Усиленный атерогенный эффект макрофагов из моноцитов крови больных ИБС, выявленный в аэробных условиях и при аноксии in vitro тема диссертации и автореферата по ВАК РФ 03.00.04, кандидат биологических наук Хильченко, Алексей Валериевич

• Хильченко, Алексей Валериевич
• кандидат биологических наук
• 2008

Оглавление диссертации кандидат биологических наук Хильченко, Алексей Валериевич

ВВЕДЕНИЕ.

ГЛАВА 1. ОБЗОР ЛИТЕРАТУРЫ.

1.1. Происхождение и функции макрофагов.

1.2. Механизмы предактивации и активации МФ.

1.3. Взаимодействие МФ и окисленных ЛНП in vivo.

1.4. Метаболизм ЛНП липидов и холестерина в макрофагах.

ГЛАВА 2. МАТЕРИАЛ И МЕТОДЫ ИССЛЕДОВАНИЯ.

2.1. использованные материалы.

2.2. Растворы и среды.

2.3. Клеточная модель.

2.4 выделение ЛНП из плазмы крови человека.

2.5. Модель моноцит/макрофаг зависимого окисления ЛНП.

2.6. Оценка окислительной модификации ЛНПн и ЛНПг.

2.7. Измерение числа жизнеспособных моноцитов/макрофагов.

2.8. Захват моноцитами/макрофагами ЛНП.

2.9. Метод статистического анализа.

ГЛАВА 3. РЕЗУЛЬТАТЫ И ИХ ОБСУЖДЕНИЕ.

3.1. Изучение способности МФн, окислять и поглощать Л НПн, и ЛНПГ в аэробных условиях и в условиях аноксии in vitro.

3.2. Разработка метода предактивации и активации МФн с помощью ФНО-а, и сравнение их способности окислять ЛНПн in vitro.

3.3. Изучение способности МФибс, окислять и поглощать ЛНПн и ЛНПГ в аэробных условиях и в условиях аноксии in vitro.

3.4. Сравнение и обсуждение способности МФн и МФИБс окислять и поглощать ЛНПн и ЛНПГ в аэробных условиях и условиях аноксии.

ВЫВОДЫ.

Введение диссертации (часть автореферата) на тему «Усиленный атерогенный эффект макрофагов из моноцитов крови больных ИБС, выявленный в аэробных условиях и при аноксии in vitro»

В последние десятилетия одной из главных причин заболеваемости и смертности населения является возникновение и/или прогрессирование атеросклероза. Хотя в течение последних десяти лет было предложено несколько гипотез развития атеросклероза, ни одна из них не может полностью объяснить процесс патогенеза атеросклероза в целом, так как развитие атеросклероза связано с многочисленными факторами «риска».

Несмотря на это, в настоящее время хорошо известно, что клеточным элементам сосудистой стенки, а также циркулирующим моноцитам/макроф&гам принадлежит существенная роль в патогенезе атеросклероза [40, 64].

Этому способствуют факторы «риска», к которым принадлежат гипертония, курение, стресс и другие факторы [123, 132]. Факторы «риска» сопровождаются генерализованной, а также локальной ишемии сосудистой стенки [57, 137], что ведет к выделению эндотелиальными клетками (ЭК), макрофагами (МФ), гладкомышечными и другими клетками активных форм кислорода (АФК), провоспалительных цитокинов (ФНО-а, ИЛ-1, ИЛ-6 и др.), участвующих в стимуляции макрофагов и их способности окислять ЛНП [18].

Окислительная способность макрофагов обусловлена стимуляцией их НАДФН-оксидазной и миелопероксидазной систем [6]. Имеются данные, согласно которым лишь стимулированные моноциты/макрофаги обладают способностью осуществлять свои многоплановые функции, в том числе выделять АФК, окислять и поглощать ЛНП [108].

В настоящее время установлено, что переход макрофагов из нестимулированного в стимулированное состояние проходит через стадию предстимуляции (прайминга), которая возникает при первичном воздействии стимула и заключается в повышении экспрессии и аффинности поверхностных скавенджер-рецепторов макрофагов, активизации ферментов ГМФШ, нарабатывание комплекса НАДФН-оксидазы [18].

Однако, в стимулированное состояние предстимулированные макрофаги переходят лишь после повторного стимула, при котором макрофаги уже становятся способными к продукции АФК, синтезу биологически активных веществ, проявлению атерогенных (окисление и поглощение ЛЫП) функций [19, 18, 65, 128, 154].

Однако, дозы цитокинов и сроки инкубации, необходимые для предстимуляции и стимуляции макрофагов, а также способность предстимулированных и стимулированных макрофагов крови человека окислительно модифицировать ЛНП, не исследованы.

Особенно важным является вопрос об условиях предактивации и активации моноцитов/макрофагов in vivo. Исследование этого вопроса особенно важно для профилактики возникновения и прогрессирования атеросклероза у пациентов с ишемической болезнью сердца (ИБС), количество которых достигает 30-40% численности больных индустриальных городов большинства стран мира. Это заболевание стоит на одном из первых мест по числу летальных исходов, и до настоящего времени к нему не подобрана ранняя и эффективная терапия.

