Анализ генерации и блокирования постсинаптических токов в глутаматергических нервно-мышечных соединениях личинки мухи тема диссертации и автореферата по ВАК РФ 03.00.13, кандидат биологических наук Антонов, Сергей Михайлович

• Антонов, Сергей Михайлович
• кандидат биологических наук
• 1984

Оглавление диссертации кандидат биологических наук Антонов, Сергей Михайлович

Список сокращений.

ВВЕДЕНИЕ .б

1. ПОСТСИНМТШЕСВИЕ МЕХАНИЗМЫ В МЫШЕЧНЫХ ВОЛОКНАХ ЧЛЕНИСТОНОГИХ (Обзор литературы)

1.1. СТРУКТУРНО -ФУНКЦИОНАЛЬНЫЕ ОСНОВЫ ПЕРИФЕРИЧЕСКОЙ СИНАПТИЧЕСКОИ ПЕРЕДАЧИ У НАСЕКОМЫХ

1.2. СВОЙСТВА ИОННЫХ КАНАЛОВ, АКТИВИРУЕМЫХ ГОТАМАТОМ

1.2.1. Кинетика активации постсинаптических токов

1.2.2. Зависимость параметров ионных каналов, активируемых глутаматом, от мембранного потенциала

1.2.3. Влияние температуры на параметры ионных каналов и постсинаптических токов

1.2.4. Модели активации постсинаптической мембраны.

1.2.5. Фармакология рецептора глутамата

1.2.6. Десенситизация рецепторов глутамата

1.2.7. Фармакологическая блокада хемовозбудимых ионных каналов

Введение диссертации (часть автореферата) на тему «Анализ генерации и блокирования постсинаптических токов в глутаматергических нервно-мышечных соединениях личинки мухи»

Одним из самых распространенных медиаторов в нервной системе позвоночных и беспозвоночных животных является: глутамат анион глутаминовой кислоты; Чаще всего он осуществляет свою передаточную функцию в возбуждающих синапсах различных отделов спинного и головного мозга позвоночных животных, в ганглиях моллюсков, в особенности хорошо известна его роль в нервно-мышечной передаче у членистоногих, В настоящее время сформировались представления о шлекулярном механизме, посредством которого дейсл?вие глутамата на постсинаптическую мембрану претворяется в изменении проницаемости этой мембраны для ионов и, тем самым, в появлении по стсинаптическо го тока. Однако, уровень изученности; последовательных этапов этого процесса пока гораздо ниже, чем тот, который достигнут при: изучении действия., ацетидхолина. Очень мало известно о механизме взаиюдействия глутамата с активным центром его мембранного рецептора, в основном, из-за слабой разработанности фармакологии глутаматного рецептора. Пока очень скуден набор агонистов и антагонистов, которые можно было бы использовать для воздействия на глуташ.тный рецептор, Наиболее подробные сведения о свойствах ионных каналов, активируемых глутаматом, получены в опытах на нервно-мышечных препаратах саранчи и рака. Остается открытым вопрос о том, насколько сходны синаптические токи, активируемые глутаматом, в мышцах животных, относящихся к другим отрядам насекомых, а значит и о том, насколько универсален молекулярный механизм этой активации, Одним из подходов, позволяющих расширить нашИ: знания о глутаматчувствительных механизмах, является исследование природы и свойств синаптических токов в нервно-мышечных синапсах личинок двукрылых насекомых, поскольку этот объект предоставляет достаточно широкие методические возможности. Это определило цель и задачи настоящего исследования, Цель работы состояла в исследовании кинетики активации синап тических ионных каналов в глутаматч5гвствительной мембране мышечных волокон личинки мясной мухш Callipbora erythrocephalai как в нормальных условиях, так и в присутствии потенциальных блокаторов этих каналов. Исследовались факторы, определяющие длительность постсинаптических токов, Обнаружен механизм, определяющий появление "медленных" и "быстрых" возбулщающих синаптических токов в продольных брюшных мышечных волокнах личинки мухи» Показано, что "медленные" токи являются результатом проникновения ответов, генерируемых соседними клетками, в регистрируемую посредством эффективной и потенциалозависимой электрической связи: между мышечными клетками. Разработана методика препарвки, позволяющая устранить эту связь и, тем самым, возможность появления "медленных" токов, Впервые исследованы свойства активируемых глутаматом ионных каналов постсинаптической мембраны мышц личинки цухи. Показано существование однородной по средне1/у времени открытого состояния: популяции каналов. Изучено влияние мембранного потенциала и температуры на скорость превращения комплекса медиатор-рецептор. На основании сопоставления кинетики спада спонтанных и вызванных возбуящающих синаптических токов со средним временем жизни ионных каналов сделан вывод об участии повторного взаишдействия молекул медиатора с рецепторами в постсинаптическом электрогенезе мышечных волокон. Исследованы соединения, позволяющие увеличить длительность пребывания медиатора в синаптической щели Путем направленного синтеза обнаружены новые эффективные блокаторы глутаматчувствирельных ионных каналов, Полученные в данной работе факты опровергают представления:: о существовании специализированных синаптических образований для- передачи "быстрых" и "медленных" возбувдающих влияний аксонов, иннервирующих мьшечные клетки личинок двукрылых. Это важно для понимания принципов функциональной организации двигательной системы у личинок этого отряда насекомых. Исследование вновь синтезированньк блокаторов ионных каналов поможет выявить особенности функциональной организации постсинаптической мембраны периферических синапсов различных отрядов насекомБк. Проведенный анализ строения и действия этих соединений и выявленные закономерности ю г у т стать теоретической базой для синтеза новых эффективных и избирательных средств защиты растений, а также новых фармакологических веществ, воздействующих на глутаматергические синапсы центральной нервной системы позвоночных животных и человека. В ходе работы решались следующие конкретные задачи: 1. На нервно-мышечном препарате кожно-ьлускульного мешка личинки мясной щхтй сопоставить свойства "быстрых" и "медленных" синаптических токов и выявить природу наблюдаемых различий в кинетике этих токов. 2. Исследовать факторы, определяющие длительность синаптических ионных токов (среднее время жизни ионных каналов, возможность повторного взаимодействия шлекул медиатора с рецепторами, пути удаления глутамата ЕВ синаптической щели). 3. Найти и исследовать эффективные блокаторы глутаматактивируемых ионных каналов.II в их периферических звеньях нервно-мышечных синапсах» Детальное изучение иннервационных отношений было проведено на мышце ретрактора когтя саранчи (Eees Usherwood 1972). Эта мышца иннервируется двумя мотонейронами, которые образуют на ее волокнах контакты, расположенные на расстоянии 10-100 мкм друг от друга. На всем протяжении аксонов от них отходят 40005000 терминалей. Каждая из них имеет от 10 до 15 мкм в длину и содержит от 5 до 30 синаптических зон. Таким образом, МЕзшечное волокно получает от двух шторных аксонов около 100000 синаптических контактов. Структурная организация нервно-мышечных соединений в различных мышцах, а также у представителей разных отрядов насекомых, очень сильно варьирует. Основываясь на юрфологических данных по структуре мионевральных синапсов насекомых, можно выделить несколько типов их строения, которые отличаются друг от друга степенью развитости покровных элементов. I. Аксон может лежать в желобке, образованном поверхностью МБНпечного волокна. В таких случаях, как правило, он покрыт слоем лемнобластов, которые являются аналогами швановских клеток позвоночных животных. Базальная мембрана лемнобластов, сливаясь с базальной мембраной мышечного волокна, изолирует синапс от окружающей среды. 2. Мышечные клетки полностью окружают нервное окончание, изолируя его от гемолимфы. Эти соединения получили название синапсов циркумферентного типа Smitb I960; Мандельштам, 1968), 3. У личинок мух нервные окончания лежат на поверхности мышечных волокон. Синаптическая щель нервно-мышечных контактов свободно сообщается с окружающей средой. Другой особенностью этих синапсов является наличие постсинаптического ретикулума нерегулярных складок ПСМ, хотя постсинаптическая мембрана мышц большинства других насекоМБК не имеет подобных складок Osborne 1967). Большое разнообразие структурной организации с точки зрения морфологов объясняется необходишстью поддерживать стабильность передачи в условиях значительных изменений состава гемолимфы. Полагают, что функция лемнобластов заключается в изоляции нервных терминалей и поддержании нормальной среды для работы аксона (ШгеЬете Moreton 1970). Однако, с этим предположением пока не согласуются результаты: электрофизиологических экспериментов, так как ионофоретическое подведение глутамата к нервно-мышечным синапсам саранчи, которые "замурованы" лемнобластами, достаточно быстро вызывает деполяризацию ПСМ (Waltlier Usherwood 1972; Gration et al 1979a). Кроме того, изменение ионного состава физиологического раствора почти мгновенно сказывается на амплитуде ВПСТ, регистрируемых в мышцах этих жит вотных (Anwyi 1977а,б). Даже крупные белковые молекулы Кон А через две три минуты после повышения их концентрации (1.10) в области нервного окончания юдифицируют работу ПСМ чи (Matters Usherwood МБШ1Ц саран1976, 1978). По-видимэму, покровные элементы не являются серьезным барьером для небольших, подвижных молекул и ионов, а также лишь незначительно замедляют диффузию крупных белков в синаптическую щель. Как отмечалось выше к мышечным волокнам членистоногих подходят два типа двигательных нерва "быстрый" (толстый) и "медленный" (тонкий), причем, комбинация этих типов аксонов для каждого конкретного мышечного волокна ю ж е т быть различной. Например, продольная крыловая мышца саранчи иннервируется только аксонами "быстрого" типа Neville 196©), тергококсальная мышца саранчи состоит из неоднородных волокон среди которых имеются мышечные клетки, иннервируемые только "быстрыми", только "медленными", а также клетки, получающие и ту, и другую иннервацию (см, Мандельштам, 1983). Для решения вопроса, какой процесс определяет разницу временного хода сокращения мьпиечных волокон членистоногих при

