Фенотипическое разнообразие и функциональный потенциал метано- и метилотрофных бактерий семейства Beijerinckiaceae тема диссертации и автореферата по ВАК РФ 03.00.07, кандидат биологических наук Воробьев, Алексей Викторович

• Воробьев, Алексей Викторович
• кандидат биологических наук
• 2009

Оглавление диссертации кандидат биологических наук Воробьев, Алексей Викторович

Часть 1. ВВЕДЕНИЕ.

Актуальность проблемы.

Цель и задачи работы.

Научная новизна и значимость работы.

Практическая ценность.

Апробация работы.

Публикации.

Объем и структура.

Место проведения работы и благодарности.

Часть 2. ОБЗОР ЛИТЕРАТУРЫ.

ГЛАВА 1. Метан и метанол: круговорот в биосфере и экологическое значение.

ГЛАВА 2. Аэробные метилотрофные бактерии.

2.1. Общая характеристика.

2.2. Энергетический метаболизм метано- и метилотрофов.

2.3. Конструктивный метаболизм метано- и метилотрофов.

2.4. Биохимическая основа облигатной метанотрофни.

2.5. Методы оценки разнообразия и распространении метилотрофных бактерии.

ГЛАВА 3. Общая характеристика семейства Beijerinckiaceae.

3.1. Род Beijerinckia: история, таксономия и физиология.

3.2. Открытие способности к метилотрофии в семействе Beijerinckiaceae.

3.3. Роль метано- н метилотрофных представителей семейства Beijerinckiaceae как компонентов микробного сообщества природных экосистем и как объектов для анализа эволюционной основы облигатной метанотрофии.

3.3.1. Роль представителей Beijerinckiaceae как агентов окисления метана.

3.3.1:1. Кислые торфяные болота.

3.3.1.2. Кислые почвы.

3.3.2. Роль представителей Beijerinckiaceae как агентов фиксации азота.

3.3.3. Изучение эволюционной основы облигатной метанотрофии путем сравнительного анализ геномов представителей Beijerinckiaceae.

Часть 3. ЭКСПЕРИМЕНТАЛЬНАЯ ЧАСТЬ.

ГЛАВА 4. ОБЪЕКТЫ И МЕТОДЫ ИССЛЕДОВАНИЯ.

4.1. Получение накопительных культур и изолятов метано- и метилотрофных бактерий.

4.1.1. Образцы торфа.

4.1.2. Методика получения накопительных культур.

4.1.3. Методика получения изолятов метано- и метилотрофов.

4.2. Составление таксономической характеристики изолятов.

4.2.1. Методы исследования морфологических и физиологических характеристик культур.

4.2.2. Аналитические методы.

4.2.3. Электронная микроскопия.

4.2.4. Энзимологические исследования.

4.2.5. Определение состава хипонов.

4.2.6. Анализы состава жирных кислот и лшшдов.

4.2.7. Экстракция ДНК из микробных клеток.

4.2.8. Определения пуклеотидного состава ДНК и ДНК-ДНК гомологии.

4.2.9. ПЦР-амплнфикация.

4.2.10. Редактирование полученных нуклеотндных последовательностей.

4.2.11. Фотодокументирование материалов и обработка данных.

4.3. Оценка численности метанотрофных бактерии в болотах с использованием метода FISH.

4.3.1. Процедура фиксации образцов торфа.

4.3.2. Процедура гибридизации фиксированных образцов с зондами

4.3.31 Использование ранее разработанных олигонуклеотидных зондов.

4.3.4. Разработка новых олигонуклеотидных зондов и проверка их специфичности.

4.3.5. Микроскопический анализ.

4.3.6. Детекция и учет клеток метанотрофов в нативных образцах.

РЕЗУЛЬТАТЫ И ОБСУЖДЕНИЕ.

Глава 5. Новые изолнты облигатно ацидофильных метилотрофных бактерий семейства Beijerinckiaceae.

5.1. Изоляты, выделенные из кислой лесной почвы.

5.1.1. Морфология.

5.1.2. Физиологические характеристики.

5.1.3. Пути ассимиляции углерода.

5.1.4. Анализ филогенетических и функциональных генов.

5.2. Штаммы, выделенные из сфагновых болот.