Многократно показано, что в крови больных ИБС резко повышено содержание таких цитокинов как ИЛ-1, ИЛ-6, ФНО-а и др., которые, как показано in vitro, и являются активными стимуляторами моноцитов/макрофагов [79, 80, 110, 115, 146, 156].

Однако, за исключением данных об изменении генных и морфологических признаков активации лейкоцитов и моноцитов, работ, указывающих на усиление атерогенной функции макрофагов, полученных из моноцитов крови больных ИБС, в литературе не найдено, что препятствует направленному воздействию на свойства макрофагов у больных ИБС.

Наряду с клеточными элементами сосудистой стенки и крови, существенная роль в атерогенезе принадлежит уровню холестерина в крови людей и степени окисленности ЛНП*.

Показано, что количество окислительно модифицированных ЛНП в крови гиперхолестеринемичных людей [23, 54] или животных [22, 76] выше, чем в крови людей и животных с нормальным содержанием холестерина.

Липопротеины низкой плотности у больных с гиперхолестеринемией содержат более высокое количество не только свободного холестерина и триглицеридов, но и продуктов перекисного окисления липидов (ПОЛ), кроме того, они характеризуются более низким содержанием антиоксидантов (Коэнзим Qio, Вит.Е) и обладают более высоким отрицательным зарядом, характеризующим модификацию апо-В белка, что обуславливает их способность быть распознанными и практически недозируемо поглощенными макрофагами (МФ) [138, 141, 150].

Однако, спобность ЛНП, полученных от людей с гиперхолестеринемией, подвергаться дальнейшему in vivo или in vitro окислению по сравнению с ЛНП, полученными из крови здоровых доноров (ЛНПн) изучена недостаточно, имеющиеся работы единичны, проведены, главным образом, с использованием Си2+-опосредованного окисления и не содержат анализа показателей, характеризующих окислительную модификацию апо-В белка и способность МФ поглощать окисленные ЛНП.

Существенную роль в предстимуляции и стимуляции макрофагов играет гипоксия и ишемия, при которых усиливается продукция АФК, а в самих тканях и циркулирующей крови резко возрастает содеражание продуктов ПОЛ [2,-7, 9, 42, 43, 45].

Однако, влияние условий ишемии на способность МФ окислять и поглощать окисленные ЛНП, исследовано недостаточно.

В связи с этим целью настоящей работы является изучение способности макрофагов, полученных из моноцитов крови здоровых доноров и больных ИБС, окислять и поглощать липопротеины низкой плотности, полученные от здоровых доноров и людей с гиперхолестеринемией, при их инкубации в аэробных условиях и при аноксии in vitro.

Для достижения поставленной цели сформулированы следующие задачи:

1. Изучить способность макрофагов, полученных из моноцитов крови здоровых доноров (МФН), окислять и поглощать ЛНПн и ЛНПГ в аэробных условиях и в условиях аноксии in vitro.

2. С помощью ФНО-а разработать метод предстимуляции и стимуляции макрофагов, полученных из моноцитов крови здоровых доноров (МФн) в условиях in vitro; сравнить способность нестимулированных и стимулированных in vitro макрофагов окислять ЛНПн.

3. Изучить способность макрофагов, полученных из моноцитов крови больных ИБС (МФибсХ окислять и поглощать ЛНПн и ЛНПГ в аэробных условиях и в условиях аноксии in vitro.

4. Сравнить способность макрофагов, полученных из моноцитов крови больных ИБС и здоровых доноров, окислять и поглощать ЛНПн и ЛНПГ в аэробных условиях и в условиях аноксии in vitro.

Заключение диссертации по теме «Биохимия», Хильченко, Алексей Валериевич

Выводы

1. Показано, что МФН, способны окислять и потреблять ЛНПн и ЛНПр как в аэробных условиях, так и в условиях аноксии, причем способность к потреблению ЛНП и потеря жизнеспособности МФН в процессе инкубации значительно резче выражены в опытах с ЛНПг, чем с ЛНПн.

2. Разработан метод предстимуляции и стимуляции МФН in vitro с помощью однократного (предстимуляция) и двукратного (стимуляция) введений низких доз ФНО-а (0,1 и 0,5 иг/мл) в среду инкубации и доказано, что стимулированные in vitro макрофаги окисляют ЛНПн значительно сильнее, чем нестимулированные.

3. Показано, что МФИбс> обладают более выраженной способностью окислять и потреблять ЛНПн, по сравнению с ЛНПг, как в аэробных условиях, так и в условиях аноксии, а также подвергаться резкой и ранней -гибели в процессе инкубации с ЛНПн и ЛНПГ in vitro.

4. Доказано, что МФибс вызывают более сильное окисление и потребление ЛНПн и, особенно, ЛНПГ по сравнению с МФН, также раньше и резче теряют жизнеспособность, чем МФН; условия аноксии усиливают атерогенные свойства МФИбс> по сравнению с аэробными условиями.

5. Полученные данные свидетельствуют о том, что у больных ИБС возникает предстимуляция или стимуляция моноцитов-макрофагов в условиях in vivo, что делает больных ИБС предрасположенными к раннему возникновению или прогрессированию локального или генерализованного атеросклероза.