Заключение диссертации по теме «Физиология», Антонов, Сергей Михайлович

ВЫВОДЫ

1. В условиях фиксации напряжения в мышечных волокнах личинки мясной кухи регистрируются возбуждающие постсинаптические токи (ВПСТ), существенно различающиеся по своей длительности: "быстрые" - Тспада= 6,0 мс и "медленные" - Тспада= 49 мс. Вольт-амперная характеристика "быстрых" токов линейна в диапазоне Ш от -40 мВ до -160 мВ, тогда как у "медленных" токов наблюдается уменьшение амплитуды в диапазоне МП от -100 мВ до -150 мВ. "Быстрые" и "медленные" ВПСТ различаются по характеру зависимости

L спада от мембранного потенциала.

2. Обнаружена эффективная электрическая связь между продольными мышечными волокнами соседних сегментов, коэффициент передачи которой при потенциале покоя составляет 0,40. Электрическая; связь зависит от уровня потенциала и уменьшается при гиперполяризации в диапазоне МП -80 мВ —140 мВ. Рассечение соседних мышечных волокон приводит к повышению входного сопротивления регистрируемого волокна с 200 - 300 кОм до 500 - ТОО кОм. Контакт между клетками является высокопроницаемым, поскольку происходит распространение флуоресцеина из клетки, куда он был введен ионофорети-чески, в волокна соседних сегментов.

3. "Медленные" токи являются результатом распространения из соседних волокон путем электрической связи и трансформации нормальных "быстрых" ответов. Никаких признаков генерации собственных "медленных" токов в мышечных волокнах личинки после разрушения соседних клеток не обнаружено.

4. Постоянная времени спада спонтанных и вызванных ВПСТ составляет 7,9 мс при МП = -70 мВ и t = 21°С. Среднее время жизни каналов, измеряемое при анализе флуктуаций проводимости ("глутаматных щумов"), составляет 5,8 мс в тех же условиях. Превышение Гспада ВПСТ объясняется, по-видимому, некоторым вкладом повторного связывания медиатора с рецептором.

5. Насыщение системы захвата медиатора нервными окончаниями при воздействии аспартатом приводит к удлинению на 30 % ^спада ВПСТ. Дальнейшее снижение скорости спада ШСТ (2,5 раза) может быть достигнуто при воздействии ингибитором глутаматдекарбоксила-зы. По-видимому, медиатор удаляется из синаптической щели не только посредством диффузии, но и при участии систем захвата окончаниями и ферментативного превращения.

