Сравнительная характеристика основных биологических свойств различных штаммов герпесвируса лошадей 1 тема диссертации и автореферата по ВАК РФ 16.00.03, кандидат биологических наук Чернявцева, Анастасия Павловна

  • Чернявцева, Анастасия Павловна
  • кандидат биологических науккандидат биологических наук
  • 2006, Москва
  • Специальность ВАК РФ16.00.03
  • Количество страниц 136
Чернявцева, Анастасия Павловна. Сравнительная характеристика основных биологических свойств различных штаммов герпесвируса лошадей 1: дис. кандидат биологических наук: 16.00.03 - Ветеринарная эпизоотология, микология с микотоксикологией и иммунология. Москва. 2006. 136 с.

Оглавление диссертации кандидат биологических наук Чернявцева, Анастасия Павловна

I. ВВЕДЕНИЕ.

II. ОБЗОР ЛИТЕРАТУРЫ.

2.1. Историческая справка.

2.2. Таксономия герпесвирусов лошадей.

2.3. Морфология.

2.4. Формы заболевания.

2.4.1. Респираторная форма.

2.4.2. Абортогенная форма.

2.4.3. Генитальная форма.

2.4.4. Нервная форма.

III. СОБСТВЕННЫЕ ИССЛЕДОВАНИЯ.

3.1. Материалы и методы.

3.1.1. Вирусы.

3.1.2. Клеточные культуры.

3.1.3. Животные.

3.1.4. Культивирование вирусов.

3.1.5. Титрование вирусов.

3.1.6. Реакция нейтрализации.

3.1.7. Экспериментальная инфекция.

3.1.8. Реизоляция вируса.

3.1.9. Полимеразная цепная реакция.

3.1.10. Гистологическое исследование.

3.1.11. Непрямой иммунофлуоресцентный анализ.

3.1.12. Статистическая обработка результатов.

3.2. Культуральные свойства эпизоотических штаммов ВГЛ-1, использованных в работе.

3.3. Нейропатогенность эпизоотических штаммов ВГЛ-1 для белых мышей линии BALB/c.

3.4. Патоморфологические и иммуногистологические исследования.

3.5. Нейропатогенность вакцинных штаммов ВГЛ-1 для белых мышей линии BALB/c.

IV. ОБСУЖДЕНИЕ.

V. ВЫВОДЫ.

VI. ПРАКТИЧЕСКИЕ ПРЕДЛОЖЕНИЯ.

Рекомендованный список диссертаций по специальности «Ветеринарная эпизоотология, микология с микотоксикологией и иммунология», 16.00.03 шифр ВАК

Введение диссертации (часть автореферата) на тему «Сравнительная характеристика основных биологических свойств различных штаммов герпесвируса лошадей 1»

В последние годы произошли изменения в структуре коневодства России, которое в основном представлено тремя направлениями. Первое - племенное коневодство, которое даёт высокоценных племенных лошадей разного назначения (для классических видов конного спорта, конно-спортивных школ, секций, клубов и т.д.).

В России функционируют 74 конных завода, 400 племенных конеферм, 42 ипподрома.

Наиболее многочисленное поголовье - около 54% от общего количества лошадей - содержится в личных и подсобных хозяйствах. Как и прежде, коневодство имеет многостороннюю хозяйственную направленность.

Второе по величине направление - продуктивное коневодство - развито, преимущественно, в Восточных районных страны, располагающих большими территориями природных пастбищ. В районах развитого табунного коневодства, например в республике Саха (Якутия), на долю конины в мясном коневодстве приходится 20 - 25%.

Молочное коневодство предусматривает получение кобыльего молока на специализированных фермах и производство из него высокоценного пищевого, диетического и лечебного продукта - кумыса.

Основной целью развития коневодческой отрасли на период до 2015 г. является полное обеспечение сельскохозяйственных, спортивных и других организаций различного назначения и форм собственности, а также физических лиц высококачественными лошадьми (Программа развития коневодства в РФ на период до 2015г., Минсельхоз РФ, в материалах третьего Всероссийского съезда коннозаводчиков, 2004).

В связи с указанным большое значение приобретает обеспечение ветеринарного благополучия отрасли.

К числу наиболее распространённых и опасных вирусных болезней лошадей относится ринопневмония - герпесвирусная инфекция 1. Болезнь характеризуется значительным разнообразием форм клинического проявления. Форма течения ВГЛ-1 инфекции зависит от многих причин: пола, возраста, физиологического состояния (жерёбости), инфицирующей дозы возбудителя, иммунного статуса животных и в значительной степени от биологических свойств возбудителя. В структуре инфекционной патологии лошадей ВГЛ-1 является одной из главных причин респираторных болезней, абортов, перинатальной смерти жеребят и поражения нервной системы.

Нервное проявление ВГЛ-1 инфекции было впервые описано в Норвегии в 1966 г (F. Saxegaard, 1966). С тех пор нервная форма ВГЛ-1 инфекции была описана почти в каждой стране. В нашей стране нервную форму ринопневмонии впервые описал К.П. Юров (1984).

Актуальность темы.

