Влияние механической разгрузки на метаболические и функциональные свойства стволовых клеток скелетной мускулатуры тема диссертации и автореферата по ВАК РФ 00.00.00, кандидат наук Сорокина Маргарита Юрьевна

• Сорокина Маргарита Юрьевна
• кандидат наук
• 2025

Оглавление диссертации кандидат наук Сорокина Маргарита Юрьевна

СПИСОК ИСПОЛЬЗУЕМЫХ СОКРАЩЕНИЙ

ВВЕДЕНИЕ

Актуальность исследования

Цели и задачи исследования

Основные положения, выносимые на защиту

Научная новизна

Теоретическое и практическое значение работы

Апробация работы

Список публикаций по теме работы

Личный вклад автора

Финансовая поддержка работы

Объем и структура диссертации

ГЛАВА 1. ОБЗОР ЛИТЕРАТУРЫ

1.1. Роль стволовых клеток регенерации мышечной ткани

1.1.1. Сателлитные стволовые клетки

1.1.2. Основные этапы регенерации мышечной ткани в норме

1.1.3. Фибро-адипогенные предшественники

1.1.4. Роль других типов клеток в регенерации мышечной ткани

1.2. Изменение функциональных свойств стволовых клеток скелетной мускулатуры при различных патологических состояниях

1.2.1. Стволовые клетки скелетной мускулатуры при мышечной дистрофии Дюшенна

1.2.2. Стволовые клетки скелетной мускулатуры при старении

1.3. Развитие атрофии скелетной мускулатуры вследствие функциональной разгрузки

1.3.1. Обратимые изменения функциональности скелетной мускулатуры при иммобилизации

1.3.2. Функциональная разгрузка скелетной мускулатуры в условиях невесомости

1.3.3. Экспериментальные подходы к изучению механизмов развития мышечной атрофии при функциональной разгрузке скелетной мускулатуры

1.3.4. Ответ стволовых клеток скелетной мускулатуры на функциональную разгрузку

ГЛАВА 2. МЕТОДОЛОГИЯ, МАТЕРИАЛЫ И МЕТОДЫ ИССЛЕДОВАНИЯ

2.1. Описание животной модели

2.2. Выделение стволовых клеток скелетной мускулатуры

2.3. Фенотипирование фибро-адипогенных предшественников

2.4. Миогенная дифференцировка сателлитных стволовых клеток

2.5. Иммуноцитохимическое окрашивание сателлитных стволовых клеток

2.6. Адипогенная дифференцировка фибро-адипогенных предшественников и оценка адипогенного потенциала

2.7. Выделение тотальной РНК, обратная транскрипция и ПЦР в режиме реального времени47

2.8. Анализ клеточного метаболизма

2.9. Подготовка библиотек для РНК-секвенирования и секвенирование

2.10. Биоинформатический анализ данных транскриптома

2.11. Статистическая обработка данных

2.12. Оценка клеточной подвижности клеток

2.13. Прямое измерение скорости миграции фибро-адипогенных предшественников

2.14. Воздействие кондиционированной среды, содержащей продукты секреции фибро-адипогенных предшественников, на линию мышиных миобластов C2C12

2.15. Иммуноцитохимическое окрашивание мышечных трубок C2C12, полученных под воздействием кондиционированной среды фибро-адипогенных предшественников

ГЛАВА 3. РЕЗУЛЬТАТЫ

3.1. Верификация модели функциональной разгрузки

3.2. Характеристика выделенных сателлитных клеток

3.3. Функциональная разгрузка в течение 7 суток приводит к активации про-миогенной программы сателлитных клеток

3.4. Транскриптомный анализ сателлитных клеток на 7 и 14 сутки функциональной разгрузки

3.5. Характеристика фибро-адипогенных предшественников (FAPs), выделенных из контрольной мышцы и после функциональной разгрузки

3.6. Влияние длительности функциональной разгрузки на пролиферативную активность и скорость миграции FAPs in vitro

3.7. Снижение адипогенного потенциала фибро-адипогенных предшественников in vitro при функциональной разгрузке скелетных мышц

3.8. Функциональная разгрузка приводит к нарушению энергетического обмена фибро-адипогенных предшественников

3.9. Транскриптомный анализ фибро-адипогенных предшественников на разных сроках функциональной разгрузки

3.10. Влияние кондиционированной среды, содержащей секретируемые фибро-адипогенными предшественниками факторы, на пролиферативный и миогенный потенциал миобластов C2C12

ГЛАВА 4. ОБСУЖДЕНИЕ РЕЗУЛЬТАТОВ

4.1. Изменение свойств сателлитных стволовых клеток при функциональной разгрузке скелетной мускулатуры

4.2. Изменение свойств фибро-адипогенных предшественников под влиянием функциональной разгрузки

ЗАКЛЮЧЕНИЕ

ВЫВОДЫ

СПИСОК ЛИТЕРАТУРЫ

СПИСОК ИСПОЛЬЗУЕМЫХ СОКРАЩЕНИЙ

АТФ Аденозинтрифосфат

ДЭГ Дифференциально экспрессированные гены

кДНК Комплементарная ДНК

МДД Мышечная дистрофия Дюшенна

МСК Мезенхимальные стволовые клетки

ПЦР Полимеразная цепная реакция

РНК Рибонуклеиновая кислота

Adipoq Adiponectin, Адипонектин

ANG-1 Angiopoietin 1, Ангиопоэтин

Atgl Adipose triglyceride lipase, Жировая триглицеридлипаза

Bam15 Ш,№-Бис(2-фторфенил)[2,1,3]оксадиазоло[4,5-Ь]пиразин-5,6-

диамин

BMP Bone morphogenetic protein, Костные морфогенетические белки

BMP3B Bone morphogenetic protein 3 beta, Костный морфогенетический

белок 3 бета, другое название GDF10

BrdU Bromodeoxyuridine, Бромдезоксиуридин

BSA Bovine serum albumin, Бычий сывороточный альбумин

C2C12 mouse myoblast cell line, иммортализованная клеточная линия

миобластов мыши

CCL2 C-C Motif Chemokine Ligand 2, CC-мотив хемокина-лиганда

CCL7 C-C Motif Chemokine Ligand 7, CC-мотив хемокина-лиганда

CD8/34/45/68/73/90/163 Cluster Of Differentiation 8/34/45/68/73/90/163, Кластер

дифференцировки 8/34/45/68/73/90/163

Cebpa CCAAT/enhancer-binding protein alpha, CCAAT/белок, связывающий

энхансер альфа

Cebpb CCAAT/enhancer-binding protein beta, CCAAT/белок, связывающий

энхансер бета

Col3a1 Collagen Type III Alpha 1 Chain, Коллаген типа III

Col8a1 Collagen alpha-1(VIII) chain, Коллаген типа VIII

Comp Cartilage Oligomeric Matrix Protein, Олигомерный матричный белок

хряща

Contr Control group, Контрольная группа

Cxcl1/3/4/5/6/14 C-X-C Motif Chemokine Ligand 1/3/4/5/6/14, Хемокиновый лиганд

1/3/4/5/6/14

DAPI 4',6-diamidino-2-phenylindole, 4',6-диамидино-2-фенилиндол

Dcn Decorin, Декорин

DMD Dystrophin, Дистрофин

DMEM Dulbecco's Modified Eagle Medium, Среда Игла, модифицированная

Дульбекко

dNTP Deoxynucleoside triphosphates, Дезоксинуклеозидтрифосфаты

Dpp4 Dipeptidyl Peptidase IV, Дипептидилпептидаза-4

ECAR Extracellular acidification rate, Скорость внеклеточного закисления

среды

Ecs Endothelial stem cell, Эндотелиальные стволовые клетки

Fabp4 Fatty acid binding protein 4, Белок, связывающий жирные кислоты

FAPs Fibro-adipogenic progenitors, Фибро-адипогенные предшественники

Fbn1 Fibrillin-1, Фибриллин-1

FBS Fetal bovine serum, Фетальная бычья сыворотка

FGF-2 Fibroblast growth factor 2, Фактор роста фибробластов

FGSEA Fast Gene Set Enrichment Analysis, Быстрый анализ обогащения

набора генов

FITC Fluorescein, Флуоресцеин

Fn2 Fibronectin type II, Фибронектин тип II

FST Follistatin, Фоллистатин

GAPDH Glyceraldehyde 3-phosphate dehydrogenase, Глицеральдегид-3-

фосфатдегидрогеназа

GDF10 Growth differentiation factor 10, Фактор дифференцировки роста 10,

другое название BMP3B

GDF3 Growth differentiation factor 3, Фактор дифференцировки роста

Gli1 GLI Family Zinc Finger 1, Белок цинковых пальцев

Grem2 Gremlin 2, Гремлин

HGF Hepatocyte Growth Factor, Фактор роста гепатоцитов

HS Hindlimb suspension, функциональная разгрузка (вывешивание)

задних конечностей

HS7/14 Функциональная разгрузка в течение 7 и 14 дней

IBMX 3 -isobutyl-1 -methylxanthine, 3 -изобутил-1 -метилксантин

IGF-1/2 Insulin-like growth factor 1/2, Инсулиноподобный фактор роста 1/2

IGF1R Insulin-like growth factor 1 receptor, Рецептор инсулиноподобного

фактора роста

IL-1/1a/1b/4/6/10/13/33 Interleukin- 1/1alpha/1beta/4/6/10/13/33, Интерлейкин

1/1альфа/1бета/4/6/10/13/33

IMAT Intermuscular adipose tissue, Внутримышечная жировая ткань

INF-g Interferon gamma, Интерферон гамма

KEGG Kyoto Encyclopedia of Genes and Genomes, Киотская энциклопедия

генов и геномов

LIF Leukemia inhibitory factor, Лейкемия-ингибирующий фактор

LMM Linear Mixed Model, Линейная смешанная модель

LOESS Locally estimated scatterplot smoothing, Сглаживание локально

оцененной диаграммы рассеяния

LRT Likelihood ratio test, Тест отношения правдоподобия

Lum Lumican, Люмикан

Ly6a Ly6a lymphocyte antigen 6 family member A, Лимфоцитарный антиген

6 семейства член А

MF20 Anti-Myosin Heavy Chain Antibody, Антитела к тяжелой цепи

миозинов

Mgll Monoglyceride Lipase, Моноацилглицероллипаза

MHC Myosin Heavy Chain, Тяжелая цепь миозинов

MMLV Moloney Murine Leukemia Virus Reverse Transcriptase, Обратная

транскриптаза вируса лейкемии мышей

MSTN Myostatin, Миостатин

MuSCs Muscle skeletal satellite cells, Сателлитные стволовые клетки

скелетной мускулатуры

MYF5 Myogenic factor 5, Миогенный фактор

MYH3/8 Myosin Heavy Chain 3/8, Миозин 3/8

MYOD Myogenic differentiation 1, Белок миогенной дифференцировки

MYOG Myogenin, Миогенин

NES Normalized enrichment score, Нормализованный показатель

обогащения

OCR Oxygen consumption rate, Скорость поглащения кислорода

Osrl Odd-Skipped Related Transcription Factor 1, Белок с нечетным

пропуском

OXPHOS Oxidative phosphorylation, Окислительное фосфорилирование

PAX7 Paired box protein 7, Белок парной коробки

PBS Phosphate-buffered saline, Натрий-фосфатный буфер

PCA Principal component analysis, Анализ главных компонент

PDGFRa Platelet-derived growth factor receptor A, Рецептор фактора роста

тромбоцитов A PE Phycoerythrin, Фикоэритрин

PFA Paraformaldehyde, Параформальдегид

Plin2 Perilipin-2, Перилипин-2

PPARg Peroxisome proliferator-activated receptor gamma, Рецептор,

активируемый пероксисомным пролифератором гамма Ppargcla Pparg coactivator 1 alpha, Гамма-коактиватор 1-альфа рецептора,

активирующего пролифератор пероксисом qPCR Real-time polymerase chain reaction, Полимеразная цепная реакция в

реальном времени

RIPA Radioimmunoprecipitation assay buffer, Буфер для

радиоиммунопреципитации SCA-1 Stem cells antigen 1, Антиген стволовых клеток

TGF-b Transforming growth factor beta, Трансформирующий ростовой

фактор бета

Tie2 TEK receptor tyrosine kinase, Тирозинкиназа TEK

TNF-a Tumor Necrosis Factor Alpha, Фактор некроза опухоли альфа

Vcaml Vascular Cell Adhesion Molecule 1, Белок адгезии сосудистых клеток

1

VEGF Vascular endothelial growth factor, Фактор роста эндотелия сосудов

WISP-1 WNT1-inducible-signaling pathway protein 1, Белок 1 сигнального

пути, индуцируемого WNT 1 Wnt5a Wnt Family Member 5A, Белок семейства Wnt 5A

Введение диссертации (часть автореферата) на тему «Влияние механической разгрузки на метаболические и функциональные свойства стволовых клеток скелетной мускулатуры»

ВВЕДЕНИЕ Актуальность исследования

По данным Всемирной организации здравоохранения приблизительно 1,71 миллиарда человек во всем мире имеют заболевания опорно-двигательного аппарата, включающие более 150 различных поражений мышечной и костной тканей, суставов и прилегающих соединительных тканей.