5.2.1. Морфология.

5.2.2. Физиологические характеристики.

5.2.3. Анализ филогенетических и функциональных генов.

Глава 6. Новые факультативно метаногрофные бактерии семейства Beijerinckiaceae.

6.1. Метанотрофы с растворимой формой ММО.

6.1.1. Морфология.

6.1.2. Физиологические характеристики.

6.1.3. Анализ филогенетических и функциональных генов.

6.2. Новые метанотрофы с мембранной формой ММО.

6.2.1. Морфология.

6.2.2. Физиологические характеристики.

6.2.3. Анализ филогенетических и функциональных генов.

Глава 7. Оценка роли факультативных метанотрофов в общей структуре метанокисляющсго фильтра болотных экосистем.

7.1. Численность факультативных метанотрофов родов

Methylocella и Methyloferula в сфагновом торфе.

7.2. Вклад факультативных метанотрофов в общую метанокисляющую активность сфагнового торфа.

Введение диссертации (часть автореферата) на тему «Фенотипическое разнообразие и функциональный потенциал метано- и метилотрофных бактерий семейства Beijerinckiaceae»

Актуальность проблемы.

Аэробные метано- и метилотрофные бактерии - это уникальные группы прокариотных микроорганизмов, способных использовать метан и его одноуглеродные производные в качестве единственного источника углерода и энергии (Sohngen, 1906; Anthony, 1982; Whittenbury, Krieg, 1984; Hanson, Hanson, 1996; Bowman, 2000; Гальченко, 2001; Lidstrom, 2006). Ключевым ферментом метанотрофов является метаимонооксигеназа (ММО), катализирующая окисление СН4 до СН3ОН и существующая в двух формах, мембранной (мММО) и растворимой (рММО). Окисление метанола до формальдегида осуществляется другим ключевым ферментом, метанолдегидрогеназой (МДГ), которым обладают как метанотрофы, так и метилотрофные бактерии. Эти микроорганизмы слагают естественный бактериальный фильтр, регулирующий поступление метана в атмосферу, а также определяют баланс Ci-соединений в природных экосистемах (Заварзин, 1979, 1984; Conrad, 1996).

Метилотрофия широко распространена среди представителей различных филогенетических групп домена Bacteria, тогда как способность к росту на метане на настоящий момент выявлена лишь у организмов двух групп, Proteobacteria и Verrucomicrobia (Hanson, Hanson, 1996; Op den Camp et al., 2009). Метанотрофные Verrucomicrobia открыты недавно, и сведения об их биологии пока ограничены. Гораздо лучше изучены метанотрофные представители Proteobacteria, формирующие филогенетически тесные кластеры в пределах Alpha- и Gammaproteobacteria и не обнаруживающие близкого родства с гетеротрофными бактериями. Единственным исключением является семейство Beijerinckiaceae класса Alphaproteobacteria, которое объединяет умеренно ацидофильные, аэробные бактерии с различными типами метаболизма - гетеротрофов, метано- и метилотрофов. С момента формирования (Alston, 1936; Starkey et al., 1939) и до недавнего времени все представители этого семейства считались гетеротрофными азотфиксаторами, использующими широкий спектр органических соединений. Эти представления изменились после описания умеренно ацидофильных метанотрофных бактерий родов Methylocella и Methylocapsa, которые оказались ближайшими филогенетическими родственниками гетеротрофов рода Beijerinckia (Dedysh et al., 2000, 2002). Единственный описанный представитель рода Methylocapsa, Methylocapsa acidiphila, является облигатным метанотрофом, обладающим мММО. Род Methylocella ныне насчитывает три вида, М. pahistris, М. silvestris и М. tundrae (Dedysh et al., 2000, 2004, Dunfield et al., 2003), представители которых, в отличие от остальных ныне известных метанотрофов, обладают одной только рММО. Еще одной уникальной для метанотрофов особенностью бактерий рода Methylocella является их способность к росту не только на Сi-соединениях, но и на ацетате, пирувате, сукцинате, малате и этаноле (Dedysh et al. 2005а; Theisen et al., 2005). Представления о метаболическом потенциале бактерий рода Beijerinckia также были пересмотрены после выявления у В. mobilis способности к автотрофной метплотрофии (Dedysh et al., 20056). Итак, в настоящий момент семейство Beijerinckiaceae включает в себя истинных гетеротрофов, облигатных метанотрофов, а также организмы с различными типами "промежуточного" метаболизма — факультативных метано- и метилотрофов.

