaterials in Skin Tissue Engineering: A Review // Int. J. Mol. Sci. 2016. Vol. 17, № 12. P. 1974.

44. Seitz J.M. et al. Recent Advances in Biodegradable Metals for Medical Sutures: A Critical Review // Adv. Healthc. Mater. 2015. Vol. 4, № 13. P. 1915-1936.

45. Vedakumari W.S. et al. Quercetin impregnated chitosan-fibrin composite scaffolds as potential wound dressing materials - Fabrication, characterization and in vivo analysis // Eur. J. Pharm. Sci. Elsevier B.V., 2017. Vol. 97. P. 106-112.

46. Cardoso M.J., Costa R.R., Mano J.F. Marine origin polysaccharides in drug delivery systems // Mar. Drugs. 2016. Vol. 14, № 2. P. 1-27.

47. Liu D. et al. The smart drug delivery system and its clinical potential // Theranostics. 2016. Vol. 6, № 9. P. 1306-1323.

48. Yeo Y., Kohane D.S. Polymers in the prevention of peritoneal adhesions // Eur. J. Pharm. Biopharm. 2008. Vol. 68, № 1. P. 57-66.

49. Хворостов Е.Д., Томин М.С., Захарченко Ю.Б. Этиология, патогенез и профилактика образования внутрибрюшных спаек. Харьков: Харьковский национальный университет имени В.Н. Каразина, 2012. 31 с.

50. Ward B.C., Panitch A. Abdominal adhesions: Current and novel therapies // J. Surg. Res. Elsevier Ltd, 2011. Vol. 165, № 1. P. 91-111.

51. Беженарь В.Ф., Цыпурдеева А.А., Байлюк Е.Н. Спаечная болезнь органов малого таза у гинекологических больных: от патогенеза к профилактике // Онкогинекология. 2014. № 4. С. 68-74.

52. Kamel R.M. Prevention of postoperative peritoneal adhesions // Eur. J. Obstet. Gynecol. Reprod. Biol. Elsevier Ireland Ltd, 2010. Vol. 150, № 2. P. 111-118.

53. Ляхова А.В. Пути профилактики послеоперационного спайкообразования брюшной полости // Вестник экспериментальной и клинической хирургии. 2010. Т. 3, № 1. С. 72-81.

54. Saed G.M., Diamond M.P. Molecular characterization of postoperative adhesions: the adhesion phenotype // J. Am. Assoc. Gynecol. Laparosc. 2004. Vol. 11, № 3. P. 307-314.

55. Alpay Z., Saed G.M., Diamond M.P. Female infertility and free radicals: potential role in adhesions and endometriosis // J. Soc. Gynecol. Investig. 2006. Vol. 13, № 6. P. 390-398.

56. Rout U.K., Saed G.M., Diamond M.P. Transforming growth factor-beta1 modulates expression of adhesion and cytoskeletal proteins in human peritoneal fibroblasts // Fertil. Steril. 2002. Vol. 78, № 1. P. 154-161.

57. Mutsaers S.E. The mesothelial cell // Int. J. Biochem. Cell Biol. 2004. Vol. 36, № 1. P. 9-16.

58. Shakunaga T. et al. Expression of connective tissue growth factor in cartilaginous tumors // Cancer. 2000. Vol. 89, № 7. P. 1466-1473.

59. Wiseman D. et al. The effect of tranexamic acid in fibrin sealant on adhesion formation in the rat // J. Biomed. Mater. Res. Part B Appl. Biomater. 2004. Vol.

68, № 2. P. 222-230.

60. Holschneider C.H. et al. Endogenous versus exogenous IL-10 in postoperative intraperitoneal adhesion formation in a murine model // J. Surg. Res. 1997. Vol. 70, № 2. P. 138-143.

61. Haney A.F. Identification of macrophages at the site of peritoneal injury: Evidence supporting a direct role for peritoneal macrophages in healing injured peritoneum // Fertil. Steril. 2000. Vol. 73, № 5. P. 988-995.

62. Hoshino A. et al. Inhibition of CCL1-CCR8 interaction prevents aggregation of macrophages and development of peritoneal adhesions // J. Immunol. 2007. Vol. 178, № 8. P. 5296-5304.

63. Cahill R.A., Redmond H.P. Cytokine orchestration in post-operative peritoneal adhesion formation // World J. Gastroenterol. 2008. Vol. 14, № 31. P. 4861-4866.

64. Langer, J C; Liebman, S M; Monk, P K Pelletier G.J. Mast Cell Mediators and Peritoneal Aadhesion Formation in the rat // J. Surg. Res. 1995. Vol. 59. P. 344348.

65. Braun K.M., Diamond M.P. The biology of adhesion formation in the peritoneal cavity // Semin. Pediatr. Surg. 2014. Vol. 23, № 6. P. 336-343.

66. Schnriger B. et al. Prevention of postoperative peritoneal adhesions: A review of the literature // Am. J. Surg. Elsevier Inc., 2011. Vol. 201, № 1. P. 111-121.

67. Kucukozkan T. et al. Prevention of adhesions by sodium chromoglycate, dexamethasone, saline and aprotinin after pelvic surgery // ANZ J. Surg. 2004. Vol. 74, № 12. P. 1111-1115.

68. Beauchamp P.J., Quigley M.M., Held B. Evaluation of progestogens for postoperative adhesion prevention // Fertil. Steril. 1984. Vol. 42, № 4. P. 538-542.

69. Avsar F.M. et al. Effects of diphenhydramine HCl and methylprednisolone in the prevention of abdominal adhesions // Am. J. Surg. 2001. Vol. 181, № 6. P. 512515.

70. Guvenal T. et al. Prevention of postoperative adhesion formation in rat uterine horn model by nimesulide: a selective COX-2 inhibitor // Hum. Reprod. 2001. Vol. 16, № 8. P. 1732-1735.

71. Caglayan E.K. et al. Preventing intraperitoneal adhesions with ethyl pyruvate and hyaluronic acid/carboxymethylcellulose: a comparative study in an experimental model // Eur. J. Obstet. Gynecol. Reprod. Biol. 2014. Vol. 181. P. 1-5.