Мышечная атрофия представляет собой патологическое состояние, характеризующееся прогрессирующей потерей мышечной массы и силы, которое часто сопровождается замещением мышечной ткани на соединительную и/или жировую. Данное нарушение, развивающееся вследствие недостатка движения, старения, генетических заболеваний или травм, существенно ограничивает функциональные возможности организма и снижает качество жизни пациентов. Установлено, что к 80 годам потери мышечной массы могут достигать 35-40% и 20-40% мышечной силы.

Атрофия мышц представляет собой процесс прогрессирующего снижения общего объема мышечной массы, обусловленное истончением мышечных волокон с возможным замещением мышечной ткани на соединительную или жировую. Установлено, что к 80 годам потери мышечной массы могут достигать 35-40% и 20-40% мышечной силы. Также мышечная атрофия характерна для многих нервно-мышечных заболеваний и травм: переломы, вывихи, разрывы связок, при которых требуется длительная иммобилизация конечностей.

Скелетная мышца - одна из самых пластичных структур в организме млекопитающих. Основную функцию поддержания регенеративного потенциала мышечной ткани выполняют сателлитные клетки (MuSCs) [1], впервые описанные A. Mauro у амфибий в 1961 году [2]. MuSCs присутствуют во всех типах волокон скелетных мышц и расположены между сарколеммой и базальной мембраной. Во взрослых мышечных тканях сателлитные клетки могут самообновляться и дифференцироваться в миобласты, затем сливаться вместе, образуя зрелые миотрубки, в то время как резидентные клетки, такие как фибро-адипогенные клетки-предшественники (FAPs), играют вспомогательную роль. FAPs представляют собой популяцию мультипотентных клеток-предшественников, способных дифференцироваться в фибробласты, адипоциты, остеобласты и хондроциты, но не в миобласты [3]. В процессе регенерации они играют роль «антенны» для передачи сигналов между клетками и формируют нишу стволовой клетки в мышцах за счет продукции белков внеклеточного матрикса [4]. При повреждении мышц FAPs активируются и пролиферируют, создавая благоприятную среду для опосредованной сателлитными клетками регенерации [5][6]. В процессе развития и регенерации

мышечной ткани FAPs обеспечивают трофическую поддержку сателлитным клеткам, секретируя во внеклеточную среду факторы роста и цитокины, которые стимулируют пролиферацию и дифференцировку MuSCs [3]. Для поддержания регенеративного потенциала мышечной ткани необходимо сбалансирование участие как MuSCs, так и FAPs. При дисбалансе данных типов клеток могут развиваться такие патологические состояния, как гипертрофия, фиброз и жировая инфильтрация. Таким образом, стволовые клетки мышечной ткани являются перспективным объектом для научных исследований во всем мире.

Множество научных групп проводят исследования, посвящённые изучению механизмов развития мышечной атрофии при различных патологических состояниях. Но в основном исследования посвящены изучению мышечных атрофий, вызванных старением или генетическими заболеваниями, такими как миодистрофия Дюшенна, ламинопатии и другие.

Исследования в области изучения воздействия гравитационной разгрузки на скелетную мускулатуру малочисленны. Хотя, начиная еще с первых полетов в космос, активно изучалось воздействие невесомости на организм человека, в частности, на опорно-двигательный аппарат. С физиологической точки зрения пребывание в космосе приводит к остеопорозу, значительной потере мышечной массы, силы и жесткости, перестройке структуры и функций мышечных волокон [7], что делает длительное пребывание в космосе невозможным, а также осложняет реабилитацию космонавтов после возвращения на Землю.

Также, атрофия скелетных мышц часто наблюдается у пациентов с временно ограниченной физической активностью вследствие хирургических вмешательств, патологии суставов или гипсовой фиксации при переломах, что определяет актуальность исследования механизмов деградации и регенерации мышечной ткани для разработки протоколов физической реабилитации пациентов. Чаще всего такие исследования выполняются in vivo, что ограничивает возможности изучения клеточных механизмов регенерации мышечной ткани.

При планировании данного исследования была сформулирована рабочая гипотеза о том, что в ответ на развитие атрофических изменений, обусловленных временной функциональной разгрузкой скелетной мускулатуры, в резидентных стволовых клетках мышечной ткани активируются механизмы, предотвращающие необратимые патологические изменения мышечной ткани, и выявление этих механизмов позволит находить новые стратегии для дальнейшей разработки таргетных протоколов восстановления функциональности мышечной ткани после длительной гиподинамии.

Цели и задачи исследования

Целью диссертационного исследования являлось изучение влияния функциональной разгрузки камбаловидной мышцы (m. soleus) на ключевые свойства резидентных стволовых клеток скелетной мускулатуры, сателлитные стволовые клетки мышечной ткани (MuSCs) и фибро-адипогенные предшественники (FAPs).

Для достижения поставленной цели необходимо было решить следующие задачи:

1. Охарактеризовать популяции резидентных стволовых клеток (MuSCs и FAPs), выделенных из камбаловидной мышцы контрольных животных, а также после 7 и 14 суток функциональной разгрузки;

2. Оценить влияние функциональной разгрузки на регенеративный потенциал сателлитных клеток (MuSCs);

3. Исследовать влияние функциональной разгрузки на клеточную подвижность фибро-адипогенных предшественников (FAPs);

4. Оценить изменение адипогенного потенциала и энергетического метаболизма фибро-адипогенных предшественников in vitro после 7 и 14 дней функциональной разгрузки;

5. Оценить влияние факторов, секретируемых фибро-адипогенными предшественниками, на регенеративный потенциал миобластов линии С2С12.

Основные положения, выносимые на защиту

1. Миогенный потенциал сателлитных клеток определяется длительностью функциональной разгрузки: разгрузка в течение 7 дней приводит к стимуляции про-миогенного экспрессионного профиля, характерного для активированных клеток, при этом к 14 дню разгрузки наблюдается снижение стимуляции про-миогенной программы;

2. Механическая разгрузка оказывает влияние на функциональные свойства фибро-адипогенных предшественников: активируется клеточная подвижность, подавляется адипогенный потенциал и происходит изменение клеточного метаболизма;

3. Фибро-адипогенные предшественники оказывают влияние на свойства мышечных клеток посредством межклеточной коммуникации: в ответ на функциональную разгрузку фибро-адипогенные предшественники выделяют во внеклеточное пространство паракринные факторы, которые способствуют увеличению клеточной подвижности и активации миогенной дифференцировки миобластов линии С2С12.

Научная новизна

В работе впервые детально описано влияние функциональной разгрузки скелетной мускулатуры, приводящей к развитию мышечной атрофии, на состояние резидентных стволовых клеток. Получены новые данные о функциональности сателлитных клеток (MuSCs) и фибро-адипогенных предшественников (FAPs) камбаловидной мышцы крыс на разных сроках разгрузки. Установлено, что в первые 7 дней разгрузки наблюдается активация про-миогенных факторов, поддерживающих регенеративный потенциал мышц, которая ослабевает к 14-му дню. Впервые описан компенсаторный механизм подавления жировой дифференцировки FAPs, предотвращающий патологическое накопление липидных капель в мышцах, через регуляцию клеточного метаболизма и экспрессии PPARy-зависимых сигнальных путей. Также показано влияние паракринных факторов, секретируемых FAPs, на миграцию и миогенную дифференцировку миобластов С2С12. Полученные данные углубляют понимание механизмов развития мышечной атрофии и открывают новые возможности для разработки терапевтических стратегий сохранения регенеративного потенциала мышц при длительной функциональной разгрузке.

Теоретическое и практическое значение работы

Теоретическая значимость исследования заключается в расширении фундаментальных знаний о возможных механизмах адаптации резидентных стволовых клеток мышечной ткани к атрофическим изменениям, вызванным недостатком двигательной активности, включая условия длительной невесомости и иммобилизации. В ходе работы впервые выявлен двухфазный характер адаптации стволовых клеток к механической разгрузке, что на клеточном уровне подтверждает важность своевременного начала физической реабилитации после периодов гиподинамии.

С практической точки зрения, полученные результаты могут быть использованы в разработке новых терапевтических и физиотерапевтических стратегий, направленных на ускоренное восстановление функциональности скелетной мускулатуры после вынужденного снижения физической активности, а также для создания более эффективных методов реабилитации для пациентов с ограниченной подвижностью и космонавтов, длительно находящихся в условиях невесомости.

Апробация работы

1. XXIII International Symposium HUMAN IN SPACE, Institute of Biomedical Problems Russian Academy of Sciences, April 5-9, 2021, Moscow, Russia. poster presentation: «Fibro-adipogenic progenitor cells functions are altered during gravitation unloading».

2. Алмазовский молодежный медицинский форум, Национальный медицинский исследовательский центр им. В. А. Алмазова Министерства здравоохранения Российской Федерации, Санкт-Петербург, 12 - 15 мая 2021 года. Стендовое сообщение на тему: «Функциональная разгрузка m. soleus крыс приводит к изменению функции резидентных фибро-адипогенных клеток-предшественников».

3. X Всероссийская с международным участием школа-конференция по физиологии мышц и мышечной деятельности, посвященная памяти Инесы Бенедиктовны Козловской и приуроченная к году науки и технологий, ГНЦ РФ - ИМБП РАН, Москва, 28 июня -1 июля 2021 года. Стендовое сообщение на тему: «Изменение свойств резидентных фибро-адипогенных клеток-предшественников при функциональной разгрузке m. soleus крыс».

4. Алмазовский молодежный медицинский форум, Национальный медицинский исследовательский центр им. В. А. Алмазова Министерства здравоохранения Российской Федерации, Санкт-Петербург, 18 - 21 мая 2022 года. Стендовое сообщение на тему: «Метаболические изменения фибро-адипогенных предшественников при мышечной атрофии».

5. IX Российская, с международным участием, конференция по управлению движением, посвященная 95-летию со дня рождения И. Б. Козловской, Казанский (Приволжский) Федеральный университет, Казань, 2 - 4 июня 2022 года. Стендовое сообщение на тему: «Транскриптомный анализ сателлитных клеток мышечной ткани в условиях гравитационной разгрузки».

6. XI Всероссийская с международным участием школа-конференции по физиологии мышц и мышечной деятельности, посвященная 70-летию открытия механизма мышечного сокращения, ГНЦ РФ - ИМБП РАН, Москва, 22 - 25 апреля 2024 года. Устный доклад на тему: «Влияние функциональной разгрузки на свойства фибро-адипогенных предшественников скелетной мускулатуры».

Список публикаций по теме работы

1. Komarova M.Y., Rozhkov S.V., Ivanova O.A., Turtikova O.V., Mirzoev T.M., Dmitrieva R.I., Shenkman B.S., Vilchinskaya N.A. «Cultured Myoblasts Derived from Rat Soleus Muscle

Show Altered Regulation of Proliferation and Myogenesis during the Course of Mechanical Unloading». International Journal of Molecular Sciences. 2022, 23, 9150. https://doi.org/10.3390/ijms23169150 (Web of Science Core Collection, Scopus, Q1)

2. Вильчинская Н.А., Рожков С.В., Комарова М.Ю., Дмитриева Р.И., Шенкман Б.С. «Влияние моделируемой гравитационной разгрузки на состояние сателлитных клеток камбаловидной мышцы». Авиакосмическая и экологическая медицина. 2022. Т. 56. № 2. С. 20-29. DOI: 10.21687/0233-528X-2022-56-2-20-29 (Scopus, РИНЦ, входит в перечень ВАК).