Применение молекулярных подходов для изучения экологии микроорганизмов выявило чрезвычайно широкое распространение представителей Beijerinckiaceae. Это объясняется тем, что большинство наземных экосистем Северного полушария характеризуются кислой реакцией среды, к которой хорошо адаптированы организмы этого семейства. Нуклеотидные последовательности генов 16S рРНК представителей Beijerinckiaceae были обнаружены в лесных почвах и почвах агроценозов, в болотах различных типов, а также в покрывающих почвах свалок (Radajewski et al., 2000, 2002; Morris et al. 2002; Knief et al., 2003; Raghoebarsing et al., 2005; Lau et al., 2007; Cebron et al., 2007; Chen et al., 2007, 2008). Анализ этих последовательностей, однако, не позволяет сделать однозначных заключений о метаболическом типе тех организмов, которым они принадлежат, из-за гетерогенности этой группы бактерий. Количество культивируемых метилотрофных представителей этого семейства также очень мало, что объясняется, в частности, сложностью работы по их выделению.

Таким образом, микробные агенты окисления С i-соединений в кислых наземных экосистемах остаются изучены недостаточно. Устранению этого пробела было посвящено настоящее исследование, направленное на расширение спектра культивируемых метано- и метилотрофных представителей семейства Beijerinckiaceae и изучению их метаболического потенциала и особенностей биологии.

Цель и задачи исследования.

Цель работы - изучение фенотипического и филогенетического разнообразия метано- и метилотрофных бактерий семейства Beijerinckiaceae и выявление различий в метаболическом потенциале и экологических стратегиях бактерий этой группы. Для достижения этой цели нами были поставлены следующие задачи:

1. Получение новых изолятов метано- и метилотрофных бактерий семейства Beijerinckiaceae, изучение их физиологии, спектра используемых субстратов, а также составление полной таксономической характеристики этих бактерий.

2. Определение функционального потенциала и ростовых характеристик облигатно- и факультативно- метанотрофных представителей семейства Beijerinckiaceae для выявления различий экологических стратегий, используемых этими организмами.

3. Оценка роли факультативных метанотрофов в общей структуре бактериального метанокисляющего фильтра болотных экосистем.

Научная новизна и значимость работы.

Значительно расширено разнообразие культивируемых представителей семейства Beijerinckiaceae с метано- и метнлотрофными типами метаболизма. Показано, что эти бактерии широко распространены в наземных экосистемах с кислой реакцией среды. Впервые выявлен существенный вклад факультативных метанотрофов в общую метанокнсляющую активность торфа сфагновых болот.

Описан и узаконен новый род и вид облигатно ацидофильных метилотрофных бактерий семейства Beijerinckiaceae - Methylovirgula ligni gen. nov., sp. nov. Два новых таксона факультативно метанотрофных бактерий семейства Beijerinckiaceae 'Methyloferula sphagni' gen. nov., sp. nov., и 'Methylocapsa aurea' sp. nov. находятся в процессе узаконивания. Типовые штаммы этих бактерий депонированы в международных коллекциях микроорганизмов DSMZ, NCIMB, LMG и ВКМ.

Практическая значимость.

Показано широкое распространение факультативной метанотрофии в микробном мире, что вносит коррективы в ранее принятое представление о том, что доступность СН.) является единственным энергетическим фактором, регулирующим процессы его микробного окисления в природе.

Существенно дополнена база данных нуклеотидных последовательностей генов 16S рРНК, ртоА, ттоХ, mxaF и nifH метилотрофных бактерий, которая может быть использована для разработки молекулярных методов детекции этих микроорганизмов, основанных на использовании ПЦР или микрочипов.

Получены новые культуры ацидофильных метанотрофных микроорганизмов, обладающих растворимой формой ММО, имеющих хороший потенциал для применения в биотехнологии очистки кислых природных сред от загрязнения галогенированными алканами и ароматическими углеводородами.