Не смотря на то, что в нашей стране нервно-паралитическая форма ВГЛ-1 инфекции регистрируется в виде локальных вспышек, в ряде стран с развитым коневодством (США, Канада, страны Европы) в последние годы отмечается значительное увеличение заболеваемости лошадей с поражением ЦНС. Экономическая значимость этих вспышек определяется тем, что поражаются высокоценные племенные и спортивные лошади. По данным ряда авторов, проявление нервной формы ВГЛ-1 инфекции варьирует от единичных спорадических случаев до поражения 90 % поголовья. Смертность от болезни также значительно изменяется в течение различных вспышек и может достигать 40 - 50 % (J.A. Mumford and N. Edington, 1980; M.J. Studdert et al., 1981; M.J. Studdert, 1983; C. van-Maanen et al., 2001; B. Stierstorfer et al., 2002; G.P. Allen et al., 2006). Переболевшие лошади теряют свою племенную или спортивную ценность.

Кроме того, в последние годы появились сообщения об интродукции нейропатогенных вариантов ВГЛ-1 в популяции животных других видов: зебры, газели Томпсона, жирафа.

Распространение нервно-паралитической формы ринопневмонии ряд исследователей связывает с появлением новых доминантных штаммов вследствие мутантных изменений в геноме ВГЛ-1 (В. Stierstorfer et al., 2002; J.P. Tearle et al., 2003; M.J. Studdert et al., 2003; A.K. Gupta et al., 2005; J.R. Patel and J. Heldens, 2005 и др.). При этом происходит вытеснение старых эпизоотических вариантов (штаммов) ВГЛ-1. Эти изменения неизбежно определяют необходимость переоценки эффективности существующих средств и методов борьбы с инфекцией.

В связи с этим особенно актуальными являются исследования по изоляции и изучению штаммов в случае абортов у кобыл и респираторной инфекции у жеребят, выявлению нейропатогенных вариантов вируса.

Цель и задачи.

В связи с вышеуказанным целью нашей работы являлось: выявление и изучение нейропатогенных штаммов вируса герпеса лошадей 1, изолированных из абортированных плодов и респираторных органов лошадей и находившихся в активной циркуляции в различных регионах стран СНГ в период с 1974 по 2004 гг.; изыскание метода контроля реактогенности (нейропатогенности) коммерческих вирус-вакцин против ринопневмонии лошадей.

Для достижения указанной цели были поставлены следующие задачи:

- отработать методики культивирования эпизоотических штаммов ВГЛ-1 in vitro; индикации вируса в реакции непрямой иммунофлуоресценции; индикации вирусной ДНК в ПЦР;

- изыскать адекватную лабораторную модель для оценки вирулентности эпизоотических штаммов ВГЛ 1;

- изучить в сравнительном аспекте особенности экспериментальной инфекции у лабораторных животных (белых мышей линии BALB/c) при заражении их различными штаммами ВГЛ-1;

- разработать лабораторный метод контроля реактогенности (нейропатогенности) коммерческих вирус-вакцин.

Научная новизна.

Впервые предложен метод дифференциации штаммов ВГЛ-1 по их нейропатогенности для лабораторных животных (белых мышей линии BALB/c). Изучены нейропатогенные свойства эпизоотических штаммов ВГЛ-1, изолированных на территории ряда стран СНГ в период с 1974 г. по 2004 г. Установлено, что девять штаммов из шестнадцати исследованных (56%) обладают нейропатогенными свойствами. У мышат-сосунков линии BALB/c эти штаммы при интрацеребральной инокуляции вызывают нервно-паралитическое заболевание с 100% летальным исходом. Показано, что нейропатогенность свойственна штаммам возбудителя, изолированным из абортированных плодов кобыл.

Меньшее число штаммов (44%), выделенных преимущественно из органов дыхания жеребят, при интрацеребральной инокуляции слабовирулентны и не вызывают появления симптомов поражения ЦНС.

Полученные результаты позволяют объяснить причины возникновения вспышек заболевания лошадей с симптомами поражения ЦНС, их взаимосвязь с вирусными абортами у кобыл.

Практическая значимость.

Предложена лабораторная модель для дифференциации эпизоотических штаммов ВГЛ-1 по их нейропатогенным свойствам. Оценка нейропатогенности штаммов ВГЛ-1 позволяет проводить отбор штаммов, перспективных для создания новых и совершенствования существующих средств диагностики и специфической профилактики герпесвирусных инфекций лошадей. Оценка вирулентности вакцинных штаммов на лабораторных животных (белых мышах линии BALB/c) может служить методом контроля реактогенности (нейропатогенности) вакцин против ринопневмонии лошадей. коммерческих вирус

Апробация работы.

Материалы работы были представлены на международном симпозиуме «Научные основы обеспечения защиты животных от экзотоксинов, радионуклидов и возбудителей опасных инфекционных заболеваний» (Казань, 2005 г.). Основные положения, выводы и практические предложения, изложенные в диссертации, обсуждены и одобрены на межлабораторном научно-производственном совещании научных сотрудников ГНУ ВИЭВ им. Я.Р. Коваленко (Москва, 2006 г.).

Публикации.

По теме диссертации опубликовано 2 научные работы.

Структура и объём работы.

Материалы диссертации изложены на! 136 страницах компьютерного текста и состоят из следующих разделов: введение, обзор литературы, собственные исследования, выводы, практические предложения, список литературы. Список литературы содержит 165 источников, из них 145 - иностранные. Диссертация иллюстрирована одной схемой, 11 таблицами, 21 рисунком.

Похожие диссертационные работы по специальности «Ветеринарная эпизоотология, микология с микотоксикологией и иммунология», 16.00.03 шифр ВАК

Заключение диссертации по теме «Ветеринарная эпизоотология, микология с микотоксикологией и иммунология», Чернявцева, Анастасия Павловна

V. выводы.

1. Белые мыши линии BALB/c являются адекватной лабораторной моделью для выявления и изучения нейропатогенных свойств различных эпизоотических и аттенуированных штаммов вируса герпеса лошадей 1.