72. Zhang H. et al. Evaluation of breviscapine on prevention of experimentally induced abdominal adhesions in rats // Am. J. Surg. 2016. Vol. 211, № 6. P. 1143-1152.

73. Zhang H. et al. Evaluation of ligustrazine on the prevention of experimentally induced abdominal adhesions in rats // Int. J. Surg. 2015. Vol. 21. P. 115-121.

74. Li L. et al. Release of celecoxib from a bi-layer biomimetic tendon sheath to prevent tissue adhesion // Mater. Sci. Eng. C. 2016. Vol. 61. P. 220-226.

75. Lucas P. a et al. Formation of abdominal adhesions is inhibited by antibodies to transforming growth factor-betal // J. Surg. Res. 1996. Vol. 65, № 2. P. 135-138.

76. Arikan S. et al. An evaluation of low molecular weight heparin and hyperbaric oxygen treatment in the prevention of intra-abdominal adhesions and wound healing // Am. J. Surg. 2005. Vol. 189, № 2. P. 155-160.

77. Tayyar M., Turan R., Ayata D. The use of amniotic membrane plus heparin to prevent postoperative adhesions in the rabbit // Tokai J. Exp. Clin. Med. 1993. Vol. 18. P. 57-60.

78. Liu Y. et al. Crosslinked hyaluronan hydrogels containing mitomycin C reduce postoperative abdominal adhesions // Fertil. Steril. 2005. Vol. 83, № SUPPL 1. P. 1275-1283.

79. Cubukfu A. et al. An experimental study evaluating the effect of Mitomycin C on the prevention of postoperative intraabdominal adhesions // J. Surg. Res. 2001. Vol. 96, № 2. P. 163-166.

80. Peyton C.C. et al. Halofuginone infused keratin hydrogel attenuates adhesions in a rodent cecal abrasion model // J. Surg. Res. 2012. Vol. 178, № 2. P. 545-552.

81. Cassidy M.R. et al. Histone deacetylase inhibitors decrease intra-abdominal adhesions with one intraoperative dose by reducing peritoneal fibrin deposition pathways // Surgery. 2014. Vol. 155, № 2. P. 234-244.

82. Yeo Y. et al. Peritoneal adhesion prevention with an in situ cross-linkable

hyaluronan gel containing tissue-type plasminogen activator in a rabbit repeated-injury model // Biomaterials. 2007. Vol. 28, № 25. P. 3704-3713.

83. Arslan E. et al. Comparison of lovastatin and hyaluronic acid/carboxymethyl cellulose on experimental created peritoneal adhesion model in rats // Int. J. Surg. 2014. Vol. 12, № 2. P. 120-124.

84. Sahbaz A. et al. Bromelain: A natural proteolytic for intra-abdominal adhesion prevention // Int. J. Surg. 2015. Vol. 14. P. 7-11.

85. Cassidy M.R. et al. Combined intraoperative administration of a histone deacetylase inhibitor and a neurokinin-1 receptor antagonist synergistically reduces intra-abdominal adhesion formation in a rat model // Surgery. 2015. Vol. 157, № 3. P. 581-589.

86. Суковатых Б.С. и др. Современные технологии профилактики послеоперационного спайкообразования // Вестник Хирургии. 2014. Т. 173, № 5. С. 98-104.

87. Wiseman D.M. Adhesion Prevention: Past the Future // Perit. Surg. New York, NY: Springer New York, 2000. P. 401-417.

88. Grainger D.A. et al. The use of hyaluronic acid polymers to reduce postoperative adhesions // J. Gynecol. Surg. 1991. Vol. 7, № 2. P. 97-101.

89. Stark H.H. et al. The use of paratenon, polyethylene film, or silastic sheeting to prevent restricting adhesions to tendons in the hand // J. Bone Jt. Surg. 1977. Vol. 59, № 7. P. 908-913.

90. Al-Jaroudi D., Tulandi T. Adhesion prevention in gynecologic surgery // Obstet. Gynecol. Surv. 2004. Vol. 59, № 5. P. 360-367.

91. Oh S.H., Lee J.H. Hydrophilization of synthetic biodegradable polymer scaffolds for improved cell/tissue compatibility // Biomed. Mater. 2013. Vol. 8, № 1. P. 116.

92. A.Gunatillake P., Adhikari R. Biodegradable synthetic polymers for tissue engineering // Eur. Cells Mater. 2003. Vol. 5. P. 1-16.

93. Fukuhira Y. et al. Prevention of postoperative adhesions by a novel honeycomb-patterned poly(lactide) film in a rat experimental model // J. Biomed. Mater. Res. -

Part B Appl. Biomater. 2008. Vol. 86, № 2. P. 353-359.

94. Rajab T.K. et al. Adhesion prophylaxis using a copolymer with rationally designed material properties // Surgery. Mosby, Inc., 2009. Vol. 145, № 2. P. 196201.

95. Oakes P.W. et al. Neutrophil morphology and migration are affected by substrate elasticity // Blood. 2009. Vol. 114, № 7. P. 1387-1395.

96. Kane R.J. et al. Hydroxyapatite reinforced collagen scaffolds with improved architecture and mechanical properties // Acta Biomater. Acta Materialia Inc.,

2015. Vol. 17. P. 16-25.

97. Anderson J.M., Rodriguez A., Chang D.T. Foreign body reaction to biomaterials // Semin. Immunol. 2008. Vol. 20, № 2. P. 86-100.

98. Sanak M., Jakiela B., W<?grzyn W. Assessment of hemocompatibility of materials with arterial blood flow by platelet functional tests // Bull. Polish Acad. Sci. Tech. Sci. 2010. Vol. 58, № 2. P. 317-322.

99. Nilsson B. et al. The role of complement in biomaterial-induced inflammation // Mol. Immunol. 2007. Vol. 44. P. 82-94.

