Роль клеточного ядра и эпигенетических факторов в комплексном ответе эукариотической клетки на стресс тема диссертации и автореферата по ВАК РФ 03.01.03, кандидат наук Кантидзе, Омар Леванович

• Кантидзе, Омар Леванович
• кандидат наук
• 2016

Оглавление диссертации кандидат наук Кантидзе, Омар Леванович

Оглавление

Термины и сокращения

1. Введение

2. Обзор литературы

2.1. Введение: почему мы исследуем гипертермию?

2.1.1. Гипертермия и кровеносные сосуды

2.1.2. Гипертермия и иммунная система

2.1.3. Клеточный ответ на тепловой стресс

2.1.4. Гипертермия и сенсибилизация клеток к химио- и радиотерапии

2.1.5. Гипертермия в клинической практике

2.2. Комплексный характер клеточного ответа на тепловой стресс

2.2.1. Биомембраны

2.2.2. Цитоскелет

2.2.3. Субклеточные компартменты

2.3. Тепловой стресс и регуляция экспрессии генов

2.3.1. Белки теплового шока (HSPs)

2.3.2. Транскрипционные факторы теплового шока (HSFs)

2.3.3. Активация транскрипции при тепловом стрессе

2.3.4. Репрессия транскрипции при тепловом стрессе

2.4. Генотоксические эффекты теплового стресса

2.4.1. Система негомологичного соединения концов ДНК (NHEJ) и тепловой стресс

2.4.2. Гомологичная рекомбинация (HR) и тепловой стресс

2.4.3. Эксцизионная репарация оснований (BER) и тепловой стресс

2.4.4. Эксцизионная репарация нуклеотидов (NER) и тепловой стресс

2.4.5. Репарация ошибочно спаренных нуклеотидов (MMR) и тепловой стресс

2.4.6. Прямые повреждения ДНК, индуцируемые тепловым стрессом

2.5. Последствия повреждающих эффектов теплового стресса

2.5.1. Клеточная смерть, индуцируемая тепловым стрессом

2.5.2. Аутофагия и тепловой стресс

2.5.3. Арест клеточного цикла и тепловой стресс

2.5.4. Преждевременное клеточное старение и тепловой стресс

3. Материалы и методы

3.1. Материалы

3.1.1. Клеточные линии

3.1.2. Антитела

3.1.3. Химические реактивы

3.2. Методы

3.2.1. Работы с культурами клеток

3.2.2. Анализ экспрессии генов

2

3.2.3. Микроскопические исследования

3.2.4. Методы анализа повреждений ДНК

3.2.5. Методы анализа ДНК-топоизомеразы I (топо1)

3.2.6. Другие методики

4. Результаты и обсуждение

4.1. Введение. Острый тепловой шок - модельная система для изучения клеточного ответа на стресс

4.1.1. Характеристика использованной в исследовании модели теплового стресса

4.1.2. Оптимизация условий строгой синхронизации раковых и нормальных клеток человека

4.2. Немедленный ответ клетки на стресс: роль клеточного ядра и эпигенетических факторов

4.2.1. Роль вариантного гистона Н2АХ в немедленном клеточном ответе на тепловой стресс

4.2.1.1. Тепловой стресс индуцирует фосфорилирование H2AX в клетках человека

4.2.1.2. Паттерн индуцированных тепловым стрессом фокусов yH2AX зависит от стадии клеточного цикла

4.2.1.3. Тепловой стресс индуцирует образование ДЦР в клетках человека, находящихся на стадиях G1 и G2 клеточного цикла

4.2.1.4. Тепловой стресс индуцирует арест либо замедление репликации ДНК

4.2.1.5. Индуцированное тепловым стрессом фосфорилирование ШЛК происходит при участии разных киназ

4.2.1.6. Фосфорилирование ШЛК предотвращает коллапс репликативных вилок

4.2.2. Динамика ядерных белков в немедленном клеточном ответе на тепловой стресс

4.2.2.1. Динамика локализации теломерного белка TRF2 в условиях теплового стресса

4.2.2.2. Динамика локализации центромерного белка №1а в условиях теплового стресса

Белок №1а диссоциирует из прицентромерныхучастков интерфазных хромосом при тепловом стрессе

Диссоциация HP1a из прицентромерных участков не связана с деметилированием H3K9

Диссоциация HP1a не приводит к декомпактизации центромер

4.3. Отложенный ответ клетки на тепловой стресс: последствия комплексного повреждающего действия теплового стресса

4.3.1. Молекулярные механизмы индуцированного тепловым стрессом клеточного старения

4.3.1.1. Тепловой стресс индуцирует p21-зависимое клеточное старение

4.3.1.2. Тепловой стресс индуцирует преждевременное старение только в клетках, находящихся в ранней S-фазе клеточного цикла

4.3.1.3. ДНК-топоизомераза I (топо1) является мишенью теплового стресса

4.3.1.4. Репликация ДНК необходима для запуска программы клеточного старения, индуцированного тепловым стрессом и/или камптотецином

4.3.1.5. Тепловой стресс и CPT индуцируют персистирующие сигналы о повреждении ДНК в ранне-S-фазных клетках

4.3.1.6. Столкновение репликативных вилок с топо1-зависимыми ОЦР приводит к активации персистирующего DDR и последующему преждевременному старению клеток

4.3.2. Комплексный характер гиперчувствительности клеток, находящихся в ранней 8-фазе клеточного цикла, к тепловому стрессу

4.3.2.1. Тепловой стресс индуцирует частичную ре-репликацию ДНК в клетках, находящихся в ранней S-фазе клеточного цикла

4.3.2.2. Обратимость ареста пролиферации, ассоциированного с индуцированным тепловым стрессом клеточным старением

4.3.2.3. Тепловой стресс индуцирует амплификацию центросом в клетках, находящихся в ранней S-фазе клеточного цикла

4.3.2.4. Нарушение регуляции экспрессии факторов лицензирования репликации ДНК может являться причиной индуцированных тепловом стрессом ре-репликации ДНК и амплификации центросом

4.4. Новые подходы к индукции клеточного старения in vitro

4.4.1. Модель индукции клеточного старения, сформулированная на основе изучения отложенных эффектов теплового стресса. Использование низкомолекулярных соединений, повреждающих ДНК, для индукции клеточного старения

4.4.2. Онтогенетические подходы для индукции клеточного старения in vitro

4.4.2.1. Общая характеристика оптогенетических подходов для индукции преждевременного клеточного старения

4.4.2.2. Повреждения ДНК, индуцируемые генетически-кодируемыми фотосенсибилизаторами tKR и miniSOG

4.4.2.3. Клеточное старение, индуцированное с помощью генетически кодируемых фотосенсибилизаторов

5. Заключение

5.1. Динамика и механизмы образования повреждений ДНК при тепловом стрессе

5.2. Фосфорилирование вариантного гистона H2AX в ответе клетки на стресс

5.3. Вариабельность клеточного ответа на тепловой стресс, зависящая от стадии клеточного цикла

5.4. Клеточное старение, индуцируемое тепловым стрессом и другими повреждающими ДНК агентами

Выводы

Список литературы

Благодарности

Термины и сокращения

Тепловой стресс (тепловой шок, гипертермия) - это физическое воздействие, в ходе которого объект (организм, клеточный конгломерат и/или популяция клеток в культуре) подвергается действию высоких, отличающихся от его нормальных условий роста, температур. В то время как термины «тепловой стресс» и «тепловой шок» являются полными синонимами, термин «гипертермия» в большей степени относится к клинической практике применения высоких температур. Несмотря на это, в настоящей работе я буду использовать все три термина как абсолютные синонимы.

Клеточное старение - стабильный арест клеточного цикла, который характеризуется сложными фенотипическими изменениями (увеличение размеров клеток и ядер, БЛ-Р-§а1, БАНЕ, БЛБР и др.). В терминологии состояний клеточного старения в данный момент царит некоторая путаница, не позволяющая сформулировать однозначно атрибуты «настоящего» клеточного старения и состояний с признаками клеточного старения. Семантическая грань между этими и некоторыми другими терминами, характеризующими сходные, но не одинаковые, патофизиологические клеточные состояния, в данный момент пренебрежимо мала. Поэтому для удобства и стилистической легкости изложения в этой работе я буду пользоваться наиболее «компактным» термином «клеточное старение».

АФК, активные формы кислорода ДЦР, двухцепочечные разрывы ДНК ОЦР, одноцепочечные разрывы ДНК

п.о., пара оснований топо1, ДНК-топоизомераза I топо2, ДНК-топоизомераза II AA, а-аманитин APH, афидиколин

BER, эксцизионная репарация оснований (от англ. Base Excision Repair) CDKs, циклин-зависимые киназы (от англ. Cyclin-Dependent Kinases) CPT, камптотецин

DDR, клеточный ответ на повреждения ДНК (от англ. DNA Damage Response) DNA-PK, ДНК-зависимая протеинкиназа (от англ. DNA-dependent Protein Kinase) H2O2, перекись водорода

HR, негомологичная рекомбинация (от англ. Homologous Recombination) HSFs, транскрипционные факторы теплового шока (от англ. Heat Shock Factors) HSPs, белки теплового шока (от англ. Heat Shock Proteins) HU, гидроксимочевина

MMR, репарация ошибочно спаренных нуклеотидов (от англ. Mismatch Repair) NER, эксцизионная репарация оснований (от англ. Nucleotide Excision Repair) NHEJ, негомологичное соединение концов ДНК (от англ. Non-Homologous End Joining) SAHF, ассоциированные со старением фокусы гетерохроматина (от англ. Senescence-

Associated Heterochromatin Foci) SASP, ассоциированный со старением секреторный фенотип (от англ. Senescence-

Associated Secretory Phenotype) SA-p-Gal, ассоциированная со старением Р-галактозидаза (от англ. Senescence-Associated P-Galactosidase)

Введение диссертации (часть автореферата) на тему «Роль клеточного ядра и эпигенетических факторов в комплексном ответе эукариотической клетки на стресс»

1. Введение

Актуальность и степень разработанности проблемы

Функционирование клетки основано на скоординированной работе множества метаболических и сигнальных процессов, в которых участвуют такие макромолекулы, как ДНК, РНК, белки и липиды. Промежуточные и побочные продукты этих процессов часто являются повреждающими факторами, мишенями которых, в свою очередь, являются эти макромолекулы. В данной работе мы будем говорить о влиянии стрессов на целостность и генома, и его функции. В этой связи следует упомянуть о том, что помимо эндогенных известно много типов экзогенных воздействий, которые имеют генотоксический эффект. Например, генотоксичными могут быть физические факторы, такие, как изменение температуры окружающей среды, ультрафиолетовое излучение, ионизирующая радиация, или химические соединения, такие, как ингибиторы ферментов (ДНК-топоизомераз, факторов, участвующих в репарации), алкилирующие ДНК агенты, рибонуклеотиды при их избытке и т. д. Клеточный ответ на стресс, в целом, направлен на устранение возникших повреждений макромолекул и/или элиминацию самих макромолекул при невозможности их репарации. Эта простая формулировка включает в себя большое количество специфических процессов, направленных на устранение различных типов повреждений нуклеиновых кислот, белков и липидов. Часто для обеспечения этих процессов происходит не только активация и/или изменение локализации репарационных факторов, но и запускается экспрессия определенных генов. Большое значение приобретает изучение роли эпигенетических факторов в реакции клетки на стресс. Это связано, в частности, с тем, что, принимая во внимание эпигенетическую составляющую клеточного ответа на стресс, можно приблизиться к пониманию механизмов его вариативности.

Одним из наиболее изученных факторов клеточного стресса, который, к тому же, может служить общей моделью для изучения реакции эукариотической клетки на стресс,

является тепловой шок (тепловой стресс, гипертермия). Он представляет собой воздействие, в ходе которого организм, клеточный конгломерат и/или популяция клеток в культуре подвергаются действию высоких, отличающихся от их нормальных условий роста, температур. Терапевтическое действие высоких температур известно уже несколько тысячелетий, однако научно обоснованное использование гипертермии в медицине восходит к началу XX века. Несмотря на то, что в течение десятилетий гипертермию с разной степенью успешности пытались применять в качестве адъюванта при радио- и химиотерапии опухолей, именно в последние 5-7 лет наблюдается серьезный рост интереса к этому подходу. Это, в первую очередь, связано с появлением новых материалов и развитием технологий для локальной и региональной гипертермии. В связи с этим важное значение приобретает всестороннее понимание эффектов теплового стресса, приводящих к сенсибилизации клеток к радио- и химиотерапии. К моменту начала наших исследований было понятно, что гипертермия оказывает влияние на процессы, протекающие в ядре клетки, такие как транскрипция, репликация, репарация. Однако, даже в случае наиболее изученной в этом плане транскрипции, не говоря уже о репликации и репарации ДНК, экспериментальные данные были достаточно разрозненны и противоречивы. Еще одним важным вопросом, не решенным на момент начала наших исследований, был вопрос о возможности индукции тепловым стрессом одно- (ОЦР) и двухцепочечных разрывов ДНК (ДЦР). Мы полагали, что комплексное исследование эффектов теплового стресса, так или иначе связанных с процессами, протекающими в клеточном ядре, может способствовать разработке обоснованных стратегий использования гипертермии в клинической практике. Помимо этого, важно отметить, что механизмы клеточного ответа на различные стрессы являются достаточно универсальными. так, например, одно из ключевых событий в клеточном ответе на тепловой шок - активация транскрипционного фактора Н8Б1 - характерно также для

других типов воздействий, нарушающих белковый гомеостаз, а также для злокачественной трансформации клеток. Еще более справедливым это утверждение является в отношении различных генотоксических стрессов. Во многих случаях, исследуя тепловой стресс, возможно сделать и более общие, относящиеся не только к гипертермии, выводы.

Цели и задачи исследования

Эта работа была направлена на исследование немедленных и отложенных во времени эффектов теплового стресса, так или иначе связанных с процессами, протекающими в клеточном ядре.

В ходе работы были поставлены и решены следующие задачи:

1. Исследовать возможность индукции тепловым стрессом ОЦР. Идентифицировать механизмы индукции таких повреждений ДНК.

2. Изучить возможность индукции тепловым стрессом ДЦР. Определить кинетику образования и репарации индуцируемых тепловым стрессом ДЦР, механизмы их образования, а также эпигенетические события, сопутствующие их формированию.

3. Исследовать эффекты теплового стресса на репликацию ДНК, а также функциональное значение эпигенетических событий, сопутствующих этим эффектам.

4. Изучить динамику локализации структурных белков хроматина НР1а и ТЯБ2 в условиях теплового стресса.

5. Выяснить, способен ли тепловой стресс индуцировать преждевременное старение клеток человека нормального и опухолевого происхождения. Идентифицировать

молекулярный механизм индуцированного тепловым стрессом клеточного старения.

6. Определить факторы и механизмы предпочтительной чувствительности клеток, находящихся в ранней Б-фазе клеточного цикла, к тепловому стрессу.

7. Разработать подход для светозависимой индукции преждевременного старения клеток.

Научная новизна. Теоретическая и практическая значимость работы

В работе проведено комплексное исследование эффектов теплового стресса, так или иначе связанных с процессами, протекающими в ядре эукариотической клетки.

