Роль гена piwi в метаболизме транскриптовразличных геномных повторов дрозофилы тема диссертации и автореферата по ВАК РФ 00.00.00, кандидат наук Столяренко Анастасия Дмитриевна

• Столяренко Анастасия Дмитриевна
• кандидат наук
• 2025

Оглавление диссертации кандидат наук Столяренко Анастасия Дмитриевна

СПИСОК СОКРАЩЕНИЙ

1 ОБЩАЯ ХАРАКТЕРИСТИКА РАБОТЫ

1.1 Актуальность проблемы

1.2 Цели и задачи исследования

1.3 Научная новизна результатов

1.4 Практическая значимость работы

1.5 Положения, выносимые на защиту

1.6 Степень достоверности и апробация работы

1.7 Публикации

1.8 Личный вклад автора

1.9 Структура и объем диссертации

2 ОБЗОР ЛИТЕРАТУРЫ «СИСТЕМЫ КОРОТКИХ РНК:

ВЛИЯНИЕ НА ХРОМАТИН У ЖИВОТНЫХ» г

2.1 Короткие некодирующие РНК

2.2 Типы геномных повторов

2.3 Хроматин и его эпигенетические модификации

2.4 Характеристика piРНК и белки подсемейства PIWI

семейства Argonaute ^

2.5 Биогенез и механизм действия piРНК

2.6 Влияние piРНК на хроматин у животных

2.7 Белковый состав Р1,м-зависимой системы подавления транспозонов

2.8 Влияние епёо^РНК на хроматин у животных

2.9 Влияние микроРНК на хроматин у животных

2.10 Хроматин рРНК

2.11 Процессинг транскриптов генов рРНК

2.12 Деградация РНК и нуклеазы

2.13 Система siРНК: потенциальная роль в метаболизме рРНК

3 МАТЕРИАЛЫ И МЕТОДЫ

3.1 Линии плодовых мушек дрозофил

3.2 Иммунопреципитация хроматина с последующим

секвенированием ДНК (СЫР-Бед)

3.3 Биоинформатический анализ данных СЫР-Бед

3.4 ПЦР для проверки СЫР-Бед и уровней хроматиновых меток на стыке транспозона и генома

3.5 Иммуноокрашивание яичников дрозофилы

3.6 Обратная транскрипция с последующей полимеразной

цепной реакцией (ОТ-ПЦР) ^

3.7 Секвенирование РНК (РНК-сек) и биоинформатика, статистический анализ

3.8 Нозерн-блот анализ

4 РЕЗУЛЬТАТЫ И ОБСУЖДЕНИЕ

4.1 Исследование корреляции транскрипционного статуса при мутации рш1 и уровня гетерохроматиновых маркеров в хроматине ряда семейств транспозонов в яичниках

Drosophila melanogaster

4.2 Оценка генетического взаимодействияр^^г и его транскрипционного эффектора Ир1а при подавлении повторов различных семейств транспозонов

4.3 Влияние мутациир^^г на метаболизм транскриптов тандемно повторенных генов некодирующих рРНК

5 ЗАКЛЮЧЕНИЕ

6 ВЫВОДЫ

7 БЛАГОДАРНОСТИ

8 СПИСОК ЛИТЕРАТУРЫ

СПИСОК СОКРАЩЕНИЙ

дцРНК двухцепочечная РНК

миРНК микроРНК

нт. Нуклеотидов

ОТ-ПЦР обратная транскрипция с последующей полимеразной цепной реакцией

оцРНК одноцепочечная РНК

п.н. пар нуклеотидов

РДНК рибосомная РНК

рРНК рибосомная ДНК

т.п.н. тысяч пар нуклеотидов

т.об. тысяч оборотов

РНКП11 РНК-полимераза II

РНП Рибонуклеопротеидный

РНКи РНК-интерференция

епёо81РНК endogenous small interfering RNAs, эндогенные короткие интерферирующие РНК

ETS external transcribed spacer, внешний транскрибируемый спейсер

FPKM фрагментов на килобазу на миллион ридов библиотеки

HDAC histone deacetylase, деацетилаза гистонов

HMT histone methyltransferase, метилтрансфераза гистонов

ITS internal transcribed spacer, внутренний транскрибируемый спейсер

ITS2 internal transcribed spacer 2, внутренний транскрибируемый спейсер

1псРНК long non-coding RNA, длинные некодирующие РНК

LTR long terminal repeats, длинные концевые повторы

п. Nucleotides (нуклеотидов)

NTS nontranscribed intergenic spacer, нетранскрибируемый межгенный спейсер

PBS phosphate-buffered saline, фосфатно-солевой буфер

piPHK Piwi-interacting RNAs, короткие РНК, взаимодействующие с белком Piwi

rasiPHK repeat-associated small interfering RNA, малые интерферирующие РНК, образуемые повторяющимися последовательностями

RdRp RNA-directed RNA polymerase, РНК-зависимая РНК-полимераза

RISC RNA-induced silencing complex, РНК-зависимый комплекс репрессии

RITS RNA-induced initiation of transcriptional silencing, РНК-зависимый комплекс подавления транскрипции

RNAi RNA interference, РНК-интерференция

RPKM ридов на килобазу последовательности на миллион библиотеки

RPM ридов на миллион библиотеки

siPHK short interfering RNAs, малые интерферирующие РНК

Введение диссертации (часть автореферата) на тему «Роль гена piwi в метаболизме транскриптовразличных геномных повторов дрозофилы»

1. Общая характеристика работы 1.1. Актуальность проблемы

Ген piwi, кодирующий первый открытый у животных белок консервативного семейства Argonaute, был исходно охарактеризован как фактор фертильности плодовой мушки дрозофилы Drosophila melanogaster, необходимый для поддержания терминальных стволовых клеток (Cox et al., 1998; Lin and Spradling, 1997). Данный ген экспрессируется преимущественно в гонадах самок дрозофилы как в половых, так и соматических клетках, ранних эмбрионах, а также в гонадах самцов. Впоследствии ген piwi был подробно изучен как ключевой компонент системы подавления транспозонов с помощью комплементарных коротких РНК длиной ~24-29 нуклеотидов, которые были названы Piwi-interacting RNA (piRNA, далее piPHK) (Liu and Lu, 2024; Onishi et al., 2021).

Транспозоны (мобильные элементы) представляют собой диспергированные кодирующие повторы, способные размножаться и перемещаться в геноме (Chalopin et al., 2015). Они могут занимать значительную часть эукариотического генома, например, более 20% у дрозофилы и более 40% у человека (McCullers and Steiniger, 2017; Mérel et al., 2020). Транспозоны рассматриваются как драйверы эволюции, способные вызывать эволюционно выгодные изменения генома и контролировать экспрессию близлежащих генов. Однако, в большинстве случаев перемещения транспозонов вредны для организма-хозяина, так как могут вызывать мутации и геномные перестройки (Ayarpadikannan and Kim, 2014). Активность мобильных элементов в клетках гонад позволяет им инфицировать геномы гамет и таким образом передавать новые копии в следующие поколения организма-хозяина. Транспозоны делятся на ретротранспозоны, такие как LTR и LINE, размножающиеся через РНК-предшественник, и ДНК-транспозоны. Геном дрозофилы содержит более 120 семейств транспозонов (McCullers and Steiniger, 2017), которые, помимо последовательности, кодирующей ферменты для своей обратной транскрипции или транспозиции, различаются разными временными и пространственными паттернами экспрессии, что, в свою очередь, может определять вариации в механизмах их регуляции (Lachaume et al., 1992). При нарушении их подавления, в том числе при нарушении Piwi или других компонентов системы piPHK у D. melanogaster или других животных, наблюдается увеличение количества транскриптов мобильных элементов и возникновение их новых

инсерций в геноме. Дерепрессия мобильных элементов в терминальных тканях приводит к стерильности особей (Houwing et al., 2007; Klattenhoff et al., 2007; Li et al., 2021).

Подавление экспрессии мобильных элементов осуществляется различными механизмами, тогда как в гонадах ключевую роль в этом подавлении играет система piPHK, гомологичных транспозонам (Ozata et al., 2019). В основе системы piPHK у D. melanogaster лежат три белка подсемейства PIWI семейства Argonaute - Piwi, Aub, Ago3 (Brennecke et al., 2007). Эти белки выполняют двоякую роль, одновременно участвуя в продукции piPHK и подавляя экспрессию транспозонов. Данные белки находятся в комплексе с короткими piPHK, служащими сиквенс-специфичных гидами, с помощью которых эти белки распознают транскрипты транспозонов. piPHK-сайленсинг консервативен среди эукариот (Parhad and Theurkauf, 2019), и яичники D. melanogaster являются классической модельной системой для его изучения. Все белки подсемейства PIWI формируют комплексы с piPHK благодаря доменам MID и PAZ, связывающим короткую РНК на 5'- и 3'-концах, соответственно (Chiglintseva et al., 2025). Белки PIWI также содержат нуклеазный домен, который, однако, у белка Piwi, в отличие от Aub и Ago3, является каталитически неактивным. Кроме того, белок Piwi имеет сигнал ядерной локализации, обеспечивающий транспорт его комплексов с короткими РНК в ядро (Klenov et al., 2011; Yamaguchi et al., 2020). Благодаря этому Piwi является единственным piPHK-связывающим белком дрозофилы, функционирующим в ядрах клеток.

Общепринятая модель функционирования Piwi в подавлении транспозонов заключается в том, что в ядре Piwi, находясь в комплексе с короткими РНК, сиквенс-специфически связывается с насцентным транскриптом транспозона и рекрутирует гистон-метилтрансферазу SETDB1/Eggless. Она метилирует лизин 9 гистона Н3 (H3K9me3), что приводит к обогащению области транспозона главным гетерохроматиновым белком HP 1 a, распознающим эту модификацию (Batki et al., 2019; Fabry et al., 2019; Murano et al., 2019; Zhao et al., 2019). HP1a индуцирует компактизацию хроматина и транскрипционную репрессию. Высоко-консервативный белок HP1a играет также более широкую роль в формировании и поддержании репрессивного хроматина от дрожжей до человека: у дрозофилы помимо сайтов инсерций транспозонов этот белок локализуется в протяженных перицентромерных и теломерных гетерохроматиновых доменах и, кроме того, взаимодействует со многими сайтами в эухроматине, включая белок-кодирующие гены

(Wallrath et al., 2022). В ряде работ обнаружено, что Piwi способен подавлять экспрессию транспозонов не только посредством привлечения НР1а, но и с помощью других механизмов, которые не были известны к началу данной работы (Iwasaki et al., 2016; Onishi et al., 2020; Yang et al., 2019).

В последнее время накапливаются данные о том, что Piwi представляет собой полифункциональный белок, который может иметь другие функции помимо участия в подавлении транспозонов. В частности, начаты исследования потенциального воздействия белка Piwi на некодирующие тандемные геномные повторы рДНК. Известно, что ген piwi участвует в контроле экспрессии транспозонов R1 и R2, специфически встроенных в гены рибосомной РНК (рРНК) (Михалева et al., 2015). Поскольку эти транспозоны способны транскрибироваться исключительно как слитные с рРНК транскрипты, данное явление указывало на то, что Piwi может воздействовать на транскрипты рРНК. рРНК синтезируются и подвергаются процессингу в специализированной ядерной структуре -ядрышке, где происходит сборка рибосомных субъединиц, обеспечивающих синтез белка. Рибосомы D. melanogaster включают ядрышковые транскрипты РНК-полимеразы I: 18S, 5.8S, 2S и 28S рРНК, гены которых расположены в кластерах, состоящих из примерно 200 тандемных повторов (Long and Dawid, 1980; Lyckegaard and Clark, 1991). Еще одним РНК-компонентом рибосом является транскрипт РНК-полимеразы III - 5S рРНК, повторенные гены которой (Long and Dawid, 1980) расположены в геноме в виде отдельного кластера и не формируют структуры, подобной ядрышку. Тем не менее, встраивание 5S рРНК в рибосомные субчастицы проходит в ядрышке Было показано, что белок Piwi, присутствует как в нуклеоплазме, так и в ядрышках клеток яичников и эмбрионов дрозофилы (Mikhaleva et al., 2019; Михалева et al., 2015). Более того, белок Piwi определяет привлечение фактора транскрипции Udd, компонента комплекса SL1 -like у дрозофилы, в ядрышко в терминальных клетках яичников (Фефелова et al., 2017). Комплекс SL1-like необходим в норме для транскрипции РНК-полимеразой I рДНК. Однако, возможная роль Piwi в метаболизме рРНК оставалась неисследованной. Важно учитывать, что нарушения рибосомы могут приводить к социально-значимым болезням человека.

1.2 Цели и задачи работы

Целью работы являлось изучить роль гена piwi, кодирующего ядерный piPHK-связывающий белок семейства Argonaute, в метаболизме транскриптов диспергированных повторов транспозонов и тандемных повторов рДНК, на модели яичников Drosophila melanogaster. В работе были поставлены следующие задачи:

1. Исследовать корреляцию обогащения активной модификацией гистонов H3K4me2 и репрессивными маркерами H3K9me3 и HP1a при мутации piwi в хроматине разных семейств транспозонов на полногеномном уроне;

2. Оценить генетическое взаимодействие генов piwi и hpla при подавлении транскриптов транспозонов и вклад этих факторов в регуляцию разных семейств транспозонов;

3. Охарактеризовать влияние мутации piwi на метаболизм рРНК.

