Репортерная система на основе улучшенной биолюминесцентной системы грибов тема диссертации и автореферата по ВАК РФ 00.00.00, кандидат наук Шахова Екатерина Сергеевна

• Шахова Екатерина Сергеевна
• кандидат наук
• 2026

Оглавление диссертации кандидат наук Шахова Екатерина Сергеевна

Список сокращений

Введение

Глава 1. Обзор литературы

1.1. Репортерные системы и их разновидности

1.2. Репортерные системы, в основе которых лежит изменение цвета

1.2.1. GUS репортерная система

1.2.2. Репортер RUBY

1.3. Репортерные системы на основе флуоресценции

1.4. Репортерные системы на основе биолюминесценции

1.4.1. Люцифераза светляка, D-люциферин-зависимая люцифераза

1.4.2. Целентеразин-зависимые люциферазы

1.4.2.1. Renilla люцифераза

1.4.2.2. NanoLuc

1.4.2.3. Gaussia люцифераза

1.4.3. Автономно биолюминесцентные репортерные системы

1.4.3.1. Автономная биолюминесцентная система бактерий

1.4.3.2. Биолюминесцентная система грибов

1.4.3.2.1. Цикл кофейной кислоты

1.4.3.2.2. Биотехнологическое применение биолюминесценции грибов

Глава 2. Материалы и методы

2.1 Культуральные среды

2.2 Методы молекулярной биологии

2.2.1 Дизайн векторов, несущих кодирующие последовательности генов, промоторы или терминаторы

2.2.2 Дизайн векторов для экспрессии в клетках дрожжей

2.2.3 Дизайн векторов для экспрессии в клетках млекопитающих

2.2.4 Дизайн векторов для экспрессии в клетках растений

2.2.5 Создание генетических конструкций

2.2.5.1 Амплификация ДНК

2.2.5.2 Электрофорез ДНК в агарозном геле

2.2.5.3 Очистка ДНК из агарозного геля

2.2.5.4 Модульное клонирование на основе метода GoldenGate

2.2.5.5 Выделение плазмидной ДНК

2.2.5.6 Секвенирование ДНК

2.3 Методы работы с бактериями

2.3.1 Приготовление компетентных клеток бактерий

2.3.2 Электрическая трансформация клеток бактерий

2.4 Методы работы с дрожжами Pichia pastoris GS115

2.4.1 Приготовление компетентных клеток дрожжей

2.4.2 Электрическая трансформация клеток дрожжей

2.4.3 Селекция дрожжей Pichiapastoris на твёрдой среде RDB без гистидина

2.4.4 Отбор положительных клонов дрожжей

2.4.5 Заморозка и хранение полученных линий дрожжей (музей дрожжей)

2.4.6 Создание дрожжевых линий, несущих гены FBP системы

2.4.7 Измерение люминесцентной активности в дрожжевых линиях при помощи капельного теста (drop-test)

2.4.8 Измерение активности люциферазы при разных температурах в клетках дрожжей

2.4.9 Измерение люминесцентной активности nnLuz_wt и nnLuz_v4 с HiBiT-тагом в лизатах дрожжей

2.5 Методы работы с культурами клеток млекопитающих HEK293T

2.5.1 Поддержание культуры клеток

2.5.2 Пересев клеток

2.5.3 Трансфекция клеток и измерение люминесцентного сигнала

2.5.4 Сравнение FBP3 системы с другими репортерными системами

в культуре клеток млекопитающих

2.6 Методы работы с суспензионной культурой клеток BY-2

2.6.1 Культивирование суспензионной культуры растительных клеток Nicotiana tabacum BY-2

2.6.2 Временная трансформация клеток Nicotiana tabacum BY-2

2.6.3 Сравнение системы FBP3 с другими люциферазами в клетках BY-2

2.6.4 Сравнение системы FBP3 с бактериальной системой (iLux) в клетках BY-2 и при агроинфильтрации в листья N. benthamiana

2.7 Методы работы с растениями

2.7.1 Агроинфильтрации в листья Nicotiana benthamiana и цветки Petunia hybrida69

2.7.2 Культивирование растений in vitro и их выращивание

2.7.3 Агробактериальная трансформация Arabidopsis thaliana

2.7.4. Генотипирование трансгенных растений и линий дрожжей

2.7.5 Съёмка растений

2.8 Представление данных и статистика

Глава 3. Результаты и их обсуждение

3.1 Разработка высокопроизводительной скрининговой платформы на основе суспензионной культуры BY-2

3.1.1 Предпосылки работы

3.1.2 Оптимизация протокола для высокопроизводительного скрининга в растительных клетках BY-2

3.1.3 Выбор промоторов (растительных, вирусных и синтетических) для экспрессии в клетках двудольных растений

3.1.4 Сравнение промоторов при транзиентной экспрессии в клетках растений с использованием флуоресцентного белка

3.1.5 Влияние оптической плотности суспнензии агробактерий на уровень транзиентной экспрессии в клетках растений

3.1.6 Корреляция уровней экспрессии между двумя экспериментальными системами на основе Nicotiana spp

3.1.7 Скрининговая система на основе суспензионной культуры BY-2 для оптимизации биолюминесцентной системы грибов

3.2 Оптимизация репортерной системы на основе биолюминесценции грибов

3.2.1 Роль фосфопантетеинилтрансферазы для посттрансляционной модификации гиспидинсинтазы в растительных клетках

3.2.2 Сравнение ортологов гиспидинсинтаз

3.2.3 Мутантные формы гиспидин-3-гидроксилазы nnH3H и люциферазы nnLuz

3.2.4 Измерение функциональной активности люцифераз (nnLuz_wt и nnLuz_v4) при разных температурах в клетках дрожжей

3.2.5 Определение константы Михаэлиса (Km) для люцифераз грибов nnLuz_wt/v4 в лизатах дрожжей при добавлении люциферина грибов

3.2.6 Оптимизация кодирующей последовательности генов FBP для экспрессии в разных гетерологических хозяевах

3.2.7 Проверка сочетаний улучшенных компонентов FBP в разных гетерологических системах

3.2.7.1 Проверка сочетания улучшенных компонентов FBP в клетках дрожжей P. pastoris

3.2.7.2 Яркость свечения дрожжей, экспрессирующих гены FBP3, при добавлении кофейной кислоты

3.2.7.3 Проверка сочетания улучшенных компонентов FBP в клетках млекопитающих

3.2.7.4 Оценка возможности регистрации люминесцентного сигнала от системы FBP3 с использованием планшетного ридера

3.2.7.5 Сравнение FBP3 с существующими репортерными системами при транзиентной экспрессии в культуре клеток млекопитающих

3.2.7.6 Сравнение разных сочетаний генов FBP при транзиентной экспрессии в клетках растений BY-2

3.2.7.7 Оптимизация транскрипционных единиц FBP для вектора, используемого для стабильной трансформации растений

3.2.7.8 Временная трансформация растительных клеток плазмидами, кодирующими гены FBP систем

3.2.7.9 Сравнение FBP3 с альтернативными биолюминесцентными репортерными системами при транзиентной экспрессии в клетках растений

3.2.7.10 Получение трансгенных линий N. benthamiana, стабильно экспрессирующих гены FBP, и их сравнение

3.2.7.11 Получение трансгенных линий N. tabacum, стабильно экспрессирующих гены FBP, и их сравнение

3.2.7.12 Получение трансгенных линий A. thaliana, стабильно экспрессирующих гены FBP, и их сравнение

3.2.7.13 Получение трансгенных линий тополя, стабильно экспрессирующих гены FBP, и их сравнение

3.2.7.14 Получение трансгенных линий Petunia hybrida, стабильно экспрессирующих гены FBP, и их сравнение

Заключение

Выводы

Благодарности

Список литературы

Приложения

Приложение 1. Плазмиды, кодирующие гены биолюминесцентной системы грибов (ID плазмиды, карта генетической конструкции)

Приложение 2. Плазмиды с промоторами или терминаторами, использованные в данной работе

Приложение 3. Плазмиды для экспрессии в клетках дрожжей P. pastoris

Приложение 4. Плазмиды для экспрессии в культуре клеток млекопитающих

Приложение 5. Плазмиды, содержащие транскрипционную единицу с геном EGFP под

контролем разных промоторов

Приложение 6. Плазмиды для экспрессии в клетках растений

Приложение 7. Линии растений, используемые в данной работе

Список сокращений

АТФ - аденозинтрифосфат

ДМСО - диметилсульфоксид

ДНК - дезоксирибонуклеиновая кислота

кДНК - комплементарная ДНК

КоА - кофермент-А

к.п.н. (т.п.н.) - тысяча пар нуклеотидов

миРНК - малые интерферирующие РНК

МОПС - 3-морфолинопропансульфоновая кислота

НАДФН - никотинамидадениндинуклеотидфосфат

ПЦР - полимеразная цепная реакция

РНК - рибонуклеиновая кислота

УФ - ультрафиолет

ФБ - флуоресцентный белок

ФМН - флавинмононуклеотида

ФПТаза - фосфопантетеинилтрансфераза

ЭДТА - этилендиаминтетрауксусная кислота

ЭПР - эндоплазматический ретикулум

3'UTR - 3'HTO - 3'-нетранслируемая область 5'UTR - 5'HTO - 5'-нетранслируемая область ACP - ацилпереносящий белок AGL0 - штамм агробактерий A. tumefaciens AMP - аденозинмонофосфат

BRET - биолюминесцентный резонансный перенос энергии

BY-2 - суспензионная культура клеток Nicotiana tabacum Bright Yellow-2

C3H - кумарат-3-гидроксилаза

C4H - циннамат-4-гидроксилаза

nnCPH - каффеоилпируватгидролаза Neonothopanus nambi

DLR - dual-luciferase reporter - репортер на основе двух люцифераз

DMSO - диметилсульфоксид

DPBS - Dulbecco's phosphate-buffered saline, фосфатный буфер Дульбекко DTT - дитиотреитол

EGFP - зеленый флуоресцентный белок

FBP - fungal bioluminescence pathway, цикл кофейной кислоты FLuc - люцифераза светляка Photinus pyralis FRET - Фёрстеровский резонансный перенос энергии GLuc - люцифераза из Gaussia princeps

GUS - ген uidA из Escherichia coli, кодирующий фермент Р-глюкуронидазу

HEPES - 4-(2-гидроксиэтил)-1-пиперазинэтансульфоновая кислота

HpaB - один из белков гетеродимерной циннамат-3-гидроксилазы

HpaC - один из белков гетеродимерной циннамат-3-гидроксилазы

IVIS - In Vivo Imaging Software, аппаратура для регистрации люминесценции

LB среда - Luria broth, Lysogenic Broth, богатая среда для культивации бактерий

mcitHispS - гиспидинсинтаза из Mycena citricolor

MES - 2-(№морфолино)этансульфоновая кислота

MinSyn - Minimal synthetic promoters - минимальный синтетический промотор MMA буфер - 10 мМ MES, pH 5.7, 10 мМ MgCh, 200 мкМ ацетосирингон MoClo/МоКло - модульное клонирование MS среда - среда Murashige-Skoog

NanoLuc - коммерческое название искусственно оптимизированной люциферазы Oplophorus gracilirostris

NpgA - фосфопантетеинилтрансфераза из Aspergillus nidulans nnH3H - гиспидин-3-гидроксилаза Neonothopanus nambi nnHispS - гиспидинсинтаза Neonothopanus nambi nnLuz - люцифераза Neonothopanus nambi NS - незначимо

OD - единица оптической плотности

P450 - цитохром (белок из класса гемпротеинов)

PAL - фенилаланинаммонийлиаза

PBS - фосфатный буфер

p35s - промотор 35S рРНК вируса мозаики цветной капусты pCMV - промотор цитомегаловируса

pCmYLCV - промотор вируса желтого скручивания листьев цеструма

PMSF - фенилметилсульфонил фторид

RcTAL - тирозин-аммоний-лиаза Rhodobacter capsulatus

RDB - regeneration dextrose base, минимальная среда для культивирования дрожжей

RBCS2B - малый субъединичный белок 2B рибулозо-1,5-бисфосфаткарбоксилазы

RLuc - люцифераза Renilla

ROI - region of interest, область интереса

SOB - Super Optimal Broth, среда для культивирования бактерий

TAE-буфер - трис-ацетатный буфер

TAL - тирозин-аммоний-лиаза

TCEP - трис(2-карбоксиэтил)фосфин

tAOX - терминатор алкогольоксидазы

tNOS - терминатор нопалинсинтазы из Agrobacterium tumefaciens UV - ультрафиолет WT - дикий тип

YPD - среда для культивирования дрожжей

Введение

Биолюминесценция представляет собой ферментативное окисление субстрата люциферазой, сопровождающееся испусканием света. Благодаря низкому фоновому сигналу биолюминесценция широко применяется в качестве репортерной системы в молекулярной и клеточной биологии. Однако существенным ограничением репортерных систем, состоящих только из люциферазы, является необходимость добавления субстрата.