3. Sorokina M., Bobkov D., Khromova N., Vilchinskaya N., Shenkman B., Kostareva A., Dmitrieva R. «Fibro-adipogenic progenitor cells in skeletal muscle unloading: metabolic and functional impairments». Skeletal Muscle 14, 31, 2024. https://doi.org/10.1186/s13395-024-00362-2 (Scopus, Web of Science Core Collection, Q1).

4. R. I. Dmitrieva, T. A. Lelyavina, M. Y. Komarova, V. L. Galenko, O. A. Ivanova, P. A. Tikanova, N. V. Khromova, A. S. Golovkin, M. A. Bortsova, A. Sergushichev, M. Yu. Sitnikova, and A. A. Kostareva. «Skeletal Muscle Resident Progenitor Cells Coexpress Mesenchymal and Myogenic Markers and Are Not Affected by Chronic Heart Failure-Induced Dysregulations». Stem Cells International. Volume 2019, Article ID 5690345, 11 pages. doi: 10.1155/2019/5690345 (Scopus, Web of Science Core Collection, Q1).

Личный вклад автора

Все результаты представленной работы были получены и проанализированы автором совместно с научным руководителем Дмитриевой Р. И. и соавторами опубликованных статей. Экспериментальная работа с животными и выделение стволовых клеток скелетной мускулатуры были проведены на базе ГНЦ РФ - ИМБП РАН в Москве. Фенотипирование фибро-адипогенных предшественников было выполнено совместно с Головкиным А.С. и Акино А. Эксперименты по автоматическому анализу зарастания клеточного монослоя и непосредственному измерению скорости миграции фибро-адипогенных предшественников были выполнены совместно с Бобковым Д.Е.

Финансовая поддержка работы

Диссертационная работа была выполнена при финансовой поддержке грантов РНФ № 20-75-10080 «Молекулярные основы регенеративного потенциала сателлитных клеток камбаловидной мышцы на разных этапах функциональной разгрузки» (руководитель Вильчинская Н.А.) и гранта РНФ № 24-15-20006 (договор от 12.04.2024) и за счет гранта Санкт-Петербургского научного фонда (Договор от 24.05.2024) «Разработка системы таргетной

доставки в подкожную жировую ткань препаратов, активирующих ее браунинг для повышения эффективности лечения ожирения» (руководитель Бабенко А.Ю.). Также данная работа поддержана грантом КНВШ 2023 года для аспирантов вузов, отраслевых и академических институтов, расположенных на территории Санкт-Петербурга.

Объем и структура диссертации

Диссертация состоит из введения, обзора литературы, описания материалов и методов, результатов исследования, их обсуждения, заключения, выводов, списка цитируемой литературы, содержащего 271 ссылку. Диссертация изложена на 115 страницах и содержит 28 рисунков и 6 таблиц.

ГЛАВА 1. ОБЗОР ЛИТЕРАТУРЫ

1.1. Роль стволовых клеток регенерации мышечной ткани

1.1.1. Сателлитные стволовые клетки

Скелетные мышцы представляют собой поперечно-полосатую мышечную ткань, которая составляет около 40% массы тела взрослого человека [8]. Одним из важных свойств мышечной ткани является ее способность к восстановлению. Регенерация мышц - это четко организованный процесс, который происходит на тканевом, клеточном и молекулярном уровнях. За последние полвека достижения в области молекулярной и клеточной биологии позволили лучше понять механизмы мышечной регенерации.

Так, одним из ключевых событий в истории изучения мышечной ткани является сделанное с помощью электронного микроскопа открытие A. Mauro в 1961 году популяции одноядерных клеток, находящихся на периферии миофибрилл скелетных мышц лягушки, между сарколеммой мышечного волокна и базальной мембраной [2][9][10] (Рисунок 1). Впоследствии эти клетки были названы сателлитными клетками (muscle skeletal satellite cells, MuSCs).

Рисунок 1. Схематичное изображение скелетных мышц и связанных с ними структур. Сателлитные клетки располагаются между базальной мембраной и плазмалеммой мышечного волокна. Изображение вверху справа представляет собой срез передней большеберцовой мышцы мыши, который был окрашен X-gal для выявления сателлитных клеток. На флуоресцентном изображении (вверху справа) показана сателлитная клетка, меченная зеленым флуоресцентным белком. Изображение адаптировано из статьи [11].

Непосредственная близость сателлитных клеток к миофибриллам сразу привела к появлению гипотезы участия сателлитных клеток в развитии и регенерации мышечного волокна [2]. Действительно, эксперименты с использованием меченного тритием тимидина (3[Н]тимидин) в ядрах сателлитных клеток и электронной микроскопии показали, что клетки-сателлиты при регенерации выходят из состояния покоя (фазы G0 клеточного цикла) и вступают в митоз, приобретают морфологию миобластов и затем сливаются с миофибриллами для их восстановления [12][13][14][15]. Аналогичные результаты были получены in vitro в исследовании Yaffe, где из мышцы была выделена гетерогенная популяция одноядерных клеток скелетной мускулатуры, которые были способны к пролиферации и дифференцировке в многоядерные миотрубки in vitro [16]. Ряд экспериментов по регенерации мышечных волокон in vitro также показал, что разрушение миофибрилл сопровождается пролиферацией сателлитных клеток с последующим слиянием клеток с образованием функциональных мышечных трубок [17][18]. Все эти эксперименты подтверждают гипотезу, что именно сателлитные клетки способствуют восстановлению и развитию мышечной ткани скелетной мускулатуры.

Помимо способности к пролиферации и дифференцировке в миотрубки сателлитные клетки обладают свойством самообновления путем асимметричного деления, что позволяет сохранить пул стволовых клеток. Первые доказательства самообновления сателлитных клеток были получены в исследовании, где несколько мышечных волокон с сателлитными клетками из неповрежденной мышцы дали начало сотням других сателлитных клеток после трансплантации в подвергшиеся радиационной абляции мышцы с нарушением процесса регенерации [19][20].

Каноническим маркером сателлитных клеток является фактор транскрипции PAX7, поскольку он специфически экспрессируется во всех покоящихся и пролиферирующих сателлитных клетках у многих видов, включая человека [21], обезьяну [21], мышь [22], свинью [23], лягушку [24] и данио-рерио [25]. Приблизительно 10% популяции сателлитных клеток, по-видимому, обладают долгосрочной способностью к самообновлению путем асимметричного деления. Данный тип сателлитных клеток экспрессируют PAX7, но не миогенный фактор

М^5. Остальные 90% популяции сателлитных клеток являются коммутированными клетками, которые экспрессируют MYF5 и, по-видимому, способны к самообновлению в короткий период времени [26]. В ответ на травму или воспаление сателлитные клетки активируются и входят в клеточный цикл. В зависимости от необходимого уровня регенерации сателлитные стволовые клетки (РАХ7+/М^5-) могут отдать предпочтение асимметричному самообновлению или симметричному делению, которое дает коммитированные к миогенезу клетки. В условиях гомеостаза или при незначительном повреждении сателлитные клетки предпочитают асимметричное деление, которое дает начало одной стволовой клетке (РАХ7+/МУБ5-) и одной коммитированной к миогенезу клетке (РАХ7+/МУБ5+), которая затем дифференцируется в миобласт [8]. Напротив, при более тяжелых повреждениях, которые требуют для успешной регенерации большого количества готовых к миогенезу клеток, сателлитные стволовые клетки подвергаются симметричному делению, которое приводит либо к самообновлению (обе клетки остаются РАХ7+/М^5-), либо к появлению двух коммитированных к миогенезу клеток (РАХ7+/М^5+) (Рисунок 2). Интересно отметить, что при асимметричном делении митотическое веретено ориентировано перпендикулярно оси волокна и сателлитная (РАХ7+/М^5-) клетка остается в контакте с базальной пластинкой, а другая, коммитированная РАХ7+/МУБ5+, клетка теряет контакт с базальной пластинкой. Обратная ситуация наблюдается при симметричном делении, где митотическое веретено ориентировано параллельно оси мышечного волокна и обе дочерние клетки сохраняют контакт с базальной ламиной [27].

Рисунок 2. Симметричное и асимметричное деление мышечных сателлитных клеток. Изображение адаптировано из статьи [27].

Покоящиеся сателлитные клетки экспрессируют PAX7 и при активации начинают коэкспрессировать PAX7 и MYOD. Далее, большинство клеток пролиферируют, подавляют экспрессию PAX7 и дифференцируются в миотрубки путем слияния. Однако, некоторые клетки сохраняют экспрессию PAX7, но теряют MYOD и возвращаются в состояние покоя, тем самым давая начало другой сателлитной клетке, обеспечивая поддержание высокого регенеративного потенциала мышечной ткани [28]. Однако, большое число циклов активации и возвращения в состояние покоя, может приводить к потере «стволовости» сателлитной клетки и снижению регенеративного потенциала, как это происходит при мышечной дистрофии Дюшенна [29].

Также интересно отметить, что в ответ на воспаление и травму сателлитные клетки могут войти в другое обратимое состояние покоя, предшествующее активации, которое называется GAlert [30]. Преимущество данного состояния состоит в том, что клетки входят в клеточный цикл быстрее, чем из Go, что способствует быстрому ответу на травму. При этом клетки оказываются более подготовлены к началу экспрессии про-миогенных факторов, которые будут необходимы для дифференцировки в миобласты и миотрубки [30] (Рисунок 3).

Рисунок 3. Схема взаимодействия двух возможных состояний покоя сателлитной стволовой клетки мышечной ткани ^0 и GAlert). Изображение адаптировано из статьи [26].

Дальнейшие исследования показывают, что не только сателлитные стволовые клетки участвуют в процессе регенерации мышечной ткани, и свойства сателлитных клеток зависят от внешних сигналов ниши стволовых клеток.

1.1.2. Основные этапы регенерации мышечной ткани в норме

Регенерация мышечной ткани включает три этапа: 1) развитие воспалительной реакции; 2) активация, дифференцировка и слияние сателлитных клеток; 3) формирование новых миофибрилл.

На первом этапе происходит некроз поврежденных мышечных волокон с активацией воспалительного ответа и рекрутированием клеток иммунной системы к месту повреждения. Нейтрофилы являются первыми воспалительными клетками, которые проникают в поврежденную мышцу, причем уже через 1 -6 часов после повреждения наблюдается значительное увеличение их количества [31]. Далее к месту повреждения прибывают две разные популяции макрофагов [32]. Макрофаги, проникающие на ранней стадии, характеризуются поверхностными маркерами CD68+/CD163- и достигают максимальной концентрации в поврежденной мышце примерно через 24 часа после повреждения, а затем их концентрация быстро снижается. Этот тип макрофагов отвечает за фагоцитоз разрушенных волокон и секретирует провоспалительные цитокины, такие как фактор некроза опухоли-а (ТКР-а) и интерлейкин ГЬ-1. Вторая популяция макрофагов, характеризующаяся поверхностными маркерами CD68-/CD163+, достигает своего пика через 2-4 дня после повреждения. Эти макрофаги секретируют противовоспалительные цитокины, такие как ГЬ-10, и сохраняются в поврежденной мышце до окончания воспалительного процесса. Примечательно, что CD68-/CD163+ макрофаги способствуют пролиферации и дифференцировке сателлитных клеток [32][33].

Вторая фаза регенерации скелетных мышц характеризуется активацией и дифференцировкой сателлитных клеток. Находясь в состоянии покоя в нормальных условиях, сателлитные клетки характеризуются экспрессией РАХ7, но не экспрессируют MYOD [34] [35]. После активации, как физическими, так и химическими сигналами, сателлитные клетки выходят из состояния покоя, пролиферируют, мигрируют к месту повреждения и дифференцируются в миобласты, экспрессирующие РАХ7, MYOD и М^5 [36].

После пролиферативной фазы миобласты выходят из клеточного цикла и дифференцируются в миоциты. Этот процесс сопровождается снижением экспрессии РАХ7 и М^5 и повышением уровней про-миогенных факторов MYOG и М^6. Транскрипционный фактор MYOG инициирует терминальную дифференцировку миогенных клеток-предшественников, что сопровождается снижением экспрессии MYOD [37]. Далее миоциты вытягиваются и сливаются вместе, образуя новые миофибриллы, а также с поврежденными волокнами, восстанавливая их.