1.3 Научная новизна результатов

Работа обладает высокой научной новизной. Хроматин-иммунопреципитация хроматина из яичников D. melanogaster с последующим секвенированием позволила впервые на полногеномном уровне продемонстрировать, что усиление транскрипции транспозонов при мутации piwi не обязательно сопровождается снижением обогащения их хроматина репрессивными маркерами хроматина, включая белок HP1a. В ходе работы также впервые показана направленность действия гена piwi в отношении преимущественно высоко транскрибирующихся транспозонов D. melanogaster. Благодаря уникальной генетической системе с единым генетическим фоном и секвенированию РНК из яичников дрозофилы впервые систематически исследованы на полногеномном уровне и выделены группы семейств транспозонов, реагирующих по-разному на нокдаун Piwi и HP1a, которые по литературным данным должны были приводить к одному эффекту. Это позволило расширить модель функционирования системы piPHK при формировании структуры хроматина транспозонов. Впервые описано положительное эпистатическое взаимодействие между генами piwi и hpla (Su(var)205), проявляющееся в том, что терминальный нокдаун HP1a частично компенсирует (рескью) эффекты нокдауна Piwi. Впервые продемонстрирован спектр эффектов мутации в гене piwi, кодирующем белок подсемейства PIWI семейства Argonaute, на рРНК, включая накопление фрагментов всех типов рРНК и

нарушение процессинга пре-рРНК В частности, показано, что мутация piwi влияет на накопление продуктов процессинга 2 S рРНК, являющейся гомологом 3'-конца 5.8 S рРНК у других эукариот, в яичниках дрозофилы и целом организме дрозофилы (ранее это было показано только в культуре эмбриональных клеток S2). Обнаружена антисмысловая 5S рРНК, ранее неописанная у животных. Эти явления общие черты с дефектами РНК-экзосомного комплекса, описанными у других животных и грибов (Mitchell et al., 1997, 1996). Полученные данные показывают влияние Piwi на различные геномные повторы и проливают свет на связь между относительно эволюционно молодой системой piPHK и древней системой рРНК.

1.4 Практическая значимость работы

Подавление транспозонов в герминальных клетках — это процесс, необходимый для поддержания фертильности обоих полов. Белки подсемейства Piwi и их партнеры piPHK важны для оогенеза, сперматогенеза и раннего развития зиготы у разных видов животных. Приблизительно в трети случаев причины бесплодия человека остается невыясненными (Sadeghi, 2015). В свете этого, поскольку мутации белков семейства Argonaute вызывают бесплодие у млекопитающих (Gou et al., 2017), функции этих белков требуют всестороннего изучения в модельных системах.

Нарушение путей, связанных с белками подсемейства Piwi и piPHK, не только приводит к дефектам функционирования герминальных клеток, но и подрывает один из основных механизмов поддержания стабильности генома, что может вызывать неконтролируемую пролиферацию клеток и аберрантные эпигенетические модификации, способствующие канцерогенезу (Czech et al., 2018; Gupta et al., 2025; Peng and Lin, 2013; Ye et al., 2025). Ряд работ связывают белки семейства Argonaute с онкологическими заболеваниями, включая рак легких и кишечника (Czech et al., 2018). Гиперэкспрессия белков семейства Argonaute сопутствует канцерогенезу (Vaksman et al., 2012). Нарушение пути подавления экспрессии с помощью piPHK ассоциировано с раком яичников, груди (Erber et al., 2020) и желудочно-кишечного тракта (Cheng et al., 2012). Некоторые piPHK могут функционировать как опухолевые супрессоры, предотвращая активацию онкогенов, в то время как другие — как онкогенные факторы, способствуя метастазам и резистентности к терапии (Cheng et al., 2012; Erber et al., 2020; Gupta et al., 2025; Peng and

Lin, 2013; Ye et al., 2025). Гиперэкспрессия белков семейства Argonaute связана с прогрессированием рака желудка (Gao et al., 2018) и снижением выживаемости при глиоме, то есть, может служить как биомаркер диагноза и прогностический маркер (Feng et al., 2014). piPHK могут служить новыми терапевтическими мишенями прецизионной медицины (Gupta et al., 2025).

Нарушения биогенеза рибосом, включая рРНК, приводят к группе болезней, называемых рибосомопатиями, тогда как транскрипция рРНК усиливается в раковых клетках, что делает рРНК одной из основных мишеней онкотерапии (Temaj et al., 2022). Ввиду эволюционной консервативности компонентов системы piPHK и метаболизма рРНК, полученные данные позволяют использовать дрозофилу как модельный объект для изучения механизма действия piPHK на уровне хроматина и взаимодействия с рРНК у млекопитающих. Результаты работы могут быть распространены на клетки человека и использованы в биомедицинских исследованиях.

1.5 Положения, выносимые на защиту

1. Мутация piwi, ключевого компонента системы подавления повторов транспозонов с помощью piPHK, увеличивает уровень меток активной транскрипции H3K4me2 без снижения обогащенности репрессивной модификацией H3K9me3 и гетерохроматиновым белком HP1a в хроматине ряда семейств транспозонов, что дополняет общепринятую модель действия Piwi через гетерохроматиновый эффектор HP1a в яичниках дрозофилы.

2. Исследование генетического взаимодействия генов piwi и hpla с помощью герминальных нокдаунов позволило выделить несколько вариантов регуляции транспозонов: репрессия ряда семейств требует присутствия как белка Piwi, так и белка HP1a, тогда как другие семейства активируются только при отсутствии обоих белков, что указывает на возможность участия Piwi и HP1 в дублирующих друг друга механизмах репрессии. Кроме того, обнаружено, что некоторые семейства транспозонов подавляются в клетках яичников с помощью HP1 без участия Piwi.

3. Показано существование положительного эпистатического взаимодействия между генами piwi и hpla при регуляции ряда семейств транспозонов.

4. Мутация piwi приводит к накоплению фрагментов транскриптов повторенных генов некодирующих рибосомных РНК, а также продуктов нарушенного процессинга 2S рРНК, ортологичной 3'-концу 5.8 S рРНК животных.

1.6. Степень достоверности и апробация работы

Дизайн экспериментов согласуется с современными правилами проведения научных исследований, для чего использованы контроли и статистическая обработка результатов. Данные были получены с помощью опытов, проведенных автором в необходимом количестве биологических и технических повторностей. Достоверность полученных результатов можно подтвердить использованием протоколов, опубликованных в рцензируемых международных научных журналах. Ряд наблюдений был подтвержден независимыми методами.

Результаты, полученные в данной работе, были представлены на семинарах в Отделе молекулярной генетики клетки (ОМГК) ИМГ РАН и Русско-японском симпозиуме ИМГ РАН по хроматину и коротким РНК (Москва, 2019), а также на следующих научных симпозиумах и конференциях: Международных симпозиумах EMBL The Non-Coding Genome, (Гейдельберг, Германия, 2013) и The Complex Life of RNA (Гейдельберг, Германия, 2020), Международной конференции по исследованиям на дрозофиле (Сан-Диего, США, 2017), Международной Московской конференции по вычислительной молекулярной биологии MCCMB'2019 (Москва, 2019), 11-ой международной мультиконференции по биоинформатике регуляции генома и структурной/системной биологии BGRSSB'2018 и на сопутствующей школе молодых ученых по системной биологии и биоинформатике SBB'2018 (Новосибирск, 2018), 21-ой Международной Пущинской Школе-конференции молодых ученых "Биология - Наука XXI века" (Пущино, 2017, лучший устный доклад в секции «Молекулярная биология»), Международном молодежном научном форуме «Ломоносов-2017» (Москва, 2017), Всероссийской конференции «50 лет Всероссийскому Обществу генетиков и селекционеров (ВОГиС): успехи и перспективы» (Москва, 2016).

1.7. Публикации

По теме диссертации опубликовано 14 печатных работ, из них статей в иностранных рецензируемых журналах, соответствующих перечню ВАК - 3, публикаций в российских

изданиях, соответствующих перечню ВАК - 2, тезисов докладов и материалов конференций - 9.

1.8. Личный вклад автора

Экспериментальные данные, представленные в диссертации, получены автором лично, либо при его непосредственном участии (в разделе 1 результатов: биоинформатическая обработка данных ChIP-seq выполнена совместно с М. Кленовым и С. Лавровым, ChIP-PCR выполнен совместно с С. Лавровым; в разделе 2: биоинформатическая обработка данных RNA-seq выполнена совместно с А. Ильиным). Автор также принимала активное участие в планировании работы, анализе полученных результатов и написании статей, а для статьи, где является единственным автором, выполняла все вышеперечисленное лично.

1.9. Структура и объём диссертации

Диссертация состоит из общей характеристики работы, обзора литературы, раздела «Материалы и методы», результатов и обсуждения, а также выводов и списка цитируемой литературы, в который входит 238 ссылок. Работа изложена на 131 страницах печатного текста, содержит 25 рисунков.

2. Обзор литературы Системы коротких РНК: влияние на гетерохроматин у животных

2.1 Короткие некодирующие РНК

Короткие некодирующие РНК длиной 18-35 нуклеотидов могут узнавать определенные нуклеотидные последовательности и подавлять их экспрессию, в ходе так называемого РНК-сайленсинга. РНК-сайленсинг с помощью коротких РНК, по-видимому, существовал уже у ранних эукариот (Grimson et al., 2008), чтобы обеспечить защиту от чужеродного генетического материала, такого как транспозоны и вирусы (Buchon and Vaury, 2006). Короткие РНК функционируют в комплексе с белками семейства Argonaute (AGO) как сиквенс-специфичные гиды для процессов, основанных на взаимодействии нуклеиновых кислот с помощью Уотсон-Криковского спаривания. Эти процессы в

широком смысле называют РНК-интерфенцией (РНКи). Открытие РНК-интерференции было удостоено Нобелевской премии в 2006 г. Короткие РНК в комплексе с белками AGO приводят к спектру процессов репрессии генов через механизмы, включающие разрезание РНК (собственно РНК-интерференция в узком смысле), ингибирование трансляции или репрессию транскрипции в ядре (Moazed, 2009; Wilson and Doudna, 2013).

У животных выделяют три основных группы коротких РНК (Aravin et al., 2006; Girard et al., 2006; Grivna et al., 2006; Lee et al., 2006; Watanabe et al., 2006), отличающиеся источником образования, механизмами биогенеза, длиной, мишенями и механизмами функционирования (Ghildiyal and Zamore, 2009) (Рисунок 1).

МикроРНК (миРНК) подавляют экспрессию белок-кодирующих генов в развитии преимущественно на уровне трансляции, способствуя развитию как соматических, так и терминальных тканей.

siРНК/endo-siРНК (small interfering RNA/ endogenous small interfering RNA) образуются преимущественно из транспозонов и вирусов и действуют часто на уровне деградации РНК (собственно РНКи). Эндогеннеы siРНК (endo-siРНК) особенно распространены у беспозвоночных животных, тогда как у млекопитающих их образование ограничено, в основном, герминальными и эмбриональными стволовыми клетками (Babiarz et al., 2008; Billy et al., 2001; García-Sastre, 2011; Maillard et al., 2013; Pare and Sullivan, 2014; Tam et al., 2008; Watanabe et al., 2008). Хотя в большинстве дифференцированных клеток млекопитающих функцию основного внутриклеточного антивирусного механизма выполняет система интерферонового ответа, в плюрипотентных клетках этот механизм частично замещается РНК-интерференцией (Hombach and Kretz, 2016).

Третий тип коротких РНК животных - piРНК (PIWI-interacting RNA) преимущественно направлен на репрессию мобильных элементов (транспозонов), хотя часто они выполняют и другие функции. В отличие от siРНК и миРНК, piРНК обнаружены только у животных и в основном экспрессируются в гонадах. Нарушение системы piРНК обычно приводит к стерильности (S. K. Lee et al., 2025; Loubalova et al., 2021; Saito et al., 2009)(Loubalova 2021, Saito 2009 traffic jam, Lee 2025 topoisomerase). Подавление мобильных элементов с помощью piРНК происходит как на уровне деградации РНК, так и на уровне хроматина и подавления транскрипции в клеточном ядре. Первая работа о связи

piРНК с хроматином была выполнена в 2007 году в нашей лаборатории в ИМГ РАН (К1епоу й а1., 2007).

Рисунок 2.1. Основные классы коротких РНК у животных

2.2 Типы геномных повторов

Геномные повторы занимают значительную часть эукариотических геномов. Повторы можно характеризовать по степени повторенности, организации и функциональной роли. Они могут находиться в кодирующих и некодирующих районах генома и могут быть расположены тандемно или диспергированно по геному (Garrido-Ramos, 2017; López-Flores and Garrido-Ramos, 2012). Тандемно расположены такие повторы как сателлиты и гены рРНК, в то время как транспозоны представляют собой диспергированные повторы.

Гены рибосомных РНК (рДНК) представляют собой тандемно повторенные гены, существующие у дрозофилы примерно в 200-300 тандемных повторах (Long and Dawid, 1980; Lyckegaard and Clark, 1991) (Рисунок 2). Они траснкрибируются РНК-полимеразой I с образованием пре-рРНК, из которой процессируются зрелые 18S, 5.8S, 2S и 28S рРНК. Пятым РНК-компонентом рибосом является 5S рРНК, кодируемая тандемно расположенными и столь же высоко повторенными генами (Long and Dawid, 1980) и транскрибируемая РНК-полимеразой III.