Детально исследованы механизмы генотоксического действия теплового стресса. Продемонстрировано, что тепловой стресс может приводить к образованию ОЦР, причем преимущественно в клетках, находящихся в Б-фазе клеточного цикла. Механизм формирования таких ОЦР включает в себя ингибирование тепловым стрессом фермента топо1. Впервые показано, что тепловой стресс приводит к немедленному возникновению ДЦР в клетках, находящихся в 01- или 02-фазах клеточного цикла. Эти ДЦР маркируются АТМ-зависимым фосфорилированием гистона Н2АХ и эффективно репарируются. Кроме того, в клетках, находящихся в Б-фазе клеточного цикла, тепловой стресс приводит к отложенному во времени образованию сложнорепарируемых ДЦР, которые возникают вследствие столкновения репликативных вилок с индуцированными тепловым стрессом топо1-зависимыми ОЦР.

Впервые показано, что пропорционально своей силе тепловой стресс может приводить либо к торможению, либо к полному аресту репликации ДНК. Впервые продемонстрировано, что фосфорилирование вариантного гистона Н2АХ,

ассоциированное с индуцированным тепловом стрессом замедлением/арестом репликации ДНК, предотвращает немедленное образование ДЦР в Б-фазе клеточного цикла при остром тепловом шоке.

Впервые охарактеризована динамика локализации структурных белков хроматина НР1а и ТЯБ2 в условиях теплового стресса. Показано, что при тепловом стрессе белок НР1а диссоциирует из центромер, а белок ТЯБ2 - из теломер, что, однако, не влияет на структурную целостность центромерного гетерохроматина и не приводит к активации репаративных систем на концах хромосом.

Установлено, что тепловой стресс способен индуцировать преждевременное старение нормальных и раковых клеток человека. Продемонстрировано, что фенотип клеточного старения развивается только в клетках, находившихся в ранней Б-фазе в момент теплового стресса. Идентифицирован молекулярный механизм индуцированного тепловым стрессом преждевременного клеточного старения. Впервые показано, что непосредственным триггером клеточного старения при тепловом стрессе являются персистирующие сигналы о повреждении ДНК, формирующиеся вследствие образования ДЦР. В свою очередь, такие ДЦР возникают в результате столкновения вилок репликации ДНК с ОЦР, появившимися в результате подавления тепловым стрессом активности топо1. Кроме того, показано, что в ранней Б-фазе клеточного цикла тепловой стресс может индуцировать частичную ре-репликацию ДНК и амплификацию центросом, причиной чего может являться нарушение регуляции экспрессии факторов лицензирования репликации ДНК. На основании полученных данных сформулирована и верифицирована модель индукции преждевременного старения клеток, находящихся в Б-фазе клеточного цикла, согласно которой для развития клеточного старения достаточно образования небольшого количества ОЦР любого происхождения (ингибирование активности топо1 камптотецином, обработка клеток перекисью водорода). На основании

сформулированной нами модели разработан подход для светозависимой индукции преждевременного старения клеток с использованием генетически-кодируемых фотосенсибилизаторов.

С практической точки зрения, данные, касающиеся генотоксического действия теплового стресса, важны для лучшего понимания клинически значимых эффектов гипертермии и разработки новых подходов для применения гипертермии в медицинской практике. Результаты, свидетельствующие о возможности индукции преждевременного старения клеток, находящихся в Б-фазе клеточного цикла, сверхмалыми концентрациями повреждающих ДНК низкомолекулярных соединений, могут быть востребованы при разработке новых и модификации существующих химиотерапевтических подходов и протоколов. Разработанный нами подход для светоиндуцируемой активации программы преждевременного клеточного старения может быть использован для исследования различных аспектов этого процесса.

Методология и методы диссертационного исследования

Работа выполнена с использованием современного оборудования и широкого спектра методов биохимии, молекулярной и клеточной биологии. В качестве объекта исследования в работе были использованы культивируемые клетки человека нормального и опухолевого происхождения. В ходе работы были использованы методы микроскопических исследований, различные подходы для анализа экспрессии генов и повреждения ДНК, методы анализа активности ДНК-топоизомеразы I, методы исследования функционального значения белков, основанные на подавлении их экспрессии с помощь РНК-интерференции, либо подавления их активности с помощью специфических ингибиторов, и другие подходы.

Положения и результаты, выносимые на защиту

Тепловой стресс приводит к образованию ОЦР преимущественно в клетках, находящихся в Б-фазе клеточного цикла. Образование индуцированных тепловым стрессом ОЦР происходит вследствие подавления активности топо1.

Тепловой стресс приводит к немедленному возникновению ДЦР в клетках, находящихся в 01- или 02-фазах клеточного цикла. Такие ДЦР маркируются АТМ-зависимым фосфорилированием гистона Н2АХ и эффективно репарируются. В клетках, находящихся в Б-фазе клеточного цикла, тепловой стресс приводит к отложенному во времени формированию сложнорепарируемых ДЦР, которые являются следствием столкновения репликативных вилок с индуцированными тепловым стрессом топо1-зависимыми ОЦР.

Гипертермия пропорционально своей силе приводит либо к торможению, либо к полному аресту репликации ДНК. Фосфорилирование вариантного гистона Н2АХ, ассоциированное с индуцированным тепловом стрессом замедлением/арестом репликации ДНК, предотвращает немедленное образование ДЦР в Б-фазе клеточного цикла при остром тепловом шоке.

При тепловом стрессе белок НР1а диссоциирует из центромер, а белок ТЯБ2 - из теломер, что, тем не менее, не влияет на структурную целостность центромерного гетерохроматина в первом случае и не приводит к активации репаративных систем на концах хромосом во втором.

Тепловой стресс способен индуцировать преждевременное старение клеток человека как нормального, так и опухолевого происхождения. Такое действие теплового стресса строго зависит от стадии клеточного цикла, на которой находилась конкретная клетка в момент стресса. Индуцированное тепловым стрессом клеточное старение

является следствием появления в клетке персистирующих сигналов о повреждении ДНК, которые возникают в результате образования сложнорепарируемых ДЦР. Эти ДЦР формируются в результате столкновения вилок репликации ДНК с ОЦР, появившимися вследствие подавления тепловым стрессом активности топо1.

Гипертермия способна индуцировать частичную ре-репликацию ДНК и амплификацию центросом в клетках, находящихся в ранней S-фазе клеточного цикла.

Сформулированная на основе полученных результатов модель индукции преждевременного старения клеток, находящихся в ранней S-фазе клеточного цикла, согласно которой для развития клеточного старения достаточно образования небольшого количества ОЦР любого происхождения, позволила разработать подход для светозависимой индукции преждевременного старения клеток, основанный на использовании генетически-кодируемых фотосенсибилизаторов.

Личный вклад автора

Основные экспериментальные данные были получены автором, либо под его непосредственным руководством. Автор осуществлял планирование экспериментов, выбор методов, анализ, обобщение и подготовку результатов к публикации.

Степень достоверности и апробация результатов

Результаты работы были опубликованы в рецензируемых научных журналах (в том числе в Nucleic Acids Res, Cell Mol Life Sci, Mol Biol Cell, Aging Cell, Epigenetics, Cell Cycle и других) и представлены автором на российских и международных симпозиумах и конференциях: EMBO conference «The DNA damage response in cell physiology and disease»

(2015, Greece), EMBO conference on Nuclear Structure and Dynamics (2013, France), EMBO conference on Chromatin and Epigenetics (2013, Germany), VII International meeting «From Molecular to Cellular Events in Human Pathologies» (2014, Latvia), International conference for young scientists «Molecular Control of Gene Expression» (2015, Russia), XVII Всероссийский симпозиум «Структура и функции клеточного ядра» (2014, Россия), Международная конференция «Хромосома 2012» (2012, Россия).

Структура и объем работы

Диссертационная работа состоит из введения, четырех глав («Обзор литературы», «Материалы и методы», «Результаты и обсуждение», «Заключение») и выводов. Работа изложена на 214 страницах, содержит 55 рисунков. Список литературы включает 456 источников.

2. Обзор литературы

2.1. Введение: почему мы исследуем гипертермию?

Лечебные свойства высоких температур были известны еще 5000 лет назад. Первое упоминание использования тепла в медицинских целях датируется 27-ым веком до н.э.: раскаленные лезвия или палочки использовали в Древнем Египте для удаления рака груди. Существуют свидетельства использования тепла в терапевтических целях в древнем Китае и Индии. Гиппократ также использовал гипертермию для лечения рака груди. Однако, в Древней Греции знали и о других терапевтических свойствах умеренной гипертермии, характерной для лихорадки/жара. Есть данные о том, что на протяжении веков в Древней Греции и в Римской Империи использовали умеренную гипертермию для лечения целого спектра заболеваний (Hurwitz&Stauffer, 2014; van den Tempel et al., 2016). В XIX веке использование гипертермии получило определенные доказательные основания. В частности, многими врачами было отмечено, что размер опухоли уменьшается после перенесенной пациентом фебрильной и/или пиретической лихорадки, наблюдающихся при малярии и рожистой болезни (erysipelas). Работавший во второй половине XIX века немецкий хирург Ф. Фелайзен даже заражал больных раком пациентов бактериями, вызывающими рожистую болезнь, чтобы удалить опухоль. Для тех же целей американский хирург и исследователь рака У.Б. Коли использовал токсин, названный в последствие в его честь (van den Tempel et al., 2016). Примерно в то же время для лечения рака стали использовать и радиотерапию, а в 1910-1912 г. г. были даже опубликованы результаты клинического исследования совместного использования радиации и гипертермии (Muller, 1910, 1912). Сто пациентов с различными видами злокачественных новообразований лечили с использованием радиации и диатермии - глубокого локального прогревания тканей с помощью электрического тока. У 32 пациентов произошла полная регрессия, еще у 32 - наблюдалось временное улучшение (Muller, 1912). В 1935 году было

опубликовано клиническое исследование совместного использования гипертермии и рентгеновского излучения, результатом которого стало существенное улучшение, наблюдаемое у 29 из 32 больных раком пациентов (Warren, 1935). Эти и другие клинические исследования послужили толчком для изучения всех аспектов действия гипертермии на организм и отдельные клетки. В настоящее время тепловой стресс используется для сенсибилизации клеток не только при радиотерапии, но и при химиотерапии. На чем основано сенсибилизирующее действие гипертермии и почему нам стоит продолжать исследования этого вопроса я попробую рассказать в этой главе.

2.1.1. Гипертермия и кровеносные сосуды

Одним из первых обнаруженных физиологических изменений, вызываемых гипертермией, стало ее влияние на сосудистую систему. Тепловой стресс приводит к увеличению кровотока в нагреваемой области, а также увеличивает проницаемость сосудов (Reinhold&Endrich, 1986; Song et al., 2005). Считается, что большинство физиологических эффектов гипертермии являются следствием ее воздействия на опухолевый кровоток (Jain et al., 1979; Patterson&Strang, 1979). Сразу после воздействия гипертермией опухолевый кровоток увеличивается, однако степень усиления и продолжительность такого эффекта в большой степени зависят от использованной температуры и типа новообразования (Reinhold&Endrich, 1986; van den Tempel et al., 2016). Примитивная организация кровеносных сосудов опухоли делает их более проницаемыми по сравнению с нормальными сосудами. Таким образом, при индуцированном тепловым стрессом усилении кровотока в опухоли жидкость может просачиваться из сосудов во внеклеточное пространство (Vaupel et al., 1990). Образовавшийся отек может привести к возрастанию внутритканевого давления

жидкости и, как следствие, к сжатию сосудов и ухудшению кровоснабжения (Maeta et al., 1989; Muller-Klieser&Vaupel, 1984). Помимо этого, при температурах, превышающих 44.5°С, происходит гибель эндотелиальных клеток, что приводит к повреждению сосудов и кровотечениям, еще более ухудшающих кровоснабжение опухоли (Fajardo et al., 1985; Reinhold&Endrich, 1986). После нормализации температуры кровоток, обычно, восстанавливается, однако, он продолжает падать в опухолях, в которых тепловой стресс индуцировал повреждение сосудов (Muller-Klieser&Vaupel, 1984; Song et al., 1987).

Примитивность сосудистой системы опухоли часто приводит к тому, что при росте новообразования появляются участки с пониженным содержанием кислорода и питательных веществ, высоким уровнем молочной кислоты и внеклеточным ацидозом (Dewhirst et al., 2008). В зависимости от использованной температуры, гипертермия может по-разному сказываться на параметрах микроокружения клеток в опухоли. Так, индуцированные высокотемпературной гипертермией повреждения кровеносной системы опухоли могут привести к еще большему ухудшению доставки кислорода и питательных веществ в опухоль, что выражается в накоплении молочной кислоты, увеличении кислотности, гипоксии (Lee et al., 1986; Otte et al., 1982; Vaupel et al., 1990). Наблюдающееся при умеренной гипертермии увеличение кровоснабжения усиливает доставку кислорода в опухоль и, соответственно, увеличивает его потребление (Iwata et al., 1996; Lepock et al., 1987; Otte et al., 1982; Song et al., 2009), что, как это ни странно, может теоретически также привести к гипоксии опухолевой ткани.

2.1.2. Гипертермия и иммунная система

В настоящее время считается, что локальный тепловой стресс стимулирует иммунную систему двумя путями. Во-первых, гипертермия стимулирует иммунную систему

локально - в подвергнутых ее действию новообразованиях, а, во-вторых, может индуцировать системную противоопухолевую реакцию, способствуя тем самым элиминации метастазирующих клеток (Evans et al., 2015; Toraya-Brown&Fiering, 2014). Гипертермия оказывает эффект как на адаптивный, так и на врожденный иммунитет, причем, во многом, это зависит от длительности воздействия (Evans et al., 2015; Lauber et al., 2015; Zhang et al., 2008). Индуцированное тепловым стрессом увеличение кровотока часто приводит к привлечению клеток иммунной системы в опухоль благодаря усилению сообщения между новообразованием и лимфатическими узлами (Toraya-Brown&Fiering, 2014). Известно также, что тепловой стресс способен усиливать интерлейкин 6-зависимый сигнальный каскад, приводя к увеличению уровня экспрессии фактора клеточной адгезии ICAM-1 (intercellular adhesion molecule 1) в эндотелиальных клетках, которая, в свою очередь, привлекает Т-лимфоциты (Evans et al., 2001; Toraya-Brown&Fiering, 2014). Интересно, что тепловой стресс способен также индуцировать экспрессию поверхностных антигенов в клетках опухоли. Так, например, слабая гипертермия усиливает экспрессию поверхностно гликопротеина MICA (MHC class I polypeptide-related sequence A), который увеличивает чувствительность клеток к NK-клеткам (natural killers) (Ostberg et al., 2007; Toraya-Brown&Fiering, 2014). Умеренная гипертермия увеличивает уровень экспрессии молекул класса I главного комплекса гистосовместимости (MHC class I), которые привлекают цитотоксические Т-лимфоциты (Ito et al., 2003). Есть данные о том, что индуцированная тепловым стрессом текучесть клеточных мембран может участвовать в регуляции адаптивного иммунитета, стимулируя активацию Т-лимфоцитов в участках, подвергнутых действию гипертермии (Kobayashi et al., 2014; Mace et al., 2012; Zynda et al., 2015).

Достаточно хорошо изучена функция стресс-индуцируемых белков теплового шока (HSPs) в стимуляции иммунного ответа при гипертермии. Помимо множества

других внутриклеточных функций, о которых речь пойдет в следующих главах, белок HSP70 способен также выделяться во внеклеточное пространство. До сих пор не вполне понятно, является ли этот процесс регулируемой секрецией или высвобождение происходит в результате некроза клеток, подвергнутых гипертермии (Evdonin et al., 2006b; Mambula et al., 2007). Во внеклеточном пространстве HSP70 связывается с различными поверхностными рецепторами клеток иммунной системы, результатом чего часто является усиление секреции провоспалительных факторов (Evans et al., 2015; van den Tempel et al., 2016). HSP70 также способствует переносу опухолевых антигенов в антиген-презентирующие клетки, стимулирую таким образом опухоль-специфичный Т-клеточный иммунный ответ (Noessner et al., 2002; Suzue et al., 1997).