2. Установлено, что в числе штаммов ВГЛ-1, находившихся в активной циркуляции на территории ряда стран СНГ в период с 1974 по 2004 гг., более половины (56%) обладают выраженной нейропатогенностью для мышей линии BALB/c. Другая группа штаммов (44%) при интрацеребральной инокуляции мышатам линии BALB/c не вызывает видимых признаков поражения ЦНС.

3. Показано, что нейропатогенность свойственна, главным образом, штаммам возбудителя, выделенным из абортированных плодов.

4. Все штаммы, изолированные из респираторных органов жеребят, а также отдельные штаммы из абортированных плодов, не вызывают у мышей поражения ЦНС. Экспериментальная инфекция характеризуется у них только угнетением и задержкой в росте.

5. Изучение нейропатогенности трёх коммерческих препаратов на основе аттенуированных штаммов ВГЛ-1 показало, что производственный вакцинный штамм RPK обладает выраженными нейропатогенными свойствами для мышей линии BALB/c. Два других штамма (СВ/69 и Rhinomune) не патогенны для белых мышей. Следовательно, метод интрацеребрального заражения мышат-сосунков линии BALB/c может быть рекомендован для контроля реактогенности (нейропатогенности) коммерческих вирус-вакцин против ВГЛ-1.

VI. ПРАКТИЧЕСКИЕ ПРЕДЛОЖЕНИЯ.

Материалы диссертации использованы в дополнении, подготовленном Референтной лабораторией МЭБ по ринопневмонии лошадей (эксперт К.П. Юров) для нового издания «Manual of Standards for Diagnostic Tests and Vaccines», раздел Equine diseases in list В, глава Equine rhinopneumonitis, Office International des Epizooties.

Список литературы диссертационного исследования кандидат биологических наук Чернявцева, Анастасия Павловна, 2006 год

1. Крюков Н.Н., Юров К.П. Выделение вируса аборта кобыл // Труды ВИЭВ 1970.-С. 31-33.

2. Олейник Н.Н., Коваленко С.Е. Энзоотия вирусного аборта у лошадей // В сб.: Ветеринария, Киев, Урожай 1966. - Вып.6 - С.65-71.

3. Орлянкин Б.Г. Классификация и номенклатура ДНК-содержащих вирусов позвоночных. Обзор // Сельскохозяйственная биология 1995. -№4.-С. 3-15.

4. Практикум по ветеринарной вирусологии / Н.И. Троценко, Р.В. Белоусова, Э.А. Преображенская. 2-е изд., перераб. и доп. - М.: Колос, 2000.-272 с.

5. Сергеев В.А., Орлянкин Б.Г. Структура и биология вирусов животных. -М., Колос, 1983.-335с.

6. Шубуладзе А.К., Маевская Т.М. Герпес. М., Медицина, 1971. - 210с.

7. Юров К.П. Антигенная структура возбудителей, совершенствование диагностики и борьбы с некоторыми вирусными болезнями лошадей // Труды ВИЭВ 1984. - Т. 58 - С. 22-28.

8. Юров К.П. Биологические свойства штаммов вируса ринопневмонии лошадей и особенности течения этой инфекции // Труды ВИЭВ 1979. -Т. 49 - С. 64-68.

9. Юров К.П. Герпесвирусные болезни лошадей. В сб.: Актуальные вопросы ветеринарной вирусологии. - Казань, 1980. - С. 14.

10. Ю.Юров К.П. Диагностика респираторных болезней жеребят // Ветеринария. 1980. -№10. - С. 65-66.11 .Юров К.П. Инфекционные болезни лошадей. М., Росагропромиздат, 1991.-С. 169-175.

11. Юров К.П. Инфекционные болезни лошадей. М., Издательский Дом «Грааль», 2000. - С. 18-37.

12. Юров К.П. Некоторые вопросы экологии вирусов лошадей // Труды ВИЭВ 1976. - Т.44

13. Юров К.П. Профилактика вирусных болезней лошадей. М., Колос, 1984.-142с.

14. Юров К.П., Крюков Н.Н. Выявление вируса ринопневмонии лошадей методом иммунолюминесценции // Ветеринария. 1972. - №7. - С. 5354.16.10ров К.П., Крюков Н.Н. Ринопневмония лошадей // Коневодство и конный спорт. 1969.-№12.-С. 31.

15. Юров К.П., Крюков Н.Н., Надточей Г.А. Штамм вируса ринопневмонии equine rhinopneumonitis virus СВ-69, используемый для изготовления вакцины. Авт. Св. № 974650 от 14.06.82.

16. Юров К.П., Сологуб В.К. Болезни органов дыхания жеребят // Коневодство и конный спорт. 1976. - №8. - С. 33-34.

17. Юров К.П., Сологуб В.К. Выделение латентного герпетического вируса лошадей // Ветеринария. 1974. - №4. - С. 49-50.

18. Юров К.П., Сологуб В.К. Ускоренная серологическая диагностика ринопневмонии лошадей // Материалы 21-го Всемирного Вет. Конгресса. 1976. - Т.6. - С. 20.

19. Yurov К.Р. Antibody responses in mares infected with rhinopneumonitistVivirus. -Proc. 4 Int. Conf. on Equine Inf. Dis., Kentucky, 1978, p. 43.