Другой тип геномных повторов представлен сателлитными последовательностями (сателлитами) (Garrido-Ramos, 2017). В зависимости от длины повтора их подразделяют на микросателлиты менее 10 нт, минисателлиты более 10 нт и сателлиты более 150 нт. Было оценено, что 10-20% эукариотических генов и промоторов может содержать нестабильные повторы такого рода и их экспансия связана с заболеваниями. Сателлитная ДНК - главный компонент коститутивного гетерохроматина, расположенного в основном в центромерных, перицентромерных и субтеломерных районах хромосом.

Транспозоны также обычно связаны с конститутивным гетерохроматином, хотя ряд их копий может локализоваться в эухроматине (López-Flores and Garrido-Ramos, 2012; Sultana et al., 2017) (Рисунок 2). Транспозоны представляют собой диспергированные повторенные последовательности, которые могут менять свое расположение в геноме, в отличие от других повторов. Они составляют по некоторым оценкам 48% генома человека, причем в основном они представлены ретротранспозонами, а ДНК-транспозоны составляют всего 3.7% генома. Активность транспозонов может вызвать мутации, двухцепочечные разрывы ДНК, стерильность и раковое перерождение клеток (Malone et al., 2009; Onishi et al., 2021; Santos et al., 2023; Sindik et al., 2024). Гетерохроматинизация не только предотвращает экспрессию транспозонов, но снижает уровень рекомбинации, таким образом стабилизируя геном (Onishi et al., 2021; Tóth et al., 2016).

кодирующие повторы некодирующие повторы

Рисунок 2.2 В данной работе рассматриваются кодирующие диспергированные повторы транспозонов и некодирующие тандемные повторы рРНК.

2.3 Хроматин и его эпигенетические модификации

Эпигенетические модификации изменяют экспрессию гена без изменения нуклеотидной последовательности. В основе эпигенетических модификаций лежит изменение состава и структуры хроматина. Хроматин отличается в пространстве и времени жизни клетки как в плане эпигенетических маркеров, так и в плане уровня компактизации. Эти различия влияют на доступность генетической информации, позволяя экспрессии генов происходить своевременно и селективно. Кроме того, организация хроматина имеет другие функции в ядре, помимо регуляции экспрессии генов, такие как прикрепление к ядерной ламине, сегрегация хромосом, предотвращение укорочения теломер, сайленсинг повторенных элементов (Allshire and Madhani, 2018; Janssen et al., 2018). Эти функции, которые можно назвать функциями домашнего хозяйства, важны в поддержании стабильности генома и особенно сильно связаны с конденсированным хроматином, который называется гетерохроматином. Гетерохроматин делится на конститутивный и факультативный (Stamidis and Zylicz, 2023). В данной работе рассматриваются маркеры гетерохроматина, модификация лизина 9 гистона 3 и гетерохроматиновый белок HP 1 a.

В работе также рассматривается диметильная модификация лизина гистона Н3 в положении 4 (H3K4me2). Исходно на культуре клеток дрозофилы (Kharchenko et al., 2011; Schübeler et al., 2004) было показано, что она совпадает по локализации с РНКПП и коррелирует с активной транскрипцией.

2.4 Характеристика р1РНК и белки подсемейства PIWI семейства Argonaute piPHK — это одноцепочечные гидовые молекулы РНК, которые в отличие от miRNA и endo-siPHK, имеют несколько более длинный размер в рамках одного организма. Так, размер piPHK у дрозофилы варьирует в диапазоне 24-29 нт, в то время как длина siPHK и микроРНК составляет 20-24 нт. часто служит модельным организмом для изучения piPHK. Основные работы по изучению piPHK выполнены на модельных объектах, таких как дрозофила, нематода C. elegans, рыбы и мышь. piPHK, также как и endo-siPHK в некоторых системах, способны направлять эпигенетические модификации, включая ремоделирование гистонов и метилирование ,3HK через взаимодействие с белками подсемейства Piwi семейства Argonaute (Li 2021 Knockout, Huang 2021 neurodegenerative R, Wei 2024 piRNA trimming, Rayford 2021 pathogenesis). piPHK считается эволюционно консервативным способом наследуемой эпигеномной защиты, специфичной для терминальных клеток. Это обеспечивает целостность зародышевой линии и передачу генетической информации в ряду

поколений. Отсутствие белков подсемейства Piwi, связывающих piPHK, у мышей приводит к активации транспозонов в герминальных клетках самцов, аресту гаметогенеза и стерильности (Siomi et al., 2011).

Биогенез и механизм действия piPHK тесно связаны. Для подавления экспрессии транспозонов, организм дрозофилы использует их фоновую экспрессию, и источником piP^EK служат в норме практически не накапливающиеся транскрипты самих транспозонов. То есть, существует некий парадокс в том, что транскрипция мишени требуется для ее же транскрипционного сайленсинга. Кроме того, piP^KK образуются из транскриптов piPHK-кластеров. Последние представляют собой скопления неполных последовательностей мобильных элементов, способных транскрибироваться часто в антисмысловом по отношению к транспозонам направлении. Предшественники piP^BK транскрибируются РНК-полимеразой II в виде длинных одноцепочечных транскриптов (Ozata et al., 2019). Нематоды являются некоторым исключением, при котором индивидуальные короткие piP^nK (21U РНК) могут транскрибироваться с минигенов.

Список литературы диссертационного исследования кандидат наук Столяренко Анастасия Дмитриевна, 2025 год

8. СПИСОК ЛИТЕРАТУРЫ

Abe, M., Naqvi, A., Hendriks, G.-J., Feltzin, V., Zhu, Y., Grigoriev, A., Bonini, N.M., 2014. Impact of age-associated increase in 2'- O -methylation of miRNAs on aging and neurodegeneration in Drosophila. Genes Dev. 28, 44-57. https://doi.org/10.1101/gad.226654.113 Allikka Parambil, S., Li, D., Zelko, M., Poulet, A., van Wolfswinkel, J.C., 2024. piRNA generation is associated with the pioneer round of translation in stem cells. Nucleic Acids Res. 52, 2590-2608. https://doi.org/10.1093/nar/gkad1212 Allshire, R.C., Madhani, H.D., 2018. Ten principles of heterochromatin formation and function.

Nat. Rev. Mol. Cell Biol. 19, 229-244. https://doi.org/10.1038/nrm.2017.119 Aravin, A., Gaidatzis, D., Pfeffer, S., Lagos-Quintana, M., Landgraf, P., Iovino, N., Morris, P., Brownstein, M.J., Kuramochi-Miyagawa, S., Nakano, T., Chien, M., Russo, J.J., Ju, J., Sheridan, R., Sander, C., Zavolan, M., Tuschl, T., 2006. A novel class of small RNAs bind to MILI protein in mouse testes. Nature 442, 203-207. https://doi.org/10.1038/nature04916 Atkinson, S.R., Marguerat, S., Bitton, D.A., Rodríguez-López, M., Rallis, C., Lemay, J.-F., Cotobal, C., Malecki, M., Smialowski, P., Mata, J., Korber, P., Bachand, F., Bähler, J.,

2018. Long noncoding RNA repertoire and targeting by nuclear exosome, cytoplasmic exonuclease, and RNAi in fission yeast. RNA 24, 1195-1213. https://doi.org/10.1261/rna.065524.118

Ayarpadikannan, S., Kim, H.-S., 2014. The Impact of Transposable Elements in Genome Evolution and Genetic Instability and Their Implications in Various Diseases. Genomics Inform. 12, 98. https://doi.org/10.5808/GI.2014.12.3.98 Babiarz, J.E., Ruby, J.G., Wang, Y., Bartel, D.P., Blelloch, R., 2008. Mouse ES cells express endogenous shRNAs, siRNAs, and other Microprocessor-independent, Dicer-dependent small RNAs. Genes Dev. 22, 2773-2785. https://doi.org/10.1101/gad.1705308 Ballmer, D., Tardat, M., Ortiz, R., Graff-Meyer, A., Ozonov, E.A., Genoud, C., Peters, A.H., Fanourgakis, G., 2023. HP1 proteins regulate nucleolar structure and function by secluding pericentromeric constitutive heterochromatin. Nucleic Acids Res. 51, 117-143. https://doi.org/10.1093/nar/gkac1159 Batki, J., Schnabl, J., Wang, J., Handler, D., Andreev, V.I., Stieger, C.E., Novatchkova, M., Lampersberger, L., Kauneckaite, K., Xie, W., Mechtler, K., Patel, D.J., Brennecke, J.,

2019. The nascent RNA binding complex SFiNX licenses piRNA-guided heterochromatin formation. Nat. Struct. Mol. Biol. 26, 720-731. https://doi.org/10.1038/s41594-019-0270-6

Billy, E., Brondani, V., Zhang, H., Müller, U., Filipowicz, W., 2001. Specific interference with gene expression induced by long, double-stranded RNA in mouse embryonal teratocarcinoma cell lines. Proc. Natl. Acad. Sci. 98, 14428-14433. https://doi.org/10.1073/pnas.261562698 Brennecke, J., Aravin, A.A., Stark, A., Dus, M., Kellis, M., Sachidanandam, R., Hannon, G.J., 2007. Discrete Small RNA-Generating Loci as Master Regulators of Transposon Activity in Drosophila. Cell 128, 1089-1103. https://doi.org/10.1016/j.cell.2007.01.043

Brookman, J.J., Toosy, A.T., L. S., S., A. H.White, R., 1992. The 412 retrotransposon and the development of gonadal mesoderm in Drosophila. Development 116, 1185-1192. https://doi.org/10.1242/dev.116.4.1185 Buchon, N., Vaury, C., 2006. RNAi: a defensive RNA-silencing against viruses and transposable

elements. Heredity 96, 195-202. https://doi.org/10.1038/sj.hdy.6800789 Bühler, M., Moazed, D., 2007. Transcription and RNAi in heterochromatic gene silencing. Nat.

Struct. Mol. Biol. 14, 1041-1048. https://doi.org/10.1038/nsmb1315 Bühler, M., Spies, N., Bartel, D.P., Moazed, D., 2008. TRAMP-mediated RNA surveillance prevents spurious entry of RNAs into the Schizosaccharomyces pombe siRNA pathway. Nat. Struct. Mol. Biol. 15, 1015-1023. https://doi.org/10.1038/nsmb.1481 Busch, J., Ralla, B., Jung, M., Wotschofsky, Z., Trujillo-Arribas, E., Schwabe, P., Kilic, E., Fendler, A., Jung, K., 2015. Piwi-interacting RNAs as novel prognostic markers in clear cell renal cell carcinomas. J. Exp. Clin. Cancer Res. 34, 61. https://doi.org/10.1186/s13046-015-0180-3

Cai, J., Jiang, S., Lu, D., Murtaza, G., Wang, M., Li, Yuqing, Shi, D., Li, Yingrui, Fang, H., Wu, S., 2025. The Role of PIWI -Interacting RNA in Urologic Carcinoma and Its Clinical Implications. Cancer Rep. 8, e70272. https://doi.org/10.1002/cnr2.70272 Casacuberta, E., 2017. Drosophila: Retrotransposons Making up Telomeres. Viruses 9, 192.

https://doi .org/10.3390/v9070192 Casale, A.M., Cappucci, U., Fanti, L., Piacentini, L., 2019. Heterochromatin protein 1 (HP1) is intrinsically required for post-transcriptional regulation of Drosophila Germline Stem Cell (GSC) maintenance. Sci. Rep. 9, 4372. https://doi.org/10.1038/s41598-019-40152-1 Castañeda, J., Genzor, P., Van Der Heijden, G.W., Sarkeshik, A., Yates, J.R., Ingolia, N.T., Bortvin, A., 2014. Reduced pachytene pi RNA s and translation underlie spermiogenic arrest in M aelstrom mutant mice. EMBO J. 33, 1999-2019. https://doi.org/10.15252/embj.201386855 Castel, S.E., Ren, J., Bhattacharjee, S., Chang, A.-Y., Sánchez, M., Valbuena, A., Antequera, F., Martienssen, R.A., 2014. Dicer Promotes Transcription Termination at Sites of Replication Stress to Maintain Genome Stability. Cell 159, 572-583. https://doi.org/10.1016/j.cell.2014.09.031 Chak, L.-L., Mohammed, J., Lai, E.C., Tucker-Kellogg, G., Okamura, K., 2015. A deeply conserved, noncanonical miRNA hosted by ribosomal DNA. RNA 21, 375-384. https://doi.org/10.1261/rna.049098.114 Chalopin, D., Naville, M., Plard, F., Galiana, D., Volff, J.-N., 2015. Comparative Analysis of Transposable Elements Highlights Mobilome Diversity and Evolution in Vertebrates. Genome Biol. Evol. 7, 567-580. https://doi.org/10.1093/gbe/evv005 Chang, T.H., Mattei, E., Gainetdinov, I., Colpan, C., Weng, Z., Zamore, P.D., 2019. Maelstrom Represses Canonical Polymerase II Transcription within Bi-directional piRNA Clusters in Drosophila melanogaster. Mol. Cell 73, 291-303.e6.

https://doi.org/10.1016/j.molcel.2018.10.038 Cheng, J., Deng, H., Xiao, B., Zhou, H., Zhou, F., Shen, Z., Guo, J., 2012. piR-823, a novel non-coding small RNA, demonstrates in vitro and in vivo tumor suppressive activity in human gastric cancer cells. Cancer Lett. 315, 12-17. https://doi.org/10.1016/j.canlet.2011.10.004 Cheutin, T., McNairn, A.J., Jenuwein, T., Gilbert, D.M., Singh, P.B., Misteli, T., 2003. Maintenance of Stable Heterochromatin Domains by Dynamic HP1 Binding. Science 299, 721-725. https://doi.org/10.1126/science.1078572