100. Anderson J.M. Biological Responses To Materials // Annu. Rev. Mater. Res. 2001. Vol. 31. P. 81-110.

101. Anderson J.M. Exploiting the inflammatory response on biomaterials research and development // J. Mater. Sci. Mater. Med. 2015. Vol. 26, № 3. P. 120-121.

102. Trindade R. et al. Foreign Body Reaction to Biomaterials: On Mechanisms for Buildup and Breakdown of Osseointegration // Clin. Implant Dent. Relat. Res.

2016. Vol. 18, № 1. P. 192-203.

103. Damanik F.F.R. et al. Towards an in vitro model mimicking the foreign body response: tailoring the surface properties of biomaterials to modulate extracellular matrix // Sci. Rep. 2014. Vol. 4:6325. P. 1-11.

104. Moore L.B. et al. Loss of monocyte chemoattractant protein-1 alters macrophage polarization and reduces NFkB activation in the foreign body response // Acta Biomater. 2015. Vol. 11. P. 37-47.

105. Sussman E.M. et al. Porous implants modulate healing and induce shifts in local

macrophage polarization in the foreign body reaction // Ann. Biomed. Eng. 2014. Vol. 42, № 7. P. 1508-1516.

106. Brown B.N. et al. Macrophage phenotype as a predictor of constructive remodeling following the implantation of biologically derived surgical mesh materials // Acta Biomater. 2012. Vol. 8, № 3. P. 978-987.

107. Barrioni B.R. et al. Synthesis and characterization of biodegradable polyurethane films based on HDI with hydrolyzable crosslinked bonds and a homogeneous structure for biomedical applications // Mater. Sci. Eng. C. 2015. Vol. 52. P. 2230.

108. Lönnroth E.-C. Toxicity of Medical Glove Materials: A Pilot Study // Int. J. Occup. Saf. Ergon. 2005. Vol. 11, № 2. P. 131-139.

109. Li L. et al. Biodegradable and injectable in situ cross-linking chitosan-hyaluronic acid based hydrogels for postoperative adhesion prevention // Biomaterials. 2014. Vol. 35, № 12. P. 3903-3917.

110. Löfgren C., Hermansson A.-M. Synergistic rheological behaviour of mixed HM/LM pectin gels // Food Hydrocoll. 2007. Vol. 21, № 3. P. 480-486.

111. Kastner H., Einhorn-Stoll U., Senge B. Structure formation in sugar containing pectin gels - Influence of Ca2+ on the gelation of low-methoxylated pectin at acidic pH // Food Hydrocoll. 2012. Vol. 27, № 1. P. 42-49.

112. Chen M. et al. Biocompatible anionic polyelectrolyte for improved liposome based gene transfection // Int. J. Pharm. Elsevier B.V., 2015. Vol. 490. P. 173179.

113. Takei T. et al. In situ gellable sugar beet pectin via enzyme-catalyzed coupling reaction of feruloyl groups for biomedical applications // J. Biosci. Bioeng. The Society for Biotechnology, Japan, 2011. Vol. 112, № 5. P. 491-494.

114. Munarin F., Tanzi M.C., Petrini P. Advances in biomedical applications of pectin gels // Int. J. Biol. Macromol. Elsevier B.V., 2012. Vol. 51, № 4. P. 681-689.

115. Sriamornsak P. et al. Mucoadhesion of pectin as evidence by wettability and chain interpenetration // Carbohydr. Polym. 2008. Vol. 74, № 3. P. 458-467.

116. Thirawong N. et al. Mucoadhesive properties of various pectins on gastrointestinal

mucosa: An in vitro evaluation using texture analyzer // Eur. J. Pharm. Biopharm. 2007. Vol. 67, № 1. P. 132-140.

117. Hagesaether E., Bye R., Sande S.A. Ex vivo mucoadhesion of different zinc-pectinate hydrogel beads // Int. J. Pharm. 2008. Vol. 347. P. 9-15.

118. Thirawong N. et al. Mucoadhesive properties of various pectins on gastrointestinal mucosa: an in vitro evaluation using texture analyzer // Eur. J. Pharm. Biopharm. 2007. Vol. 67, № 1. P. 132-140.

119. Pristov J.B., Mitrovic A., Spasojevic I. A comparative study of antioxidative activities of cell-wall polysaccharides // Carbohydr. Res. 2011. Vol. 346, № 14. P. 2255-2259.

120. Ogutu F.O., Mu T.-H. Ultrasonic degradation of sweet potato pectin and its antioxidant activity // Ultrason. Sonochem. Elsevier B.V., 2016. P. 1-9.

121. Li T. et al. Antioxidant activity of penta-oligogalacturonide, isolated from haw pectin, suppresses triglyceride synthesis in mice fed with a high-fat diet // Food Chem. Elsevier Ltd, 2014. Vol. 145. P. 335-341.

122. Popov S. V, Ovodov Y.S. Polypotency of the immunomodulatory effect of pectins // Biochem. Biokhimiia. 2013. Vol. 78, № 7. P. 823-835.

123. Popov S. V et al. Characterisation of the oral adjuvant effect of lemnan, a pectic polysaccharide of Lemna minor L. // Vaccine. 2006. Vol. 24, № 26. P. 5413-5419.

124. Popov S. V. et al. Anti-inflammatory activity of low and high methoxylated citrus pectins // Biomed. Prev. Nutr. Elsevier Masson SAS, 2013. Vol. 3, № 1. P. 59-63.

125. Дурнев Е.А. и др. Способ получения геля на основе пектина из надземной части кипрея узколистного // Патент РФ № 2 510 275, 2014, Бюл.№9.

126. Шевчук В.Ю. и др. Влияние 5%-ного геля свекловичного пектина на патогенную микрофлору // Кубанский научный медицинский вестник. 2013. № 1 (136). С. 195-197.