2.1.3. Клеточный ответ на тепловой стресс

В широком смысле, клеточный ответ на тепловой стресс - это совокупность молекулярных событий и эффектов, происходящих в клетке, подвергнутой действию высоких температур. Обо всех этих изменениях я расскажу подробно в следующих разделах обзора литературы. Более узко, под клеточным ответом на тепловой стресс понимается реакция клетки, заключающаяся в индукции экспрессии HSPs и направленная на устранение протеотоксических эффектов гипертермии (Lepock, 2004; Richter et al., 2010). При использовании умеренной гипертермии для терапии рака именно клеточный ответ на тепловой стресс ответственен за нежелательные побочные эффекты. Результатом такого клеточного ответа является то, что опухолевые клетки становятся термотолерантными, то есть нечувствительными к повторному гипертермическому воздействию в течение 48-72 часов. Считается, что термотолерантность является следствием повышения экспрессии HSPs, которые на протяжении определенного времени

защищают клетку от протеотоксического стресса, индуцируемого гипертермией (Landry et al., 1982; Nollen et al., 1999). Интересно, что многие типы опухолевых клеток экспрессируют HSPs на высоком уровне и в нормальных условиях, что, как предполагается, может защищать их от более высокого уровня эндогенного протеотоксического стресса. В связи с этим были идентифицированы и охарактеризованы низкомолекулярные соединения-ингибиторы HSPs, многие из которых пытаются использовать в клинической практике. Несмотря на то, что молекулярные основы термотолерантности клеток не вполне ясны, использование ингибиторов HSPs совместно с гипертермией повышает чувствительность клеток к последней (Miyagawa et al., 2014; Trepel et al., 2010).

2.1.4. Гипертермия и сенсибилизация клеток к химио- и радиотерапии

Одним из важных клеточных эффектов гипертермии является увеличение текучести -флюидизация - клеточных мембран (подробнее см. раздел 2.2.1.). Результатом флюидизации является увеличение проницаемости клеточной мембраны для некоторых низкомолекулярных соединений, в частности, определенных химиотерапевтических препаратов. Так, было показано, что внутриклеточное количество цисплатина возрастает, если совместить его прием с гипертермией (Gabano et al., 2008; Ohtsubo et al., 1997). Кроме того, известен и другой механизм индуцированного тепловым стрессом сенсибилизации клеток к цисплатину: известно, что гипертермия вызывает мультимеризацию ассоциированного с цитоплазматической мембраной белка-транспортера меди CTR1, который также ответственен за перенос цисплатина (Landon et al., 2013).

Хорошо известно, что тепловой стресс увеличивает чувствительность клеток к ДНК-повреждающим агентам. Раньше всех обнаружили синергизм гипертермии и

ионизирующей радиации (Horsman&Overgaard, 2007; Mallory et al., 2016). Сейчас же известны примеры термосенсибилизации клеток к таким повреждающим ДНК химиотерапевтическим препаратам как упомянутый выше цисплатин и ряд алкилирующих ДНК агентов (Mallory et al., 2016; van den Tempel et al., 2016). Механизмы термосенсибилизации клеток к повреждающим ДНК агентам изучаются уже много десятилетий Однако, до сих пор не вполне ясно, что лежит в основе этого феномена. Поскольку этот вопрос имеет прямое отношение к теме диссертации, он будет подробно освещен в отдельном разделе.

Список литературы диссертационного исследования кандидат наук Кантидзе, Омар Леванович, 2016 год

Список литературы

1. Abramova M.V., Pospelova T.V., Nikulenkov F.P., Hollander C.M., Fornace A.J., Jr., Pospelov V.A. (2006). G1/S arrest induced by histone deacetylase inhibitor sodium butyrate in E1A + Ras-transformed cells is mediated through down-regulation of E2F activity and stabilization of beta-catenin. J Biol Chem 281, 21040-21051.

2. Agarwal P., Enroth S., Teichmann M., Wiklund H.J., Smit A., Westermark B., Singh U. (2014). Growth signals employ CGGBP1 to suppress transcription of Alu-SINEs. Cell Cycle, 0.

3. Ahmed K., Tabuchi Y., Kondo T. (2015). Hyperthermia: an effective strategy to induce apoptosis in cancer cells. Apoptosis 20, 1411-1419.

4. Akerfelt M., Morimoto R.I., Sistonen L. (2010). Heat shock factors: integrators of cell stress, development and lifespan. Nat Rev Mol Cell Biol 11, 545-555.

5. Alastalo T.P., Hellesuo M., Sandqvist A., Hietakangas V., Kallio M., Sistonen L. (2003). Formation of nuclear stress granules involves HSF2 and coincides with the nucleolar localization of Hsp70. J Cell Sci 116, 3557-3570.

6. Alekseenko L.L., Zemelko V.I., Domnina A.P., Lyublinskaya O.G., Zenin V.V., Pugovkina N.A., Kozhukharova I.V., Borodkina A.V., Grinchuk T.M., Fridlyanskaya, II, etal. (2014). Sublethal heat shock induces premature senescence rather than apoptosis in human mesenchymal stem cells. Cell Stress Chaperones 19, 355-366.

7. Alekseenko L.L., Zemelko V.I., Zenin V.V., Pugovkina N.A., Kozhukharova I.V., Kovaleva Z.V., Grinchuk T.M., Fridlyanskaya, II, Nikolsky N.N. (2012). Heat shock induces apoptosis in human embryonic stem cells but a premature senescence phenotype in their differentiated progeny. Cell Cycle 11, 3260-3269.

8. Allen T.A., Von Kaenel S., Goodrich J.A., Kugel J.F. (2004). The SINE-encoded mouse B2 RNA represses mRNA transcription in response to heat shock. Nat Struct Mol Biol 11, 816821.

9. Allsopp R.C. (1996). Models of initiation of replicative senescence by loss of telomeric DNA. Exp Gerontol 31, 235-243.

10. Amarante-Mendes G.P., McGahon A.J., Nishioka W.K., Afar D.E., Witte O.N., Green DR. (1998). Bcl-2-independent Bcr-Abl-mediated resistance to apoptosis: protection is correlated with up regulation of Bcl-xL. Oncogene 16, 1383-1390.

11. Anai H., Maehara Y., Sugimachi K. (1988). In situ nick translation method reveals DNA strand scission in HeLa cells following heat treatment. Cancer Lett 40, 33-38.

12. Anckar J., Sistonen L. (2011). Regulation of HSF1 function in the heat stress response: implications in aging and disease. AnnuRevBiochem 80, 1089-1115.

13. Anderson P., Kedersha N. (2002). Stressful initiations. J Cell Sci 115, 3227-3234.

14. Anderson P., Kedersha N. (2008). Stress granules: the Tao of RNA triage. Trends Biochem Sci 33, 141-150.

15. Armanios M., Blackburn E.H. (2012). The telomere syndromes. Nat Rev Genet 13, 693-704.

16. Armour E.P., McEachern D., Wang Z., Corry P.M., Martinez A. (1993). Sensitivity of human cells to mild hyperthermia. Cancer Res 53, 2740-2744.

17. Ashburner M., Bonner J.J. (1979). The induction of gene activity in drosophilia by heat shock. Cell 17, 241-254.

18. Ayoub N., Jeyasekharan A.D., Bernal J.A., Venkitaraman A.R. (2008). HP1-beta mobilization promotes chromatin changes that initiate the DNA damage response. Nature 453, 682-686.

19. Ayoub N., Jeyasekharan A.D., Venkitaraman A.R. (2009). Mobilization and recruitment of HP1: a bimodal response to DNA breakage. Cell Cycle 8, 2945-2950.

20. Baker D.J., Childs B.G., Durik M., Wijers M.E., Sieben C.J., Zhong J., Saltness R.A., Jeganathan K.B., Verzosa G.C., Pezeshki A., et al. (2016). Naturally occurring p16(Ink4a)-positive cells shorten healthy lifespan. Nature 530, 184-189.

21. Baker D.J., Wijshake T., Tchkonia T., LeBrasseur N.K., Childs B.G., van de Sluis B., Kirkland J.L., van Deursen J.M. (2011). Clearance of p16Ink4a-positive senescent cells delays ageing-associated disorders. Nature 479, 232-236.

22. Balasubramanian B., Pogozelski W.K., Tullius T.D. (1998). DNA strand breaking by the hydroxyl radical is governed by the accessible surface areas of the hydrogen atoms of the DNA backbone. Proc Natl Acad Sci USA 95, 9738-9743.

23. Balogh G., Horvath I., Nagy E., Hoyk Z., Benko S., Bensaude O., Vigh L. (2005). The hyperfluidization of mammalian cell membranes acts as a signal to initiate the heat shock protein response. FEBS J 272, 6077-6086.

24. Bannister A.J., Zegerman P., Partridge J.F., Miska E.A., Thomas J.O., Allshire R.C., Kouzarides T. (2001). Selective recognition of methylated lysine 9 on histone H3 by the HP1 chromo domain. Nature 410, 120-124.

25. Batuello C.N., Kelley M.R., Dynlacht J.R. (2009). Role of Apel and base excision repair in the radioresponse and heat-radiosensitization of HeLa Cells. Anticancer Res 29, 1319-1325.

26. Beausejour C.M., Krtolica A., Galimi F., Narita M., Lowe S.W., Yaswen P., Campisi J. (2003). Reversal of human cellular senescence: roles of the p53 and p16 pathways. EMBO J 22, 4212-4222.

27. Belgnaoui S.M., Gosden R.G., Semmes O.J., Haoudi A. (2006). Human LINE-1 retrotransposon induces DNA damage and apoptosis in cancer cells. Cancer CellInt 6, 13.

28. Bergs J.W., Haveman J., Ten Cate R., Medema J.P., Franken N.A., Van Bree C. (2007). Effect of 41 degrees C and 43 degrees C on cisplatin radiosensitization in two human carcinoma cell lines with different sensitivities for cisplatin. Oncol Rep 18, 219-226.

29. Besancenot R., Chaligne R., Tonetti C., Pasquier F., Marty C., Lecluse Y., Vainchenker W., Constantinescu S.N., Giraudier S. (2010). A senescence-like cell-cycle arrest occurs during megakaryocytic maturation: implications for physiological and pathological megakaryocytic proliferation. PLoS Biol 8.

30. Bettencourt-Dias M., Glover D.M. (2007). Centrosome biogenesis and function: centrosomics brings new understanding. Nat Rev Mol Cell Biol 8, 451-463.

31. Bhuyan B.K. (1979). Kinetics of cell kill by hyperthermia. Cancer Res 39, 2277-2284.

32. Bhuyan B.K., Day K.J., Edgerton C.E., Ogunbase O. (1977). Sensitivity of different cell lines and of different phases in the cell cycle to hyperthermia. Cancer Res 37, 3780-3784.

33. Biamonti G. (2004). Nuclear stress bodies: a heterochromatin affair? Nat Rev Mol Cell Biol 5, 493-498.

34. Biamonti G., Vourc'h C. (2010). Nuclear stress bodies. Cold Spring Harb Perspect Biol 2, a000695.

35. Bianchi-Smiraglia A., Nikiforov M.A. (2012). Controversial aspects of oncogene-induced senescence. Cell Cycle 11, 4147-4151.

36. Bodnar A G., Ouellette M., Frolkis M., Holt S.E., Chiu C.P., Morin G.B., Harley C.B., Shay J.W., Lichtsteiner S., Wright W.E. (1998). Extension of life-span by introduction of telomerase into normal human cells. Science 279, 349-352.

37. Boulon S., Westman B.J., Hutten S., Boisvert F.M., Lamond A.I. (2010). The nucleolus under stress. Mol Cell 40, 216-227.

38. Bradford M.M. (1976). A rapid and sensitive method for the quantitation of microgram quantities of protein utilizing the principle of protein-dye binding. Anal Biochem 72, 248254.

39. Braun J., Hahn G.M. (1975). Enhanced cell killing by bleomycin and 43 degrees hyperthermia and the inhibition of recovery from potentially lethal damage. Cancer Res 35, 2921-2927.

40. Bruskov V.I., Malakhova L.V., Masalimov Z.K., Chernikov A.V. (2002). Heat-induced formation of reactive oxygen species and 8-oxoguanine, a biomarker of damage to DNA. Nucleic Acids Res 30, 1354-1363.

41. Bulina M.E., Chudakov D.M., Britanova O.V., Yanushevich Y.G., Staroverov D.B., Chepurnykh T.V., Merzlyak E.M., Shkrob M.A., Lukyanov S., Lukyanov K.A. (2006). A genetically encoded photosensitizer. Nat Biotechnol 24, 95-99.

42. Burgman P., Ouyang H., Peterson S., Chen D.J., Li G.C. (1997). Heat inactivation of Ku autoantigen: possible role in hyperthermic radiosensitization. Cancer Res 57, 2847-2850.

43. Burma S., Chen B.P., Murphy M., Kurimasa A., Chen D.J. (2001). ATM phosphorylates histone H2AX in response to DNA double-strand breaks. J Biol Chem 276, 42462-42467.

44. Burton D.G., Faragher R.G. (2015). Cellular senescence: from growth arrest to immunogenic conversion. Age (Dordr) 37, 27.

45. Burton D.G., Krizhanovsky V. (2014). Physiological and pathological consequences of cellular senescence. Cell Mol Life Sci 71, 4373-4386.

46. Buytaert E., Dewaele M., Agostinis P. (2007). Molecular effectors of multiple cell death pathways initiated by photodynamic therapy. Biochim Biophys Acta 1776, 86-107.

47. Cadet J., Loft S., Olinski R., Evans M.D., Bialkowski K., Richard Wagner J., Dedon P.C., Moller P., Greenberg M.M., Cooke M.S. (2012). Biologically relevant oxidants and terminology, classification and nomenclature of oxidatively generated damage to nucleobases and 2-deoxyribose in nucleic acids. Free Radic Res 46, 367-381.

48. Cadet J., Ravanat J.L., Martinez G.R., Medeiros M.H., Di Mascio P. (2006). Singlet oxygen oxidation of isolated and cellular DNA: product formation and mechanistic insights. Photochem Photobiol 82, 1219-1225.

49. Caizergues-Ferrer M., Bouche G., Banville D., Amalric F. (1980). Effect of heat shock on RNA polymerase activities in Chinese hamster ovary cells. Biochem Biophys Res Commun 97, 538-545.

50. Caldecott K.W. (2008). Single-strand break repair and genetic disease. Nat Rev Genet 9, 619-631.

51. Calderwood S.K., Murshid A., Prince T. (2009). The shock of aging: molecular chaperones and the heat shock response in longevity and aging--a mini-review. Gerontology 55, 550558.

52. Campisi J. (2005). Senescent cells, tumor suppression, and organismal aging: good citizens, bad neighbors. Cell 120, 513-522.

53. Campisi J. (2013). Aging, cellular senescence, and cancer. Annu Rev Physiol 75, 685-705.

54. Carratu L., Franceschelli S., Pardini C.L., Kobayashi G.S., Horvath I., Vigh L., Maresca B. (1996). Membrane lipid perturbation modifies the set point of the temperature of heat shock response in yeast. Proc Natl Acad Sci USA 93, 3870-3875.

55. Chastain P.D., 2nd, Heffernan T.P., Nevis K.R., Lin L., Kaufmann W.K., Kaufman D.G., Cordeiro-Stone M. (2006). Checkpoint regulation of replication dynamics in UV-irradiated human cells. Cell Cycle 5, 2160-2167.