Chiglintseva, D.A., Patutina, O.A., Zenkova, M.A., 2025. Endogenous Ribonucleases: Therapeutic Targeting of the Transcriptome Through Oligonucleotide-Triggered RNA Inactivation. Biomolecules 15, 965. https://doi.org/10.3390/biom15070965 Chung, W.-J., Okamura, K., Martin, R., Lai, E.C., 2008. Endogenous RNA Interference Provides a Somatic Defense against Drosophila Transposons. Curr. Biol. 18, 795-802. https://doi.org/10.1016/j.cub.2008.05.006 Cox, D.N., Chao, A., Baker, J., Chang, L., Qiao, D., Lin, H., 1998. A novel class of evolutionarily conserved genes defined by piwi are essential for stem cell self-renewal. Genes Dev. 12, 3715-3727. https://doi.org/10.1101/gad.12.23.3715 Cryderman, D.E., Grade, S.K., Li, Y., Fanti, L., Pimpinelli, S., Wallrath, L.L., 2005. Role of Drosophila HP1 in euchromatic gene expression. Dev. Dyn. 232, 767-774. https://doi.org/10.1002/dvdy.20310 Czech, B., Malone, C.D., Zhou, R., Stark, A., Schlingeheyde, C., Dus, M., Perrimon, N., Kellis, M., Wohlschlegel, J.A., Sachidanandam, R., Hannon, G.J., Brennecke, J., 2008. An endogenous small interfering RNA pathway in Drosophila. Nature 453, 798-802. https: //doi.org/10.1038/nature07007 Czech, B., Munafo, M., Ciabrelli, F., Eastwood, E.L., Fabry, M.H., Kneuss, E., Hannon, G.J., 2018. piRNA-Guided Genome Defense: From Biogenesis to Silencing. Annu. Rev. Genet. 52, 131-157. https://doi.org/10.1146/annurev-genet-120417-031441 Czech, B., Preall, J.B., McGinn, J., Hannon, G.J., 2013. A Transcriptome-wide RNAi Screen in the Drosophila Ovary Reveals Factors of the Germline piRNA Pathway. Mol. Cell 50, 749761. https://doi.org/10.1016/j.molcel.2013.04.007 Darricarrere, N., Liu, N., Watanabe, T., Lin, H., 2013. Function of Piwi, a nuclear Piwi/Argonaute protein, is independent of its slicer activity. Proc. Natl. Acad. Sci. 110, 1297-1302. https://doi.org/10.1073/pnas.1213283110 De Wit, E., Greil, F., Van Steensel, B., 2007. High-Resolution Mapping Reveals Links of HP1 with Active and Inactive Chromatin Components. PLoS Genet. 3, e38. https://doi .org/10.1371/journal.pgen.0030038 Dej, K.J., Spradling, A.C., 1999. The endocycle controls nurse cell polytene chromosome structure during Drosophila oogenesis. Development 126, 293-303. https://doi.org/10.1242/dev.126.2.293 Di Stefano, L., 2022. All Quiet on the TE Front? The Role of Chromatin in Transposable Element

Silencing. Cells 11, 2501. https://doi.org/10.3390/cells11162501 Dönertas, D., Sienski, G., Brennecke, J., 2013. Drosophila Gtsf1 is an essential component of the Piwi-mediated transcriptional silencing complex. Genes Dev. 27, 1693-1705. https://doi.org/10.1101/gad.221150.113 Eissenberg, J.C., Reuter, G., 2009. Cellular Mechanism for Targeting Heterochromatin Formation in Drosophila, in: International Review of Cell and Molecular Biology. Elsevier, pp. 1-47. https://doi .org/10.1016/S1937-6448(08)01801-7 ElMaghraby, M.F., Tirian, L., Senti, K.-A., Meixner, K., Brennecke, J., 2022. A genetic toolkit for studying transposon control in the Drosophila melanogaster ovary. Genetics 220, iyab179. https://doi .org/10.1093/genetics/iyab179 Eppig, J., 1996. Coordination of nuclear and cytoplasmic oocyte maturation in eutherian mammals.

Reprod. Fertil. Dev. 8, 485. https://doi.org/10.1071/RD9960485 Erber, R., Meyer, J., Taubert, H., Fasching, P.A., Wach, S., Häberle, L., Gaß, P., Schulz-Wendtland, R., Landgraf, L., Olbricht, S., Jung, R., Beckmann, M.W., Hartmann, A.,

Ruebner, M., 2020. PIWI-Like 1 and PIWI-Like 2 Expression in Breast Cancer. Cancers 12, 2742. https://doi.org/10.3390/cancers12102742 Fabry, M.H., Ciabrelli, F., Munafo, M., Eastwood, E.L., Kneuss, E., Falciatori, I., Falconio, F.A., Hannon, G.J., Czech, B., 2019. piRNA-guided co-transcriptional silencing coopts nuclear export factors. eLife 8, e47999. https://doi.org/10.7554/eLife.47999 Fabry, M.H., Falconio, F.A., Joud, F., Lythgoe, E.K., Czech, B., Hannon, G.J., 2021. Maternally inherited piRNAs direct transient heterochromatin formation at active transposons during early Drosophila embryogenesis. eLife 10, e68573. https://doi.org/10.7554/eLife.68573 Fadloun, A., Le Gras, S., Jost, B., Ziegler-Birling, C., Takahashi, H., Gorab, E., Carninci, P., Torres-Padilla, M.-E., 2013. Chromatin signatures and retrotransposon profiling in mouse embryos reveal regulation of LINE-1 by RNA. Nat. Struct. Mol. Biol. 20, 332-338. https://doi.org/10.1038/nsmb.2495 Fanti, L., Pimpinelli, S., 2008. HP1: a functionally multifaceted protein. Curr. Opin. Genet. Dev.

18, 169-174. https://doi.org/10.1016Zj.gde.2008.01.009 Feng, B., Hu, P., Lu, S.-J., Chen, J.-B., Ge, R.-L., 2014. Increased Argonaute 2 Expression in Gliomas and its Association with Tumor Progression and Poor Prognosis. Asian Pac. J. Cancer Prev. 15, 4079-4083. https://doi.org/10.7314/APJCP.2014.15.9.4079 Feng, D., Yan, K., Zhou, Y., Liang, H., Liang, J., Zhao, W., Dong, Z., Ling, B., 2016. Piwil2 is reactivated by HPV oncoproteins and initiates cell reprogramming via epigenetic regulation during cervical cancer tumorigenesis. Oncotarget 7, 64575-64588. https://doi.org/10.18632/oncotarget.11810 Ferreira, H.J., Heyn, H., Garcia Del Muro, X., Vidal, A., Larriba, S., Muñoz, C., Villanueva, A., Esteller, M., 2014. Epigenetic loss of the PIWI/piRNA machinery in human testicular tumorigenesis. Epigenetics 9, 113-118. https://doi.org/10.4161/epi.27237 Gainetdinov, I., Vega-Badillo, J., Cecchini, K., Bagci, A., Colpan, C., De, D., Bailey, S., Arif, A., Wu, P.-H., MacRae, I.J., Zamore, P.D., 2023. Relaxed targeting rules help PIWI proteins silence transposons. Nature 619, 394-402. https://doi.org/10.1038/s41586-023-06257-4 Gainetdinov, I.V., Skvortsova, Y.V., Stukacheva, E.A., Bychenko, O.S., Kondratieva, S.A., Zinovieva, M.V., Azhikina, T.L., 2014. Expression Profiles of PIWIL2 Short Isoforms Differ in Testicular Germ Cell Tumors of Various Differentiation Subtypes. PLoS ONE 9, e112528. https://doi.org/10.1371/journal.pone.0112528 Gao, C., Sun, R., Li, D., Gong, F., 2018. PIWI-like protein 1 upregulation promotes gastric cancer invasion and metastasis. OncoTargets Ther. Volume 11, 8783-8789. https://doi.org/10.2147/OTT.S186827 García-Sastre, A., 2011. Induction and evasion of type I interferon responses by influenza viruses.

Virus Res. 162, 12-18. https://doi.org/10.1016/j.virusres.2011.10.017 Garrido-Ramos, M., 2017. Satellite DNA: An Evolving Topic. Genes 8, 230.

https://doi.org/10.3390/genes8090230 Gebert, D., Neubert, L.K., Lloyd, C., Gui, J., Lehmann, R., Teixeira, F.K., 2021. Large Drosophila germline piRNA clusters are evolutionarily labile and dispensable for transposon regulation. Mol. Cell 81, 3965-3978.e5. https://doi.org/10.1016/j.molcel.2021.07.011 George, J.A., DeBaryshe, P.G., Traverse, K.L., Celniker, S.E., Pardue, M.-L., 2006. Genomic organization of the Drosophila telomere retrotransposable elements. Genome Res. 16, 1231-1240. https://doi.org/10.1101/gr.5348806 Ghildiyal, M., Seitz, H., Horwich, M.D., Li, C., Du, T., Lee, S., Xu, J., Kittler, E.L.W., Zapp, M.L., Weng, Z., Zamore, P.D., 2008. Endogenous siRNAs Derived from Transposons and

mRNAs in Drosophila Somatic Cells. Science 320, 1077-1081. https://doi.org/10.1126/science.1157396 Ghildiyal, M., Zamore, P.D., 2009. Small silencing RNAs: an expanding universe. Nat. Rev.

Genet. 10, 94-108. https://doi.org/10.1038/nrg2504 Girard, A., Sachidanandam, R., Hannon, G.J., Carmell, M.A., 2006. A germline-specific class of small RNAs binds mammalian Piwi proteins. Nature 442, 199-202. https://doi .org/10.1038/nature04917 Gou, L.-T., Kang, J.-Y., Dai, P., Wang, X., Li, F., Zhao, S., Zhang, M., Hua, M.-M., Lu, Y., Zhu, Y., Li, Z., Chen, H., Wu, L.-G., Li, D., Fu, X.-D., Li, J., Shi, H.-J., Liu, M.-F., 2017. Ubiquitination-Deficient Mutations in Human Piwi Cause Male Infertility by Impairing Histone-to-Protamine Exchange during Spermiogenesis. Cell 169, 1090-1104.e13. https://doi.org/10.1016/j.cell.2017.04.034 Grimson, A., Srivastava, M., Fahey, B., Woodcroft, B.J., Chiang, H.R., King, N., Degnan, B.M., Rokhsar, D.S., Bartel, D.P., 2008. Early origins and evolution of microRNAs and Piwi-interacting RNAs in animals. Nature 455, 1193-1197. https://doi.org/10.1038/nature07415 Grivna, S.T., Beyret, E., Wang, Z., Lin, H., 2006. A novel class of small RNAs in mouse

spermatogenic cells. Genes Dev. 20, 1709-1714. https://doi.org/10.1101/gad.1434406 Gunawardane, L.S., Saito, K., Nishida, K.M., Miyoshi, K., Kawamura, Y., Nagami, T., Siomi, H., Siomi, M.C., 2007. A Slicer-Mediated Mechanism for Repeat-Associated siRNA 5' End Formation in Drosophila. Science 315, 1587-1590.

https://doi.org/10.1126/science.1140494 Gupta, G., Afzal, M., Goyal, A., M, R.M., Sharma, G.C., Jayabalan, K., Sahoo, S., Devi, A., Rana, M., Rekha, A., Goyal, K., Ali, H., Singh, S.K., 2025. piRNAs in leukemogenesis: Mechanisms, biomarkers, and therapeutic implications. Clin. Chim. Acta 571, 120220. https://doi.org/10.1016Zj.cca.2025.120220 Han, B.W., Wang, W., Li, C., Weng, Z., Zamore, P.D., 2015. piRNA-guided transposon cleavage initiates Zucchini-dependent, phased piRNA production. Science 348, 817-821. https://doi.org/10.1126/science.aaa1264 Handler, D., Meixner, K., Pizka, M., Lauss, K., Schmied, C., Gruber, F.S., Brennecke, J., 2013. The Genetic Makeup of the Drosophila piRNA Pathway. Mol. Cell 50, 762-777. https://doi.org/10.1016/j.molcel.2013.04.031 Handler, D., Olivieri, D., Novatchkova, M., Gruber, F.S., Meixner, K., Mechtler, K., Stark, A., Sachidanandam, R., Brennecke, J., 2011. A systematic analysis of Drosophila TUDOR domain-containing proteins identifies Vreteno and the Tdrd12 family as essential primary piRNA pathway factors: TUDOR domain-containing proteins in Drosophila. EMBO J. 30, 3977-3993. https://doi.org/10.1038/emboj.2011.308 He, X., Chen, X., Zhang, X., Duan, X., Pan, T., Hu, Q., Zhang, Y., Zhong, F., Liu, J., Zhang, Hong, Luo, J., Wu, K., Peng, G., Luo, H., Zhang, L., Li, X., Zhang, Hui, 2015. An Lnc RNA (GAS5)/SnoRNA-derived piRNA induces activation of TRAIL gene by site-specifically recruiting MLL/COMPASS-like complexes. Nucleic Acids Res. 43, 3712-3725. https://doi .org/10.1093/nar/gkv214 Henaoui, I.S., Jacovetti, C., Guerra Mollet, I., Guay, C., Sobel, J., Eliasson, L., Regazzi, R., 2017. PIWI-interacting RNAs as novel regulators of pancreatic beta cell function. Diabetologia 60, 1977-1986. https://doi.org/10.1007/s00125-017-4368-2

Henras, A.K., Plisson-Chastang, C., O'Donohue, M., Chakraborty, A., Gleizes, P., 2015. An overview of pre-ribosomal RNA processing in eukaryotes. WIREs RNA 6, 225-242. https://doi .org/10.1002/wrna.1269 Hirakata, S., Siomi, M.C., 2019. Assembly and Function of Gonad-Specific Non-Membranous Organelles in Drosophila piRNA Biogenesis. Non-Coding RNA 5, 52. https://doi.org/10.3390/ncrna5040052 Hirakata, S., Siomi, M.C., 2016. piRNA biogenesis in the germline: From transcription of piRNA genomic sources to piRNA maturation. Biochim. Biophys. Acta BBA - Gene Regul. Mech. 1859, 82-92. https://doi.org/10.10167j.bbagrm.2015.09.002 Hombach, S., Kretz, M., 2016. Non-coding RNAs: Classification, Biology and Functioning, in: Slaby, O., Calin, G.A. (Eds.), Non-Coding RNAs in Colorectal Cancer, Advances in Experimental Medicine and Biology. Springer International Publishing, Cham, pp. 3-17. https://doi.org/10.1007/978-3-319-42059-2_1 Houwing, S., Kamminga, L.M., Berezikov, E., Cronembold, D., Girard, A., Van Den Elst, H., Filippov, D.V., Blaser, H., Raz, E., Moens, C.B., Plasterk, R.H.A., Hannon, G.J., Draper, B.W., Ketting, R.F., 2007. A Role for Piwi and piRNAs in Germ Cell Maintenance and Transposon Silencing in Zebrafish. Cell 129, 69-82. https://doi.org/10.1016/j.cell.2007.03.026 Hutvagner, G., Simard, M.J., 2008. Argonaute proteins: key players in RNA silencing. Nat. Rev.