20. Yurov K.P., Sologub V.K. Application of the hemagglutination inhibition test for the diagnosis of equine herpesvirus 1 infection. Proc. 4th Int. Conf. on Equine Inf. Dis., Kentucky, 1978, pp. 43-48.

21. Albrecht J.C., Nicholas J., Biller D., Cameron K.R., Biesinger В., Newman C., Wittmann S., Craxton M.A., Coleman H., Fleckenstein В., Honess R.W. Primary structure of the herpesvirus saimiri genome // J. Virol. 1992. - 66: 5047-5058.

22. Allen G.P. and Bryans J.T. Molecular epizootology, pathogenesis and prophylaxis of equine herpesvirus-1 infection // Prog. Vet. Microbiol, and Immunol. 1986. - 2: 78-144.

23. Allen G.P., Yeargan M.R., Turtinen L.W., Bryans J.T., McCollum W.H. Molecular epizootiologic studies of equine herpesvirus-1 infections by restriction endonuclease fingerprinting of viral DNA // Am. J. Vet. Res. -1983.-44(2): 263-271.

24. Allen G.P., Yeargan M.R., Turtinen L.W., Bryans J.T. A new field strain of equine abortion virus (equine herpesvirus-1) among Kentucky horses // Am. J. Vet. Res.- 1985.-46(1): 138-140.

25. Allen G.P. Antemortem detection of latent infection with neuropathogenic strains of equine herpesvirus-1 in horses // Am. J. Vet. Res. 2006. - 67(8): 1401-1405.

26. Awan A.R., Chong Y.C., Field HJ. The pathogenesis of equine herpesvirus type 1 in the mouse: a new model for studying host responses to the infection // J. Gen. Virol. 1990. -71:1131 -1140.

27. Batra S.K., Jain N.C., Tewari S.C. Isolation and characterization of EHV-1 herpes virus associated with paralysis in equine // Indian Journal of Animal Sciences. 1982. - 52: 671-677.

28. Bitsch V, Dam A. Nervous disturbances in horses in relation to infection with equine rhinopneumonitis virus // Acta Vet. Scand. 1971. - 12(1): 134-136.

29. Blunden A.S, Whitwell K.E, Pegler K.M. An outbreak of paralysis associated with equine herpes virus type 1 infection in a livery stable // Prog. Vet. Neurol. 1993. - 3: 95-100.

30. Booy F.P, Newcomb W.W, Trus B.L, Brown J.C, Baker T.S, Steven A.C. Liquid-crystalline phage-like packing of encapsidated DNA in hepres simplex virus//Cell- 1991.-64: 1007-1015.

31. Borchers K. Slater J. A nested PCR for the detection and differentiation of EHV-1 and EHV-4 // J. Virol. Methods. 1993. - 45(3): 331-336.

32. Bryans J.T. Serologic response of pregnant thoroughbred mares to vaccination with an inactivated equine herpesvirus-1 vaccine. // Am. J. Vet. Res. 1980. -41: 1743-1746.

33. Buchman T.G, Roizman В., Adams G, Stover B.H. Restriction endonuclease fingerprinting of herpes simplex virus DNA: a novel epidemiological tool applied to a nosocomial outbreak // J. Infect. Dis. 1978. - 138(4): 488-498.

34. Burek J.D, Roos R.P, Narayan O. Virus-induced abortion. Studies of equine herpesvirus 1 (abortion virus) in hamsters // Lab. Invest. 1975. - 33(4): 400406.

35. Burrows R. Rhinopneumonitis virus neutralizing antibody levels of British Thoroughbred mares // Proc. 1th Int. Conf. On Equine Inf. Dis, Stresa, 1966, pp. 122-130.

36. Burrows R, Goodridge D. Experimental studies on equine herpesvirus type 1 infection // J. Reprod. Fert. 1975. - 23: 611-615.

37. Burrows R, Goodridge D. In vivo and in vitro studies of equinelbrhinopneumonitis strains // Proc. 3W Int. Conf. on Equine Inf. Dis, Paris, France, 1972, pp. 306-321.

38. Cardwell J, Smith K, Newton R, Blunden T, Bestbier M, Whitwell K. EHV paralytic disease in the south of England // Vet. Rec. 2003. - 152(14): 441-442.

39. Carroll C.R. and Westbury H.A. Isolation of equine herpesvirus 1 from the brain of a horse affected with paresis // Aust. Vet. J. 1985. - 62: 345-346.

40. Charlton K.M., Mitchell D., Girard A., Corner A.H. Meningoencephalomyelitis in horses associated with equine herpesvirus 1 infection // Vet. Pathol. 1976. - 13(1): 59-68.

41. Chowdhury S.I., Kubin G., Ludwig H. Equine herpesvirus type 1 (EHV-1) induced abortions and paralysis in a Lipizzaner stud: a contribution to the classification of equine herpesviruses // Arch. Virol. 1986. - 90(3-4): 273288.

42. Crabb B.S., and Studdert M.J. Equine herpesvirus 4 (equine rhinopneumonitis virus) and 1 (equine abortion virus) // Advances in Virus Research 1995. -45: 153-190.

43. Crowhurst F.A., Dickinson G. and Burrows R. An outbreak of paresis in mares and geldings associated with equid herpesvirus 1 // Vet. Rec. 1981. -109: 527-528.