127. Aranaz I. et al. Functional Characterization of Chitin and Chitosan // Curr. Chem. Biol. 2009. Vol. 3. P. 203-230.

128. Ilyina A.V., Varlamov V.P. Effect of physicochemical parameters on the formation of chitosan-based gels // Appl. Biochem. Microbiol. 2004. Vol. 40, №

6. P. 599-602.

129. Lim S.-H., Hudson S.M. Synthesis and antimicrobial activity of a water-soluble chitosan derivative with a fiber-reactive group // Carbohydr. Res. 2004. Vol. 339, № 2. P. 313-319.

130. Kean T., Thanou M. Biodegradation, biodistribution and toxicity of chitosan // Adv. Drug Deliv. Rev. 2010. Vol. 62, № 1. P. 3-11.

131. Lih E. et al. Rapidly curable chitosan-PEG hydrogels as tissue adhesives for hemostasis and wound healing // Acta Biomater. Acta Materialia Inc., 2012. Vol. 8, № 9. P. 3261-3269.

132. Peppas N.A., Sahlin J.J. Hydrogels as mucoadhesive and bioadhesive materials: A review // Biomaterials. 1996. Vol. 17, № 16. P. 1553-1561.

133. Malette W.G., Quigley Jr. H.J. Method of achieving hemostasis // pat. USA №4394373A, 1983.

134. Klokkevold P.R. et al. Effect of chitosan on lingual hemostasis in rabbits with platelet dysfunction induced by epoprostenol // J. Oral Maxillofac. Surg. 1992. Vol. 50, № 1. P. 41-45.

135. Klokkevold P.R. et al. The effect of chitosan (poly-n-acetyl glucosamine) on lingual hemostasis in heparinized rabbits // J. Oral Maxillofac. Surg. 1999. Vol. 57, № 1. P. 49-52.

136. Chou T.C. et al. Chitosan enhances platelet adhesion and aggregation // Biochem. Biophys. Res. Commun. 2003. Vol. 302, № 3. P. 480-483.

137. Younes I. et al. Influence of acetylation degree and molecular weight of homogeneous chitosans on antibacterial and antifungal activities // Int. J. Food Microbiol. Elsevier B.V., 2014. Vol. 185. P. 57-63.

138. Liu N. et al. Effect of MW and concentration of chitosan on antibacterial activity of Escherichia coli // Carbohydr. Polym. 2006. Vol. 64, № 1. P. 60-65.

139. Fei Liu X. et al. Antibacterial action of chitosan and carboxymethylated chitosan // J. Appl. Polym. Sci. 2001. Vol. 79, № 7. P. 1324-1335.

140. Shanmugam A. et al. Anticoagulant and antioxidant activity of sulfated chitosan from the shell of donacid clam Donax scortum (Linnaeus, 1758) // Int. J. Pharm.

Pharm. Sci. 2012. Vol. 4, № 2. P. 460-465.

141. Upadhyaya L. et al. Biomedical applications of carboxymethyl chitosans // Carbohydr. Polym. Elsevier Ltd., 2013. Vol. 91, № 1. P. 452-466.

142. Munarin F. et al. Structural properties of polysaccharide-based microcapsules for soft tissue regeneration // J. Mater. Sci. Mater. Med. 2010. Vol. 21, № 1. P. 365375.

143. Kokkonen H.E. et al. Effect of modified pectin molecules on the growth of bone cells // Biomacromolecules. 2007. Vol. 8, № 2. P. 509-515.

144. Munarin F. et al. Biofunctional chemically modified pectin for cell delivery // Soft Matter. 2012. Vol. 8. P. 4731.

145. Dashora A., Jain C.P. Development and characterization of pectin- prednisolone microspheres for colon targeted delivery // Int. J. ChemTech Res. 2009. Vol. 1, № 3. P. 751-757.

146. Tummalapalli M. et al. Composite wound dressings of pectin and gelatin with aloe vera and curcumin as bioactive agents // Int. J. Biol. Macromol. Elsevier B.V., 2016. Vol. 82. P. 104-113.

147. Ninan N. et al. Pectin/carboxymethyl cellulose/microfibrillated cellulose composite scaffolds for tissue engineering // Carbohydr. Polym. Elsevier Ltd., 2013. Vol. 98, № 1. P. 877-885.

148. Liu L., Fishman M.L., Hicks K.B. Pectin in controlled drug delivery - a review // Cellulose. 2006. Vol. 14, № 1. P. 15-24.

149. Sriamornsak P. Application of pectin in oral drug delivery // Expert Opin. Drug Deliv. 2011. Vol. 8, № 8. P. 1009-1023.

150. Round A.N. et al. A new view of pectin structure revealed by acid hydrolysis and atomic force microscopy // Carbohydr. Res. Elsevier Ltd, 2010. Vol. 345, № 4. P. 487-497.

151. Taylor D. et al. Fentanyl pectin nasal spray in breakthrough cancer pain // J. Support. Oncol. 2010. Vol. 8, № 4. P. 184-190.

152. Paharia A. et al. Eudragit-coated pectin microspheres of 5-fluorouracil for colon targeting // AAPS PharmSciTech. 2007. Vol. 8, № 1. P. 12.

153. Ludwig A. The use of mucoadhesive polymers in ocular drug delivery // Adv. Drug Deliv. Rev. 2005. Vol. 57, № 11. P. 1595-1639.

154. Glinsky V. V., Raz A. Modified citrus pectin anti-metastatic properties: one bullet, multiple targets // Carbohydr. Res. Elsevier Ltd, 2009. Vol. 344, № 14. P. 1788-1791.

155. Munarin F. et al. Mineral phase deposition on pectin microspheres // Mater. Sci. Eng. C. Elsevier B.V., 2010. Vol. 30, № 3. P. 491-496.

156. Coimbra P. et al. Preparation and chemical and biological characterization of a pectin/chitosan polyelectrolyte complex scaffold for possible bone tissue engineering applications // Int. J. Biol. Macromol. Elsevier B.V., 2011. Vol. 48, № 1. P. 112-118.

157. Munarin F. et al. Pectin-based injectable biomaterials for bone tissue engineering // Biomacromolecules. 2011. Vol. 12, № 3. P. 568-577.

