Разработка способа введения лекарственного препарата в мезенхимальные стволовые клетки для проведения фотодинамической терапии тема диссертации и автореферата по ВАК РФ 03.01.02, кандидат наук Горина Елена Владимировна

• Горина Елена Владимировна
• кандидат наук
• 2021

Оглавление диссертации кандидат наук Горина Елена Владимировна

ВВЕДЕНИЕ

Актуальность

Цель исследования

Основанные задачи исследования

Научная новизна

Научно-практическая значимость

Методология и методы диссертационного исследования

Положения, выносимые на защиту

Степень достоверности и апробация результатов

Публикации

Личный вклад автора

Структура и объем диссертации

Глава 1. ОБЗОР ЛИТЕРАТУРЫ

1.1. Строение и функциональная активность МСК

1.2. Паракринный эффект МСК при острой травме органов

1.3. Противовоспалительное и иммуномодулирующее действие МСК

1.4. Ангиогенное и регенеративное действие МСК при острой травме органов

1.5. Антиапоптотическое действие МСК

1.6. Микровезикулы МСК

1.7. Эффект острой травмы органов на пролиферативную и функциональную активность МСК

1.8. Использование стволовых клеток для направленного транспорта биологически активных веществ

1.9. Перфторуглеродные эмульсии

Глава 2. МАТЕРИАЛЫ И МЕТОДЫ

2.1. Реактивы

2.2. Получение мезенхимальных стволовых клеток

2.3. Анализ фенотипического профиля первичных МСК

2.4. Анализ пролиферативной активности первичных МСК

2.5. Анализ секреторной активности первичных МСК

2.6. Оценка способности к дифференцировке экспериментальных образцов МСК

2.7. ПФУ эмульсия

2.8. Получение комплекса «ПФУ частица-хлорина Е6»

2.9. Введение комплекса «ПФУ частица-хлорин Е6» в МСК

2.10. МТТ-тест для определения жизнеспособности

2.11. Трансплантация реципиенту МСК донора, содержащих комплекс «ПФУ эмульсия - хлорин Е6»

2.12. Получение микрочастиц на основе сополимеров

молочной и гликолевой кислот (РЬОЛ)

2.13. Обработка частиц PLGA ТБС

2.14. Метод проточной цитофлюорометрии

2.15. Измерение дзета-потенциала

2.16. Оценка жизнеспособности МСК после трансплантации в ткани реципиента

2.17. Общая характеристика магнитного импланта

2.18. Камера для содержания животных в условиях гипоксии после трансплантации МСК

2.19. Содержание животных в условиях гипоксии после

трансплантации клеток

Глава 3. РЕЗУЛЬТАТЫ

3.1. Получение комплекса «наночастица ПФУ эмульсий-ЛВ»

3.2. Введение комплекса «наночастица-ЛВ» в МСК

3.3. Выживаемость МСК, содержащих комплексы «наночастица-ЛВ»

3.4. Трансплантация МСК, содержащих комплекс «наночастица-хлорин

Е6», в организм реципиента

3.5. Определение активности хлорина Е6 в организме реципиента

3.6. Частицы РЬОЛ

3.7. Трансплантация МСК в ткани реципиента

ЗАКЛЮЧЕНИЕ

СПИСОК СОКРАЩЕНИЙ

ВЫВОДЫ

СПИСОК ЛИТЕРАТУРЫ

ВВЕДЕНИЕ

Введение диссертации (часть автореферата) на тему «Разработка способа введения лекарственного препарата в мезенхимальные стволовые клетки для проведения фотодинамической терапии»

Актуальность.

Фотодинамическая терапия (ФДТ) является одним из эффективных методов лечения как онкологических, так и неонкологических заболеваний (травма, термические ожоги и т.д.).

В основе фотодинамической терапии лежит накопление фотосенсибилизатора (ФС) в патологически измененной ткани с последующим облучением светом с определенной длиной волны. В результате светового воздействия химическое превращение ФС вызывает образование активных форм кислорода, приводящих к разрушению прилежащих тканей. Кроме того, в результате деструкции клеток эндотелия происходит тромбоз мелких и средних сосудов, питающих опухоль.

Основным преимуществом ФДТ является отсутствие токсических системных эффектов и возможность проведения локального разрушения опухолевой ткани.

Недостатком метода ФДТ является длительная кожная фототоксичность, требующая строго соблюдения светового режима. Кроме того, данный метод лечения требует системного введения препарата и градиент концентрации между нормальной и патологически измененной ткани является незначительным.

Поэтому, поиск методов адресной доставки ФС в патологически измененную ткань является актуальной задачей современной биологии и медицины.

Одним из перспективных направлений в данной области является введение лекарственных препаратов в цитоплазму мезенхимальных стволовых клеток. Известно, что мезенхимальные стволовые клетки при их введении в организм человека обладают способностью направленно двигаться в места локализации опухолей и задерживаться там. Это дает основание полагать, что стволовые клетки могут стать эффективными средствами целевой доставки лекарственных препаратов в рамках противоопухолевой терапии.

Целенаправленная доставка лекарственных веществ (ЛВ) с помощью мезенхимальных стволовых клеток (МСК), активно мигрирующих в патологически измененную, быстро пролиферирующую ткань, является многообещающей областью исследования в терапии различных заболеваний [7]. Одной из проблем данной технологии является недостаточное количество ЛВ, переносимого стволовыми клетками, и создание высокой концентрации препарата в патологической ткани для достижения терапевтического эффекта. Для решения этой проблемы используются различные наноконтейнеры с лекарством, загруженные в МСК [8; 23].

Использование различных микрочастиц считается одним из наиболее эффективных способов доставки ЛВ из-за их фармакокинетических свойств, возможности конъюгировать препарат на своей поверхности или заключать внутрь своей структуры, с последующим введением в цитоплазму МСК [34].

Взаимодействие таких частиц с биологическими системами зависит от их химического состава, размера, поверхностного заряда и физико-химических свойств поверхности (гидрофильность/гидрофобносить). Эти факторы определяют скорость биодеградации частиц, их способность проникать в цитоплазму клетки с сохранением ее жизнеспособности. Все это в конечном итоге будет определять терапевтическую эффективность доставки ЛВ стволовыми клетками в патологический очаг [35].

Одними из наиболее эффективных для биомедицинских целей являются частицы на основе сополимеров молочной и гликолевой кислот (PLGA - poly (lactic-co-glycolic acid)). Они характеризуются низкой токсичностью и хорошей биологической совместимостью с тканями живых организмов, а свойства и скорость деструкции их можно регулировать содержанием кристаллической фазы и соотношением звеньев мономеров в PLGA [40].

Однако гидрофобные свойства микрочастиц PLGA препятствуют их

взаимодействию с клеточной мембраной и, тем самым, снижают количество ЛВ, проникающего в клетку [41-43]. Для изменения гидрофобных свойств

материалов широко используются триблок-сополимеры этиленоксида и пропиленоксида (плюроники) известные как агенты, которые способствуют проникновению лекарств через биологические барьеры. Благодаря удачному сочетанию своих физико-химических и физиологических характеристик, плюроники находят широкое применение в медицине и фармакологии. В частности, они выполняют роль стабилизатора перфторуглеродных эмульсий [49], применяются в технологии низкотемпературного консервирования органов и тканей [50], а также в иммунотерапии в качестве адъювантов [64; 82].

Степень разработанности выбранной темы: заявленная тема разработана полностью.

Цель исследования: разработать метод загрузки фотодинамического препарата хлорина Е6 в цитоплазму стволовых клеток для последующей трансплантации в организм реципиента

Основные задачи исследования:

1. Оценить проникновения в мезенхимальные стволовые клетки хлорина Е6, адсорбированного на поверхностно-активном слое перфторуглеродных частиц.

2. Оценить выживаемость клеток, содержащих комплекс «перфторуглеродная частица-хлорин Е6», при культивировании in vitro и организме реципиента при трансплантации.