В отличие от люцифераз, автономные биолюминесцентные системы позволяют проводить длительные неинвазивные эксперименты, поскольку включают гены биосинтеза субстрата. На сегодняшний день расшифрованы лишь две автономные биолюминесцентные системы: бактериальная и недавно открытая автономная биолюминесцентная система грибов, в основе которой биосинтез люциферина из кофейной кислоты (FBP - fungal bioluminescence pathway, цикл кофейной кислоты). Кофейная кислота является природным вторичным метаболитом растений, поэтому внедрение генов биолюминесцентной системы грибов позволило создать первые автономно светящиеся растения. Если дополнить систему FBP генами биосинтеза кофейной кислоты, автономной биолюминесценции можно достигнуть и в других организмах, например дрожжах и клетках млекопитающих.

Оптимизация ферментативных этапов биолюминесцентной системы грибов представляет собой ключевую задачу, способную значительно повысить яркость данной системы и, как следствие, расширить потенциал применения этой технологии в фундаментальных и прикладных исследованиях, чему и посвящена настоящая работа.

Введение диссертации (часть автореферата) на тему «Репортерная система на основе улучшенной биолюминесцентной системы грибов»

Актуальность темы исследования

В отличие от люциферин-люциферазной репортерной системы, автономная биолюминесцентная система основана на многоступенчатом каскаде реакций, а значит, зависит от эффективности каждого из этапов биосинтетического каскада. Повышение яркости биолюминесценции необходимо для регистрации низких уровней экспрессии генов, работы с минимальными количествами биологического материала. Кроме того, более интенсивное свечение также упрощает регистрацию сигналов: становится возможным использование менее чувствительного и более доступного оборудования; при работе in vivo (например, на животных моделях) интенсивный сигнал обеспечивает детекцию света в глубоких тканях, а сокращение времени

экспозиции - делает возможным наблюдение быстрых процессов в реальном времени. Наконец, оптимизация биосинтеза люциферина необходима и для использования люциферазы как репортера биологических процессов c большим динамическим диапазоном ответа, когда изменения количества люциферазы приводят к пропорциональному изменению сигнала, а не оказываются лимитированы эффективностью биосинтеза люциферина.

Особый интерес для рационального редизайна представляет недавно открытая биолюминесцентная система грибов. Действительно, ранее в гетерологических системах были протестированы лишь немодифицированные ферменты из биолюминесцентного гриба - Neonothopanus nambi. Таким образом, это лишь отправная точка для ее улучшения и разработки репортерных систем на ее основе.

Степень разработанности области исследования

Ранее был открыт люциферин грибов [Purtov и др., 2015a], а затем и полностью расшифрован его биосинтез: описаны гены, кодирующие ферменты биолюминесцентной системы грибов, названной циклом кофейной кислоты, или FBP (Fungal Bioluminescent Pathway) - люцифераза nnLuz, гиспидин-3-гидроксилаза nnH3H, гиспидинсинтаза nnHispS, каффеоилпируватгидролаза nnCPH [Kotlobay и др., 2018]. С использованием этих ферментов, а также фосфопантетеинилтрансферазы из Aspergillus nidulans (NpgA), осуществляющей посттрансляционную модификацию гиспидинсинтазы, клетки дрожжей и млекопитающих приобретают способность к люминесценции при добавлении кофейной кислоты. Если же дополнительно внести гены биосинтеза кофейной кислоты перечисленные организмы становятся автономно биолюминесцентными [Kotlobay и др., 2018; Mitiouchkina и др., 2020]. Однако в растениях кофейная кислота уже присутствует, поэтому использование только 4 генов цикла кофейной кислоты было достаточно для создания автономно светящихся модельных растений табака [Mitiouchkina и др., 2020]. Недавно был создан гибридный путь биосинтеза гиспидина с использованием растительных поликетидсинтаз, что позволило уменьшить размер генетической конструкции, что, в свою очередь, сделало возможной доставку с использованием вирусов в растительные клетки, однако это не повысило яркость биолюминесцентной системы [Palkina и др., 2024]. Другие научные группы добились незначительного увеличения яркости растений N. tabacum, экспрессирующих гены FBP за счёт повышения внутриклеточного уровня кофейной

кислоты путем гиперэкспрессии одного из генов ее биосинтеза -п-кумароилшикимат-З'-гидроксилазы [Zheng и др., 2023], а также за счёт подавления активности генов, вовлеченных в конкурирующие с кофейным циклом метаболические пути [Ge и др., 2024].

Расширяются направления использования биолюминесцентной системы грибов: в частности, она была применена в качестве репортерной системы при разработке сенсоров на фитогормоны [Balakireva и др., 2025; Calvache и др., 2024; Morozov и др., 2025].

Цель и задачи исследования Цель работы: Рациональный редизайн репортерной системы на основе биолюминесцентного каскада грибов для повышения яркости свечения, с последующей оценкой функциональности в различных гетерологических организмах. Задачи работы:

1. Провести сравнение эффективности транскрипционных единиц в растительных клетках с использованием традиционного метода агроинфильтрации листьев и высокопроизводительного метода агробактериального заражения полусухих агрегатов культуры растительных клеток;

2. Оптимизировать ключевые ферменты биолюминесцентной системы грибов с целью повышения интенсивности биолюминесцентного сигнала;

3. Функционально оценить сочетания улучшенных компонентов биолюминесцентной системы грибов при экспрессии в культуре клеток растений, млекопитающих и дрожжей;

4. Провести сравнение улучшенной биолюминесцентной системы грибов с широко используемыми репортерными системами при транзиентной экспрессии в клетках растений и млекопитающих;

5. Создать оптимизированные генно-инженерные конструкции, кодирующие варианты улучшенной автономной биолюминесцентной системы грибов, и с их помощью получить трансгенные растения различных видов.

Научная новизна и практическая значимость работы

В данной работе впервые была осуществлена метаболическая инженерия биолюминесцентной системы грибов с целью повышения яркости свечения. Для этого была подобрана комбинация генов, названная FBP3, включающая гиспидинсинтазу из

Mycena citricolor, фосфопантетеинилтрансферазу Npga, улучшенные мутантные формы люциферазы (nnLuz_v4) и гиспидин-3-гидроксилазы (nnH3H_v2), а также nnCPH. Данная система обеспечила увеличение интенсивности свечения на 1-2 порядка в различных гетерологических системах, включая клетки растений, млекопитающих и дрожжей. В культуре клеток растений система FBP3 превосходит интенсивность свечения бактериальной автономной биолюминесцентной системы на два порядка величины. Применимость улучшенной системы была продемонстрирована в различных растительных системах - были получены трансгенные линии Nicotiana tabacum и N. benthamiana, демонстрирующие увеличение яркости более чем на порядок величины по сравнению со свечением растений с ранее описанной биолюминесцентной системой грибов. Впервые были получены автономно светящиеся Arabidopsis thaliana, Populus canadensis и Petunia hybrida. Кроме того, уровень свечения системы FBP3 при временной экспрессии в культуре клеток млекопитающих также значительно увеличился по сравнению с ранее описанной версией биолюминесцентной системы грибов, и оказался достаточным для регистрации сигнала с использованием планшетного ридера.

Улучшенная биолюминесцентная система грибов, разработанная в данной работе, значительно расширяет её применение в качестве репортерной, позволяя создавать разнообразные биосенсоры для мониторинга физиологических процессов как в растениях [Balakireva и др., 2025; Morozov и др., 2025], так и в животных [Gleneadie и др., 2025].

Основные положения, выносимые на защиту

1. Высокопроизводительный формат агробактериального заражения полусухих агрегатов культуры растительных клеток может быть использован для систематического сравнения транскрипционных единиц с использованием биолюминесцентных и флуоресцентных репортерных систем. Высокая корреляция результатов с традиционным методом агробактериального заражения листьев позволяет заменять скрининг в листьях высокопроизводительным микропланшетным форматом.

2. Гиспидинсинтаза из Mycena citricolor, улучшенные варианты ферментов из Neonothopanus nambi - гиспидин-3-гидроксилаза nnH3H_v2 и люцифераза nnLuz_v4,

обеспечивают увеличение биолюминесцентного сигнала по сравнению с ранее описанными ферментами из гриба Neonothopanus nambi.

3. Улучшенная биолюминесцентная система грибов FBP3 - ферменты mcitHispS, nnH3H_v2 и nnLuz_v4 в сочетании с фосфопантетеинилтрансферазой npgA и каффеоилпируватгидролазой nnCPH - демонстрирует повышение яркости биолюминесценции на 1-2 порядка величины по сравнению с ранее описанной биолюминесцентной системой грибов при экспрессии в культуре клеток растений, млекопитающих и дрожжей.

4. В растительных клетках система FBP3 превосходит интенсивность люминесценции бактериальной биолюминесцентной системы на два порядка величины. В клетках млекопитающих сигнал системы FBP3 при добавлении кофейной кислоты достигает уровня, достаточного для использования в лабораторных планшетных люминометрах, но уступает свечению бактериальной биолюминесцентной системы.

5. Трансгенные растения табака (Nicotiana tabacum и Nicotiana benthamiana) и тополя (Populus canadensis), трансформированные генами улучшенной биолюминесцентной системы грибов, превосходят по яркости ранее созданные трансгенные растения более чем на порядок величины. В свою очередь, трансгенные Arabidopsis thaliana и Petunia hybrida демонстрируют стабильное автономное свечение.

Степень достоверности результатов

Достоверность и воспроизводимость результатов подтверждаются использованием современных методов исследования, отработанных в нашей лаборатории, что дополнительно подтверждается публикациями в рецензируемых научных журналах, независимой верификацией другими исследовательскими коллективами, а также представленными экспериментальными материалами и результатами статистической обработки данных.

Апробация работы и публикации

Материалы данной работы были опубликованы в 3 статьях в рецензируемых научных журналах, входящих в перечень изданий, рекомендованных Минобрнауки России к опубликованию результатов диссертаций, а также представлены в виде стендового доклада на 45-м конгрессе FEBS (онлайн, 2021) и в виде устного доклада на конференции Постгеном'2024 (Москва, 2024 г.).

Глава 1. Обзор литературы 1.1. Репортерные системы и их разновидности

Репортерные системы стали незаменимым инструментом для исследователей в самых разных областях науки. В основе репортерной системы лежит ген-репортер, активность продукта которого легко детектировать и анализировать. Этот ген обычно не представлен в геноме организма, используемого для исследования. Часто используемые гены-репортеры можно разделить на несколько групп в зависимости от способа их детекции: колориметрические - определяемые по изменению цвета [Jiang, Xing, Rao, 2008], флуоресцентные - по флуоресценции [Wang, Da, Tian, 2023], и биолюминесцентные - по свечению [Liu и др., 2021b; Love, Prescher, 2020; Syed, Anderson, 2021; Zambito, Chawda, Mezzanotte, 2021]. Для каждого эксперимента требуется оптимальный ген-репортер: его выбор определяется дизайном и задачами исследования, биологическими особенностями хозяина и методами детекции. В этом обзоре мы остановимся на каждой из групп генов-репортеров, рассмотрим преимущества и недостатки каждой из систем, а также основные области применения. Более подробно будут разобраны репортерные системы на основе биолюминесценции.

1.2. Репортерные системы, в основе которых лежит изменение цвета

Существуют разные гены-репортеры, которые кодируют ферменты, катализирующие легко детектируемые реакции по изменению цвета. Одной из них является щелочная фосфатаза (ALP). Она относится к гидролазам и осуществляет отщепление фосфата от широкого спектра природных и синтетических субстратов. В зависимости от выбранного субстрата щелочной фосфатазы образующийся продукт может иметь разный цвет, например: BCIP/NBT (5-бром-4-хлор-3-индолилфосфат + нитросиний тетразолий) даёт тёмно-синий или фиолетовый осадок, pNPP (пара-нитрофенилфосфат) окрашивает раствор в жёлтый цвет и др. Щелочная фосфатаза экспрессируется практически во всех типах клеток, что затрудняет ее использование как специфического маркера. Но часто применяется секретируемая форма щелочной фосфатазы для неинвазивного измерения экспрессии генов и активности промоторов [Kain, 1997; Lenter и др., 2004].

Еще одним геном-репортером является ß-галактозидаза, закодированная геном lacZ, которая гидролизует ß-галактозиды. Одним из ее самых растпространенных субстратов является X-Gal (5-бромо-4-хлоро-3-индоил-бета-й-галактопиранозид).

Такая комбинация (ген lacZ и субстрат X-Gal) может быть использована в молекулярной биологии в бело-голубой селекции клонов бактерий, содержащих необходимую вставку в плазмиде [Green, Sambrook, 2019], а также для проведения количественной оценки экспрессии генов [Blanco и др., 2018; Jiang, Xing, Rao, 2008].

Более подробно остановимся на наиболее распространенных колориметрических репортерных системах - основанных на Р-глюкуронидазе и репортёре RUBY, широко применяемых в растительной биологии.