158. Сегура-Сенисерос Э.П. и др. Оценка влияния пектин-папаиновых взаимодействий на стабильность фермента, и механические свойства пектиновых пленок из маракуйи, используемых для лечения кожных ран // Вестник московского университета. 2006. Т. 47, № 1. С. 66-72.

159. Popov S. V. et al. Injectable hydrogel from plum pectin as a barrier for prevention of postoperative adhesion // J. Bioact. Compat. Polym. 2016. Vol. 31, № 5. P. 481-497.

160. Peng H.-H. et al. Polygalacturonic acid hydrogel with short-chain hyaluronate cross-linker to prevent postoperative adhesion // J. Bioact. Compat. Polym. 2011. Vol. 26, № 6. P. 552-564.

161. Shukla S.K. et al. Chitosan-based nanomaterials: A state-of-the-art review // Int. J. Biol. Macromol. Elsevier B.V., 2013. P. 1-13.

162. Yang L. et al. Vascularization of repaired limb bone defects using chitosan-beta-tricalcium phosphate composite as a tissue engineering bone scaffold // Mol. Med. Rep. 2015. Vol. 12, № 2. P. 2343-2347.

163. Correia C.O., Leite A.J., Mano J.F. Chitosan/bioactive glass nanoparticles scaffolds with shape memory properties // Carbohydr. Polym. Elsevier Ltd., 2015.

Vol. 123. P. 39-45.

164. Chameettachal S. et al. Directional migration of endothelial cells towards angiogenesis using polymer fibres in a 3D co-culture system // J. Tissue Eng. Regen. Med. 2010. Vol. 4, № 7. P. 524-531.

165. Shapira Y. et al. Comparison of results between chitosan hollow tube and autologous nerve graft in reconstruction of peripheral nerve defect: An experimental study // Microsurgery. 2016. Vol. 36, № 8. P. 664-671.

166. Tanaka N. et al. Chitosan tubes can restore the function of resected phrenic nerves // Interact. Cardiovasc. Thorac. Surg. 2015. Vol. 21, № 1. P. 8-13.

167. Agarwal T. et al. Gelatin/Carboxymethyl chitosan based scaffolds for dermal tissue engineering applications // Int. J. Biol. Macromol. 2016.

168. Kim I.-Y. et al. Chitosan and its derivatives for tissue engineering applications // Biotechnol. Adv. 2008. Vol. 26, № 1. P. 1-21.

169. Albanna M.Z. et al. Improving the mechanical properties of chitosan-based heart valve scaffolds using chitosan fibers // J. Mech. Behav. Biomed. Mater. Elsevier Ltd, 2012. Vol. 5, № 1. P. 171-180.

170. Huaixan L.N. et al. Macroscopic, histochemical, and immunohistochemical comparison of hysterorrhaphy using catgut and chitosan suture wires // J. Biomed. Mater. Res. - Part B Appl. Biomater. 2016. Vol. 104, № 1. P. 50-57.

171. Jabbal-Gill I., Watts P., Smith A. Chitosan-based delivery systems for mucosal vaccines // Expert Opin. Drug Deliv. 2012. Vol. 9, № 9. P. 1051-1067.

172. Amidi M. et al. Chitosan-based delivery systems for protein therapeutics and antigens // Adv. Drug Deliv. Rev. Elsevier B.V., 2010. Vol. 62, № 1. P. 59-82.

173. Bernkop-Schnürch A., Dünnhaupt S. Chitosan-based drug delivery systems // Eur. J. Pharm. Biopharm. 2012. Vol. 81, № 3. P. 463-469.

174. Ahmed S., Ikram S. Chitosan Based Scaffolds and Their Applications in Wound Healing // Achiev. Life Sci. Far Eastern Federal University, 2016. Vol. 10, № 1. P. 27-37.

175. Ueno H. Topical formulations and wound healing applications of chitosan // Adv. Drug Deliv. Rev. 2001. Vol. 52. P. 105-115.

176. Patrulea V. et al. Chitosan as a starting material for wound healing applications // Eur. J. Pharm. Biopharm. Elsevier B.V., 2015. Vol. 97. P. 417-426.

177. Naseri N. et al. Electrospun chitosan-based nanocomposite mats reinforced with chitin nanocrystals for wound dressing // Carbohydr. Polym. Elsevier Ltd., 2014. Vol. 109. P. 7-15.

178. Sezer A.D. et al. Chitosan film containing fucoidan as a wound dressing for dermal burn healing: preparation and in vitro/in vivo evaluation. // AAPS PharmSciTech. 2007. Vol. 8, № 2. P. Article 39.

179. Anjum S. et al. Development of antimicrobial and scar preventive chitosan hydrogel wound dressings // Int. J. Pharm. 2016. Vol. 508, № 1. P. 92-101.

180. Qian Z. et al. Chitosan-alginate sponge: Preparation and application in curcumin delivery for dermal wound healing in rat // J. Biomed. Biotechnol. 2009. Vol. 2009.

181. Chatelet C., Damour O., Domard A. Influence of the degree of acetylation on some biological properties of chitosan films // Biomaterials. 2001. Vol. 22, № 3. P. 261-268.

182. Zhu L., Peng L., Zhang Y. The Processing of Chitosan and Its Derivatives and Their Application for Postoperative Anti-Adhesion // Mini-Rev Med Chem. 2015. Vol. 15, № 4. P. 330-337.

183. Yeo Y. et al. Peritoneal application of chitosan and UV-cross-linkable chitosan // J. Biomed. Mater. Res. Part A. 2006. Vol. 78A, № 4. P. 668-675.

184. Jingcheng W. et al. A Comparative Study of the Preventive Effects of Mitomycin C and Chitosan on Intraarticular Adhesion after Knee Surgery in Rabbits // Cell Biochem. Biophys. 2012. Vol. 62, № 1. P. 101-105.

185. Kennedy R. et al. Prevention of experimental postoperative peritoneal adhesions by N , O-carboxymethyl chitosan // Surgery. 1996. Vol. 120, № 5. P. 866-870.