Mol. Cell Biol. 9, 22-32. https://doi.org/10.1038/nrm2321 Ilyin, A.A., Stolyarenko, A.D., Klenov, M.S., Shevelyov, Y.Y., 2020. Various modes of HP1a interactions with the euchromatic chromosome arms in Drosophila ovarian somatic cells. Chromosoma 129, 201-214. https://doi.org/10.1007/s00412-020-00738-5 Ilyin, A.A., Stolyarenko, A.D., Zenkin, N., Klenov, M.S., 2021. Complex Genetic Interactions between Piwi and HP1a in the Repression of Transposable Elements and Tissue-Specific Genes in the Ovarian Germline. Int. J. Mol. Sci. 22, 13430. https://doi .org/10.3390/ijms222413430 Ishizu, H., Kinoshita, T., Hirakata, S., Komatsuzaki, C., Siomi, M.C., 2019. Distinct and Collaborative Functions of Yb and Armitage in Transposon-Targeting piRNA Biogenesis. Cell Rep. 27, 1822-1835.e8. https://doi.org/10.1016/j.celrep.2019.04.029 Iwasaki, Y.W., Murano, K., Ishizu, H., Shibuya, A., Iyoda, Y., Siomi, M.C., Siomi, H., Saito, K., 2016. Piwi Modulates Chromatin Accessibility by Regulating Multiple Factors Including Histone H1 to Repress Transposons. Mol. Cell 63, 408-419. https://doi.org/10.1016/j.molcel.2016.06.008 Janssen, A., Colmenares, S.U., Karpen, G.H., 2018. Heterochromatin: Guardian of the Genome. Annu. Rev. Cell Dev. Biol. 34, 265-288. https://doi.org/10.1146/annurev-cellbio-100617-062653

Jespersen, N., Barbar, E., 2020. Emerging Features of Linear Motif-Binding Hub Proteins. Trends

Biochem. Sci. 45, 375-384. https://doi.org/10.1016/j.tibs.2020.01.004 Johnstone, E.B., Gorsi, B., Coelho, E., Moore, B., Farr, A.M., Cooper, A.R., Mardis, E.R., Rajkovic, A., Chow, C.Y., Yandell, M., Welt, C.K., 2023. DIS3 Variants are Associated With Primary Ovarian Insufficiency: Importance of Transcription/Translation in Oogenesis. J. Clin. Endocrinol. Metab. 108, 2330-2335. https://doi .org/10.1210/clinem/dgad126

Jordan, B.R., Jourdan, R., Jacq, B., 1976. Late steps in the maturation of Drosophila 26 S ribosomal RNA: Generation of 5.8 S and 2 S RNAs by cleavages occurring in the cytoplasm. J. Mol. Biol. 101, 85-105. https://doi.org/10.1016/0022-2836(76)90067-X Kaminker, J.S., Bergman, C.M., Kronmiller, B., Carlson, J., Svirskas, R., Patel, S., Frise, E., Wheeler, D.A., Lewis, S.E., Rubin, G.M., Ashburner, M., Celniker, S.E., 2002. The transposable elements of the Drosophila melanogaster euchromatin: a genomics perspective. Genome Biol. 3, research0084.1. https://doi.org/10.1186/gb-2002-3-12-research0084

Kapitonov, V.V., Jurka, J., 2003. Molecular paleontology of transposable elements in the Drosophila melanogaster genome. Proc. Natl. Acad. Sci. 100, 6569-6574. https://doi.org/10.1073/pnas.0732024100 Keenen, M.M., Brown, D., Brennan, L.D., Renger, R., Khoo, H., Carlson, C.R., Huang, B., Grill, S.W., Narlikar, G.J., Redding, S., 2021. HP1 proteins compact DNA into mechanically and positionally stable phase separated domains. eLife 10, e64563. https://doi.org/10.7554/eLife.64563 Keller, C., Adaixo, R., Stunnenberg, R., Woolcock, K.J., Hiller, S., Bühler, M., 2012. HP1Swi6 Mediates the Recognition and Destruction of Heterochromatic RNA Transcripts. Mol. Cell 47, 215-227. https://doi.org/10.1016/j.molcel.2012.05.009 Khan, A.Q., Ahmad, F., Raza, S.S., Zarif, L., Siveen, K.S., Sher, G., Agha, M.V., Rashid, K., Kulinski, M., Buddenkotte, J., Uddin, S., Steinhoff, M., 2022. Role of non-coding RNAs in the progression and resistance of cutaneous malignancies and autoimmune diseases. Semin. Cancer Biol. 83, 208-226. https://doi.org/10.1016/j.semcancer.2020.07.003 Kharchenko, P.V., Alekseyenko, A.A., Schwartz, Y.B., Minoda, A., Riddle, N.C., Ernst, J., Sabo, P.J., Larschan, E., Gorchakov, A.A., Gu, T., Linder-Basso, D., Plachetka, A., Shanower, G., Tolstorukov, M.Y., Luquette, L.J., Xi, R., Jung, Y.L., Park, R.W., Bishop, E.P., Canfield, T.K., Sandstrom, R., Thurman, R.E., MacAlpine, D.M., Stamatoyannopoulos, J A., Kellis, M., Elgin, S.C.R., Kuroda, M.I., Pirrotta, V., Karpen, G.H., Park, P.J., 2011. Comprehensive analysis of the chromatin landscape in Drosophila melanogaster. Nature 471, 480-485. https://doi.org/10.1038/nature09725 Kirino, Y., Mourelatos, Z., 2007. Mouse Piwi-interacting RNAs are 2'-O-methylated at their 3'

termini. Nat. Struct. Mol. Biol. 14, 347-348. https://doi.org/10.1038/nsmb1218 Kiss, D.L., Andrulis, E.D., 2010. Genome-wide analysis reveals distinct substrate specificities of Rrp6, Dis3, and core exosome subunits. RNA 16, 781-791. https://doi.org/10.1261/rna.1906710 Klattenhoff, C., Bratu, D.P., McGinnis-Schultz, N., Koppetsch, B.S., Cook, H.A., Theurkauf, W.E., 2007. Drosophila rasiRNA Pathway Mutations Disrupt Embryonic Axis Specification through Activation of an ATR/Chk2 DNA Damage Response. Dev. Cell 12, 45-55. https://doi.org/10.1016/j.devcel.2006.12.001 Klenov, M.S., Lavrov, S.A., Korbut, A.P., Stolyarenko, A.D., Yakushev, E.Y., Reuter, M., Pillai, R.S., Gvozdev, V.A., 2014. Impact of nuclear Piwi elimination on chromatin state in Drosophila melanogaster ovaries. Nucleic Acids Res. 42, 6208-6218. https://doi.org/10.1093/nar/gku268 Klenov, M.S., Lavrov, S.A., Stolyarenko, A.D., Ryazansky, S.S., Aravin, A.A., Tuschl, T., Gvozdev, V.A., 2007. Repeat-associated siRNAs cause chromatin silencing of retrotransposons in the Drosophila melanogaster germline. Nucleic Acids Res. 35, 54305438. https://doi.org/10.1093/nar/gkm576

Klenov, M.S., Sokolova, O.A., Yakushev, E.Y., Stolyarenko, A.D., Mikhaleva, E.A., Lavrov, S.A., Gvozdev, V.A., 2011. Separation of stem cell maintenance and transposon silencing functions of Piwi protein. Proc. Natl. Acad. Sci. 108, 18760-18765. https://doi.org/10.1073/pnas.1106676108 Kogan, G.L., Tulin, A.V., Aravin, A.A., Abramov, Yu.A., Kalmykova, A.I., Maisonhaute, C., Gvozdev, V.A., 2003. The GATE retrotransposon in Drosophila melanogaster: mobility in heterochromatin and aspects of its expression in germline tissues. Mol. Genet. Genomics 269, 234-242. https://doi.org/10.1007/s00438-003-0827-1 Kordyukova, M., Olovnikov, I., Kalmykova, A., 2018. Transposon control mechanisms in telomere biology. Curr. Opin. Genet. Dev. 49, 56-62. https://doi.org/10.1016/j.gde.2018.03.002 Kordyukova, M., Sokolova, O., Morgunova, V., Ryazansky, S., Akulenko, N., Glukhov, S., Kalmykova, A., 2019. Nuclear Ccr4-Not mediates the degradation of telomeric and transposon transcripts at chromatin in the Drosophila germline. Nucleic Acids Res. gkz 1072. https://doi .org/10.1093/nar/gkz1072 Kubikova, J., Reinig, R., Salgania, H.K., Jeske, M., 2020. LOTUS-domain proteins -developmental effectors from a molecular perspective. Biol. Chem. 402, 7-23. https://doi.org/10.1515/hsz-2020-0270 Lachaume, P., Bouhidel, K., Mesure, M., Pinon, H., 1992. Spatial and temporal expression of the I factor during oogenesis in Drosophila melanogaster. Development 115, 729-735. https://doi.org/10.1242/dev.115.3.729 Larson, A.G., Narlikar, G.J., 2018. The Role of Phase Separation in Heterochromatin Formation, Function, and Regulation. Biochemistry 57, 2540-2548. https://doi.org/10.1021/acs.biochem.8b00401 Le Thomas, A., Rogers, A.K., Webster, A., Marinov, G.K., Liao, S.E., Perkins, E.M., Hur, J.K., Aravin, A.A., Toth, K.F., 2013. Piwi induces piRNA-guided transcriptional silencing and establishment of a repressive chromatin state. Genes Dev. 27, 390-399. https://doi.org/10.1101/gad.209841.112 Lee, H.-C., Chang, S.-S., Choudhary, S., Aalto, A.P., Maiti, M., Bamford, D.H., Liu, Y., 2009. qiRNA is a new type of small interfering RNA induced by DNA damage. Nature 459, 274277. https://doi .org/10.1038/nature08041 Lee, M.-C., Spradling, A.C., 2014. The progenitor state is maintained by lysine-specific demethylase 1 -mediated epigenetic plasticity during Drosophila follicle cell development. Genes Dev. 28, 2739-2749. https://doi.org/10.1101/gad.252692.114 Lee, R.C., Hammell, C.M., Ambros, V., 2006. Interacting endogenous and exogenous RNAi pathways in Caenorhabditis elegans. RNA 12, 589-597. https://doi.org/10.1261/rna.2231506 Lee, S.K., Shen, W., Wen, W., Joo, Y., Xue, Y., Park, A., Qiang, A., Su, S., Zhang, T., Zhang, M., Fan, J., Zhang, Y., De, S., Gainetdinov, I., Sharov, A., Maragkakis, M., Wang, W., 2025. Topoisomerase 3b facilitates piRNA biogenesis to promote transposon silencing and germ cell development. Cell Rep. 44, 115495. https://doi.org/10.1016/j.celrep.2025.115495 Lee, S.K., Xue, Y., Shen, W., Zhang, Y., Joo, Y., Ahmad, M., Chinen, M., Ding, Y., Ku, W.L., De, S., Lehrmann, E., Becker, K.G., Lei, E.P., Zhao, K., Zou, S., Sharov, A., Wang, W., 2018. Topoisomerase 3ß interacts with RNAi machinery to promote heterochromatin formation and transcriptional silencing in Drosophila. Nat. Commun. 9, 4946. https://doi .org/10.1038/s41467-018-07101-4