6. Полученные данные создали предпосылку для разработки на основе культуры МФИбс и кульуры МФн экспресс-модели для выявления предрасположенности больного ИБС к атеросклерозу, индивидуального подбора антиатеросклеротической терапии, скрининга и предклинических испытанияй новых лекарственных средств.

Список литературы диссертационного исследования кандидат биологических наук Хильченко, Алексей Валериевич, 2008 год

1. Айдыралиев Р.К Изменение заряда поверх-ности липопротеинов низкой плотности при перекисной модификации / Айдыралиев Р.К, Азизова О.А., Миррахимов М.М., Лопухин Ю.М. // Бюл. Экспер. Биол. Мед., 2001, Т. 132, №8, С. 164-166.

2. Алесеенко А.В. Изучение уровня перекисей и антиокислительной активности липидов в ишемизированных и консервированных почках / Алесеенко А.В., Биленко М.В., Бурлакова Е.Б. и соавт. // Вестн. АМН СССР. 1976.-N 8.-С. 61-67.

3. Архипенко Ю.В. Повреждение саркоплазматического ретикулума скелетных мышц при ишемии: роль перекисного окисления липидов / Архипенко Ю.В., Биленко М.В., Добрина С.Г. // Бюл. эксперим. биол. -1977.-N6.-С. 683-686

4. Белова Л.А. Биохимия процессов воспаления и поражения сосудов. Роль нейтрофилов. // Биохимия- 1997. Т 62.-№ 6. -С. 659 668.

5. Белова Л.А., Оглоблина О.Г., Белов А.А., Кухарчук В.В. Профцессы модификации липопротеинов, физиологическая и патогенетическая роль модифицированных липопротеинов. Вопросы медицинской химии I, 2000.

6. Биленко М.В. Ишемические и реперфузионные повреждения органов ( молекулярные механизмы, пути предупреждения и лечения) / Биленко М.В М.: Медицина, 1989, 386 с.

7. Биленко М.В. Роль ишемии в локальной степени в локальном, in situ, окислении липопротеинов низкой плотности / Биленко М.В. // Вопр. мед. химии. 1999 - № 5. - С. 446.

8. Приорететная публикация 23 ноября 1973г. Бюлл.открытий и изобретений 1991, №30,-С. 3.

9. Биленко М.В. Способность эндотелиальных клеток вызывать окисление липопротеинов низкой плотности / Биленко М.В., Вахрушева Т.В., Федосова С.В // Бюл. экспер. биол. 1998 - Т. 126. №6. - С. 314-317.

10. Биленко М.В. Влияние нативных и окисленных липопротеинов низкой плотности на хемилюминесценцию макрофагов / Биленко М.В., Клебанов Г.И., Долгина Е.Н., Никанкина JI.B. // Бюлл.эксп. биол. мед. -1999. -Т. 128, №11. С.514-517.

11. Биленко М.В. Свободнорадикальные механизмы участия МФ крови в патогенезе атеросклероза в условиях ишемии и реперфузии сосудистой стенки / Биленко М.В., Ладыгина В.Г., Климовицкая Л.В. // Второй Российский конгресс по патофизиологии, М., 2000. - С. 183

12. Биленко М.В. Цитотоксический эффект липопротеинов низкой плотности на неишемизированные, ишемизированные и реперфузированные эндотелиальные клегки / Биленко М.В., Ладыгина В.Г., Федосова С.В. // Бюл. Экспер. Биол. Мед., 1998, - Т. 126, №9. -С. 302-306.

13. Бухарин О.В. Неспецифический иммунитет / Бухарин О.В. // Оренбург: Труды кафедры микробиологии ОМИ, 1975. Т. 6. 112 с.

14. Владимиров.Ю.А. Перекисное окисление липидов в биологических мембранах. / Владимиров 10. А., Арчаков А.И. // М.: Наука, 1972. - 231 с.

15. Власова И.И. Связывание катионов двухвалентных металлов с липопротеиноми низкой плотности. Исследование методом ЭПР / Власова

16. И.И., Дремина У.С., Шаров B.C., Азизова О.А. // Биофизика, 2002, № 47,- С. 641-646.

17. Карр Я. «Макрофаги». Обзор ультраструкгуры и функции / Карр Я. II М.: Медицина, 1978. 189 с.

18. Клебанов Г.И. Клеточные механизмы прайминга и активации фагоцитов / Клебанов Г.И., Владимиров Ю. А. // Успехи современной биологии, 1999, - Т. 119, № 5, - С. 462-475.

19. Климакова J1.B. Оценка устойчивости макрофагов (МФ) к аноксии, дефициту субстратов и ишемии / Климакова J1.B., Ладыгина В.Г., Биленко М.В. // VII Российский Национальный Конгресс "Человек и лекарство", Москва, 2000, - С. 409.

20. Ленинджер А. Биохимия / Ленинджер А. // Пер. с англ., М.: Мир, 1974, ■.- 956 с.

21. Лопухин Ю.М., Владимиров Ю.А., Молоденков М.Н., Клебанов Г.И., , Сергиенко В.И., Торховская Т.Н., Чернокова Я.М., Наумов А.В., Максимов В.А., Шерстнев М.П. Вопрос. Мед. Химии 1983. Т. 29, № 1, -С. 116-120.