44. Daly P., Doyle S. The development of a competitive PCR-ELISA for the detection of equine herpesvirus-1 // J. Virol. Methods. 2003. - 107(2): 237244.

45. Darlington R.W., James C. Biological and morphological aspects of the growth of equine abortion virus // J. Bacteriol. 1966. - 92: 250 - 257.

46. Del Piero F., Wilkins P.A., Timoney P.J., Kadushin J., Vogelbacker H., Lee J.W., Berkowitz S.J., La Perle K.M. Fatal nonneurological EHV-1 infection in a yearling filly // Vet. Pathol. 2000. - 37(6): 672-676.

47. Diallo I.S., Hewitson G., Wright L., Rodwell B.J., Corney B.G. Detection of equine herpesvirus type 1 using a real-time polymerase chain reaction // J. Virol. Methods. 2006. - 131(1): 92-98.

48. Dimock W.W., Edwards P.R. Infections of foetuses and foals, Kentucky Agricultural Experimental Station. Bulletin, Lexington, 1933-333 p.

49. Dinter Z., and Klingeborn B. Serological study of an outbreak of paresis due to equid herpesvirus 1 (EHV-1) // Veterinary Record. 1976. - 99: 10-12.

50. Doll E.R. Seasonal incidence and fetal age in equine virus abortion // Cornell Vet.- 1952.-42: 505-509.

51. Doll E.R., Bryans J.T. Development of complement fixing and virus-neutralizing antibodies in viral rhinopneumonitis of horses // Am. J. Vet. Res. 1962.-23:843-846.

52. Doll E.R., Bryans J.T. Epizootology of equine viral rhinopneumonitis // J. Am. Vet. Med. Ass. 1963. - 142: 31-37.

53. Doll E.R., Bryans J.T., McCollum W.H., Crowe E.W. Propagation of equine abortion virus in Syrian hamsters // Cornell. Vet. 1956. - 46: 68-82.

54. Doll E.R., Crowe M.E.W., Bryans J.T., McCollum W.H. Infection immunity in equine virus abortion // Cornell. Vet. 1955. - 45: 387-410.

55. Dunowska M., Wilks C.R., Studdert M.J., Meers J. Equine respiratory viruses in foals in New Zealand // N. Z. Vet. J. 2002. - 50(4): 140-147.

56. Dunowska M., Wilks C.R., Studdert M.J., Meers J. Viruses associated with outbreaks of equine respiratory disease in New Zealand // N. Z. Vet. J. -2002.-50(4): 132-139.

57. Edington N., Bridges C.G., Patel J.R. Endothelial cell infection and thrombosis in paralysis caused by equid herpesvirus-1: equine stroke // Arch. Virol.-1986.-90(1-2): 111-124.

58. Elia G., Decaro N., Martella V., Campolo M., Desario C., Lorusso E., Cirone F., Buonavoglia C. Detection of equine herpesvirus type 1 by real time PCR // J. Virol. Methods. 2006. - 133(1): 70-75.

59. Foote C.E., Love D.N., Gilkerson J.R., Whalley J.M. Detection of EHV-1 and EHV-4 DNA in unweaned Thoroughbred foals from vaccinated mares on a large stud farm // Equine Vet. J. 2004. - 36(4): 341-345.

60. Frampton A.RJr., Smith PM, Zhang Y, Matsumura T, Osterrieder N, O'Callaghan DJ. Contribution of gene products encoded within the unique short segment of equine herpesvirus 1 to virulence in a murine model // Virus Res. 2002. - 90(1-2): 287-301.

61. Francki R.I.B., Fauquet C.M., Knudson D.L. Classification and nomenclature of viruses. 5th Rep. Int. Ctte. Taxonomy Viruses // Arch. Virol. -1991.-2, suppl.

62. Franklin Т.Е., Daft B.M., Silverman V.J., Powers E.L., Weidenbach S.J. Serological titres and clinical observation in equines suspected of being infected with EHV-1 // California Veterinarian. 1984. - 39: 22-24.

63. Friday P.A., Scarratt W.K., Elvinger F., Timoney P.J., Bonda A. Ataxia and paresis with equine herpesvirus type 1 infection in a herd of riding school horses // J. Vet. Intern. Med. 2000. - 14(2): 197-201.

64. Gerst S., Borchers K., Gower S.M., Smith K.C. Detection of EHV-1 and EHV-4 in placental sections of naturally occurring EHV-1- and EHV-4-related abortions in the UK: use of the placenta in diagnosis // Equine Vet. J. -2003.-35(5): 430-433.

65. Goehring L.S., van Maanen C., Sloet van Oldruitenborgh-Oosterbaan M.M. Neurological syndromes among horses in The Netherlands. A 5 year retrospective survey (1999-2004) // Vet. Q. 2005. - 27(1): 11-20.

66. Greenwood R. and Simpson A. Clinical report of a paralytic syndrome affecting stallion, mares and foals on a Thoroughbred stud farm // Equine Veterinary Journal. 1980. - 12: 113-117.

67. Gupta A.K., Kaur D., Rattan В., Yadav M.P. Molecular variability in different Indian isolates of equine herpesvirus-l // Vet. Res. Commun. 2005. - 29(8): 721-734.

68. Hartley C.A., Wilks C.R., Studdert M.J., Gilkerson J.R. Comparison of antibody detection assays for the diagnosis of equine herpesvirus 1 and 4 infections in horses // Am. J. Vet. Res. 2005. - 66(5): 921-928.