3. Оценить функциональную активность хлорина Е6 в составе комплекса «пефторуглеродная частица-хлорин Е6» при трансплантации в организме животного.

4. Оценить влияние физико-химической структуры, концентрации триблоксополимеров на процесс проникновения частиц, полученных на

основе сополимеров молочной и гликолевой кислот, содержащих хлорин Е6 в цитоплазму стволовых клеток.

Научная новизна.

Впервые показано, что адсорбционная емкость ПФУ эмульсий по лекарственному препарату для фотодинамической терапии хлорина Е6 зависит от природы ПАВ, использованного для стабилизации эмульсии. Максимальной адсорбционной емкостью обладают частицы ПФУ эмульсии, стабилизированной проксанолом 268 по сравнению с лецитином яичного желтка.

Впервые показано, что комплекс «перфторуглеродная частица-хлорин Е6» проникает в цитоплазму стволовых клеток и хлорин Е6 сохраняет свою функциональную активность длительное время как при культивировании in vitro, так и в условиях in vivo при трансплантации в организм реципиента.

Впервые показано, что обработка полученных на основе сополимеров молочной и гликолевой кислот и содержащих хлорин Е6 частиц триблоксополимерами увеличивает количество стволовых клеток, содержащих данные частицы в цитоплазме. Было показано, что наиболее эффективным является Pluronic 123, который при предварительной обработке частиц увеличивает их проникновение в цитоплазму клетки в 11 раз относительно контроля.

Впервые показано, что величина заряда (дзета-потенциал) частиц с хлорином Е6 при обработке триблоксополимерами зависит от концентрации поверхностно-активного вещества и при концентрации 2% достигает максимальное отрицательное значение по сравнению с контролем.

Научно-практическая значимость.

Разработанная технология введения в цитоплазму стволовых клеток препарата для фотодинамической терапии может послужить основой для разработки новых методов доставки в патологически измененные ткани высокотоксичных лекарственных препаратов

Методология и методы диссертационного исследования.

В настоящей работе была использованы культивированные мезенхимальные стволовые клетки, полученные из костного мозга экспериментальных животных. В работе также были использованы методы молекулярной биологии, биофизики, гистологии.

Для трансплантации стволовых клеток, содержащих комплекс «перфторуглеродная частица-хлорин Е6» в качестве реципиента были использованы животные со спонтанно развивающейся опухолью молочной железы.

Положения, выносимые на защиту:

1. Адсорбция лекарственного препарата хлорин Е6 при инкубации с частицами перфторуглеродных эмульсий, стабилизированных проксанолом 268, более эффективна, чем на ПФУ частицах, стабилизированных лецитином яичного желтка

2. Адсорбированный на частицах перфторуглеродной частицы хлорин Е6 проникает в цитоплазму мезенхимальных стволовых клеток и сохраняет свою функциональную активность при последующем культивировании.

3. Хлорин Е6 в составе перфторуглеродной частицы, находящийся в цитоплазме мезенхимальной стволовой клетки, сохраняет свою функциональную активность при трансплантации в организм реципиента.

4. При введении в организм реципиента стволовых клеток, содержащих хлорин Е6, последний сохраняет свою функциональную активность.

5. Наличие в цитоплазме стволовых клетках частиц перфторуглеродной эмульсии делает возможным их маркировки и количественное определение в тканях органов реципиента.

6. Обработка триблоксополимерами поверхности частиц, полученных на основе сополимеров молочной и гликолевой кислот, достоверно повышает их поглощение мезенхимальными стволовыми клетками.

Степень достоверности и апробация результатов. Апробация работы была проведена на открытом научном семинаре ФИЦ ПНЦБИ РАН Института

биофизики клетки РАН. Результаты исследований представлены на конференциях:

Публикации. По материалам диссертации опубликовано 5 печатных работ из них 4 статей и 1 тезисы.

Личный вклад автора. Личный вклад соискателя состоит в непосредственном участии в планировании и выполнении экспериментов, сборе и анализе полученных результатов, и написании научных статей.

Структура и объем диссертации. Диссертационная работа состоит из введения, обзора литературы, материалов и методов, результатов и их обсуждения, заключения, выводов и списка цитируемой литературы, включающего 165 источников. Работа изложена на 124 страницах машинописного текста и содержит 53 рисунка и 7 таблиц.

Глава 1.

ОБЗОР ЛИТЕРАТУРЫ 1.1. Строение и функциональная активность МСК

В настоящее время мезенхимальные стволовые клетки (МСК) зарекомендовали себя как мощное средство для улучшения заживления различных травм органов. Их возможность дифференцироваться, простота сбора, низкая иммуногенность и неотъемлемая роль в естественной физиологии заживления ран делают МСК привлекательным терапевтическим средством. МСК способствуют миграции клеток, ангиогенезу, эпителизации и образованию грануляционной ткани.

Способность синтезировать различные цитокины и факторы роста, которые могут повлиять на ход патологического процесса, считается одним из ключевых аспектов действия МСК.

Однако в условиях пониженного содержания кислорода меняется производство паракринных факторов, секретируемых стволовыми клетками. Это говорит о необходимости и перспективе изучения и разработки технологии создания биомедицинского клеточного продукта для лечения различных травм в условиях гипоксии.

В этой работе обсуждается экспериментальное применение МСК при различных патологиях, для ускорения заживления различных ран. Помимо этого, обсуждаются новые методы, используемые для увеличения доставки и эффективности МСК, а также влияние условий пониженного содержания кислорода на культивирование МСК.

1.2. Паракринный эффект мезенхимальных стволовых клеток при

острой травме органов

Способность МСК синтезировать различные цитокины и факторы роста, которые могут повлиять на ход патологического процесса, считается одним из

ключевых аспектов их действия. Следует отметить, что секреторная функция МСК была продемонстрирована еще в 1996 году [1]. И ряд фактов подтвердил эту теорию. Во-первых, инъекция бесклеточной кондиционированной среды, полученной культивированием в ней МСК (МСК-СМ), имеет положительный эффект, подобный эффекту МСК. Это явление было продемонстрировано с использованием моделей травм различных органов: почек, сердца, легких, печени, скелетных мышц, мочевого пузыря и т.д. [2-8, 28, 29], также был продемонстрирован терапевтический эффект при болезни Альцгеймера [28]. Кроме того, следует отметить, что эффект МСК часто наблюдается в течение нескольких часов после их введения [9]. Таким образом, краткосрочный эффект инъекции МСК, скорее всего, связан с паракринным механизмом. Этот аспект особенно важен при рассмотрении острого повреждения органов с быстро развивающимися патологическими процессами.

1.3. Противовоспалительное и иммуномодулирующее действие мезенхимальных стволовых клеток

Иммуномодулирующий эффект МСК известен уже довольно долгое время. Первый опыт использования МСК для лечения острого заболевания был описан в 2004 году [10]. Трансплантация МСК привела к мощному терапевтическому эффекту и почти полному излечению заболевания. Кроме того, после трансплантации в течение года не наблюдалось обострения.

Противовоспалительный эффект МСК также продемонстрирован с использованием модели эндотоксического шока, вызванного ЛПС-индуцированным повреждением легких и печени, а также моделей различных видов ожогов [5, 6, 9, 19, 26, 29].

Иммуномодулирующий эффект МСК связан с различными факторами, включая слабую экспрессию МНС11 и костимулирующих молекул (В7-1, В7-2), а также способность влиять на иммунный ответ посредством межклеточного взаимодействия. Кроме того, МСК выделяют ТОБ-В и РОЕ2,

которые ингибируют синтез провоспалительных цитокинов и активацию Т-клеток [13-15], тем самым подавляя воспаление на более поздних стадиях.