1.2.1. GUS репортерная система

В репортере GUS использован ген uidA из Escherichia coli, кодирующий фермент Р-глюкуронидазу, гидролизирующую бесцветные Р-глюкурониды в цветные или флуоресцентные продукты [Jefferson, Kavanagh, Bevan, 1987; Kim и др., 2006]. В зависимости от целей эксперимента могут быть применены разные типы детекции и в связи с этим использованы подходящие субстраты. Наиболее популярным субстратом является 5-бром-4-хлор-3-индолил-бета-0-глюкуронид (X-Gluc) [Frampton, Restaino, Blaszko, 1988], используемый в гистохимическом анализе и под действием GUS образующий 5,5'-дибром-4,4'-дихлор индиго, обладающий синим цветом.

Для спектрофотометрической детекции часто выбирают р-нитрофенил-глюкуронид (PNPG), продукт расщепления которого (4-нитрофенол) обладает желтой окраской. Для флуореметрической детекции может быть выбран 4-метилумбеллиферил-глюкуронид (MUG). Ограничением репортера GUS является наличие эндогенной Р-глюкуронидазной активности. Например, по этой причине применение репортера GUS лимитировано для большинства позвоночных животных и многих моллюсков. Такая активность практически отсутствует у высших растений, водорослей, папоротников, грибов и большинства бактерий. По этой причине репортер GUS особо популярен в растительной биологии [Jefferson, Kavanagh, Bevan, 1987]. Анализ с применением этого репортера является чувствительным и простым. В случае репортера GUS не нужны дополнительные кофакторы, а сам фермент Р-глюкуронидаза может работать в широком диапазоне pH [Miller и др., 1966].

Разрабатываются новые протоколы для применения GUS [Dedow, Oren, Braybrook, 2022], а также методы для их обработки [Herrera-Romero и др., 2023]. Также был получен термостабильный мутант GUS-TR3337, который позволяет исключить влияние эндогенной активности GUS в растениях [Xiong и др., 2011].

К ограничениям GUS можно отнести необходимость добавления субстрата, неравномерное и медленное его проникновение и распространение по клеткам, ограничивающее применение этого метода для изучения быстрых процессов. Проведение экспериментов по окраске летально для растений. Следует отметить, что GUS является очень стабильным ферментом, поэтому интенсивность окрашивания может нарастать со временем даже при низкой экспрессии исследуемого гена, что приводит к более сильному окрашиванию, то есть завышенному отображению активности промотора, чем реальный уровень экспрессии [Mantis, Tague, 2000].

Несмотря на лимитирующие факторы, репортер GUS до сих пор активно используют в растительной биологии и с его помощью изучают разные транскрипционные элементы: как конститутивную активность [Kato, Tada, 2021], так и меняющуюся под воздействием гормонов [Fernandez-Moreno и др., 2024; Paul и др., 2016], малых молекул [Sowders, Tanaka, 2023], абиотического стресса [Khurana, Chauhan, Khurana, 2013] (рис. 1); исследуют экспрессию генов [Zeng и др., 2021], специфичную для определенных тканей или стадий развития [Liu и др., 2021a; Podia и др., 2023]; локализацию белков [Cheng и др., 2022; Kato и др., 2020; Liang, Opsahl-Sorteberg, 2019]. GUS часто используется для отработки протоколов трансформации растений в качестве визуального селективного маркера [Levengood и др., 2023; Ren и др., 2021; Zhang и др., 2021].

Рисунок 1. Гистохимический анализ GUS, показывающий индукцию гена GUS под контролем промотором TaHSP26, у трехнедельных трансгенных растений Arabidopsis thaliana при тепловом стрессе в разные моменты времени (заимствован из [Khurana, Chauhan, Khurana, 2013]).

1.2.2. Репортер RUBY

Необходимость добавления субстрата извне и фиксации растений все же является существенным ограничением репортеров GUS. Поэтому многие годы исследователи искали альтернативные репортеры в путях биосинтеза различных природных окрашенных соединений. Беталаины - это класс красных и желтых пигментов, найденных у растений порядка Гвоздичные, у которых они заменяют антоцианы. Беталаины являются производными индола и образуются из предшественника - тирозина с помощью трех ферментов: CYP76AD1, BvDODAl и cDOPA5GT [Polturak, Aharoni, 2019]. В начале тирозин гидроксилируется по бензольному кольцу до L-3,4-дигидроксифенилаланина (L-ДОФА) (рис. 2). Реакцию катализирует оксигеназа P450, кодируемая геном CYP76AD1, которая также может далее окислить L-ДОФА до цикло-ДОФА. Альтернативно, L-ДОФА-4,5-диоксигеназа (ДОДА) катализирует образование из L-ДОФА беталаминовой кислоты, которая впоследствии самопроизвольно конденсируется с цикло-ДОФА в бетанидин. Завершающим этапом является работа гликозилтрансферазы, которая добавляет сахарный остаток к батанидину, и образуется уже окрашенный продукт - беталаин, обуславливающий в том числе окраску свеклы. Объединяя в одной рамке считывания три гена CYP76AD1, BvDODA1 и cDOPA5GT через 2A-пептиды, ученые из Китая и США создали новый репортер, названный ими RUBY [He и др., 2020]. Было показано применение RUBY для селекции при трансформации арабидопсиса и риса, а также для изучения экспрессии генов: для промотора гена YUC4, отвечающего за развитие растений путем регуляции локального биосинтеза ауксина, и синтетического ауксин-индуцибельного промотора DR5. RUBY позволяет неинвазивно непрерывно отслеживать процессы на протяжении всего жизненного цикла организма без добавления субстрата извне, отличается простотой детекции и может быть применим к крупным растениям, выращиваемым в полевых условиях.

Репортер RUBY также был использован для разработки метода, позволяющего выявлять гаплоиды у кукурузы и томатов [Wang и др., 2023а]. Гаплоиды — это растения с половинным набором хромосом (только по одной копии каждого гена вместо двух), которые важны для селекции новых сортов, а также упрощают изучение влияния отдельных генов на признаки растения. Сейчас для маркировки гаплоидов используют ген R1-navajo (R1-nj), регулирующий синтез антоцианов, и который окрашивает ткани растения в фиолетово-красный цвет. Однако этот маркер имеет

ограничения: у некоторых растении окраска подавляется, и гаплоиды трудно распознать. RUBY может стать более надежной альтернативой.

Используя систему GAL4/UAS, состоящую из гена GAL4, кодирующего дрожжевой транскрипционный активатор, и энхансера UAS, активируемого фактором GAL4, совместно с RUBY удалось создать сплит-систему для изучения белок-белковых взаимодействий на примере белка пшеницы Sr27, отвечающего за устойчивость к стеблевой ржавчине, и эффекторами AvrSr27, экспрессируемые грибом стеблевой ржавчины Puccinia graminisf. sp. tritici [Chen и др., 2023].

Рисунок 2. А. Реакции превращения тирозина в беталаин. Б. Экспрессия всего пути биосинтеза беталаина в одной кассете с последующей транскрипцией и трансляцией. Адаптировано из [Не и др., 2020].

1.3. Репортерные системы на основе флуоресценции

Флуоресценция - это явление поглощения кванта света флуорофором с последующей быстрой эмиссией кванта света с другими спектральными характеристиками. Для флуоресценции необходим возбуждающий свет от внешнего источника. Флуоресцентные белки (ФБ) представляют собой семейство белков, обладающих консервативной пространственной структурой и способностью к автокаталитическому формированию хромофора внутри белка. Флуоресцентные белки найдены во многих многоклеточных животных, а также на сегодняшний день получено сотни мутантных форм на их основе с различными цветами эмиссии (рис. 3, А) [Chudakov и др., 2010; Wang, Da, Tian, 2023].

400 450 500 550 600 650 700 750

Длина волны (нм)

Рисунок 3. Разнообразие флуоресцентных белков и их применение. А. Палитра мономерных флуоресцентных белков (адаптировано из [DeVree и др., 2021]). Б. Бактерии, экспрессирующие гены разных флуоресцентных белков (из фотогалереи "Shining for Science: Pictures of Glowing Animais" https://www.nationalgeographic.com/animals/article/shining-for-science-pictures-of-glowing-animals). B. Мармозетки, у которых в правой лапе экспрессируется GFP (фотография взята из [Sasaki и др., 2009]). Г. Цветы петунии Petunia hybrida, экспрессирующие ген eGFPuv (фотография взята из [Chin и др., 2018]). Д. Долговременная конфокальная микроскопия сверхвысокого разрешения клеток HeLa, экспрессирующих слитый ген тубулина и ген флуоресцентного белка mBaoJin (фотография взята из [Zhang и др., 2024]).

Первым был выделен флуоресцентный белок из медузы Aequorea Victoria -GFP (Green fluorescent protein) в 1962 [Shimomura, Johnson, Saiga, 1962]. Кристаллическая структура GPF была получена в 1996 году [Ormo и др., 1996], и позволила прояснить механизм формирование хромофора. Пространственная структура флуоресцентных белков достаточно консервативна и представляет собой Р-бочонок с а-спиралью внутри, хромофор находится в центре этой спирали. Хромофор флуоресцентного белка формируется автокаталитически без вспомогательных ферментов и кофакторов из собственных аминокислот белка. Реакция формирования хромофора требует только наличия кислорода, благодаря этому флуоресцентные белки функционально активны в самых разных организмах. Автономное созревание, высокая стабильность, высокая чувствительность и низкая

токсичность сделали флуоресцентные белки одним из ключевых инструментов биомедицинских исследований.

Флуоресцентные белки просты в применении и обладают высокой чувствительностью, поэтому нашли применение в самых различных областях. Мы остановимся только на некоторых из наиболее значимых из них. ФБ используются в ежедневной рутине молекулярных биологов в качестве маркера для сборки генетических конструкций [Winnard и др., 2014]. Когда ген, кодирующий ФБ, встраивается в вектор, и происходит вырезание этого гена при успешной встройке целевого гена, колония бактерий остается неокрашенной. Это позволяет легко отличить колонии со встроенным геном от тех, у которых встройка не произошла. Также при использовании ФБ можно визуально отбирать трансгенные организмы и оптимизировать протоколы для их трансформации [Hraska, Rakousky, Curn, 2006]. Например, созданный недавно ФБ eYGFPuv с зеленой флуоресценцией может быть использован для селекции растительных трансформантов с использованием обычных лабораторных источников ультрафиолета без дополнительных фильтров или специализированного оборудования [Yuan и др., 2021]. А в клеточных культурах млекопитающих ФБ используются для количественной оценки эффективности трансфекции - для этого производят измерение процента клеток, экспрессирующих ФБ [Fus-Kujawa и др., 2021]. ФБ активно используются для изучения экспрессии генов, активности транскрипционных элементов [He и др., 2019; Pavlou и др., 2022].

Путем направленного и случайного мутагенеза была создана большая палитра ФБ, отличающихся по длине волны возбуждения и испускания (рис. 3, А, Б) [Lukyanov, 2022]. Это позволяет выбирать подходящий белок в зависимости от экспериментальных условий и цели исследования, а также использовать в эксперименте несколько ФБ одновременно. Одним из главных направлений использования ФБ является микроскопия, в том числе микроскопия сверхвысокого разрешения (рис. 3, Д) [Lu и др., 2019]. Она позволяет изучать внутриклеточную локализацию белков, визуализировать и отслеживать динамические изменения внутриклеточных структур и процессов в реальном времени [Lelek и др., 2021; Yokota, 2020]. ФБ применяются для визуализации различных клеточных процессов, таких как деление клеток, передача сигналов и перемещение молекул и др. [Day, Schaufele, 2008; Miyawaki, Sakurai, 2019]. ФБ применяются для изучения белок-белковых взаимодействий с помощью методов FRET (Фёрстеровский резонансный перенос энергии) [Kaur, Kaur, Ahuja, 2020] и различных систем бимолекулярной

флуоресцентной комплементации, то есть сплит-белков - разделенные на несколько частей ФБ, которые сами по себе не функциональны, а при взаимодействии восстанавливают структуру функционального белка [Romei, Boxer, 2019]. ФБ нашли применение в создании различных биосенсоров, которые изменяют свои спектральные характеристики в ответ на концентрацию кальция, pH, физиологически значимых веществ и др. [Wang, Da, Tian, 2023]. На основе флуоресцентных белков было создано множество различных трансгенных растений (рис. 3, Г), животных (мыши [Hadjantonakis и др., 1998], кролики [Takahashi и др., 2007], мармозетки [Sasaki и др., 2009](рис. 3, В) и др.), и микроорганизмов (рис. 3, Б), которые используются в научных исследованиях для визуализации и изучения клеточных процессов и биохимических путей.

