Структурные детерминанты устойчивости липидных мембран тема диссертации и автореферата по ВАК РФ 00.00.00, кандидат наук Гифер Полина Кирилловна

• Гифер Полина Кирилловна
• кандидат наук
• 2025

Оглавление диссертации кандидат наук Гифер Полина Кирилловна

ВВЕДЕНИЕ

Актуальность темы исследования

Цель и задачи диссертационной работы

Научная новизна

Научно-практическая значимость работы

Положения, выносимые на защиту

Степень достоверности и апробация результатов

Список публикаций по теме диссертации

Структура и объем работы

Личный вклад автора

ГЛАВА 1. ОБЗОР ЛИТЕРАТУРЫ

1.1. Биологическая мембрана, ее строение и функции

1.2. Модельные системы липидных мембран

1.2.1 Липосомы

1.2.2 Плоские бислойные липидные мембраны

1.3. Применение плоских бислойных липидных мембран в биосенсорах

1.4. Физико-химические параметры стабильности биосенсоров на основе липидного бислоя

1.4.1 Теория электропорации бислойных липидных мембран и модели порообразования

1.4.2 Атомно-силовая микроскопия биологических объектов

ГЛАВА 2. МАТЕРИАЛЫ И МЕТОДЫ

2.1. Материалы

2.2. Методы

2.2.1. Формирование бислойных липидных мембран (БЛМ)

2.2.2. Электропорация БЛМ

2.2.3. Формирование малых липосом

2.2.4. Метод атомно-силовой микроскопии в жидкости

ГЛАВА 3. РЕЗУЛЬТАТЫ И ИХ ОБСУЖДЕНИЯ

3.1. Электропорация БЛМ

3.2. Формирование бислойных липидных мембран на неорганической подложке

3.3. Взаимодействие оболочечного белка Е коронавируса SARS-CoV-2 с бислойными липидными мембранами на неорганической подложке

ЗАКЛЮЧЕНИЕ

Основные итоги выполненного исследования

Рекомендации и перспективы дальнейшей разработки темы

ОСНОВНЫЕ СОКРАЩЕНИЯ И УСЛОВНЫЕ ОБОЗНАЧЕНИЯ

СПИСОК ЦИТИРУЕМОЙ ЛИТЕРАТУРЫ

БЛАГОДАРНОСТИ

ВВЕДЕНИЕ

Введение диссертации (часть автореферата) на тему «Структурные детерминанты устойчивости липидных мембран»

Актуальность темы исследования

Клеточные мембраны представляют собой фундаментальный структурный и функциональный элемент всех живых организмов. Они имеют решающее значение для защиты клетки и ее компартментов от агрессивного воздействия внешней среды, организации управляемого транспорта веществ в клетку и из нее, а также в процессах клеточного деления, слияния и так далее. В основе строения клеточных мембран лежит липидный бислой. Благодаря амфифильной структуре молекул липидов, формирующих липидный бислой, клеточные мембраны выполняют барьерную функцию, обеспечивая избирательную проницаемость для полярных молекул и ионов строго через специализированные белки - каналы [1]. Возникновение проводящих дефектов (пор) в мембране способно нарушить клеточный гомеостаз и привести к гибели клетки. В то же время, управляемое формирование пор находит широкое применение в биомедицинских и биотехнологических технологиях, таких как доставка лекарств, электропорация и слияние клеток [2-4]. Таким образом, исследование механизма образования пор в мембранах представляет собой ключевой этап в разработке методов контроля и повышения устойчивости липидного бислоя.

В настоящее время липидные мембраны широко используются в качестве матрицы на подложке в различных сенсорных системах и биотехнологических приборах, таких как, например, секвенаторы ДНК [5-7]. Бездефектность и стабильность этого бислоя также являются ключевыми требованиями при разработке биосенсоров. Биосенсоры работают по принципу преобразования биохимического взаимодействия в сигнал, например электрическое напряжение, ток или изменение оптической плотности. Когда матрицей в биосенсоре является липидная мембрана, то при контакте с аналитом могут изменяться свойства липидного бислоя [8]. Например, могут изменяться структура и подвижность молекул или поверхностная плотность заряда мембраны, что может приводить к

увеличению или уменьшению проницаемости мембраны. Существует множество способов нарушения целостности мембран, однако стратегий, направленных на повышение ее устойчивости известно крайне мало. Таким образом, повышение устойчивости липидных мембран является ключевым фактором для увеличения срока службы биосенсоров и расширения области их практического применения. В связи с этим возникает вопрос об обеспечении устойчивости и длительности эксплуатации подобных липидных систем при взаимодействии с подложкой, различными белками и пептидами, а также молекулами буферных растворов.

При разработке биосенсоров важно учитывать физико-химические характеристики бислоя, обуславливающие стабильность липидной мембраны. В частности, амфифильную природу липидов, их заряд и скорость латеральной диффузии [9,10]. Любое изменение электрического потенциала, поверхностного натяжения, поверхностной плотности заряда и т.д. может увеличить свободную энергию системы, что вызовет молекулярную перестройку, которая может привести к разрыву мембраны [11]. Учитывая тот факт, что устойчивость липидных мембран к образованию дефектов напрямую зависит от их молекулярной организации, ключевым этапом в разработке стабильных матриц для биосенсоров становится изучение механизмов порообразования в липидных бислоях. Электропорация как контролируемый метод индукции пор демонстрирует то, каким образом липидные мембраны реагируют на внешние воздействия [12]. Современные представления о процессе порообразования [13,14], дополненные модельными экспериментами, дают возможность определять критические структурные характеристики липидов, ответственные за устойчивость формируемых мембран. В данной работе был исследован процесс электропорации бислойных липидных мембран из липидов с различными структурами ацильных цепей: 1,2-диолеоил-Бп-глицеро-3-фосфатидилхолин (DOPC), 1 -пальмитоил-2-олеоил-глицеро-3-фосфатидилхолин (POPC) и 1,2-дифитаноил-Бп-глицеро-3-фосфатидилхолин (DPhPC). Результаты экспериментов согласуются с современными теоретическими моделями процесса формирования пор, которые учитывают особенности структуры бислоя, его упругие свойства, а также влияние латерального натяжения на энергию

порообразования. Эти наблюдения обуславливают необходимость модификации классической теории электропорации с учетом выявленных взаимосвязей процесса электропорации со структурой молекул липидов, что открывает пути для направленного дизайна более стабильных липидных матриц [15].

В простом представлении биосенсоры на основе липидной пленки представляют собой липидный бислой, нанесенный на подложку. Бездефектность и стабильность этого бислоя на подложке - ключевое требование для работоспособности и долговечности биосенсора. Формирование бездефектного бислоя на твердом носителе зависит от множества факторов: липидного состава, свойств подложки, буферного раствора ионная сила) и кинетики самосборки [16]. Для изучения этого процесса целесообразно использовать атомную силовую микроскопию (АСМ) в жидкой среде [17], которая визуализирует структуру мембраны на подложке на молекулярном уровне в реальном времени в тех условиях, в которых предполагается дальнейшая эксплуатация биосенсорного устройства.

Задача усложняется, когда речь идет о взаимодействии с мембранами различных белков, особенно интегральных. В отличие от иммуно- или ДНК-сенсоров [18], функциональный мембранный белок не может быть напрямую иммобилизован на чувствительной поверхности без липидов или детергентов. Для электрохимических функциональных анализов, а также для визуализации методом АСМ [19], белок должен быть интегрирован в липидный бислой. Для количественных измерений ионного тока, опосредованного белками, через плоские липидные бислои, также необходимы мембраны без дефектов по всей чувствительной области. Как уже говорилось, липиды определяют механические свойства клеточных мембран, а их взаимодействие с мембранными белками может влиять на функции последних. Будучи амфифильными молекулами, липиды содержат заряженные группы, которые регулируют процессы адсорбции. Поэтому правильный подбор липидного состава критичен и для формирования стабильных плоских липидных бислоев, и для сохранения функциональности белков, встроенных в мембрану. Кроме того, лишь очень немногие интегральные

мембранные белки самопроизвольно встраиваются непосредственно в липидные мембраны [20]. Такими примерами служат а-гемолизин [21], белки ОшрБ [22], ^ОтР [23] и мутантная форма мембранного белка MspA [24]. Среди мембранных белков особый интерес вызывают виропорины, которые формируют ионные каналы и нарушают целостность мембраны. Это справедливо, в частности, для оболочечного белка Е коронавируса 8ЛЯ8-СоУ-2, исследованного в данной работе [25]. Данный белок играет важную роль в сборке и почковании вируса, а также может функционировать как ионный канал. Известно, что если нарушить экспрессию этого белка, то инфекционно способный вирион не собирается. Следовательно, данный белок может быть подходящей мишенью для создания противовирусных препаратов. Действительно, многие интегральные белки также являются важными мишенями для разработки лекарственных средств [26-28]. Однако все еще остается много белых пятен в понимании механизма влияния липидного окружения на эти белки. Физико-химические механизмы, лежащие в основе этих взаимодействий, могут быть использованы как для разработки противовирусных стратегий, так и для создания биосенсоров.

Цель и задачи диссертационной работы

Цель работы - установить физико-химические механизмы устойчивости липидных мембран, а также особенности их взаимодействия с подложками из неорганических материалов и полипептидными молекулами.

Задачи работы:

1. Получить экспериментальные данные по формированию пор для мембран различного состава методом электропорации и соотнести их с существующими теоретическими моделями процесса порообразования.

2. Определить взаимосвязь параметров, экспериментально измеряемых методом электропорации, со структурными характеристиками липидов.

3. Изучить влияние применяемых в биомедицинских исследованиях буферных растворов на взаимодействие липидных мембран из различных липидов с подложками из неорганических материалов.

4. Исследовать взаимодействие биологически значимых полипептидов на примере белка Е коронавируса SARS-CoV-2 с липидными мембранами на неорганической подложке методом атомной силовой микроскопии.

Научная новизна

Все результаты, представленные в данной работе, являются новыми.

1. Впервые показано, что экспериментально регистрируемые зависимости среднего времени жизни мембран от приложенного электрического напряжения для некоторых липидных составов имеют излом.

2. Установлено, что классическая теория электропорации, не учитывающая структурные особенности мембран, не может адекватно описывать процесс формирования пор в мембране произвольного липидного состава.

3. Показано, что формирование в растворах электролитов стабильных липидных бислоев из отрицательно заряженных липидов на поверхности слюды (KiO-AhOs-SiOi) обеспечивается комбинацией сульфоновых и азотсодержащих групп буфера Гуда MES в присутствии ионов K+, которые создают мостиковые связи, компенсируя электростатическое отталкивание между липидом и неорганической подложкой слюды. Для цвиттер-ионного липида диолеоилфосфатидилхолина, напротив, наиболее стабильные и бездефектные липидные бислои на подложке формируются в отсутствие ионов K+, однако свой вклад может вносить экранирование отрицательного заряда подложки ионами Na+.