69. Hasebe R., Kimura Т., Nakamura K., Ochiai K., Okazaki K., Wada R., Umemura T. Differential susceptibility of equine and mouse brain microvascular endothelial cells to equine herpesvirus 1 infection // Arch. Virol.-2006.-151(4): 775-786.

70. Hasebe R., Kimura Т., Sato E., Okazaki K., Ochiai K., Wada R., Umemura T. Equine herpesvirus-l-induced encephalomyelitis in mice: a comparative study of neuroadapted virus and its parental strain // J. Сотр. Pathol. 2002. -127(2-3): 118-125.

71. Jackson T.A., Osburn B.I., Cordy D.R., Kendrick J.W. Equine herpesvirus 1 infection of horses: studies on the experimentally induced neurologic disease // Am. J. Vet. Res. 1977. - 38(6): 709-719.

72. Johnson R.T. The pathogenesis of herpes virus encephalitis // J. Exp. Med. -1964.- 119:343-356.

73. Kawakami Y., Kaji Т., Ishizaki R., Shimisu Т., Matumoto M. Etiologic study on an outbreak of acute respiratory disease among colts due to equine rhinopneumonitis virus // Jap. J. Exp. Med. 1962. - 32: 211-229.

74. Kirisawa R., Endo A., Iwai H. and Kawakami Y. Detection and identification of equine herpesvirus-4 and -4 by polymerase chain reaction // Vet. Microbiol. 1993. - 36: 57 - 67.

75. Kirisawa R., Ohmori H., Iwai H., Kawakami Y. The genomic diversity among equine herpesvirus-1 strains isolated in Japan // Arch. Virol. 1993. - 129: 11-22.

76. Kohn C.W., Fenner W.R. Equine herpes myeloencephalopathy // Vet. Clin. North. Am. Equine Pract. 1987. - 3(2):405-419.

77. Kraft W., Grabner A., Fiebiger I. EHV-1 myeloencephalitis in the horse // Berl. Munch. Tierarztl. Wochenschr. 1982. - 95(17): 321-325.

78. Kukreja A., Love D.N., Whalley J.M., Field H.J. Study of the protective immunity of co-expressed glycoprotein H and L of equine herpesvirus-1 in a murine intranasal infection model // Veterinary Microbiology 1998. - 60:111.

79. Kukreja A., Walker C, Fitzmaurice T, Awan A, Love D.N., Whalley J.M., Field H.J. Protective effects of equine herpesvirus-1 (EHV-1) glycoprotein В in a murine model of EHV-1-induced abortion // Veterinary Microbiology -1998.-62:303-311

80. Kurtz J, Anslow P. Infantile herpes simplex encephalitis: diagnostic features and differentiation from non-accidental injury // J. Infect. 2003. - 46(1): 1216.

81. Lieberman M, Pascale A, Schafer T.W, Came P.E. Effect of antiviral agents in equine abortion virus-infected hamsters // Antimicrob. Agents Chemother. 1972.-1(2): 143-147.

82. Little P.B. and Thorsen J. Disseminated necrotizing myeloencephalitis: a herpes-associated neurological disease of horses // Vet. Pathol. 1976. - 13: 161-171.

83. Liu I.K.M. and Castleman W. Equine posterior paresis associated with equine herpesvirus 1 vaccine in California: a preliminary report // J. Equine Med. Surg.-1977.-12: 397-401.

84. Lloyd-Evans L.P. Rhinomune (rhinopneumonitis vaccine) // Vet Rec. 1982. -111(17): 401.

85. Marques C.P, Hu S, Sheng W, Cheeran M.C, Cox D, Lokensgard J.R. Interleukin-10 attenuates production of HSV-induced inflammatory mediators by human microglia // Glia. 2004. - 47(4): 358-366.

86. Matsumura Т., Sugiura Т., Imagawa H., Fukunaga Y. and Kamada M. Epizootiological aspect of type 1 and 4 equine herpesvirus infection among horses population // J. Vet. Med. Sci. 1992. - 54: 207 - 211.

87. Matthews R.E.F. Classification and nomenclature of viruses. 2th Rep. Int. Ctte. Taxonomy Viruses, Intervirology, 1972,17, pp. 1-3.

88. Matumoto M., Ishizaki R., Shimisu T. Serological survey of equine rhino pneumonitis virus infection among horses in various countries // Arch. Ges. Virusforsch. 1965. - 50: 609-623.

89. Mayr A., Bohm H., Brill J., Woycierchowska S. Charakterisierung eines Stutenabort virus aus Polen und Vergleich mit bekannten Rhinopneumonitis Virus Stammen des Pferdes // Arch. Virusforsch. 1965. -17:216-230.

90. McCann S.H.E., Mumford J.A., Binns M.M. Development of PCR assays to detect genetic variation among equine herpesvirus-1 isolates as an aid to epidemiological investigation // J. Virol. Meth. 1995. - 52(1-2): 183194.

91. McCartan C.G., Russell M.M., Wood J.L., Mumford J.A. Clinical, serological and virological characteristics of an outbreak of paresis and neonatal foal disease due to equine herpesvirus-1 on a stud farm // Vet. Rec. -1995.-136(1): 7-12.

92. Melchjorsen J., Paludan S.R. Induction of RANTES/CCL5 by herpes simplex virus is regulated by nuclear factor kappa В and interferon regulatory factor 3 // J. Gen. Virol. 2003. - 84(9): 2491-2495.