У флуоресцентных белков как репортеров есть и свои ограничения. Одним из них является фоновая автофлуоресценция образца, уровень фона в таких случаях может достигать уровня сигнала измеряемого флуоресцентного белка, что сильно усложняет использование этого метода в исследованиях. С этой проблемой часто сталкиваются при имиджинге тканей, так как существует большое количество естественных компонентов тканей с высокой эмиссией, которые могут перекрывать эмиссию типичных флуоресцентных белков, используемых для маркирования в тканях. Особенно остро проблема автофлуоресценции проявляется в растениях, поскольку их ткани содержат большое количество собственных флуоресцирующих пигментов и соединений [Donaldson, 2020; Zhou и др., 2005]. В связи с этим ученые улучшают методы визуализации с применением флуоресцентных белков [Jun и др., 2017; Rich и др., 2013]. Еще одним недостатком метода является зависимость скорости созревание флуоресцентных белков от концентрации кислорода и температуры. Время созревания может отличаться у разных флуоресцентных белков, например, красные флуоресцентные белки созревают дольше зеленых из-за более сложного механизма формирования хромофора [Gross и др., 2000]. Было показано, что время созревания может варьировать даже между близкородственными штаммами бактерий [Hebisch и др., 2013]. Однако были созданы флуоресцентные белки iLOV, способные функционировать в отсутствие кислорода [Chapman и др., 2008]. Они отличаются малым размером и высокой термостабильностью. Флуоресценция обеспечивается за счет связывания флавинмононуклеотида и его последующего возбуждения светом. Благодаря этим свойствам iLOV находят широкое применение в анаэробных системах и при исследовании клеточных процессов в условиях ограниченного кислорода

Список литературы диссертационного исследования кандидат наук Шахова Екатерина Сергеевна, 2026 год

Список литературы

1. Abbas M. и др. Vibrio fischeri bioluminescence inhibition assay for ecotoxicity

assessment: A review // Sci. Total Environ. 2018. Т. 626. С. 1295-1309.

2. Abdelhamid M. K. и др. A comprehensive study of colisepticaemia progression in layer

chickens applying novel tools elucidates pathogenesis and transmission of Escherichia coli into eggs // Sci. Rep. 2024. Т. 14. № 1. С. 8111.

3. Abraham E. H., Salikhova A. Y., Hug E. B. Critical ATP parameters associated with blood

and mammalian cells: Relevant measurement techniques // Drug Dev. Res. 2003. Т. 59. № 1. С. 152-160.

4. Adams S. T. Jr, Miller S. C. Beyond D-luciferin: expanding the scope of bioluminescence

imaging in vivo // Curr. Opin. Chem. Biol. 2014. Т. 21. С. 112-120.

5. Airth R. L., Foerster G. E. ENZYMES ASSOCIATED WITH BIOLUMINESCENCE IN

PANUS STYPTICUS LUMINESCENS AND PANUS STYPTICUS NON-LUMINESCENS // J. Bacteriol. 1964. Т. 88. С. 1372-1379.

6. Airth R. L., McELROY W. D. Light emission from extracts of luminous fungi // J.

Bacteriol. 1959. Т. 77. № 2. С. 249-250.

7. Alberghina L. The Warburg effect explained: Integration of enhanced glycolysis with

heterogeneous mitochondria to promote cancer cell proliferation // Int. J. Mol. Sci. 2023. Т. 24. № 21.

8. Alessandrini F. и др. Noninvasive Monitoring of Glioma Growth in the Mouse // J. Cancer.

2016. Т. 7. № 13. С. 1791-1797.

9. Ali S., Kim W.-C. A Fruitful Decade Using Synthetic Promoters in the Improvement of

Transgenic Plants // Front Plant Sci. 2019. Т. 10. С. 1433.

10. Alves J. и др. Monitoring phosphorylation and acetylation of CRISPR-mediated HiBiT-tagged endogenous proteins // Sci. Rep. 2024. Т. 14. № 1. С. 2138.

11. Andreou A. I., Nakayama N. Mobius Assembly: A versatile Golden-Gate framework towards universal DNA assembly // PLoS One. 2018. Т. 13. № 1. С. e0189892.

12. Andreu N. и др. Optimisation of bioluminescent reporters for use with mycobacteria // PLoS One. 2010. Т. 5. № 5. С. e10777.

13. Arakawa M. и др. A highly sensitive NanoLuc-based protease biosensor for detecting apoptosis and SARS-CoV-2 infection // Sci. Rep. 2023. Т. 13. № 1. С. 1753.

14. Aydin Akbudak M., Srivastava V. Effect of gene order in DNA constructs on gene expression upon integration into plant genome // 3 Biotech. 2017. Т. 7. № 2. С. 94.

15. Balakireva A. V. и др. Non-invasive imaging of salicylic and jasmonic acid activities in planta // bioRxiv. 2025. С. 2025.02.17.636591.

16. Bent A. Arabidopsis thaliana floral dip transformation method // Methods Mol Biol. 2006. Т. 343. С. 87-103.

17. Beregovaya K. A. и др. Rational Design and Mutagenesis of Fungal Luciferase from Neonothopanus nambi // Dokl. Biochem. Biophys. 2021. Т. 496. № 1. С. 14-17.

18. Bereza-Malcolm L. T., Mann G., Franks A. E. Environmental sensing of heavy metals through whole cell microbial biosensors: a synthetic biology approach // ACS Synth. Biol. 2015. Т. 4. № 5. С. 535-546.

19. Bernal E. и др. Bioluminescent pv. as a Tool to Quantify Bacteria , Screen Germplasm, and Identify Infection Routes on Leaf Surfaces // Front. Plant Sci. 2021. Т. 12. С. 667351.

20. Bessho-Uehara M. и др. Evidence for Biosynthesis of the Luminous Substrate Coelenterazine in Ctenophores // iScience. 2020. Т. 23. № 12. С. 101859.

21. Blanco M. J. и др. Tracing Gene Expression Through Detection of P-galactosidase Activity in Whole Mouse Embryos // J. Vis. Exp. 2018. № 136.

22. Boissinot S. и др. Bioluminescence Production by Turnip Yellows Virus Infectious Clones: A New Way to Monitor Plant Virus Infection // Int. J. Mol. Sci. 2022. Т. 23. № 22.

23

24

25

26

27

28

29

30

31

32

33

34

35

36

37

38

39

40

41

42

43

Bottari B., Santarelli M., Neviani E. Determination of microbial load for different beverages and foodstuff by assessment of intracellular ATP // Trends Food Sci. Technol. 2015. T. 44. № 1. C. 36-48.

Branchini B. R. u gp. A Firefly Luciferase Dual Color Bioluminescence Reporter Assay Using Two Substrates To Simultaneously Monitor Two Gene Expression Events // Sci. Rep. 2018. T. 8. № 1. C. 5990.

Brinker T., Gregor C. Increased Autonomous Bioluminescence Emission from Mammalian Cells by Enhanced Cofactor Synthesis // Chemosensors. 2024. T. 12. № 11. C. 223.

Brodl E., Winkler A., Macheroux P. Molecular Mechanisms of Bacterial Bioluminescence // Comput. Struct. Biotechnol. J. 2018. T. 16. C. 551-564.

Brolin S. E. u gp. Photokinetic micro assay based on dehydrogenase reactions and bacterial luciferase // Anal. Biochem. 1971. T. 42. № 1. C. 124-135. Brown C. E. u gp. Biophotonic cytotoxicity assay for high-throughput screening of cytolytic killing // J. Immunol. Methods. 2005. T. 297. № 1-2. C. 39-52. Burns-Guydish S. M. u gp. Monitoring age-related susceptibility of young mice to oral Salmonella enterica serovar Typhimurium infection using an in vivo murine model // Pediatr. Res. 2005. T. 58. № 1. C. 153-158.

Cai Y.-M. u gp. Rational design of minimal synthetic promoters for plants // Nucleic Acids Res. 2020. T. 48. № 21. C. 11845-11856.

Calvache C. u gp. A quantitative autonomous bioluminescence reporter system with a wide dynamic range for Plant Synthetic Biology // Plant Biotechnol. J. 2024. T. 22. № 1. C. 37-47.

Carlson E. D., Rajniak J., Sattely E. S. Multiplicity of the Infection of for Transient DNA Delivery // ACS Synth Biol. 2023. T. 12. № 8. C. 2329-2338.

Cermâk T. u gp. A Multipurpose Toolkit to Enable Advanced Genome Engineering in Plants // Plant Cell. 2017. T. 29. № 6. C. 1196-1217.

Chapman S. u gp. The photoreversible fluorescent protein iLOV outperforms GFP as a reporter of plant virus infection // Proc Natl Acad Sci U S A. 2008. T. 105. № 50. C. 20038-20043.

Cheng Y. u gp. The R2R3 MYB Transcription Factor MYB71 Regulates Abscisic Acid Response in Arabidopsis // Plants. 2022. T. 11. № 10.

Chen J. u gp. A split GAL4 RUBY assay for visual in planta detection of protein-protein interactions // Plant J. 2023. T. 114. № 6. C. 1209-1226.

Chin D. P. u gp. Generation of brilliant green fluorescent petunia plants by using a new and potent fluorescent protein transgene // Sci. Rep. 2018. T. 8. № 1. C. 16556. Choi S. G. u gp. Maximizing binary interactome mapping with a minimal number of assays // Nat Commun. 2019. T. 10. № 1. C. 3907.

Cho W. u gp. Dual transgenic reporter mice as a tool for monitoring expression of glial fibrillary acidic protein // J. Neurochem. 2009. T. 110. № 1. C. 343-351. Chudakov D. M. u gp. Fluorescent proteins and their applications in imaging living cells and tissues // Physiol. Rev. 2010. T. 90. № 3. C. 1103-1163.

Chu J. u gp. A bright cyan-excitable orange fluorescent protein facilitates dual-emission microscopy and enhances bioluminescence imaging in vivo // Nat. Biotechnol. 2016. T. 34. № 7. C. 760-767.

Chung E. u gp. Secreted Gaussia luciferase as a biomarker for monitoring tumor progression and treatment response of systemic metastases // PLoS One. 2009. T. 4. № 12. C. e8316.

Close D. u gp. The evolution of the bacterial luciferase gene cassette (lux) as a real-time bioreporter // Sensors . 2012. T. 12. № 1. C. 732-752.

44

45

46

47

48

49

50

51

52

53

54

55

56

57

58

59

60

61

62

63

64

65

Close D. M. h gp. Autonomous bioluminescent expression of the bacterial luciferase gene cassette (lux) in a mammalian cell line // PLoS One. 2010. T. 5. № 8. C. e12441. Clough S. J., Bent A. F. Floral dip: a simplified method for Agrobacterium-mediated transformation of Arabidopsis thaliana // Plant J. 1998. T. 16. № 6. C. 735-743. Conway M. h gp. Real-time tracking of stem cell viability, proliferation, and differentiation with autonomous bioluminescence imaging // BMC Biol. 2020. T. 18. № 1. C. 79.

Cormack B. P., Valdivia R. H., Falkow S. FACS-optimized mutants of the green fluorescent protein (GFP) // Gene. 1996. T. 173. № 1 Spec. C. 33-38. Costantini L. M. h gp. Assessing the tendency of fluorescent proteins to oligomerize under physiologic conditions // Traffic. 2012. T. 13. № 5. C. 643-649.

Cronin M. h gp. High resolution in vivo bioluminescent imaging for the study of bacterial tumour targeting // PLoS One. 2012. T. 7. № 1. C. e30940.

Cui B. h gp. Engineering an enhanced, thermostable, monomeric bacterial luciferase gene as a reporter in plant protoplasts // PLoS One. 2014. T. 9. № 10. C. e107885. Dacres H. h gp. Bioluminescence resonance energy transfer biosensor for measuring activity of a protease secreted by Pseudomonas fluorescens growing in milk // Anal. Chim. Acta. 2023. T. 1270. C. 341401.

Day R. N., Schaufele F. Fluorescent protein tools for studying protein dynamics in living

cells: a review // J. Biomed. Opt. 2008. T. 13. № 3. C. 031202.

De A. h gp. BRET3: a red-shifted bioluminescence resonance energy transfer

(BRET)-based integrated platform for imaging protein-protein interactions from single

live cells and living animals // FASEB J. 2009. T. 23. № 8. C. 2702-2709.

Dedow L. K., Oren E., Braybrook S. A. Fake news blues: A GUS staining protocol to

reduce false-negative data // Plant Direct. 2022. T. 6. № 2. C. e367.

Degeling M. H. h gp. Directed molecular evolution reveals Gaussia luciferase variants

with enhanced light output stability // Anal. Chem. 2013. T. 85. № 5. C. 3006-3012.

Deng Z. h gp. A dual-luciferase reporter system for characterization of small RNA target

genes in both mammalian and insect cells // Insect Sci. 2022. T. 29. № 3. C. 631-644.

DeVree B. T. h gp. Current and future advances in fluorescence-based visualization of

plant cell wall components and cell wall biosynthetic machineries // Biotechnol. Biofuels.

2021. T. 14. № 1. C. 78.

Dimri S., Basu S., De A. Use of BRET to Study Protein-Protein Interactions In Vitro and In Vivo // Methods Mol. Biol. 2016. T. 1443. C. 57-78.

Dixon A. S. h gp. NanoLuc Complementation Reporter Optimized for Accurate Measurement of Protein Interactions in Cells // ACS Chem. Biol. 2016. T. 11. № 2. C. 400-408.

Dixon A. S. h gp. A Tri-part Protein Complementation System Using Antibody-Small Peptide Fusions Enables Homogeneous Immunoassays // Sci. Rep. 2017. T. 7. № 1. C. 8186.