Долгое время оставался непонятен механизм слияния миобластов. Первым шагом к разрешению данной загадки стало открытие многопроходного трансмембранного белка Myomaker [38]. Повышенная экспрессия Myomaker в миобластах способствует усилению слияния, а генетическое нарушение структуры Myomaker у мышей вызывает смерть плода из-за отсутствия многоядерных мышечных волокон. Также, было показано, что индукция экспрессии Myomaker в фибробластах позволяет им сливаться с миобластами, но не с другими фибробластами, экспрессирующими Myomaker, что привело к предположению о существовании дополнительных факторов, необходимых для слияния. Действительно, три независимые группы ученых смогли идентифицировать второй белок слияния, названный Myomerger (другие названия: Minion или Myomixer). Совместная экспрессия Myomerger и Myomaker позволяла сливаться нефузогенным фибробластам [39][40][41]. Недавнее исследование показало, что Myomaker и Myomerger независимо друг от друга регулируют различные этапы слияния миобластов: Myomaker участвует в слиянии мембран, а Myomerger необходим для образования пор слияния в клеточной мембране и участвует на поздних этапах слияния [42] (Рисунок 4).

Рисунок 4. Схематичное изображение механизма поэтапного слияния миобластов для клеток с отсутствием Myomaker или Myomerger, а также для клеток дикого типа.

Изображение адаптировано из статьи [42].

Большинство генов-мишеней транскрипционных факторов MYOD и MYOG представляют собой гены, кодирующие специфичные для мышц структурные и сократительные белки, например, актины, миозины и тропонины. Экспрессия этих генов необходима для

правильного формирования, морфологии и функции мышечной ткани. Отличительным маркером зрелого мышечного волокна является наличие поперечно-полосатой исчерченности и экспрессия генов тяжелых цепей миозина (MHC, myosin heavy chain) [43] (Рисунок 5).

Список литературы диссертационного исследования кандидат наук Сорокина Маргарита Юрьевна, 2025 год

СПИСОК ЛИТЕРАТУРЫ

1. Feige P. et al. Orienting Muscle Stem Cells for Regeneration in Homeostasis, Aging, and Disease. // Cell Stem Cell. 2018. Vol. 23, № 5. P. 653-664.

2. MAURO A. Satellite cell of skeletal muscle fibers. // J. Biophys. Biochem. Cytol. 1961. Vol. 9, № 2. P.493-495.

3. Joe A.W.B. et al. Muscle injury activates resident fibro/adipogenic progenitors that facilitate myogenesis. // Nat. Cell Biol. 2010. Vol. 12, № 2. P. 153-163.

4. Biferali B. et al. Fibro-Adipogenic Progenitors Cross-Talk in Skeletal Muscle: The Social Network // Frontiers in Physiology. Frontiers Media S.A., 2019. Vol. 10.

5. Wosczyna M.N. et al. Mesenchymal Stromal Cells Are Required for Regeneration and Homeostatic Maintenance of Skeletal Muscle // Cell Rep. Elsevier B.V., 2019. Vol. 27, № 7. P. 2029-2035.e5.

6. Wosczyna M.N., Rando T.A. A Muscle Stem Cell Support Group: Coordinated Cellular Responses in Muscle Regeneration // Dev. Cell. Elsevier Inc., 2018. Vol. 46, № 2. P. 135-143.

7. Stein T.P. Weight, muscle and bone loss during space flight: another perspective. // Eur. J. Appl. Physiol. Germany, 2013. Vol. 113, № 9. P. 2171-2181.

8. Yin H., Price F., Rudnicki M.A. Satellite cells and the muscle stem cell niche // Physiol. Rev. 2013. Vol. 93, № 1. P. 23-67.

9. Шурыгин. М.Г., Болбат А.В., Шурыгина И.А. Миосателлиты Как Источник Регенерации Мышечной Ткани. // Фундаментальные Исследования. 2015. Vol. 1, № 1. P. 1741-1746.

10. Kuang S., Gillespie M.A., Rudnicki M.A. Niche regulation of muscle satellite cell self-renewal and differentiation. // Cell Stem Cell. United States, 2008. Vol. 2, № 1. P. 22-31.

11. Tajbakhsh S. Skeletal muscle stem cells in developmental versus regenerative myogenesis // J. Intern. Med. 2009. Vol. 266, № 4. P. 372-389.

12. Reznik M. Thymidine-3H uptake by satellite cells of regenerating skeletal muscle. // J. Cell Biol. United States, 1969. Vol. 40, № 2. P. 568-571.

13. Moss F.P., Leblond C.P. Nature of dividing nuclei in skeletal muscle of growing rats. // J. Cell Biol. United States, 1970. Vol. 44, № 2. P. 459-462.

14. Snow M.H. Myogenic cell formation in regenerating rat skeletal muscle injured by mincing. II. An autoradiographic study. // Anat. Rec. United States, 1977. Vol. 188, № 2. P. 201-217.

15

16

17

18

19

20

21

22

23

24

25

26

27

28

Snow M.H. Myogenic cell formation in regenerating rat skeletal muscle injured by mincing. I. A fine structural study. // Anat. Rec. United States, 1977. Vol. 188, № 2. P. 181-199.

Yaffe D. Chapter 2 Cellular Aspects of Muscle Differentiation in Vitro / ed. Moscona A.A., Monroy A. Academic Press, 1969. Vol. 4. P. 37-77.

Bischoff R. Regeneration of single skeletal muscle fibers in vitro. // Anat. Rec. United States, 1975. Vol. 182, № 2. P. 215-235.

Konigsberg U.R., Lipton B.H., Konigsberg I.R. The regenerative response of single mature muscle fibers isolated in vitro. // Dev. Biol. United States, 1975. Vol. 45, № 2. P. 260-275.

Collins C.A. et al. Stem Cell Function, Self-Renewal, and Behavioral Heterogeneity of Cells from the Adult Muscle Satellite Cell Niche // Cell. 2005. Vol. 122, № 2. P. 289-301.

Kuang S. et al. Asymmetric self-renewal and commitment of satellite stem cells in muscle. // Cell. United States, 2007. Vol. 129, № 5. P. 999-1010.

McLoon L.K., Wirtschafter J. Activated satellite cells in extraocular muscles of normal adult monkeys and humans. // Invest. Ophthalmol. Vis. Sci. United States, 2003. Vol. 44, № 5. P. 1927-1932.

Seale P. et al. Pax7 is required for the specification of myogenic satellite cells. // Cell. United States, 2000. Vol. 102, № 6. P. 777-786.

Patruno M. et al. Expression of the paired box domain Pax7 protein in myogenic cells isolated from the porcine semitendinosus muscle after birth. // Tissue Cell. Scotland, 2008. Vol. 40, № 1. P. 1-6.

Chen Y., Lin G., Slack J.M.W. Control of muscle regeneration in the Xenopus tadpole tail by Pax7. // Development. England, 2006. Vol. 133, № 12. P. 2303-2313.

Hammond C.L. et al. Signals and myogenic regulatory factors restrict pax3 and pax7 expression to dermomyotome-like tissue in zebrafish. // Dev. Biol. United States, 2007. Vol. 302, № 2. P. 504-521.

Chen W., Datzkiw D., Rudnicki M.A. Satellite cells in ageing: use it or lose it. // Open Biol. England, 2020. Vol. 10, № 5. P. 200048.

Cossu G., Tajbakhsh S. Oriented Cell Divisions and Muscle Satellite Cell Heterogeneity // Cell. Elsevier, 2007. Vol. 129, № 5. P. 859-861.

Zammit P.S. et al. Pax7 and myogenic progression in skeletal muscle satellite cells. // J. Cell Sci. England, 2006. Vol. 119, № Pt 9. P. 1824-1832.

29. Bigot A. et al. Age-Associated Methylation Suppresses SPRY1, Leading to a Failure of Re-quiescence and Loss of the Reserve Stem Cell Pool in Elderly Muscle. // Cell Rep. United States, 2015. Vol. 13, № 6. P. 1172-1182.

30. Rodgers J.T. et al. mTORCl controls the adaptive transition of quiescent stem cells from G0 to G(Alert). // Nature. England, 2014. Vol. 510, № 7505. P. 393-396.

31. Fielding R.A. et al. Acute phase response in exercise. III. Neutrophil and IL-1 beta accumulation in skeletal muscle. // Am. J. Physiol. United States, 1993. Vol. 265, № 1 Pt 2. P. R166-72.

32. Chazaud B. et al. Dual and beneficial roles of macrophages during skeletal muscle regeneration. // Exerc. Sport Sci. Rev. United States, 2009. Vol. 37, № 1. P. 18-22.

33. Cantini M. et al. Macrophage-secreted myogenic factors: a promising tool for greatly enhancing the proliferative capacity of myoblasts in vitro and in vivo. // Neurol. Sci. Off. J. Ital. Neurol. Soc. Ital. Soc. Clin. Neurophysiol. Italy, 2002. Vol. 23, № 4. P. 189-194.

34. von Maltzahn J., Bentzinger C.F., Rudnicki M.A. Characteristics of Satellite Cells and Multipotent Adult Stem Cells in the Skeletal Muscle // Stem Cells and Cancer Stem Cells, Volume 12: Therapeutic Applications in Disease and Injury / ed. Hayat M.A. Dordrecht: Springer Netherlands, 2014. P. 63-73.

35. Bentzinger C.F., Wang Y.X., Rudnicki M.A. Building muscle: molecular regulation of myogenesis. // Cold Spring Harbor perspectives in biology. 2012.

36. Chang N.C., Rudnicki M.A. Chapter Six - Satellite Cells: The Architects of Skeletal Muscle // Stem Cells in Development and Disease / ed. Rendl M. Academic Press, 2014. Vol. 107. P. 161-181.

37. Hernández-Hernández J.M. et al. The myogenic regulatory factors, determinants of muscle development, cell identity and regeneration. // Semin. Cell Dev. Biol. England, 2017. Vol. 72. P. 10-18.

38. Millay D.P. et al. Myomaker is a membrane activator of myoblast fusion and muscle formation. // Nature. England, 2013. Vol. 499, № 7458. P. 301-305.

39. Zhang Q. et al. The microprotein Minion controls cell fusion and muscle formation. // Nat. Commun. England, 2017. Vol. 8. P. 15664.

40. Quinn M.E. et al. Myomerger induces fusion of non-fusogenic cells and is required for skeletal muscle development. // Nat. Commun. England, 2017. Vol. 8. P. 15665.

41

42

43

44

45

46

47

48

49

50

51

52

53

54

Bi P. et al. Control of muscle formation by the fusogenic micropeptide myomixer // Science (80-. ). 2017. Vol. 356, № 6335. P. 323-327.

Leikina E. et al. Myomaker and Myomerger Work Independently to Control Distinct Steps of Membrane Remodeling during Myoblast Fusion. // Dev. Cell. United States, 2018. Vol. 46, № 6. P. 767-780.e7.

Nguyen J.H. et al. The Microenvironment Is a Critical Regulator of Muscle Stem Cell Activation and Proliferation // Front. Cell Dev. Biol. 2019. Vol. 7.

Relaix F., Zammit P.S. Satellite cells are essential for skeletal muscle regeneration: the cell on the edge returns centre stage. // Development. England, 2012. Vol. 139, № 16. P. 2845-2856.

Crameri R.M. et al. Changes in satellite cells in human skeletal muscle after a single bout of high intensity exercise. // J. Physiol. England, 2004. Vol. 558, № Pt 1. P. 333-340.

Kadi F. et al. The behaviour of satellite cells in response to exercise: what have we learned from human studies? // Pflugers Arch. Germany, 2005. Vol. 451, № 2. P. 319-327.

Adams G.R., Haddad F., Baldwin K.M. Time course of changes in markers of myogenesis in overloaded rat skeletal muscles // J. Appl. Physiol. 1999. Vol. 87, № 5. P. 1705-1712.

Kadi F. et al. The effects of heavy resistance training and detraining on satellite cells in human skeletal muscles. // J. Physiol. England, 2004. Vol. 558, № Pt 3. P. 1005-1012.

Koch U., Lehal R., Radtke F. Stem cells living with a Notch. // Development. England, 2013. Vol. 140, № 4. P. 689-704.