93. Meyer H., Thein P., Hubert P. Characterization of two equine herpesvirus (EHV) isolates associated with neurological disorders in horses// Zentralbl Veterinarmed B. 1987. - 34(7): 545-548.

94. Minke J.M., Audonnet J.C., Fischer L. Equine viral vaccines: the past, present and future // Vet. Res. 2004. - 35(4): 425-443.

95. Molinkova D., Celer V. Jr., Jahn P. Isolation and partial characterization of equine herpesvirus type 1 in Czechia // Folia Microbiol (Praha). 2004. - 49(5): 605-611.

96. Mumford J.A. and Edington N. EHV-1 and equine paresis // Vet. Rec. -1980.- 106:277.

97. Nowotny N., Burtscher H. and Biirki F. Neuropathogenicity for suckling mice of equine herpesvirus 1 from the Lipizzan outbreak 1983 and of selected other EHV 1 strain // J. Vet. Med. B. 1987. - 34: 441-448.

98. O'Callagan D.J., Allen G.P., Randall C.C. Structure and replication of the equine herpesviruses. Proc. 4th Int. Conf. on Equine Inf. Dis., 1978, Lion, France, pp. 1-31.

99. O'Callagan D.J., Randall C.C. Molecular anatomy herpesviruses: recent studies // Prog. Med. Virol. 1976. - 22:152-210.

100. O'Callahan D.J. The equine herpesviruses // In: Herpesviruses, 1984, New York London, Vol. 2, pp. 215-318.

101. O'Keefe J.S., Murray S., Wilkes C.R. and Moriarty K.M. Amplification and differentiation of DNA of an abortigenic (type 1) and respiratory (type 4) stran of equine herpesvirus by polymerase chain reaction // Res. Vet. Sci. -1991.-50: 349-351.

102. Olsen T.F. Equine herpesvirus myeloencephalopathy in a 14-year-old quarter horse stallion 11 Can. Vet. J. 2001. - 42(3): 217-220.

103. Ostlund E.N. The equine herpesviruses // Vet. Clin. North Am. Equine Pract. 1993.-9: 283-294.

104. Patel J.R. and Edington N. The pathogenicity in mice of respiratory, abortion and paresis isolates of equine herpesvirus-1 // Vet. Microbiol. -1983.-8(3): 301-305.

105. Patel J.R., Edington N., Mumford J.A. Variation in cellular tropism between isolates of equine herpesvirus-1 in foals // Arch. Virol. 1982. -74(1): 41-51.

106. Patel J.R., Heldens J. Equine herpesviruses 1 (EHV-1) and 4 (EHV-4) -epidemiology, disease and immunoprophylaxis: a brief review // Vet. J. -2005.- 170(1): 14-23.

107. Perdue M.L., Cohen J.C., Kemp M.C., Randall C.C., O'Callaghan D.J. Characterization of three species of nucleocapsids of equineherpesvirus type-1 (EHV-1) // Virology. 1975. - 64(1): 187-204.

108. Petzold K., Rosenbrunch M., Thein P., Merkt H. and Schulze-Spuntrup. Case of Paresis and Paralysis in a German Thoroughbred Stud // Berl. Miinch. Tierarzl. Wochenschr. 1982. - 95: 81-85.

109. Piatt H., Singh H., Whitwell K.E. Pathological observations on an outbreak of paralysis in broodmares // Equine Vet J. 1980. - 12(3): 118-126.

110. Purdy C.W. Safety of RhinoquinTM, rhinopneumonitis vaccine in foals and pregnant mares // Vet. Med. Small Anim. Clin. 1977. - 72(9): 14781480.

111. Pursell A.R., Sangster L.T., Byars T.D., Divers T.J. and Cole J.R. Neurologic disease induced by equine herpesvirus 1 // J. Am. Vet. Med. Assoc.-1979.-175: 473-474.

112. Ratho R.K., Mishra В., Hassan S. Indirect immunofluorescence test: role in seroepidemiology and serodiagnosis of herpes simplex viral infections // Indian J. Pathol. Microbiol. 2004. - 47(4): 582-585.

113. Roizman В. The family Herpesviridae: a brief introduction. // In: Fields B.N., Knipe D.M. Virology 2nd edn. Raven Press, New York, 1990, pp. 17871794.

114. Roizman B. The Family Herpesviridae. // In: Roizman В., Lopez C., Whitley R.J. The human herpesvirus. Raven Press New York, N.Y., 1993, pp. 1-10.

115. Roizman B. and Pellet P.E. The family herpesviridae. // In: Knipe D.M. and Howley P.M. A Brief Introduction in Virology, 4th edn., 2001, pp. 23812397.

116. Rosier A., Pohl M., Braune H.J., Oertel W.H., Gemsa D., Sprenger H. Time course of chemokines in the cerebrospinal fluid and serum during herpes simplex type 1 encephalitis // J. Neurol. Sci. 1998. - 157(1): 82-89.

117. Sabine M., Robertson G.R., Whalley J.M. Differentiation of subtypes of equine herpesvirus-l by restriction endonuclease analysis // Austral. Vet. J. -1981.-57: 148-149.

118. Saxegaard F. Isolation and identification of equine rhinopneumonitis virus (equine abortion virus) from cases of abortion and paralysis // Nord. Vet. Med.- 1966.- 18: 504-512.

119. Schultheiss P.C., Collins J.K., Hotaling S.F. Immunohistochemical demonstration of equine herpesvirus-l antigen in neurons and astrocytes of horses with acute paralysis // Vet. Pathol. 1997. - 34(1): 52-54.