4. Впервые продемонстрировано, что поведение мембраноактивного белка E коронавируса SARS-CoV-2 при взаимодействии с мембраной на подложке может приводить к формированию полутрансмембранных дефектов.

Научно-практическая значимость работы

Результаты данной работы подтверждают необходимость пересмотра классической кинетической модели процесса образования пор в липидных мембранах. В рамках диссертационной работы показана взаимосвязь экспериментально определяемых величин со структурными характеристиками липидов. Новая модель, учитывающая структуру липидов, может способствовать поиску молекул, прецизионно регулирующих устойчивость липидных мембран для различных биотехнологических и медицинских приложений (раздел 3.1.).

Практическая значимость настоящей работы заключается в том, что на основании полученных результатов возможны подбор и оптимизация условий формирования липидной матрицы на подложке с учетом выявленных закономерностей влияния ионов и буферных растворов, для применения в биосенсорах, а также для медицинских и биотехнологических приложений (раздел 3.2.). Кроме того, механизм взаимодействия оболочечного белка Е коронавируса 8ЛЯ8-СоУ-2 с липидной мембраной на неорганической подложке, продемонстрированный в данной работе, расширяет представления о решающей роли липидного состава в регуляции самоорганизации трансмембранных белков в липидных матрицах (раздел 3.3.). На основании этих данных могут быть предложены новые стратегии для разработки противовирусных препаратов.

Положения, выносимые на защиту

1. Классическая теория электропорации для ряда липидов не описывает зависимость среднего времени жизни мембраны от приложенного электрического напряжения.

2. Учет современных теоретических моделей формирования пор в мембранах позволяет установить взаимосвязь среднего времени жизни мембраны с характерными особенностями структуры липидных молекул.

3. Формирование в растворах электролитов стабильных липидных бислоев из отрицательно заряженного липида диолеоилфосфатидилсерина на поверхности слюды (K2O-AhO3'SiO2) обеспечивается комбинацией сульфоновых и азотсодержащих групп буфера Гуда MES в присутствии ионов K+, которые создают мостиковые связи, компенсируя электростатическое отталкивание между липидом и неорганической подложкой слюды. Для цвиттер-ионного липида диолеоилфосфатидилхолина, напротив, наиболее стабильные и бездефектные липидные бислои на подложке формируются в отсутствие ионов K+, однако свой вклад может вносить экранирование отрицательного заряда подложки ионами Na+.

4. Белок Е коронавируса SARS-CoV-2 способен формировать полутрансмембранные дефекты в липидном бислое, а глубина его встраивания в мембрану зависит от содержания холестерина.

Степень достоверности и апробация результатов

Достоверность результатов диссертационной работы обеспечена применением стандартных и воспроизводимых экспериментальных подходов: электропорации бислойных липидных мембран и атомной силовой микроскопии в жидкости, которые являются общепризнанными методами исследования модельных липидных систем и белок-липидных взаимодействий. Полученные данные были верифицированы путем сопоставления с современными теоретическими моделями, сравнения с опубликованными экспериментальными данными для аналогичных систем и демонстрации воспроизводимости ключевых экспериментов.

Результаты настоящей работы были представлены на российских и международных конференциях:

1. 64-я Всероссийская научная конференция МФТИ (Долгопрудный, 2021).

2. 66th Biophysical Society Annual Meeting (Сан-Франциско, США, 2022).

3. XXXV Зимняя молодёжная научная школа «Перспективные направления физико-химической биологии и биотехнологии» (Москва, 2023).

4. 65-я Всероссийская научная конференция МФТИ (Долгопрудный, 2023).

5. VII Съезд биофизиков России (Краснодар, 2023).

6. 11-й международный Фрумкинский симпозиум (ф.т. Сириус, 2024).

7. 67-я Всероссийская научная конференция МФТИ (Долгопрудный, 2025).

8. Всероссийская конференция с международным участием и школа для молодых ученых «Липиды 2025» (Петрозаводск, 2025).

По итогам исследования подготовлены 6 публикаций в научных изданиях, индексируемых базами Scopus, Web of Science и RSCI. Результаты работы также были опубликованы в 8 сборниках тезисов докладов конференций (индексируются РИНЦ).

Список публикаций по теме диссертации

1. Gifer P. K., Popova M. M., Batishchev O. V. Effect of sterols on the stability of bilayer lipid membranes // Biophysical Journal, - 2022. - T. 121. - №. SUPPL 1.

- С. 365a-366a.

2. Gifer P. K., Batishchev O. V. Lipid Membranes Electroporation Cannot Be Described by the Constant Line Tension Model of the Pore Edge // Biochem. Moscow Suppl. Ser. A, - 2023. - Т. 17. - №. 3. - С. 195-199.

3. Shtykova E. V., Dubrovin E. V., Ksenofontov A. L., Gifer P. K., Petoukhov M. V., Tokhtar V. K., Sapozhnikova I. M., Stavrianidi A. N., Kordyukova L. V., Batishchev O. V. Structural Insights into Plant Viruses Revealed by Small-Angle X-ray Scattering and Atomic Force Microscopy // Viruses, - 2024. - Т. 16. - №. 3.

- С. 427.

4. Volovik M. V., Denieva Z. G., Gifer P. K., Rakitina M. A., Batishchev O. V. Membrane Activity and Viroporin Assembly for the SARS-CoV-2 E Protein Are Regulated by Cholesterol // Biomolecules. - 2024. - Т. 14. - №. 9. - С. 1061.

5. Kondrashov O. V., Volovik M. V., Denieva Z. G., Gifer P. K., Galimzyanov T. R., Kuzmin P. I., Batishchev O. V., Akimov S. A. Dialectics of Antimicrobial Peptides II: Theoretical Models of Pore Formation and Membrane Protection // Langmuir, - 2025. - Т. 41. - №. 16. - С. 19003-19022.

6. Volkov V. A., Voronkov M.V., Uglov Ya. N., Gifer P.K., Romanova V. S., Misin V. M., Batishchev O. V. Fullerene Сбо conjugated with L- and D-alanine: integration into lipid bilayer and protection of cell membrane against oxidative stress // Mendeleev Communications, - 2025. - Т. 35. - №. 5. - C. 589-591.

Структура и объем работы

Диссертационная работа состоит из следующих разделов: введение, литературный обзор (глава 1), материалы и методы (глава 2), результаты и их обсуждения (глава 3), заключение, основные сокращения и условные обозначения, список литературы и благодарности. Объем работы составляет 100 страниц, включая 34 рисунка и 5 формул. Представленный в работе список литературы включает 286 источников.

Личный вклад автора

Основной объём исследований, представленных в диссертации, выполнен автором самостоятельно. Экспериментальная часть работы, включая разработку методик, проведение измерений, сбор и первичную обработку данных, реализована непосредственно соискателем. В части теоретического сопровождения работы автор принимал активное участие в обсуждении моделей, использованных для описания экспериментальных данных, совместно с коллегами из лаборатории биоэлектрохимии Института физической химии и электрохимии РАН.

ГЛАВА 1. ОБЗОР ЛИТЕРАТУРЫ

1.1. Биологическая мембрана, ее строение и функции

Мембраны являются основными компонентами живых клеток. За счет липидного бислоя, лежащего в их основе, они создают барьер, практически непроницаемый для большинства ионов и полярных соединений, тогда как избирательная проницаемость обеспечивается исключительно

функционированием специализированных транспортных белков, включая ионные каналы и насосы. [6]. Также мембраны участвуют в различных клеточных процессах, включая ферментативный катализ, молекулярное распознавание, слияние и деление клеток, клеточную адгезию и другие важные процессы [29,30]. Нарушение целостности или функциональности мембран приводит к серьезным патологическим состояниям, что подчеркивает их критическую важность для поддержания клеточного гомеостаза. Клеткам присущ механизм восстановления мембраны, который противодействует любым нарушениям, вызванным стрессом, будь то механический, химический или окислительный [31-33]. Также глубокое понимание физико-химических процессов, связанных с мембраной, имеет решающее значение для самых различных областей - от фундаментальной клеточной биологии до разработок в биотехнологических и фармакологических направлениях [2-4,34,35].

Концепция клеточной мембраны как отдельной структурной единицы не получила широкого признания до начала XX века, поскольку первоначальная клеточная теория разрабатывалась без учета мембранных структур. Первые попытки понять природу клеточных барьеров были сделаны Э. Овертоном в 1895 году, который на основе исследований проницаемости клеток предположил липидную природу мембран [36]. В течение следующих трех десятилетий идея липидной основы мембран служила теоретическим фундаментом для исследований, но оставалась недостаточно детализированной. Прорыв произошел

в 1925 году, когда Э. Гортер и Ф. Грендель, анализируя данные по экстракции липидов из эритроцитов, установили, что их количество достаточно для формирования двойного слоя, площадь которого соответствует площади поверхности клетки. Эта модель подтвердила липидную природу мембран, предложенную Овертоном (Рисунок 1А) [37].

В 1930-х годах развитие методов исследования позволило получить более детальные данные о физических свойствах мембран, включая поверхностное натяжение, проницаемость и электрическое сопротивление. Однако эти данные не могли быть объяснены исключительно липидной моделью, что привело к появлению в 1935 году «бутербродной» модели Х. Дэвсона и Дж. Даниэлли (Рисунок 1Б). Согласно этой концепции, липидный бислой был окружен с обеих сторон слоем белков, что объясняло наблюдаемые свойства мембран [38]. Эта модель, несмотря на некоторые термодинамические противоречия, оставалась доминирующей в течение нескольких десятилетий и стимулировала активные исследования мембранных белков.

Рисунок 1 — Три основные модели строения клеточной мембраны, предложенные в

прошлом веке [39]

Поворотный момент в понимании структуры клеточных мембран наступил в 1972 году, когда С. Сингер и Л. Николсон представили жидкостно-мозаичную модель, которая стала фундаментом современной мембранной биологии [1]. Эта модель описывала мембрану как динамическую структуру, состоящую из текучего липидного бислоя, в который погружены и свободно диффундируют белки (Рисунок 1В). Важным достижением было включение в модель таких критически важных аспектов, как ограниченная поперечная подвижность липидов, фазовые переходы в мембране, обнаруженные методом дифференциальной сканирующей калориметрии, и разнообразные структурные формы мембранных белков. Жидкостно-мозаичная модель объединила ранее разрозненные данные и предоставила целостную теоретическую основу для дальнейших исследований [39].