6. Воздействие конканавалином А (Кон А) приводит к ослаблению феномена десенситизации к действию глутамата, но одновременно наблюдается небольшое укорочение среднего времени жизни ионных каналов (17 %) и спада ВПСТ (20 %) при сохранении потенциалозави-симости этих параметров.

7. Обнаружены и исследованы эффективные блокаторы глутамат-чувствительных ионных каналов. Изучена связь между строением и действием 18 производных фталимида, среди которых имеются блока-торы закрытого состояния каналов, блокаторы смешанного типа и блокаторы только открытого состояния каналов. Одно из производных оказалось относительно избирательным блокатором открытых глу-таматергических каналов (в концентрации I.I0M), тогда как аце-тилхолинчувствительные каналы мышц лягушки оно блокирует в концентрации 1.10"%.

ЗАКЛЮЧЕНИЕ

При исследовании нервно-мышечной синаптической передачи возникает вопрос, какими факторами определяется возможность генерации разными мышечными волокнами "быстрых" и "медленных" постсинаптических токов. Например, разница в длительности токов в фазных и тонических мышечных волокнах позвоночных животных , как, было показано, определяется целым рядом факторов: различием во времени жизни ионных каналов, результатом активации которых являются синаптические токи, различиями в скорости уборки медиатора из синаптической щели, различиями морфологических особенностей постсинаптической мембраны этих волокон (Федоров, 1981; Федоров и др., 1981).

Отличающиеся друг от друга по временному ходу ответы, приводящие к сокращениям мышечных волокон разной длительности, свойственны не только позвоночным, но и насекомым, в частности, личинкам двукрылых ( Hardie , Osborne , 1977; Irving , Miller j 1980a,б). Однако, во втором случае дело осложняется тем, что 'быстрые"и"медленные" синаптические токи возникают в одном и том же мышечном волокне. На основании морфологических данных о двойственной иннервации таких мышечных клеток предполагается, что она осуществляется "быстрым" и "медленным" аксонами, генерация потенциала действия которыми приводит к постсинаптическим токам различной длительности (Osborne , 1967; Hardie » 1976). Если следовать этой гипотезе, то различия во временных параметрах ШСТ по аналогии с позвоночными было бы естественно объяснять существованием двух типов ионных каналов, активируемых глутаматом, но отличающихся по времени открытого состояния (Irving , Miller»' 1980а,б). В таком случае можно было ожидать две возможности.

1. "Быстрые" и "медленные" аксоны образуют контакты с различными участками поверхности мышечного волокна , тогда популяции постсинаптических рецепторов должны быть пространственно разобщены. В таком случае с помощью внеклеточного отведения в различных областях мышечного волокна можно было бы регистрировать различные по временному ходу синаптические ответы.

2. Терминали "быстрых" и "медленных" аксонов располагаются вперемешку на поверхности клеток. Б таких условиях популяции отличающихся по кинетике рецепторов, должны тесно прилегать друг к другу. При внеклеточном отведении в зависимости от места положения регистрирующей микропипетки отводились бы различные по временным характеристикам токи: "быстрые", "медленные", а также промежуточной длительности. При ионофоретической аппликации глутамата и анализе флуктуаций проводимости ПСМ выявлялись бы: в случае автокорреляционного анализа две экспоненты на АШ>, постоянные времени которых соответствовали бы среднему времени жизни каналов этих популяций, в случае спектрального анализа - суперпозиция двух лоренцианов (Неер, Стивене, 1981).

Однако, ни в одном из наших опытов по внеклеточной регистрации не удалось обнаружить зоны, где длительность мВПСТ совпадала бы с "медленными" токами, регистрируемыми методом фиксации мембранного потенциала. Анализ флуктуаций проводим)сти показал, что АШ> имеет одноэкспоненциальный вид для "глутаматного шума" ПСМ любых синаптических зон, а, следовательно, во всех частях мышечного волокна популяция постсинаптических рецепторов однородна по времени открытого состояния ионных каналов,

Б то же время обнаружилось сходство"медленных" токов по временным параметрам с "быстрыми" потенциалами. Было подвергнуто проверке предположение о существовании электрической связи между клетками продольных брюшных пучков мышечных волокон личинки мясной мухи. Оказалось, что между ними существует электрическая непрерывность с достаточно большим коэффициентом электрической передачи: K0C= 0,4. Более того, зависимостью ее свойств от МП и пассивных характеристик мышечных волокон можно объяснить сложный вид В/А характеристики и потенциалозависимости спада "медленных" токов. Эти данные позволили придти к выводу, что "медленные" токи являются отражением возникающих в соседних волокнах "быстрых" ответов, искаженных пассивными электрическими свойствами клеток и контактных мембран. Таким образом, вскрыт еще один способ формирования "медленных" токов, приводящий к тем же последствиям, что и ранее описанные, - более длительному сокращению.

Открытие синцитиальных отношений между 6А и 7А клетками позволило модифицировать препаровку (производить посегментарную перерезку) и таким путем избавиться от "медленных" ответов, что дало возможность осуществить неискаженную регистрацию синаптических токов и исследовать факторы определяющие скорость спада вызванных ВПСТ и мВПСТ.

Как показано на многих объектах: лягушке (Anderson » Stevens , 1973), саранче (Anderson et al., 1978), ракообразных Crawford , McBurney , 1976), - спад постсинаптических токов в основном определяется кинетикой закрывания ионных каналов. Именно такие синаптические токи и принято считать "быстрыми". Так как отношение Твдст к сРеДнемУ времени открытого состояния ионных каналов колеблется в наших опытах в пределах от 1,3 до 1,5, нельзя сказать, что их спад точно отражает кинетику закрывания каналов проводимости. В этом смысле регистрируемые в мышечных волокнах личинки мясной мухи токи имеют сходство с ответами, возникающими в тонических мышечных волокнах позвоночных, где также наблюдается превышение длительности спада ответов на кванты медиатора над средним временем открытого состояния ионных каналов. Поэтому мы предполагаем, что в формировании ответов на кванты медиатора участвует процесс повторного взаимодействия молекул медиатора с рецепторами. Исследование флуктуаций проводимости позволило охарактеризовать основные свойства активируемых глутаматом каналов ПСМ. Очевидно по ряду признаков они отличаются от соответствующих каналов саранчи и ракообразных: знаку потенциалозависимости, длительности проводящего состояния, характеру эффектов кон-канавалина А.