186. Costain D.J. et al. Prevention of postsurgical adhesions with N,O-carboxymethyl chitosan: Examination of the most efficacious preparation and the effect of N,O-carboxymethyl chitosan on postsurgical healing // Surgery. 1997. Vol. 121, № 3. P. 314-319.

187. Krause T.J. et al. Prevention of Pericardial Adhesions with N,O-Carboxymethylchitosan in the Rabbit Model // J. Investig. Surg. 2001. Vol. 14. P. 93-97.

188. Zhou J. et al. Reduction in postsurgical adhesion formation after cardiac surgery in a rabbit model using N,O-carboxymethyl chitosan to block cell adherence // J. Thorac. Cardiovasc. Surg. 2008. Vol. 135, № 4. P. 777-783.

189. Daroz L.R.D. et al. Prevention of postoperative pericardial adhesions using thermal sterile carboxymethyl chitosan // Soc. Bras. Cir. Cardiovasc. 2008. Vol. 23, № 4. P. 480-487.

190. Lopes J.B. et al. Synergism between keratinocyte growth factor and carboxymethyl chitosan reduces pericardial adhesions // Ann. Thorac. Surg. Elsevier Inc., 2010. Vol. 90, № 2. P. 566-572.

191. Zheng Z. et al. Influence of the carboxymethyl chitosan anti-adhesion solution on the TGF-P1 in a postoperative peritoneal adhesion rat // J. Mater. Sci. Mater. Med. 2013. Vol. 24, № 11. P. 2549-2559.

192. Wang D. et al. Prevention of postoperative peritoneal adhesions by O-carboxymethyl chitosan in a rat cecal abrasion model // Clin. Investig. Med. Médecine Clin. Exp. 2010. Vol. 33, № 4. P. E254-60.

193. Paulo N.M. et al. Use of chitosan membrane associated with polypropylene mesh to prevent peritoneal adhesion in rats // J. Biomed. Mater. Res. - Part B Appl. Biomater. 2009. Vol. 91, № 1. P. 221-227.

194. Washburn S., Jennell J.L., Hodges S.J. Halofuginone- and chitosan-coated amnion membranes demonstrate improved abdominal adhesion prevention // ScientificWorldJournal. 2010. Vol. 10. P. 2362-2366.

195. Zhou X. et al. Preventive effect of gelatinizedly-modified chitosan film on peritoneal adhesion of different types // World J. Gastroenterol. 2007. Vol. 13, № 8. P. 1262-1267.

196. Lauder C.I.W., Strickland A., Maddern G.J. Use of a Modified Chitosan-Dextran Gel to Prevent Peritoneal Adhesions in a Rat Model // J. Surg. Res. Elsevier Inc, 2011. Vol. 171. P. 877-882.

197. Lauder C.I.W., Strickland A., Maddern G.J. Use of a modified chitosan-dextran gel to prevent peritoneal adhesions in a porcine hemicolectomy model // J. Surg. Res. Elsevier Inc, 2012. Vol. 176, № 2. P. 448-454.

198. Pascual G. et al. Behaviour of a new composite mesh for the repair of full-thickness abdominal wall defects in a rabbit model // PLoS One. 2013. Vol. 8, № 11. P. 1-16.

199. Medina J.G., Das S. Sprayable chitosan/starch-based sealant reduces adhesion formation in a sheep model for Chronic sinusitis // Laryngoscope. 2013. Vol. 123, № 1. P. 42-47.

200. Li C. et al. The prevention effect of poly (l-glutamic acid)/chitosan on spinal epidural fibrosis and peridural adhesion in the post-laminectomy rabbit model // Eur. Spine J. 2014. Vol. 23, № 11. P. 2423-2431.

201. Shahram E. et al. Evaluation of chitosan-gelatin films for use as postoperative adhesion barrier in rat cecum model // Int. J. Surg. Elsevier Ltd, 2013. Vol. 11, № 10. P. 1097-1102.

202. Aziz M.A. et al. In vitro biocompatibility and cellular interactions of a chitosan/ dextran-based hydrogel for postsurgical adhesion prevention // J. Biomed. Mater. Res. - Part B Appl. Biomater. 2015. Vol. 103, № 2. P. 332-341.

203. Cabral J.D. et al. Synthesis, physiochemical characterization, and biocompatibility of a chitosan/dextran-based hydrogel for postsurgical adhesion prevention // J. Mater. Sci. Mater. Med. 2014. Vol. 25, № 12. P. 2743-2756.

204. Cabral J.D. et al. Characterization of the in vivo host response to a bi-labeled chitosan-dextran based hydrogel for postsurgical adhesion prevention // J. Biomed. Mater. Res. - Part A. 2015. Vol. 103, № 8. P. 2611-2620.

205. Falabella C. a. et al. Novel Macromolecular Crosslinking Hydrogel to Reduce Intra-Abdominal Adhesions // J. Surg. Res. Elsevier Ltd, 2008. Vol. 7. P. 1-7.

206. Lou W. et al. In vivo evaluation of in situ polysaccharide based hydrogel for prevention of postoperative adhesion // Carbohydr. Polym. Elsevier Ltd., 2012. Vol. 90, № 2. P. 1024-1031.

207. Chen S.-H. et al. Prevention of peritendinous adhesions with electrospun chitosan-

grafted polycaprolactone nanofibrous membranes // Acta Biomater. 2014. Vol. 10, № 12. P. 4971-4982.

208. Lim J.I., Kang M.J., Lee W.-K. Lotus-leaf-like structured chitosan-polyvinyl pyrrolidone films as an anti-adhesion barrier // Appl. Surf. Sci. Elsevier B.V., 2014. Vol. 320. P. 614-619.

209. Оводова Р.Г. и др. Способ получения из растительного сырья полисахаридов, обладающих иммуностимулирующим действием // ПатентРФ №2149642. 2000. Бюл.№15.

210. Злобин А.А. и др. Пектиновые полисахариды рябины обыкновенной Sorbus Aucuparia L. // Химия растительного сырья. 2011. № 1. С. 39-44.