Несмотря на свою влиятельность, эта модель столкнулась с новыми экспериментальными данными, которые она не могла объяснить. В 1997 году К. Саймонс и Е. Иконен предложили концепцию липидных рафтов — микродоменов, образованных кластеризацией стеролов (преимущественно холестерина у животных) и сфинголипидов [40]. Эта модель объясняла неоднородность мембранной структуры и ограниченную латеральную подвижность определенных белков, что было подтверждено многочисленными экспериментами [41-43]. Открытие липидных рафтов привело к пересмотру представлений о мембране как о гомогенной среде и подчеркнуло ее сложную пространственную организацию [44]. После моделей липидных рафтов было введено множество других моделей, которые либо сосредоточены на пересмотре модели жидкой мозаики, либо объясняют взаимодействие между различными классами молекул в мембране [4550]. Общим во всех современных моделях является то, что мембраны описываются как чрезвычайно сложные и динамические структуры, состоящие из разнообразных липидов и белков, взаимодействующих в строго регулируемых микродоменах. Мембранный матрикс примерно на 50% состоит из липидов и 50% (по массе) приходится на белки [51]. Существует несколько различных типов мембранных белков, но их можно в основном отнести к двум классам: интегральные (встроены

в липидный бислой) и периферические (прикреплены к поверхности мембранам в основном электростатическими и/или другими силами) [1,52]. Взаимодействие между липидами и белками представляет собой сложную систему взаимозависимостей, где липидное окружение влияет на конформацию и функцию белков, а белки, в свою очередь, модулируют свойства липидного бислоя [53,54]. Эти взаимодействия обеспечивают такие ключевые функции, как межклеточная коммуникация, адгезия, транспорт веществ и передача сигналов [55,56].

Таким образом, именно липиды составляют основу динамической структуры мембраны. Определяющей характеристикой мембранных липидов является их амфифильная природа — наличие как гидрофильных, так и гидрофобных областей в пределах одной молекулы. Эта двойная полярность приводит к спонтанной самосборке липидов в организованные структуры при помещении в водную среду. Гидрофильные «головные» группы ориентируются в сторону водной фазы, в то время как гидрофобные «хвосты», состоящие из длинных углеводородных цепей, обращены внутрь от воды [57]. Когда амфифильные липиды сталкиваются с водной средой, они организуются так, чтобы минимизировать неблагоприятные взаимодействия между их гидрофобными частями и молекулами воды. Эта самоорганизация может создавать различные структуры в зависимости от концентрации и состава липидов. При низких концентрациях липиды могут образовывать монослои на границах раздела воздух-вода, причем их полярные головки погружены в воду, а неполярные хвосты выступают в воздух. При более высоких концентрациях они могут формировать бислои, при этом гидрофобные хвосты сгруппированы внутри, а гидрофильные головки обращены к водной среде с обеих сторон. Эта двухслойная организация и представляет собой фундаментальную архитектуру биологических мембран [58] (Рисунок 2).

А

Б

ъ

Полярная головная группа (гидрофильная)

Липидиый оислой

/

Неполярные жирнокнелотные цепи (гидрофобные)

А — Интегральные и периферические белки, встроенные в липидный бислой. Б —

Молекула фосфолипида: гидрофильная головка и гидрофобные хвосты Рисунок 2 — Схематичная жидко-мозаичная модель клеточной мембраны Сингера-

Николсона. Адаптировано из [59]

Классификация липидов клеточных мембран определяется их химической структурой и биологической функцией [60,61]. В контексте данной работы речь пойдет именно о мембранах эукариотических клеток. Мембраны эукариотических клеток характеризуются доминированием трех основных классов липидов: глицерофосфолипидов, сфинголипидов и холестерина. Распределение этих липидных компонентов демонстрирует выраженную вариабельность не только между различными типами эукариотических клеток, но и между отдельными органеллами внутри одной клетки, что непосредственно отражает функциональную специализацию мембран в различных компартментах клетки [58].

Основу мембраны образуют глицерофосфолипиды или просто фосфолипиды, составляющие наибольшую долю липидного матрикса. Семейство фосфолипидов охватывает несколько отдельных молекул, различающихся, в первую очередь, по их головным группам (Рисунок 3). Фосфатидилхолин (РС) составляет примерно половину всех фосфолипидов в клеточных мембранах эукариот. Другие важные компоненты фосфолипидов включают: фосфатидилэтаноламин (РЕ), фосфатидилсерин (РБ) и фосфатидилинозитол (Р1). Каждая из этих молекул придает мембране уникальные физические и химические свойства, влияя на ее общее поведение и функциональность [62]. Наиболее распространенными среди фосфолипидов являются цвиттерионные глицерофосфолипиды фосфатидилхолин

и фосфатидилэтаноламин (Рисунок 4А и 4Б). Несмотря на структурное сходство, эти фосфолипиды демонстрируют сильные различия в физико-химических свойствах и биологических функциях.

Головная группа 7 Фосфат Глицерол

Холин ^^

/ N

Этаноламин

Серии

нЧ-О-

(Фосфатная \

Ненасыщенный

«хвост»

ОН он

Инозитол

о-р-о-сн

и |

о

головной группы

я

Заместитель

Насыщенный

«хвост»

ЖИРНАЯ КИСЛОТА

оннннннннннннннн

I II I I I I I 1 I I » I I I I I I

нс-о-с-с-с-с-с-с-с-с-с-с-с-с-с-с-с-с-н I ннннннннннннннн

Глицериновый~\ | 0ННННННННННННННН остов ) ц | | I I I I I I I I I I I I I

4-Н2С-0-С-с-с-с-с-с-с-с-с-с-с-с-с-с-с-с-н

( 1 I I I I I I I I I I I I I

ннннннннннннннн ЖИРНАЯ КИСЛОТА

Список литературы диссертационного исследования кандидат наук Гифер Полина Кирилловна, 2025 год

СПИСОК ЦИТИРУЕМОЙ ЛИТЕРАТУРЫ

1. Singer S.J., Nicolson G.L. The Fluid Mosaic Model of the Structure of Cell Membranes: Cell membranes are viewed as two-dimensional solutions of oriented globular proteins and lipids. // Science. 1972. Т. 175, № 4023. С. 720-731.

2. Orlowski S., Mir L.M. Cell electropermeabilization: a new tool for biochemical and pharmacological studies // Biochimica et Biophysica Acta (BBA) - Reviews on Biomembranes. 1993. Т. 1154, № 1. С. 51-63.

3. Sukharev S.I. и др. Electroporation and electrophoretic DNA transfer into cells. The effect of DNA interaction with electropores // Biophysical Journal. 1992. Т. 63, № 5. С.1320-1327.

4. Tsong T.Y. Electroporation of cell membranes // Biophysical Journal. 1991. Т. 60, № 2. С. 297-306.

5. Zheng L. и др. Bilayer lipid membrane biosensor with enhanced stability for amperometric determination of hydrogen peroxide // Talanta. 2011. Т. 85, № 1. С. 43-48.

6. Khan M., Dosoky N., Williams J. Engineering Lipid Bilayer Membranes for Protein Studies // IJMS. 2013. Т. 14, № 11. С. 21561-21597.

7. Ashton P.M. и др. MinlON nanopore sequencing identifies the position and structure of a bacterial antibiotic resistance island // Nat Biotechnol. 2015. Т. 33, № 3. С. 296-300.

8. Nikoleli G.-P. и др. Lipid Membrane Nanosensors for Environmental Monitoring: The Art, the Opportunities, and the Challenges // Sensors. 2018. Т. 18, № 1. С. 284.

9. Bright L.K. и др. Decreased Aperture Surface Energy Enhances Electrical, Mechanical, and Temporal Stability of Suspended Lipid Membranes // ACS Appl. Mater. Interfaces. 2013. Т. 5, № 22. С. 11918-11926.

10. Briuglia M.-L. и др. Influence of cholesterol on liposome stability and on in vitro drug release // Drug Deliv. and Transl. Res. 2015. Т. 5, № 3. С. 231-242.

11. Dimitrov D.S., Jain R.K. Membrane stability // Biochimica et Biophysica Acta (BBA) - Reviews on Biomembranes. 1984. Т. 779, № 4. С. 437-468.

12. Weaver J.C., Chizmadzhev Yu.A. Theory of electroporation: A review // Bioelectrochemistry and Bioenergetics. 1996. Т. 41, № 2. С. 135-160.

13. Akimov S.A. и др. Pore formation in lipid membrane I: Continuous reversible trajectory from intact bilayer through hydrophobic defect to transversal pore // Sci Rep. 2017. Т. 7, № 1. С. 12152.

14. Akimov S.A. и др. Pore formation in lipid membrane II: Energy landscape under external stress // Sci Rep. 2017. Т. 7, № 1. С. 12509.

15

16

17

18

19

20

21

22

23

24

25

26

27

28

Gifer P.K., Batishchev O.V. Lipid Membranes Electroporation Cannot Be Described by the Constant Line Tension Model of the Pore Edge // Biochem. Moscow Suppl. Ser. A. 2023. T. 17, № 3. C. 195-199.

Kiessling V., Yang S.-T., Tamm L.K. Supported Lipid Bilayers as Models for Studying Membrane Domains // Current Topics in Membranes. Elsevier, 2015. T. 75. C. 1-23.

Mingeot-Leclercq M.-P. h gp. Atomic force microscopy of supported lipid bilayers // Nat Protoc. 2008. T. 3, № 10. C. 1654-1659.

Ekins R.P. Ligand assays: from electrophoresis to miniaturized microarrays // Clin Chem. 1998. T. 44, № 9. C. 2015-2030.

Muller D.J., Engel A. Strategies to prepare and characterize native membrane proteins and protein membranes by AFM // Current Opinion in Colloid & Interface Science. 2008. T. 13, № 5. C. 338-350.

Iacovache I., Bischofberger M., Van Der Goot F.G. Structure and assembly of pore-forming proteins // Current Opinion in Structural Biology. 2010. T. 20, № 2. C. 241246.

Hemmler R. h gp. Nanopore Unitary Permeability Measured by Electrochemical and Optical Single Transporter Recording // Biophysical Journal. 2005. T. 88, № 6. C. 4000-4007.

Xiao H. h gp. Electrochemical sensing of the ion-channel formation of OmpF // J Appl Electrochem. 2009. T. 39, № 8. C. 1163-1167.

Schulte A. h gp. The Outer Membrane Protein VhOmp of Vibrio harveyi: Pore-Forming Properties in Black Lipid Membranes // J Membrane Biol. 2009. T. 230, № 2. C. 101-111.

Manrao E.A. h gp. Reading DNA at single-nucleotide resolution with a mutant MspA nanopore and phi29 DNA polymerase // Nat Biotechnol. 2012. T. 30, № 4. C. 349-353.