Lee, Y., Biasini, A., Tipping, C., Hong, S.H., Zamore, P.D., 2025. Defining the roles of the Integrator, NEXT, and nuclear exosome complexes in Drosophila oogenesis. Cell Rep. 44, 116329. https://doi.org/10.10167j.celrep.2025.116329 Lee, Y.C.G., Karpen, G.H., 2017. Pervasive epigenetic effects of Drosophila euchromatic transposable elements impact their evolution. eLife 6, e25762. https://doi.org/10.7554/eLife.25762 Li, Y., Fang, B., He, Y., Wang, Y., Wang, K., Yang, S., 2025. piRNA, the hidden player in cardiac fibrosis: A review. Int. J. Biol. Macromol. 321, 146437. https://doi .org/10.1016/j.ijbiomac.2025.146437 Li, Y., Zhang, Y., Liu, M., 2021. Knockout Gene-Based Evidence for PIWI-Interacting RNA Pathway in Mammals. Front. Cell Dev. Biol. 9, 681188. https://doi.org/10.3389/fcell.2021.681188 Liang, X., Vickers, T.A., Guo, S., Crooke, S.T., 2011. Efficient and specific knockdown of small non-coding RNAs in mammalian cells and in mice. Nucleic Acids Res. 39, e13-e13. https://doi.org/10.1093/nar/gkq1121 Lilly, M.A., Duronio, R.J., 2005. New insights into cell cycle control from the Drosophila

endocycle. Oncogene 24, 2765-2775. https://doi.org/10.1038/sj.onc.1208610 Lim, A.K., Kai, T., 2007. Unique germ-line organelle, nuage, functions to repress selfish genetic elements in Drosophila melanogaster. Proc. Natl. Acad. Sci. 104, 6714-6719. https://doi.org/10.1073/pnas.0701920104 Lim, S.L., Qu, Z.P., Kortschak, R.D., Lawrence, D.M., Geoghegan, J., Hempfling, A.-L., Bergmann, M., Goodnow, C.C., Ormandy, C.J., Wong, L., Mann, J., Scott, H.S., Jamsai, D., Adelson, D.L., O'Bryan, M.K., 2015. HENMT1 and piRNA Stability Are Required for Adult Male Germ Cell Transposon Repression and to Define the Spermatogenic Program in the Mouse. PLOS Genet. 11, e1005620. https://doi.org/10.1371/journal.pgen.1005620 Lin, H., Spradling, A.C., 1997. A novel group ofpumilio mutations affects the asymmetric division of germline stem cells in the Drosophila ovary. Development 124, 2463-2476. https://doi.org/10.1242/dev.124.12.2463 Liu, J., Lu, F., 2024. The piRNA size matters. Natl. Sci. Rev. 11, nwad297.

https://doi.org/10.1093/nsr/nwad297 Liu, Y., Dou, M., Song, X., Dong, Y., Liu, S., Liu, H., Tao, J., Li, W., Yin, X., Xu, W., 2019. The emerging role of the piRNA/piwi complex in cancer. Mol. Cancer 18, 123. https://doi.org/10.1186/s12943-019-1052-9 Long, E.O., Dawid, I.B., 1980. Repeated Genes in Eukaryotes. Annu. Rev. Biochem. 49, 727-764.

https://doi.org/10.1146/annurev.bi.49.070180.003455 López-Flores, I., Garrido-Ramos, M.A., 2012. The Repetitive DNA Content of Eukaryotic Genomes, in: Garrido-Ramos, M.A. (Ed.), Genome Dynamics. S. Karger AG, pp. 1-28. https://doi.org/10.1159/000337118 Loubalova, Z., Fulka, H., Horvat, F., Pasulka, J., Malik, R., Hirose, M., Ogura, A., Svoboda, P., 2021. Formation of spermatogonia and fertile oocytes in golden hamsters requires piRNAs. Nat. Cell Biol. 23, 992-1001. https://doi.org/10.1038/s41556-021-00746-2 Lu, B.Y., Emtage, P.C.R., Duyf, B.J., Hilliker, A.J., Eissenberg, J.C., 2000. Heterochromatin Protein 1 Is Required for the Normal Expression of Two Heterochromatin Genes in Drosophila. Genetics 155, 699-708. https://doi.org/10.1093/genetics/155.2.699

Lyckegaard, Clark, 1991. Evolution of ribosomal RNA gene copy number on the sex chromosomes of Drosophila melanogaster. Mol. Biol. Evol. https://doi.org/10.1093/oxfordjournals.molbev.a040664 Maillard, P.V., Ciaudo, C., Marchais, A., Li, Y., Jay, F., Ding, S.W., Voinnet, O., 2013. Antiviral RNA Interference in Mammalian Cells. Science 342, 235-238. https://doi.org/10.1126/science.1241930 Malone, C.D., Brennecke, J., Dus, M., Stark, A., McCombie, W.R., Sachidanandam, R., Hannon, G.J., 2009. Specialized piRNA Pathways Act in Germline and Somatic Tissues of the Drosophila Ovary. Cell 137, 522-535. https://doi.org/10.1016/j.cell.2009.03.040 McCullers, T.J., Steiniger, M., 2017. Transposable elements in Drosophila. Mob. Genet. Elem. 7,

1-18. https://doi.org/10.1080/2159256X.2017.1318201 Merel, V., Boulesteix, M., Fablet, M., Vieira, C., 2020. Transposable elements in Drosophila.

Mob. DNA 11, 23. https://doi.org/10.1186/s13100-020-00213-z Mickute, M., Nainyte, M., Vasiliauskaite, L., Plotnikova, A., Masevicius, V., Klimasauskas, S., Vilkaitis, G., 2018. Animal Henl 2'-O-methyltransferases as tools for 3'-terminal functionalization and labelling of single-stranded RNAs. Nucleic Acids Res. 46, e104-e104. https://doi.org/10.1093/nar/gky514 Mikhaleva, E.A., Leinsoo, T.A., Ishizu, H., Gvozdev, V.A., Klenov, M.S., 2019. The nucleolar transcriptome regulates Piwi shuttling between the nucleolus and the nucleoplasm. Chromosome Res. 27, 141-152. https://doi.org/10.1007/s10577-018-9595-y Mitchell, P., Petfalski, E., Shevchenko, A., Mann, M., Tollervey, D., 1997. The Exosome: A Conserved Eukaryotic RNA Processing Complex Containing Multiple 3'^5' Exoribonucleases. Cell 91, 457-466. https://doi.org/10.1016/S0092-8674(00)80432-8 Mitchell, P., Petfalski, E., Tollervey, D., 1996. The 3' end of yeast 5.8S rRNA is generated by an exonuclease processing mechanism. Genes Dev. 10, 502-513. https://doi.org/10.1101/gad.10A502 Moazed, D., 2009. Rejoice—RNAi for Yeast. Science 326, 533-534.

https://doi.org/10.1126/science.1182102 Mohn, F., Handler, D., Brennecke, J., 2015. piRNA-guided slicing specifies transcripts for Zucchini-dependent, phased piRNA biogenesis. Science 348, 812-817. https://doi.org/10.1126/science.aaa1039 Mohn, F., Sienski, G., Handler, D., Brennecke, J., 2014. The Rhino-Deadlock-Cutoff Complex Licenses Noncanonical Transcription of Dual-Strand piRNA Clusters in Drosophila. Cell 157, 1364-1379. https://doi.org/10.10167j.cell.2014.04.031 Moshkovich, N., Lei, E.P., 2010. HP1 Recruitment in the Absence of Argonaute Proteins in

Drosophila. PLoS Genet. 6, e1000880. https://doi.org/10.1371/journal.pgen.1000880 Muchardt, C., Guilleme, M., Seeler, J., Trouche, D., Dejean, A., Yaniv, M., 2002. Coordinated methyl and RNA binding is required for heterochromatin localization of mammalian HP1 a. EMBO Rep. 3, 975-981. https://doi.org/10.1093/embo-reports/kvf194 Muerdter, F., Guzzardo, P.M., Gillis, J., Luo, Y., Yu, Y., Chen, C., Fekete, R., Hannon, G.J., 2013. A Genome-wide RNAi Screen Draws a Genetic Framework for Transposon Control and Primary piRNA Biogenesis in Drosophila. Mol. Cell 50, 736-748. https://doi.org/10.1016/j.molcel.2013.04.006 Mugat, B., Nicot, S., Varela-Chavez, C., Jourdan, C., Sato, K., Basyuk, E., Juge, F., Siomi, M.C., Pelisson, A., Chambeyron, S., 2020. The Mi-2 nucleosome remodeler and the Rpd3 histone

deacetylase are involved in piRNA-guided heterochromatin formation. Nat. Commun. 11, 2818. https://doi.org/10.1038/s41467-020-16635-5 Munafo, M., Manelli, V., Falconio, F.A., Sawle, A., Kneuss, E., Eastwood, E.L., Seah, J.W.E., Czech, B., Hannon, G.J., 2019. Daedalus and Gasz recruit Armitage to mitochondria, bringing piRNA precursors to the biogenesis machinery. Genes Dev. 33, 844-856. https://doi.org/10.1101/gad.325662.119 Murano, K., Iwasaki, Y.W., Ishizu, H., Mashiko, A., Shibuya, A., Kondo, S., Adachi, S., Suzuki, S., Saito, K., Natsume, T., Siomi, M.C., Siomi, H., 2019. Nuclear RNA export factor variant initiates piRNA-guided co-transcriptional silencing. EMBO J. 38, e102870. https://doi .org/10.15252/embj .2019102870 Murota, Y., Ishizu, H., Nakagawa, S., Iwasaki, Y.W., Shibata, S., Kamatani, M.K., Saito, K., Okano, H., Siomi, H., Siomi, M.C., 2014. Yb Integrates piRNA Intermediates and Processing Factors into Perinuclear Bodies to Enhance piRISC Assembly. Cell Rep. 8, 103-113. https://doi.org/10.1016Zj.celrep.2014.05.043 Ni, J.-Q., Zhou, R., Czech, B., Liu, L.-P., Holderbaum, L., Yang-Zhou, D., Shim, H.-S., Tao, R., Handler, D., Karpowicz, P., Binari, R., Booker, M., Brennecke, J., Perkins, L.A., Hannon, G.J., Perrimon, N., 2011. A genome-scale shRNA resource for transgenic RNAi in Drosophila. Nat. Methods 8, 405-407. https://doi.org/10.1038/nmeth.1592 Niki, Y., Yamaguchi, T., Mahowald, A.P., 2006. Establishment of stable cell lines of Drosophila germ-line stem cells. Proc. Natl. Acad. Sci. 103, 16325-16330. https://doi.org/10.1073/pnas.0607435103 Ninova, M., Chen, Y.-C.A., Godneeva, B., Rogers, A.K., Luo, Y., Fejes Toth, K., Aravin, A.A., 2020. Su(var)2-10 and the SUMO Pathway Link piRNA-Guided Target Recognition to Chromatin Silencing. Mol. Cell 77, 556-570.e6.

https://doi.org/10.1016/j.molcel.2019.11.012 Nishida, K.M., Iwasaki, Y.W., Murota, Y., Nagao, A., Mannen, T., Kato, Y., Siomi, H., Siomi, M.C., 2015. Respective Functions of Two Distinct Siwi Complexes Assembled during PIWI-Interacting RNA Biogenesis in Bombyx Germ Cells. Cell Rep. 10, 193-203. https://doi.org/10.1016/j.celrep.2014.12.013 Ohtani, H., Iwasaki, Y.W., Shibuya, A., Siomi, H., Siomi, M.C., Saito, K., 2013. DmGTSF1 is necessary for Piwi-piRISC-mediated transcriptional transposon silencing in the Drosophila ovary. Genes Dev. 27, 1656-1661. https://doi.org/10.1101/gad.221515.113 Olenkina, O.M., Simonov, R.A., Ivannikova, A.Y., Abramov, Y.A., Sivkina, A.L., Ulianov, S.V., Shevelyov, Y.Y., 2025. Ago2-Mediated Recruitment of HP1a on Transposable Elements in Drosophila Brain. Cells 14, 1361. https://doi.org/10.3390/cells14171361 Olivieri, D., Sykora, M.M., Sachidanandam, R., Mechtler, K., Brennecke, J., 2010. An in vivo RNAi assay identifies major genetic and cellular requirements for primary piRNA biogenesis in Drosophila. EMBO J. 29, 3301-3317. https://doi.org/10.1038/emboj.2010.212 Onishi, R., Sato, K., Murano, K., Negishi, L., Siomi, H., Siomi, M.C., 2020. Piwi suppresses transcription of Brahma-dependent transposons via Maelstrom in ovarian somatic cells. Sci. Adv. 6, eaaz7420. https://doi.org/10.1126/sciadv.aaz7420 Onishi, R., Yamanaka, S., Siomi, M.C., 2021. piRNA- and siRNA-mediated transcriptional repression in Drosophila , mice, and yeast: new insights and biodiversity. EMBO Rep. 22, e53062. https://doi.org/10.15252/embr.202153062

Osumi, K., Sato, K., Murano, K., Siomi, H., Siomi, M.C., 2019. Essential roles of Windei and nuclear monoubiquitination of Eggless/ SETDB 1 in transposon silencing. EMBO Rep. 20, e48296. https://doi.org/10.15252/embr.201948296 Ozata, D.M., Gainetdinov, I., Zoch, A., O'Carroll, D., Zamore, P.D., 2019. PIWI-interacting RNAs: small RNAs with big functions. Nat. Rev. Genet. 20, 89-108. https://doi .org/10.1038/s41576-018-0073 -3 Pare, J.M., Sullivan, C.S., 2014. Distinct Antiviral Responses in Pluripotent versus Differentiated