Однако не совсем правильно считать, что МСК могут только подавлять воспаление, поскольку неоднократно было продемонстрировано, что в некоторых случаях МСК способны выделять мощные воспалительные агенты (IL-1,6,8, IFN-gamma, TNFa и т. Д.) [16, 17]. Кроме того, МСК могут также экспрессировать Toll-подобные рецепторы (TLR), одну из основных мишеней для провоспалительных цитокинов [17, 18]. Несмотря на то, что существующие концепции влияния некоторых провоспалительных цитокинов и TLR-рецепторов постепенно меняются, диапазон МСК-секретируемых факторов очень широк и, по-видимому, изменяется в зависимости от условий. Теперь давайте обсудим влияние МСК на некоторые провоспалительные и противовоспалительные цитокины.

TNFa является сильным воспалительным агентом, секретируемым многими клетками (включая МСК), главным образом моноцитами и макрофагами. Этот агент индуцирует апоптоз и секрецию других провоспалительных агентов (IL-1,6,8) и ингибирует активность липопротеиновой липазы. Кроме того, этот фактор может самостоятельно вызывать лизис некоторых клеток [13].

Зарегистрированные данные о способности МСК влиять на TNFa несколько отличаются. Lee et al. Не показали статистически значимых изменений уровня TNFa после введения аллогенных человеческих МСК и МСК-СМ с использованием модели острого повреждения легких, вызванного эндотоксином E. Coli [19]. Тем не менее, способность МСК снижать уровни TNFa, прямо или косвенно, была отмечена в большинстве исследований. Для модели острой почечной недостаточности, индуцированной цисплатином, было продемонстрировано снижение уровня TNFa при использовании гемопоэтических стволовых клеток человека [2]. Способность МСК снижать уровни TNFa была также продемонстрирована на моделях колита [20],

антиген-индуцированного артрита [21, 32] нефрита [22] и острого повреждения легких [5, 12, 55, 65]. Хотя механизмы этого эффекта остаются неясными, существует, вероятно, несколько способов уменьшить секрецию и экспрессию TNF стволовыми клетками.

В настоящее время большое внимание уделяется белок-индуцибельным опухолевым генам 6 (TSG-6). На модели ЛПС-индуцированной острой легочной травмы показано, что введение МСК человека путем орофарингеальной аспирации через 4 часа после воздействия ЛПС, значительно уменьшало воспаление и отек ткани легкого. В этом же исследовании было ясно показано, что экспрессия TSG-6 в МСК резко возрастает через 12 часов после введения [12].

На модели острого инфаркта миокарда у мышей было продемонстрировано, что внутривенная инъекция МСК человека уменьшает воспалительный ответ, уменьшает область инфаркта и поддерживает функцию миокарда. Между тем, ингибирование TSG-6 значительно снижает этот эффект, который нейтрализуется введением рекомбинантного TSG-6 [24].

Wang et al. Использовали модель перитонита, чтобы продемонстрировать, что внутрибрюшинная инъекция МСК и МСК-CM значительно снижает воспалительную клеточную инфильтрацию и клеточную адгезию (учитывая тот факт, что большинство МСК были обнаружены в легких). Было выявлено значительное увеличение экспрессии и секреции TSG-6. Результат был снижен за счет блокирования TSG-6. Аналогичные данные о влиянии TSG-6 были также получены для модели химического ожога роговицы [25].

Альбумин-индуцированное воспаление трубчатого эпителия было смоделировано in vitro в другом исследовании. МСК костного мозга культивировали вместе с клетками почечных проксимальных канальцев. Исследователи обнаружили высокую экспрессию TSG-6, которая активировалась путем добавления в среду человеческого сывороточного

альбумина. Однако в этом случае усиленная экспрессия TSG-6 снижала уровень таких факторов, как альфа-гладкомышечный актин (a-SMA), фибронектин (FN) и коллаген IV типа. Блокировка TSG-6 повысила уровень этих факторов. Таким образом, в этом исследовании TSG-6 рассматривался, как антифиброзный агент, а не противовоспалительный [22].

Также активно обсуждается роль различных типов TLR в противовоспалительных эффектах МСК. МСК экспрессируют несколько различных типов TLR (например, TLR 2, 3, 4) [27]. Кроме того, усиленная экспрессия определенных TLR в МСК может стимулироваться добавлением соответствующих агентов (например, ЛПС для стимуляции экспрессии TLR4).

Также очень важна способность МСК модулировать уровень противовоспалительных цитокинов.

IL-10 является мощным противовоспалительным средством, действие которого опосредуется эффектом на эффекторные функции макрофагов, Т-клеток и NK-клеток. Он также ингибирует синтез некоторых провоспалительных цитокинов. H. Yagi et al. Обнаружили трехкратное увеличение уровня экспрессии гена IL-10 в МСК [29]. S. Danchuk et al. Также выявили повышенные уровни IL-10 с использованием ЛПС-индуцированной модели повреждения легких [12]. Qui et al. Продемонстрировал, что введение МСК человеческой пуповины увеличивает уровни IL-10 и TGFb у крыс на модели трансплантации миокарда [30]. Также были обнаружены повышенные уровни IL-10, обусловленные влиянием МСК, на модель ишемически-реперфузионной почечной недостаточности [31].

Другое исследование показало, что МСК, культивированные с мононуклеарными клетками периферической крови, увеличивают уровень экспрессии Мрнк IL-10 мононуклеарными клетками. Также наблюдался повышенный уровень другого противовоспалительного цитокина, IL-4 [33].

Производство этого фактора, по-видимому, зависит от внешних факторов и условий размещения МСК.

TGF-b уже давно известен своей способностью ингибировать пролиферацию и активацию лимфоцитов и макрофагов в частности. Ряд исследований подтвердил, что МСК может производить различное количество этого агента [30, 36]. Экспрессия этого фактора, очевидно, усиливается воспалением и может опосредовать противовоспалительный эффект МСК.

IGF-1 - еще один фактор роста с противовоспалительными свойствами. Показано, что в ЛПС-индуцированной модели повреждения легких IGF-2 способствует снижению тяжести воспаления [37].

Хотя МСК могут выделять некоторые провоспалительные цитокины, большинство исследований показали, что введение МСК снижает общий уровень провоспалительных цитокинов. Использование различных патологических моделей показывает, что терапия с использованием МСК и МСК-СМ значительно снижает концентрацию и экспрессию следующих воспалительных агентов: IL-1 и ß, IL-6, IL-17, IFNy, G-CSF, GM -CSF, MIP2a и MCP1 [2, 5, 11, 29]. Секрецию МСК в среду антагонистов некоторых рецепторов воспалительных цитокинов можно рассматривать как один из механизмов этой активности. Таким образом, экспрессия рецептора антагониста IL-1 (IL-1RN) с помощью МСК увеличивается более чем в 5 раз после введения ЛПС, хотя уровень базальной экспрессии этого цитокина довольно низкий [12]. Секреция этого фактора с МСК значительно усиливается культивированием в присутствии TNF, IFNy и IL-1b [38].

Данные, полученные американскими исследователями, показывают, что IL-6 при высоких концентрациях может оказывать противовоспалительное действие. Таким образом, интратрахеальное введение 200 нг IL-6 уменьшало тяжесть воспаления при остром повреждении легких, уменьшало концентрацию IL1ß, CXCL1 и TNFa и ингибировало активность

миелопероксидазы легкого, тогда как IL-6 вел себя как типичный провоспалительный цитокин при инъекции в более низких дозах (25 ng) [39]. Учитывая, что МСК могут производить высокие концентрации IL-6 при воспалении, этот фактор, по-видимому, можно рассматривать как противовоспалительное средство, которое снижает уровень других провоспалительных цитокинов.

Таким образом, паракринные факторы играют значительную роль в противовоспалительном эффекте МСК. Однако этот механизм остается недостаточно проясненным и систематизированным. В этой области необходимы дальнейшие исследования.

1.4. Ангиогенное и регенеративное действие МСК при острой травме органов

Неоднократно было продемонстрировано, что МСК выделяют значительное количество факторов роста, многие из которых (например, VEGF, HGF, FGF, PIGF и т.д.) могут стимулировать ангиогенез [45]. Кроме того, секреция этих факторов находится в динамическом равновесии и может варьироваться в зависимости от различных условий окружающей среды. Таким образом, увеличение секреции цитокинов с использованием МСК пуповинной крови наблюдалось в ответ на повреждение, вызванное цисплатином: VEGF (пять раз), HGF (12 раз), FGF (дважды) и гепаринсвязывающий EGF (семь раз) [2].