Апробация pa6oibi.

Материалы диссертации доложены и обсуждены на международных и российских конференциях и симпозиумах:

1. Международной молодежной школе-конференции «Актуальные аспекты современной микробиологии: III Международная молодежная школа-конференция», Москва, ИНМИ РАН, 2007.

2. 12th international symposium on microbial ecology, Cairns, Australia. August 17-22, 2008.

3. XVI международной конференции студентов, аспирантов и молодых ученых «Ломоносов», Москва, МГУ, 2009.

4. 3th Congress of European microbiologists. Gothenburg, Sweden, June 28 - July 2, 2009.

Публикации.

Материалы диссертации содержатся в 7 печатных работах: 2 экспериментальных статьях и 5 тезисах.

Объем и структура диссертации.

Диссертация состоит из введения, глав, заключения и выводов, изложенных на 129 страницах, включая 9 таблиц, 37 рисунков и списка литературы из 177 наименований, из них 13 — на русском и 164 — на английском языке.

Заключение диссертации по теме «Микробиология», Воробьев, Алексей Викторович

выводы

1. Расширено таксономически охарактеризованное разнообразие метано- и метилотрофных представителей семейства Beijerinckiaceae, включающего филогенетически близкие организмы с различным типом метаболизма. В отличие от семейств Methylococcaceae и Methylocystaceae, установление способности микроорганизма из Beijerinckiaceae к использованию Сi-соединений невозможно на основании одних только данных анализа генов 16S рРНК.

2. Выделенные из кислой почвы штаммы облигатно ацидофильных метилотрофных бактерий описаны в качестве нового рода и вида Methylovirgula ligni gen. nov., sp. nov. Они являются первыми представителями выявленной ранее молекулярными методами некультивируемой группы метилотрофных бактерий, осуществляющих окисление метанола в кислых почвах.

3. Три штамма факультативно метанотрофных бактерий с растворимой формой ММО, изолированные из сфагновых болот и кислой почвы, предложено описать в качестве нового рода и вида 'Methyloferula sphagni' gen. nov., sp. nov. Эти организмы являются единственными ныне известными факультативными метанотрофами, способными к росту при значениях рН ниже 4.

4. Один штамм факультативно метанотрофных бактерий с мембранной формой ММО предложено описать в качестве нового вида рода Methylocapsa, 'Methylocapsa aurea' sp. nov. Впервые показана способность использования ацетата в качестве субстрата роста представителями рода Methylocapsa, ранее считавшимися облигатными метанотрофами.

5. Выявлена высокая численность и установлен значительный вклад факультативных метанотрофов с растворимой формой ММО в общую активность окисления метана в кислых сфагновых болотах.

ЗАКЛЮЧЕНИЕ

Настоящее исследование значительно расширило разнообразие известных представителей семейства Beijerinckiaceae и показало, что эти бактерии являются функционально-значимым компонентом микробного сообщества кислых наземных экосистем. Уникальность этого семейства состоит в том, что оно объединяет филогенетически близкородственные организмы (с уровнем сходства генов 16S рРНК 96% и выше), обладающие различными типами метаболизма - от типично гетеротрофного до облигатно метанотрофного (Таблица 9). Это обстоятельство делает невозможным установление способности микроорганизма из Beijerinckiaceae к использованию Ci-соединений на основании одних только данных анализа генов 16S рРНК и требует обязательной идентификации функциональных генов, кодирующих ММО или МДГ. Выделенные и охарактеризованные в настоящем исследовании микроорганизмы — два новых рода и три новых вида - представляют собой метано- и метилотрофные бактерии, ближайшими филогенетическими родственниками которых являются метанотрофы родов Methylocapsa и Methylocella и гетеротрофы рода Beijerinckia. Эти бактерии хорошо адаптированы к существованию при низких значениях рН, характерных для большинства наземных экосистем Северного полушария. Представители вновь описанного рода 'Methyloferula'' обладают одной только растворимой формой ММО, а предпочтительными субстратами этих организмов являются метанол и ряд органических кислот. Наличие последних в среде ингибирует окисление метана. Другая группа метанотрофов семейства Beijerinckiaceae, представленная родом Methylocapsa, характеризуется обладанием только мембранной формой ММО и предпочтением метана в качестве ростового субстрата. Тем не менее, в отсутствие метана эти метанотрофы способны к медленному росту на ацетате. Таким образом, разнообразие метаболических подтипов метанотрофных бактерий в природе оказалось шире такового, представленного ранее в культурах коллекций. Вклад облигатно- и факультативно метанотрофных бактерий в суммарную активность окисления метана в различных экосистемах еще предстоит оценить, но настоящее исследование показывает, что вклад факультативных метанотрофов может быть весьма существенен в местообитаниях с кислой реакцией среды.