211. Dubois M. et al. Colorimetric method for determination of sugars and related substances // Anal. Chem. 1956. Vol. 28, № 3. P. 350-356.

212. Konovalova M. V et al. Preparation and characterization of cryogels based on pectin and chitosan // Prog. Chem. Appl. Chitin its Deriv. 2016. Vol. XXI. P. 114121.

213. Lim S.-H., Hudson S.M. Synthesis and antimicrobial activity of a water-soluble chitosan derivative with a fiber-reactive group // Carbohydr. Res. 2004. Vol. 339, № 2. P. 313-319.

214. Usov A.I., Bilan M.I., Klochkova N.G. Polysaccharide Composition of Several Calcareous Red Algae: Isolation of Alginate from Corallina pilulifera P. et R. (Rhodophyta, Corallinaceae) // Bot. Mar. 1995. Vol. 38, № 1-6. P. 43-52.

215. Wood P.J., Siddiqui I.R. Determination of methanol and its application to measurement of pectin ester content and pectin methyl esterase activity // Anal. Biochem. Academic Press, 1971. Vol. 39, № 2. P. 418-428.

216. Злобин А.А. и др. Состав и свойства пектиновых полисахаридов шрота шиповника // Химия растительного сырья. 2007. № 4. С. 91-94.

217. Витязев Ф.В., Падерин Н.М., Головченко В.В. Связывание липопротеинов низкой плотности сыворотки крови человека in vitro сульфатированными производными пектина // Биоорганическая химия. 2012. Т. 38, № 3. С. 319323.

218. Lopatin S.A. et al. Fractionation of chitosan by ultrafiltration // J. Anal. Chem. 2009. Vol. 64, № 6. P. 648-651.

219. Wang W. et al. Determination of the Mark-Houwink equation for chitosans with different degrees of deacetylation // Int. J. Biol. Macromol. 1991. Vol. 13, № 5. P. 281-285.

220. Shigemasa Y. et al. An improved IR spectroscopic determination of degree of deacetylation of chitin // Adv. Chitin Sci. / ed. Domard A. et al. Lyon, France: André Publisher, 1996. P. 204-209.

221. Rodrigues S.C. et al. Preparation and characterization of collagen-nanohydroxyapatite biocomposite scaffolds by cryogelation method for bone tissue engineering applications // J. Biomed. Mater. Res. - Part A. 2013. Vol. 101 A, № 4. P. 1080-1094.

222. Wattanakorn N. et al. Pectin-Based Bioadhesive Delivery of Carbenoxolone Sodium for Aphthous Ulcers in Oral Cavity // AAPS PharmSciTech. 2010. Vol. 11, № 2. P. 743-751.

223. Podaralla S., Alt C., Shankar G.N. Formulation Development and Evaluation of Innovative Two-Polymer (SR-2P) Bioadhesive Vaginal Gel // AAPS PharmSciTech. 2014. Vol. 15, № 4. P. 928-938.

224. Elowsson L. et al. Porous protein-based scaffolds prepared through freezing as potential scaffolds for tissue engineering // J. Mater. Sci. Mater. Med. 2012. Vol. 23, № 10. P. 2489-2498.

225. Нормы лабораторных анализов : биохимия крови [Electronic resource]. URL: http://www.ill.ru/cgi-bin/analysis/blad_biochemistry.pl (дата обращения: 18.04.2016).

226. Thankam F.G., Muthu J. Influence of physical and mechanical properties of amphiphilic biosynthetic hydrogels on long-term cell viability // J. Mech. Behav. Biomed. Mater. Elsevier, 2014. Vol. 35. P. 111-122.

227. Sokolov A. et al. Complement activation by candidate biomaterials of an implantable microfabricated medical device // J. Biomed. Mater. Res. - Part B Appl. Biomater. 2011. Vol. 98 B. P. 323-329.

228. Zhang Z. et al. Biodegradable and thermoreversible PCLA-PEG-PCLA hydrogel as a barrier for prevention of post-operative adhesion // Biomaterials. Elsevier Ltd, 2011. Vol. 32, № 21. P. 4725-4736.

229. Yang C. et al. A green fabrication approach of gelatin / CM-chitosan hybrid hydrogel for wound healing // Carbohydr. Polym. Elsevier Ltd., 2010. Vol. 82, № 4. P. 1297-1305.

230. Seo K.H. et al. In Vitro and In Vivo Biocompatibility of y -ray Crosslinked Gelatin-Poly ( vinyl Alcohol ) Hydrogels // Tissue Eng. Regen. Med. 2009. Vol. 6, № 4. P. 414-418.

231. Chang J.-J. et al. Electrospun anti-adhesion barrier made of chitosan alginate for reducing peritoneal adhesions // Carbohydr. Polym. Elsevier Ltd., 2012. Vol. 88, № 4. P. 1304-1312.

232. Wang C. et al. Evaluation of biodegradability of poly (DL-lactic-co-glycolic acid) scaffolds for post-surgical adhesion prevention: In vitro, in rats and in pigs // Polymer (Guildf). 2015. Vol. 61. P. 174-182.

233. McBane J.E. et al. Biodegradation and in vivo biocompatibility of a degradable, polar/hydrophobic/ionic polyurethane for tissue engineering applications // Biomaterials. Elsevier Ltd, 2011. Vol. 32, № 26. P. 6034-6044.

234. Croisier F., Jérôme C. Chitosan-based biomaterials for tissue engineering // Eur. Polym. J. 2013. Vol. 49, № 4. P. 780-792.

235. Lozinsky V.I. Cryotropic gelation of poly(vinyl alcohol) solutions // Russ. Chem. Rev. IOP Publishing, 1998. Vol. 67, № 7. P. 573-586.

236. Martinez Y.N. et al. Immobilized keratinase and enrofloxacin loaded on pectin PVA cryogel patches for antimicrobial treatment // Bioresour. Technol. Elsevier Ltd, 2013. Vol. 145. P. 280-284.