VEGF и HGF, по-видимому, играют решающую роль в регенеративных и защитных эффектах МСК, а также в ангиогенезе. Высокий уровень этих факторов наблюдается в МСК-СМ. Когда они блокируются моноклональными антителами, положительный эффект МСК и МСК-СМ значительно снижается (снижение выживаемости клеток in vitro) [11].

Нельзя недооценивать роль VEGF в ангиогенезе. Wu et al. Показали, что использование МСК значительно ускоряет восстановление раны из-за

усиленного ангиогенеза. Было обнаружено значительное увеличение экспрессии VEGF, что считается наиболее вероятной причиной усиленного ангиогенеза [44].

В другом исследовании использовалась модель острой травмы яичников, вызванной циклофосфамидом. Циклофосфамид радикально снижает количество CD34 + клеток, что указывает на то, что ангиогенез ингибируется, тогда как введение МСК жировой ткани значительно увеличивает выживаемость этих клеток по сравнению с необработанной контрольной группой и фибробластами. Это исследование также продемонстрировало, что МСК выделяют большое количество VEGF, IGF-1 и HGF как in vitro, так и в яичниках [47]. Однако введение этих факторов роста без МСК было менее эффективным. Возможные причины этого эффекта включают либо быстрое биодеградирование факторов роста, либо необходимость в других факторах, секретируемых МСК.

В другом исследовании было показано, что МСК-СМ содержит большое количество VEGF, Bfgf, PlGF, MCP-1 и увеличивает пролиферацию эндотелиальных и гладкомышечных клеток. Блокировка VEGF и FGF ингибировало пролиферацию гладкомышечных клеток [45].

Эксперименты in vitro показали, что кокультивирующие МСК с эндотелием значительно усиливают пролиферацию эндотелия и способствуют образованию новых капилляров. Известно, что эндотелий синтезирует высокие уровни фактора роста тромбоцитов, тогда как МСК выражают рецепторы для этого фактора. Возможно, это может быть одним из механизмов взаимодействия между эндотелием и МСК [47].

Однако использование модели химического ожога роговицы демонстрирует, что МСК и МСК-СМ также могут отрицательно влиять на ангиогенез. Использование МСК привело к регрессии васкуляризации [48], высокой экспрессии агента Thrombospondin 1 (TSP1), индуцируя

эндотелиальный апоптоз и уменьшая продукцию VEGF. Между тем была также обнаружена уменьшенная экспрессия проангиогенного фактора MMP-2.

Активность факторов роста, полученных от МСК, играет решающую роль в их защитном эффекте; он не ограничивается только регенеративными и ангиогенными эффектами. Как упоминалось выше, HGF и IGF-1 обладают противовоспалительными свойствами. Некоторые исследователи считают, что факторы роста проявляют антиапоптотический эффект.

1.5. Антиапоптотическое действие МСК

Эффект МСК на Akt, вероятно, далеко не единственный способ ингибировать апоптоз. Известно, что окислительный стресс является мощным фактором, вызывающим апоптоз [51]. МСК и некоторые МСК-секретируемые факторы роста, в частности (например, HGF), могут ингибировать окислительный стресс, нормализуя функциональную активность митохондрий и окислительных ферментов [52, 53].

Хотя его механизм действия остается предметом обсуждения, антиапоптотический эффект МСК неоднократно демонстрировался в ряде исследований. Yin et al. Использовали модель острой ишемии-реперфузии спинного мозга, чтобы продемонстрировать, что трансплантация МСК костного мозга восстанавливает двигательную функцию конечностей [54]. Эффект наблюдался уже через 4 дня после трансплантации. Функция была почти полностью восстановлена к 7-му дню. Окрашивание TUNEL показало значительно меньшее количество апоптотических клеток у животных, которые получали МСК. Снижение апоптоза также было подтверждено иммуногистохимией (снижение уровня каспазы-3 и отношения BAX / Bcl-2).

Эффект МСК на апоптоз неоднократно изучался для тканей почек, печени и легких [3, 4, 11, 29]. N. Eliopoulos at al. Использовали модель индуцированной цисплатином острой почечной недостаточности, чтобы

продемонстрировать, что МСК уменьшают уровень каспазы-3 и увеличивают экспрессию маркера пролиферации Ki-67 [65]. Значительное снижение уровня каспазы-3 и степени апоптоза было также обнаружено для модели хронической почечной недостаточности, индуцированной адриамицином [55].

Список литературы диссертационного исследования кандидат наук Горина Елена Владимировна, 2021 год

СПИСОК ЛИТЕРАТУРЫ

1. Haynesworth SE, Baber MA, Caplan AI. Cytokine expression by human marrow-derived mesenchymal progenitor cells in vitro: effects of dexamethasone and IL-1 alpha. J Cell Physiol. 1996.166(3):585-92

2. Marina Morigi, Cinzia Rota, Tiziana Montemurro et al. Life-Sparing Effect of Human Cord Blood-Mesenchymal Stem Cells in Experimental Acute Kidney Injury. STEM CELLS 2010.28(3):513-522.

3. Mohammadipoor A, Antebi B, Batchinsky AI, Cancio LC. Therapeutic potential of products derived from mesenchymal stem/stromal cells in pulmonary disease. Respir Res. 2018;19(1):218. Published 2018 Nov 9. doi:10.1186/s12931-018-0921-x

4. Khatri M, Richardson LA, Meulia T. Mesenchymal stem cell-derived extracellular vesicles attenuate influenza virus-induced acute lung injury in a pig model. Stem Cell Res Ther. 2018;9(1):17. Published 2018 Jan 29. doi: 10.1186/s 13287-018-0774-8

5. Yagi H, Soto-Gutierrez, Navarro-Alvarez N et al. Reactive Bone Marrow Stromal Cells Attenuate Systemic Inflammation via sTNFR1. Molecular Therapy 2010. 18 (10): 1857-1864

6. Puglisi MA, Tesori V, Lattanzi W et al. Therapeutic implications of mesenchymal stem cells in liver injury. Biomed Biotechnol.2011; 860578. doi: 10.1155/2011/860578.

7. Gao Z, L. Zhang, Hu J, at al., Nanomedicine 9(2), 174 (2013 Feb).

8. Kim DY, J.S. Kwon, J.H. Lee, at al., J. Biomed. Nanotechnol. 11 (3), 522 (2015 Mar)..

9. Salomone F, Barbagallo I, Puzzo L et al. Efficacy of adipose tissue-mesenchymal stem cell transplantation in rats with acetaminophen liver injury. Stem Cell Res. 2013. 11(3):1037-44.

10. Le Blanc K, Rasmusson I, Sundberg B, Gotherstrom C, Hassan M, Uzunel M, Ringden O. Treatment of severe acute graft-versus-host disease with third party haploidentical mesenchymal stem cells. Lancet. 2004. 363:1439-1441.