22. Лопухин Ю.М. Хемолюминесцения апо-Б липопротеинов в экспериментальной гиперхолестеринемии кроликов / Лопухин Ю.М., Молоденков М.Н., Владимиров Ю.А., Сергиенко В.И., Клебанов Г.И., Шерстнев М.П. //Бюл. Эксп. Биол. Мед.1982.-Т. 93,№4.-С. 101-102.

23. Лукянова Л.Д. Кислородзависимые процессы в клетке и ее функциональное состояние / Лукянова Л.Д., Балмуханов Б.С., Уголев А.Т. /1-М.: Наука, 1982.-301 с.

24. Маянский А.Н. Очерки о нейтрофиле и макрофаге / Маянский А.Н., Маяиский Д.IT. // Новосибирск: Наука, 1883. - 256 с.

25. Осипов А.Н. Активные формы кислорода и их роль в организме / Осипов А.Н., Азизова А.Н., Владимиров Ю.А. // Успех биологической химии. М.: Наука, 1984. Т. 25, С. 110 - 124.

26. Осипов С.Г., Титов В.Н. Иммунные комплексы и атеросклероз. // Кардиология -1982.-N7.-C. 119-125.

27. Панасенко О.М., Сергиенко В.И. Свободно-радикальная модификация липопротеинов крови и атеросклероз. Биологические мембраны. 1993, 10, 4, 341-382.

28. Патологическая физиология / Под ред. А.Д. Адо, В.В. Новицкого. -Томск: Изд-во Том. Ун-та, 1994. 468 с.

29. Учитель И.Я. Макрофаги в иммунитете. М.: Медицина, 1978. 200 с.

30. Энциклопедический словарь медицинских терминов: В 3-х томах. Около 60000 терминов./ Гл. ред. Б.В. Петровский. — М.: Советская энциклопедия, Т.1.А - 1982. 464 с.

31. Akimaru К, Utsumi Т, Sato EF, Klostergaard J, Inoue M, Utsumi К. Roleof tyrosyl phosphorylation in neutrophil priming by tumor necrosis factor-alpha -fand granulocyte colony stimulating factor / Arch Biochem Biophys. 1992. -Vol. 298, № 2. - P. 703-709

32. Asmis R, Begley JG, Jelk J, Eversom WV. Lipoprotein aggregation protects human monocyte-derived macrophages from OxLDL-induced cytotoxicity. J Lipid Res. 2005; 46(6): 1124-32. Epub 2005 Mar 16.

33. Aviram M., Fuhrman B. // Mol.Cell Biochem. 1998. V.188, №1-2 -P.149-159.

34. Babiy AV, Gebicki JM Decomposition of lipid hydroperoxides enhances the uptake of low density lipoprotein by macrophages. Acta Biochim Pol 1999; 46:31-42

35. Bennett В Comparative morphology of macrophages in tissue culture. .// Adv. Exp. Med. Biol., 1967. V. 1. - P. 74.

36. Beppu M, watanade M, Sunohara M, Ohishi K, Mishima E, Kawachi H, Fujii M, Kikugawa K. Participation of arachidonic acid cascade pathway inmacrofage binding/ uptake of oxidized low density lipoprotein. Biol. Pharm Bull. 2002 Jun; 25 (6): 710-7.

37. Berk B.C. Redox signals that regulate the vascular response to injury// Thromb. Haemost. 1999 Aug.; 82 (2): P. 810-817

38. Berkov R.L. and R.W. Dodson. Tyrosine-specific protein Phosphorylation during activation of human neutrophils. // Blood. 1990. - v.75, № 12. - p. 315-321.

39. Beutler. B. and Cerami A. Tumor necrosis, cachexia, shock, and inflammation: a common mediator// Ann. Rev. Biochem. 1988. - Vol.57. -P.505-518.

40. Bilenko M.V. Free Radical Mechanisms of Ischemic and Reperfusion Injuries to Varies Organs. Monographia. Nova Science Publishers, Inc., I-Iuntington, New York, 2001, 380p.

41. Bilenko M.V. Role of ishemia and reperfusion of vascular endotelial cells in pathogenesis of atherosclerosis. Abstr. 70th EAS Congress, Geneva, Switzerland, 1998, p. 123 .

42. Bilenko M.V., Bulgakov V.G. and Velikhanova D.M. Membrane injures in ischemic tissues and role of lipid peroxidation. Probleme der Hematologie, Transfusion und Transplantation, 1981, vol. 8, No. 2, pp. 53-62.

43. Bilenko M.V., Fedosova S.V., and Ladygina V.G. Ishemia- and free radical- induced injury of endotelial cells. Abstr. XVI European Congress Int. Soc. Heart Res.,Bologna ,Italy J.Moll.Cell.Cardiol., 1996, vol. 28,No.5 p/A31.