56. Chen Z., Trotman L.C., Shaffer D., Lin H.K., Dotan Z.A., Niki M., Koutcher J.A., Scher H.I., Ludwig T., Gerald W., etal. (2005). Crucial role of p53-dependent cellular senescence in suppression of Pten-deficient tumorigenesis. Nature 436, 725-730.

57. Cheutin T., McNairn A.J., Jenuwein T., Gilbert D.M., Singh P.B., Misteli T. (2003). Maintenance of stable heterochromatin domains by dynamic HP1 binding. Science 299, 721-725.

58. Chiruvella K.K., Liang Z., Wilson T.E. (2013). Repair of double-strand breaks by end joining. Cold Spring Harb Perspect Biol 5, a012757.

59. Chuprin A., Gal H., Biron-Shental T., Biran A., Amiel A., Rozenblatt S., Krizhanovsky V. (2013). Cell fusion induced by ERVWE1 or measles virus causes cellular senescence. Genes Dev 27, 2356-2366.

60. Cihoric N., Tsikkinis A., van Rhoon G., Crezee H., Aebersold D.M., Bodis S., Beck M., Nadobny J., Budach V., Wust P., et al. (2015). Hyperthermia-related clinical trials on cancer treatment within the ClinicalTrials.gov registry. Int J Hyperthermia 31, 609-614.

61. Cole A., Armour E.P. (1988). Ultrastructural study of mitochondrial damage in CHO cells exposed to hyperthermia. Radiat Res 115, 421-435.

62. Collins P.L., Hightower L.E. (1982). Newcastle disease virus stimulates the cellular accumulation of stress (heat shock) mRNAs and proteins. J Virol 44, 703-707.

63. Corry P.M., Robinson S., Getz S. (1977). Hyperthermic effects on DNA repair mechanisms. Radiology 123, 475-482.

64. Coss R A., Alden M.E., Wachsberger P.R., Smith N.N. (1996). Response of the microtubular cytoskeleton following hyperthermia as a prognostic indicator of survival of Chinese hamster ovary cells. Int JRadiat Oncol Biol Phys 34, 403-410.

65. D'Amours D., Jackson S.P. (2002). The Mre11 complex: at the crossroads of dna repair and checkpoint signalling. Nat Rev Mol Cell Biol 3, 317-327.

66. Dahm-Daphi J., Brammer I., Dikomey E. (1997). Heat effects on the repair of DNA doublestrand breaks in CHO cells. Int J Radiat Biol 72, 171-179.

67. Daniely Y., Borowiec J.A. (2000). Formation of a complex between nucleolin and replication protein A after cell stress prevents initiation of DNA replication. J Cell Biol 149, 799-810.

68. Dantzer F., Giraud-Panis M.J., Jaco I., Ame J.C., Schultz I., Blasco M., Koering C.E., Gilson E., Menissier-de Murcia J., de Murcia G., et al. (2004). Functional interaction between poly(ADP-Ribose) polymerase 2 (PARP-2) and TRF2: PARP activity negatively regulates TRF2. Mol Cell Biol 24, 1595-1607.

69. Datta N.R., Ordonez S.G., Gaipl U.S., Paulides M.M., Crezee H., Gellermann J., Marder D., Puric E., Bodis S. (2015). Local hyperthermia combined with radiotherapy and-/or chemotherapy: recent advances and promises for the future. Cancer Treat Rev 41, 742-753.

70. de Lange T. (2004). T-loops and the origin of telomeres. Nat Rev Mol Cell Biol 5, 323-329.

71. de Lange T. (2005). Shelterin: the protein complex that shapes and safeguards human telomeres. Genes Dev 19, 2100-2110.

72. De Maio A., Santoro M.G., Tanguay R.M., Hightower L.E. (2012). Ferruccio Ritossa's scientific legacy 50 years after his discovery of the heat shock response: a new view of biology, a new society, and a new journal. Cell Stress Chaperones 17, 139-143.

73. de Wit E., Greil F., van Steensel B. (2007). High-resolution mapping reveals links of HP1 with active and inactive chromatin components. PLoS Genet 3, e38.

74. Debacq-Chainiaux F., Erusalimsky J.D., Campisi J., Toussaint O. (2009). Protocols to detect senescence-associated beta-galactosidase (SA-betagal) activity, a biomarker of senescent cells in culture and in vivo. Nat Protoc 4, 1798-1806.

75. Debec A., Courgeon A.M., Maingourd M., Maisonhaute C. (1990). The response of the centrosome to heat shock and related stresses in a Drosophila cell line. J Cell Sci 96, 403412.

76. Deissler H., Wilm M., Genc B., Schmitz B., Ternes T., Naumann F., Mann M., Doerfler W. (1997). Rapid protein sequencing by tandem mass spectrometry and cDNA cloning of p20-CGGBP. A novel protein that binds to the unstable triplet repeat 5'-d(CGG)n-3' in the human FMR1 gene. J Biol Chem 272, 16761-16768.

77. Demaria M., Ohtani N., Youssef S.A., Rodier F., Toussaint W., Mitchell J.R., Laberge R.M., Vijg J., Van Steeg H., Dolle M.E., et al. (2014). An essential role for senescent cells in optimal wound healing through secretion of PDGF-AA. Dev Cell 31, 722-733.

78. Denchi E.L., de Lange T. (2007). Protection of telomeres through independent control of ATM and ATR by TRF2 and POT1. Nature 448, 1068-1071.

79. Denegri M., Moralli D., Rocchi M., Biggiogera M., Raimondi E., Cobianchi F., De Carli L., Riva S., Biamonti G. (2002). Human chromosomes 9, 12, and 15 contain the nucleation sites of stress-induced nuclear bodies. Mol Biol Cell 13, 2069-2079.

80. Desai S.D., Zhang H., Rodriguez-Bauman A., Yang J.M., Wu X., Gounder M.K., Rubin E.H., Liu L.F. (2003). Transcription-dependent degradation of topoisomerase I-DNA covalent complexes. Mol Cell Biol 23, 2341-2350.

81. Dewey W.C., Sapareto S.A., Betten D.A. (1978). Hyperthermic radiosensitization of synchronous Chinese hamster cells: relationship between lethality and chromosomal aberrations. Radiat Res 76, 48-59.

82. Dewhirst M.W., Cao Y., Moeller B. (2008). Cycling hypoxia and free radicals regulate angiogenesis and radiotherapy response. Nat Rev Cancer 8, 425-437.

83. Di Micco R., Fumagalli M., Cicalese A., Piccinin S., Gasparini P., Luise C., Schurra C., Garre M., Nuciforo P.G., Bensimon A., et al. (2006). Oncogene-induced senescence is a DNA damage response triggered by DNA hyper-replication. Nature 444, 638-642.

84. Di Mitri D., Alimonti A. (2016). Non-Cell-Autonomous Regulation of Cellular Senescence in Cancer. Trends Cell Biol 26, 215-226.

85. Dianov G.L., Hubscher U. (2013). Mammalian base excision repair: the forgotten archangel. Nucleic Acids Res 41, 3483-3490.

86. Dikomey E., Becker W., Wielckens K. (1987). Reduction of DNA-polymerase beta activity of CHO cells by single and combined heat treatments. Int J Radiat Biol Relat Stud Phys Chem Med 52, 775-785.

87. Dikomey E., Jung H. (1993). Correlation between thermal radiosensitization and heat-induced loss of DNA polymerase beta activity in CHO cells. Int JRadiat Biol 63, 215-221.

88. Diller K.R. (2006). Stress protein expression kinetics. Annu Rev BiomedEng 8, 403-424.

89. Diotti R., Loayza D. (2011). Shelterin complex and associated factors at human telomeres. Nucleus 2, 119-135.

90. Dokladny K., Myers O.B., Moseley P.L. (2015). Heat shock response and autophagy--cooperation and control. Autophagy 11, 200-213.

91. Dokladny K., Zuhl M.N., Mandell M., Bhattacharya D., Schneider S., Deretic V., Moseley P.L. (2013). Regulatory coordination between two major intracellular homeostatic systems: heat shock response and autophagy. J Biol Chem 288, 14959-14972.

92. Dorn E.S., Chastain P.D., 2nd, Hall J.R., Cook J.G. (2009). Analysis of re-replication from deregulated origin licensing by DNA fiber spreading. Nucleic Acids Res 37, 60-69.

93. Durocher D., Jackson S.P. (2001). DNA-PK, ATM and ATR as sensors of DNA damage: variations on a theme? Curr Opin Cell Biol 13, 225-231.

94. Dynlacht J.R., Earles M., Henthorn J., Seno J.D. (2000). Different patterns of DNA fragmentation and degradation of nuclear matrix proteins during apoptosis induced by radiation, hyperthermia or etoposide. Radiat Res 154, 515-530.

95. Dynlacht J.R., Wong R.S., Albright N., Dewey W.C. (1994). Hyperthermia can reduce cytotoxicity from etoposide without a corresponding reduction in the number of topoisomerase II-DNA cleavable complexes. Cancer Res 54, 4129-4137.

96. Eissenberg J.C., Elgin S.C. (2000). The HP1 protein family: getting a grip on chromatin. Curr Opin Genet Dev 10, 204-210.

97. Eppink B., Krawczyk P.M., Stap J., Kanaar R. (2012). Hyperthermia-induced DNA repair deficiency suggests novel therapeutic anti-cancer strategies. Int J Hyperthermia 28, 509517.

98. Espinoza C.A., Goodrich J.A., Kugel J.F. (2007). Characterization of the structure, function, and mechanism of B2 RNA, an ncRNA repressor of RNA polymerase II transcription. RNA 13, 583-596.

99. Evans S.S., Repasky E.A., Fisher D.T. (2015). Fever and the thermal regulation of immunity: the immune system feels the heat. Nat Rev Immunol 15, 335-349.

100.Evans S.S., Wang W.C., Bain M.D., Burd R., Ostberg J.R., Repasky E.A. (2001). Fever-range hyperthermia dynamically regulates lymphocyte delivery to high endothelial venules. Blood 97, 2727-2733.

101.Evdonin A.L., Guzhova I.V., Margulis B.A., Medvedeva N.D. (2006a). Extracellular heat shock protein 70 mediates heat stress-induced epidermal growth factor receptor transactivation in A431 carcinoma cells. FEBSLett 580, 6674-6678.

102.Evdonin A.L., Martynova M.G., Bystrova O.A., Guzhova I.V., Margulis B.A., Medvedeva N.D. (2006b). The release of Hsp70 from A431 carcinoma cells is mediated by secretory-like granules. Eur J Cell Biol 85, 443-455.

103.Fajardo L.F., Schreiber A.B., Kelly N.I., Hahn GM. (1985). Thermal sensitivity of endothelial cells. Radiat Res 103, 276-285.

104.Falcieri E., Luchetti F., Burattini S., Canonico B., Santi S., Papa S. (2000). Lineage-related sensitivity to apoptosis in human tumor cells undergoing hyperthermia. Histochem Cell Biol 113, 135-144.

105.Fang Q., Inanc B., Schamus S., Wang X.H., Wei L., Brown A.R., Svilar D., Sugrue K.F., Goellner E.M., Zeng X., et al. (2014). HSP90 regulates DNA repair via the interaction between XRCC1 and DNA polymerase beta. Nat Commun 5, 5513.

106.Fantini D., Moritz E., Auvre F., Amouroux R., Campalans A., Epe B., Bravard A., Radicella J.P. (2013). Rapid inactivation and proteasome-mediated degradation of OGG1 contribute to the synergistic effect of hyperthermia on genotoxic treatments. DNA Repair (Amst) 12, 227-237.

107.Festenstein R., Pagakis S.N., Hiragami K., Lyon D., Verreault A., Sekkali B., Kioussis D. (2003). Modulation of heterochromatin protein 1 dynamics in primary Mammalian cells. Science 299, 719-721.

108.Findly R.C., Pederson T. (1981). Regulated transcription of the genes for actin and heat-shock proteins in cultured Drosophila cells. J Cell Biol 88, 323-328.

109.Finelli P., Antonacci R., Marzella R., Lonoce A., Archidiacono N., Rocchi M. (1996). Structural organization of multiple alphoid subsets coexisting on human chromosomes 1, 4, 5, 7, 9, 15, 18, and 19. Genomics 38, 325-330.

110.Fishel R. (2015). Mismatch repair. J Biol Chem 290, 26395-26403.

111.Fornace A.J., Jr., Mitchell J.B. (1986). Induction of B2 RNA polymerase III transcription by heat shock: enrichment for heat shock induced sequences in rodent cells by hybridization subtraction. Nucleic Acids Res 14, 5793-5811.

112.Fragkos M., Ganier O., Coulombe P., Mechali M. (2015). DNA replication origin activation in space and time. Nat Rev Mol Cell Biol 16, 360-374.

113.Franckena M., Lutgens L.C., Koper P.C., Kleynen C.E., van der Steen-Banasik E.M., Jobsen J.J., Leer J.W., Creutzberg C.L., Dielwart M.F., van Norden Y, et al. (2009). Radiotherapy and hyperthermia for treatment of primary locally advanced cervix cancer: results in 378 patients. Int JRadiat Oncol Biol Phys 73, 242-250.

114.Freeman B.C., Michels A., Song J., Kampinga H.H., Morimoto R.I. (2000). Analysis of molecular chaperone activities using in vitro and in vivo approaches. Methods Mol Biol 99, 393-419.

115.Fujimoto M., Hayashida N., Katoh T., Oshima K., Shinkawa T., Prakasam R., Tan K., Inouye S., Takii R., Nakai A. (2010). A novel mouse HSF3 has the potential to activate nonclassical heat-shock genes during heat shock. Mol Biol Cell 21, 106-116.

116.Fuks F., Hurd P.J., Deplus R., Kouzarides T. (2003). The DNA methyltransferases associate with HP1 and the SUV39H1 histone methyltransferase. Nucleic Acids Res 31, 2305-2312.

117.Furusawa Y., Iizumi T., Fujiwara Y., Zhao Q.L., Tabuchi Y., Nomura T., Kondo T. (2012). Inhibition of checkpoint kinase 1 abrogates G2/M checkpoint activation and promotes apoptosis under heat stress. Apoptosis 17, 102-112.

118.Furusawa Y., Tabuchi Y., Wada S., Takasaki I., Ohtsuka K., Kondo T. (2011). Identification of biological functions and gene networks regulated by heat stress in U937 human lymphoma cells. Int J Mol Med 28, 143-151.

119.Fuse T., Yamada K., Asai K., Kato T., Nakanishi M. (1996). Heat shock-mediated cell cycle arrest is accompanied by induction of p21 CKI. Biochem Biophys Res Commun 225, 759763.

120.Gabano E., Colangelo D., Ghezzi A.R., Osella D. (2008). The influence of temperature on antiproliferative effects, cellular uptake and DNA platination of the clinically employed Pt(II)-drugs. J Inorg Biochem 102, 629-635.

121.Garrido C., Gurbuxani S., Ravagnan L., Kroemer G. (2001). Heat shock proteins: endogenous modulators of apoptotic cell death. Biochem Biophys Res Commun 286, 433442.

122.Garrido C., Solary E. (2003). A role of HSPs in apoptosis through "protein triage"? Cell Death Differ 10, 619-620.

123.Gasior S.L., Wakeman T.P., Xu B., Deininger P.L. (2006). The human LINE-1 retrotransposon creates DNA double-strand breaks. J Mol Biol 357, 1383-1393.