120. Sellner J., Lenhard Т., Haas J., Einsiedel R., Meyding-Lamade U. Differential mRNA expression of neurotrophic factors GDNF, BDNF, and NT-3 in experimental herpes simplex virus encephalitis // Brain Res. Mol. Brain Res. 2005. - 137(1-2): 267-271.

121. Shimisu Т., Ishizaki R., Ishii S., Kawakami Y., Kaji R., Sugimura K., Matumoto M. Isolation of equine abortion virus from natural cases of equine abortion in horse kidney cell culture // Jap. J. Exp. Med. 1959. - 29: 643649.

122. Sloet van Oldruitenborgh-Oosterbaan M. Neurologic form of rhinopneumonia // Tijdschr Diergeneeskd. 2005. - 130(20): 629-631.

123. Smith K.S. and Borchers K. A study of the pathogenesis of equid herpesvirus-1 (EHV-1) abortion by DNA in situ hybridization // J. Сотр. Pathol.-2001.- 125: 304-310.

124. Smith K.C., Blunden A.S., Whitwell K.E., Dunn K.A., Wales A.D. A survey of equine abortion, stillbirth and neonatal death in the UK from 1988 to 1997 // Equine Vet. J. 2003. - 35(5): 496-501.

125. Studdert M.J., Simpson Т., Roizman B. Differentiation of respiratory and abortigenic isolates of equine herpesvirus 1 by restriction endonucleases // Science.-1981.-214: 562-564.

126. Studdert M.J. Restriction endonuclease DNA fingerprinting of respiratory, fetal and perinatal foal isolates of equine herpesvirus type 1 // Arch. Virol. 1983. - 77: 249-258.

127. Szeredi L., Aupperle H., Steiger K. Detection of equine herpesvirus-1 in the fetal membranes of aborted equine fetuses by immunohistochemical and in-situ hybridization techniques // J. Сотр. Pathol. 2003. - 129(2-3): 147-153.

128. Szeredi L., Palfi V., Molnar T. Comparison of methods for the diagnosis of equine herpesvirus type 1 infection // Acta Vet. Hung. 2003. -51(2): 153-163.

129. Tearle J.P., Smith K.C., Piatt A.J., Hannant D., Davis-Poynter N.J., Mumford J.A. In vitro characterisation of high and low virulence isolates of equine herpesvirus-1 and -4 // Res. Vet. Sci. 2003. - 75(1): 83-86.

130. Telford E.A.R., Watson M.S., McBride K., Davison A.J. The DNA sequence of equine herpesvirus-1 // Virology. 1992. - 189: 304-316.

131. Thein P. Infection of the central nervous system of horses with equine herpesvirus serotype 1 // J. S. Afr. Vet. Assoc. 1981. - 52(3): 239-241.

132. Thomson G.W., McCready R., Sanford E., Gagnon A. Case report: An outbreak of herpesvirus myeloencephalitis in vaccinated horses // Can. Vet. J. -1979.-20(1): 22-25.

133. Thorsen J., Little P.B. Isolation of equine herpesvirus type 1 from a horse with an acute paralytic disease // Can. J. Сотр. Med. 1975. - 39(3): 358-359.

134. Varrasso A, Dynon K, Ficorilli N, Hartley C.A, Studdert M.J, Drummer H.E. Identification of equine herpesviruses 1 and 4 by polymerase chain reaction //Aust. Vet J. 2001. - 79(8): 563-569.

135. Verheyen K, Newton J.R, Wood J.L, Birch M, Hannant I.D, Humberstone R.W. Possible case of EHV-4 ataxia in a warmblood mare letter. // Vet. Rec. 1998. - 143: 456.

136. Vernon S.K, Lawrence W.C, Cohen G.H. Morphological components of herpesvirus. I. Intercapsomeric fibrils and the geometry of the capsid // Intervirology. 1974. - 4(4): 237-248.

137. Virmani N, Verma P.C, Panisup A.S, Singh B.K. and Batra M. Comparative studies on neurotropic properties of indigenous strains of equine herpes virus-1 // Indian J. of Animal Sci. 2005. - 75(4): 393-396.

138. Walker C, Ruitenberg K.M, Love D.N, Millar Whalley J. Immunization of BALB/c mice with DNA encoding equine herpesvirus 1 (EHV-1) glycoprotein D affords partial protection in a model of EHV-1 -induced abortion // Vet. Microbiol. 2000. - 76(3): 211-220.

139. Welch H.M, Bridges C.G, Lyon A.M., Griffiths L, Edington N. Latent equid herpesviruses 1 and 4: detection and distinction using the polymerase chain reaction and co-cultivation from lymphoid tissues // J. Gen. Virol. -1992.-73(2): 261-268.

140. Whitwell K.E. and Blunden A.S. Pathological findings in horses dying during an outbreak of the paralytic form of Equid herpesvirus type 1 (EHV-1) infection // Equine Veterinary Journal. 1992. - 24:13-19.

141. Wilson W.D. Equine herpesvirus 1 myeloencephalopathy // Vet. Clin. North. Am. Pract. 1997. - 13: 53-72.

Обратите внимание, представленные выше научные тексты размещены для ознакомления и получены посредством распознавания оригинальных текстов диссертаций (OCR). В связи с чем, в них могут содержаться ошибки, связанные с несовершенством алгоритмов распознавания. В PDF файлах диссертаций и авторефератов, которые мы доставляем, подобных ошибок нет.