Заслуживает внимания вариабельность механизмов уборки излишков медиатора из синаптической щели у членистоногих. Если у саранчи этот процесс осуществляется только за счет свободной диффузии глутамата в экстрасинаптической пространство и происходит, очевидно, на много быстрее, чем закрывание каналов, а у ракообразных в нем принимает участие активный захват молекул глутамата пресинаптическими аксонами, то в случае двукрылых мы, вероятно, можем говорить о двух системах уборки медиатора: захвате преси-наптическими аксонами и ферментативном декарбоксилировании глута-матдекарбоксилазой. Можно лишь предполагать, что первый не обладает специфичностью по отношению к глутамату, субстратом для него служит и аспартат, в то время как второй - избирателен, и бло-каторами его являются исследованные нами вещества ТЛ"А" и ТЛ"Б". Однако, для проверки этого необходимы дальнейшие исследования.

Как уже говорилось выше, в настоящее время практически не найдено блокаторов ионных каналов, активируемых глутаматом. Трудность заключается в том, что большинство сильных блокаторов холинергических каналов, например, местные анестетики, совершенно неэффективны в случае глутаматного рецептора. Нами в совместном исследовании с В.Е.Гмиро обнаружен целый ряд фталимидных соединений, которые обладают блокирующим эффектом на активируемые глутаматом каналы, и исследована зависимость их действия от химического строения. Параллельно с этим велись опыты по исследованию их влияния на холинергические каналы лягушки (опыты Н.Н.Потапье-вой). По соотношению эффективных концентраций судили об избирательности данных соединений.

В ходе этого исследования удалось создать новые высокоэффективные блокаторы ионных каналов, активируемых глутаматом. По уровню действующих концентраций они оказались сильнее известных к настоящее времени антагонистов глутамата и блокаторов глута-матных каналов в 30 - 100 раз. Одно из исследованных соединений (вещество №5) оказалось к тому же избирательным, поскольку холинергические каналы блокирует лишь в 100 раз больших концентрациях, чем глутаматергические. Появление нового класса фармакологических инструментов для исследования глутаматергических каналов кажется весьма полезным для углубленного изучения особенностей их строения и функции. Кроме того, дальнейшая разработка этой проблемы сулит создание избирательно действующих миопарали-тических веществ, способных нарушать двигательную активность насекомых или новых фармакологических веществ, воздействующих на глутаматергические синапсы ЦНС позвоночных животных и человека.

Список литературы диссертационного исследования кандидат биологических наук Антонов, Сергей Михайлович, 1984 год

1. Беркинблит М.В., Чайлахян Л.М. Электрические синапсы. В кн::

2. Общая физиология нервной система. Л.,"Наука", 1979, ■398-448.

3. Выскочил Ф., Магазаник Л.Г. Синаптические ионные токи в мышечных волокнах дрозофилы Drosophila melanogaster Журн.эвол.биохим.физиол., 1978, 14, 448-452.

4. Григорьев В.В. Физиологические особенности волокон крыловоймышцы саранчи Locusta migratoria . Журн.эвол.оиохим. физиол., 1980, 16, 148-153.

5. Григорьев В.В., Манднлынтам Ю.Е. Миниатюрные потенциалы вбыстрых и медленных мышечных волокнах саранчи. Нейрофизиология, 1981, 13, 98-103.

6. Жуков Е.К. Очерки по нервно-мышечной физиологии. Л., "Наука",1969 •

7. Катц Б. Нерв, мышца и синапс. М., "Мир", 1968.

8. Мавринская Л.Ф., Резвяков Н.Р. Экстрафузальные мышечные волокна, их типы и биологическая характеристика. Архив анат., гист. и эмбр., 1978, II, 23-40.

9. Магазаник Л.Г. Механизм десенситизации постсинаптической мембраны мышечных волокон. Биофизика, 1968, 13, 199-202.

10. Магазаник Л.Г. Передача в периферических синапсах. В кн.:Общаяфизиология нервной системы. Л., "Наука", 1979, 278-346.

11. Мандельштам Ю.Е. Ультраструктура крыловых и межсегментарныхмышц шмеля Bombus lucorum . В кн.:Физиология и биохимия беспозвоночных. Л.,"Наука", 1968, 49-57.

12. Мандельштам Ю.Е. Нейрон и мышца насекомого. Л.,"Наука", 1983.

13. Мандельштам -Ю.Е., Наследов Г.А. Функциональные особенностилокомоторных мышц саранчи. Нейрофизиология, 1977, 9, 532-536.

14. Мандельштам Ю.Е., Свидерский В.Л. Мышечный аппарат членистоногих. В кн.: Развитие сократительной функции мышц двигательного аппарата. Л.,"Наука", 1974, 193-228.

15. Неер Е., Стивене К. Флуктуации проводимости и ионные поры вмембранах. В кн.: Мембраны: ионные каналы. М.,"Мир", 1981, 237-283.

16. Сахаров Д.А. Генеалогия нейронов. М., "Наука", 1974.

17. Свидерский В.Л. Проблема создания высоких ритмов двигательной активности у насекомых. Усп.физиол. наук, I97E, 2, 105-122.

18. Федоров В.В. Особенности постсинаптических потенциалов и ионных токов в синапсах быстрых и медленных мышечных волокон крысы. Нейрофизиология, 1980, б, 627-636.

19. Федоров В.В. Постсинаптические ионные токи концевой пластинки быстрых и медленных мышечных волокон цыплят. Эффект ингиби^ования холинэстеразы. Нейрофизиология, 1981, 4,

20. Федоров В.В., Снетков В.А., Магазаник Л.Г. Анализ ацетилхолиновых" шумов", регистрируемых в быстрых и медленных мышечных волокнах лягушки. Доклады АН СССР, 1981, 6, 15021506.

21. Щумова И.А. Гистохимическое исследование крыловых мышц саранчи Locusta migratoria . Журн.эвол.биохим.физиол., 1973, 9, 305- §06.

22. Щумова И.А. Гистохимическое исследование дорсовентральныхкрыловых мышц саранчи. Журн.эвол.биохим.физиол., 1976, 12, 475—476 .