Donaldson L. Autofluorescence in Plants // Molecules. 2020. T. 25. № 10. Dragulescu-Andrasi A. h gp. Bioluminescence resonance energy transfer (BRET) imaging of protein-protein interactions within deep tissues of living subjects // Proc. Natl. Acad. Sci. U. S. A. 2011. T. 108. № 29. C. 12060-12065.

Dvir G. h gp. Synthesis of large single-transcript pathways from oligonucleotide pools: Design of STARBURST, an autobioluminescent reporter // Proc Natl Acad Sci U S A. 2025. T. 122. № 31. C. e2508109122.

El-Amouri S. S. h gp. Secreted luciferase for in vivo evaluation of systemic protein delivery in mice // Mol. Biotechnol. 2013. T. 53. № 1. C. 63-73.

Eldridge M. L. h gp. Saccharomyces cerevisiae BLYAS, a new bioluminescent bioreporter

66

67

68

69

70

71

72

73

74

75

76

77

78

79

80

81

82

83

84

85

86

for detection of androgenic compounds // Appl Environ Microbiol. 2007. T. 73. № 19. C. 6012-6018.

Endo M., Ozawa T. Advanced Bioluminescence System for In Vivo Imaging with Brighter and Red-Shifted Light Emission // Int. J. Mol. Sci. 2020. T. 21. № 18. England C. G., Ehlerding E. B., Cai W. NanoLuc: A Small Luciferase Is Brightening Up the Field of Bioluminescence // Bioconjug. Chem. 2016. T. 27. № 5. C. 1175-1187. Engler C. h gp. A golden gate modular cloning toolbox for plants // ACS Synth. Biol. 2014. T. 3. № 11. C. 839-843.

Enjalbert B. h gp. A multifunctional, synthetic Gaussia princeps luciferase reporter for live imaging of Candida albicans infections // Infect. Immun. 2009. T. 77. № 11. C. 4847-4858.

Fallon T. R. h gp. Sulfoluciferin is Biosynthesized by a Specialized Luciferin Sulfotransferase in Fireflies // Biochemistry. 2016. T. 55. № 24. C. 3341-3344. Fernandez-Moreno J.-P. h gp. A rapid and scalable approach to build synthetic repetitive hormone-responsive promoters // Plant Biotechnol. J. 2024.

Fernandez-Pinas F. h gp. Evaluation of the ecotoxicity of pollutants with bioluminescent microorganisms // Adv. Biochem. Eng. Biotechnol. 2014. T. 145. C. 65-135. Folgado A., Abranches R. Tobacco BY2 cells expressing recombinant cardosin B as an alternative for production of active milk clotting enzymes // Sci Rep. 2021. T. 11. № 1. C. 14501.

Fontes R. h gp. Synthesis of dehydroluciferin by firefly luciferase: effect of

dehydroluciferin, coenzyme A and nucleoside triphosphates on the luminescent reaction //

Biochem. Biophys. Res. Commun. 1997. T. 237. № 2. C. 445-450.

Frampton E. W., Restaino L., Blaszko N. Evaluation of the P-Glucuronidase Substrate

5-Bromo-4-Chloro-3-Indolyl-P-D-Glucuronide (X-GLUC) in a 24-Hour Direct Plating

Method for Escherichia coli // J. Food Prot. 1988. T. 51. № 5. C. 402-404.

Francis W. R. h gp. Occurrence of Isopenicillin-N-Synthase Homologs in Bioluminescent

Ctenophores and Implications for Coelenterazine Biosynthesis // PLoS One. 2015. T. 10.

№ 6. C. e0128742.

Furci L., Pascual-Pardo D., Ton J. A rapid and non-destructive method for spatial-temporal quantification of colonization by Pseudomonas syringae pv. tomato DC3000 in Arabidopsis and tomato // Plant Methods. 2021. T. 17. № 1. C. 126. Furtado A., Henry R. J., Takaiwa F. Comparison of promoters in transgenic rice // Plant Biotechnol J. 2008. T. 6. № 7. C. 679-693.

Fus-Kujawa A. h gp. An Overview of Methods and Tools for Transfection of Eukaryotic

Cells in vitro // Front Bioeng Biotechnol. 2021. T. 9. C. 701031.

Gadd G. M. Interactions of fungi with toxic metals // New Phytol. 1993. T. 124. № 1. C.

25-60.

Gallie D. R. h gp. The 5'-leader sequence of tobacco mosaic virus RNA enhances the expression of foreign gene transcripts in vitro and in vivo // Nucleic Acids Res. 1987. T. 15. № 8. C. 3257-3273.

Gangadaran P. h gp. In Vivo Bioluminescent Imaging of Bone Marrow-Derived Mesenchymal Stem Cells in Mice // Methods Mol. Biol. 2022. T. 2525. C. 281-287. Gangadaran P., Ahn B.-C. In Vivo Tracking of Tumor-Derived Bioluminescent Extracellular Vesicles in Mice // Methods Mol. Biol. 2020. T. 2081. C. 203-210. Gantner J. h gp. Peripheral infrastructure vectors and an extended set of plant parts for the Modular Cloning system // PLoS One. 2018. T. 13. № 5. C. e0197185. Gao L. h gp. Engineered fungal polyketide biosynthesis in Pichia pastoris: a potential excellent host for polyketide production // Microb. Cell Fact. 2013. T. 12. C. 77. Garcia A. G. K., Steinbrenner A. D. Bringing Plant Immunity to Light: A Genetically

Encoded, Bioluminescent Reporter of Pattern-Triggered Immunity in Nicotiana benthamiana // Mol. Plant. Microbe. Interact. 2023. C. MPMI07220160TA.

87. Ge J. h gp. Integration of biological and information technologies to enhance plant autoluminescence // Plant Cell. 2024. T. 36. № 11. C. 4703-4715.

88. Gengenbach B. B., Opdensteinen P., Buyel J. F. Robot Cookies - Plant Cell Packs as an Automated High-Throughput Screening Platform Based on Transient Expression // Front Bioeng Biotechnol. 2020. T. 8. C. 393.

89. Gilad Y. h gp. Discovering protein-protein interactions within the programmed cell death network using a protein-fragment complementation screen // Cell Rep. 2014. T. 8. № 3. C. 909-921.

90. Gil J. S., Machado H. B., Herschman H. R. A method to rapidly and accurately compare the relative efficacies of non-invasive imaging reporter genes in a mouse model and its application to luciferase reporters // Mol. Imaging Biol. 2012. T. 14. № 4. C. 462-471.

91. Gleneadie H. J. h gp. A step towards animal models with self-sustained fungal bioluminescence // bioRxiv. 2025. C. 2025.08.04.668132.

92. Gorokhovatsky A. Y. h gp. The Recombinant Luciferase of the Fungus Neonothopanus nambi: Obtaining and Properties // Dokl. Biochem. Biophys. 2021. T. 496. № 1. C. 52-55.

93. Green A. A., Mcelroy W. D. Crystalline firefly luciferase // Biochim. Biophys. Acta. 1956. T. 20. № 1. C. 170-176.

94. Green M. R., Sambrook J. Screening Bacterial Colonies Using X-Gal and IPTG: a-Complementation // Cold Spring Harb. Protoc. 2019. T. 2019. № 12.

95. Gregor C. h gp. Strongly enhanced bacterial bioluminescence with the ilux operon for single-cell imaging // Proc. Natl. Acad. Sci. U. S. A. 2018. T. 115. № 5. C. 962-967.

96. Gregor C. h gp. Autonomous bioluminescence imaging of single mammalian cells with the bacterial bioluminescence system // Proc. Natl. Acad. Sci. U. S. A. 2019. T. 116. № 52. C. 26491-26496.

97. Gregor C. Imaging of Autonomous Bioluminescence Emission From Single Mammalian Cells // Methods Mol. Biol. 2022a. T. 2524. C. 163-172.

98. Gregor C. Generation of bright autobioluminescent bacteria by chromosomal integration of the improved lux operon ilux2 // Sci. Rep. 2022b. T. 12. № 1. C. 19039.

99. Gross L. A. h gp. The structure of the chromophore within DsRed, a red fluorescent protein from coral // Proc. Natl. Acad. Sci. U. S. A. 2000. T. 97. № 22. C. 11990-11995.

100. Gupta R. K. h gp. Expression of the Photorhabdus luminescens lux genes (luxA, B, C, D, and E) in Saccharomyces cerevisiae // FEMS Yeast Res. 2003. T. 4. № 3. C. 305-313.

101. Haddock S. H. D., Moline M. A., Case J. F. Bioluminescence in the sea // Ann. Rev. Mar. Sci. 2010. T. 2. C. 443-493.

102. Haddock S. H., Rivers T. J., Robison B. H. Can coelenterates make coelenterazine? Dietary requirement for luciferin in cnidarian bioluminescence // Proc. Natl. Acad. Sci. U. S. A. 2001. T. 98. № 20. C. 11148-11151.

103. Hadjantonakis A. K. h gp. Generating green fluorescent mice by germline transmission of green fluorescent ES cells // Mech. Dev. 1998. T. 76. № 1-2. C. 79-90.

104. Hall M. P. h gp. Engineered luciferase reporter from a deep sea shrimp utilizing a novel imidazopyrazinone substrate // ACS Chem. Biol. 2012. T. 7. № 11. C. 1848-1857.

105. Han Q. h gp. ZmDREB1A Regulates RAFFINOSE SYNTHASE Controlling Raffinose Accumulation and Plant Chilling Stress Tolerance in Maize // Plant Cell Physiol. 2020. T. 61. № 2. C. 331-341.

106. Han Y.-J. h gp. Characterization of a small constitutive promoter from Arabidopsis translationally controlled tumor protein (AtTCTP) gene for plant transformation // Plant Cell Rep. 2015. T. 34. № 2. C. 265-275.

107. Harvey E. N. A history of luminescence from the earliest times until 1900. : American

Philosophical Society, 1957.

108. Hattori M. h gp. Creating coveted bioluminescence colors for simultaneous multi-color bioimaging // Sci Adv. 2025. T. 11. № 4. C. eadp4750.

109. Hebisch E. h gp. High variation of fluorescence protein maturation times in closely related Escherichia coli strains // PLoS One. 2013. T. 8. № 10. C. e75991.

110. Heise K. h gp. Dual luciferase assay for secreted luciferases based on Gaussia and NanoLuc // Assay Drug Dev. Technol. 2013. T. 11. № 4. C. 244-252.

111. He L. h gp. In vivo study of gene expression with an enhanced dual-color fluorescent transcriptional timer // Elife. 2019. T. 8.

112. Henderson M. J. h gp. SERCaMP: a carboxy-terminal protein modification that enables monitoring of ER calcium homeostasis // Mol. Biol. Cell. 2014. T. 25. № 18. C. 2828-2839.

113. Herrera-Romero B. h gp. GUSignal: An Informatics Tool to Analyze Glucuronidase Gene Expression in Arabidopsis Thaliana Roots // IEEE/ACM Trans. Comput. Biol. Bioinform. 2023. T. 20. № 2. C. 1073-1080.

114. He Y. h gp. A reporter for noninvasively monitoring gene expression and plant transformation // Hortic Res. 2020. T. 7. № 1. C. 152.

115. Hoshino H., Nakajima Y., Ohmiya Y. Luciferase-YFP fusion tag with enhanced emission for single-cell luminescence imaging // Nat. Methods. 2007. T. 4. № 8. C. 637-639.

116. Hou N. h gp. BRET-Based Self-Cleaving Biosensors for SARS-CoV-2 3CLpro Inhibitor Discovery // Microbiol Spectr. 2022. T. 10. № 4. C. e0255921.

117. Hraska M., Rakousky S., Curn V. Green fluorescent protein as a vital marker for non-destructive detection of transformation events in transgenic plants // Plant Cell Tissue Organ Cult. 2006. T. 86. № 3. C. 303-318.

118. Huang Y. h gp. Rapid and reagent-free bioassay using autobioluminescent yeasts to detect agonistic and antagonistic activities of bisphenols against rat androgen receptor and progesterone receptor // J Steroid Biochem Mol Biol. 2022. T. 222. C. 106151.

119. Ibrahim M. K. h gp. MafF Is an Antiviral Host Factor That Suppresses Transcription from Hepatitis B Virus Core Promoter // J. Virol. 2021. T. 95. № 15. C. e0076721.

120. Ikemura T. Codon usage and tRNA content in unicellular and multicellular organisms // Mol. Biol. Evol. 1985. T. 2. № 1. C. 13-34.

121. Inoue S. h gp. Complete structure of luciferin and luciferyl sulfate // Tetrahedron Lett. 1977. T. 18. № 31. C. 2685-2688.

122. Ishibashi M. h gp. Expression and characterization of the Renilla luciferase with the cumulative mutation // Protein Expr. Purif. 2018. T. 145. C. 39-44.

123. Iwano S. h gp. Single-cell bioluminescence imaging of deep tissue in freely moving animals // Science. 2018. T. 359. № 6378. C. 935-939.