Mourikis P. et al. A critical requirement for notch signaling in maintenance of the quiescent skeletal muscle stem cell state. // Stem Cells. England, 2012. Vol. 30, № 2. P. 243-252.

Bjornson C.R.R. et al. Notch Signaling Is Necessary to Maintain Quiescence in Adult Muscle Stem Cells // Stem Cells. 2012. Vol. 30, № 2. P. 232-242.

Wen Y. et al. Constitutive Notch activation upregulates Pax7 and promotes the self-renewal of skeletal muscle satellite cells. // Mol. Cell. Biol. United States, 2012. Vol. 32, № 12. P. 23002311.

Brack A.S. et al. A temporal switch from notch to Wnt signaling in muscle stem cells is necessary for normal adult myogenesis. // Cell Stem Cell. United States, 2008. Vol. 2, № 1. P. 50-59.

Jones D.L., Wagers A.J. No place like home: anatomy and function of the stem cell niche. // Nat. Rev. Mol. Cell Biol. England, 2008. Vol. 9, № 1. P. 11-21.

55. Schienda J. et al. Somitic origin of limb muscle satellite and side population cells. // Proc. Natl. Acad. Sci. U. S. A. United States, 2006. Vol. 103, № 4. P. 945-950.

56. Vallecillo-Garcia P. et al. Odd skipped-related 1 identifies a population of embryonic fibro-adipogenic progenitors regulating myogenesis during limb development // Nat. Commun. 2017. Vol. 8, № 1. P. 1218.

57. Reggio A. et al. Adipogenesis of skeletal muscle fibro/adipogenic progenitors is affected by the WNT5a/GSK3/ß-catenin axis. // Cell Death Differ. England, 2020. Vol. 27, № 10. P. 29212941.

58. Santini M.P. et al. Tissue-Resident PDGFRa(+) Progenitor Cells Contribute to Fibrosis versus Healing in a Context- and Spatiotemporally Dependent Manner. // Cell Rep. United States, 2020. Vol. 30, № 2. P. 555-570.e7.

59. Uezumi A. et al. Identification and characterization of PDGFRa+ mesenchymal progenitors in human skeletal muscle // Cell Death Dis. 2014. Vol. 5, № 4. P. e1186-e1186.

60. Dell'Orso S. et al. Single cell analysis of adult mouse skeletal muscle stem cells in homeostatic and regenerative conditions. // Development. England, 2019. Vol. 146, № 12.

61. Giordani L. et al. High-Dimensional Single-Cell Cartography Reveals Novel Skeletal Muscle-Resident Cell Populations. // Mol. Cell. United States, 2019. Vol. 74, № 3. P. 609-621.e6.

62. Scott R.W. et al. Hic1 Defines Quiescent Mesenchymal Progenitor Subpopulations with Distinct Functions and Fates in Skeletal Muscle Regeneration. // Cell Stem Cell. United States, 2019. Vol. 25, № 6. P. 797-813.e9.

63. Oprescu S.N. et al. Temporal Dynamics and Heterogeneity of Cell Populations during Skeletal Muscle Regeneration. // iScience. United States, 2020. Vol. 23, № 4. P. 100993.

64. Rubenstein A.B. et al. Single-cell transcriptional profiles in human skeletal muscle. // Sci. Rep. England, 2020. Vol. 10, № 1. P. 229.

65. Malecova B. et al. Dynamics of cellular states of fibro-adipogenic progenitors during myogenesis and muscular dystrophy // Nat. Commun. 2018. Vol. 9, № 1. P. 3670.

66. Yao L. et al. Gli1 Defines a Subset of Fibro-adipogenic Progenitors that Promote Skeletal Muscle Regeneration With Less Fat Accumulation. // J. bone Miner. Res. Off. J. Am. Soc. Bone Miner. Res. England, 2021. Vol. 36, № 6. P. 1159-1173.

67. Pretheeban T. et al. Role of stem/progenitor cells in reparative disorders. // Fibrogenesis Tissue Repair. England, 2012. Vol. 5, № 1. P. 20.

68

69

70

71

72

73

74

75

76

77

78

79

80

81

Petrilli L.L. et al. High-Dimensional Single-Cell Quantitative Profiling of Skeletal Muscle Cell Population Dynamics during Regeneration. // Cells. Switzerland, 2020. Vol. 9, № 7.

De Micheli A.J. et al. Single-Cell Analysis of the Muscle Stem Cell Hierarchy Identifies Heterotypic Communication Signals Involved in Skeletal Muscle Regeneration. // Cell Rep. United States, 2020. Vol. 30, № 10. P. 3583-3595.e5.

Menten P., Wuyts A., Van Damme J. Monocyte chemotactic protein-3. // Eur. Cytokine Netw. France, 2001. Vol. 12, № 4. P. 554-560.

Mei J. et al. Cxcr2 and Cxcl5 regulate the IL-17/G-CSF axis and neutrophil homeostasis in mice. // J. Clin. Invest. United States, 2012. Vol. 122, № 3. P. 974-986.

Deshmane S.L. et al. Monocyte chemoattractant protein-1 (MCP-1): an overview. // J. Interf. cytokine Res. Off. J. Int. Soc. Interf. Cytokine Res. United States, 2009. Vol. 29, № 6. P. 313326.

Molina T., Fabre P., Dumont N.A. Fibro-adipogenic progenitors in skeletal muscle homeostasis, regeneration and diseases. // Open Biol. England, 2021. Vol. 11, № 12. P. 210110.

Lemos D.R. et al. Nilotinib reduces muscle fibrosis in chronic muscle injury by promoting TNF-mediated apoptosis of fibro/adipogenic progenitors. // Nat. Med. United States, 2015. Vol. 21, № 7. P. 786-794.

Bentzinger C.F. et al. Cellular dynamics in the muscle satellite cell niche // EMBO Rep. 2013. Vol. 14, № 12. P. 1062-1072.

Chapman M.A. et al. Three distinct cell populations express extracellular matrix proteins and increase in number during skeletal muscle fibrosis. // Am. J. Physiol. Cell Physiol. United States, 2017. Vol. 312, № 2. P. C131-C143.

Rayagiri S.S. et al. Basal lamina remodeling at the skeletal muscle stem cell niche mediates stem cell self-renewal. // Nat. Commun. England, 2018. Vol. 9, № 1. P. 1075.

Urciuolo A. et al. Collagen VI regulates satellite cell self-renewal and muscle regeneration. // Nat. Commun. England, 2013. Vol. 4. P. 1964.

Lukjanenko L. et al. Loss of fibronectin from the aged stem cell niche affects the regenerative capacity of skeletal muscle in mice // Nat. Med. 2016. Vol. 22, № 8. P. 897-905.

Орлов С.Н. et al. Скелетные Мышцы Как Эндокринный Орган. 2018.

Theret M., Rossi F.M. V, Contreras O. Evolving Roles of Muscle-Resident Fibro-Adipogenic Progenitors in Health, Regeneration, Neuromuscular Disorders, and Aging. // Front. Physiol.

Switzerland, 2021. Vol. 12. P. 673404.

82. Raschke S. et al. Identification and validation of novel contraction-regulated myokines released from primary human skeletal muscle cells. // PLoS One. United States, 2013. Vol. 8, № 4. P. e62008.

83. Raschke S., Eckel J. Adipo-myokines: two sides of the same coin—mediators of inflammation and mediators of exercise. // Mediators Inflamm. United States, 2013. Vol. 2013. P. 320724.

84. Васюкова О.В. et al. Миокины и адипомиокины: медиаторы воспаления или уникальные молекулы таргетной терапии ожирения? // Проблемы Эндокринологии; Том 67, № 4. 2021.

85. Northoff H., Berg A. Immunologic mediators as parameters of the reaction to strenuous exercise. // Int. J. Sports Med. Germany, 1991. Vol. 12 Suppl 1. P. S9-15.

86. Bruunsgaard H. et al. Exercise-induced increase in serum interleukin-6 in humans is related to muscle damage. // J. Physiol. England, 1997. Vol. 499 ( Pt 3, № Pt 3. P. 833-841.

87. Uezumi A. et al. Mesenchymal progenitors distinct from satellite cells contribute to ectopic fat cell formation in skeletal muscle. // Nat. Cell Biol. England, 2010. Vol. 12, № 2. P. 143-152.

88. Serrano A.L. et al. Interleukin-6 is an essential regulator of satellite cell-mediated skeletal muscle hypertrophy. // Cell Metab. United States, 2008. Vol. 7, № 1. P. 33-44.

89. Farup J. et al. Interactions between muscle stem cells, mesenchymal-derived cells and immune cells in muscle homeostasis, regeneration and disease. // Cell Death Dis. England, 2015. Vol. 6, № 7. P. e1830.

90. Chakravarthy M. V, Davis B.S., Booth F.W. IGF-I restores satellite cell proliferative potential in immobilized old skeletal muscle. // J. Appl. Physiol. United States, 2000. Vol. 89, № 4. P. 1365-1379.

91. Nindl B.C. et al. Circulating IGF-I is associated with fitness and health outcomes in a population of 846 young healthy men. // Growth Horm. IGF Res. Off. J. Growth Horm. Res. Soc. Int. IGF Res. Soc. Scotland, 2011. Vol. 21, № 3. P. 124-128.

92. Yoshida T., Delafontaine P. Mechanisms of IGF-1-Mediated Regulation of Skeletal Muscle Hypertrophy and Atrophy. // Cells. Switzerland, 2020. Vol. 9, № 9.

93. Alzhanov D.T., McInerney S.F., Rotwein P. Long range interactions regulate Igf2 gene transcription during skeletal muscle differentiation. // J. Biol. Chem. United States, 2010. Vol. 285, № 50. P. 38969-38977.

94. Zhu Y. et al. IGF2 deficiency causes mitochondrial defects in skeletal muscle. // Clin. Sci. (Lond). England, 2021. Vol. 135, № 7. P. 979-990.

95. Lee S.J., McPherron A.C. Regulation of myostatin activity and muscle growth. // Proc. Natl. Acad. Sci. U. S. A. United States, 2001. Vol. 98, № 16. P. 9306-9311.

96. Uezumi A. et al. Mesenchymal Bmp3b expression maintains skeletal muscle integrity and decreases in age-related sarcopenia. // J. Clin. Invest. United States, 2021. Vol. 131, № 1.

97. Austin L., Burgess A.W. Stimulation of myoblast proliferation in culture by leukaemia inhibitory factor and other cytokines. // J. Neurol. Sci. Netherlands, 1991. Vol. 101, № 2. P. 193-197.

98. Spangenburg E.E., Booth F.W. Multiple signaling pathways mediate LIF-induced skeletal muscle satellite cell proliferation. // Am. J. Physiol. Cell Physiol. United States, 2002. Vol. 283, № 1. P. C204-11.

99. Marinkovic M. et al. Fibro-adipogenic progenitors of dystrophic mice are insensitive to NOTCH regulation of adipogenesis. // Life Sci. alliance. United States, 2019. Vol. 2, № 3.

100. Butterfield T.A., Best T.M., Merrick M.A. The dual roles of neutrophils and macrophages in inflammation: a critical balance between tissue damage and repair. // J. Athl. Train. United States, 2006. Vol. 41, № 4. P. 457-465.

101. Tidball J.G., Villalta S.A. Regulatory interactions between muscle and the immune system during muscle regeneration. // Am. J. Physiol. Regul. Integr. Comp. Physiol. United States, 2010. Vol. 298, № 5. P. R1173-87.

102. Chazaud B. Inflammation and Skeletal Muscle Regeneration: Leave It to the Macrophages! // Trends Immunol. England, 2020. Vol. 41, № 6. P. 481-492.

103. Juban G., Chazaud B. Metabolic regulation of macrophages during tissue repair: insights from skeletal muscle regeneration. // FEBS Lett. England, 2017. Vol. 591, № 19. P. 3007-3021.

104. Anderson J.E. Key concepts in muscle regeneration: muscle "cellular ecology" integrates a gestalt of cellular cross-talk, motility, and activity to remodel structure and restore function. // Eur. J. Appl. Physiol. Germany, 2022. Vol. 122, № 2. P. 273-300.

105. Burzyn D. et al. A special population of regulatory T cells potentiates muscle repair. // Cell. United States, 2013. Vol. 155, № 6. P. 1282-1295.