Volovik M.V. h gp. Membrane Activity and Viroporin Assembly for the SARS-CoV-2 E Protein Are Regulated by Cholesterol // Biomolecules. 2024. T. 14, № 9. C. 1061.

Früh V. h gp. Application of Fragment-Based Drug Discovery to Membrane Proteins: Identification of Ligands of the Integral Membrane Enzyme DsbB // Chemistry & Biology. 2010. T. 17, № 8. C. 881-891.

Jeyaseelan K. h gp. Aquaporins: a promising target for drug development // Expert Opinion on Therapeutic Targets. 2006. T. 10, № 6. C. 889-909. Archakov A.I. h gp. Protein-protein interactions as a target for drugs in proteomics // Proteomics. 2003. T. 3, № 4. C. 380-391.

29

30

31

32

33

34

35

36

37

38

39

40

41

42

43

44

45

Casares D., Escriba P.V., Rossello C.A. Membrane Lipid Composition: Effect on Membrane and Organelle Structure, Function and Compartmentalization and Therapeutic Avenues // IJMS. 2019. T. 20, № 9. C. 2167. Song D. h gp. Cell-cell communication: old mystery and new opportunity // Cell Biol Toxicol. 2019. T. 35, № 2. C. 89-93.

Bischofberger M., Gonzalez M.R., Van Der Goot F.G. Membrane injury by pore-forming proteins // Current Opinion in Cell Biology. 2009. T. 21, № 4. C. 589-595. Simmons S.O., Fan C.-Y., Ramabhadran R. Cellular Stress Response Pathway System as a Sentinel Ensemble in Toxicological Screening // Toxicological Sciences. 2009. T. 111, № 2. C. 202-225.

The DNA Damage Response: Implications on Cancer Formation and Treatment / nog peg. Khanna K.K., Shiloh Y. Dordrecht: Springer Netherlands, 2009. Siontorou C. h gp. Artificial Lipid Membranes: Past, Present, and Future // Membranes. 2017. T. 7, № 3. C. 38.

Rems L. h gp. Cell electrofusion using nanosecond electric pulses // Sci Rep. 2013. T. 3, № 1. C. 3382.

Kleinzeller A. Ernest Overton's Contribution to the Cell Membrane Concept: A Centennial Appreciation // Physiology. 1997. T. 12, № 1. C. 49-53. Gorter E., Grendel F. On biomolecularl layers of lipoids on the chromocytes of the blood // Journal of Experimental Medicine. 1925. T. 41, № 4. C. 439-443. Danielli J.F., Davson H. A contribution to the theory of permeability of thin films // J. Cell. Comp. Physiol. 1935. T. 5, № 4. C. 495-508.

Nicolson G.L., Ferreira De Mattos G. The Fluid-Mosaic model of cell membranes: A brief introduction, historical features, some general principles, and its adaptation to current information // Biochimica et Biophysica Acta (BBA) - Biomembranes. 2023. T. 1865, № 4. C. 184135.

Simons K., Ikonen E. Functional rafts in cell membranes // Nature. 1997. T. 387. C. 569-572.

Brown D.A., London E. Functions of lipid rafts in biological membranes // Annu.

Rev. Cell Dev. Biol. 1998. T. 14, № 1. C. 111-136.

Munro S. Lipid Rafts // Cell. 2003. T. 115, № 4. C. 377-388.

Lingwood D., Simons K. Lipid Rafts As a Membrane-Organizing Principle //

Science. 2010. T. 327, № 5961. C. 46-50.

Mueller N.S., Wedlich-Söldner R., Spira F. From mosaic to patchwork: Matching lipids and proteins in membrane organization // Molecular Membrane Biology. 2012. T. 29, № 5. C. 186-196.

Lee A.G. Biological membranes: the importance of molecular detail // Trends in Biochemical Sciences. 2011. T. 36, № 9. C. 493-500.

46. Coskun Ü., Simons K. Cell Membranes: The Lipid Perspective // Structure. 2011. T. 19, № 11. C. 1543-1548.

47. Kusumi A. h gp. Hierarchical mesoscale domain organization of the plasma membrane // Trends in Biochemical Sciences. 2011. T. 36, № 11. C. 604-615.

48. Mouritsen O.G. Lipidology and lipidomics—quo vadis? A new era for the physical chemistry of lipids // Phys. Chem. Chem. Phys. 2011. T. 13, № 43. C. 19195.

49. Mouritsen O.G. The liquid-ordered state comes of age // Biochimica et Biophysica Acta (BBA) - Biomembranes. 2010. T. 1798, № 7. C. 1286-1288.

50. Escriba P.V. h gp. Membranes: a meeting point for lipids, proteins and therapies // J Cellular Molecular Medi. 2008. T. 12, № 3. C. 829-875.

51. Tan S., Tan H.T., Chung M.C.M. Membrane proteins and membrane proteomics // Proteomics. 2008. T. 8, № 19. C. 3924-3932.

52. Singer S.J. The Molecular Organization of Membranes // Annu. Rev. Biochem. 1974. T. 43, № 1. C. 805-833.

53. Phillips R. h gp. Emerging roles for lipids in shaping membrane-protein function // Nature. 2009. T. 459, № 7245. C. 379-385.

54. Lee A.G. How lipids and proteins interact in a membrane: a molecular approach // Mol. BioSyst. 2005. T. 1, № 3. C. 203.

55. Cabeen M.T., Jacobs-Wagner C. Bacterial cell shape // Nat Rev Microbiol. 2005. T. 3, № 8. C. 601-610.

56. Martin T.F.J. Phosphoinositide Lipids As Signaling Molecules: Common Themes for Signal Transduction, Cytoskeletal Regulation, and Membrane Trafficking // Annu. Rev. Cell Dev. Biol. 1998. T. 14, № 1. C. 231-264.

57. Van Meer G., Voelker D.R., Feigenson G.W. Membrane lipids: where they are and how they behave // Nat Rev Mol Cell Biol. 2008. T. 9, № 2. C. 112-124.

58. Molecular biology of the cell. 4th ed / nog peg. Alberts B. New York: Garland Science, 2002. 1548 c.

59. Nicolson G.L., Ferreira De Mattos G. A Brief Introduction to Some Aspects of the Fluid-Mosaic Model of Cell Membrane Structure and Its Importance in Membrane Lipid Replacement // Membranes. 2021. T. 11, № 12. C. 947.

60. Fahy E. h gp. Lipid classification, structures and tools // Biochimica et Biophysica Acta (BBA) - Molecular and Cell Biology of Lipids. 2011. T. 1811, № 11. C. 637647.

61. Liebisch G. h gp. Update on LIPID MAPS classification, nomenclature, and shorthand notation for MS-derived lipid structures // Journal of Lipid Research. 2020. T. 61, № 12. C. 1539-1555.

62. Sarmento M.J. h gp. The expanding organelle lipidomes: current knowledge and challenges // Cell. Mol. Life Sci. 2023. T. 80, № 8. C. 237.

63

64

65

66

67

68

69

70

71

72

73

74

75

76

77

78

Ali O., Szabo A. Review of Eukaryote Cellular Membrane Lipid Composition, with Special Attention to the Fatty Acids // IJMS. 2023. T. 24, № 21. C. 15693. McMahon H.T., Boucrot E. Membrane curvature at a glance // Journal of Cell Science. 2015. T. 128, № 6. C. 1065-1070.

Vance J.E., Tasseva G. Formation and function of phosphatidylserine and phosphatidylethanolamine in mammalian cells // Biochimica et Biophysica Acta (BBA) - Molecular and Cell Biology of Lipids. 2013. T. 1831, № 3. C. 543-554. Bouchet A.M. h gp. Structural and dynamical surface properties of phosphatidylethanolamine containing membranes // Biochimica et Biophysica Acta (BBA) - Biomembranes. 2009. T. 1788, № 5. C. 918-925. Van Der Veen J.N. h gp. The critical role of phosphatidylcholine and phosphatidylethanolamine metabolism in health and disease // Biochimica et Biophysica Acta (BBA) - Biomembranes. 2017. T. 1859, № 9. C. 1558-1572. Van Hoogevest P. h gp. The Use of Phospholipids to Make Pharmaceutical Form Line Extensions // Euro J Lipid Sci & Tech. 2021. T. 123, № 4. C. 2000297. Kay J.G., Fairn G.D. Distribution, dynamics and functional roles of phosphatidylserine within the cell // Cell Commun Signal. 2019. T. 17, № 1. C. 126. Lentz B.R. Exposure of platelet membrane phosphatidylserine regulates blood coagulation // Progress in Lipid Research. 2003. T. 42, № 5. C. 423-438. Ma X. h gp. Phosphatidylserine, inflammation, and central nervous system diseases // Front. Aging Neurosci. 2022. T. 14. C. 975176.

Merolli A., Santin M. Role of Phosphatidyl-Serine in Bone Repair and Its Technological Exploitation // Molecules. 2009. T. 14, № 12. C. 5367-5381. Naeini M.B. h gp. The role of phosphatidylserine recognition receptors in multiple biological functions // Cell Mol Biol Lett. 2020. T. 25, № 1. C. 23. Dickson E.J., Hille B. Understanding phosphoinositides: rare, dynamic, and essential membrane phospholipids // Biochemical Journal. 2019. T. 476, № 1. C. 1-23. Posor Y., Jang W., Haucke V. Phosphoinositides as membrane organizers // Nat Rev Mol Cell Biol. 2022. T. 23, № 12. C. 797-816.

Breslow D.K. Sphingolipid Homeostasis in the Endoplasmic Reticulum and Beyond // Cold Spring Harbor Perspectives in Biology. 2013. T. 5, № 4. C. a013326-a013326.

Jiang X.-C., Li Z. Sphingolipids and Cholesterol // Sphingolipid Metabolism and Metabolic Disease / nog peg. Jiang X.-C. Singapore: Springer Nature Singapore, 2022. T. 1372. C. 1-14.

Mondal M. h gp. Sterols Are Mainly in the Cytoplasmic Leaflet of the Plasma Membrane and the Endocytic Recycling Compartment in CHO Cells // MBoC / nog peg. Schmid S.L. 2009. T. 20, № 2. C. 581-588.

79

80

81

82

83

84

85

86

87

88

89

90

91

92

Frallicciardi J. h gp. Membrane thickness, lipid phase and sterol type are determining factors in the permeability of membranes to small solutes // Nat Commun. 2022. T. 13, № 1. C. 1605.

Demel R.A., Van Deenen L.L.M., Pethica B.A. Monolayer interactions of phospholipids and cholesterol // Biochimica et Biophysica Acta (BBA) -Biomembranes. 1967. T. 135, № 1. C. 11 -19.

De Oliveira Andrade L. Understanding the role of cholesterol in cellular biomechanics and regulation of vesicular trafficking: The power of imaging // BSI. 2016. T. 5, № s1. C. S101-S117.