23. Adams P.R. Drug blockade of open end-plate channels.

24. J. Physiol., 1976, 26o, 531-552.

25. Anis N., Evans M., Usherwood P.N.R. Plant lectins and desensitization of locust glutamate receptors. J. Physiol., 1979, 291, 47P.

26. Anderson C.R., Cull-Candy S.G., Miledi R. Glutamate and quisqualate noise in voltage-clamp locust muscle fibres. Nature, 1976, 261, 151-153.

27. Anderson C.R., Cull-Candy S.G., Miledi R. Potential dependent transition temperature of ionic channels induced by glutamate in locust muscle. Nature, 1977,,268, 663-665.

28. Anderson C.R., Cull-Candy S.G., Miledi R. Glutamate currentnoise: postsynaptic channel kinetics investigated under voltage clamp. J. Physiol., 1978, 282, 219-242.

29. Anderson C.R., Stevens C.F. Voltage clamp analysis of acetylcholine produced end-plate current fluctuations at frog neuromuscular junction. J. Physiol., 1973% 235, 655-691.

30. Anwyl R. Permeability of the postsynaptic membrane of anexcitatory glutamate synapse to sodium and potassium. J. Physiol., 1977a, 273, 367-388.

31. Anwyl R. The effect of foreign cations, pH and pharmacological agents on the ionic permeability of an excitatory glutamate synapse. J. Physiol., 1977b, 273, 389-404.

32. Anwyl R., Usherwood P.N.R. Voltage clamp studies of glutamate synapse. Nature, 1974, 252, 591-593.

33. Anwyl R., Usherwood P.N.R. Factors affecting the time course of decay of excitatory postsynaptic currents at a glutamate synapse. J. Physiol., 1975, 254, 46-47P.

34. Armstrong C.M. Interaction of tetraethylammonium ions derivatives with the potassium channels of giant axons. J. Gen. Physiol., 1971, 58, 413-437.

35. Atwood H.L. An attempt to account for the diversity of crustacean muscles. Amer. Zool., 1973, 13, 357-370.

36. Baker R., Potashner S.S. The dependence of glutamate uptakeby crub nerve on external Na and К . Biochem. biophys. acta., 1971, 249, 616-622.

37. Balcar V.J., Johnston G.A. The structural specificity of thehigh affinity uptake of L-glutamate and L-aspartate by rat brain slices. J. Neurochem., 1972, 19, 2657-2666.

38. Baranek R., Miller P.R. The action of iontophoretically applied glutamate on insect muscle fibres. J. Exp. Biol., 1968, 49, 83-93.

39. Bets W., Sakmann B. Effect of proteolitic enzymes on junction and structure of frog neuromuscular junction. J. Physiol., 1973, 150, 134-144.

40. Botham R.P., Beadle D.S., Hart R.S., Potter C.E., Wilson R.C.

41. Synaptic vesicle depletion and glutamate uptake in a nerve -muscle preparation of the locust Locusta migra-toria. Experientia, 1978, 34, .209-210. —--------:

42. Burke R.E. Group 1a, synaptic input to fast and slow twitchmotor units of cat triceps surae. J. Physiol., 1968, 196, 605-630.

43. Burke R.E., Jankowska E., ten Bruggencate G. A comparisonof peripheral and rubrospinal synaptic input to slow and fast twitch motor units of triceps surae. J. Physiol. , 1970, 207, 709-732.

44. Carlyle R.P. The accurance in and actions of aminoacide onisolated supra orae sphincter preparation of the sea anemone Actinia equina. J. Physiol.,1974, 236, 635-652.

45. Clark R.B., Gration K.A.P., Usherwood P.N.R. Responses to1.-ibotenic acid at locust glutamatergic neuromuscular junctions. Br. J. Pharmacol., 1979a, 66, 267-279.

46. Clark R.B., Gration K.A.P., Usherwood P.H.R. Ion channelsopened by glutamate agonists on locust muscle membrane. J. Physiol., 1979b, 301, 60- 61P.

47. Clark R.B., Gration K.A.P., Usherwood P.H.R. Desensitizationof glutamate receptors on innervated and denervated locust muscle fibres. J. Physiol., 1979c, 290, 551-568.

48. Clark R.B., Gration K.A.P., Usherwood P.U.R. Agonist-dependend desensitization of glutamate receptors at locust nervemuscle junctions. J. Physiol., 1979d, 295, 93-94P.

49. Clark R.B., Gration K.A.F., Usherwood P.N.R. Influence ofglutamate and aspartate on time course of decay of excitatory synaptic currents at locust neuromuscular junctions. Brain Res., 1980, 192, 205-216.

50. Colquhoun D., Hawkes A.G. Relaxation and fluctuations of ,membrane currents that flow through drug operated ionA channels. Proc. R. Soc., 1977, 199, 231-262.

51. Colquhoun D,, Sakmann B. Bursts of openings in transmitteractivated ion channels. In:Single channel recording. Amsterdam, Elsevier/North Holland Biomedical Press, 1983, 345- 364.

52. Constanti A., Nistri A. A study of the interactions betweenglutamate and aspartate at the lobster neuromuscular junction. Br. J. Pharmacol., 1978, 62, 495-505.

53. Conti P., Neher Б. Single channel recordings of K+ currentsin squid axons. Nature, 285, 140-143.

54. Crawford A.C., McBurney R.N. On the elementary conductanceevent produced by L-glutamate and quanta of the natural transmitter at the neuromuscular junctions of Maia squi-nado. J. Physiol., 1976, 258, 205-225.

55. Crawford A.C., McBurney R.N. The termination of transmitteraction at the crustacean excitatory neuromuscular junction. J. Physiol., 1977, 268, 711-729.

56. Crossley A.C.S. Transformations in the abdominal muscles ofthe blue blow-fly, Calliphora erythrocephala (Meig), during metamorphosis. J. Embryol.exp.Morph., 1965, 14, 89-110.

57. Cull-Candy S.G. Two types of extrajunctional L-glutamate receptors in locust muscle fibres. J.Physiol., 1976, 255,449.464.

58. Cull-Candy S.G. Glutamate sensitivity and distribution ofreceptors along normal and denervated locust muscle fibres. J. Physiol., 1978, 276, 165-181.