124. Janeeshma E. h gp. Modulations in Chlorophyll Fluorescence Based on Intensity and Spectral Variations of Light // Int J Mol Sci. 2022. T. 23. № 10.

125. Jansson S., Douglas C. J. Populus: a model system for plant biology // Annu Rev Plant Biol. 2007. T. 58. C. 435-458.

126. Jay F., Brioudes F., Voinnet O. A contemporary reassessment of the enhanced transient expression system based on the tombusviral silencing suppressor protein P19 // Plant J. 2023. T. 113. № 1. C. 186-204.

127. Jefferson R. A., Kavanagh T. A., Bevan M. W. GUS fusions: beta-glucuronidase as a sensitive and versatile gene fusion marker in higher plants // EMBO J. 1987. T. 6. № 13. C. 3901-3907.

128. Jiang P. h gp. Characterization of a strong and constitutive promoter from the Arabidopsis serine carboxypeptidase-like gene AtSCPL30 as a potential tool for crop transgenic breeding // BMC Biotechnol. 2018. T. 18. № 1. C. 59.

129. Jiang T., Xing B., Rao J. Recent developments of biological reporter technology for detecting gene expression // Biotechnol. Genet. Eng. Rev. 2008. T. 25. C. 41-75.

130. Jiang Y. h gp. Beyond luciferase-luciferin system: Modification, improved imaging and biomedical application // Coord. Chem. Rev. 2023. T. 481. C. 215045.

131. Jores T. h gp. Synthetic promoter designs enabled by a comprehensive analysis of plant core promoters // Nat Plants. 2021. T. 7. № 6. C. 842-855.

132. Jun Y. W. h gp. Addressing the autofluorescence issue in deep tissue imaging by two-photon microscopy: the significance of far-red emitting dyes // Chem. Sci. 2017. T. 8. № 11. C. 7696-7704.

133. Jutras P. V. h gp. AgroLux: bioluminescent Agrobacterium to improve molecular pharming and study plant immunity // Plant J. 2021. T. 108. № 2. C. 600-612.

134. Jutras P. V., Dodds I., Hoorn R. A. L. van der. A Bioluminescent Agrobacterium tumefaciens for Imaging Bacterial Metabolic Activity in Planta // Methods Mol. Biol. 2022. T. 2480. C. 285-293.

135. Kain S. R. Use of secreted alkaline phosphatase as a reporter of gene expression in mammalian cells // Methods Mol. Biol. 1997. T. 63. C. 49-60.

136. Kaku T. h gp. Enhanced brightness of bacterial luciferase by bioluminescence resonance energy transfer // Sci. Rep. 2021. T. 11. № 1. C. 14994.

137. Kanie S. h gp. One-pot non-enzymatic formation of firefly luciferin in a neutral buffer from p-benzoquinone and cysteine // Sci. Rep. 2016. T. 6. C. 24794.

138. Kaskova Z. M. h gp. Mechanism and color modulation of fungal bioluminescence // Sci Adv. 2017. T. 3. № 4. C. e1602847.

139. Kassem I. I. h gp. Let There Be Light! Bioluminescent Imaging to Study Bacterial Pathogenesis in Live Animals and Plants // Adv. Biochem. Eng. Biotechnol. 2016. T. 154. C. 119-145.

140. Kato M. h gp. Bioluminescence assay for detecting cell surface membrane protein expression // Assay Drug Dev. Technol. 2011. T. 9. № 1. C. 31-39.

141. Kato M. h gp. Localization of Tobacco Yellow Dwarf Virus Replication Using the In Plant Activation (INPACT) Expression Platform // Viruses. 2020. T. 12. № 6.

142. Kato Y., Tada Y. Comparative analysis of various root active promoters by evaluation of GUS expression in transgenic Arabidopsis // Plant Biotechnol. 2021. T. 38. № 4. C. 443-448.

143. Kaur A., Kaur P., Ahuja S. Förster resonance energy transfer (FRET) and applications thereof // Anal. Methods. 2020. T. 12. № 46. C. 5532-5550.

144. Keegan B. M., Blagg B. S. J. A Split Luciferase Complementation Assay for the Evaluation of Hsp90/Aha1 Complex Disruptors and Their Activity at the Aha1 C-Terminal Domain // ACS Chem. Biol. 2023. T. 18. № 1. C. 184-192.

145. Keller G. A. h gp. Firefly luciferase is targeted to peroxisomes in mammalian cells // Proc. Natl. Acad. Sci. U. S. A. 1987. T. 84. № 10. C. 3264-3268.

146. Khakhar A. h gp. Building customizable auto-luminescent luciferase-based reporters in plants // Elife. 2020. T. 9.

147. Khurana N., Chauhan H., Khurana P. Wheat chloroplast targeted sHSP26 promoter confers heat and abiotic stress inducible expression in transgenic Arabidopsis Plants // PLoS One. 2013. T. 8. № 1. C. e54418.

148. Kim K.-W. h gp. Beta-glucuronidase as reporter gene: advantages and limitations // Methods Mol. Biol. 2006. T. 323. C. 263-273.

149. Kim S. B. h gp. Superluminescent variants of marine luciferases for bioassays // Anal. Chem. 2011. T. 83. № 22. C. 8732-8740.

150. Kim S. J. h gp. Homogeneous surrogate virus neutralization assay to rapidly assess neutralization activity of anti-SARS-CoV-2 antibodies // Nat. Commun. 2022. T. 13. № 1.

C. 3716.

151. Kirui J., Freed E. O. Generation and validation of a highly sensitive bioluminescent HIV-1 reporter vector that simplifies measurement of virus release // Retrovirology. 2020. T. 17. № 1. C. 12.

152. Kiszka K. A. u gp. Autonomous bioluminescence emission from transgenic mice // Sci Adv. 2025. T. 11. № 28. C. eads0463.

153. Komar A. A. The Yin and Yang of codon usage // Hum. Mol. Genet. 2016. T. 25. № R2. C. R77-R85.

154. Kotlobay A. A. u gp. Genetically encodable bioluminescent system from fungi // Proc. Natl. Acad. Sci. U. S. A. 2018. T. 115. № 50. C. 12728-12732.

155. Kotlobay A. A., Kaskova Z. M., Yampolsky I. V. Palette of Luciferases: Natural Biotools for New Applications in Biomedicine // Acta Naturae. 2020. T. 12. № 2. C. 15-27.

156. Krichevsky A. u gp. Autoluminescent plants // PLoS One. 2010. T. 5. № 11. C. e15461.

157. Kubitscheck U. Fluorescence Microscopy: From Principles to Biological Applications. : John Wiley & Sons, 2017. 504 c.

158. Kusuma S. H. u gp. Autonomous multicolor bioluminescence imaging in bacteria, mammalian, and plant hosts // Proc Natl Acad Sci U S A. 2024. T. 121. № 41. C. e2406358121.

159. Kusuma S. H., Hattori M., Nagai T. Autonomous Bioluminescence Systems: From Molecular Mechanisms to Emerging Applications // JACS Au. 2025. T. 5. № 11. C. 5237-5252.

160. Kwak S.-Y. u gp. A Nanobionic Light-Emitting Plant // Nano Lett. 2017. T. 17. № 12. C. 7951-7961.

161. Lackner D. H. u gp. A generic strategy for CRISPR-Cas9-mediated gene tagging // Nat. Commun. 2015. T. 6. C. 10237.

162. Larionova M. D., Markova S. V., Vysotski E. S. Bioluminescent and structural features of native folded Gaussia luciferase // J. Photochem. Photobiol. B. 2018. T. 183. C. 309-317.

163. Lee I.-K., Yun B.-S. Styrylpyrone-class compounds from medicinal fungi Phellinus and Inonotus spp., and their medicinal importance // J. Antibiot. . 2011. T. 64. № 5. C. 349-359.

164. Lee M. E. u gp. A Highly Characterized Yeast Toolkit for Modular, Multipart Assembly // ACS Synth. Biol. 2015. T. 4. № 9. C. 975-986.

165. Lee S., Mitchell R. J. Detection of toxic lignin hydrolysate-related compounds using an inaA::luxCDABE fusion strain // J. Biotechnol. 2012. T. 157. № 4. C. 598-604.

166. Leitao J. M. M., Esteves da Silva J. C. G. Firefly luciferase inhibition // J Photochem Photobiol B. 2010. T. 101. № 1. C. 1-8.

167. Lelek M. u gp. Single-molecule localization microscopy // Nat Rev Methods Primers. 2021. T. 1.

168. Lenter M. C. u gp. Stabilized nonviral formulations for the delivery of MCP-1 gene into cells of the vasculoendothelial system // Pharm. Res. 2004. T. 21. № 4. C. 683-691.

169. Levengood H. u gp. Agrobacterium tumefaciens-Mediated Genetic Transformation of Narrowleaf Plantain // J. Vis. Exp. 2023. № 193.

170. Liang Z., Opsahl-Sorteberg H.-G. Use of the P-Glucuronidase (GUS) Reporter System to Localize Promoter Activities of the Endogenous Plant Calpain DEFECTIVE KERNEL1 (DEK1) // Methods Mol. Biol. 2019. T. 1915. C. 103-108.

171. Li B. u gp. Glowing plants can light up the night sky? A review // Biotechnol. Bioeng. 2021a. T. 118. № 10. C. 3706-3715.

172. Li F. u gp. Buffer enhanced bioluminescence resonance energy transfer sensor based on Gaussia luciferase for in vitro detection of protease // Anal. Chim. Acta. 2012. T. 724. C. 104-110.

173. Li J. h gp. Cage the firefly luciferin! - a strategy for developing bioluminescent probes // Chem. Soc. Rev. 2013. T. 42. № 2. C. 662-676.

174. Li S. h gp. Recent achievements of bioluminescence imaging based on firefly luciferin-luciferase system // Eur. J. Med. Chem. 2021b. T. 211. C. 113111.

175. Liu M. h gp. Secreted Gaussia princeps luciferase as a reporter of Escherichia coli replication in a mouse tissue cage model of infection // PLoS One. 2014. T. 9. № 3. C. e90382.

176. Liu S. h gp. Seed-specific activity of the Arabidopsis P-glucosidase 19 promoter in transgenic Arabidopsis and tobacco // Plant Cell Rep. 2021a. T. 40. № 1. C. 213-221.

177. Liu S. h gp. Brightening up Biology: Advances in Luciferase Systems for Imaging // ACS Chem. Biol. 2021b. T. 16. № 12. C. 2707-2718.

178. Liu Y. h gp. A high-throughput luciferase reporter assay for screening potential gasdermin E activators against pancreatic cancer // Acta Pharm Sin B. 2023. T. 13. № 10. C. 4253-4272.

179. Li Y. h gp. Bacterial bioluminescence assay for bioanalysis and bioimaging // Anal. Bioanal. Chem. 2022a. T. 414. № 1. C. 75-83.

180. Li Y. h gp. A Recombinant Porcine Reproductive and Respiratory Syndrome Virus Stably Expressing a Gaussia Luciferase for Antiviral Drug Screening Assay and Luciferase-Based Neutralization Assay // Front. Microbiol. 2022b. T. 13. C. 907281.

181. Loening A. M. h gp. Consensus guided mutagenesis of Renilla luciferase yields enhanced stability and light output // Protein Eng. Des. Sel. 2006. T. 19. № 9. C. 391-400.

182. Loening A. M., Wu A. M., Gambhir S. S. Red-shifted Renilla reniformis luciferase variants for imaging in living subjects // Nat. Methods. 2007. T. 4. № 8. C. 641-643.

183. Lorenz W. W. h gp. Isolation and expression of a cDNA encoding Renilla reniformis luciferase // Proc. Natl. Acad. Sci. U. S. A. 1991. T. 88. № 10. C. 4438-4442.

184. Love A. C., Prescher J. A. Seeing (and Using) the Light: Recent Developments in Bioluminescence Technology // Cell Chem Biol. 2020. T. 27. № 8. C. 904-920.

185. Lu K. h gp. Fluorescent Protein-Based Indicators for Functional Super-Resolution Imaging of Biomolecular Activities in Living Cells // Int. J. Mol. Sci. 2019. T. 20. № 22.

186. Lukyanov K. A. Fluorescent proteins for a brighter science // Biochem. Biophys. Res. Commun. 2022. T. 633. C. 29-32.

187. Mantis J., Tague B. W. Comparing the utility of P-glucuronidase and green fluorescent protein for detection of weak promoter activity inArabidopsis thaliana // Plant Mol. Biol. Rep. 2000. T. 18. № 4. C. 319-330.

188. Markova S. V., Larionova M. D., Vysotski E. S. Shining Light on the Secreted Luciferases of Marine Copepods: Current Knowledge and Applications // Photochem. Photobiol. 2019. T. 95. № 3. C. 705-721.

189. Marques S. M., Esteves da Silva J. C. G. Firefly bioluminescence: a mechanistic approach of luciferase catalyzed reactions // IUBMB Life. 2009. T. 61. № 1. C. 6-17.

190. Matsumoto A. h gp. A versatile Tn transposon-based bioluminescence tagging tool for quantitative and spatial detection of bacteria in plants // Plant Commun. 2022. T. 3. № 1. C.100227.