11. Eliopoulos N, Zhao J, Bouchentouf M et al. Human marrow-derived mesenchymal stromal cells decrease cisplatin renotoxicity in vitro and in vivo and enhance survival of mice post-intraperitoneal injection. AJP - Renal Physiol. 2010. 299(6):F1288-F1298

12. Danchuk S, Ylostalo JH, Hossain F et al. Human multipotent stromal cells attenuate lipopolysaccharide-induced acute lung injury in mice via secretion of tumor necrosis factor-ainduced protein 6. Stem cell research therapy 2011, 2(3):27

13. Yarilin A. Basics of Immunology, «Medicine», Moscow, 1999

14. Aggarwal S, Pittenger MF. Human mesenchymal stem cells modulate allogeneic immune cell responses. Blood 2005. 105(4): 1815-1822

15. Sotiropoulou PA, Perez SA, Gritzapis AD et al. Interactions between human mesenchymal stem cells and natural killer cells. Stem Cells 2006. 24(1): 74-85

16. Montzka K, Fuhrmann T, Muller-Ehmsen J et al. Growth factor and cytokine expression of human mesenchymal stromal cells is not altered in an in vitro model of tissue damage. Cytotherapy. 2010. 12: 870-880

17. Hwang SH, Cho HK, Park SH et al. Toll like receptor 3 & 4 responses of human turbinate derived mesenchymal stem cells: stimulation by double stranded RNA and lipopolysaccharide. PLoS One 2014. 9(7):e101558

18. Waterman RS, Tomchuck SL, Henkle SL et al. A new mesenchymal stem cell (MCK) paradigm: polarization into a pro-inflammatory MCK1 or an Immunosuppressive MCK2 phenotype. PLoS One 2010. 5(4):e10088

19. Lee JW, Fang X, Gupta N, et al. Allogenic human mesenchymal stem cells for treatment of E. coli endotoxin-induced acute lung injury in the ex vivo perfused human lung. Proc Natl Acad Sci U S A 2009. 106:16357e62

20. Chen Z, He X, He X et al. Bone marrow mesenchymal stem cells ameliorate colitis-associated tumorigenesis in mice. Biochem Biophys Res Commun. 2014. 450(4):1402-8.

21. Kehoe O, Cartwright A, Askari A et al. Intra-articular injection of mesenchymal stem cells leads to reduced inflammation and cartilage damage in murine antigen-induced arthritis. J Transl Med. 2014. 12:157

22. Wu HJ, Yiu WH, Li RX et al. Mesenchymal stem cells modulate albumin-induced renal tubular inflammation and fibrosis. PLoS One 2014. 9(3):e90883

23. Li L., Y. Guan, H. Liu , at al., ACS Nano 5 (9), 7462 (2011 Sep27).

24. Lee RH, Pulin AA, Seo MJ et al. Intravenous hMCK improve myocardial infarction in mice because cells embolized in lung are activated to secrete the antiinflammatory protein TSG-6. Cell Stem Cell. 2009. 5(1):54-63.

25. Roddy GW, Oh JY, Lee RH et al. Action at a distance: systemically administered adult stem/progenitor cells (MCK) reduce inflammatory damage to the cornea without engraftment and primarily by secretion of TNF-a stimulated gene/protein 6. Stem Cells. 2011. 29(10):1572-9

26. Elman JS, Li M, Wang F et al. A comparison of adipose and bone marrow-derived mesenchymal stromal cell secreted factors in the treatment of systemic inflammation. J Inflamm (Lond). 2014.11(1): 1

27. Tomchuck SL, Zwezdaryk KJ, Coffelt SB et al. Toll-like receptors on human mesenchymal stem cells drive their migration and immunomodulating responses. Stem Cells 2008. 26(1):99-107.

28. Kwak KA, Lee SP, Yang JY, Park YS. Current Perspectives regarding Stem Cell-Based Therapy for Alzheimer's Disease. Stem Cells Int. 2018;2018:6392986. Published 2018 Mar 1. doi:10.1155/2018/6392986

29. Yagi H, Soto-Gutierrez A, Kitagawa Y et al. Bone marrow mesenchymal stromal cells attenuate organ injury induced by .nnC and burn. Cell Transplant. 2010. 19(6):823-30

30. Qiu Y, Yun MM, Han X et al. Human umbilical cord mesenchymal stromal cells suppress MHC class II expression on rat vascular endothelium and prolong survival time of cardiac allograft. Int J Clin Exp Med. 2014. 7(7):1760-7

31. Chen YT, Sun CK, Lin YC et al. Adipose-derived mesenchymal stem cell protects kidneys against ischemia-reperfusion injury through suppressing oxidative stress and inflammatory reaction. J Transl Med. 2011. 9:51

32. Torres Crigna A, Daniele C, Gamez C, et al. Stem/Stromal Cells for Treatment of Kidney Injuries With Focus on Preclinical Models. Front Med (Lausanne). 2018;5:179. Published 2018 Jun 15. doi:10.3389/fmed.2018.00179

33. Kwon MS, Noh MY, Oh KW et al. The immunomodulatory effects of human mesenchymal stem cells on peripheral blood mononuclear cells in ALS patients. J Neurochem. 2014. doi: 10.1111/jnc.12814

34. Li B., Q. Li, J. Mo, at al., Front Pharmacol. 8, 51 (2017).

35. Cai H., Z. Liang, W. Huang, at al., International Journal of Pharmaceutics 532(1), 55 (2017 30 October).

36. Levin S, Pevsner-Fischer M, Kagan S et al. Divergent levels of LBP and TGFßl in murine MCK lead to heterogenic response to TLR and proinflammatory cytokine activation. Stem Cell Rev. 2014. 10(3):376-88.

37. Ionescu L, Byrne RN, van Haaften T et al. Stem Cell Conditioned Medium Improves Acute Lung Injury in Mice: In Vivo Evidence for Stem Cell Paracrine Action. Am J Physiol Lung Cell Mol Physiol. 2012. 303(11):L967-77

38. Goolaerts A, Pellan-Randrianarison N, Larghero J et al. Conditioned media from mesenchymal stromal cells restore sodium transport and preserve epithelial

permeability in an in vitro model of acute alveolar injury. Am J Physiol Lung Cell Mol Physiol. 2014. 306(11):L975-85

39. Bhargava R, Janssen W, Altmann C et al. Intratracheal IL-6 protects against lung inflammation in direct, but not indirect, causes of acute lung injury in mice. PLoS One 2013. 8(5):e61405.

40. Kapoor DN, R. Kaur, A. Bhatia, at al., Therapeutic delivery 6(1), 41 (2015)

41. Lee JH, K.G., L.J. Whan, at al., Colloid Interface. Sci. 205, 323 (1998).

42. Arima Y, and H.J. Iwata, Journal of Materials Chemistry 17, 4079 (2007).

43. Wan Y., W. Chen, J. Yang, at al., Biomaterials 24, 2195 (2003).

44. Wu Y, Chen L, Scott PG et al. Mesenchymal Stem Cells Enhance Wound Healing Through Differentiation and Angiogenesis. Stem Cells 2007. 25(10): 264859

45. Kinnaird T, Stabile E, Burnett MS et al. Local Delivery of Marrow- Derived Stromal Cells Augments Collateral Perfusion Through Paracrine Mechanisms. Circulation 2004. 109:1543-1549

46. Gennai S, Monsel A, Hao Q, Park J, Matthay MA, Lee JW. Microvesicles Derived From Human Mesenchymal Stem Cells Restore Alveolar Fluid Clearance in Human Lungs Rejected for Transplantation. Am J Transplant. 2015;15(9):2404-12.

47. Takehara Y, Yabuuchi A, Ezoe K et al. The restorative effects of adipose-derived mesenchymal stem cells on damaged ovarian function. Lab Invest 2013. 93(2):181-93

48. Oh JY, Kim MK, Shin MS et al. The anti-inflammatory and anti-angiogenic role of mesenchymal stem cells in corneal wound healing following chemical injury. Stem Cells 2008. 26(4): 1047-55

49. Segel LD, J.M. Minten, and F.K. Schweighardt, American J. Physiology 263, 730 (1992).

50. Allison AC, and N.E. Byars, J. Immunol. Methods 95, 157 (1986).

51. Lieberthal W, Triaca V, Levine J. Mechanisms of death induced by cisplatin in proximal tubular epithelial cells: Apoptosis vs. necrosis. Am J Physiol 1996.270:F700-F708

52. Garcia-Fernandez M, Delgado G, Puche JE et al. Low doses of insulinlike growth factor I improve insulin resistance, lipid metabolism, and oxidative damage in aging rats. Endocrinology 2008.149:2433-2442.

53. Okada M, Sugita K, Inukai T et al. Hepatocyte growth factor protects small airway epithelial cells from apoptosis induced by tumor necrosis factor-alpha or oxidative stress. Pediatr Res 2004.56:336-344.