59. Cull-Candy S.G. Miniature inhibitory junctional currents in voltage clamped locust muscle fibres. J. Physiol., 1983, 342, 66-67P.

60. Cull-Candy S.G., Miledi R. Properties of miniature|excitatory junctional currents at the locust nerve-muscle junction. J. Physiol., 1982, 326, 527-551.

61. Cull-Candy S.G., Miledi R., Parker I. Single glutamate-activated channels recorded from locust muscle fibres with perfused patch clamp electrodes. J. Physiol., 1981, 321, 195-210.

62. Cull-Candy S.G., Parker I. Rapid kinetics of single glutamate receptor channels. Nature, 1982, 295, 410-412.

63. Curtis D.R., Watkins J.C. The excitation and depression ofspinal neurons by stracturally|related amino acides. J. Neurochem., 1960, 6, 117-141.

64. Del Castillo J., Hoyle G., Machne X. Neuromusculur transmission in locust. J. Physiol., 1953, 121, 539-542.

65. Del Castillo J., Katz B. Interaction at end-plate receptorsbetween different choline derivatives. Proc. Roy.Soc. ser. B, 1957, 146, 369-381.

66. Deleze J., Loewenstein W.R. Permeability of a cell junctionduring intra cellular injection of divalent cations. J. Membr. Biol., 1976, 28, 71-86.

67. Dionne V.E., Ruff R.L. End-plate current fluctuations revealonly one channel type at frog neuromuscular junction. Hature, 1977, 266, 263-264.

68. Dionne V.E., Stevens C.P. Voltage dependence of agonist effectivness at the frog neuromuscular junction: resolution of a paradox. J. Physiol., 1975, 251, 245-270.

69. Dowson R.J., Usherwood P.N.R. The effect of low concentrations of L-glutamate and L-aspartate on transmitter release at the locust excitatory nerve-muscle synapse. J. Physiol., 1972, 229, 13-14P.

70. Dudel J. Presynaptic and postsynaptic effect of inhibitorydrugs on the crayfish neuromuscular junctions. Pflugers Afch., 1965, 283, 104-118.

71. Dudel J. Nonlinear voltage dependence of excitatory synapticcurrent in crayfish muscle. Pflugers Arch., 1974, 352, 227-241.

72. Dudel J. Potentiation and desensitization after glutamateinduced postsynaptic currents at the crayfish neuromuscular junction. Pflugers Arch., 1975, 356, 317-327,

73. Dudel J. Dose-response curve of glutamate applied by superfusion to crayfish muscle synapses. Pfiugers Arch., 1977, 368, 49-54.

74. Dudel J. Thejvoltage dependence of the decay of the excitatory postsynaptic current and the effect of concanava-lin A at the crayfish neuromuscular junction. J. Physiol. (Paris), 1979, 75, 601-604.

75. Dudel J., Finger W., Stettmeier H. Inhibitory synaptic channels activated by ft -aminobutyric acid (GABA) in crayfish muscle. Pflugers Arch., 1980, 387, 143-151.

76. Dudel J., Kuffler S.W. Presynaptic inhibition at the crayfish neuromuscular junctions. J. Physiol., 1961, 155, 543-562.

77. Dwyer T.M., Adams D.J., Hille B. The permeability of theendplate channels to organic cations in frog muscle. J. Gen. Physiol., 1980, 75, 469-492.

78. Eccles J.C., Eccles R.M., Lundbery A. The action potentialsof the alpha motoneurones sypplying fast and slow muscles. J. Physiol., 1958, 142, 275-291.

79. Faeder I.R., Salpeter M.M. Glutamate uptake by a stimulatedinsect nerve-muscle preparation. J. Cell Biol., 1970, 40, 300-307.

80. Fedde M.R. Electrical properties and acetylcholine sensitivity of singly and multiply innervated muscle fibers. J. Gen. Physiol., 1969, 53, 624-637.

81. Fedorov V.V., Magazanik L.G., Snetkov V.A., Zefirov A.L.

82. Postsynaptic currents in different types of frog muscle fibre. Pflugers Arch., 1982, 394, 202-210.

83. Freeman A.R. Polyfunctional role of glutamate in excitatorysynaptic transmission. Progress neurobiol., 1976, 6, 137-153.

84. Gage P.W., McBurney R.N. Effects of membrane potential, temperature and neostigmine on the conductance chenge cou-sed by a quantum of acetylcholine at the toad end-plate. J. Physiol., 1975, 244, 409-429.

85. Gerschenfeld H.M. Chemical transmission in invertebrate central nervous system and neuromuscular junction. Physiol. Rev., 1973, 53, 1-119.

86. Goldstein I.J., Hallerman C.E., Smith E.E. Protein carbohydrate interaction. II. Inhibition studies on the interaction of concanavalin A with polysacharides. Biochemistry, 1975, 4, 876-883.

87. Gration K.A.F., Clark R.B., Usherwood P.N.R. Three types of1.glutamate receptor on junctional membrane of locust muscle fibres. Brain Res., 1979, 171, 360-364.

88. Hamill O.P., Marty A., Heher E., Sakmann В., Sigworth F.J.1.proved patch-clamp technique for high resolution current recording from cells and free membrane patches. Pflugers Arch., 1981, 391, 85-100.

89. Hamill O.P., Sakmann B. Multyple conductance states of single acetylcholine receptor channels in embryonic muscle cells. Nature, 1981, 294, 962-963.

90. Hardie J. Motor innervation of the supercontracting longitudinal ventro-lateral muscles of the blow fly larvae. J. Ins. Physiol., 1976, 22, 661-668.

91. Hardie J., Osborne M.P. The electrical and mechanical properties of supercontracting body-wall muscles of the blowfly larvae, Calliphora erythrocephala (Meig.). Сотр. Biochem. Physiol., 1977, 57A, 59-66.

92. Hees A. Vertebrate slow muscle fibers. Physiol. Rev., 1970,50, 40-62.

93. Henis Y.I., Elson E.L. Inhibition of the mobility of mouselymphocyte surface immunoglobulins by locally bound con-canavalin A. Proc. Natl. Acad. Sci. USA, 1981, 78, 10721078.

94. Irving S.N., Miller T.A. Ionic differences in "fast" andslow" neuromuscular transmission in body wall muscle of Musca domestica larvae. J. Сотр. Physiol., 1980a, 135, 291-298.