124.Gately D.P., Hittle J.C., Chan G.K., Yen T.J. (1998). Characterization of ATM expression, localization, and associated DNA-dependent protein kinase activity. Mol Biol Cell 9, 23612374.

125.Giardina C., Lis J.T. (1995). Dynamic protein-DNA architecture of a yeast heat shock promoter. Mol Cell Biol 15, 2737-2744.

126.Gilmour D.S., Lis J.T. (1985). In vivo interactions of RNA polymerase II with genes of Drosophila melanogaster. Mol Cell Biol 5, 2009-2018.

127.Gilmour D.S., Lis J.T. (1986). RNA polymerase II interacts with the promoter region of the noninduced hsp70 gene in Drosophila melanogaster cells. Mol Cell Biol 6, 3984-3989.

128.Gordon P.B., Kovacs A.L., Seglen P.O. (1987). Temperature dependence of protein degradation, autophagic sequestration and mitochondrial sugar uptake in rat hepatocytes. Biochim Biophys Acta 929, 128-133.

129.Goswami P.C., Roti Roti J.L., Hunt C.R. (1996). The cell cycle-coupled expression of topoisomerase IIalpha during S phase is regulated by mRNA stability and is disrupted by heat shock or ionizing radiation. Mol Cell Biol 16, 1500-1508.

130.Gu Z.T., Li L., Wu F., Zhao P., Yang H., Liu Y.S., Geng Y., Zhao M., Su L. (2015). Heat stress induced apoptosis is triggered by transcription-independent p53, Ca(2+) dyshomeostasis and the subsequent Bax mitochondrial translocation. Sci Rep 5, 11497.

131.Gu Z.T., Wang H., Li L., Liu Y.S., Deng X.B., Huo S.F., Yuan F.F., Liu Z.F., Tong H.S., Su L. (2014). Heat stress induces apoptosis through transcription-independent p53-mediated mitochondrial pathways in human umbilical vein endothelial cell. Sci Rep 4, 4469.

132.Gupta R.K., Srinivas U.K. (2008). Heat shock induces chromosomal instability in near-tetraploid embryonal carcinoma cells. Cancer Biol Ther 7, 1471-1480.

133.Hamada N., Kodama S., Suzuki K., Watanabe M. (2003). Gap junctional intercellular communication and cellular response to heat stress. Carcinogenesis 24, 1723-1728.

134.Hammond E.M., Dorie M.J., Giaccia A.J. (2003a). ATR/ATM targets are phosphorylated by ATR in response to hypoxia and ATM in response to reoxygenation. J Biol Chem 278, 12207-12213.

135.Hammond E.M., Green S.L., Giaccia A.J. (2003b). Comparison of hypoxia-induced replication arrest with hydroxyurea and aphidicolin-induced arrest. MutatRes 532, 205-213.

136.Han J., Xu X., Qin H., Liu A., Fan Z., Kang L., Fu J., Liu J., Ye Q. (2013). The molecular mechanism and potential role of heat shock-induced p53 protein accumulation. Mol Cell Biochem 378, 161-169.

137.Hansen R.S., Thomas S., Sandstrom R., Canfield T.K., Thurman R.E., Weaver M., Dorschner M.O., Gartler S.M., Stamatoyannopoulos J.A. (2010). Sequencing newly replicated DNA reveals widespread plasticity in human replication timing. Proc Natl Acad Sci USA 107, 139-144.

138.Harley C.B., Futcher A.B., Greider C.W. (1990). Telomeres shorten during ageing of human fibroblasts. Nature 345, 458-460.

139.Harmon B.V., Corder A.M., Collins R.J., Gobe G.C., Allen J., Allan D.J., Kerr J.F. (1990). Cell death induced in a murine mastocytoma by 42-47 degrees C heating in vitro: evidence that the form of death changes from apoptosis to necrosis above a critical heat load. Int J Radiat Biol 58, 845-858.

140.Harnicek D., Kampmann E., Lauber K., Hennel R., Cardoso Martins A.S., Guo Y., Belka C., Mortl S., Gallmeier E., Kanaar R., et al. (2016). Hyperthermia adds to trabectedin effectiveness and thermal enhancement is associated with BRCA2 degradation and impairment of DNA homologous recombination repair. Int J Cancer 139, 467-479.

141.Harrigan J.A., Belotserkovskaya R., Coates J., Dimitrova D.S., Polo S.E., Bradshaw C.R., Fraser P., Jackson S.P. (2011). Replication stress induces 53BP1-containing OPT domains in G1 cells. J Cell Biol 193, 97-108.

142.Harrison C.J., Bohm A.A., Nelson H.C. (1994). Crystal structure of the DNA binding domain of the heat shock transcription factor. Science 263, 224-227.

143.Haslbeck M., Vierling E. (2015). A first line of stress defense: small heat shock proteins and their function in protein homeostasis. J Mol Biol 427, 1537-1548.

144.Hayashi M.T., Cesare A.J., Rivera T., Karlseder J. (2015). Cell death during crisis is mediated by mitotic telomere deprotection. Nature 522, 492-496.

145.Hayflick L. (1965). The limited in vitro lifetime of human diploid cell strains. Exp Cell Res 37, 614-636.

146.Hayflick L., Moorhead P.S. (1961). The serial cultivation of human diploid cell strains. Exp Cell Res 25, 585-621.

147.Heijkoop S.T., van Doorn H.C., Stalpers L.J., Boere I.A., van der Velden J., Franckena M., Westermann A.M. (2014). Results of concurrent chemotherapy and hyperthermia in patients with recurrent cervical cancer after previous chemoradiation. Int J Hyperthermia 30, 6-10.

148.Herman T.S., Henle K.J., Nagle W.A., Moss A.J., Monson T P. (1984). Effect of step-down heating on the cytotoxicity of adriamycin, bleomycin, and cis-diamminedichloroplatinum. Cancer Res 44, 1823-1826.

149.Herman T.S., Teicher B.A., Cathcart K.N., Kaufmann M.E., Lee J.B., Lee M.H. (1988). Effect of hyperthermia on cis-diamminedichloroplatinum(II) (rhodamine 123)2[tetrachloroplatinum(II)] in a human squamous cell carcinoma line and a cis-diamminedichloroplatinum(II)-resistant subline. Cancer Res 48, 5101-5105.

150.Hettinga J.V., Konings A.W., Kampinga H.H. (1997). Reduction of cellular cisplatin resistance by hyperthermia--a review. Int J Hyperthermia 13, 439-457.

151.Hieda M., Winstanley H., Maini P., Iborra F.J., Cook P R. (2005). Different populations of RNA polymerase II in living mammalian cells. Chromosome Res 13, 135-144.

152.Hildebrandt B., Wust P., Ahlers O., Dieing A., Sreenivasa G., Kerner T., Felix R., Riess H. (2002). The cellular and molecular basis of hyperthermia. Crit Rev Oncol Hematol 43, 3356.

153.Hill S.A., Denekamp J. (1979). The response of six mouse tumours to combined heat and X rays: implications for therapy. Br J Radiol 52, 209-218.

154.Horsman M.R., Overgaard J. (2007). Hyperthermia: a potent enhancer of radiotherapy. Clin Oncol (R Coll Radiol) 19, 418-426.

155.Hsu S.F., Chao C.M., Huang W.T., Lin M.T., Cheng B.C. (2013). Attenuating heat-induced cellular autophagy, apoptosis and damage in H9c2 cardiomyocytes by pre-inducing HSP70 with heat shock preconditioning. Int J Hyperthermia 29, 239-247.

156.Hunt C.R., Pandita R.K., Laszlo A., Higashikubo R., Agarwal M., Kitamura T., Gupta A., Rief N., Horikoshi N., Baskaran R., et al. (2007). Hyperthermia activates a subset of ataxia-telangiectasia mutated effectors independent of DNA strand breaks and heat shock protein 70 status. Cancer Res 67, 3010-3017.

157.Hurwitz M., Stauffer P. (2014). Hyperthermia, radiation and chemotherapy: the role of heat in multidisciplinary cancer care. Semin Oncol 41, 714-729.

158.Ichiyanagi K. (2014). Regulating Pol III transcription to change Pol II transcriptome. Cell Cycle 13, 3625-3626.

159.Iliakis G., Krieg T., Guan J., Wang Y., Leeper D. (2004). Evidence for an S-phase checkpoint regulating DNA replication after heat shock: a review. Int J Hyperthermia 20, 240-249.

160.Iliakis G., Wu W., Wang M. (2008). DNA double strand break repair inhibition as a cause of heat radiosensitization: re-evaluation considering backup pathways of NHEJ. Int J Hyperthermia 24, 17-29.

161.Iliakis G.E., Pantelias G.E. (1989). Effects of hyperthermia on chromatin condensation and nucleoli disintegration as visualized by induction of premature chromosome condensation in interphase mammalian cells. Cancer Res 49, 1254-1260.

162.Inoue A., Hyle J., Lechner M.S., Lahti J.M. (2008). Perturbation of HP1 localization and chromatin binding ability causes defects in sister-chromatid cohesion. Mutat Res 657, 4855.

163.Ischia J., So A.I. (2013). The role of heat shock proteins in bladder cancer. Nat Rev Urol 10, 386-395.

164.Ito A., Tanaka K., Kondo K., Shinkai M., Honda H., Matsumoto K., Saida T., Kobayashi T. (2003). Tumor regression by combined immunotherapy and hyperthermia using magnetic nanoparticles in an experimental subcutaneous murine melanoma. Cancer Sci 94, 308-313.

165.Iwahori S., Kohmon D., Kobayashi J., Tani Y., Yugawa T., Komatsu K., Kiyono T., Sugimoto N., Fujita M. (2014). ATM regulates Cdt1 stability during the unperturbed S phase to prevent re-replication. Cell Cycle 13, 471-481.

166.Iwata K., Shakil A., Hur W.J., Makepeace C.M., Griffin R.J., Song C.W. (1996). Tumour pO2 can be increased markedly by mild hyperthermia. Br J Cancer Suppl 27, S217-221.

167.Jackson D., Wang X., Rudner D.Z. (2012). Spatio-temporal organization of replication in bacteria and eukaryotes (nucleoids and nuclei). Cold Spring Harb Perspect Biol 4, a010389.

168.Jackson D.A., Pombo A. (1998). Replicon clusters are stable units of chromosome structure: evidence that nuclear organization contributes to the efficient activation and propagation of S phase in human cells. J Cell Biol 140, 1285-1295.

169.Jain R.K., Grantham F.H., Gullino P.M. (1979). Blood flow and heat transfer in Walker 256 mammary carcinoma. J Natl Cancer Inst 62, 927-933.

170.James T.C., Elgin S.C. (1986). Identification of a nonhistone chromosomal protein associated with heterochromatin in Drosophila melanogaster and its gene. Mol Cell Biol 6, 3862-3872.

171.Jolly C., Konecny L., Grady D.L., Kutskova Y.A., Cotto J.J., Morimoto R.I., Vourc'h C. (2002). In vivo binding of active heat shock transcription factor 1 to human chromosome 9 heterochromatin during stress. J Cell Biol 156, 775-781.

172.Jorritsma J.B., Konings A.W. (1984). The occurrence of DNA strand breaks after hyperthermic treatments of mammalian cells with and without radiation. RadiatRes 98, 198208.

173.Jun J.I., Lau L.F. (2010). The matricellular protein CCN1 induces fibroblast senescence and restricts fibrosis in cutaneous wound healing. Nat Cell Biol 12, 676-685.

174.Kalfalah F.M., Berg E., Christensen M.O., Linka R.M., Dirks W.G., Boege F., Mielke C. (2015). Spatio-temporal regulation of the human licensing factor Cdc6 in replication and mitosis. Cell Cycle 14, 1704-1715.

175.Kampinga H.H. (1995). Hyperthermia, thermotolerance and topoisomerase II inhibitors. Br J Cancer 72, 333-338.

176.Kampinga H.H., Dikomey E. (2001). Hyperthermic radiosensitization: mode of action and clinical relevance. Int J Radiat Biol 77, 399-408.

177.Kampinga H.H., Dynlacht J.R., Dikomey E. (2004). Mechanism of radiosensitization by hyperthermia (> or = 43 degrees C) as derived from studies with DNA repair defective mutant cell lines. Int J Hyperthermia 20, 131-139.

178.Kampinga H.H., Hiemstra Y.S., Konings A.W., Dikomey E. (1997). Correlation between slowly repairable double-strand breaks and thermal radiosensitization in the human HeLa S3 cell line. Int J Radiat Biol 72, 293-301.

179.Kampinga H.H., Laszlo A. (2005). DNA double strand breaks do not play a role in heat-induced cell killing. Cancer Res 65, 10632-10633; author reply 10633.

180.Kaneko H., Igarashi K., Kataoka K., Miura M. (2005). Heat shock induces phosphorylation of histone H2AX in mammalian cells. Biochem Biophys Res Commun 328, 1101-1106.

181.Kantidze O.L., Iarovaia O.V., Philonenko E.S., Yakutenko, II, Razin S.V. (2007). Unusual compartmentalization of CTCF and other transcription factors in the course of terminal erythroid differentiation. Biochim Biophys Acta 1773, 924-933.

182.Kantidze O.L., Iarovaia O.V., Razin S.V. (2006). Assembly of nuclear matrix-bound protein complexes involved in non-homologous end joining is induced by inhibition of DNA topoisomerase II. J Cell Physiol 207, 660-667.

183.Kassube S.A., Fang J., Grob P., Yakovchuk P., Goodrich J.A., Nogales E. (2013). Structural insights into transcriptional repression by noncoding RNAs that bind to human Pol II. J Mol Biol 425, 3639-3648.

184.Kedersha N., Stoecklin G., Ayodele M., Yacono P., Lykke-Andersen J., Fritzler M.J., Scheuner D., Kaufman R.J., Golan D.E., Anderson P. (2005). Stress granules and processing bodies are dynamically linked sites of mRNP remodeling. J Cell Biol 169, 871-884.

185.Kennedy D., Jager R., Mosser D.D., Samali A. (2014). Regulation of apoptosis by heat shock proteins. IUBMBLife 66, 327-338.

186.Kiang J.G., Gist I.D., Tsokos G.C. (2000). Regulation of heat shock protein 72 kDa and 90 kDa in human breast cancer MDA-MB-231 cells. Mol CellBiochem 204, 169-178.

187.Kiianitsa K., Maizels N. (2013). A rapid and sensitive assay for DNA-protein covalent complexes in living cells. Nucleic Acids Res 41, e104.

188.Kiianitsa K., Maizels N. (2014). Ultrasensitive isolation, identification and quantification of DNA-protein adducts by ELISA-based RADAR assay. Nucleic Acids Res 42, e108.

189.Kim G.S., Kang J., Bang S.W., Hwang D.S. (2015). Cdc6 localizes to S- and G2-phase centrosomes in a cell cycle-dependent manner. Biochem Biophys Res Commun 456, 763767.

190.Kimura K., Saijo M., Ui M., Enomoto T. (1994). Growth state- and cell cycle-dependent fluctuation in the expression of two forms of DNA topoisomerase II and possible specific modification of the higher molecular weight form in the M phase. J Biol Chem 269, 11731176.

191.Kinner A., Wu W., Staudt C., Iliakis G. (2008). Gamma-H2AX in recognition and signaling of DNA double-strand breaks in the context of chromatin. Nucleic Acids Res 36, 5678-5694.

192.Klochkov D.B., Gavrilov A.A., Vassetzky Y.S., Razin S.V. (2009). Early replication timing of the chicken alpha-globin gene domain correlates with its open chromatin state in cells of different lineages. Genomics 93, 481-486.