191. Mendes L. F., Bastos E. L., Stevani C. V. Prediction of metal cation toxicity to the bioluminescent fungus Gerronema viridilucens // Environ. Toxicol. Chem. 2010. T. 29. № 10. C. 2177-2181.

192. Mendes L. F., Stevani C. V. Evaluation of metal toxicity by a modified method based on the fungus Gerronema viridilucens bioluminescence in agar medium // Environ. Toxicol. Chem. 2010. T. 29. № 2. C. 320-326.

193. Merle N. h gp. Monitoring autochthonous lung tumors induced by somatic CRISPR gene editing in mice using a secreted luciferase // Mol. Cancer. 2022. T. 21. № 1. C. 191.

194. Michelini E. u gp. Combining intracellular and secreted bioluminescent reporter proteins for multicolor cell-based assays // Photochem. Photobiol. Sci. 2008. T. 7. № 2. C. 212-217.

195. Miller B. F. u gp. Beta-glucuronidase activity and its variation with pH in human atherosclerotic arteries // J. Atheroscler. Res. 1966. T. 6. № 4. C. 352-358.

196. Min J.-J. u gp. Quantitative bioluminescence imaging of tumor-targeting bacteria in living animals // Nat. Protoc. 2008. T. 3. № 4. C. 629-636.

197. Mishra P., Rai S., Manjithaya R. A novel dual luciferase based high throughput assay to monitor autophagy in real time in yeast // Biochem Biophys Rep. 2017. T. 11. C. 138-146.

198. Mitiouchkina T. u gp. Plants with genetically encoded autoluminescence // Nat. Biotechnol. 2020. T. 38. № 8. C. 944-946.

199. Miyawaki A., Sakurai H. Comprehensive approaches using luminescence to studies of cellular functions // Make Life Visible. 2019.

200. Miyazaki Y. u gp. A versatile Plasmodium falciparum reporter line expressing NanoLuc enables highly sensitive multi-stage drug assays // Commun Biol. 2023. T. 6. № 1. C. 713.

201. Moreno-Giménez E. u gp. GB_SynP: A Modular dCas9-Regulated Synthetic Promoter Collection for Fine-Tuned Recombinant Gene Expression in Plants // ACS Synth. Biol. 2022. T. 11. № 9. C. 3037-3048.

202. Morozov V. V. u gp. Metabolically robust autoluminescent reporters // bioRxiv. 2025. C. 2025.08.04.668150.

203. Mujawar A. u gp. Novel BRET combination for detection of rapamycin-induced protein dimerization using Luciferase from fungus Neonothopanus nambi // 2023.

204. Mutschlechner M., Chisté D., Schobel H. Breaking the mold: Towards rapid and cost-effective microbial contamination detection in paints and cosmetics using ATP-bioluminescence // Appl. Microbiol. 2024. T. 4. № 2. C. 582-593.

205. Nagata T. u gp. Development of a luminescence-based biosensor for detection of methylmercury // J. Toxicol. Sci. 2010. T. 35. № 2. C. 231-234.

206. Nagata T., Nemoto Y., Hasezawa S. Tobacco BY-2 Cell Line as the "HeLa" Cell in the Cell Biology of Higher Plants // International Review of Cytology / nog peg. K. W. Jeon, M. Friedlander. : Academic Press, 1992. C. 1-30.

207. Nagaya S. u gp. The HSP terminator of Arabidopsis thaliana increases gene expression in plant cells // Plant Cell Physiol. 2010. T. 51. № 2. C. 328-332.

208. Nelson T. J. u gp. A luminescence-based assay for monitoring changes in alpha-synuclein aggregation in living cells // RSC Adv. 2020. T. 10. № 28. C. 16675-16678.

209. Nelson T. J., Liang S., Stains C. I. A Luminescence-Based System for Identification of Genetically Encodable Inhibitors of Protein Aggregation // ACS Omega. 2020. T. 5. № 22. C. 12974-12978.

210. Niwa K., Kato D.-I. Biosynthesis-Inspired Deracemizative Production of D-Luciferin In Vitro by Combining Luciferase and Thioesterase // Methods Mol. Biol. 2022. T. 2524. C. 53-58.

211. Oba Y. u gp. Biosynthesis of coelenterazine in the deep-sea copepod, Metridia pacifica // Biochem. Biophys. Res. Commun. 2009. T. 390. № 3. C. 684-688.

212. Oba Y. u gp. Biosynthesis of firefly luciferin in adult lantern: decarboxylation of L-cysteine is a key step for benzothiazole ring formation in firefly luciferin synthesis // PLoS One. 2013. T. 8. № 12. C. e84023.

213. Oh-Hashi K. u gp. Application of a novel HiBiT peptide tag for monitoring ATF4 protein expression in Neuro2a cells // Biochem Biophys Rep. 2017. T. 12. C. 40-45.

214. Ohmuro-Matsuyama Y., Ueda H. Homogeneous Noncompetitive Luminescent Immunodetection of Small Molecules by Ternary Protein Fragment Complementation //

Anal. Chem. 2018. T. 90. № 5. C. 3001-3004.

215. Oliayi M. h gp. Tri-part NanoLuc as a new split technology with potential applications in chemical biology: a mini-review // Anal. Methods. 2023. T. 15. № 32. C. 3924-3931.

216. Oliveira A. G. h gp. Evidence that a single bioluminescent system is shared by all known bioluminescent fungal lineages // Photochem. Photobiol. Sci. 2012. T. 11. № 5. C. 848-852.

217. Oliveira P. H. h gp. Recombination frequency in plasmid DNA containing direct repeats--predictive correlation with repeat and intervening sequence length // Plasmid. 2008. T. 60. № 2. C. 159-165.

218. Oliveira P. H. h gp. Structural instability of plasmid biopharmaceuticals: challenges and implications // Trends Biotechnol. 2009. T. 27. № 9. C. 503-511.

219. Oliveira P. H. h gp. Analysis of DNA repeats in bacterial plasmids reveals the potential for recurrent instability events // Appl Microbiol Biotechnol. 2010. T. 87. № 6. C. 2157-2167.

220. Ormo M. h gp. Crystal structure of the Aequorea victoria green fluorescent protein // Science. 1996. T. 273. № 5280. C. 1392-1395.

221. Ow D. W. h gp. Transient and stable expression of the firefly luciferase gene in plant cells and transgenic plants // Science. 1986. T. 234. № 4778. C. 856-859.

222. Palkina K. A. h gp. Domain Truncation in Hispidin Synthase Orthologs from Non-Bioluminescent Fungi Does Not Lead to Hispidin Biosynthesis // Int. J. Mol. Sci. 2023. T. 24. № 2.

223. Palkina K. A. h gp. A hybrid pathway for self-sustained luminescence // Sci Adv. 2024. T. 10. № 10. C. eadk1992.

224. Patergnani S. h gp. Methods to monitor and compare mitochondrial and glycolytic ATP production // Methods Enzymol. 2014. T. 542. C. 313-332.

225. Paul S. h gp. Tissue- and Cell-Specific Cytokinin Activity in Populus x canescens Monitored by ARR5::GUS Reporter Lines in Summer and Winter // Front. Plant Sci. 2016. T. 7. C. 652.

226. Pavlou A. h gp. Maturation models of fluorescent proteins are necessary for unbiased estimates of promoter activity // Biophys. J. 2022. T. 121. № 21. C. 4179-4188.

227. Petersen M., Hans J., Matern U. Biosynthesis of Phenylpropanoids and Related Compounds // Annual Plant Reviews Volume 40: Biochemistry of Plant Secondary Metabolism. : John Wiley & Sons, Ltd, 2010. C. 182-257.

228. Plaut R. D. h gp. Stably luminescent Staphylococcus aureus clinical strains for use in bioluminescent imaging // PLoS One. 2013. T. 8. № 3. C. e59232.

229. Podia V. h gp. GUS Reporter-Aided Promoter Deletion Analysis of A. thaliana POLYAMINE OXIDASE 3 // Int. J. Mol. Sci. 2023. T. 24. № 3.

230. Polturak G., Aharoni A. Advances and future directions in betalain metabolic engineering // New Phytol. 2019. T. 224. № 4. C. 1472-1478.

231. Porto M. S. h gp. Plant promoters: an approach of structure and function // Mol Biotechnol. 2014. T. 56. № 1. C. 38-49.

232. Purtov K. V. h gp. The chemical basis of fungal bioluminescence // Angew. Chem. Weinheim Bergstr. Ger. 2015a. T. 127. № 28. C. 8242-8246.

233. Purtov K. V. h gp. The Chemical Basis of Fungal Bioluminescence // Angew. Chem. Int. Ed Engl. 2015b. T. 54. № 28. C. 8124-8128.

234. Qiu T. A. h gp. Growth-Based Bacterial Viability Assay for Interference-Free and High-Throughput Toxicity Screening of Nanomaterials // Anal. Chem. 2017. T. 89. № 3. C. 2057-2064.

235. Rahnama S. h gp. Super RLuc8: A novel engineered Renilla luciferase with a red-shifted spectrum and stable light emission // Enzyme Microb. Technol. 2017. T. 96. C. 60-66.

236. Rajeevkumar S., Anunanthini P., Sathishkumar R. Epigenetic silencing in transgenic plants // Front. Plant Sci. 2015. T. 6. C. 693.

237. Rathnayaka T. u gp. Biophysical characterization of highly active recombinant Gaussia luciferase expressed in Escherichia coli // Biochim. Biophys. Acta. 2010. T. 1804. № 9. C. 1902-1907.

238. Ren H. u gp. Optimization of Tissue Culturing and Genetic Transformation Protocol for Casuarina equisetifolia // Front. Plant Sci. 2021. T. 12. C. 784566.

239. Ren Z., Chen S., Guo L. Methods for Establishing and Using a Stable Cell Line Expressing Both Gaussia Luciferase and Firefly Luciferase to Screen for Endoplasmic Reticulum Stress // Methods Mol. Biol. 2020. T. 2102. C. 531-555.

240. Rich R. M. u gp. Elimination of autofluorescence background from fluorescence tissue images by use of time-gated detection and the AzaDiOxaTriAngulenium (ADOTA) fluorophore // Anal. Bioanal. Chem. 2013. T. 405. № 6. C. 2065-2075.

241. Robbins T. u gp. Structure and mechanism of assembly line polyketide synthases // Curr. Opin. Struct. Biol. 2016. T. 41. C. 10-18.

242. Rodríguez-Rodríguez I. u gp. A novel bioassay for quantification of surface Cannabinoid receptor 1 expression // Sci. Rep. 2020. T. 10. № 1. C. 18191.

243. Romei M. G., Boxer S. G. Split Green Fluorescent Proteins: Scope, Limitations, and Outlook // Annu. Rev. Biophys. 2019. T. 48. C. 19-44.

244. Rumyantsev K. A., Turoverov K. K., Verkhusha V. V. Near-infrared bioluminescent proteins for two-color multimodal imaging // Sci. Rep. 2016. T. 6. C. 36588.

245. Saito K. u gp. Luminescent proteins for high-speed single-cell and whole-body imaging // Nat. Commun. 2012. T. 3. C. 1262.

246. Saito-Moriya R. u gp. How to Select Firefly Luciferin Analogues for In Vivo Imaging // Int. J. Mol. Sci. 2021. T. 22. № 4.

247. Samson D. u gp. Expression of a multigene mushroom luciferin biosynthesis pathway as a pseudo-polycistron in plants // Sci Rep. 2025. T. 15. № 1. C. 25385.

248. Sanger M., Daubert S., Goodman R. M. Characteristics of a strong promoter from figwort mosaic virus: comparison with the analogous 35S promoter from cauliflower mosaic virus and the regulated mannopine synthase promoter // Plant Mol. Biol. 1990. T. 14. № 3. C. 433-443.

249. Sanseverino J. u gp. Use of Saccharomyces cerevisiae BLYES expressing bacterial bioluminescence for rapid, sensitive detection of estrogenic compounds // Appl. Environ. Microbiol. 2005. T. 71. № 8. C. 4455-4460.

250. Santala S. u gp. Real-time monitoring of intracellular wax ester metabolism // Microb. Cell Fact. 2011. T. 10. C. 75.

251. Sasaki E. u gp. Generation of transgenic non-human primates with germline transmission // Nature. 2009. T. 459. № 7246. C. 523-527.

252. Sato W. u gp. Expanding luciferase reporter systems for cell-free protein expression // Sci. Rep. 2022. T. 12. № 1. C. 11489.

253. Schaub F. X. u gp. Fluorophore-NanoLuc BRET Reporters Enable Sensitive In Vivo Optical Imaging and Flow Cytometry for Monitoring Tumorigenesis // Cancer Res. 2015. T. 75. № 23. C. 5023-5033.

254. Schindelin J. u gp. Fiji: an open-source platform for biological-image analysis // Nat. Methods. 2012. T. 9. № 7. C. 676-682.