Ohvo-Rekila H. Cholesterol interactions with phospholipids in membranes //

Progress in Lipid Research. 2002. T. 41, № 1. C. 66-97.

Luo J. h gp. Intracellular Cholesterol Transport by Sterol Transfer Proteins at

Membrane Contact Sites // Trends in Biochemical Sciences. 2019. T. 44, № 3. C.

273-292.

Hu J. h gp. Cellular cholesterol delivery, intracellular processing and utilization for biosynthesis of steroid hormones // Nutr Metab (Lond). 2010. T. 7, № 1. C. 47. Kopecka J. h gp. Phospholipids and cholesterol: Inducers of cancer multidrug resistance and therapeutic targets // Drug Resistance Updates. 2020. T. 49. C. 100670.

Wollam J., Antebi A. Sterol Regulation of Metabolism, Homeostasis, and

Development // Annu. Rev. Biochem. 2011. T. 80, № 1. C. 885-916.

King R.J., Singh P.K., Mehla K. The cholesterol pathway: impact on immunity and

cancer // Trends in Immunology. 2022. T. 43, № 1. C. 78-92.

Starke L.J., Allolio C., Hub J.S. How pore formation in complex biological

membranes is governed by lipid composition, mechanics, and lateral sorting //

PNAS Nexus / nog peg. Hummer G. 2025. T. 4, № 3. C. pgaf033.

Manno S., Takakuwa Y., Mohandas N. Identification of a functional role for lipid

asymmetry in biological membranes: Phosphatidylserine-skeletal protein

interactions modulate membrane stability // Proc. Natl. Acad. Sci. U.S.A. 2002. T.

99, № 4. C. 1943-1948.

Luchini A., Vitiello G. Mimicking the Mammalian Plasma Membrane: An Overview of Lipid Membrane Models for Biophysical Studies // Biomimetics. 2020. T. 6, № 1. C. 3.

Devaux P.F. Static and dynamic lipid asymmetry in cell membranes // Biochemistry. 1991. T. 30, № 5. C. 1163-1173.

Rozycki B., Lipowsky R. Spontaneous curvature of bilayer membranes from molecular simulations: Asymmetric lipid densities and asymmetric adsorption // The Journal of Chemical Physics. 2015. T. 142, № 5. C. 054101.

93. Marquardt D., Geier B., Pabst G. Asymmetric Lipid Membranes: Towards More Realistic Model Systems // Membranes. 2015. T. 5, № 2. C. 180-196.

94. Riedl S. h gp. In search of a novel target — Phosphatidylserine exposed by non-apoptotic tumor cells and metastases of malignancies with poor treatment efficacy // Biochimica et Biophysica Acta (BBA) - Biomembranes. 2011. T. 1808, № 11. C. 2638-2645.

95. Wautier M. -P. h gp. Red blood cell phosphatidylserine exposure is responsible for increased erythrocyte adhesion to endothelium in central retinal vein occlusion // Journal of Thrombosis and Haemostasis. 2011. T. 9, № 5. C. 1049-1055.

96. Lorent J.H. h gp. Plasma membranes are asymmetric in lipid unsaturation, packing and protein shape // Nat Chem Biol. 2020. T. 16, № 6. C. 644-652.

97. Jiang Z. h gp. Cardiolipin Regulates Mitochondrial Ultrastructure and Function in Mammalian Cells // Genes. 2022. T. 13, № 10. C. 1889.

98. Van Meer G. Dynamic Transbilayer Lipid Asymmetry // Cold Spring Harbor Perspectives in Biology. 2011. T. 3, № 5. C. a004671-a004671.

99. Poulaki A., Giannouli S. Mitochondrial Lipids: From Membrane Organization to Apoptotic Facilitation // IJMS. 2022. T. 23, № 7. C. 3738.

100. Vallabhapurapu S.D. h gp. Variation in human cancer cell external phosphatidylserine is regulated by flippase activity and intracellular calcium // Oncotarget. 2015. T. 6, № 33. C. 34375-34388.

101. Su Z. h gp. How Valinomycin Ionophores Enter and Transport K+ across Model Lipid Bilayer Membranes // Langmuir. 2019. T. 35, № 51. C. 16935-16943.

102. Komiya M. h gp. Advances in Artificial Cell Membrane Systems as a Platform for Reconstituting Ion Channels // The Chemical Record. 2020. T. 20, № 7. C. 730742.

103. Cunill-Semanat E., Salgado J. Spontaneous and Stress-Induced Pore Formation in Membranes: Theory, Experiments and Simulations // J Membrane Biol. 2019. T. 252, № 4-5. C. 241-260.

104. Martin I. h gp. Lipid membrane fusion induced by the human immunodeficiency virus type 1 gp41 N-terminal extremity is determined by its orientation in the lipid bilayer // J Virol. 1996. T. 70, № 1. C. 298-304.

105. Nistico N. h gp. Biomimetic lipid membranes: An overview on their properties and applications // Applied Materials Today. 2023. T. 35. C. 101998.

106. De Planque M.R.R. Lipid bilayer platforms for parallel ion channel recordings // Jpn. J. Appl. Phys. 2022. T. 61, № SC. C. SC0804.

107. Peetla C., Stine A., Labhasetwar V. Biophysical Interactions with Model Lipid Membranes: Applications in Drug Discovery and Drug Delivery // Mol. Pharmaceutics. 2009. T. 6, № 5. C. 1264-1276.

108. Bozzuto G., Molinari A. Liposomes as nanomedical devices // IJN. 2015. C. 975.

109. Electroporation Protocols: Preclinical and Clinical Gene Medicine / nog peg. Li S. h gp. New York, NY: Springer New York, 2014. T. 1121.

110. Blagus T. h gp. In vivo real-time monitoring system of electroporation mediated control of transdermal and topical drug delivery // Journal of Controlled Release. 2013. T. 172, № 3. C. 862-871.

111. Choi S. h gp. Intracellular Protein Delivery and Gene Transfection by Electroporation Using a Microneedle Electrode Array // Small. 2012. T. 8, № 7. C. 1081-1091.

112. Bally M. h gp. Liposome and Lipid Bilayer Arrays Towards Biosensing Applications // Small. 2010. T. 6, № 22. C. 2481-2497.

113. Mazur F. h gp. Liposomes and lipid bilayers in biosensors // Advances in Colloid and Interface Science. 2017. T. 249. C. 88-99.

114. Chatterjee S.N., Agarwal S. Liposomes as membrane model for study of lipid peroxidation // Free Radical Biology and Medicine. 1988. T. 4, № 1. C. 51-72.

115. Bangham A.D. Liposomes: the Babraham connection // Chemistry and Physics of Lipids. 1993. T. 64, № 1-3. C. 275-285.

116. Daraee H. h gp. Application of liposomes in medicine and drug delivery // Artificial Cells, Nanomedicine, and Biotechnology. 2016. T. 44, № 1. C. 381-391.

117. Mouritsen O.G. Model Answers to Lipid Membrane Questions // Cold Spring Harbor Perspectives in Biology. 2011. T. 3, № 9. C. a004622-a004622.

118. Deleu M. h gp. Complementary biophysical tools to investigate lipid specificity in the interaction between bioactive molecules and the plasma membrane: A review // Biochimica et Biophysica Acta (BBA) - Biomembranes. 2014. T. 1838, № 12. C. 3171-3190.

119. Andrade S. h gp. Liposomes as biomembrane models: Biophysical techniques for drug-membrane interaction studies // Journal of Molecular Liquids. 2021. T. 334. C. 116141.

120. Fenz S.F., Sengupta K. Giant vesicles as cell models // Integr. Biol. 2012. T. 4, № 9. C. 982.

121. Dimova R. Giant Vesicles and Their Use in Assays for Assessing Membrane Phase State, Curvature, Mechanics, and Electrical Properties // Annu. Rev. Biophys. 2019. T. 48, № 1. C. 93-119.

122. Correa N.M., Schelly Z.A. Dynamics of Electroporation of Synthetic Liposomes Studied Using a Pore-Mediated Reaction, Ag+ + Br- ^ AgBr // J. Phys. Chem. B. 1998. T. 102, № 46. C. 9319-9322.

123. Kolahdouz E.M., Salac D. Dynamics of three-dimensional vesicles in dc electric fields // Phys. Rev. E. 2015. T. 92, № 1. C. 012302.

124. Elani Y. h gp. Measurements of the effect of membrane asymmetry on the mechanical properties of lipid bilayers // Chem. Commun. 2015. T. 51, № 32. C. 6976-6979.

125. Doeven M.K. h gp. Distribution, Lateral Mobility and Function of Membrane Proteins Incorporated into Giant Unilamellar Vesicles // Biophysical Journal. 2005. T. 88, № 2. C. 1134-1142.

126. Faizi H.A. h gp. Bending Rigidity, Capacitance, and Shear Viscosity of Giant Vesicle Membranes Prepared by Spontaneous Swelling, Electroformation, GelAssisted, and Phase Transfer Methods: A Comparative Study // Langmuir. 2022. T. 38, № 34. C. 10548-10557.

127. Jünger F. h gp. Measuring Local Viscosities near Plasma Membranes of Living Cells with Photonic Force Microscopy // Biophysical Journal. 2015. T. 109, № 5. C. 869-882.

128. Kahya N. Protein-protein and protein-lipid interactions in domain-assembly: Lessons from giant unilamellar vesicles // Biochimica et Biophysica Acta (BBA) -Biomembranes. 2010. T. 1798, № 7. C. 1392-1398.

129. Shaw J.E., Slade A., Yip C.M. Simultaneous in Situ Total Internal Reflectance Fluorescence/Atomic Force Microscopy Studies of DPPC/dPOPC Microdomains in Supported Planar Lipid Bilayers // J. Am. Chem. Soc. 2003. T. 125, № 39. C. 11838-11839.

130. Liu J., Conboy J.C. Structure of a Gel Phase Lipid Bilayer Prepared by the Langmuir-Blodgett/Langmuir-Schaefer Method Characterized by Sum-Frequency Vibrational Spectroscopy // Langmuir. 2005. T. 21, № 20. C. 9091-9097.

131. Giocondi M.-C., Le Grimellec C. Temperature Dependence of the Surface Topography in Dimyristoylphosphatidylcholine/Distearoylphosphatidylcholine Multibilayers // Biophysical Journal. 2004. T. 86, № 4. C. 2218-2230.

132. Akbarzadeh A. h gp. Liposome: classification, preparation, and applications // Nanoscale Res Lett. 2013. T. 8, № 1. C. 102.

133. Bulbake U. h gp. Liposomal Formulations in Clinical Use: An Updated Review // Pharmaceutics. 2017. T. 9, № 2. C. 12.