54. Yin F, Guo L, Meng CY et al. Transplantation of mesenchymal stem cells exerts anti-apoptotic effects in adult rats after spinal cord ischemia-reperfusion injury. Brain Res. 2014. 1561:1-10.

55. Sarhan M, El Serougy H, Hussein AM et al. Impact of bone-marrow-derived mesenchymal stem cells on adriamycin-induced chronic nephropathy. Can J Physiol Pharmacol. 2014. 92(9):733-43

56. Chen M, Xiang Z, Cai J. The anti-apoptotic and neuro-protective effects of human umbilical cord blood mesenchymal stem cells (hUCB-MCK) on acute optic nerve injury is transient. Brain Res. 2013.1532:63-75.

57. Baglio SR, Pegtel DM, Baldini N. Mesenchymal stem cell secreted vesicles provide novel opportunities in (stem) cell-free therapy. Front Physiol. 2012. 3:359

58. Bruno S, Grange C, Collino F et al. Microvesicles derived from mesenchymal stem cells enhance survival in a lethal model of acute kidney injury. PLoS One 2012.7(3):e33115.

59. Bruno S, Grange C, Deregibus MC et al. Mesenchymal stem cell-derived microvesicles protect against acute tubular injury. J Am Soc Nephrol 2009. 20: 1053-1067.

60. Gatti S, Bruno S, Deregibus MC et al. Microvesicles derived from human adult mesenchymal stem cells protect against ischaemia-reperfusion-induced acute and chronic kidney injury. Nephrol Dial Transplant 2011. 26: 1474-1483.

61. Reis LA, Borges FT, Simöes MJ et al. Bone marrow-derived mesenchymal stem cells repaired but did not prevent gentamicin-induced acute kidney injury through paracrine effects in rats. PLoS One 2012. 7(9):e44092.

62. Herrera MB, Fonsato V, Gatti S et al. Human liver stem cell-derived microvesicles accelerate hepatic regeneration in hepatectomized rats. J Cell Mol Med. 2010.14(6B):1605-18

63. Lai RC, Arslan F, Lee MM et al. Exosome secreted by MCK reduces myocardial ischemia/reperfusion injury. Stem Cell Res. 2010.4(3):214-22.

64. Hunter R, F. Strickland, and F. Kezdy, J. Immunol. 127, 1244 (1981).

65. Han J, Zou Z, Zhu C et al. DNA synthesis of rat bone marrow mesenchymal stem cells through alpha1-adrenergic receptors. Arch Biochem Biophys. 2009 15;490(2):96-102

66. Fonseca RB, Mohr AM, Wang L et al. The impact of a hypercatecholamine state on erythropoiesis following severe injury and the role of IL-6. J.Trauma. 2005 ;59(4):884-9

67. Dasu MR, Ramirez SR, La TD et al. Crosstalk between adrenergic and tolllike receptors in human mesenchymal stem cells and keratinocytes: a recipe for impaired wound healing. Stem Cells Transl Med. 2014 ;3(6):745-59.

68. Csete M. Oxygen in the cultivation of stem cells. Ann N Y Acad Sci. 2005 ;1049:1-8.

69. Ma T, Grayson WL, Fröhlich M et al. Hypoxia and stem cell-based engineering of mesenchymal tissues. Biotechnol Prog. 2009 -;25(1):32-42.

70. Grayson WL, Zhao F, Bunnell B et al. Hypoxia enhances proliferation and tissue formation of human mesenchymal stem cells. Biochem Biophys Res Commun. 2007 6;358(3):948-53.

71. D'Ippolito G, Diabira S, Howard GA et al. Marrow-isolated adult multilineage inducible (MIAMI) cells, a unique population of postnatal young and old human cells with extensive expansion and differentiation potential. J Cell Sci. 2004 15;117(Pt 14):2971-81.

72. D'Ippolito G, Diabira S, Howard GA et al. Low oxygen tension inhibits osteogenic differentiation and enhances sternness of human MIAMI cells. Bone. 2006 ;39(3):513-22.

73. Berniakovich I, Giorgio M. Low oxygen tension maintains multipotency, whereas normoxia increases differentiation of mouse bone marrow stromal cells. Int J Mol Sci. 2013 22;14(1):2119-34

74. Madrigal M, Rao KS, Riordan NH. A review of therapeutic effects of mesenchymal stem cell secretions and induction of secretory modification by different culture methods. J Transl Med. 2014 11;12(1):260. [Epub ahead of print].

75. Lennon DP, Edmison JM, Caplan AI. Cultivation of rat marrow-derived mesenchymal stem cells in reduced oxygen tension: effects on in vitro and in vivo osteochondrogenesis. J Cell Physiol. 2001 ;187(3):345-55

76. Ren H, Cao Y, Zhao Q et al. Proliferation and differentiation of bone marrow stromal cells under hypoxic conditions. Biochem Biophys Res Commun. 2006 18;347(1): 12-21

77. Nagano M, Kimura K, Yamashita T et al. Hypoxia responsive mesenchymal stem cells derived from human umbilical cord blood are effective for bone repair. Stem Cells Dev. 2010 ;19(8):1195-210.

78. Tsai CC, Yew TL, Yang DC et al. Benefits of hypoxic culture on bone marrow multipotent stromal cells. Am J Blood Res. 2012;2(3): 148-59.

79. Toma C, Pittenger MF, Cahill KS et al. Human mesenchymal stem cells differentiate to a cardiomyocyte phenotype in the adult murine heart. Circulation. 2002 1;105(1):93-8.

80. Mangi AA, Noiseux N, Kong D et al. Mesenchymal stem cells modified with Akt prevent remodeling and restore performance of infarcted hearts. Nat Med. 2003 ;9(9): 1195-201.

81. Zhu W, Chen J, Cong X et al. Hypoxia and serum deprivation-induced apoptosis in mesenchymal stem cells. Stem Cells. 2006 ;24(2):416-25.

82. Howerton D.A, R.L. Hunter, H.K. Ziegler, at al., J. Immunol. 144, 1578 (1990).83.

83. Jin H, Sanberg PR, Henning RJ. Human umbilical cord blood mononuclear cell-conditioned media inhibits hypoxic-induced apoptosis in human coronary artery endothelial cells and cardiac myocytes by activation of the survival protein Akt. Cell Transplant. 2013;22(9):1637-50.

84. Maslov LN, Podoksenov IuK, Portnichenko AG et al. Hypoxic preconditioning of stem cells as a new approach to increase the efficacy of cell therapy for myocardial infarction. Vestn Ross Akad Med Nauk. 2013;(12): 16-25.

85. Xiang MX, He AN, Wang JA et al. Protective paracrine effect of mesenchymal stem cells on cardiomyocytes. J Zhejiang Univ Sci B. 2009 ;10(8):619-24.

86. Lavrentieva A, Majore I, Kasper C et al. Effects of hypoxic culture conditions on umbilical cord-derived human mesenchymal stem cells. Cell Commun Signal. 2010 16;8:18.

87. Jaakkola P, Mole DR, Tian YM et al. Targeting of HIF-alpha to the von Hippel-Lindau ubiquitylation complex by O2-regulated prolyl hydroxylation. Science. 2001 20;292(5516):468-72

88. Lord-Dufour S, Copland IB, Levros LC Jr et al. Evidence for transcriptional regulation of the glucose-6-phosphate transporter by HIF-1alpha: Targeting G6PT with mumbaistatin analogs in hypoxic mesenchymal stromal cells. Stem Cells. 2009 ;27(3):489-97.

89. Martin-Rendon E, Hale SJ, Ryan D et al. Transcriptional profiling of human cord blood CD133+ and cultured bone marrow mesenchymal stem cells in response to hypoxia. Stem Cells 2007 ;25(4):1003-12.

90. Rosova I, Dao M, Capoccia B et al. Hypoxic preconditioning results in increased motility and improved therapeutic potential of human mesenchymal stem cells. Stem Cells 2008 ;26(8):2173-82.