193.Klotz-Noack K., McIntosh D., Schurch N., Pratt N., Blow J.J. (2012). Re-replication induced by geminin depletion occurs from G2 and is enhanced by checkpoint activation. J Cell Sci 125, 2436-2445.

194.Knockleby J., Lee H. (2010). Same partners, different dance: involvement of DNA replication proteins in centrosome regulation. Cell Cycle 9, 4487-4491.

195.Kobayashi Y., Ito Y., Ostapenko V.V., Sakai M., Matsushita N., Imai K., Shimizu K., Aruga A., Tanigawa K. (2014). Fever-range whole-body heat treatment stimulates antigen-specific T-cell responses in humans. Immunol Lett 162, 256-261.

196.Kramerov D.A., Vassetzky N.S. (2011). SINEs. WileyInterdiscipRevRNA 2, 772-786.

197.Krawczyk P.M., Eppink B., Essers J., Stap J., Rodermond H., Odijk H., Zelensky A., van Bree C., Stalpers L.J., Buist M.R., et al. (2011). Mild hyperthermia inhibits homologous recombination, induces BRCA2 degradation, and sensitizes cancer cells to poly (ADP-ribose) polymerase-1 inhibition. Proc Natl Acad Sci USA 108, 9851-9856.

198.Kregel K.C. (2002). Heat shock proteins: modifying factors in physiological stress responses and acquired thermotolerance. JApplPhysiol 92, 2177-2186.

199.Krishnan S., Diagaradjane P., Cho S.H. (2010). Nanoparticle-mediated thermal therapy: evolving strategies for prostate cancer therapy. Int J Hyperthermia 26, 775-789.

200.Krizhanovsky V., Yon M., Dickins R.A., Hearn S., Simon J., Miething C., Yee H., Zender L., Lowe S.W. (2008). Senescence of activated stellate cells limits liver fibrosis. Cell 134, 657-667.

201.Krokan H.E., Bjoras M. (2013). Base excision repair. Cold Spring Harb Perspect Biol 5, a012583.

202.Kugel J.F., Goodrich J.A. (2012). Non-coding RNAs: key regulators of mammalian transcription. Trends Biochem Sci 37, 144-151.

203.Kultz D. (2005). Molecular and evolutionary basis of the cellular stress response. Annu Rev Physiol 67, 225-257.

204.Kurose A., Tanaka T., Huang X., Traganos F., Dai W., Darzynkiewicz Z. (2006). Effects of hydroxyurea and aphidicolin on phosphorylation of ataxia telangiectasia mutated on Ser 1981 and histone H2AX on Ser 139 in relation to cell cycle phase and induction of apoptosis. Cytometry A 69, 212-221.

205.Kwak H., Fuda N.J., Core L.J., Lis J.T. (2013). Precise maps of RNA polymerase reveal how promoters direct initiation and pausing. Science 339, 950-953.

206.Kwon S.H., Workman J.L. (2008). The heterochromatin protein 1 (HP1) family: put away a bias toward HP1. Mol Cells 26, 217-227.

207.Lachner M., O'Carroll D., Rea S., Mechtler K., Jenuwein T. (2001). Methylation of histone H3 lysine 9 creates a binding site for HP1 proteins. Nature 410, 116-120.

208.Lan L., Nakajima S., Wei L., Sun L., Hsieh C.L., Sobol R.W., Bruchez M., Van Houten B., Yasui A., Levine A.S. (2014). Novel method for site-specific induction of oxidative DNA damage reveals differences in recruitment of repair proteins to heterochromatin and euchromatin. Nucleic Acids Res 42, 2330-2345.

209.Landon C.D., Benjamin S.E., Ashcraft K.A., Dewhirst M.W. (2013). A role for the copper transporter Ctr1 in the synergistic interaction between hyperthermia and cisplatin treatment. Int J Hyperthermia 29, 528-538.

210.Landry J., Chretien P., Bernier D., Nicole L.M., Marceau N., Tanguay R.M. (1982). Thermotolerance and heat shock proteins induced by hyperthermia in rat liver cells. Int J Radiat Oncol Biol Phys 8, 59-62.

211.Laszlo A., Fleischer I. (2009a). The heat-induced gamma-H2AX response does not play a role in hyperthermic cell killing. Int J Hyperthermia 25, 199-209.

212.Laszlo A., Fleischer I. (2009b). Heat-induced perturbations of DNA damage signaling pathways are modulated by molecular chaperones. Cancer Res 69, 2042-2049.

213.Lauber K., Brix N., Ernst A., Hennel R., Krombach J., Anders H., Belka C. (2015). Targeting the heat shock response in combination with radiotherapy: Sensitizing cancer cells to irradiation-induced cell death and heating up their immunogenicity. Cancer Lett 368, 209229.

214.Lee A.C., Fenster B.E., Ito H., Takeda K., Bae N.S., Hirai T., Yu Z.X., Ferrans V.J., Howard B.H., Finkel T. (1999). Ras proteins induce senescence by altering the intracellular levels of reactive oxygen species. J Biol Chem 274, 7936-7940.

215.Lee S.E., Mitchell R.A., Cheng A., Hendrickson E.A. (1997). Evidence for DNA-PK-dependent and -independent DNA double-strand break repair pathways in mammalian cells as a function of the cell cycle. Mol Cell Biol 17, 1425-1433.

216.Lee S.Y., Ryu K.H., Kang M.S., Song C.W. (1986). Effect of hyperthermia on the lactic acid and beta-hydroxybutyric acid content in tumour. Int J Hyperthermia 2, 213-222.

217.Lepock J.R. (2004). Role of nuclear protein denaturation and aggregation in thermal radiosensitization. Int J Hyperthermia 20, 115-130.

218.Lepock J.R., Cheng K.H., Al-Qysi H., Sim I., Koch C.J., Kruuv J. (1987). Hyperthermia-induced inhibition of respiration and mitochondrial protein denaturation in CHL cells. Int J Hyperthermia 3, 123-132.

219.Li G.M. (2008). Mechanisms and functions of DNA mismatch repair. Cell Res 18, 85-98.

220.Li L., Lyu X., Hou C., Takenaka N., Nguyen H.Q., Ong C.T., Cubenas-Potts C., Hu M., Lei E.P., Bosco G., et al. (2015). Widespread Rearrangement of 3D Chromatin Organization Underlies Polycomb-Mediated Stress-Induced Silencing. Mol Cell.

221.Li L., Tan H., Gu Z., Liu Z., Geng Y., Liu Y., Tong H., Tang Y., Qiu J., Su L. (2014). Heat stress induces apoptosis through a Ca(2)(+)-mediated mitochondrial apoptotic pathway in human umbilical vein endothelial cells. PLoS One 9, e111083.

222.Li T., Spearow J., Rubin C.M., Schmid C.W. (1999). Physiological stresses increase mouse short interspersed element (SINE) RNA expression in vivo. Gene 239, 367-372.

223.Li W., Sahu D., Tsen F. (2012). Secreted heat shock protein-90 (Hsp90) in wound healing and cancer. Biochim Biophys Acta 1823, 730-741.

224.Liang H., Esposito A., De S., Ber S., Collin P., Surana U., Venkitaraman A.R. (2014). Homeostatic control of polo-like kinase-1 engenders non-genetic heterogeneity in G2 checkpoint fidelity and timing. Nat Commun 5, 4048.

225.Lin C.P., Ban Y., Lyu Y.L., Desai S.D., Liu L.F. (2008). A ubiquitin-proteasome pathway for the repair of topoisomerase I-DNA covalent complexes. J Biol Chem 283, 21074-21083.

226.Lin C.P., Ban Y., Lyu Y.L., Liu L.F. (2009). Proteasome-dependent processing of topoisomerase I-DNA adducts into DNA double strand breaks at arrested replication forks. J Biol Chem 284, 28084-28092.

227.Lin P.S., Lui P.S., Tsai S. (1978). Heat induced ultrastructural injuries in lymphoid cells. Exp Mol Pathol 29, 281-290.

228.Lindahl T., Nyberg B. (1974). Heat-induced deamination of cytosine residues in deoxyribonucleic acid. Biochemistry 13, 3405-3410.

229.Lindquist S., Craig E.A. (1988). The heat-shock proteins. Annu Rev Genet 22, 631-677.

230.Litwiniec A., Gackowska L., Helmin-Basa A., Zuryn A., Grzanka A. (2013). Low-dose etoposide-treatment induces endoreplication and cell death accompanied by cytoskeletal alterations in A549 cells: Does the response involve senescence? The possible role of vimentin. Cancer Cell Int 13, 9.

231.Liu W.M., Chu W.M., Choudary P.V., Schmid C.W. (1995). Cell stress and translational inhibitors transiently increase the abundance of mammalian SINE transcripts. Nucleic Acids Res 23, 1758-1765.

232.Loewer A., Batchelor E., Gaglia G., Lahav G. (2010). Basal dynamics of p53 reveal transcriptionally attenuated pulses in cycling cells. Cell 142, 89-100.

233.Loewer A., Lahav G. (2011). We are all individuals: causes and consequences of non-genetic heterogeneity in mammalian cells. Curr Opin Genet Dev 21, 753-758.

234.Loh Y.H., Zhang W., Chen X., George J., Ng H.H. (2007). Jmjd1a and Jmjd2c histone H3 Lys 9 demethylases regulate self-renewal in embryonic stem cells. Genes Dev 21, 25452557.

235.Lomberk G., Wallrath L., Urrutia R. (2006). The Heterochromatin Protein 1 family. Genome Biol 7, 228.

236.Lord C.J., Ashworth A. (2012). The DNA damage response and cancer therapy. Nature 481, 287-294.

237.Lou Z., Minter-Dykhouse K., Wu X., Chen J. (2003). MDC1 is coupled to activated CHK2 in mammalian DNA damage response pathways. Nature 421, 957-961.

238.Lu F., Lan R., Zhang H., Jiang Q., Zhang C. (2009). Geminin is partially localized to the centrosome and plays a role in proper centrosome duplication. Biol Cell 101, 273-285.

239.Luchetti F., Mannello F., Canonico B., Battistelli M., Burattini S., Falcieri E., Papa S. (2004). Integrin and cytoskeleton behaviour in human neuroblastoma cells during hyperthermia-related apoptosis. Apoptosis 9, 635-648.

240.Luijsterburg M.S., Dinant C., Lans H., Stap J., Wiernasz E., Lagerwerf S., Warmerdam D.O., Lindh M., Brink M.C., Dobrucki J.W., et al. (2009). Heterochromatin protein 1 is recruited to various types of DNA damage. J Cell Biol 185, 577-586.

241.Lukas C., Savic V., Bekker-Jensen S., Doil C., Neumann B., Pedersen R.S., Grofte M., Chan K.L., Hickson I.D., Bartek J., et al. (2011). 53BP1 nuclear bodies form around DNA lesions generated by mitotic transmission of chromosomes under replication stress. Nat Cell Biol 13, 243-253.

242.Ma H.T., Poon R.Y. (2011). Synchronization of HeLa cells. Methods Mol Biol 761, 151161.

243.Ma J., Hwang K.K., Worman H.J., Courvalin J.C., Eissenberg J.C. (2001). Expression and functional analysis of three isoforms of human heterochromatin-associated protein HP1 in Drosophila. Chromosoma 109, 536-544.

244.Mace T.A., Zhong L., Kokolus K.M., Repasky E.A. (2012). Effector CD8+ T cell IFN-gamma production and cytotoxicity are enhanced by mild hyperthermia. Int J Hyperthermia 28, 9-18.

245.Machwe A., Xiao L., Orren D.K. (2004). TRF2 recruits the Werner syndrome (WRN) exonuclease for processing of telomeric DNA. Oncogene 23, 149-156.

246.Madlener S., Rosner M., Krieger S., Giessrigl B., Gridling M., Vo T.P., Leisser C., Lackner A., Raab I., Grusch M., etal. (2009). Short 42 degrees C heat shock induces phosphorylation and degradation of Cdc25A which depends on p38MAPK, Chk2 and 14.3.3. Hum Mol Genet 18, 1990-2000.

247.Maeta M., Karino T., Inoue Y., Hamazoe R., Shimizu N., Koga S. (1989). The effect of angiotensin II on blood flow in tumours during localized hyperthermia. Int J Hyperthermia 5, 191-197.

248.Mahat D.B., Salamanca H.H., Duarte F.M., Danko C.G., Lis J.T. (2016). Mammalian Heat Shock Response and Mechanisms Underlying Its Genome-wide Transcriptional Regulation. Mol Cell 62, 63-78.

249.Mallory M., Gogineni E., Jones G.C., Greer L., Simone C.B., 2nd (2016). Therapeutic hyperthermia: The old, the new, and the upcoming. Crit Rev Oncol Hematol 97, 56-64.

250.Mambula S.S., Stevenson M.A., Ogawa K., Calderwood S.K. (2007). Mechanisms for Hsp70 secretion: crossing membranes without a leader. Methods 43, 168-175.

251.Mannava S., Moparthy K.C., Wheeler L.J., Natarajan V., Zucker S.N., Fink E.E., Im M., Flanagan S., Burhans W.C., Zeitouni N.C., et al. (2013). Depletion of deoxyribonucleotide pools is an endogenous source of DNA damage in cells undergoing oncogene-induced senescence. Am J Pathol 182, 142-151.

252.Mantso T., Goussetis G., Franco R., Botaitis S., Pappa A., Panayiotidis M. (2016). Effects of hyperthermia as a mitigation strategy in DNA damage-based cancer therapies. Semin Cancer Biol.

253.Marchler G., Schuller C., Adam G., Ruis H. (1993). A Saccharomyces cerevisiae UAS element controlled by protein kinase A activates transcription in response to a variety of stress conditions. EMBO J 12, 1997-2003.

254.Mariner P.D., Walters R.D., Espinoza C.A., Drullinger L.F., Wagner S.D., Kugel J.F., Goodrich J.A. (2008). Human Alu RNA is a modular transacting repressor of mRNA transcription during heat shock. Mol Cell 29, 499-509.

255.Markova E.N., Kantidze O.L., Razin S.V. (2011). Transcriptional regulation and spatial organisation of the human AML1/RUNX1 gene. J Cell Biochem 112, 1997-2005.

256.Markova E.N., Kantidze O.L., Razin S.V. (2012). Transcription of the AML1/ETO chimera is guided by the P2 promoter of the AML1 gene in the Kasumi-1 cell line. Gene 510, 142146.

257.Marteijn J.A., Lans H., Vermeulen W., Hoeijmakers J.H. (2014). Understanding nucleotide excision repair and its roles in cancer and ageing. Nat Rev Mol Cell Biol 15, 465-481.

258. Maya-Mendoza A., Merchut-Maya J.M., Bartkova J., Bartek J., Streuli C.H., Jackson DA. (2014). Immortalised breast epithelia survive prolonged DNA replication stress and return to cycle from a senescent-like state. Cell Death Dis 5, e1351.

259.Mayer M.P., Bukau B. (2005). Hsp70 chaperones: cellular functions and molecular mechanism. Cell Mol Life Sci 62, 670-684.

260.Metzger E., Wissmann M., Yin N., Muller J.M., Schneider R., Peters A.H., Gunther T., Buettner R., Schule R. (2005). LSD1 demethylates repressive histone marks to promote androgen-receptor-dependent transcription. Nature 437, 436-439.

261.Mikkelsen R.B., Koch B. (1981). Thermosensitivity of the membrane potential of normal and simian virus 40-transformed hamster lymphocytes. Cancer Res 41, 209-215.

262.Milleron R.S., Bratton S.B. (2006). Heat shock induces apoptosis independently of any known initiator caspase-activating complex. J Biol Chem 281, 16991-17000.