134. Stone N.R.H. h gp. Liposomal Amphotericin B (AmBisome®): A Review of the Pharmacokinetics, Pharmacodynamics, Clinical Experience and Future Directions // Drugs. 2016. T. 76, № 4. C. 485-500.

135. Nsairat H. h gp. Liposomes: structure, composition, types, and clinical applications // Heliyon. 2022. T. 8, № 5. C. e09394.

136. Ebrahim S., Peyman G.A., Lee P.J. Applications of Liposomes in Ophthalmology // Survey of Ophthalmology. 2005. T. 50, № 2. C. 167-182.

137. He H. h gp. Adapting liposomes for oral drug delivery // Acta Pharmaceutica Sinica B. 2019. T. 9, № 1. C. 36-48.

138. Mehta P.P. h gp. Recent advances in inhalable liposomes for treatment of pulmonary diseases: Concept to clinical stance // Journal of Drug Delivery Science and Technology. 2020. T. 56. C. 101509.

139. Pierre M.B.R., Dos Santos Miranda Costa I. Liposomal systems as drug delivery vehicles for dermal and transdermal applications // Arch Dermatol Res. 2011. T. 303, № 9. C. 607.

140. Barenholz Y. (Chezy). Doxil® — The first FDA-approved nano-drug: Lessons learned // Journal of Controlled Release. 2012. T. 160, № 2. C. 117-134.

141. Cevenini A. h gp. Liposome-Embedding Silicon Microparticle for Oxaliplatin Delivery in Tumor Chemotherapy // Pharmaceutics. 2020. T. 12, № 6. C. 559.

142. Kirui D.K. h gp. Mild Hyperthermia Enhances Transport of Liposomal Gemcitabine and Improves In Vivo Therapeutic Response // Adv Healthcare Materials. 2015. T. 4, № 7. C. 1092-1103.

143. Lombardo D., Kiselev M.A. Methods of Liposomes Preparation: Formation and Control Factors of Versatile Nanocarriers for Biomedical and Nanomedicine Application // Pharmaceutics. 2022. T. 14, № 3. C. 543.

144. Mueller P. h gp. Reconstitution of Cell Membrane Structure in vitro and its Transformation into an Excitable System // Nature. 1962. T. 194, № 4832. C. 979980.

145. Benz R., Janko K. Voltage-induced capacitance relaxation of lipid bilayer membranes Effects of membrane composition // Biochimica et Biophysica Acta (BBA) - Biomembranes. 1976. T. 455, № 3. C. 721-738.

146. Carter E.H., Smith H.A. Separation and detection of hydrogen, tritium hydride, and tritium at low-level tritium activities by gas chromatography // J. Phys. Chem. 1963. T. 67, № 2. C. 535-536.

147. Montal M., Mueller P. Formation of Bimolecular Membranes from Lipid Monolayers and a Study of Their Electrical Properties // Proc. Natl. Acad. Sci. U.S.A. 1972. T. 69, № 12. C. 3561-3566.

148. Bean R.C., Shepherd W.C., Chan H. Permeability of Lipid Bilayer Membranes to Organic Solutes // The Journal of General Physiology. 1968. T. 52, № 3. C. 495508.

149. Baranyi A., Szente M.B., Woody C.D. Electrophysiological characterization of different types of neurons recorded in vivo in the motor cortex of the cat. II. Membrane parameters, action potentials, current-induced voltage responses and electrotonic structures // Journal of Neurophysiology. 1993. T. 69, № 6. C. 18651879.

150. McCormick D.A. Membrane Potential and Action Potential // From Molecules to Networks. Elsevier, 2014. C. 351-376.

151. Harland B. h gp. The potential and electric field in the cochlear outer hair cell membrane // Med Biol Eng Comput. 2015. T. 53, № 5. C. 405-413.

152. Zhou Y. h gp. New understanding of electrical activity brought by surface potential of cardiomyocytes // Sci Rep. 2021. T. 11, № 1. C. 6593.

153. Goldman D.E. Potential, Impedance, and Rectification in Membranes // Journal of General Physiology. 1943. T. 27, № 1. C. 37-60.

154. Ryzhkov N.V., Mamchik N.A., Skorb E.V. Electrochemical triggering of lipid bilayer lift-off oscillation at the electrode interface // J. R. Soc. Interface. 2019. T.

16, № 150. C. 20180626.

155. Faizi H.A., Dimova R., Vlahovska P.M. Electromechanical characterization of biomimetic membranes using electrodeformation of vesicles // Electrophoresis. 2021. T. 42, № 20. C. 2027-2032.

156. Ensslen T., Behrends J.C. A chip-based array for high-resolution fluorescence characterization of free-standing horizontal lipid membranes under voltage clamp // Lab Chip. 2022. T. 22, № 15. C. 2902-2910.

157. Ries R.S. h gp. Black Lipid Membranes: Visualizing the Structure, Dynamics, and Substrate Dependence of Membranes // J. Phys. Chem. B. 2004. T. 108, № 41. C. 16040-16049.

158. Tarun O.B. h gp. Transient domains of ordered water induced by divalent ions lead to lipid membrane curvature fluctuations // Commun Chem. 2020. T. 3, № 1. C.

17.

159. Bamberg E. h gp. Formation of ionic channels in black lipid membranes by succinic derivatives of Gramicidin A // J. Membrain Biol. 1979. T. 50, № 3-4. C. 257-270.

160. Van Gelder P., Dumas F., Winterhalter M. Understanding the function of bacterial outer membrane channels by reconstitution into black lipid membranes // Biophysical Chemistry. 2000. T. 85, № 2-3. C. 153-167.

161. Gómez-Lagunas F. h gp. Incorporation of ionic channels from yeast plasma membranes into black lipid membranes // Biophysical Journal. 1989. T. 56, № 1. C. 115-119.

162. Bezrukov S.M., Vodyanoy I. Probing alamethicin channels with water-soluble polymers. Effect on conductance of channel states // Biophysical Journal. 1993. T. 64, № 1. C. 16-25.

163. Kageyama H. h gp. New Aspects of Bilayer Lipid Membranes for the Analysis of Ion Channel Functions // Membranes. 2022. T. 12, № 9. C. 863.

164. Collins M.D., Keller S.L. Tuning lipid mixtures to induce or suppress domain formation across leaflets of unsupported asymmetric bilayers // Proc. Natl. Acad. Sci. U.S.A. 2008. T. 105, № 1. C. 124-128.

165. Wiese A. h gp. Molecular Mechanisms of Polymyxin B-Membrane Interactions: Direct Correlation Between Surface Charge Density and Self-Promoted Transport // Journal of Membrane Biology. 1998. T. 162, № 2. C. 127-138.

166. Tamm L.K., McConnell H.M. Supported phospholipid bilayers // Biophysical Journal. 1985. T. 47, № 1. C. 105-113.

167. Murray D.H., Tamm L.K., Kiessling V. Supported double membranes // Journal of Structural Biology. 2009. T. 168, № 1. C. 183-189.

168. Castellana E.T., Cremer P.S. Solid supported lipid bilayers: From biophysical studies to sensor design // Surf Sci Rep. 2006. T. 61, № 10. C. 429-444.

169. Ohlsson P.-Á. h gp. Liposome and proteoliposome fusion onto solid substrates, studied using atomic force microscopy, quartz crystal microbalance and surface plasmon resonance. Biological activities of incorporated components // Bioelectrochemistry and Bioenergetics. 1995. T. 38, № 1. C. 137-148.

170. Cremer P.S., Boxer S.G. Formation and Spreading of Lipid Bilayers on Planar Glass Supports // J. Phys. Chem. B. 1999. T. 103, № 13. C. 2554-2559.

171. Egawa H., Furusawa K. Liposome Adhesion on Mica Surface Studied by Atomic Force Microscopy // Langmuir. 1999. T. 15, № 5. C. 1660-1666.

172. Zhao J., Tamm L.K. FTIR and Fluorescence Studies of Interactions of Synaptic Fusion Proteins in Polymer-Supported Bilayers // Langmuir. 2003. T. 19, № 5. C. 1838-1846.

173. Steinem C. h gp. Impedance analysis of supported lipid bilayer membranes: a scrutiny of different preparation techniques // Biochimica et Biophysica Acta (BBA) - Biomembranes. 1996. T. 1279, № 2. C. 169-180.

174. Wong J.Y. h gp. Polymer-Cushioned Bilayers. I. A Structural Study of Various Preparation Methods Using Neutron Reflectometry // Biophysical Journal. 1999. T. 77, № 3. C. 1445-1457.

175. Ferhan A.R. h gp. Solvent-assisted preparation of supported lipid bilayers // Nat Protoc. 2019. T. 14, № 7. C. 2091-2118.

176. Jass J., Tjärnhage T., Puu G. From Liposomes to Supported, Planar Bilayer Structures on Hydrophilic and Hydrophobic Surfaces: An Atomic Force Microscopy Study // Biophysical Journal. 2000. T. 79, № 6. C. 3153-3163.

177. Reimhult E., Höök F., Kasemo B. Intact Vesicle Adsorption and Supported Biomembrane Formation from Vesicles in Solution: Influence of Surface Chemistry, Vesicle Size, Temperature, and Osmotic Pressure // Langmuir. 2003. T. 19, № 5. C. 1681-1691.

178. Stelzle M., Weissmueller G., Sackmann E. On the application of supported bilayers as receptive layers for biosensors with electrical detection // J. Phys. Chem. 1993. T. 97, № 12. C. 2974-2981.

179. Fabre R.M., Okeyo G.O., Talham D.R. Supported Lipid Bilayers at Skeletonized Surfaces for the Study of Transmembrane Proteins // Langmuir. 2012. T. 28, № 5. C. 2835-2841.

180. Gritsch S. h gp. Impedance Spectroscopy of Porin and Gramicidin Pores Reconstituted into Supported Lipid Bilayers on Indium-Tin-Oxide Electrodes // Langmuir. 1998. T. 14, № 11. C. 3118-3125.

181. Berquand A. h gp. Two-Step Formation of Streptavidin-Supported Lipid Bilayers by PEG-Triggered Vesicle Fusion. Fluorescence and Atomic Force Microscopy Characterization // Langmuir. 2003. T. 19, № 5. C. 1700-1707.

182. Gozen I., Jesorka A. Instrumental Methods to Characterize Molecular Phospholipid Films on Solid Supports // Anal. Chem. 2012. T. 84, № 2. C. 822-838.

183. Mashaghi A. h gp. Label-free characterization of biomembranes: from structure to dynamics // Chem. Soc. Rev. 2014. T. 43, № 3. C. 887-900.

184. Jackman J.A., Rahim Ferhan A., Cho N.-J. Nanoplasmonic sensors for biointerfacial science // Chem. Soc. Rev. 2017. T. 46, № 12. C. 3615-3660.