237. Lozinsky V.I. et al. Polymeric cryogels as promising materials of biotechnological interest // Trends Biotechnol. 2003. Vol. 21, № 10. P. 445-451.

238. Jain E., Srivastava A., Kumar A. Macroporous interpenetrating cryogel network of poly(acrylonitrile) and gelatin for biomedical applications // J. Mater. Sci. Mater. Med. 2009. Vol. 20, № S1. P. 173-179.

239. Srivastava A., Kumar A. Thermoresponsive poly(N-vinylcaprolactam) cryogels: Synthesis and its biophysical evaluation for tissue engineering applications // J. Mater. Sci. Mater. Med. 2010. Vol. 21, № 11. P. 2937-2945.

240. Petrov P. et al. Novel electrically conducting 2-hydroxyethylcellulose/polyaniline nanocomposite cryogels: Synthesis and application in tissue engineering // Carbohydr. Polym. Elsevier Ltd., 2016. Vol. 140. P. 349-355.

241. Chang K.H., Liao H.T., Chen J.P. Preparation and characterization of gelatin/hyaluronic acid cryogels for adipose tissue engineering: In vitro and in vivo studies // Acta Biomater. Acta Materialia Inc., 2013. Vol. 9, № 11. P. 90129026.

242. Meenakshi, Ahuja M. Metronidazole loaded carboxymethyl tamarind kernel polysaccharide-polyvinyl alcohol cryogels: Preparation and characterization // Int. J. Biol. Macromol. Elsevier B.V., 2015. Vol. 72. P. 931-938.

243. Dainiak M.B. et al. Gelatin-fibrinogen cryogel dermal matrices for wound repair: Preparation, optimisation and in vitro study // Biomaterials. Elsevier Ltd, 2010. Vol. 31, № 1. P. 67-76.

244. Reichelt S. et al. Biocompatible polysaccharide-based cryogels // Mater. Sci. Eng. C. Elsevier B.V., 2014. Vol. 35, № 1. P. 164-170.

245. Lawrie G. et al. Interactions between Alginate and Chitosan Biopolymers Characterized Using FTIR and XPS // Biomacromolecules. 2007. Vol. 8, № 8. P. 2533-2541.

246. Chatjigakis A.. et al. FT-IR spectroscopic determination of the degree of esterification of cell wall pectins from stored peaches and correlation to textural changes // Carbohydr. Polym. 1998. Vol. 37, № 4. P. 395-408.

247. Smart J.D. The basics and underlying mechanisms of mucoadhesion // Adv. Drug Deliv. Rev. 2005. Vol. 57, № 11. P. 1556-1568.

248. Braccini I., Pérez S. Molecular basis of Ca(2+)-induced gelation in alginates and pectins: the egg-box model revisited // Biomacromolecules. 2001. Vol. 2, № 4. P. 1089-1096.

249. Nordtveit R.J., Várum K.M., Smidsred O. Degradation of partially N-acetylated

chitosans with hen egg white and human lysozyme // Carbohydr. Polym. 1996. Vol. 29, № 2. P. 163-167. 250. ISO 10993-4. Biological evaluation of medical devices—Part 4: Selection of tests for interactions with blood. 2002.

БЛАГОДАРНОСТИ

Выражаю искреннюю благодарность моему научному руководителю к.х.н. Денису Вячеславовичу Куреку и заведующему лабораторией инженерии биополимеров д.х.н., профессору Валерию Петровичу Варламову за предоставленную возможность проведения исследований, за помощь и неоценимую поддержку в работе на всех её этапах. Выражаю огромную признательность заведующему отделом молекулярной иммунологии и биотехнологии, д.б.н., доценту Сергею Владимировичу Попову за неоценимую помощь в планировании и выполнении диссертационного исследования, к.б.н. П.А. Маркову, Г.Ю. Поповой и всем сотрудникам отдела молекулярной иммунологии и биотехнологии Института физиологии Коми научного центра УрО РАН за ценные консультации и всестороннюю помощь и поддержку, к.х.н. А.А. Злобину, к.т.н. Е.А. Мартинсон за предоставление некоторых образцов полисахаридов, к.м.н., доценту К.В. Шумихину за гистологическое исследование образцов тканей, к.б.н. Р.А. Ракитову, Е.А. Дурневу за изучение структуры криогелей методом СЭМ, к.х.н. Лопатину С.А. за определение молекулярно-массовых характеристик хитозана методом ВЭЖХ, к.х.н. А.В. Ильиной за ценные советы и помощь в работе, к.х.н. А.А. Зубаревой, к.б.н. Т.С. Лялиной и аспирантам лаборатории инженерии биополимеров Б.Ц. Шагдаровой, Л.М. Хантимировой за поддержку и оказанное внимание.

ПРИЛОЖЕНИЕ 1 1Н-ЯМР спектры образцов хитозана

Хитозан с М¥ 200 кДа, СД 95 % (Хит200/95)

ОС

с N

■ ' 7 '. х5 ' 7 '. хо '6'. 5" ' 6 '. хо '5'. 5" '5 '. 'о' '4'. х5 '4 '. о 3 '. 5" ' 3 '. хо ' 2 '. х5 '2'. хо ' 1 '. 5" ' 1 '. хо ' о '. '5'

( р рт)

Хитозан с М¥ 230 кДа, СД 38 % (Хит230/38)

О

00 ^ К04

'5. 6 5. 2 4. Ъ 4. 4 4 . 'о 6 3. 2 2. Ъ 2. 4 '2 . 'о '1. 6 1 . 2 0 . Ъ 0 . 4

( Р Рт)

Хитозан с Mw 150 кДа, СД >98 % (Хит150/98)

Хитозан с Mw 25 кДа, СД >98 % (Хит25/98)

Обратите внимание, представленные выше научные тексты размещены для ознакомления и получены посредством распознавания оригинальных текстов диссертаций (OCR). В связи с чем, в них могут содержаться ошибки, связанные с несовершенством алгоритмов распознавания. В PDF файлах диссертаций и авторефератов, которые мы доставляем, подобных ошибок нет.