263.Mivechi N.F., Dewey W.C. (1985). DNA polymerase alpha and beta activities during the cell cycle and their role in heat radiosensitization in Chinese hamster ovary cells. Radiat Res 103, 337-350.

264.Miyagawa T., Saito H., Minamiya Y., Mitobe K., Takashima S., Takahashi N., Ito A., Imai K., Motoyama S., Ogawa J. (2014). Inhibition of Hsp90 and 70 sensitizes melanoma cells to hyperthermia using ferromagnetic particles with a low Curie temperature. Int J Clin Oncol 19, 722-730.

265.Mizuno S., Amagai M., Ishida A. (1980). Synergistic cell killing by antitumor agents and hyperthermia in cultured cells. Gan 71, 471-478.

266.Morimoto R.I. (1998). Regulation of the heat shock transcriptional response: cross talk between a family of heat shock factors, molecular chaperones, and negative regulators. Genes Dev 12, 3788-3796.

267.Morimoto R.I. (2011). The heat shock response: systems biology of proteotoxic stress in aging and disease. Cold Spring Harb Symp Quant Biol 76, 91-99.

268.Moulin M., Arrigo A.P. (2006). Long lasting heat shock stimulation of TRAIL-induced apoptosis in transformed T lymphocytes. Exp Cell Res 312, 1765-1784.

269.Moulin M., Carpentier S., Levade T., Arrigo A.P. (2007). Potential roles of membrane fluidity and ceramide in hyperthermia and alcohol stimulation of TRAIL apoptosis. Apoptosis 12, 1703-1720.

270.Muenyi C.S., States V.A., Masters J.H., Fan T.W., Helm C.W., States J.C. (2011). Sodium arsenite and hyperthermia modulate cisplatin-DNA damage responses and enhance platinum accumulation in murine metastatic ovarian cancer xenograft after hyperthermic intraperitoneal chemotherapy (HIPEC). J Ovarian Res 4, 9.

271.Muller-Klieser W., Vaupel P. (1984). Effect of hyperthermia on tumor blood flow. Biorheology 21, 529-538.

272.Muller C. (1910). Eine neue Behandlungsmethode bosartiger. Geschwulste. Geschwulste 57, 1490-1493.

273.Muller C. (1912). Therapeutische Erfahrungen an 100 mit kombination von Rontgenstrahlen un Hochfrequenz, resp. Diathermie behan- deleten bosartigen Neubildungen. Munchener Medizinische Wochenschrift 28, 1546-1549.

274.Munoz-Espin D., Canamero M., Maraver A., Gomez-Lopez G., Contreras J., Murillo-Cuesta S., Rodriguez-Baeza A., Varela-Nieto I., Ruberte J., Collado M., etal. (2013). Programmed cell senescence during mammalian embryonic development. Cell 155, 1104-1118.

275.Munoz-Espin D., Serrano M. (2014). Cellular senescence: from physiology to pathology. Nat Rev Mol Cell Biol 15, 482-496.

276.Murray J.I., Whitfield M.L., Trinklein N.D., Myers R.M., Brown P.O., Botstein D. (2004). Diverse and specific gene expression responses to stresses in cultured human cells. Mol Biol Cell 15, 2361-2374.

277.Nacher V., Carretero A., Navarro M., Armengol C., Llombart C., Rodriguez A., Herrero-Fresneda I., Ayuso E., Ruberte J. (2006). The quail mesonephros: a new model for renal senescence? J Vasc Res 43, 581-586.

278.Nadin S.B., Cuello-Carrion F.D., Sottile M.L., Ciocca D.R., Vargas-Roig L.M. (2012). Effects of hyperthermia on Hsp27 (HSPB1), Hsp72 (HSPA1A) and DNA repair proteins hMLH1 and hMSH2 in human colorectal cancer hMLH1-deficient and hMLH1-proficient cell lines. Int J Hyperthermia 28, 191-201.

279.Nadin S.B., Vargas-Roig L.M., Drago G., Ibarra J., Ciocca DR. (2007). Hsp27, Hsp70 and mismatch repair proteins hMLHl and hMSH2 expression in peripheral blood lymphocytes from healthy subjects and cancer patients. Cancer Lett 252, 131-146.

280.Nakahata K., Miyakoda M., Suzuki K., Kodama S., Watanabe M. (2002). Heat shock induces centrosomal dysfunction, and causes non-apoptotic mitotic catastrophe in human tumour cells. Int J Hyperthermia 18, 332-343.

281.Naumann F., Remus R., Schmitz B., Doerfler W. (2004). Gene structure and expression of the 5'-(CGG)(n)-3'-binding protein (CGGBP1). Genomics 83, 106-118.

282.Neelsen K.J., Zanini I.M., Herrador R., Lopes M. (2013). Oncogenes induce genotoxic stress by mitotic processing of unusual replication intermediates. J Cell Biol 200, 699-708.

283.Nielsen A.L., Oulad-Abdelghani M., Ortiz J.A., Remboutsika E., Chambon P., Losson R. (2001). Heterochromatin formation in mammalian cells: interaction between histones and HP1 proteins. Mol Cell 7, 729-739.

284.Niepel M., Spencer S.L., Sorger P.K. (2009). Non-genetic cell-to-cell variability and the consequences for pharmacology. Curr Opin Chem Biol 13, 556-561.

285.Nishida T., Akagi K., Tanaka Y. (1997). Correlation between cell killing effect and cell membrane potential after heat treatment: analysis using fluorescent dye and flow cytometry. Int J Hyperthermia 13, 227-234.

286.Nitiss J.L. (2009). Targeting DNA topoisomerase II in cancer chemotherapy. Nat Rev Cancer 9, 338-350.

287.Nitiss J.L., Soans E., Rogojina A., Seth A., Mishina M. (2012). Topoisomerase assays. Curr Protoc Pharmacol Chapter 3, Unit 3 3.

288.Nitta M., Okamura H., Aizawa S., Yamaizumi M. (1997). Heat shock induces transient p53-dependent cell cycle arrest at G1/S. Oncogene 15, 561-568.

289.Nivon M., Richet E., Codogno P., Arrigo A.P., Kretz-Remy C. (2009). Autophagy activation by NFkappaB is essential for cell survival after heat shock. Autophagy 5, 766-783.

290.Noessner E., Gastpar R., Milani V., Brandl A., Hutzler P.J., Kuppner M.C., Roos M., Kremmer E., Asea A., Calderwood S.K., et al. (2002). Tumor-derived heat shock protein 70 peptide complexes are cross-presented by human dendritic cells. J Immunol 169, 5424-5432.

291.Nollen E.A., Brunsting J.F., Roelofsen H., Weber L.A., Kampinga H.H. (1999). In vivo chaperone activity of heat shock protein 70 and thermotolerance. Mol Cell Biol 19, 20692079.

292.Nonaka N., Kitajima T., Yokobayashi S., Xiao G., Yamamoto M., Grewal S.I., Watanabe Y. (2002). Recruitment of cohesin to heterochromatic regions by Swi6/HP1 in fission yeast. Nat Cell Biol 4, 89-93.

293.Norwood L.E., Grade S.K., Cryderman D.E., Hines K.A., Furiasse N., Toro R., Li Y., Dhasarathy A., Kladde M.P., Hendrix M.J., et al. (2004). Conserved properties of HP1(Hsalpha). Gene 336, 37-46.

294.O'Brien T., Lis J.T. (1993). Rapid changes in Drosophila transcription after an instantaneous heat shock. Mol Cell Biol 13, 3456-3463.

295.O'Neill K.L., Fairbairn D.W., Smith M.J., Poe B S. (1998). Critical parameters influencing hyperthermia-induced apoptosis in human lymphoid cell lines. Apoptosis 3, 369-375.

296.Ochi T., Blackford A.N., Coates J., Jhujh S., Mehmood S., Tamura N., Travers J., Wu Q., Draviam V.M., Robinson C.V., et al. (2015). DNA repair. PAXX, a paralog of XRCC4 and XLF, interacts with Ku to promote DNA double-strand break repair. Science 347, 185-188.

297.Oda T., Hayano T., Miyaso H., Takahashi N., Yamashita T. (2007). Hsp90 regulates the Fanconi anemia DNA damage response pathway. Blood 109, 5016-5026.

298.Oei A.L., Vriend L.E., Crezee J., Franken N.A., Krawczyk P.M. (2015). Effects of hyperthermia on DNA repair pathways: one treatment to inhibit them all. Radiat Oncol 10, 165.

299.Ohnishi K., Scuric Z., Yau D., Schiestl R.H., Okamoto N., Takahashi A., Ohnishi T. (2006). Heat-induced phosphorylation of NBS1 in human skin fibroblast cells. J Cell Biochem 99, 1642-1650.

300.Ohtsubo T., Saito H., Tanaka N., Matsumoto H., Sugimoto C., Saito T., Hayashi S., Kano E. (1997). Enhancement of cisplatin sensitivity and platinum uptake by 40 degrees C hyperthermia in resistant cells. Cancer Lett 119, 47-52.

301.Okamoto K., Bartocci C., Ouzounov I., Diedrich J.K., Yates Iii J.R., Denchi E.L. (2013). A two-step mechanism for TRF2-mediated chromosome-end protection. Nature.

302.Olive P.L., Banath J.P. (2006). The comet assay: a method to measure DNA damage in individual cells. Nat Protoc 1, 23-29.

303.Osheroff N., Shelton E.R., Brutlag D.L. (1983). DNA topoisomerase II from Drosophila melanogaster. Relaxation of supercoiled DNA. J Biol Chem 258, 9536-9543.

304.Ostberg J R., Dayanc B.E., Yuan M., Oflazoglu E., Repasky E.A. (2007). Enhancement of natural killer (NK) cell cytotoxicity by fever-range thermal stress is dependent on NKG2D

function and is associated with plasma membrane NKG2D clustering and increased expression of MICA on target cells. JLeukoc Biol 82, 1322-1331.

305.Ostling P., Bjork J.K., Roos-Mattjus P., Mezger V., Sistonen L. (2007). Heat shock factor 2 (HSF2) contributes to inducible expression of hsp genes through interplay with HSF1. J Biol Chem 282, 7077-7086.

306.Otte J., Manz R., Thews G., Vaupel P. (1982). Impact of localized microwave hyperthermia on the oxygenation status of malignant tumors. Adv Exp Med Biol 157, 49-55.

307.Palzer R.J., Heidelberger C. (1973). Studies on the quantitative biology of hyperthermic killing of HeLa cells. Cancer Res 33, 415-421.

308.Park H.G., Han S.I., Oh S.Y., Kang H.S. (2005). Cellular responses to mild heat stress. Cell Mol Life Sci 62, 10-23.

309.Patel B., Khaliq A., Jarvis-Evans J., Boulton M., Arrol S., Mackness M., McLeod D. (1995). Hypoxia induces HSP 70 gene expression in human hepatoma (HEP G2) cells. Biochem Mol BiolInt 36, 907-912.

310.Patterson J., Strang R. (1979). The role of blood flow in hyperthermia. Int JRadiat Oncol BiolPhys 5, 235-241.

311.Paull T.T., Rogakou E.P., Yamazaki V., Kirchgessner C.U., Gellert M., Bonner W.M. (2000). A critical role for histone H2AX in recruitment of repair factors to nuclear foci after DNA damage. Curr Biol 10, 886-895.

312.Pawlik A., Nowak J.M., Grzanka D., Gackowska L., Michalkiewicz J., Grzanka A. (2012). Hyperthermia induces cytoskeletal alterations and mitotic catastrophe in p53-deficient H1299 lung cancer cells. Acta Histochem.

313.Pennisi R., Ascenzi P., di Masi A. (2015). Hsp90: A New Player in DNA Repair? Biomolecules 5, 2589-2618.

314.Perrini B., Piacentini L., Fanti L., Altieri F., Chichiarelli S., Berloco M., Turano C., Ferraro A., Pimpinelli S. (2004). HP1 controls telomere capping, telomere elongation, and telomere silencing by two different mechanisms in Drosophila. Mol Cell 15, 467-476.

315.Peters A.H., O'Carroll D., Scherthan H., Mechtler K., Sauer S., Schofer C., Weipoltshammer K., Pagani M., Lachner M., Kohlmaier A., et al. (2001). Loss of the Suv39h histone methyltransferases impairs mammalian heterochromatin and genome stability. Cell 107, 323-337.

316.Peterson N.S., Moller G., Mitchell H.K. (1979). Genetic mapping of the coding regions for three heat-shock proteins in Drosophila melanogaster. Genetics 92, 891-902.

317.Petrova N.V., Iarovaia O.V., Verbovoy V.A., Razin S.V. (2005). Specific radial positions of centromeres of human chromosomes X, 1, and 19 remain unchanged in chromatin-depleted nuclei of primary human fibroblasts: evidence for the organizing role of the nuclear matrix. J Cell Biochem 96, 850-857.

318.Picard F., Cadoret J.C., Audit B., Arneodo A., Alberti A., Battail C., Duret L., Prioleau M.N. (2014). The spatiotemporal program of DNA replication is associated with specific combinations of chromatin marks in human cells. PLoS Genet 10, e1004282.

319.Pironon N., Puechberty J., Roizes G. (2010). Molecular and evolutionary characteristics of the fraction of human alpha satellite DNA associated with CENP-A at the centromeres of chromosomes 1, 5, 19, and 21. BMC Genomics 11, 195.

320.Pletnev S., Gurskaya N.G., Pletneva N.V., Lukyanov K.A., Chudakov D.M., Martynov V.I., Popov V.O., Kovalchuk M.V., Wlodawer A., Dauter Z, et al. (2009). Structural basis for phototoxicity of the genetically encoded photosensitizer KillerRed. J Biol Chem 284, 3202832039.

321.Ponicsan S.L., Kugel J.F., Goodrich J.A. (2010). Genomic gems: SINE RNAs regulate mRNA production. Curr Opin Genet Dev 20, 149-155.

322.Povirk L.F. (1996). DNA damage and mutagenesis by radiomimetic DNA-cleaving agents: bleomycin, neocarzinostatin and other enediynes. Mutat Res 355, 71-89.

323.Qi D., Hu Y., Li J., Peng T., Su J., He Y., Ji W. (2015). Hyperthermia Induces Apoptosis of 786-O Cells through Suppressing Ku80 Expression. PLoS One 10, e0122977.

324.Raaphorst G.P., Feeley M.M., Chu G.L., Dewey W.C. (1993). A comparison of the enhancement of radiation sensitivity and DNA polymerase inactivation by hyperthermia in human glioma cells. Radiat Res 134, 331-336.

325.Raaphorst G.P., Yang D.P. (2005). The evaluation of thermal cisplatin sensitization in normal and XP human cells using mild hyperthermia at 40 and 41 degrees C. Anticancer Res 25, 2649-2653.

326.Radons J. (2016). The human HSP70 family of chaperones: where do we stand? Cell Stress Chaperones 21, 379-404.

327.Rakotomalala L., Studach L., Wang W.H., Gregori G., Hullinger R.L., Andrisani O. (2008). Hepatitis B virus X protein increases the Cdt1-to-geminin ratio inducing DNA re-replication and polyploidy. J Biol Chem 283, 28729-28740.

328.Raoof M., Zhu C., Cisneros B.T., Liu H., Corr S.J., Wilson L.J., Curley S.A. (2014). Hyperthermia inhibits recombination repair of gemcitabine-stalled replication forks. J Natl Cancer Inst 106.