185. Cho N.-J. h gp. Quartz crystal microbalance with dissipation monitoring of supported lipid bilayers on various substrates // Nat Protoc. 2010. T. 5, № 6. C. 1096-1106.

186. El Kirat K., Morandat S., Dufrene Y.F. Nanoscale analysis of supported lipid bilayers using atomic force microscopy // Biochimica et Biophysica Acta (BBA) -Biomembranes. 2010. T. 1798, № 4. C. 750-765.

187. Lawrence J.C. h gp. Real-Time Analysis of the Effects of Cholesterol on Lipid Raft Behavior Using Atomic Force Microscopy // Biophysical Journal. 2003. T. 84, № 3. C. 1827-1832.

188. Giocondi M.-C. h gp. Use of Cyclodextrin for AFM Monitoring of Model Raft Formation // Biophysical Journal. 2004. T. 86, № 2. C. 861-869.

189. Nye J.A., Groves J.T. Kinetic Control of Histidine-Tagged Protein Surface Density on Supported Lipid Bilayers // Langmuir. 2008. T. 24, № 8. C. 4145-4149.

190. Reviakine I., Brisson A. Streptavidin 2D Crystals on Supported Phospholipid Bilayers: Toward Constructing Anchored Phospholipid Bilayers // Langmuir. 2001. T. 17, № 26. C. 8293-8299.

191. Carton I., Brisson A.R., Richter R.P. Label-Free Detection of Clustering of Membrane-Bound Proteins // Anal. Chem. 2010. T. 82, № 22. C. 9275-9281.

192. Milhiet P. h gp. Spontaneous insertion and partitioning of alkaline phosphatase into model lipid rafts // EMBO Reports. 2002. T. 3, № 5. C. 485-490.

193. Eisele N.B. h gp. Ultrathin nucleoporin phenylalanine-glycine repeat films and their interaction with nuclear transport receptors // EMBO Reports. 2010. T. 11, № 5. C. 366-372.

194. Loose M., Schwille P. Biomimetic membrane systems to study cellular organization // Journal of Structural Biology. 2009. T. 168, № 1. C. 143-151.

195. Hartman N.C., Nye J.A., Groves J.T. Cluster size regulates protein sorting in the immunological synapse // Proc. Natl. Acad. Sci. U.S.A. 2009. T. 106, № 31. C. 12729-12734.

196. Yu C., Groves J.T. Engineering supported membranes for cell biology // Med Biol Eng Comput. 2010. T. 48, № 10. C. 955-963.

197. Torres A.J. h gp. Functional single-cell analysis of T-cell activation by supported lipid bilayer-tethered ligands on arrays of nanowells // Lab Chip. 2013. T. 13, № 1. C. 90-99.

198. McKeating K.S., Aube A., Masson J.-F. Biosensors and nanobiosensors for therapeutic drug and response monitoring // Analyst. 2016. T. 141, № 2. C. 429-449.

199. Turner A.P.F. Biosensors: sense and sensibility // Chem. Soc. Rev. 2013. T. 42, № 8. C. 3184.

200. Nikoleli G.-P. h gp. Recent Lipid Membrane-Based Biosensing Platforms // Applied Sciences. 2019. T. 9, № 9. C. 1745.

201. Nikoleli G.-P. h gp. The Application of Lipid Membranes in Biosensing // Membranes. 2018. T. 8, № 4. C. 108.

202. Salamon Z. h gp. Assembly and molecular organization of self-assembled lipid bilayers on solid substrates monitored by surface plasmon resonance spectroscopy // Biochimica et Biophysica Acta (BBA) - Biomembranes. 1994. T. 1195, № 2. C. 267-275.

203. Robertson J.W.F. h gp. Single-molecule mass spectrometry in solution using a solitary nanopore // Proc. Natl. Acad. Sci. U.S.A. 2007. T. 104, № 20. C. 82078211.

204. Clarke J. h gp. Continuous base identification for single-molecule nanopore DNA sequencing // Nature Nanotech. 2009. T. 4, № 4. C. 265-270.

205. Shoji K., Kawano R., White R.J. Recessed Ag/AgCl Microelectrode-Supported Lipid Bilayer for Nanopore Sensing // Anal. Chem. 2020. T. 92, № 15. C. 1085610862.

206. Wang L., Yao F., Kang X. Nanopore Single-Molecule Analysis of Metal Ion-Chelator Chemical Reaction // Anal. Chem. 2017. T. 89, № 15. C. 7958-7965.

207. Khan M.S. h gp. Electrophysiology of Epithelial Sodium Channel (ENaC) Embedded in Supported Lipid Bilayer Using a Single Nanopore Chip // Langmuir. 2017. T. 33, № 47. C. 13680-13688.

208. MacKenzie M., Argyropoulos C. An Introduction to Nanopore Sequencing: Past, Present, and Future Considerations // Micromachines. 2023. T. 14, № 2. C. 459.

209. Wang Y. h gp. Nanopore sequencing technology, bioinformatics and applications // Nat Biotechnol. 2021. T. 39, № 11. C. 1348-1365.

210. Deamer D., Akeson M., Branton D. Three decades of nanopore sequencing // Nat Biotechnol. 2016. Т. 34, № 5. С. 518-524.

211. Goksu E.I. и др. AFM for structure and dynamics of biomembranes // Biochimica et Biophysica Acta (BBA) - Biomembranes. 2009. Т. 1788, № 1. С. 254-266.

212. Zhong J., He D. Recent Progress in the Application of Atomic Force Microscopy for Supported Lipid Bilayers // Chemistry A European J. 2012. Т. 18, № 14. С. 4148-4155.

213. Stampfli R. Reversible electrical breakdown of the excitable membrane of a ranvier node // Anais da Academia. Brasileira de Ciencias. 1958. Т. 30. С. 57-63.

214. Sale A., Hamilton W. Effects of high electric fields on microorganisms! Killing of bacteria and yeasts // Biochimica et Biophysica Acta (BBA) - General Subjects. 1967. Т. 148, № 3. С. 781-788.

215. Coster H.G.L., Zimmermann U. The mechanism of electrical breakdown in the membranes ofValonia utricularis // J. Membrain Biol. 1975. Т. 22, № 1. С. 73-90.

216. Benz R., Beckers F., Zimmermann U. Reversible electrical breakdown of lipid bilayer membranes: A charge-pulse relaxation study // J. Membrain Biol. 1979. Т. 48, № 2. С. 181-204.

217. Benz R., Lauger P. Kinetic analysis of carrier-mediated ion transport by the charge-pulse technique // J. Membrain Biol. 1976. Т. 27, № 1. С. 171-191.

218. Chernomordik L.V., Chizmadzhev Y.A. Electrical Breakdown of Lipid Bilayer Membranes // Electroporation and Electrofusion in Cell Biology / под ред. Neumann E., Sowers A.E., Jordan C.A. Boston, MA: Springer US, 1989. С. 83-95.

219. Abidor I.G. и др. 246 - Electric breakdown of bilayer lipid membranes I. The main experimental facts and their qualitative discussion // Bioelectrochemistry and Bioenergetics. 1979. Т. 6, № 1. С. 37-52.

220. Pastushenko V.F., Chizmadzhev Yu.A., Arakelyan V.B. 247 - Electric breakdown of bilayer lipid membranes II. Calculation of the membrane lifetime in the steady-state diffusion approximation // Bioelectrochemistry and Bioenergetics. 1979. Т. 6, № 1. С. 53-62.

221. Chizmadzhev Yu.A., Arakelyan V.B., Pastushenko V.F. 248 - Electric breakdown of bilayer lipid membranes III. Analysis of possible mechanisms of defect origination // Bioelectrochemistry and Bioenergetics. 1979. Т. 6, № 1. С. 63-70.

222. Pastushenko V.F., Chizmadzhev Yu.A., Arakelyan V.B. 249 - Electric breakdown of bilayer lipid membranes IV. Consideration of the kinetic stage in the case of the single-defect membrane // Bioelectrochemistry and Bioenergetics. 1979. Т. 6, № 1. С. 71-79.

223. Arakelyan V.B., Chizmadzhev Yu.A., Pastushenko V.F. 250 - Electric breakdown of bilayer lipid membranes V. Consideration of the kinetic stage in the case of the

membrane containing an arbitrary number of defects // Bioelectrochemistry and Bioenergetics. 1979. Т. 6, № 1. С. 81-87.

224. Chernomordik L.V. и др. The shape of lipid molecules and monolayer membrane fusion // Biochimica et Biophysica Acta (BBA) - Biomembranes. 1985. Т. 812, № 3. С. 643-655.

225. Glaser R.W. и др. Reversible electrical breakdown of lipid bilayers: formation and evolution of pores // Biochimica et Biophysica Acta (BBA) - Biomembranes. 1988. Т. 940, № 2. С. 275-287.

226. Prausnitz M.R. и др. A quantitative study of electroporation showing a plateau in net molecular transport // Biophysical Journal. 1993. Т. 65, № 1. С. 414-422.

227. Binnig G., Quate C.F., Gerber Ch. Atomic Force Microscope // Phys. Rev. Lett. 1986. Т. 56, № 9. С. 930-933.

228. Santos N.C., Castanho M.A.R.B. An overview of the biophysical applications of atomic force microscopy // Biophysical Chemistry. 2004. Т. 107, № 2. С. 133-149.

229. Alessandrini A., Facci P. AFM: a versatile tool in biophysics // Meas. Sci. Technol. 2005. Т. 16, № 6. С. R65-R92.

230. Muller D.J. AFM: A Nanotool in Membrane Biology // Biochemistry. 2008. Т. 47, № 31. С. 7986-7998.

231. Fotiadis D. Imaging and manipulation of biological structures with the AFM // Micron. 2002. Т. 33, № 4. С. 385-397.

232. Toca-Herrera J.L. Atomic Force Microscopy Meets Biophysics, Bioengineering, Chemistry, and Materials Science // ChemSusChem. 2019. Т. 12, № 3. С. 603-611.

233. Миронов В.Л. Основы сканирующей зондовой микроскопии. Российская Академия Наук, Институт физики микроструктур, г. Нижний Новгород, 2004. 110 с.

234. Gadegaard N. Atomic force microscopy in biology: technology and techniques // Biotechnic & Histochemistry. 2006. Т. 81, № 2-3. С. 87-97.

235. Zhong Q., Kjoller K., Ehngs V.B. Fractured polymer/silica fiber surface studied by tapping mode atomic force microscopy.

236. Montel F. и др. The Dynamics of Individual Nucleosomes Controls the Chromatin Condensation Pathway: Direct Atomic Force Microscopy Visualization of Variant Chromatin // Biophysical Journal. 2009. Т. 97, № 2. С. 544-553.