106. Heredia J.E. et al. Type 2 innate signals stimulate fibro/adipogenic progenitors to facilitate muscle regeneration. // Cell. 2013. Vol. 153, № 2. P. 376-388.

107

108

109

110

111

112

113

114

115

116

117

118

119

120

Horsley V. et al. IL-4 acts as a myoblast recruitment factor during mammalian muscle growth. // Cell. United States, 2003. Vol. 113, № 4. P. 483-494.

Ziemkiewicz N. et al. The Role of Innate and Adaptive Immune Cells in Skeletal Muscle Regeneration. // Int. J. Mol. Sci. Switzerland, 2021. Vol. 22, № 6.

Fu X. et al. Combination of inflammation-related cytokines promotes long-term muscle stem cell expansion. // Cell Res. England, 2015. Vol. 25, № 6. P. 655-673.

Sciorati C. et al. Cell death, clearance and immunity in the skeletal muscle. // Cell Death Differ. England, 2016. Vol. 23, № 6. P. 927-937.

Kuswanto W. et al. Poor Repair of Skeletal Muscle in Aging Mice Reflects a Defect in Local, Interleukin-33-Dependent Accumulation of Regulatory T Cells. // Immunity. United States, 2016. Vol. 44, № 2. P. 355-367.

Scholz D. et al. Angiogenesis and myogenesis as two facets of inflammatory post-ischemic tissue regeneration. // Mol. Cell. Biochem. Netherlands, 2003. Vol. 246, № 1-2. P. 57-67.

Mofarrahi M. et al. Angiopoietin-1 enhances skeletal muscle regeneration in mice. // Am. J. Physiol. Regul. Integr. Comp. Physiol. United States, 2015. Vol. 308, № 7. P. R576-89.

Christov C. et al. Muscle satellite cells and endothelial cells: close neighbors and privileged partners. // Mol. Biol. Cell. United States, 2007. Vol. 18, № 4. P. 1397-1409.

Tatsumi R. et al. HGF/SF is present in normal adult skeletal muscle and is capable of activating satellite cells. // Dev. Biol. United States, 1998. Vol. 194, № 1. P. 114-128.

Bryan B.A. et al. Coordinated vascular endothelial growth factor expression and signaling during skeletal myogenic differentiation. // Mol. Biol. Cell. United States, 2008. Vol. 19, № 3. P. 994-1006.

Latroche C. et al. Skeletal Muscle Microvasculature: A Highly Dynamic Lifeline. // Physiology (Bethesda). United States, 2015. Vol. 30, № 6. P. 417-427.

Dellavalle A. et al. Pericytes resident in postnatal skeletal muscle differentiate into muscle fibres and generate satellite cells. // Nat. Commun. England, 2011. Vol. 2. P. 499.

Díaz-Manera J. et al. The increase of pericyte population in human neuromuscular disorders supports their role in muscle regeneration in vivo. // J. Pathol. England, 2012. Vol. 228, № 4. P. 544-553.

Arnold L. et al. Inflammatory monocytes recruited after skeletal muscle injury switch into antiinflammatory macrophages to support myogenesis. // J. Exp. Med. 2007. Vol. 204, № 5. P.

1057-1069.

121. Saclier M. et al. Differentially activated macrophages orchestrate myogenic precursor cell fate during human skeletal muscle regeneration. // Stem Cells. England, 2013. Vol. 31, № 2. P. 384396.

122. Uezumi A. et al. Fibrosis and adipogenesis originate from a common mesenchymal progenitor in skeletal muscle. // J. Cell Sci. England, 2011. Vol. 124, № Pt 21. P. 3654-3664.

123. Murphy M.M. et al. Satellite cells, connective tissue fibroblasts and their interactions are crucial for muscle regeneration. // Development. 2011. Vol. 138, № 17. P. 3625-3637.

124. Pallafacchina G. et al. An adult tissue-specific stem cell in its niche: A gene profiling analysis of in vivo quiescent and activated muscle satellite cells // Stem Cell Res. 2010. Vol. 4, № 2. P. 7791.

125. Marsh D.R. et al. Myogenic regulatory factors during regeneration of skeletal muscle in young, adult, and old rats // J. Appl. Physiol. 1997. Vol. 83, № 4. P. 1270-1275.

126. Le Grand F. et al. Wnt7a activates the planar cell polarity pathway to drive the symmetric expansion of satellite stem cells. // Cell Stem Cell. United States, 2009. Vol. 4, № 6. P. 535547.

127. Kopinke D., Roberson E.C., Reiter J.F. Ciliary Hedgehog Signaling Restricts Injury-Induced Adipogenesis. // Cell. 2017. Vol. 170, № 2. P. 340-351.e12.

128. Contreras O. et al. Connective tissue cells expressing fibro/adipogenic progenitor markers increase under chronic damage: relevance in fibroblast-myofibroblast differentiation and skeletal muscle fibrosis. // Cell Tissue Res. Germany, 2016. Vol. 364, № 3. P. 647-660.

129. Hogarth M.W. et al. Fibroadipogenic progenitors are responsible for muscle loss in limb girdle muscular dystrophy 2B. // Nat. Commun. England, 2019. Vol. 10, № 1. P. 2430.

130. Buras E.D. et al. Fibro-Adipogenic Remodeling of the Diaphragm in Obesity-Associated Respiratory Dysfunction // Diabetes. 2018. Vol. 68, № 1. P. 45-56.

131. Ervasti J.M. Dystrophin, its interactions with other proteins, and implications for muscular dystrophy. // Biochim. Biophys. Acta. Netherlands, 2007. Vol. 1772, № 2. P. 108-117.

132. Mercuri E., Bonnemann C.G., Muntoni F. Muscular dystrophies. // Lancet (London, England). England, 2019. Vol. 394, № 10213. P. 2025-2038.

133. Abdel-Salam E., Abdel-Meguid I., Korraa S.S. Markers of degeneration and regeneration in Duchenne muscular dystrophy. // Acta Myol. myopathies cardiomyopathies Off. J. Mediterr.

Soc. Myol. Italy, 2009. Vol. 28, № 3. P. 94-100.

134. Dumont N.A. et al. Satellite Cells and Skeletal Muscle Regeneration // Comprehensive Physiology. John Wiley & Sons, Ltd, 2015. P. 1027-1059.

135. Ribeiro A.F. et al. Muscle satellite cells and impaired late stage regeneration in different murine models for muscular dystrophies // Sci. Rep. 2019. Vol. 9, № 1. P. 1-11.

136. Kottlors M., Kirschner J. Elevated satellite cell number in Duchenne muscular dystrophy. // Cell Tissue Res. Germany, 2010. Vol. 340, № 3. P. 541-548.

137. Bankolé L.-C. et al. Fibre type-specific satellite cell content in two models of muscle disease. // Histopathology. England, 2013. Vol. 63, № 6. P. 826-832.

138. Dumont N.A. et al. Dystrophin expression in muscle stem cells regulates their polarity and asymmetric division. // Nat. Med. United States, 2015. Vol. 21, № 12. P. 1455-1463.

139. Kodippili K., Rudnicki M.A. Satellite cell contribution to disease pathology in Duchenne muscular dystrophy. // Front. Physiol. Switzerland, 2023. Vol. 14. P. 1180980.

140. Taglietti V. et al. Duchenne muscular dystrophy trajectory in R-DMDdel52 preclinical rat model identifies COMP as biomarker of fibrosis // Acta Neuropathol. Commun. 2022. Vol. 10, № 1. P. 60.

141. Cardone N. et al. Myopathologic trajectory in Duchenne muscular dystrophy (DMD) reveals lack of regeneration due to senescence in satellite cells // Acta Neuropathol. Commun. 2023. Vol. 11, № 1. P. 167.

142. Schnell S. et al. The 1-year mortality of patients treated in a hip fracture program for elders. // Geriatr. Orthop. Surg. Rehabil. United States, 2010. Vol. 1, № 1. P. 6-14.

143. Goodpaster B.H. et al. The loss of skeletal muscle strength, mass, and quality in older adults: the health, aging and body composition study. // J. Gerontol. A. Biol. Sci. Med. Sci. United States, 2006. Vol. 61, № 10. P. 1059-1064.

144. Keller K., Engelhardt M. Strength and muscle mass loss with aging process. Age and strength loss. // Muscles. Ligaments Tendons J. Italy, 2013. Vol. 3, № 4. P. 346-350.

145. Hood D.A. et al. Maintenance of Skeletal Muscle Mitochondria in Health, Exercise, and Aging. // Annu. Rev. Physiol. United States, 2019. Vol. 81. P. 19-41.

146. Krause Neto W. et al. Effects of exercise on neuromuscular junction components across age: systematic review of animal experimental studies. // BMC Res. Notes. England, 2015. Vol. 8. P. 713.

147

148

149

150

151

152

153

154

155

156

157

158

159

160

Collao N., Farup J., De Lisio M. Role of Metabolic Stress and Exercise in Regulating Fibro/Adipogenic Progenitors. // Front. cell Dev. Biol. Switzerland, 2020. Vol. 8. P. 9.

Snijders T. et al. Satellite cells in human skeletal muscle plasticity. // Front. Physiol. Switzerland, 2015. Vol. 6. P. 283.

Brook M.S. et al. Skeletal muscle homeostasis and plasticity in youth and ageing: impact of nutrition and exercise. // Acta Physiol. (Oxf). England, 2016. Vol. 216, № 1. P. 15-41.

Jiao J., Demontis F. Skeletal muscle autophagy and its role in sarcopenia and organismal aging. // Curr. Opin. Pharmacol. England, 2017. Vol. 34. P. 1-6.

Alway S.E., Mohamed J.S., Myers M.J. Mitochondria Initiate and Regulate Sarcopenia. // Exerc. Sport Sci. Rev. United States, 2017. Vol. 45, № 2. P. 58-69.

Alway S.E., Siu P.M. Nuclear apoptosis contributes to sarcopenia. // Exerc. Sport Sci. Rev. United States, 2008. Vol. 36, № 2. P. 51-57.

Barns M. et al. Molecular analyses provide insight into mechanisms underlying sarcopenia and myofibre denervation in old skeletal muscles of mice. // Int. J. Biochem. Cell Biol. Netherlands, 2014. Vol. 53. P. 174-185.

Payne G.W., Bearden S.E. The microcirculation of skeletal muscle in aging. // Microcirculation. United States, 2006. Vol. 13, № 4. P. 275-277.

Pan L. et al. Inflammation and sarcopenia: A focus on circulating inflammatory cytokines. // Exp. Gerontol. England, 2021. Vol. 154. P. 111544.

Garcia-Prat L., Sousa-Victor P., Munoz-Canoves P. Functional dysregulation of stem cells during aging: a focus on skeletal muscle stem cells. // FEBS J. England, 2013. Vol. 280, № 17. P. 4051-4062.

Alway S.E., Myers M.J., Mohamed J.S. Regulation of satellite cell function in sarcopenia. // Front. Aging Neurosci. Switzerland, 2014. Vol. 6. P. 246.

Fry C.S. et al. Inducible depletion of satellite cells in adult, sedentary mice impairs muscle regenerative capacity without affecting sarcopenia. // Nat. Med. United States, 2015. Vol. 21, № 1. P. 76-80.

Conboy I.M. et al. Rejuvenation of aged progenitor cells by exposure to a young systemic environment. // Nature. England, 2005. Vol. 433, № 7027. P. 760-764.

Conboy I.M. et al. Notch-mediated restoration of regenerative potential to aged muscle. // Science. United States, 2003. Vol. 302, № 5650. P. 1575-1577.

161

162

163

164

165

166

167

168

169

170

171

172

173

174

Carey K.A. et al. Impaired expression of Notch signaling genes in aged human skeletal muscle. // J. Gerontol. A. Biol. Sci. Med. Sci. United States, 2007. Vol. 62, № 1. P. 9-17.

Carlson M.E., Hsu M., Conboy I.M. Imbalance between pSmad3 and Notch induces CDK inhibitors in old muscle stem cells. // Nature. England, 2008. Vol. 454, № 7203. P. 528-532.

Garcia-Prat L. et al. Autophagy maintains stemness by preventing senescence. // Nature. England, 2016. Vol. 529, № 7584. P. 37-42.

Chakkalakal J. V et al. The aged niche disrupts muscle stem cell quiescence. // Nature. England, 2012. Vol. 490, № 7420. P. 355-360.