95. Irving S.N., Miller T.A. Aspartate and glutamate as possibletransmitters at the "slow" and "fast" neuromuscular junctions of the body wall muscles of Musca Larvae. J. Сотр. Physiol., 1980b, 135, 299-314.

96. Jan L.Y., Jan Y.N. Properties of the larval neuromuscularjunction in Drosophila melanogaster. J. Physiol., 1976a, 262, 189-214.

97. Jan L.Y., Jan Y.N. L-Glutamate as an excitatory transmitterat the Drosophila larvae neuromuscular junction. J. Physiol., 1976b, 262, 215-236.

98. Katz В., Miledi R. The characteristics of end-plate noiseproduced by different depolarizing drugs. J. Physiol., 1973a, 230, 707-717.

99. Katz В., Miledi R. The binding of acetylcholine to receptorsand its removal from the synaptic cleft. J. Physiol., 1973b, 231, 549-574.

100. Katz В., Miledi R. The effect of procain on the action ofacetylcholine at the neuromuscular junction. J. Physiol., 1975, 249, 269-284.

101. Katz B., Thesleff S. A study of the "desensitization" produced by acetylcholine at the motor end-plate. J. Physiol., 1957, 138, 63-80.

102. Lea T.J., Usherwood P.N.R. The site of action of ibotenicacid and the identification of two populations of glutamate receptors an locust muscle fibres. Сотр. gen. Pharmac., 1973, 4, 333-350.

103. Lingle C. The sensitivity of decapod foregut- muscle to acetylcholine and glutamate. J. Сотр. Physiol., 1980, 138, 187-199.

104. Lingle C., Auerbach A. Comparison of excitatory currentsactivated by different transmitters on crustacean muscle. I. Acetylcholine activated channels. J. Gen. Physiol.,1983а, 81, 547-569.

105. Lingle C., Eisen J.S., Marder E. Block of glutamatergicexcitatory synaptic channels by chlorisondamine. Molecular Pharmac., 1981, 19, 349-353.

106. Luff A.R., Atwood H.L. Mambrane properties and contractionof single muscle fibers in the mouse. Amer. J. Physiol., 1972, 6, 1435-1440.

107. Magazanik L.G., Vyskocil P. Different action of atropineand some analogues on the end-plate potentials and induced acetylcholine potentials. Experientia, 1969» 25, 618-619.

108. Magazanik L.G., Vyskocil P. Dependence of acetylcholine desensitization on the membrane potential of frog muscle fibres and on the ionic changes in medium. J. Physiol., 1970, 210, 507-518.

109. Magazanik L.G., Vyskocil P. The effect of tempetature ondesensitization kinetic at the postsynaptic membrane of the frog muscle fibre. J. Physiol., 1975, 249, 285-300.

110. Magazanik L.G., Vyskocil P. Desensitization at the neuromuscular junction. In. Motor innervation of muscle, ed. Thesleff S., Lond., Academic Press, 1976, 151-176.

111. Magazanik L.G., Vyskocil P. Spontaneous junctional currentsin Drosophila muscle fibres: Effect of temperature, membrane potential and ethanol. Experientia, 1979» 35» 213-214.

112. Magleby K.L., Stevens C.P. The effect of voltage on the time course of end-plate currents. J. Physiol., 1972a, 223» 151-171.

113. Magleby K.L., Stevens C.P. A quantitative description ofend-plate currents. J. Physiol., 1972b, 223» 173-197.

114. Marder E. Cholinergic motor neurons in the stomatogastricsystem of the lobster. J. Physiol., 1976, 257, 63-86.

115. Mathers D.A. The influence of concanavalin A on glutamate-induced current fluctuations in locust muscle fibres. J. Physiol., 1981, 312, 1-8.

116. Mathers D.A., Usherwood P.N.R. Concanavalin A blocks desensitization of glutamate receptors in insect muscle fibres. Nature, 1976, 259, 409-411.

117. Mathers D.A., Usherwood P.N.R. Effect of concanavalin A onjunctional and extrajunctional L-glutamate receptors on locust skeletal muscle fibres. Сотр. Biochem. Physiol. , 1978, 59C, 151-155.

118. McBurney R.N. New approaches to the study of rapid eventsunderlying neurotransmitter action,"Trends Neurosci"., 1983, 8, 297-301.

119. Michaelis E.K. Partial purification and characterizationof a glutamate-binding membrane glycoprotein from rat brain. Biochem. Biophys. Res. Commun., 1975, 65, 10041012.

120. Nakas M., Higashino S., Loewenstein W.R. Uncoupling of anepithelial cell membrane junction by calcium removal. Science, 1966, 151, 89-91.

121. Neher E., Sakmann B. Single-channel currents recorded frommembrane of denervated frog muscle fibrea. Nature, 1976, 260, 799-802.

122. Neher E., Steinbach J.H. Local anaesthetics tramsiently blockcurrents though single acetylcholine receptor channels. J. Physiol., 1978, 277, 153-176.

123. Neville A.C. Motor unit distribution of the dorsal longitudal flight muscle in locust. J. Exp. Biol., 1963, 40, 123-136.

124. Nicolson G.L. Transmembrane control of the receptors on normal and tumor cells. X. Cytoplasmic influence over cell suface components. Biochem. Biophys. Acta, 1976, 457, 57-108.

125. Oliveira-Castro G., Loewenstein W.R. Junctional membranepermeability. Effect of divalent cations. J. Membr. Biol., 1971, 5, 51-77.

126. Onodera A., Takeuchi A. Ionic mechanism of the excitatorysynaptic membrane of thejcrayfish neuromuscular junction. J. Physiol., 1975, 252, 295-318.

127. Onodera A., Takeuchi A. Effect of membrane potential andtemperature on the excitatory post-synaptic current in the crayfish muscle. J. Physiol., 1978, 276, 183-192.

128. Osborne M.P. The fine structure of neuromuscular junctionin the segmental muscles of the blowfly larvae. J. Ins. Physiol., 1967, 13, 827-833.

129. Patlak J.B., Gration K.A.F., Usherwood P.N.R. Single glutamate activated channels in locust muscle. Nature, 1979, 278, 643-645.