91. Hung SC, Pochampally RR, Hsu SC et al. Short-term exposure of multipotent stromal cells to low oxygen increases their expression of CX3CR1 and CXCR4 and their engraftment in vivo. PLoS One. 2007 2;2(5):e416.

92. Ahluwalia A, Tarnawski AS. Critical role of hypoxia sensor - HIF-1a in VEGF gene activation. Implications for angiogenesis and tissue injury healing. Curr Med Chem 2012, 19(1):90-97.

93. Imtiyaz HZ, Simon MC. Hypoxia-inducible factors as essential regulators of inflammation. Curr Top Microbiol Immunol 2010, 345:105-120.

94. Ohnishi S, Yasuda T, Kitamura S et al. Effect of hypoxia on gene expression of bone marrow-derived mesenchymal stem cells and mononuclear cells. Stem Cells 2007 ;25(5):1166-77.

95. Potier E, Ferreira E, Andriamanalij aona R et al. Hypoxia affects mesenchymal stromal cell osteogenic differentiation and angiogenic factor expression. Bone. 2007 ;40(4):1078-87.

96. Crisostomo PR, Markel TA, Wang Y et al. Surgically relevant aspects of stem cell paracrine effects. Surgery. 2008 ;143(5):577-81.

97. Wang M, Crisostomo PR, Herring C et al. Human progenitor cells from bone marrow or adipose tissue produce VEGF, HGF, and IGF-I in response to TNF by a p38 MAPK-dependent mechanism. Am J Physiol Regul Integr Comp Physiol. 2006 ;291(4):R880-4.

98. Muir C, Chung LW, Carson DD et al. Hypoxia Increases VEGF-A Production by Prostate Cancer and Bone Marrow Stromal Cells and Initiates Paracrine Activation of Bone Marrow Endothelial Cells. Clin Exp Metastasis. 2006;23(1):75-86.

99. Wu EH, Li HS, Zhao T et al. Effect of hypoxia on the gene profile of human bone marrow-derived mesenchymal stem cells. Sheng Li Xue Bao. 2007 25;59(2):227-32

100. Chang CP, Chio CC, Cheong CU et al. Hypoxic preconditioning enhances the therapeutic potential of the secretome from cultured human mesenchymal stem cells in experimental traumatic brain injury. Clin Sci (Lond) 2013, 124(3):165-176.;

101. Yu J, Yin S, Zhang W, et al. Hypoxia preconditioned bone marrow mesenchymal stem cells promoted liver regeneration in a rat massive hepatectomy model. Stem Cell Res Ther 2013 15;4(4):83.

102. Li JH, Zhang N, Wang JA: Improved anti-apoptotic and anti-remodeling potency of bone marrow mesenchymal stem cells by anoxic pre-conditioning in diabetic cardiomyopathy. Endocrinol Invest. 2008 ;31(2): 103-10

103. Park BS, Kim WS, Choi JS et al. Hair growth stimulated by conditioned medium of adipose-derived stem cells is enhanced by hypoxia: evidence of increased growth factor secretion. Biomed Res. 2010 ;31(1):27-34.

104. Grayson WL, Zhao F, Izadpanah R et al. Effects of hypoxia on human mesenchymal stem cell expansion and plasticity in 3D constructs. J Cell Physiol 2006 ;207(2):331-9.

105. Чазов Е.И., Смирнов В.Н., Торчилин В.П. Направленный транспорт лекарств: проблемы и перспективы // Журн. Всесоюз. хим. общества им. Д.И.Менделеева. - 1987.- № 5. - С.485-487.

106. Торчилин, В.П., Клибанов А.Л., "Липосомы как средства направленного транспорта лекарств", Журнал Всесоюзного химического общества им. Д.И.Менделеева, 1987, Т 32 № 5 с 502 - 513

107. Рингсдорф Г., Шмидт Б. "Системы полимерных носителей лекарств", Журнал Всесоюзного химического общества им. Д.И.Менделеева, 1987, Т. 32 № 5 с 487-501

108. Костюченко А.Л., Гуревич К.Я., Лыткин М.И. Инстенсивная терапия послеоперационных осложнений (руководство). - СПб,: Спец Лит, 2000. - 575.

109. Генинг Т.П., Колкер И.И., Жумадилов Ж.Ш. Использование форменных элементов крови для направленной доставки химиотерапевтических и диагностических препаратов в очаг поражения // Антибиотики и химиотерапия. - 1988.- № 11.- С.867-871.

110. Самохин Г.П., Долисадский С.П. "Направленный транспорт лекарств с помощью эритроцитов", Журнал Всесоюзного химического общества им. Д.И.Менделеева, 1987, Т 32 № 5 с 527 - 533

111. Сипливая Л.Е., Ласкова И.Л., Шевцова Е.М., Костебелов Н.В., Шульга Т.А., Рудская В.И. Иммуномодулирующая активность некоторых аминогликозидов, введённых в эритроцитарных носителях

112. Geyer R.P, Perfluorochemicals as oxygen transport vehicles // Biomater. Artif. Cells Artif. Organs., 1988, Vol.16, N1-3. P.455-457

113. Winter PM, Cai K, Caruthers SD, Wickline SA, Lanza GM. //Expert Rev Med Devices. 2007 Mar;4(2):137-145

114. Kathryn C. и др., 19F magnetic resonance imaging for stem/progenitor cell tracking with multiple unique perfluorocarbon nanobeacons, The FASEB Journal, 2007 June Vol. 21, р. 1647-1654

115. Norman M.E., Williams P., Illum L.// J. of Biomedical Materials Research, 1993, vol.27, P.861-866

116. Mulvagh S.L, Foley D et al. // Book of Abstract of Contrast Media Research, 1995.

117. Behan M, O'Connell D, Mattrey RF, Carney DN. Perfluorooctylbromide as a contrast agent for CT and sonography: preliminary clinical results. AJR Am J Roentgenol. 1993 Feb;160(2):399-405. doi: 10.2214/ajr.160.2.8424361. PMID: 8424361.

118. Harned RK 2nd, Fruman SA, Swenson RB, Bernardino ME. Time versus density enhancement of liver, spleen, and great vessels following rapid intravenous infusion of perflubron emulsion. Acad Radiol. 1995 Jan;2(1):38-42. doi: 10.1016/s1076-6332(05)80244-2. PMID: 9419522..

119. Bruneton J.N., Falewee M.N., Balu-Maestro C. et al.//Invest. Radiol., 1988, 23, P 306-307..

120. Geyer R.P. Red. Proc. 1975, V.34. N 6, p1499-1505

121. Book: Blood Substitutes|// Ed. by M.S.Chang. R.P. Geyer, N.Y. Basel: Marcel Dekker Inc., 1989.P.37

122. Lowe K.C., Perfluorochemicals// Adv.Materials. 1991.,V.3., №2. Р.70-93.119.

123. Сборник Медико-биологические аспекты применения эмульсии перфторуглеродов. Маевский Е.И. и др. Первый опыт получения крупных

лабораторных партий эмульсий перфторуглеродов для экспериментальных и клинических целей. Стр. 39-47.

124. Tsuda Y., Yamanouchi K., Yokoyama K. et. al.//Biomat.,Art.Cells. Art.Org., 1988, Vol. 16, P.473.

125. Илларионов Э.Ф., Маевский Е.И., Кирш Ю.Э. и др. Физико-химическая и биологическая оценка свойств проксанолов - стабилизаторов эмульсий ПФОС. В сборнике: Фторуглеродные газопереносящие среды. Пущино, 1984, с. 73-79.,

126. Yamanouchi К., Tonaka M., Tsuda Y., Yokoyama K. et al., Chem. Pharm. Bull., 1985, Vol. 33(3), P. 1221-1231.,

127. Skibla J.L., Sousalla J., Petroff R.J., Denor P., Eur. Surg. Res., 1985, Vol. 17(5), P. 301-309.,

128. Mitsuno Т., Kawa Y., Kita A., Kohno N., Int. Surg. 1981, Vol. 66, P. 355358.,

129. Alexandridis P., Lindman B. Amphiphilic Block Copolymers. Self Assembly and Applications. New York; London; Amsterdam: Elsevier, 2000.