44. Bilenko, M.V.; Sevanian, A.; Hochstein,P. Effect of anoxia and anoxia plus glucose deprivation on viability and growth of endothelial cells (abstract). J. Mol. Cell. Cardiol. 1993, 25: 5,85

45. Brown A.J., Dean R.T., Jessup W. Free and esterified oxysterl: formation during copper-oxidation of low density lipoprotein and uptake by macrophages. J. Lipid Res 1996, 37, 320-335

46. Brown A.J., Jessup W. Oxysterole and atherosclerosis. Atheroslcerosis 1999, 142, 1-29.

47. Brown A.J., Leong S.L., Dean R.T., Jessup W. 7-Hydorperoxycholestrol and its prodcts in oxidized low density lipoprotein and human atherosclerotic pique. J Lipid Res 1997, 38, 1730-1745

48. Brown A.J., Mander E.L., Gelissen I.C. et al. Cholesterol and oxysterol medabolism and subcellular distribution in macrophage foam cells: accumulation of oxidized esters in lysosomes. J Lipid Res 2000, 41, 226-236

49. Cazzolato, G.; Avogaro, P.; Bittolo-Bon, G. Characterization of a more electronegatively charged ЛНП subfraction by ion exchange HPLC. Free Radic. Biol Med. 11:247-253; 1991.

50. Chao FF, Blanchette-Mackie EJ, Tertov W, et al. Hydrolysis of cholesteryl ester in low density lipoprotein converts this lipoprotein to a liposome. J Biol Chem 1992; 267:4992-4998.

51. Chazov E.I., Tertov V.V., Orekhov A.N., Lyakishev A.A., Perova N.V., Kurdanov Kh.A., Khashimov Rh.A., Novikov I.D., Smirnov V.N. Atherogenecity of blood serum from patients with coronary heart disease. Lancet, 1986; 2(8507): 595-598.

52. Crawford D.W, Kramsch D.M. // Exp. Mol. Pathol. 1988. V.49, № 2 -P.215-233

53. Dana R., Leto T.L., Malech H.L., Levy. Essential requirement of cytosolic phospholipase A2 for activation of the phagocyte NADPH oxidase. // J. Biol. Chem. 1998. - v.273.-p.441-445.

54. Edashige E., Watanable Y., Sato E.F., Takerhara Y. and Utsumi K. Reversible priming and protein-tyrosyl phosphorylation in human peripheral neutrophils under hypotonic conditions. // Arch.biochem.biophys. 1993. — v.302. -№ 2. -p.343-347.

55. English D. Phosphatidic acid: A lirid messendger involved in intracellular and extracellular signaling. // Cell. Signal. 1996.-v.8.-p.341-347.

56. Esterbauer H.,Dieber-Rotheneder M.,Waeg G., Striegl G. And Jurgens G. Biochemical, structural and functional properties of oxidized low-density lopoproteins. Chem. Pes. Toxicol., 1990,3(2),77-92.Invited Review.

57. Esterbauer H.; Jurgens, G.; Quechenberger, O; Koller, E. Antoxidation of human low density lipoproteini loss of polyunsaturated fatty acids and vitamin E and geceration of aldehydes. J. Lipid. Res. 28: 495-509; 1987.

58. Fan J, Watanabe T. Inflammatory reactions in the pathogenesis of atherosclerosis. J Atheroscler Thromb. 2003;10(2):63-71.

59. Garcia-Radriguez C., Montero M., Alvarez J., Garcia-Sancho J., Sanchez-Crespo M. // J. Biol. Chem. 1993. - Vol. 268. N 33. - P. 25751 -25757.

60. Geuze HJ, Slot JW, Strous GJ, Lodish HF. Intracellular site of asialoglycoprotein receptor-ligand uncoupling: double-lable immunoelectron microscopy during recertor-mediates endocytosis. Cell 1983; 32:277-287.

61. Haberland ME, Mottino G, Le M, Frank JS. Sequestration of aggrefated LDL by macrophages studied with freeze-etch electron microscopy. J Lipid Res 2001;42:605-619.

62. Han J, Hajjar DP, Febbraio M, Nicholson AC. Native and modified low density lipoproteins increase the functional expression of the macrophage class В scavenger receptor, CD36. J Biol Chem. 1997; 272: 21654-21659.

63. Hara A.,Radin N.S.Lipid extraction of tissue with a low-toxity solvent. Anal. Biachem., 1978, 90,420-426.

64. Hardwick SJ, Carpenter KL, Allen EA, Michinson MJ; Gluthation and the toxicity of oxidised low-density lipoprotein to human monocyte-macrofages. Free Radic. Res 1999 Jan; 30 (1): 11-19

65. Heinecke J.M., Chait. Lipoprotein modification: cellular mechanisms. // Curr. Opin. Lipidol. Oct. 1994. 5 (5). P. 365 - 370.

66. Henderson L.M. and Chappel J.T. NADPH oxidase of neutrophils. //Biochim. Biophys. Acta. 1996. - v.' 1273. -p.87-107.

67. Hodis, H.N.; Kransch, D.M.; Avogaro, P.; Bittolo-Bon, G.; Cazzolato, G.; Hwang, J.; Peterson, H.; Sevanian, A. Bioehtmieal and cytotoxic characteristics of an in vitro circulating oxidized LDL. J Lipid Res. 35:669-677; 1994.

68. Hoff HF, Cole ТВ. Macrophage uptake of low-density lipoprotein modified by 4-hydroxynonenal. An ultrastructural study. Lab invest 1991; 64:254-264.