Cells. PLoS Pathog. 10, e1003865. https://doi.org/10.1371/journal.ppat.1003865 Parhad, S.S., Theurkauf, W.E., 2019. Rapid evolution and conserved function of the piRNA

pathway. Open Biol. 9, 180181. https://doi.org/10.1098/rsob.180181 Pavlakis, G.N., Jordan, B.R., Wurst, R.M., Vournakis, J.N., 1979. Sequence and secondary structure of Drosophila melanogaster 5.8S and 2S rRNAs and of the processing site between them. Nucleic Acids Res. 7, 2213-2238. https://doi.org/10.1093/nar/7.8.2213 Peng, J.C., Karpen, G.H., 2007. H3K9 methylation and RNA interference regulate nucleolar organization and repeated DNA stability. Nat. Cell Biol. 9, 25-35. https://doi .org/10.1038/ncb1514 Peng, J.C., Lin, H., 2013. Beyond transposons: the epigenetic and somatic functions of the Piwi-piRNA mechanism. Curr. Opin. Cell Biol. 25, 190-194. https://doi.org/10.1016yj.ceb.2013.01.010 Perrini, B., Piacentini, L., Fanti, L., Altieri, F., Chichiarelli, S., Berloco, M., Turano, C., Ferraro, A., Pimpinelli, S., 2004. HP1 Controls Telomere Capping, Telomere Elongation, and Telomere Silencing by Two Different Mechanisms in Drosophila. Mol. Cell 15, 467-476. https://doi.org/10.1016/j.molcel.2004.06.036 Piacentini, L., Fanti, L., Berloco, M., Perrini, B., Pimpinelli, S., 2003. Heterochromatin protein 1 (HP1) is associated with induced gene expression in Drosophila euchromatin. J. Cell Biol. 161, 707-714. https://doi.org/10.1083/jcb.200303012 Piacentini, L., Fanti, L., Negri, R., Del Vescovo, V., Fatica, A., Altieri, F., Pimpinelli, S., 2009. Heterochromatin Protein 1 (HP1a) Positively Regulates Euchromatic Gene Expression through RNA Transcript Association and Interaction with hnRNPs in Drosophila. PLoS Genet. 5, e1000670. https://doi.org/10.1371/journal.pgen.1000670 Rahman, R., Chirn, G., Kanodia, A., Sytnikova, Y.A., Brembs, B., Bergman, C.M., Lau, N.C., 2015. Unique transposon landscapes are pervasive across Drosophila melanogaster genomes. Nucleic Acids Res. 43, 10655-10672. https://doi.org/10.1093/nar/gkv1193 Rajasethupathy, P., Antonov, I., Sheridan, R., Frey, S., Sander, C., Tuschl, T., Kandel, E.R., 2012. A Role for Neuronal piRNAs in the Epigenetic Control of Memory-Related Synaptic Plasticity. Cell 149, 693-707. https://doi.org/10.1016/j.cell.2012.02.057 Rayford, K.J., Cooley, A., Rumph, J.T., Arun, A., Rachakonda, G., Villalta, F., Lima, M.F., Pratap, S., Misra, S., Nde, P.N., 2021. piRNAs as Modulators of Disease Pathogenesis. Int. J. Mol. Sci. 22, 2373. https://doi.org/10.3390/ijms22052373 Rebollo, R., Karimi, M.M., Bilenky, M., Gagnier, L., Miceli-Royer, K., Zhang, Y., Goyal, P., Keane, T.M., Jones, S., Hirst, M., Lorincz, M.C., Mager, D.L., 2011. Retrotransposon-Induced Heterochromatin Spreading in the Mouse Revealed by Insertional Polymorphisms. PLoS Genet. 7, e1002301. https://doi.org/10.1371/journal.pgen.1002301 Reuter, M., Chuma, S., Tanaka, T., Franz, T., Stark, A., Pillai, R.S., 2009. Loss of the Mili-interacting Tudor domain-containing protein-1 activates transposons and alters the Mili-

associated small RNA profile. Nat. Struct. Mol. Biol. 16, 639-646. https://doi .org/10.1038/nsmb.1615 Riddle, N.C., Jung, Y.L., Gu, T., Alekseyenko, A.A., Asker, D., Gui, H., Kharchenko, P.V., Minoda, A., Plachetka, A., Schwartz, Y.B., Tolstorukov, M.Y., Kuroda, M.I., Pirrotta, V., Karpen, GH., Park, P.J., Elgin, S.C.R., 2012. Enrichment of HP1a on Drosophila Chromosome 4 Genes Creates an Alternate Chromatin Structure Critical for Regulation in this Heterochromatic Domain. PLoS Genet. 8, e1002954. https://doi .org/10.1371/journal.pgen.1002954 Riddle, N.C., Minoda, A., Kharchenko, P.V., Alekseyenko, A.A., Schwartz, Y.B., Tolstorukov, M.Y., Gorchakov, A.A., Jaffe, J.D., Kennedy, C., Linder-Basso, D., Peach, S.E., Shanower, G., Zheng, H., Kuroda, M.I., Pirrotta, V., Park, P.J., Elgin, S.C.R., Karpen, G.H., 2011. Plasticity in patterns of histone modifications and chromosomal proteins in Drosophila heterochromatin. Genome Res. 21, 147-163.

https://doi.org/10.1101/gr.110098.110 Rizzo, F., Hashim, A., Marchese, G., Ravo, M., Tarallo, R., Nassa, G., Giurato, G., Rinaldi, A., Cordella, A., Persico, M., Sulas, P., Perra, A., Ledda-Columbano, G.M., Columbano, A., Weisz, A., 2014. Timed regulation of P-element-induced wimpy testis-interacting RNA expression during rat liver regeneration. Hepatology 60, 798-806. https://doi.org/10.1002/hep.27267 R0rth, P., 1998. Gal4 in the Drosophila female germline. Mech. Dev. 78, 113-118.

https://doi .org/10.1016/S0925-4773(98)00157-9 Rozhkov, N.V., Hammell, M., Hannon, G.J., 2013. Multiple roles for Piwi in silencing Drosophila

transposons. Genes Dev. 27, 400-412. https://doi.org/10.1101/gad.209767.112 Ryazansky, S.S., Kotov, A.A., Kibanov, M.V., Akulenko, N.V., Korbut, A.P., Lavrov, S.A., Gvozdev, V.A., Olenina, L.V., 2016. RNA helicase Spn-E is required to maintain Aub and AGO3 protein levels for piRNA silencing in the germline of Drosophila. Eur. J. Cell Biol. 95, 311-322. https://doi.org/10.1016/j.ejcb.2016.06.001 Sadeghi, M.R., 2015. Unexplained infertility, the controversial matter in management of infertile

couples. J. Reprod. Infertil. 16, 1-2. Saito, K., Inagaki, S., Mituyama, T., Kawamura, Y., Ono, Y., Sakota, E., Kotani, H., Asai, K., Siomi, H., Siomi, M.C., 2009. A regulatory circuit for piwi by the large Maf gene traffic jam in Drosophila. Nature 461, 1296-1299. https://doi.org/10.1038/nature08501 Saito, K., Ishizu, H., Komai, M., Kotani, H., Kawamura, Y., Nishida, K.M., Siomi, H., Siomi, M.C., 2010. Roles for the Yb body components Armitage and Yb in primary piRNA biogenesis in Drosophila. Genes Dev. 24, 2493-2498. https://doi .org/10.1101/gad.1989510 Saito, K., Sakaguchi, Y., Suzuki, Takeo, Suzuki, Tsutomu, Siomi, H., Siomi, M.C., 2007. Pimet, the Drosophila homolog of HEN1, mediates 2'- O -methylation of Piwi- interacting RNAs at their 3' ends. Genes Dev. 21, 1603-1608. https://doi.org/10.1101/gad.1563607 Santos, D., Feng, M., Kolliopoulou, A., Taning, C.N.T., Sun, J., Swevers, L., 2023. What Are the Functional Roles of Piwi Proteins and piRNAs in Insects? Insects 14, 187. https://doi.org/10.3390/insects14020187 Sato, K., Nishida, K.M., Shibuya, A., Siomi, M.C., Siomi, H., 2011. Maelstrom coordinates microtubule organization during Drosophila oogenesis through interaction with components of the MTOC. Genes Dev. 25, 2361-2373. https://doi.org/10.1101/gad.174110.111

Savic, N., Bär, D., Leone, S., Frommel, S.C., Weber, F.A., Vollenweider, E., Ferrari, E., Ziegler, U., Kaech, A., Shakhova, O., Cinelli, P., Santoro, R., 2014. lncRNA Maturation to Initiate Heterochromatin Formation in the Nucleolus Is Required for Exit from Pluripotency in ESCs. Cell Stem Cell 15, 720-734. https://doi.org/10.1016/j.stem.2014.10.005 Schnabl, J., Wang, J., Hohmann, U., Gehre, M., Batki, J., Andreev, V.I., Purkhauser, K., Fasching, N., Duchek, P., Novatchkova, M., Mechtler, K., Plaschka, C., Patel, D.J., Brennecke, J., 2021. Molecular principles of Piwi-mediated cotranscriptional silencing through the dimeric SFiNX complex. Genes Dev. 35, 392-409. https://doi.org/10.1101/gad.347989.120 Schoelz, J.M., Feng, J.X., Riddle, N.C., 2021. The Drosophila HP1 family is associated with active gene expression across chromatin contexts. Genetics 219, iyab108. https://doi .org/10.1093/genetics/iyab108 Schübeler, D., MacAlpine, D.M., Scalzo, D., Wirbelauer, C., Kooperberg, C., Van Leeuwen, F., Gottschling, D.E., O'Neill, L.P., Turner, B.M., Delrow, J., Bell, S.P., Groudine, M., 2004. The histone modification pattern of active genes revealed through genome-wide chromatin analysis of a higher eukaryote. Genes Dev. 18, 1263-1271. https://doi.org/10.1101/gad.1198204 Sharma, A.K., Nelson, M.C., Brandt, J.E., Wessman, M., Mahmud, N., Weller, K.P., Hoffman, R., 2001. Human CD34+ stem cells express the hiwigene, a human homologue of the Drosophila genepiwi. Blood 97, 426-434. https://doi.org/10.1182/blood.V97.2.426 Shatskikh, A.S., Fefelova, E.A., Klenov, M.S., 2024. Functions of RNAi Pathways in Ribosomal

RNA Regulation. Non-Coding RNA 10, 19. https://doi.org/10.3390/ncrna10020019 Shcherbata, H.R., Althauser, C., Findley, S.D., Ruohola-Baker, H., 2004. The mitotic-to-endocycle switch in Drosophila follicle cells is executed by Notch-dependent regulation of G1/S, G2/M and M/G1 cell-cycle transitions. Development 131, 3169-3181. https://doi.org/10.1242/dev.01172 Sheu-Gruttadauria, J., MacRae, I.J., 2017. Structural Foundations of RNA Silencing by Argonaute.

J. Mol. Biol. 429, 2619-2639. https://doi.org/10.1016/jjmb.2017.07.018 Shevelyov, Y.Y., 1993. Aurora, a non-mobile retrotransposon in Drosophila melanogaster heterochromatin. Mol. Gen. Genet. MGG 239, 205-208. https://doi .org/10.1007/BF00281619 Shimada, Y., Mohn, F., Bühler, M., 2016. The RNA-induced transcriptional silencing complex targets chromatin exclusively via interacting with nascent transcripts. Genes Dev. 30, 2571-2580. https://doi.org/10.1101/gad.292599.116 Shpiz, S., Olovnikov, I., Sergeeva, A., Lavrov, S., Abramov, Y., Savitsky, M., Kalmykova, A., 2011. Mechanism of the piRNA-mediated silencing of Drosophila telomeric retrotransposons. Nucleic Acids Res. 39, 8703-8711. https://doi.org/10.1093/nar/gkr552 Sienski, G., Batki, J., Senti, K.-A., Dönertas, D., Tirian, L., Meixner, K., Brennecke, J., 2015. Silencio/CG9754 connects the Piwi-piRNA complex to the cellular heterochromatin machinery. Genes Dev. 29, 2258-2271. https://doi.org/10.1101/gad.271908.115 Sienski, G., Dönertas, D., Brennecke, J., 2012. Transcriptional Silencing of Transposons by Piwi and Maelstrom and Its Impact on Chromatin State and Gene Expression. Cell 151, 964980. https://doi.org/10.1016/j.cell.2012.10.040 Simon, B., Kirkpatrick, J.P., Eckhardt, S., Reuter, M., Rocha, E.A., Andrade-Navarro, M.A., Sehr, P., Pillai, R.S., Carlomagno, T., 2011. Recognition of 2'-O-Methylated 3'-End of piRNA

by the PAZ Domain of a Piwi Protein. Structure 19, 172-180. https://doi.org/10.1016yj.str.2010.11.015 Sindik, N., Pereza, N., Devic Pavlic, S., 2024. Epigenetics of oogenesis. Arch. Gynecol. Obstet.