255. Schramm S., Weiß D. Bioluminescence - The Vibrant Glow of Nature and its Chemical Mechanisms // Chembiochem. 2024. T. 25. № 9. C. e202400106.

256. Schwinn M. K. u gp. A Simple and Scalable Strategy for Analysis of Endogenous Protein Dynamics // Sci. Rep. 2020. T. 10. № 1. C. 8953.

257. Shao N., Bock R. A codon-optimized luciferase from Gaussia princeps facilitates the in

vivo monitoring of gene expression in the model alga Chlamydomonas reinhardtii // Curr. Genet. 2008. T. 53. № 6. C. 381-388.

258. Shichinohe M. h gp. Sensing chemical-induced genotoxicity and oxidative stress via yeast-based reporter assays using NanoLuc luciferase // PLoS One. 2023. T. 18. № 11. C. e0294571.

259. Shigehisa M. h gp. Stabilization of luciferase from Renilla reniformis using random mutations // Protein Eng. Des. Sel. 2017. T. 30. № 1. C. 7-13.

260. Shimomura O. h gp. Properties and reaction mechanism of the bioluminescence system of the deep-sea shrimp Oplophorus gracilorostris // Biochemistry. 1978. T. 17. № 6. C. 994-998.

261. Shimomura O. Bioluminescence: Chemical Principles and Methods. : World Scientific, 2012. 468 c.

262. Shimomura O., Johnson F. H., Saiga Y. Extraction, purification and properties of aequorin, a bioluminescent protein from the luminous hydromedusan, Aequorea // J. Cell. Comp. Physiol. 1962. T. 59. C. 223-239.

263. Simonyan H., Hurr C., Young C. N. A synthetic luciferin improves in vivo bioluminescence imaging of gene expression in cardiovascular brain regions // Physiol. Genomics. 2016. T. 48. № 10. C. 762-770.

264. Sinnecker D. h gp. Reversible photobleaching of enhanced green fluorescent proteins // Biochemistry. 2005. T. 44. № 18. C. 7085-7094.

265. Snapp E. Design and use of fluorescent fusion proteins in cell biology // Curr. Protoc. Cell Biol. 2005. T. Chapter 21. C. 21.4.1-21.4.13.

266. Soares D. M. M. h gp. Fungal bioassays for environmental monitoring // Front Bioeng Biotechnol. 2022. T. 10. C. 954579.

267. Somerville C., Koornneef M. A fortunate choice: the history of Arabidopsis as a model plant // Nat Rev Genet. 2002. T. 3. № 11. C. 883-889.

268. Southern M. M., Millar A. J. Circadian genetics in the model higher plant, Arabidopsis thaliana // Methods Enzymol. 2005. T. 393. C. 23-35.

269. Souza D. R. de h gp. Biosensing firefly luciferin synthesis in bacteria reveals a cysteine-dependent quinone detoxification route in Coleoptera // Sci. Rep. 2022. T. 12. № 1. C. 14815.

270. Sowders J. M., Tanaka K. A histochemical reporter system to study extracellular ATP response in plants // Front. Plant Sci. 2023. T. 14. C. 1183335.

271. Stavolone L. h gp. Cestrum yellow leaf curling virus (CmYLCV) promoter: a new strong constitutive promoter for heterologous gene expression in a wide variety of crops // Plant Mol. Biol. 2003. T. 53. № 5. C. 663-673.

272. Stepanyuk G. A. h gp. Crystal structure of coelenterazine-binding protein from Renilla muelleri at 1.7 A: why it is not a calcium-regulated photoprotein // Photochem. Photobiol. Sci. 2008. T. 7. № 4. C. 442-447.

273. Stevani C. V. h gp. Current status of research on fungal bioluminescence: biochemistry and prospects for ecotoxicological application // Photochem. Photobiol. 2013. T. 89. № 6. C. 1318-1326.

274. Stevani C. V. h gp. The living light from fungi // J. Photochem. Photobiol. C: Photochem. Rev. 2024. T. 58. C. 100654.

275. Stumpf C. h gp. Creation of different bioluminescence resonance energy transfer based biosensors with high affinity to VEGF // PLoS One. 2020. T. 15. № 3. C. e0230344.

276. Su Y. h gp. Novel NanoLuc substrates enable bright two-population bioluminescence imaging in animals // Nat. Methods. 2020. T. 17. № 8. C. 852-860.

277. Svarcbahs R. h gp. A transgenic mouse line for assaying tissue-specific changes in endoplasmic reticulum proteostasis // Transgenic Res. 2023. T. 32. № 3. C. 209-221.

278. Syed A. J., Anderson J. C. Applications of bioluminescence in biotechnology and beyond // Chem. Soc. Rev. 2021. T. 50. № 9. C. 5668-5705.

279. Takahashi R.-I. u gp. Establishment and characterization of CAG/EGFP transgenic rabbit line // Transgenic Res. 2007. T. 16. № 1. C. 115-120.

280. Takai A. u gp. Expanded palette of Nano-lanterns for real-time multicolor luminescence imaging // Proc. Natl. Acad. Sci. U. S. A. 2015. T. 112. № 14. C. 4352-4356.

281. Tannous B. A. u gp. Codon-optimized Gaussia luciferase cDNA for mammalian gene expression in culture and in vivo // Mol. Ther. 2005. T. 11. № 3. C. 435-443.

282. Tannous B. A., Teng J. Secreted blood reporters: insights and applications // Biotechnol. Adv. 2011. T. 29. № 6. C. 997-1003.

283. Tchagang C. F., Mah T.-F., Campbell-Valois F.-X. Anaerobic fluorescent reporters for live imaging of // Front Microbiol. 2023. T. 14. C. 1245755.

284. Thompson J. F., Hayes L. S., Lloyd D. B. Modulation of firefly luciferase stability and impact on studies of gene regulation // Gene. 1991. T. 103. № 2. C. 171-177.

285. Thomson C. M., Herring P. J., Campbell A. K. Evidence ForDe NovoBiosynthesis of coelenterazine in the bioluminescent midwater shrimp,Systellaspis DebilisC // J. Mar. Biol. Assoc. U. K. 1995. T. 75. № 1. C. 165-171.

286. Tian C. u gp. Benchmarking Intrinsic Promoters and Terminators for Plant Synthetic Biology Research // Biodes Res. 2022a. T. 2022. C. 9834989.

287. Tian Q. u gp. Cryo-EM structure of the fatty acid reductase LuxC-LuxE complex provides insights into bacterial bioluminescence // J Biol Chem. 2022b. T. 298. № 6. C. 102006.

288. Tian W. u gp. High-throughput functional microRNAs profiling by recombinant AAV-based microRNA sensor arrays // PLoS One. 2012. T. 7. № 1. C. e29551.

289. Tian X. u gp. Rapid visualized assessment of drug efficacy in live mice with a selectable marker-free autoluminescent Klebsiella pneumoniae // Biosens. Bioelectron. 2021. T. 177. C.112919.

290. Tian Y. u gp. Effects of periodic photoinhibitory light exposure on physiology and productivity of Arabidopsis plants grown under low light // J Exp Bot. 2017. T. 68. № 15. C. 4249-4262.

291. Tinikul R. u gp. Bacterial luciferase: Molecular mechanisms and applications // Enzymes. 2020. T. 47. C. 427-455.

292. Titushin M. S. u gp. Coelenterazine-binding protein of Renilla muelleri: cDNA cloning, overexpression, and characterization as a substrate of luciferase // Photochem. Photobiol. Sci. 2008. T. 7. № 2. C. 189-196.

293. Tong Y. u gp. Substrate binding tunes the reactivity of hispidin 3-hydroxylase, a flavoprotein monooxygenase involved in fungal bioluminescence // J. Biol. Chem. 2020. T. 295. № 47. C. 16013-16022.

294. Toth A. D. u gp. A general method for quantifying ligand binding to unmodified receptors using Gaussia luciferase // J. Biol. Chem. 2021. T. 296. C. 100366.

295. Tsarkova A. S. Luciferins under construction: A review of known biosynthetic pathways // Front. Ecol. Evol. 2021. T. 9.

296. Tu Y. u gp. In vitro and in vivo direct monitoring of miRNA-22 expression in isoproterenol-induced cardiac hypertrophy by bioluminescence imaging // Eur. J. Nucl. Med. Mol. Imaging. 2014. T. 41. № 5. C. 972-984.

297. Urquiza-Garcia U., Millar A. J. Expanding the bioluminescent reporter toolkit for plant science with NanoLUC // Plant Methods. 2019. T. 15. C. 68.

298. Venkateswaran K. u gp. ATP as a biomarker of viable microorganisms in clean-room facilities // J. Microbiol. Methods. 2003. T. 52. № 3. C. 367-377.

299. Ventura F. F. u gp. Evaluation of Phenolic Compound Toxicity Using a Bioluminescent

Assay with the Fungus Gerronema viridilucens // Environ. Toxicol. Chem. 2020. T. 39. № 8. C. 1558-1565.

300. Ventura F. F. h gp. Toxicity of metal cations and phenolic compounds to the bioluminescent fungus Neonothopanus gardneri // Environmental Advances. 2021. T. 4. C. 100044.

301. Viviani V. R., Bechara E. J. H. BIOLUMINESCENCE OF BRAZILIAN FIREFLIES (COLEOPTERA: LAMPYRIDAE): SPECTRAL DISTRIBUTION and pH EFFECT ON LUCIFERASEELICITED COLORS. COMPARISON WITH ELATERID and PHENGODID LUCIFERASES // Photochem. Photobiol. 1995. T. 62. № 3. C. 490-495.

302. Viviani V. R., Pelentir G. F., Bevilaqua V. R. Bioluminescence Color-Tuning Firefly Luciferases: Engineering and Prospects for Real-Time Intracellular pH Imaging and Heavy Metal Biosensing // Biosensors. 2022. T. 12. № 6.

303. Vogt T. Phenylpropanoid biosynthesis // Mol Plant. 2010. T. 3. № 1. C. 2-20.

304. Vydryakova G. A., Gusev A. A., Medvedeva S. E. Effect of organic and inorganic toxic compounds on luminescence of luminous fungi // Appl. Biochem. Microbiol. 2011. T. 47. № 3. C. 293-297.

305. Walhart T. h gp. A Cell-Based Luminescence Reporter Plasmid Assay for High-Throughput Screening to Identify Novel FDA-Approved Drug Inhibitors of HPV-16 Infection // SLAS Discov. 2020. T. 25. № 1. C. 79-86.

306. Wang D. h gp. The RUBY reporter enables efficient haploid identification in maize and tomato // Plant Biotechnol. J. 2023a. T. 21. № 8. C. 1707-1715.

307. Wang M., Da Y., Tian Y. Fluorescent proteins and genetically encoded biosensors // Chem. Soc. Rev. 2023. T. 52. № 4. C. 1189-1214.

308. Wang Y. h gp. Highly efficient expression and secretion of human lysozyme using multiple strategies in Pichia pastoris // Biotechnol J. 2023b. T. 18. № 11. C. e2300259.

309. Ward W. W., Cormier M. J. An energy transfer protein in coelenterate bioluminescence. Characterization of the Renilla green-fluorescent protein // J. Biol. Chem. 1979. T. 254. №

3. C. 781-788.

310. Watanabe Y. h gp. Identification of the corticotropin-releasing factor receptor 1 antagonists as inhibitors of Chikungunya virus replication using a Gaussia luciferase-expressing subgenomic replicon // Biochem. Biophys. Res. Commun. 2022. T. 637. C. 181-188.

311. Webb S. E. h gp. The use of aequorins to record and visualize Ca(2+) dynamics: from subcellular microdomains to whole organisms // Methods Cell Biol. 2010. T. 99. C. 263-300.

312. Weber E. h gp. A modular cloning system for standardized assembly of multigene constructs // PLoS One. 2011. T. 6. № 2. C. e16765.

313. Weihs F., Dacres H. Red-shifted bioluminescence Resonance Energy Transfer: Improved tools and materials for analytical in vivo approaches // Trends Analyt. Chem. 2019. T. 116. C. 61-73.

314. Weihs F., Peh A., Dacres H. A red-shifted Bioluminescence Resonance Energy Transfer (BRET) biosensing system for rapid measurement of plasmin activity in human plasma // Anal. Chim. Acta. 2020. T. 1102. C. 99-108.

315. Weitz H. J., Campbell C. D., Killham K. Development of a novel, bioluminescence-based, fungal bioassay for toxicity testing // Environ. Microbiol. 2002. T.

4. № 7. C. 422-429.

316. White C. W. h gp. CRISPR-Mediated Protein Tagging with Nanoluciferase to Investigate Native Chemokine Receptor Function and Conformational Changes // Cell Chem Biol. 2020. T. 27. № 5. C. 499-510.e7.

317. Wider D., Picard D. Secreted dual reporter assay with Gaussia luciferase and the red

fluorescent protein mCherry // PLoS One. 2017. T. 12. № 12. C. e0189403.

318. Wiles S. u gp. Alternative luciferase for monitoring bacterial cells under adverse conditions // Appl. Environ. Microbiol. 2005. T. 71. № 7. C. 3427-3432.