Brack A.S. et al. Increased Wnt signaling during aging alters muscle stem cell fate and increases fibrosis. // Science. United States, 2007. Vol. 317, № 5839. P. 807-810.

Liu L. et al. Chromatin modifications as determinants of muscle stem cell quiescence and chronological aging. // Cell Rep. United States, 2013. Vol. 4, № 1. P. 189-204.

Hernando-Herraez I. et al. Ageing affects DNA methylation drift and transcriptional cell-to-cell variability in mouse muscle stem cells. // Nat. Commun. England, 2019. Vol. 10, № 1. P. 4361.

Chinvattanachot G., Rivas D., Duque G. Mechanisms of muscle cells alterations and regeneration decline during aging // Ageing Res. Rev. 2024. Vol. 102. P. 102589.

Zhang X. et al. Characterization of cellular senescence in aging skeletal muscle // Nat. Aging. 2022. Vol. 2, № 7. P. 601-615.

Giuliani G., Rosina M., Reggio A. Signaling pathways regulating the fate of fibro/adipogenic progenitors (FAPs) in skeletal muscle regeneration and disease // FEBS J. 2022. Vol. 289, № 21. P. 6484-6517.

Lukjanenko L. et al. Aging Disrupts Muscle Stem Cell Function by Impairing Matricellular WISP1 Secretion from Fibro-Adipogenic Progenitors. // Cell Stem Cell. United States, 2019. Vol. 24, № 3. P. 433-446.e7.

Howard E.E. et al. Skeletal Muscle Disuse Atrophy and the Rehabilitative Role of Protein in Recovery from Musculoskeletal Injury. // Adv. Nutr. United States, 2020. Vol. 11, № 4. P. 989-1001.

Booth F.W., Seider M.J. Early change in skeletal muscle protein synthesis after limb immobilization of rats. // J. Appl. Physiol. United States, 1979. Vol. 47, № 5. P. 974-977.

Gordon B.S., Kelleher A.R., Kimball S.R. Regulation of muscle protein synthesis and the effects of catabolic states. // Int. J. Biochem. Cell Biol. Netherlands, 2013. Vol. 45, № 10. P.

2147-2157.

175. Mirzoev T. et al. Key Markers of mTORC1-Dependent and mTORC1-Independent Signaling Pathways Regulating Protein Synthesis in Rat Soleus Muscle during Early Stages of Hindlimb Unloading // Cell. Physiol. Biochem. 2016. Vol. 39, № 3. P. 1011-1020.

176. Wang F. et al. The mechanisms and treatments of muscular pathological changes in immobilization-induced joint contracture: A literature review. // Chinese J. Traumatol. = Zhonghua chuang shang za zhi. China, 2019. Vol. 22, № 2. P. 93-98.

177. Milan G. et al. Regulation of autophagy and the ubiquitin-proteasome system by the FoxO transcriptional network during muscle atrophy. // Nat. Commun. England, 2015. Vol. 6. P. 6670.

178. Yamashita S.-I. et al. Mitophagy reporter mouse analysis reveals increased mitophagy activity in disuse-induced muscle atrophy. // J. Cell. Physiol. United States, 2021. Vol. 236, № 11. P. 7612-7624.

179. Scicchitano B.M., Faraldi M., Musaró A. The Proteolytic Systems of Muscle Wasting. // Recent Adv. DNA gene Seq. United Arab Emirates, 2015. Vol. 9, № 1. P. 26-35.

180. Caron A.Z. et al. A novel hindlimb immobilization procedure for studying skeletal muscle atrophy and recovery in mouse. // J. Appl. Physiol. United States, 2009. Vol. 106, № 6. P. 2049-2059.

181. Desaphy J.-F. et al. Antioxidant treatment of hindlimb-unloaded mouse counteracts fiber type transition but not atrophy of disused muscles. // Pharmacol. Res. Netherlands, 2010. Vol. 61, № 6. P. 553-563.

182. Jozsa L. et al. Quantitative alterations in intramuscular connective tissue following immobilization: an experimental study in the rat calf muscles. // Exp. Mol. Pathol. Netherlands, 1988. Vol. 49, № 2. P. 267-278.

183. Booth F.W., Kelso J.R. Effect of hind-limb immobilization on contractile and histochemical properties of skeletal muscle. // Pflugers Arch. Germany, 1973. Vol. 342, № 3. P. 231-238.

184. Mañas-García L. et al. Satellite Cells and Markers of Muscle Regeneration during Unloading and Reloading: Effects of Treatment with Resveratrol and Curcumin // Nutrients. 2020. Vol. 12, № 6.

185. KONDO H., MIURA M., ITOKAWA Y. Oxidative stress in skeletal muscle atrophied by immobilization // Acta Physiol. Scand. 1991. Vol. 142, № 4. P. 527-528.

186. Servais S. et al. Prevention of unloading-induced atrophy by vitamin E supplementation: links

between oxidative stress and soleus muscle proteolysis? // Free Radic. Biol. Med. United States, 2007. Vol. 42, № 5. P. 627-635.

187. Zhang H. et al. Muscle composition after 14-day hindlimb unloading in rats: effects of two herbal compounds. // Aviat. Space. Environ. Med. United States, 2007. Vol. 78, № 10. P. 926931.

188. Gao Y. et al. [Effects of Ligustrazine and Radix Astragali on activities of myosin adenosine triphosphatase of soleus muscle and muscle atrophy in tail-suspended rats]. // Space Med. Med. Eng. (Beijing). China, 2005. Vol. 18, № 4. P. 262-266.

189. Oates B.R. et al. Low-volume resistance exercise attenuates the decline in strength and muscle mass associated with immobilization. // Muscle Nerve. United States, 2010. Vol. 42, № 4. P. 539-546.

190. Ohira Y. et al. Gravitational unloading effects on muscle fiber size, phenotype and myonuclear number // Adv. Sp. Res. 2002. Vol. 30, № 4. P. 777-781.

191. Trappe S. et al. Exercise in space: human skeletal muscle after 6 months aboard the International Space Station. // J. Appl. Physiol. United States, 2009. Vol. 106, № 4. P. 11591168.

192. Scicchitano B.M., Rizzuto E., Musarô A. Counteracting muscle wasting in aging and neuromuscular diseases: the critical role of IGF-1. // Aging (Albany. NY). United States, 2009. Vol. 1, № 5. P. 451-457.

193. Campbell M.J., McComas A.J., Petito F. Physiological changes in ageing muscles. // J. Neurol. Neurosurg. Psychiatry. England, 1973. Vol. 36, № 2. P. 174-182.

194. Goldspink D.F. The influence of immobilization and stretch on protein turnover of rat skeletal muscle. // J. Physiol. England, 1977. Vol. 264, № 1. P. 267-282.

195. Bowen T.S., Schuler G., Adams V. Skeletal muscle wasting in cachexia and sarcopenia: molecular pathophysiology and impact of exercise training. // J. Cachexia. Sarcopenia Muscle. Germany, 2015. Vol. 6, № 3. P. 197-207.

196. Caiozzo V.J. et al. Effect of spaceflight on skeletal muscle: mechanical properties and myosin isoform content of a slow muscle. // J. Appl. Physiol. United States, 1994. Vol. 76, № 4. P. 1764-1773.

197. Hodgson J.A. et al. Does daily activity level determine muscle phenotype? // J. Exp. Biol. 2005. Vol. 208, № 19. P. 3761-3770.

198. Thornton W., Workshop on Exercise Prescription for Long-Duration Space Flight (1986 : : NASA Johnson Space Center TX)) H. Work, exercise and space flight. I. Operations, environment, and effects of spaceflight . Washington, DC: NASA Headquarters, 1989.

199. Powers S.K. Can antioxidants protect against disuse muscle atrophy? // Sports Med. New Zealand, 2014. Vol. 44 Suppl 2, № Suppl 2. P. S155-65.

200. Shulzhenko E.B. et al. Prevention of human deconditioning during prolonged immersion in water. // Life Sci. Space Res. Netherlands, 1977. Vol. 15. P. 219-224.

201. Brooks N.E., Myburgh K.H. Skeletal muscle wasting with disuse atrophy is multi-dimensional: The response and interaction of myonuclei, satellite cells and signaling pathways // Front. Physiol. 2014. Vol. 5 MAR, № March. P. 1-14.

202. Canon F., Goubel F. Changes in stiffness induced by hindlimb suspension in rat soleus muscle. // Pflugers Arch. Germany, 1995. Vol. 429, № 3. P. 332-337.

203. Shenkman B.S. From Slow to Fast: Hypogravity-Induced Remodeling of Muscle Fiber Myosin Phenotype. // Acta Naturae. Russia (Federation), 2016. Vol. 8, № 4. P. 47-59.

204. Vilchinskaya N.A., Shenkman B.S. Myosatellite Cells under Gravitational Unloading Conditions // J. Evol. Biochem. Physiol. 2021. Vol. 57, № 4. P. 852-861.

205. Baldwin K.M. et al. Alterations in muscle mass and contractile phenotype in response to unloading models: role of transcriptional/pretranslational mechanisms. // Front. Physiol. Switzerland, 2013. Vol. 4. P. 284.

206. Goldspink D.F. et al. The effect of hypokinesia and hypodynamia on protein turnover and the growth of four skeletal muscles of the rat. // Pflugers Arch. Germany, 1986. Vol. 407, № 3. P. 333-340.

207. Matsuba Y. et al. Gravitational unloading inhibits the regenerative potential of atrophied soleus muscle in mice // Acta Physiol. 2009. Vol. 196, № 3. P. 329-339.

208. Wang X.D. et al. Mechanical load-dependent regulation of satellite cell and fiber size in rat soleus muscle // Am. J. Physiol. Physiol. 2006. Vol. 290, № 4. P. C981-C989.

209. Mitchell P.O., Pavlath G.K. Skeletal muscle atrophy leads to loss and dysfunction of muscle precursor cells // Am. J. Physiol. Physiol. 2004. Vol. 287, № 6. P. C1753-C1762.

210. Nakanishi R. et al. Nucleoprotein supplementation enhances the recovery of rat soleus mass with reloading after hindlimb unloading-induced atrophy via myonuclei accretion and increased protein synthesis // Nutr. Res. 2016. Vol. 36, № 12. P. 1335-1344.

211. Darr K.C., Schultz E. Hindlimb suspension suppresses muscle growth and satellite cell proliferation // J. Appl. Physiol. 1989. Vol. 67, № 5. P. 1827-1834.

212. Mozdziak P.E. et al. Hindlimb suspension reduces muscle regeneration // Eur. J. Appl. Physiol. Occup. Physiol. 1998. Vol. 78, № 2. P. 136-140.

213. Mozdziak P.E., Pulvermacher P.M., Schultz E. Muscle regeneration during hindlimb unloading results in a reduction in muscle size after reloading // J. Appl. Physiol. 2001. Vol. 91, № 1. P. 183-190.

214. Bruusgaard J.C., Gundersen K. In vivo time-lapse microscopy reveals no loss of murine myonuclei during weeks of muscle atrophy. // J. Clin. Invest. United States, 2008. Vol. 118, № 4. P. 1450-1457.

215. Addison O. et al. Intermuscular fat: a review of the consequences and causes. // Int. J. Endocrinol. Egypt, 2014. Vol. 2014. P. 309570.

216. Tuttle L.J. et al. Lower Physical Activity Is Associated With Higher Intermuscular Adipose Tissue in People With Type 2 Diabetes and Peripheral Neuropathy // Phys. Ther. 2011. Vol. 91, № 6. P. 923-930.

217. Flores-Opazo M. et al. Fibro-adipogenic progenitors in physiological adipogenesis and intermuscular adipose tissue remodeling // Mol. Aspects Med. 2024. Vol. 97. P. 101277.

218. Pagano A.F. et al. Short-term disuse promotes fatty acid infiltration into skeletal muscle. // J. Cachexia. Sarcopenia Muscle. 2018. Vol. 9, № 2. P. 335-347.

219. Burkhart K., Allaire B., Bouxsein M.L. Negative Effects of Long-duration Spaceflight on Paraspinal Muscle Morphology // Spine (Phila. Pa. 1976). 2019. Vol. 44, № 12.

220. Arrighi N. et al. Characterization of adipocytes derived from fibro/adipogenic progenitors resident in human skeletal muscle. 2015.