311, 183-190. https://doi.org/10.1007/s00404-024-07882-8 Siomi, M.C., Sato, K., Pezic, D., Aravin, A.A., 2011. PIWI-interacting small RNAs: the vanguard of genome defence. Nat. Rev. Mol. Cell Biol. 12, 246-258. https://doi.org/10.1038/nrm3089 Smolko, A.E., Shapiro-Kulnane, L., Salz, H.K., 2018. The H3K9 methyltransferase SETDB1 maintains female identity in Drosophila germ cells. Nat. Commun. 9, 4155. https://doi .org/10.1038/s41467-018-06697-x Sokolova, V., Miratsky, J., Svetlov, V., Brenowitz, M., Vant, J., Lewis, T.S., Dryden, K., Lee, G., Sarkar, S., Nudler, E., Singharoy, A., Tan, D., 2024. Structural mechanism of HP1a-dependent transcriptional repression and chromatin compaction. Structure 32, 2094-2106.e6. https://doi.org/10.1016/j.str.2024.09.013 Stamidis, N., Zylicz, J.J., 2023. RNA -mediated heterochromatin formation at repetitive elements

in mammals. EMBO J. 42, e111717. https://doi.org/10.15252/embj.2022111717 Sultana, T., Zamborlini, A., Cristofari, G., Lesage, P., 2017. Integration site selection by retroviruses and transposable elements in eukaryotes. Nat. Rev. Genet. 18, 292-308. https://doi.org/10.1038/nrg.2017.7 Suyama, M., Doerks, T., Braun, I.C., Sattler, M., Izaurralde, E., Bork, P., 2000. Prediction of structural domains of TAP reveals details of its interaction with p15 and nucleoporins. EMBO Rep. 1, 53-58. https://doi.org/10.1093/embo-reports/kvd009 Swain, N., Thakur, M., Pathak, J., Swain, B., 2020. SOX2, OCT4 and NANOG: The core embryonic stem cell pluripotency regulators in oral carcinogenesis. J. Oral Maxillofac. Pathol. 24, 368-373. https://doi.org/10.4103/jomfp.JOMFP_22_20 Tam, O.H., Aravin, A.A., Stein, P., Girard, A., Murchison, E.P., Cheloufi, S., Hodges, E., Anger, M., Sachidanandam, R., Schultz, R.M., Hannon, G.J., 2008. Pseudogene-derived small interfering RNAs regulate gene expression in mouse oocytes. Nature 453, 534-538. https://doi .org/10.1038/nature06904 Tchurikov, N.A., Klushevskaya, E.S., Alembekov, I.R., Bukreeva, A.S., Kretova, A.N., Chechetkin, V.R., Kravatskaya, G.I., Kravatsky, Y.V., 2022. Fragments of rDNA Genes Scattered over the Human Genome Are Targets of Small RNAs. Int. J. Mol. Sci. 23, 3014. https://doi .org/10.3390/ijms23 063014 Temaj, G., Chichiarelli, S., Eufemi, M., Altieri, F., Hadziselimovic, R., Farooqi, A.A., Yaylim, I., Saso, L., 2022. Ribosome-Directed Therapies in Cancer. Biomedicines 10, 2088. https://doi.org/10.3390/biomedicines10092088 Teo, R.Y.W., Anand, A., Sridhar, V., Okamura, K., Kai, T., 2018. Heterochromatin protein 1a functions for piRNA biogenesis predominantly from pericentric and telomeric regions in Drosophila. Nat. Commun. 9, 1735. https://doi.org/10.1038/s41467-018-03908-3 Tie, F., Banerjee, R., Stratton, C.A., Prasad-Sinha, J., Stepanik, V., Zlobin, A., Diaz, M.O., Scacheri, P.C., Harte, P.J., 2009. CBP-mediated acetylation of histone H3 lysine 27 antagonizes Drosophila Polycomb silencing. Development 136, 3131-3141. https://doi.org/10.1242/dev.037127 Toth, K.F., Pezic, D., Stuwe, E., Webster, A., 2016. The piRNA Pathway Guards the Germline Genome Against Transposable Elements, in: Wilhelm, D., Bernard, P. (Eds.), Non-Coding RNA and the Reproductive System, Advances in Experimental Medicine and Biology.

Springer Netherlands, Dordrecht, pp. 51-77. https://doi.org/10.1007/978-94-017-7417-8_4

Vaksman, O., Hetland, T.E., Trope', C.G., Reich, R., Davidson, B., 2012. Argonaute, Dicer, and Drosha are up-regulated along tumor progression in serous ovarian carcinoma. Hum. Pathol. 43, 2062-2069. https://doi.org/10.1016/j.humpath.2012.02.016 Vermaak, D., Malik, H.S., 2009. Multiple Roles for Heterochromatin Protein 1 Genes in Drosophila. Annu. Rev. Genet. 43, 467-492. https://doi.org/10.1146/annurev-genet-102108-134802

Villanueva-Cañas, J.L., Horvath, V., Aguilera, L., González, J., 2019. Diverse families of transposable elements affect the transcriptional regulation of stress-response genes in Drosophila melanogaster. Nucleic Acids Res. gkz490. https://doi.org/10.1093/nar/gkz490 Wallrath, L.L., Rodriguez-Tirado, F., Geyer, P.K., 2022. Shining Light on the Dark Side of the

Genome. Cells 11, 330. https://doi.org/10.3390/cells11030330 Wang, S.H., Elgin, S.C.R., 2011. Drosophila Piwi functions downstream of piRNA production mediating a chromatin-based transposon silencing mechanism in female germ line. Proc. Natl. Acad. Sci. 108, 21164-21169. https://doi.org/10.1073/pnas.1107892109 Wang, X., Ramat, A., Simonelig, M., Liu, M.-F., 2023. Emerging roles and functional mechanisms of PIWI-interacting RNAs. Nat. Rev. Mol. Cell Biol. 24, 123-141. https://doi .org/10.1038/s41580-022-00528-0 Warner, J.R., Mcintosh, K.B., 2009. How Common Are Extraribosomal Functions of Ribosomal

Proteins? Mol. Cell 34, 3-11. https://doi.org/10.1016/j.molcel.2009.03.006 Watanabe, T., Imai, H., Minami, N., 2008. Identification and Expression Analysis of Small RNAs During Development, in: Barik, S. (Ed.), RNAi, Methods in Molecular Biology™ Humana Press, Totowa, NJ, pp. 173-185. https://doi.org/10.1007/978-1-59745-191-8_13 Watanabe, T., Takeda, A., Tsukiyama, T., Mise, K., Okuno, T., Sasaki, H., Minami, N., Imai, H., 2006. Identification and characterization of two novel classes of small RNAs in the mouse germline: retrotransposon-derived siRNAs in oocytes and germline small RNAs in testes. Genes Dev. 20, 1732-1743. https://doi.org/10.1101/gad.1425706 Wei, C., Yan, X., Mann, J.M., Geng, R., Wang, Q., Xie, H., Demireva, E.Y., Sun, L., Ding, D., Chen, C., 2024. PNLDC1 catalysis and postnatal germline function are required for piRNA trimming, LINE1 silencing, and spermatogenesis in mice. PLOS Genet. 20, e1011429. https://doi .org/10.1371/journal.pgen.1011429 Wei, H., Zhou, B., Zhang, F., Tu, Y., Hu, Y., Zhang, B., Zhai, Q., 2013. Profiling and Identification of Small rDNA-Derived RNAs and Their Potential Biological Functions. PLoS ONE 8, e56842. https://doi.org/10.1371/journal.pone.0056842 Wilson, R.C., Doudna, J.A., 2013. Molecular Mechanisms of RNA Interference. Annu. Rev.

Biophys. 42, 217-239. https://doi.org/10.1146/annurev-biophys-083012-130404 Wolf, G., Greenberg, D., Macfarlan, T.S., 2015. Spotting the enemy within: Targeted silencing of foreign DNA in mammalian genomes by the Krüppel-associated box zinc finger protein family. Mob. DNA 6, 17. https://doi.org/10.1186/s13100-015-0050-8 Wu, H., Xu, H., Miraglia, L.J., Crooke, S.T., 2000. Human RNase III Is a 160-kDa Protein Involved in Preribosomal RNA Processing. J. Biol. Chem. 275, 36957-36965. https://doi.org/10.1074/jbc.M005494200 Xiong, Q., Zhang, Y., 2023. Small RNA modifications: regulatory molecules and potential applications. J. Hematol. Oncol.J Hematol Oncol 16, 64. https://doi.org/10.1186/s13045-023-01466-w

Yamaguchi, S., Oe, A., Nishida, K.M., Yamashita, K., Kajiya, A., Hirano, S., Matsumoto, N., Dohmae, N., Ishitani, R., Saito, K., Siomi, H., Nishimasu, H., Siomi, M.C., Nureki, O., 2020. Crystal structure of Drosophila Piwi. Nat. Commun. 11, 858. https://doi.org/10.1038/s41467-020-14687-1 Yamashiro, H., Negishi, M., Kinoshita, T., Ishizu, H., Ohtani, H., Siomi, M.C., 2020. Armitage determines Piwi-piRISC processing from precursor formation and quality control to inter-organelle translocation. EMBO Rep. 21, e48769.

https://doi.org/10.15252/embr.201948769 Yan, D., Neumuller, R.A., Buckner, M., Ayers, K., Li, H., Hu, Y., Yang-Zhou, D., Pan, L., Wang, X., Kelley, C., Vinayagam, A., Binari, R., Randklev, S., Perkins, L.A., Xie, T., Cooley, L., Perrimon, N., 2014. A Regulatory Network of Drosophila Germline Stem Cell Self-Renewal. Dev. Cell 28, 459-473. https://doi.org/10.1016/j.devcel.2014.01.020 Yang, F., Quan, Z., Huang, H., He, M., Liu, X., Cai, T., Xi, R., 2019. Ovaries absent links dLsd1 to HP1a for local H3K4 demethylation required for heterochromatic gene silencing. eLife 8, e40806. https://doi.org/10.7554/eLife.40806 Yashiro, R., Murota, Y., Nishida, K.M., Yamashiro, H., Fujii, K., Ogai, A., Yamanaka, S., Negishi, L., Siomi, H., Siomi, M.C., 2018. Piwi Nuclear Localization and Its Regulatory Mechanism in Drosophila Ovarian Somatic Cells. Cell Rep. 23, 3647-3657. https://doi.org/10.1016Zj.celrep.2018.05.051 Yasuhara, J., Wakimoto, B., 2006. Oxymoron no more: the expanding world of heterochromatic

genes. Trends Genet. 22, 330-338. https://doi.org/10.1016/j.tig.2006.04.008 Ye, Y., Wu, F., Li, B., Ma, H., Mai, L., Peng, Y., Feng, X., Tan, X., Fu, M., Tan, Y., Lan, T., Wang, R., Ren, S., Li, J., Chang, S., Xie, S., 2025. Cancer-associated fibroblasts-derived exosomal piR-35462 promotes the progression of oral squamous cell carcinoma via FTO/Twist1 pathway. BMC Oral Health 25, 840. https://doi.org/10.1186/s12903-025-06082-3

Yu, B., Cassani, M., Wang, M., Liu, M., Ma, J., Li, G., Zhang, Z., Huang, Y., 2015. Structural insights into Rhino-mediated germline piRNA cluster formation. Cell Res. 25, 525-528. https://doi .org/10.1038/cr.2015.10 Yu, Y., Gu, J., Jin, Y., Luo, Y., Preall, J.B., Ma, J., Czech, B., Hannon, G.J., 2015. Panoramix enforces piRNA-dependent cotranscriptional silencing. Science 350, 339-342. https://doi.org/10.1126/science.aab0700 Zawalska, M., Tarnowski, M., 2025. piRNA-Mediated Maintenance of Genome Stability in

Gametogenesis and Cancer. Genes 16, 722. https://doi.org/10.3390/genes16070722 Zhang, G., Yu, T., Parhad, S.S., Ho, S., Weng, Z., Theurkauf, W.E., 2021. piRNA-independent transposon silencing by the Drosophila THO complex. Dev. Cell 56, 2623-2635.e5. https://doi .org/10.1016/j.devcel.2021.08.021 Zhang, J., Wang, X., Feng, X., Chen, Y., Yu, K., Jiang, Z., 2025. Roles and mechanisms of piRNAs in self-renewal and differentiation of germline stem cells. Differentiation 145, 100897. https://doi.org/10.1016/j.diff.2025.100897 Zhao, H., Liu, Y., Zhu, L., Cheng, J., Li, Y., 2025. MAD2L1-mediated NANOG nuclear translocation: A critical factor in lung cancer chemoresistance. Cell. Signal. 132, 111811. https://doi.org/10.1016/jcellsig.2025.111811 Zhao, K., Cheng, S., Miao, N., Xu, P., Lu, Xiaohua, Zhang, Yuhan, Wang, M., Ouyang, X., Yuan, X., Liu, W., Lu, Xin, Zhou, P., Gu, J., Zhang, Yiqun, Qiu, D., Jin, Z., Su, C., Peng, C., Wang, J.-H., Dong, M.-Q., Wan, Y., Ma, J., Cheng, H., Huang, Y., Yu, Y., 2019. A Pandas

complex adapted for piRNA-guided transcriptional silencing and heterochromatin formation. Nat. Cell Biol. 21, 1261-1272. https://doi.org/10.1038/s41556-019-0396-0 Zhou, X., Chen, X., Wang, Y., Feng, X., Guang, S., 2017. A new layer of rRNA regulation by small interference RNAs and the nuclear RNAi pathway. RNA Biol. 14, 1492-1498. https://doi.org/10.1080/15476286.2017.1341034 Володин, С.Н., Кириллов, Б.А., 2017. Российский рынок биомедицинских технологий: преимущества, сложности и возможности участия инверсторов. Валютное Регулирование Валютный Контроль, 2017. N11, стр.50-58. Михалева, Е.А., Якушев, Е.Ю., Столяренко, А.Д., Кленов, М.С., Poзовский, Я.М., Гвоздев, В.А., 2015. Белок Piwi как компонент ядрышка у Drosophila melanogaster. Молекулярная Биология 49, 184-189. https://doi.org/10.7868/S0026898415010103 Фефелова, Е.А., Столяренко, А.Д., Якушев, Е.Ю., Гвоздев, В.А., Кленов, М.С., 2017. Система piРНК участвует в привлечениии компонента комплекса инициации трансрипции РНК-полимеразы I в ядрышки терминальных клеток, "Молекулярная биология." Молекулярная Биология 824-830.

https://doi.org/10.7868/S0026898417050093