69. Hoff HF, Zyromski N, Armstrong D, CTNeil J. Aggregation as well as chemical modification of LDL during oxydation is responsible for poor processing in macrophages. J Lipid Res 1993; 34:1919-1929.

70. Hojo Y, Ikeda U, Takahashi M, Shimada K. Increased levels of monocyte-related cytokines patients with unstable angina. Atherosclerosis 2002; 161: 403-408

71. Horkko, S., D.A.Bird, E. .Miller, et al. 1999. Monoclonal autoantibodies specific for oxidized phospholipids or oxidized phospholipid-protein adducts inhibit macrophage uptake of oxidized low-density lipoproteins. J. Clin. Invest 103: 117-128.

72. Hsu, H.Y., Nicholson, A.C., and Hajjar, D.P. 1996. J. Biol. Chem. 271, 7767-7773.

73. Hsu, H.Y., Twu Y.C. 2000. Tumor Necrosis Factor-a-mediated Protein Kinases in Regulation of Scavenger Receptor and Foam Cell Formation on Macrophage. J. Biol. Chem. 275(52), 41035-41048.

74. Huang W, Ishii I, Zhang WY, et al. PMA activation of macrophages alters macrophage metabolisn of aggregation LDL. J Lipid Res 2002; 43: 1275-1282.

75. Hulten LM, Ullstrom C, Krettek A, van Reyk D, Marklund SL, Dahlgren C, Wiklund O. Human macrophages limit oxidation products in low density lipoprotein. Lipids Health Dis. 2005; 4(1):6.

76. Jessup W, Mander EL, Dean RT. The intracellular storage and turmover of apolipoproteina В of oxidized LDL in macrophages. Biochim Biophys Acta 1992; 1126:167-177.

77. Jessup W. and Kritharides L. Metabolism of oxidized LDL by macrophages. Curr Opin Lipidol. 2000 Oct;l 1(5):473-81.

78. Jessup W., Simpson J.A., Dean R.T. Does superoxide radical have a role in macrophage-mediated oxidative modification of ЛНП. // Atherosclerosis, Feb. 1993. 99 (1).-P. 107-120.

79. Johnston R.B., Kitagawa S. Molecular basis for the enchanced respiratory burst of activated macrophages. // Fed. Proc. 1985. - v.44, № 14. - p.2927-2932.

80. Kanbara Т., Tomoda H.K., Sato E.F., Ueda W. and M. Wanabe. Lidocaine inhibits priming and protein tyrosine phosphorylation of human peripheral neutrophils. // Biochem. Pharmacol. 1993. - v. 45, № 8. - p.l593-1598.

81. Karten B, Boechzelt H, Abuja PM, Mittelbach M, Oettl K, Sattler W. Femtomole analysis of 9-oxononanoyl cholesterol by high performance liquid chromatography. J Lipid Res 1998,39(7), 1508-1519

82. Khoo JC, Miller E, McLoughlin P, Steinberg D. Enhanced macrophage uptake of low density lipoprotein after self-aggregation. Arteriosclerosis 1988; 8:348-358.

83. Kontush, A.; Reich, A.; Baum, K.; Spronger, T; Finckh, В.; Kohlschutter, A.; Beisiegel, U. Plasma ubiquinol-10 is decreased in patients with hyperlipidaemia. Aterosclerosi.sl997, 129,: 119-126.

84. Krause SW, Kreutz M, Andreesen R. Differential effects of cell adherence on LPS-stimulated cytokine production by human monocytes and macrophages. Immunobiology 1996-19997; 196: 522-534

85. Kritharides L, Jessup W, Gifford J, Dean R.T. A method for difining the stages of low-density lipoprotein oxidation by the separation of cholesterol and cholesteryl ester-oxidation products using HPLC. Anal Biochem, 1993; 213:79-89.

86. Kruth H.S. Macrophage foam cells and atherosclerosis. Front Biosci 2001; 6:D429-D455.

87. Kruth H.S. Seqeustration of aggregated low-density lipoproteins by macrophages. Current Opinion in Lipidology 2002; 13:483-488.

88. Kruth H.S. Sequestration of aggregated low-density lipoproteins by macrophages. Curr Opin Lipidol. 2002 Oct;13(5):483-8. Review

89. Kruth H.S., Chang J, Ifrim I, Zhang WY. Characterization of patocytosis: endocytosis into macrophage surface-connected compartments. Eur J Cell Biol 1999; 78:91-99.

90. Kuznetsov A.S., Missyul B.V. (1992) The charge and atherogenicity of low density lipoproteins. Ukr. Biochim. Zh., 64 (4), 3-19.

91. Lavy, A.; Brook, G.J.; Dankner,G.; Ben Amotz, A.; Aviraum, M. Enhanced in vitro oxidation of plasma lipoproteins derived from hyperholesterolemic patients. Metabolism.1991, 794-799.

92. Leusen J.H.W., Verhoeven A.J., Roos D. Interaction between the components of human NADPH oxidase: A review about the intrigues in the phox family. // Front.biosci. 1996. - v. 1. - p.d72-d92.