221. Laurens C. et al. Adipogenic progenitors from obese human skeletal muscle give rise to functional white adipocytes that contribute to insulin resistance. // Int. J. Obes. (Lond). England, 2016. Vol. 40, № 3. P. 497-506.

222. Gorski T., Mathes S., Krützfeldt J. Uncoupling protein 1 expression in adipocytes derived from skeletal muscle fibro/adipogenic progenitors is under genetic and hormonal control. // J. Cachexia. Sarcopenia Muscle. 2018. Vol. 9, № 2. P. 384-399.

223. Lee C. et al. Beige FAPs Transplantation Improves Muscle Quality and Shoulder Function After Massive Rotator Cuff Tears // J. Orthop. Res. 2020. Vol. 38, № 5. P. 1159-1166.

224. Dammone G. et al. PPARy Controls Ectopic Adipogenesis and Cross-Talks with Myogenesis During Skeletal Muscle Regeneration // Int. J. Mol. Sci. 2018. Vol. 19, № 7.

225. Morey-Holton E.R., Globus R.K. Hindlimb unloading rodent model: technical aspects. // J. Appl. Physiol. United States, 2002. Vol. 92, № 4. P. 1367-1377.

226. Smolina N. et al. Primary murine myotubes as a model for investigating muscular dystrophy // Biomed Res. Int. Hindawi Publishing Corporation, 2015. Vol. 2015.

227. Dmitrieva R.I. et al. Skeletal Muscle Resident Progenitor Cells Coexpress Mesenchymal and Myogenic Markers and Are Not Affected by Chronic Heart Failure-Induced Dysregulations // Stem Cells Int. Hindawi, 2019. Vol. 2019. P. 5690345.

228. Danoviz M.E., Yablonka-Reuveni Z. Skeletal Muscle Satellite Cells: Background and Methods for Isolation and Analysis in a Primary Culture System BT - Myogenesis: Methods and Protocols / ed. DiMario J.X. Totowa, NJ: Humana Press, 2012. P. 21-52.

229. Farup J. et al. Human skeletal muscle CD90+ fibro-adipogenic progenitors are associated with muscle degeneration in type 2 diabetic patients // Cell Metab. 2021. Vol. 33, № 11. P. 2201-2214.e10.

230. Divakaruni A.S. et al. Analysis and interpretation of microplate-based oxygen consumption and pH data // Methods in Enzymology. 1st ed. Elsevier Inc., 2014. Vol. 547, № C. 309-354 p.

231. Gaignier F. et al. Three weeks of murine hindlimb unloading induces shifts from B to T and from th to tc splenic lymphocytes in absence of stress and differentially reduces cell-specific mitogenic responses. // PLoS One. United States, 2014. Vol. 9, № 3. P. e92664.

232. Komarova M.Y. et al. Cultured Myoblasts Derived from Rat Soleus Muscle Show Altered Regulation of Proliferation and Myogenesis during the Course of Mechanical Unloading // Int. J. Mol. Sci. 2022. Vol. 23, № 16.

233. Sacco A. et al. Short Telomeres and Stem Cell Exhaustion Model Duchenne Muscular Dystrophy in mdx/mTR Mice // Cell. Elsevier, 2010. Vol. 143, № 7. P. 1059-1071.

234. Dominici M. et al. Minimal criteria for defining multipotent mesenchymal stromal cells. The International Society for Cellular Therapy position statement // Cytotherapy. 2006.

235. Boxall S.A., Jones E. Markers for characterization of bone marrow multipotential stromal cells // Stem Cells Int. 2012. Vol. 2012.

236. Contreras O., Rossi F.M. V, Theret M. Origins, potency, and heterogeneity of skeletal muscle fibro-adipogenic progenitors—time for new definitions // Skelet. Muscle. 2021. Vol. 11, № 1. P.

237. Contreras O. et al. Cross-talk between TGF-P and PDGFRa signaling pathways regulates the fate of stromal fibro-adipogenic progenitors. // J. Cell Sci. England, 2019. Vol. 132, № 19.

238. Renata I. Dmitrieva Izida R. Minullina A.A.B.O.V.T.S.V.A., Zaritskey A.Y. Bone marrow- and subcutaneous adipose tissue-derived mesenchymal stem cells: Differences and similarities // Cell Cycle. Taylor \& Francis, 2012. Vol. 11, № 2. P. 377-383.

239. Ahmadian M. et al. PPARy signaling and metabolism: the good, the bad and the future // Nat. Med. 2013. Vol. 19, № 5. P. 557-566.

240. Rosen E.D. et al. PPAR gamma is required for the differentiation of adipose tissue in vivo and in vitro. // Mol. Cell. United States, 1999. Vol. 4, № 4. P. 611-617.

241. Prentice K.J., Saksi J., Hotamisligil G.S. Adipokine FABP4 integrates energy stores and counterregulatory metabolic responses. // J. Lipid Res. United States, 2019. Vol. 60, № 4. P. 734-740.

242. Ojha S., Budge H., Symonds M.E. Adipocytes in Normal Tissue Biology / ed. McManus L.M., Mitchell R.N.B.T.-P. of H.D. San Diego: Academic Press, 2014. P. 2003-2013.

243. Nielsen T.S., M0ller N. Adipose triglyceride lipase and G0/G1 switch gene 2: approaching proof of concept. // Diabetes. United States, 2014. Vol. 63, № 3. P. 847-849.

244. Olofsson L.E. et al. CCAAT/enhancer binding protein alpha (C/EBPalpha) in adipose tissue regulates genes in lipid and glucose metabolism and a genetic variation in C/EBPalpha is associated with serum levels of triglycerides. // J. Clin. Endocrinol. Metab. United States, 2008. Vol. 93, № 12. P. 4880-4886.

245. Rosen E.D. et al. C/EBPalpha induces adipogenesis through PPARgamma: a unified pathway. // Genes Dev. United States, 2002. Vol. 16, № 1. P. 22-26.

246. Takahashi Y. et al. Perilipin2 plays a positive role in adipocytes during lipolysis by escaping proteasomal degradation // Sci. Rep. 2016. Vol. 6, № 1. P. 20975.

247. Huang P.-I. et al. Enhanced Differentiation of Three-Gene-Reprogrammed Induced Pluripotent Stem Cells into Adipocytes via Adenoviral-Mediated PGC-1a Overexpression // International Journal of Molecular Sciences. 2011. Vol. 12, № 11. P. 7554-7568.

248. Abou-Samra M. et al. Adiponectin and Its Mimics on Skeletal Muscle: Insulin Sensitizers, Fat Burners, Exercise Mimickers, Muscling Pills ... or Everything Together? // International Journal of Molecular Sciences. 2020. Vol. 21, № 7.

249. Nicholls D.G. Spare respiratory capacity, oxidative stress and excitotoxicity. // Biochem. Soc. Trans. England, 2009. Vol. 37, № Pt 6. P. 1385-1388.

250. Masuda S. et al. Chemokine (C-X-C motif) ligand 1 is a myokine induced by palmitate and is required for myogenesis in mouse satellite cells. // Acta Physiol. (Oxf). England, 2018. Vol. 222, № 3.

251. Waldemer-Streyer R.J. et al. Cxcl14 depletion accelerates skeletal myogenesis by promoting cell cycle withdrawal // npj Regen. Med. 2017. Vol. 2, № 1. P. 16017.

252. Yahiaoui L. et al. CC family chemokines directly regulate myoblast responses to skeletal muscle injury // J. Physiol. 2008. Vol. 586, № 16. P. 3991-4004.

253. Kusuyama J. et al. CXCL3 positively regulates adipogenic differentiation // J. Lipid Res. 2016. Vol. 57, № 10. P. 1806-1820.

254. Scheler M. et al. Cytokine response of primary human myotubes in an in vitro exercise model. // Am. J. Physiol. Cell Physiol. United States, 2013. Vol. 305, № 8. P. C877-86.

255. Ali I.H.A., Brazil D.P. Bone morphogenetic proteins and their antagonists: current and emerging clinical uses // Br. J. Pharmacol. Centre for Experimental Medicine, Queen's University Belfast, Belfast, Northern Ireland, UK., 2014. Vol. 171, № 15. P. 3620-3632.

256. Kawagishi-Hotta M. et al. Increase of gremlin 2 with age in human adipose-derived stromal/stem cells and its inhibitory effect on adipogenesis // Regen. Ther. 2019. Vol. 11. P. 324-330.

257. Asada N., Suzuki K., Sunohara M. Spatiotemporal distribution analyses of Wnt5a ligand and its receptors Ror2, Frizzled2, and Frizzled5 during tongue muscle development in prenatal mice // Ann. Anat. - Anat. Anzeiger. 2023. Vol. 245. P. 152017.

258. Barjot C. et al. Expression of myosin heavy chain and of myogenic regulatory factor genes in fast or slow rabbit muscle satellite cell cultures. // J. Muscle Res. Cell Motil. Netherlands, 1995. Vol. 16, № 6. P. 619-628.

259. Carvajal Monroy Paola L. Yablonka-Reuveni Zipora G.S.K.-J.A.M.W.F.A.D.T.G.V. den H.J.W. Isolation and Characterization of Satellite Cells from Rat Head Branchiomeric Muscles // JoVE. 2015. № 101. P. e52802.

260. Guitart M. et al. Muscle regeneration potential and satellite cell activation profile during recovery following hindlimb immobilization in mice // J. Cell. Physiol. 2018. Vol. 233, № 5. P. 4360-4372.

261. Chemello F. et al. Degenerative and regenerative pathways underlying Duchenne muscular dystrophy revealed by single-nucleus RNA sequencing. // Proc. Natl. Acad. Sci. U. S. A. 2020. Vol. 117, № 47. P. 29691-29701.

262. Hamrick M.W., McGee-Lawrence M.E., Frechette D.M. Fatty Infiltration of Skeletal Muscle: Mechanisms and Comparisons with Bone Marrow Adiposity. // Front. Endocrinol. (Lausanne). 2016. Vol. 7. P. 69.

263. Moratal C. et al. Control of Muscle Fibro-Adipogenic Progenitors by Myogenic Lineage is Altered in Aging and Duchenne Muscular Dystrophy. // Cell. Physiol. Biochem. Int. J. Exp. Cell. Physiol. Biochem. Pharmacol. Germany, 2019. Vol. 53, № 6. P. 1029-1045.

264. Suarez-Calvet X. et al. Decoding the transcriptome of Duchenne muscular dystrophy to the single nuclei level reveals clinical-genetic correlations // Cell Death Dis. 2023. Vol. 14, № 9. P. 596.

265. Chen W. et al. Bidirectional roles of skeletal muscle fibro-adipogenic progenitors in homeostasis and disease // Ageing Res. Rev. 2022. Vol. 80. P. 101682.

266. Davies M.R. et al. Muscle-Derived Beige Adipose Precursors Secrete Promyogenic Exosomes That Treat Rotator Cuff Muscle Degeneration in Mice and Are Identified in Humans by Single-Cell RNA Sequencing. // Am. J. Sports Med. United States, 2022. Vol. 50, № 8. P. 2247-2257.

267. Parker E., Hamrick M.W. Role of fibro-adipogenic progenitor cells in muscle atrophy and musculoskeletal diseases // Curr. Opin. Pharmacol. 2021. Vol. 58. P. 1-7.

268. Madaro L. et al. Denervation-activated STAT3-IL-6 signalling in fibro-adipogenic progenitors promotes myofibres atrophy and fibrosis // Nat. Cell Biol. 2018. Vol. 20, № 8. P. 917-927.

269. Reggio A. et al. Metabolic reprogramming of fibro/adipogenic progenitors facilitates muscle regeneration. // Life Sci. alliance. United States, 2020. Vol. 3, № 3.

270. Pala F. et al. Distinct metabolic states govern skeletal muscle stem cell fates during prenatal and postnatal myogenesis. // J. Cell Sci. England, 2018. Vol. 131, № 14.

271. Pagano A.F. et al. Muscle Resting and TGF-ß Inhibitor Treatment Prevent Fatty Infiltration Following Skeletal Muscle Injury. // Cell. Physiol. Biochem. Int. J. Exp. Cell. Physiol. Biochem. Pharmacol. Germany, 2019. Vol. 53, № 1. P. 62-75.