329.Ravanat J.L., Sauvaigo S., Caillat S., Martinez G.R., Medeiros M.H., Di Mascio P., Favier A., Cadet J. (2004). Singlet oxygen-mediated damage to cellular DNA determined by the comet assay associated with DNA repair enzymes. Biol Chem 385, 17-20.

330.Reinhold H.S., Endrich B. (1986). Tumour microcirculation as a target for hyperthermia. Int J Hyperthermia 2, 111-137.

331.Richard V., Kaeffer N., Thuillez C. (1996). Delayed protection of the ischemic heart--from pathophysiology to therapeutic applications. Fundam Clin Pharmacol 10, 409-415.

332.Richter K., Haslbeck M., Buchner J. (2010). The heat shock response: life on the verge of death. Mol Cell 40, 253-266.

333.Ritossa F.M. (1962). A new puffing pattern induced by temperature shock and DNP in Drosophila. Experientia 18, 571-573.

334.Rivera R.M., Kelley K.L., Erdos G.W., Hansen P.J. (2003). Alterations in ultrastructural morphology of two-cell bovine embryos produced in vitro and in vivo following a physiologically relevant heat shock. Biol Reprod 69, 2068-2077.

335.Rogakou E.P., Boon C., Redon C., Bonner W.M. (1999). Megabase chromatin domains involved in DNA double-strand breaks in vivo. J Cell Biol 146, 905-916.

336.Rogakou E.P., Pilch D.R., Orr A.H., Ivanova V.S., Bonner W.M. (1998). DNA double-stranded breaks induce histone H2AX phosphorylation on serine 139. J Biol Chem 273, 5858-5868.

337.Roos C.M., Zhang B., Palmer A.K., Ogrodnik M.B., Pirtskhalava T., Thalji N.M., Hagler M., Jurk D., Smith L.A., Casaclang-Verzosa G., et al. (2016). Chronic senolytic treatment alleviates established vasomotor dysfunction in aged or atherosclerotic mice. Aging Cell.

338.Rougvie A.E., Lis J.T. (1988). The RNA polymerase II molecule at the 5' end of the uninduced hsp70 gene of D. melanogaster is transcriptionally engaged. Cell 54, 795-804.

339.Rowe T.C., Chen G.L., Hsiang Y.H., Liu L.F. (1986). DNA damage by antitumor acridines mediated by mammalian DNA topoisomerase II. Cancer Res 46, 2021-2026.

340.Ruiz-Gonzalez R., Cortajarena A.L., Mejias S.H., Agut M., Nonell S., Flors C. (2013). Singlet oxygen generation by the genetically encoded tag miniSOG. J Am Chem Soc 135, 9564-9567.

341.Ryumina A.P., Serebrovskaya E.O., Shirmanova M.V., Snopova L.B., Kuznetsova M.M., Turchin I.V., Ignatova N.I., Klementieva N.V., Fradkov A.F., Shakhov B.E., et al. (2013). Flavoprotein miniSOG as a genetically encoded photosensitizer for cancer cells. Biochim Biophys Acta 1830, 5059-5067.

342.Salama R., Sadaie M., Hoare M., Narita M. (2014). Cellular senescence and its effector programs. Genes Dev 28, 99-114.

343.San Filippo J., Sung P., Klein H. (2008). Mechanism of eukaryotic homologous recombination. Annu Rev Biochem 77, 229-257.

344.Sandqvist A., Bjork J.K., Akerfelt M., Chitikova Z., Grichine A., Vourc'h C., Jolly C., Salminen T.A., Nymalm Y., Sistonen L. (2009). Heterotrimerization of heat-shock factors 1 and 2 provides a transcriptional switch in response to distinct stimuli. Mol Biol Cell 20, 1340-1347.

345.Sato C., Nakayama T., Kojima K., Nishimoto Y., Nakamura W. (1981). Effects of hyperthermia on cell surface charge and cell survival in mastocytoma cells. Cancer Res 41, 4107-4110.

346.Schroder M., Kaufman R.J. (2005). The mammalian unfolded protein response. Annu Rev Biochem 74, 739-789.

347.Seno J.D., Dynlacht J.R. (2004). Intracellular redistribution and modification of proteins of the Mre11/Rad50/Nbs1 DNA repair complex following irradiation and heat-shock. J Cell Physiol 199, 157-170.

348.Serebrovskaya E.O., Gorodnicheva T.V., Ermakova G.V., Solovieva E.A., Sharonov G.V., Zagaynova E.V., Chudakov D.M., Lukyanov S., Zaraisky A.G., Lukyanov K.A. (2011). Light-induced blockage of cell division with a chromatin-targeted phototoxic fluorescent protein. Biochem J 435, 65-71.

349.Serrano M., Lin A.W., McCurrach M.E., Beach D., Lowe S.W. (1997). Oncogenic ras provokes premature cell senescence associated with accumulation of p53 and p16INK4a. Cell 88, 593-602.

350.Shao R.G., Cao C.X., Zhang H., Kohn K.W., Wold M.S., Pommier Y. (1999). Replication-mediated DNA damage by camptothecin induces phosphorylation of RPA by DNA-

dependent protein kinase and dissociates RPA:DNA-PK complexes. EMBO J 18, 13971406.

351.Shelton S.N., Dillard C.D., Robertson J.D. (2010). Activation of caspase-9, but not caspase-2 or caspase-8, is essential for heat-induced apoptosis in Jurkat cells. J Biol Chem 285, 40525-40533.

352.Shimura T., Martin M.M., Torres M.J., Gu C., Pluth J.M., DeBernardi M.A., McDonald J.S., Aladjem M.I. (2007). DNA-PK is involved in repairing a transient surge of DNA breaks induced by deceleration of DNA replication. J Mol Biol 367, 665-680.

353.Shu X., Lev-Ram V., Deerinck T.J., Qi Y., Ramko E.B., Davidson M.W., Jin Y., Ellisman M.H., Tsien R.Y. (2011). A genetically encoded tag for correlated light and electron microscopy of intact cells, tissues, and organisms. PLoS Biol 9, e1001041.

354.Singh P.B., Georgatos S.D. (2002). HP1: facts, open questions, and speculation. J Struct Biol 140, 10-16.

355.Singh U., Bongcam-Rudloff E., Westermark B. (2009). A DNA sequence directed mutual transcription regulation of HSF1 and NFIX involves novel heat sensitive protein interactions. PLoS One 4, e5050.

356.Smith M.M. (2002). Centromeres and variant histones: what, where, when and why? Curr Opin Cell Biol 14, 279-285.

357.Smith S., de Lange T. (2000). Tankyrase promotes telomere elongation in human cells. Curr Biol 10, 1299-1302.

358.Solarczyk K.J., Kordon M., Berniak K., Dobrucki J.W. (2016). Two stages of XRCC1 recruitment and two classes of XRCC1 foci formed in response to low level DNA damage induced by visible light, or stress triggered by heat shock. DNA Repair (Amst) 37, 12-21.

359.Song C.W., Park H.J., Lee C.K., Griffin R. (2005). Implications of increased tumor blood flow and oxygenation caused by mild temperature hyperthermia in tumor treatment. Int J Hyperthermia 21, 761-767.

360.Song C.W., Patten M.S., Chelstrom L.M., Rhee J.G., Levitt S.H. (1987). Effect of multiple heatings on the blood flow in RIF-1 tumours, skin and muscle of C3H mice. Int J Hyperthermia 3, 535-545.

361.Song C.W., Shakil A., Osborn J.L., Iwata K. (2009). Tumour oxygenation is increased by hyperthermia at mild temperatures. 1996. Int J Hyperthermia 25, 91-95.

362.Sonna L A., Gaffin S.L., Pratt R.E., Cullivan M.L., Angel K.C., Lilly C M. (2002). Effect of acute heat shock on gene expression by human peripheral blood mononuclear cells. J ApplPhysiol (1985) 92, 2208-2220.

363.Sordet O., Nakamura A.J., Redon C.E., Pommier Y. (2010). DNA double-strand breaks and ATM activation by transcription-blocking DNA lesions. Cell Cycle 9, 274-278.

364.Sordet O., Redon C.E., Guirouilh-Barbat J., Smith S., Solier S., Douarre C., Conti C., Nakamura A.J., Das B.B., Nicolas E., etal. (2009). Ataxia telangiectasia mutated activation by transcription- and topoisomerase I-induced DNA double-strand breaks. EMBO Rep 10, 887-893.

365.Sottile ML., Losinno A.D., Fanelli M.A., Cuello-Carrion F.D., Montt-Guevara M.M., Vargas-Roig L.M., Nadin S B. (2015). Hyperthermia effects on Hsp27 and Hsp72 associations with mismatch repair (MMR) proteins and cisplatin toxicity in MMR-deficient/proficient colon cancer cell lines. Int J Hyperthermia 31, 464-475.

366.Spiro I.J., Denman D.L., Dewey W.C. (1983). Effect of hyperthermia on isolated DNA polymerase-beta. Radiat Res 95, 68-77.

367.Stecklein S.R., Kumaraswamy E., Behbod F., Wang W., Chaguturu V., Harlan-Williams L.M., Jensen R.A. (2012). BRCA1 and HSP90 cooperate in homologous and nonhomologous DNA double-strand-break repair and G2/M checkpoint activation. Proc Natl AcadSci USA 109, 13650-13655.

368.Stevenson M.A., Calderwood S.K., Hahn G M. (1987). Effect of hyperthermia (45 degrees C) on calcium flux in Chinese hamster ovary HA-1 fibroblasts and its potential role in cytotoxicity and heat resistance. Cancer Res 47, 3712-3717.

369.Stewart G.S., Wang B., Bignell C.R., Taylor A.M., Elledge S.J. (2003). MDC1 is a mediator of the mammalian DNA damage checkpoint. Nature 421, 961-966.

370. Stewart M.D., Li J., Wong J. (2005). Relationship between histone H3 lysine 9 methylation, transcription repression, and heterochromatin protein 1 recruitment. Mol Cell Biol 25, 25252538.

371.Stiff T., O'Driscoll M., Rief N., Iwabuchi K., Lobrich M., Jeggo P.A. (2004). ATM and DNA-PK function redundantly to phosphorylate H2AX after exposure to ionizing radiation.

Cancer Res 64, 2390-2396.

372.Storer M., Mas A., Robert-Moreno A., Pecoraro M., Ortells M.C., Di Giacomo V., Yosef R., Pilpel N., Krizhanovsky V., Sharpe J., et al. (2013). Senescence is a developmental mechanism that contributes to embryonic growth and patterning. Cell 155, 1119-1130.

373.Sun L., Lamont S.J., Cooksey A.M., McCarthy F., Tudor C.O., Vijay-Shanker K., DeRita R.M., Rothschild M., Ashwell C., Persia M.E., et al. (2015). Transcriptome response to heat stress in a chicken hepatocellular carcinoma cell line. Cell Stress Chaperones 20, 939-950.

374.Suzue K., Zhou X., Eisen H.N., Young R.A. (1997). Heat shock fusion proteins as vehicles for antigen delivery into the major histocompatibility complex class I presentation pathway. Proc Natl Acad Sci USA 94, 13146-13151.

375.Tabuchi Y., Takasaki I., Wada S., Zhao Q.L., Hori T., Nomura T., Ohtsuka K., Kondo T. (2008). Genes and genetic networks responsive to mild hyperthermia in human lymphoma U937 cells. Int J Hyperthermia 24, 613-622.

376.Tachibana K.E., Gonzalez M.A., Guarguaglini G., Nigg E.A., Laskey R.A. (2005). Depletion of licensing inhibitor geminin causes centrosome overduplication and mitotic defects. EMBO Rep 6, 1052-1057.

377.Takahashi A., Matsumoto H., Nagayama K., Kitano M., Hirose S., Tanaka H., Mori E., Yamakawa N., Yasumoto J., Yuki K., et al. (2004). Evidence for the involvement of doublestrand breaks in heat-induced cell killing. Cancer Res 64, 8839-8845.

378.Takahashi A., Mori E., Ohnishi T. (2010a). The foci of DNA double strand break-recognition proteins localize with gammaH2AX after heat treatment. J Radiat Res 51, 9195.

379.Takahashi A., Mori E., Somakos G.I., Ohnishi K., Ohnishi T. (2008). Heat induces gammaH2AX foci formation in mammalian cells. Mutat Res 656, 88-92.

380.Takahashi A., Mori E., Su X., Nakagawa Y., Okamoto N., Uemura H., Kondo N., Noda T., Toki A., Ejima Y., et al. (2010b). ATM is the predominant kinase involved in the phosphorylation of histone H2AX after heating. J Radiat Res 51, 417-422.

381.Takai H., Smogorzewska A., de Lange T. (2003). DNA damage foci at dysfunctional telomeres. Curr Biol 13, 1549-1556.

382.Tanabe M., Nakai A., Kawazoe Y., Nagata K. (1997). Different thresholds in the responses of two heat shock transcription factors, HSF1 and HSF3. J Biol Chem 272, 15389-15395.

383.Tao L., Dong Z., Leffak M., Zannis-Hadjopoulos M., Price G. (2000). Major DNA replication initiation sites in the c-myc locus in human cells. J Cell Biochem 78, 442-457.

384.Teves S.S., Henikoff S. (2011). Heat shock reduces stalled RNA polymerase II and nucleosome turnover genome-wide. Genes Dev 25, 2387-2397.

385.Teves S.S., Henikoff S. (2013). The heat shock response: A case study of chromatin dynamics in gene regulation. Biochem Cell Biol 91, 42-48.

386.Thompson L.H. (2012). Recognition, signaling, and repair of DNA double-strand breaks produced by ionizing radiation in mammalian cells: the molecular choreography. Mutat Res 751, 158-246.

387.Toraya-Brown S., Fiering S. (2014). Local tumour hyperthermia as immunotherapy for metastatic cancer. Int J Hyperthermia 30, 531-539.

388.Toussaint O., Medrano E.E., von Zglinicki T. (2000). Cellular and molecular mechanisms of stress-induced premature senescence (SIPS) of human diploid fibroblasts and melanocytes. Exp Gerontol 35, 927-945.

389.Toussaint O., Royer V., Salmon M., Remacle J. (2002). Stress-induced premature senescence and tissue ageing. Biochem Pharmacol 64, 1007-1009.

390.Trepel J., Mollapour M., Giaccone G., Neckers L. (2010). Targeting the dynamic HSP90 complex in cancer. Nat Rev Cancer 10, 537-549.

391.Trinklein N.D., Murray J.I., Hartman S.J., Botstein D., Myers R.M. (2004). The role of heat shock transcription factor 1 in the genome-wide regulation of the mammalian heat shock response. Mol Biol Cell 15, 1254-1261.

392.Tu S., McStay G.P., Boucher L.M., Mak T., Beere H.M., Green D R. (2006). In situ trapping of activated initiator caspases reveals a role for caspase-2 in heat shock-induced apoptosis. Nat Cell Biol 8, 72-77.

393.Turner T., Caspari T. (2014). When heat casts a spell on the DNA damage checkpoints. Open Biol 4, 140008.

394.Valenzuela M.T., Nunez M.I., Villalobos M., Siles E., McMillan T.J., Pedraza V., Ruiz de Almodovar J.M. (1997). A comparison of p53 and p16 expression in human tumor cells treated with hyperthermia or ionizing radiation. Int J Cancer 72, 307-312.

395.van den Tempel N., Horsman M.R., Kanaar R. (2016). Improving efficacy of hyperthermia in oncology by exploiting biological mechanisms. Int J Hyperthermia 32, 446-454.

396.van der Zee J., Gonzalez G.D. (2002). The Dutch Deep Hyperthermia Trial: results in cervical cancer. Int J Hyperthermia 18, 1-12.