93. Lindgren, F. Analysis of Lipid and Lipoproteins. In: Perkins E.G., ed. Amsterdam: Amer. Oil Chemist's Soc. 1975: 205-224

94. Lopes-Virella MF, Griffith RL, Shunk KA, Virella GT. Enhanced uptake and impaired intracellular metabolizm of low density lipoptotein complexed with anti-low density lipoprotein antibodies. Arterioscler Thromb 1991; 11:1356-1367.

95. Lougheed M, Zhang HF, Steinbrecher UP. Oxidized low density lipoprotein is resistant to cathepsins and accumulates within macrophages. J Biol Chem 1991; 266:14519-14525.

96. Ma,J., Chen,Т., Mandelin,J.,Ceponis,A,. Miller,N.E., Ma, G.F., and Kontinen,Y.T. Reggulationof macrophage activation. Revew. Cell. Mol. Life Sci. 2003, 60,2334-2346.

97. Maly F.E., Schurer Maly C.C. How and why make superoxide: the "phagocytic" NADPH oxidase. // Sci. Am. Physiol. Soc. - 1995. -v. 153, № 12. - p.5643-5649.

98. Mazzone A, Cusa C, Mazzucchelli I, Vezzoli M, Ottini E, Pacifici R, Zuccaro P, Falcone C. Increased production of inflammatory cytokines patients with silent myocardial ischemia. J Am Cell Cardiol. 2001; 38: 1895-1901.

99. McColl S.R., Beauseigle D., Gilbert C. and P. Naccache. Priming of the human neutrophil respiratory burst by GM CSF and TNF-a involves regulation at post - cell surface receptor levels. // J. Immunol. - 1990. - v.245. - № 9. - p.3047-3054.

100. McLeish K.R., Klein J.B., Lederer E.D., Head K.Z., Ward R.A. // Azotemia, TNFalpha and LPS prime the human neutrophil oxidative burst, by distinct mechanisms. // Kidney Int. 1996 - Aug.; 50 (2) - p.407-416.

101. Mian, R., Westwood,D., Stanly,P., and Coote, J.H. Acute systemic hypoxia and the surface ultrastructure and morphological characteristics of rat leukocytes. Exp.Physiol. 1993,78. 839-842.

102. Mihara, M.; Uchiyama, M.; Fakuzawa, K. Thiobarbituric acid value in fresh homogenate of rat as a parameter of lipid peroxidation in aging, cells intoxication and vitamin E deficiency. Biochem. Med. 1980; 23: 302-311

103. Morel D, DiCorleto P, Chisolm G. Endothelial and smooth muscle cells alter low-density lipoprotein in vitro by free radical oxidation. Aterosclerosis. 1984; 4: 357-364.

104. Morel D, Hessler J, Chisolm G. Low density lipoprotein cytotoxicity induced by free radical peroxidation of lipid J Lipid Res. 1983; 24: 1070-1076

105. Myers D.E., Huang W.N., Larkins R.G. // Am.J.Physiol. 1996. V.271, №5,Pt.l -P. C1504-C1511.

106. Naccache PH, Gilbert C, Caon AC, Gaudry M, Huang CK, Bonak VA, Umezawa K, McColl SR. Selective inhibition of human neutrophil functional responsiveness by erbstatin, an inhibitor of tyrosine protein kinase. Blood. 1990 Nov 15;76(10):2098-104.

107. Nichols В A. Uptake and digestion of horseradish peroxidase in rabbit alveolar macrophages. Formation of a pathway connecting lysosomes to the cell surface. Lab Invest 1982; 47:235-246.

108. Noble, R.P. Electrophoretic separation of plasma lipoproteins in agarose gel. J. Lipid Res. 1968; 9: 693-700

109. O'Donnell C.J., Ridker P.M., Glynn R.J. et al. Hypertension and borderline isolated systolic hypertension increase risks of cardiovascular disease and mortality in male physicians. Circulation 1997; 95: 1132-1137.

110. Oxidativ stress / Ed. H. Sies. Kondon: Academic Press., 1985. 507 P.

111. Parthasarathy, S., L.G. Fong, D. Otero, et al. 1987. Recognition of solubilized apoproteins from delipidated, oxidized low density lipoprotein (LDL) by the acetyl-LDL receptor. Proc. Natl. Acad. Sci. USA 84: 537-540.

112. Perianin A., Snyderman R. // J. Of Biol. Chem. 1989. - Vol. 264. N 2. -P. 1005- 1009.

113. Qi X, Peng Y, Gu J, Li S, Zheng S, Zhang J, Wang T. Inflammatory cytokine release in patients with unstable angina after coronary angioplasty. Jpn Heart J. 2002; 43:103-115.

114. Rabinowitz S, Horstmann H, Gordon S, Griffiths G. Immunocytochemical characterization of the endocytic and phagolysosomal compartments in peritoneal macrophages. J Cell Biol 1992; 116:95-112.

115. Ross R. The pathogenesis of atherosclerosis an update. New Engl J Med 1986;314:488-500.

116. Sambrano, G.R.&D. Steinberg. 1994. Recognition of oxidatively damaged erythrocytes by a macrophage receptor with specificity for oxidized low density lipoprotein. Proc. Natl. Acad. Sci. USA 91: 3265-3269.

117. Sanidas, D., Garnham,A., and Mian,R. Activation of human leukocytes by acute hypoxia. Exp. Physiol. 2000, 85(3), 2023-2026.