237. Xu K. и др. Recent development of PeakForce Tapping mode atomic force microscopy and its applications on nanoscience // Nanotechnology Reviews. 2018. Т. 7, № 6. С. 605-621.

238. Grandbois M., Clausen-Schaumann H., Gaub H. Atomic Force Microscope Imaging of Phospholipid Bilayer Degradation by Phospholipase A2 // Biophysical Journal. 1998. Т. 74, № 5. С. 2398-2404.

239. Santos N.C. и др. Filipin-Induced Lesions in Planar Phospholipid Bilayers Imaged by Atomic Force Microscopy // Biophysical Journal. 1998. Т. 75, № 4. С. 1869-1873.

240. Chiantia S., Kahya N., Schwille P. Raft Domain Reorganization Driven by Short-and Long-Chain Ceramide: A Combined AFM and FCS Study // Langmuir. 2007. Т. 23, № 14. С. 7659-7665.

241. Krasnobaev V.D. и др. Lysolipids regulate raft size distribution // Front. Mol. Biosci. 2022. Т. 9. С. 1021321.

242. Lin W.-C. и др. Lipid Asymmetry in DLPC/DSPC-Supported Lipid Bilayers: A Combined AFM and Fluorescence Microscopy Study // Biophysical Journal. 2006. Т. 90, № 1. С. 228-237.

243. Garcia-Manyes S., Gorostiza P., Sanz F. Titration Force Microscopy on Supported Lipid Bilayers // Anal. Chem. 2006. Т. 78, № 1. С. 61-70.

244. Garcia-Manyes S., Oncins G., Sanz F. Effect of Temperature on the Nanomechanics of Lipid Bilayers Studied by Force Spectroscopy // Biophysical Journal. 2005. Т. 89, № 6. С. 4261-4274.

245. Garcia-Manyes S., Oncins G., Sanz F. Effect of Ion-Binding and Chemical Phospholipid Structure on the Nanomechanics of Lipid Bilayers Studied by Force Spectroscopy // Biophysical Journal. 2005. Т. 89, № 3. С. 1812-1826.

246. Garcia-Manyes S., Sanz F. Nanomechanics of lipid bilayers by force spectroscopy with AFM: A perspective // Biochimica et Biophysica Acta (BBA) - Biomembranes. 2010. Т. 1798, № 4. С. 741-749.

247. Krieg M. и др. Atomic force microscopy-based mechanobiology // Nat Rev Phys. 2018. Т. 1, № 1. С. 41-57.

248. Mueller P. и др. Methods for the formation of single bimolecular lipid membranes in aqueous solution // J. Phys. Chem. 1963. Т. 67, № 2. С. 534-535.

249. Абидор И. Г и др. Определение внутримембранного падения потенциала с помощью потенциодинамического метода // Докл. Акад. наук СССР. 1980. № 245. С. 977.

250. Gifer P.K., Popova M.M., Batishchev O.V. Effect of Sterols on the stability of bilayer lipid membranes // Biophysical Journal. 2022. Т. 121, № 3. С. 365a-366a.

251. Reviakine I., Brisson A. Formation of Supported Phospholipid Bilayers from Unilamellar Vesicles Investigated by Atomic Force Microscopy // Langmuir. 2000. Т. 16, № 4. С. 1806-1815.

252. Volkov V.A. и др. Fullerene C60 conjugated with L- and D-alanine: integration into lipid bilayer and protection of cell membrane against oxidative stress // Mendeleev Communications. 2025. Т. 35, № 5. С. 589-591.

253. Horcas I. и др. WSXM : A software for scanning probe microscopy and a tool for nanotechnology // Review of Scientific Instruments. 2007. Т. 78, № 1. С. 013705.

254. Shtykova E.V. h gp. Structural Insights into Plant Viruses Revealed by Small-Angle X-ray Scattering and Atomic Force Microscopy // Viruses. 2024. T. 16, № 3. C. 427.

255. Derjagin B.V., Derjagin B.V., Derjagin B.V. Theory of stability of colloids and thin films. New York, NY: Consultants Bureau, 1989. 258 c.

256. Portet T., Dimova R. A New Method for Measuring Edge Tensions and Stability of Lipid Bilayers: Effect of Membrane Composition // Biophysical Journal. 2010. T. 99, № 10. C. 3264-3273.

257. Helfrich W. Elastic Properties of Lipid Bilayers: Theory and Possible Experiments // Zeitschrift für Naturforschung C. 1973. T. 28, № 11-12. C. 693-703.

258. Hamm M., Kozlov M.M. Elastic energy of tilt and bending of fluid membranes // The European Physical Journal E. 2000. T. 3, № 4. C. 323-335.

259. Fuller N., Rand R.P. The Influence of Lysolipids on the Spontaneous Curvature and Bending Elasticity of Phospholipid Membranes // Biophysical Journal.

260. Akimov S.A. h gp. Line tension and structure of through pore edge in lipid bilayer // Biochem. Moscow Suppl. Ser. A. 2014. T. 8, № 4. C. 297-303.

261. Sides P.J., Faruqui D., Gellman A.J. Dynamics of Charging of Muscovite Mica: Measurement and Modeling // Langmuir. 2009. T. 25, № 3. C. 1475-1481.

262. Allen F.J. h gp. Potassium, Calcium, and Magnesium Bridging of AOT to Mica at Constant Ionic Strength // Langmuir. 2019. T. 35, № 17. C. 5753-5761.

263. Trewby W., Livesey D., Voitchovsky K. Buffering agents modify the hydration landscape at charged interfaces // Soft Matter. 2016. T. 12, № 9. C. 2642-2651.

264. Nikoleli G.-P. h gp. Application of Biosensors Based on Lipid Membranes for the Rapid Detection of Toxins // Biosensors. 2018. T. 8, № 3. C. 61.

265. Jackman J., Knoll W., Cho N.-J. Biotechnology Applications of Tethered Lipid Bilayer Membranes // Materials. 2012. T. 5, № 12. C. 2637-2657.

266. Nikolelis D.P., Hianik T., Nikoleli G. Stabilized Lipid Films in Electrochemical Biosensors // Electroanalysis. 2010. T. 22, № 23. C. 2747-2763.

267. Choi S. h gp. Automated Lipid Bilayer Membrane Formation Using a Polydimethylsiloxane Thin Film // JoVE. 2016. № 113. C. 54258.

268. Mech-Dorosz A. h gp. A reusable device for electrochemical applications of hydrogel supported black lipid membranes // Biomed Microdevices. 2015. T. 17, № 1. C. 21.

269. Sannigrahi A. h gp. A Versatile Suspended Lipid Membrane System for Probing Membrane Remodeling and Disruption // Membranes. 2022. T. 12, № 12. C. 1190.

270. Khan M.S. h gp. Electrochemical impedance spectroscopy for black lipid membranes fused with channel protein supported on solid-state nanopore // Eur Biophys J. 2016. T. 45, № 8. C. 843-852.

271. Sondhi P., Lingden D., Stine K.J. Structure, Formation, and Biological Interactions of Supported Lipid Bilayers (SLB) Incorporating Lipopolysaccharide // Coatings. 2020. T. 10, № 10. C. 981.

272. Misawa N., Osaki T., Takeuchi S. Membrane protein-based biosensors // J. R. Soc. Interface. 2018. T. 15, № 141. C. 20170952.

273. Walz T. h gp. Surface Topographies at Subnanometer-resolution Reveal Asymmetry and Sidedness of Aquaporin-1 // Journal of Molecular Biology. 1996. T. 264, № 5. C. 907-918.

274. Schabert F.A., Henn C., Engel A. Native Escherichia coli OmpF Porin Surfaces Probed by Atomic Force Microscopy // Science. 1995. T. 268, № 5207. C. 92-94.

275. Janovjak H., Knaus H., Muller D.J. Transmembrane Helices Have Rough Energy Surfaces // J. Am. Chem. Soc. 2007. T. 129, № 2. C. 246-247.

276. Rief M. h gp. Single Molecule Force Spectroscopy on Polysaccharides by Atomic Force Microscopy // Science. 1997. T. 275, № 5304. C. 1295-1297.

277. Rief M. h gp. Reversible Unfolding of Individual Titin Immunoglobulin Domains by AFM // Science. 1997. T. 276, № 5315. C. 1109-1112.

278. Cao Y. h gp. Characterization of the SARS-COV -2 E Protein: Sequence, Structure, Viroporin, and Inhibitors // Protein Science. 2021. T. 30, № 6. C. 1114 -1130.

279. Zhang R. h gp. Dimeric Transmembrane Structure of the SARS-CoV-2 E Protein // Commun Biol. 2023. T. 6, № 1. C. 1109.

280. Somberg N.H. h gp. SARS-CoV-2 Envelope Protein Forms Clustered Pentamers in Lipid Bilayers // Biochemistry. 2022. T. 61, № 21. C. 2280-2294.

281. Pinkwart K. h gp. Nanoscale dynamics of cholesterol in the cell membrane // Journal of Biological Chemistry. 2019. T. 294, № 34. C. 12599-12609.

282. Pan J. h gp. Lipid Extraction by a-Synuclein Generates Semi-Transmembrane Defects and Lipoprotein Nanoparticles // ACS Omega. 2018. T. 3, № 8. C. 95869597.

283. Khadka N.K. h gp. Interaction of ßL- and y-Crystallin with Phospholipid Membrane Using Atomic Force Microscopy // IJMS. 2023. T. 24, № 21. C. 15720.

284. Kondrashov O.V. h gp. Dialectics of Antimicrobial Peptides II: Theoretical Models of Pore Formation and Membrane Protection // Langmuir. 2025. T. 41, № 29. C. 19003-19022.

285. Sekiya Y. h gp. Channel current analysis estimates the pore-formation and the penetration of transmembrane peptides // Analyst. 2018. T. 143, № 15. C. 35403543.

286. Krasnobaev V.D. h gp. Amyloid Precursor Protein Changes Arrangement in a Membrane and Its Structure Depending on the Cholesterol Content // Membranes. 2023. T. 13, № 8. C. 706.

БЛАГОДАРНОСТИ

Автор выражает благодарность своему научному руководителю Батищеву Олегу Вячеславовичу за постановку научной работы, обсуждение и интерпретацию результатов, возможность посмотреть на задачи под разными углами. Также автор выражает глубокую признательность научному руководителю за терпение и всестороннюю поддержку на всех этапах выполнения диссертационной работы.

Автор выражает благодарность Акимову Сергею Александровичу и Кондрашову Олегу Васильевичу за теоретическое осмысление полученных в рамках диссертационной работы результатов.

Автор благодарит коллег из лаборатории биоэлектрохимии института физической химии и электрохимии им А. Н. Фрумкина за помощь в экспериментах, интерпретации результатов, а также за личную поддержку.