130. Peper K#, Bradley R.J., Dreyer P. The acetylcholine receptor at the neuromuscular junction. Physiol. Rev., 1983, 1271-1340.

131. Phillips C.E. An arthropod muscle innervated by nine excitatory motor neurones. J. Exp. Biol., 1980, 88, 249-258.

132. Pringle J.W.S. The motor mechanism of the insect leg. J.

133. Exp. Biol., 1939, 16, 220-231.

134. Puil E. S-Glutamate : its interactions with spinal neurons.

135. Braine Res. Rev., 1981, 3, 229-322.

136. Pullman В., Berthod H. Molecular orbital studies on the conformation of GABA (У-aminobutyric acid). Theoret. Chim. Acta (Berl.), 1975, 36, 317-328.

137. Rees D., Usherwood P.N.R. Pine structure of normal and degenerating motor axons and nerve-muscle synapses in the locust Schistocerca gregaria. Сотр. Biochem. Physiol., 1972, 4ЗА, 85-101.

138. Robinson N.L. Glutamate as the transmitter at fast and slowneuromuscular junction of larval Diptera. J. Сотр. Physiol. , 1981, 144, 139-143.

139. Rose В., Loewenstein W.R, Permeability of a cell junctionand its dependence on cytoplasmic Pree ionized calcium concentration. J. Membr. Biol., 1976, 28, 87-119.

140. Rosenberry T.L. Quantitative simulation of endplate currentsat neuromuscular junctions based on the reaction of acetylcholine with acetylcholine receptor and acetylcholi-nesterase.Biophys. J., 1979, 26, 263-289.

141. Rovainen C.M. Synaptic interactions of reticulospinal neurons and nerve cells in the spinal cord of the sea lamprey. J. Сотр. Neurol., 1974, 154, 278-285.

142. Ruff R.L. A quantitative analysis of local anaesthetic alteration of miniature end-plate currents and end-plate current fluctuations. J. Physiol., 1977, 264, 89-124.

143. Salpeter M.M. , Paeder J.R. The role of sheath cells in glutamate uptake by insect nerae-muscle preparation. Prog. Brain. Res., 1971, 34, 103-114.

144. Sakmann В., Patlak J., Neher E. Sindle acetylcholine activated channel show burst kinetics in presence of desensitizins concentrations of agonist. Nature, 1980, 286, 71-73;

145. Shinozaki H., Ishida H. Trimethaphan as a glutamate inhibitor at a crayfish neuromuscular junction. Brain. Res., 1983, 268, 295-305.

146. Sigworth P.J., Neher E. Single Na+ channel currents obser- ~ved in cultured rat muscle calls. Nature, 1980, 287, 447-449.v

147. Smith D.S. Innervation of the fibtillar flight muscle ofan insect, Tenebrio molitor (Coleoptera). J. Biophys. Biochem. Cytol., 1960, 8, 447-466.

148. Smith D.S., Becht G., Beenakkers A.M. Structure fatiqueand enzyme activities in "fast" insect muscles. J. Ins. Physiol., 1967, 13, 1857-1868.

149. Stettmeier H., Finger W., Dudel J. Glutamate activated postsynaptic channels in crayfish muscle investigated by noise analysis. Pflugers Arch., 1983a, 397, 13-19.

150. Stettmeier H., Finger W., Dudel J. Effects of Concanavalin

151. A on glutamate operated postsynaptic channels in crayfish muscle. Pflugers Arch., 1983b, 397, 20-24.

152. Stefani E., Steinbach A.B. Resting potential and electricalproperties of frog slow muscle fibres. Effect of different external solutions. J. Physiol., 1969, 203, 383401.

153. Sundeland A.J., Leake L.D., Walker K.J. Evidence for an amine receptors on the Retzius cells of the leech Hirudo medicinalis and Haemopis Sanguisuga. Сотр. Biochem. Physiol., 1980, 67C, 159-166.

154. Rang H.P., Ritter J.M. On the mechanism of desensitizationat cholinergic synapses. Molec. Pharmacol., 1970, 6, 357-382.

155. Takeuchi A., Onodera K., Kawagoe R. L-Glutamic acid as anexcitatory transmitter at the crayfish neuromuscular junction. Сотр. Biochem. Physiol., 1982, 72C, 237-239.

156. Takeuchi A., Takeuchi N. Active phase of frog's end-platepotential. J. Heurophysiol., 1959, 22, 395-411.

157. Treherne J.E., Moreton R.B. The environment and functionof invertebrate nerve cells. Intern. Rev. Cytol., 1970, 28, 45-88.

158. Usherwood P.N.R. Electrochemistry of insect muscle. Adv.1.s. Physiol., 1969, 6, 205-278.

159. Usherwood P.N.R. Peripheral glutamatergic synapses in insects. In. Ontogenesis and functional mechanisms of peripheral synapses, ed. Taxi J., Amsterdam, N.Y., Oxford, Elsevier/North Holland, Biomedical Press, 1980b, 367384.

160. Usherwood P.N.R., Machili P. Pharmacological properties ofexcitatory neuromuscular synapses in the locust. J. Exp. Biol., 1968, 49, 341-361.

161. Usherwood P.H.R., Grundfest H. Peripheral inhibition inskeletal muscle of insect. J. Heurophysiol., 1965, 281, 497-518.

162. Vyskocil P., Magazanik L.G. The desensitization of postjunctional muscle membrane after intrecellular application of membrane stabilizers and snake venom polypeptides. Brain Res., 1972, 48, 417-419.

163. Vyskocil P., Magazanik L.G. Dual end-plate potentials at thesingle neuromuscular junction of the adult frog. Pflugers Arch., 1977, 368, 271-273.

164. Walther C., Usherwood P.N.R. Characterization of glutamatereceptor at the locust excitatory neuromuscular junction. Verb. Dtsch. Zod. Ges., 1972, 65, 309-312.

165. Watkins C.J., Evans P.D. Excitatory amino acid transmitters.

166. Ann. Rev. Pharmacol.,Toxicol., 1981, 21, 165-204.

167. Wathey J.C., Nass M.M., Lester H.A. Numerical reconstructionof the quantal event at nicotinic synapses. Biophys. J., 1979, 27, 145-164.

168. Yamamoto D., Washio H. Curare has a voltage dependent blocking action on the glutamate synapse, nature, 1979, 281, 372-373.