118. Sawer D.T., Nanni E.J. (Jr.) // Oxygen and oxiradicals in chemistry and biology/ Ed/ M. A. J. Rogers, E.L. Powers. N. Y.: Acad. Press, 1981. P. 15 40

119. Sconnell.G. Leukocyte response to hypoxic/ischemic conditions. New Horizonts. 1996,4, 179-183.

120. Seidel S.L. and Strong R. Hypertension, 1986, 8, 103—108.

121. Slatter DA, Paul RG, Vurray M, Bailey AJ. Reactions of lipid-derived malondialdehyde with collagen. J Biol Chem 1999; 274:19661-19669.

122. Steinberg D. & J.L. Witztum. 1999. Lipoproteins, lipoprotein oxidation, and artheriogenesis. In Molecular Basis of Cardiovascular Disease. K.E Chien, ed. :428-476. W.B. Sauders. Philadelphia.

123. Steinberg D., Lewis A. Conner Memorial lecture: Oxidative modification of LDL and atherogenesis. Circulation. 95: 1062-1072; 1997.

124. Steinberg D., Parthasarathy S, Carew T, Khoo J, Witztum J. Beyond cholesterol: modifications of low-density lipoprotein that increase its atherogenicity. N Engl J Med. 1989; 320: 915-324.

125. Steinberg D., Parthasarathy S., Carew Т.Е., Khoo J.C., Witztum J.L. Modification of low-density lipoprotein that increases its atherogenecity N: Engl. J. Med. 320: 915-924; 1979.

126. Stenbrecher U.P. Oxidation of Human Low Density Lipoprotein Resylts in Derivaoization of Lysine Residues of Apolipoprotein В by Lipid Perozide Decomposition Products. // J. Biol. Chem. 1987. V. 262. № 8. P. 3603 3608.

127. Suiits AG, Chait a, Aviram M, Heinecke JW. Phagocytisis of aggregated lipoprotein by macrophages: low density lipoprotein receptor-dependent foam-cell fprmation. ProcNatl Acad Sci U S A 1989; 86:2713-2717.

128. Takahashi К, Takeya M, Sakashita N. Multifunctional roles of macrophages in the development and progression of atherosclerosis humans and experimental animals. Med Electron Microsc. 2002; 35:179-203.

129. Takahashi R., Edadishe K., Sato E.F., Jnoue M., Matsuno T. and Utsuki K. Luminol chemiluminescense and active oxygen generation by activated neutrophils. // Arch. Biochem. Biophys. 1991. - v.285, № 2. - p. 325-330.

130. Terao J. In.: All rigst reserved Flontiers of reactive oxigen species in biology and medicine, 1994 P. 329-332.

131. Tertov, V.V.;Orekhov, A.N.; Martsenyuk, O.N; Perova, O.N.; Smirnov, V.N. Low density lipoproteins isolated from the blood of patients with coronary lipids in human aortic cells. Exp. Mol. Patol. 1989, 50, 337-347.

132. Thompson J., van Furth R. The effect of glucocorticsteroids on the kinetics of mononuclear phagocytes. // J. exp. Med., 1970. V.131. P.429.

133. Turrens J.F., Freeman B.A., Levitt J.G. et al. // Arch. Biohem. 1982. -v.217. -p.401-410

134. Uchida, K. Role of Reactive aldehyde in cardiovascular diseases. Free. Rad. Bilo. Med. 28, 12: 1685-1696; 2000.

135. Uhing R.J., Adams D.O. // Agents and actions. 1989. - Vol. 26. N 1/ 2. - P.9-14.

136. Vartanyan L.S., Rashba Yu.E., Nayler L.G., et al. Membranes of subcellular organelles as a source of superoxide radicals in ischemia of the liver. Byull. Eksp. Biol. Med., 1990, vol. 55, No. 6, pp. 550-552 (English translation, pp. 731-734).

137. Virolainen M. Blast transformation in vivo and in vitro in carbmezopin hypersensitivity. //Clin. exp. Immunol., 1971. V.9.P. 429.

138. Vladimirov Yu.A., Olenev V.A., Suslova T.B., Cheremisina Z.P. // Adv. Lipid Res. 1980.V. 17. P. 173-250.

139. Warren J.S., Kinkel S.L., Cunningham T. W., Johnson K.J. Macrophagederivated cytokines amplify immune complex triggered responses by rat alveolar, macrophages. //Amer. J. Pathol. 1998. - v. 130, № 3. - p.489-495.

140. Watson A.D., Subbanagounder G, Welsbie D.S. et al. Structural identification of a novel pro-inflfmmatory epoxyisoprostne phospholipids in miLDLy oxidized low density lipoprotein exposed to oxidative stress in vitro. J Clin Invest, 1994, 93:998-1004.

141. Zhang WY, Gaynor PM, Kruth HS. Aggregated low density lipoprotein induces and enters surface-connected compartments of human monocyte-macrophages. Uptake occurs independently of the, low density lipoprotein receptor. J Biol Chem 1997; 272:31700-31706.

142. Zhang WY, Ishii I, Kruth HS. Plasmin-mediated marcophage reversal of low density lipoprotein aggregation. J Biol Chem 2000; 275:33176-33183.