130. Melik-Nubarov N.S., Pomaz O.O., Dorodnych T.Y.,Badun G.A., Ksenofontov A.L., Schemchukova O.B.,Arzhakov S.A. // FEBS Lett. 1999. V. 446. № 1. P. 194.

131. Krylova O.O., Melik-Nubarov N.S., Badun G.A., Ksenofontov A.L., Menger F.M., Yaroslavov A.A. // Chem. Eur. J. 2003. V. 9. № 16. P. 3930.

132. Melik-Nubarov N.S., Krylova O.O. // Adv. Plan. Lip.Bilayers Liposomes. 2005. V. 2. № 5. P. 121.

133. Kabanov A.V., Batrakova E.V., Alakhov V.Y. // Adv.Drug Del. Rev. 2002. V. 54. № 5. P. 759.

134. Kabanov A.V., Okano T. // Adv. Exp. Med. Biol. 2003.V. 519 P.1

135. Moghimi S.M., Hunter A.C. // Trends Biotech. 2000.V. 18. № 10. P. 412.

136. Fujuta Т., Suyama Т., Yokoyama К., Eur.Surg.Res., 1971, Vol. 3, P. 436453.;

137. Geyer R.P., Taylor K., Duffet E., Fed. Proc., 1976, Vol. 35, P. 826-836.; Blank M., Riess J., Nature, 1981, P. 9-16130.

138. Gnecchi M, He H, Noiseux N. Evidence supporting paracrine hypothesis for Aktmodified mesenchymal stem cell-mediated cardiac protection and functional improvement. The FASEB Journal 2006. 20:.661-669

139. Склифас А.Н. Исследование механизмов аккумуляции и выведения перфторорганических соединений в организме животных. Дисс. на звание к.б.н. по специальности биофизика. Пущино, 2000..

140. Склифас А.Н., Евдокимов В.А., Кукушкин Н.И. // Биофизика, 2008, том 53, вып.2, C. 359-366.

141. Склифас А.Н., Шехтман Д.Г., Евдокимов В.А., Темнов А.А., Анташов А.В., Капцов В.В., Кукушкин Н.И // Биофизика, 2002, т.47, вып.5, C. 926-932.

142. Lanza GM1, Yu X, Winter PM, Abendschein DR, Karukstis KK, Scott MJ, Chinen LK, Fuhrhop RW, Scherrer DE, Wickline SA Targeted antiproliferative drug delivery to vascular smooth muscle cells with a magnetic resonance imaging nanoparticle contrast agent: implications for rational therapy of restenosis.// Expert Rev Med Devices. 2007 Mar;4(2): 137-145.

143. Темнов А.А., Склифас А.Н., Терещенко А.В., Белый Ю.А., Лысков Н.Б., Кукушкин Н.И. // Использование перфторуглеродной эмульсии для введения фотосенсибилизирующих препаратов в стволовые клетки костного мозга », Биофизика, 2010, т.55, выпуск 6, стр. 1063-1069.

144. Céline Giraudeau, Boucif Djemaï, Mohamed Ahme Ghaly et al. High sensitivity 19F MRI of a perfluorooctyl bromide emulsion: application to a dynamic

biodistribution study and oxygen tension mapping in the mouse liver and spleen. NMR in Biomedicine,2011,v25 ,issue 4, p 654-660.

145. Склифас А.Н., Чаплыгина С. Л., Шехтман Д.Г., Кукушкин Н.И. Эмульсия на основе первтороктилбромида: рентреноконтрастные свойства, механизмы рентреноконтрастности Биофизика. 2007. Т. 52. № 2. С. 367-371134.

146. Tabata, Y.; Ikada, Y. Effect of the size and surface charge of polymer microspheres on their phagocytosis by macrophage. Biomaterials, 1988, 9, 356-362.

147. Gref, R.; Minamitake, Y.; Peracchia, M. T.; Trubetskoy, V.; Torchilin, V.; Langer, R. Biodegradable long-circulating polymeric nanospheres. Science, 1994, 263, 1600-1603.

148. Kaul, G.; Amiji, M. Long-circulating poly(ethylene glycol) modified gelatin nanoparticles for intracellular delivery. Pharm. Res. 2002, 19, 1061-1067

149. Frank, M.; Fries, L. The role of complement in inflammation and Phagocytosis. Immunol. Today, 1991, 12, 322-326.

150. Johnson, R. J., 2004. The complement system. In: Ratner, B. D.; Hoffman, A. S.; Schoen, F. J.; Lemons, J. E. (Eds.), Biomaterials Science: An Introduction to Materials in Medicine. Elsevier Academic Press, Amsterdam, 318-328

151. Angoulvant D, Ivanes F, Ferrera R et al. Mesenchymal stem cell conditioned media attenuates in vitro and ex vivo myocardial reperfusion injury. The Journal of Heart and Lung Transplantation 2011. 30(1): 95-102.

152. Owens, D. E. 3rd; Peppas, N. A. Opsonization, biodistribution, and pharmacokinetics of polymeric nanoparticles. Int. J. Pharm. 2006, 307, 93-102. Moghimi, S. M.; Muir, I. S.; Illum, L.; Davis, S. S.; Kolb-Bachofen, V. "Coating particles with a block co-polymer (poloxamine-908) suppresses opsonization but permits the activity of dysopsonins in the serum. Biochim. Biophys. Acta. 1993, 1179, 157-165.

153. Мелешина А. В. и др. Исследование миграции трансплантированных мультипотентных мезенхимных стромальных клеток в организме опухоленосителя //Гены и клетки. - 2013. - Т. 8. - №. 2.

154. Лукьянов С.А. Флуоресцентные белки - природное разнообразие и применение в экспериментальной биологии Институт биоорганической химии им. академиков М.М. Шемякина и Ю.А. Овчинникова РАН. http://www.bio.msu.ru/res/D0C405/MFK_2013-2014_bioraznoobrazie_8_Lukyanov.pdf

155. Jonathan M. Hill, Alexander J. Dick, Venkatesh K. Raman et al. // Serial Cardiac Magnetic Resonance Imaging of Injected Mesenchymal Stem Cells.// Circulation. 2003; 108: 1009-1014.

156. Yokoyama K, Yamanouchi K, Murashima R. // Excterion of perfluorochemicals after intravenous injection of their emulsions. Chemical and Pharmacological Bulletin (Tokyo). 1975, 23 1368-73

157. Склифас А.Н. Газохроматографический анализ распределения и аккумуляции ПФОС в органах крыс после кровезамещения .// Сб. Перфторуглероды в биологии и медицине. 1980, г.Пущино,сс118-122.

158. R. Vasita, G. Mani, C.Agrawal, at al., Polymer 51(16), 3706 (2010).

159. Zhirnov A.E., T.V. Demina , O.O. Krylova , at al., Biochim. Biophys. Acta 1720 (1-2), 73 (2005, Dec 30).

160. R. Vasita, and D.S. Katti, J. Nanomedicine 7, 61 (2012).

161. Barnes T.J. and C.A. Prestidge, Langmuir 16, 4116 (2000).

162. G. Wanka, H. Hoffman, and W. Ulbricht, Macromolecules 27, 4145 (1994)

163. Темнов А. А. Патент "Способ направленного транспорта биологически активных веществ и применение стволовых клеток для их направленного транспорта». Номер патента: ru 2426785

164. Темнов А.А., Белый Ю.А., Миргородская С.А., Семенов А.Д., Шацких А.В., Ревищин А.В., Павлова Г.В., Куст Н.Н., Склифас А.Н. Использование магнитных частиц для фиксации изолированных клеток при субретинальной трансплантации. Трансплантология. 2014;(4):12-20.

165. Миргородская Светлана Александровна Диссертация «Разработка технологии фиксации изолированных клеток при субретинальной трансплантации» на соискание ученой степени кандидата медицинских наук 2014.