Список литературы диссертационного исследования кандидат биологических наук Воробьев, Алексей Викторович, 2009 год

1. Андреев JI.B., Гальченко В.Ф. Жнрнокиелотный состав и идентификация метанотрофных бактерий//Доклады АН СССР. 1978. Т. 239. С. 1465-1468.

2. Булыгина Е.С., Кузнецов Б.Б., Марусина А.И., Турова Т.П., Кравченко И.К., Быкова С.А., Колганова Т.В., Гальченко В.Ф. Изучение нуклеотидных последовательностей nifH генов у представителей метанотрофных бактерий// Микробиология. 2002. Т. 71. № 4. С. 1-9.

3. Гальченко В.Ф. Метанотрофные бактерии. М.: ГЕОС, 2001. 500с.

4. Гальченко В.Ф., Андреев JI.B., Троценко Ю.А. Таксономия и идентификация облигатных метанотрофных бактерий. Пущино: ОНТИ НЦБИ АН СССР, 1986. 96с.

5. Дедыш С.Н. Исследование экологии метанотрофных бактерий с использованием молекулярных подходов// Труды института микробиологии им. С.Н. Виноградского / Ред. Гальченко В.Ф. М.: Наука. 2006. Т. 13. С. 192-224.

6. Ешинимаев Б.Ц. Новые умеренно галоалкалофильные и термофильные метанотрофы. Дис. канд. биол. наук. Пущино. 2006. 143 с.

7. Заварзин Г.А. (ред.) Роль микроорганизмов в круговороте газов в природе. М.: Наука. 1979. 285с.

8. Заварзин Г.А. Бактерии и состав атмосферы. М.: Наука. 1984. 192с.

9. Заварзин Г.А., Васильева JI.B. Цикл метана на территории России// Круговорот углерода на территории России. М.: Изд-во Моск. Правительства, 1999. С. 202-230.

10. Ю.Соколов А.П., Троценко Ю.А. Циклический путь окисления формальдегида у Pseudomonas oleovorans// Микробиология. 1977. Т. 46. №6. С. 1119-1121.

11. П.Соколов И.Г., Романовская В.А., Механизмы облигатной метилотрофии// Микробиол. журнал. 1992. Т. 54. №5. С. 87-104.

12. Хмеленина В.Н., Ешинимаев Б.Ц., Решетников А.С., Сузипа Н.Е. Троценко Ю.А. Аэробные метанотрофы экстремальных экосистем// Труды института микробиологии им. С.Н. Виноградского / Ред. Гальченко В.Ф. М.: Наука. 2006. Т. 13. С. 147-171.

13. Шишкина В.Н., Троценко Ю.А., Уровни ассимиляции углекислоты метанотрофными бактериями// Микробиология. 1986. Т. 55. №3. С. 377-382.

14. ACIA (Arctic Climate Impact Assessment) Impacts of a wanning climate: arctic climate impact assessment. Cambridge: Cambridge University. 2004. Press, http://amap.no/acia/.

15. Alston R.A. Studies on Azotobacter in Malayan soils// J. Agric. Sci. 1936. V. 26. P. 268-280.

16. Amann R., Ludwig W. Ribosomal RNA-targeted nucleic acid probes for studies in microbial ecology//FEMS Microbiol. Reviews. 2000. V. 24. P. 555-565.

17. Amann R.I., Ludwig W., Schleifer K.-H. Phylogenetic identification and in situ detection of individual microbial cells without cultivation// Microbiol. Rev. 1995. V. 59. P. 143-169.

18. Anthony C. Biochemistry of Methylotrophs. Academic Press, London. 1982.

19. Anthony C. The stmcrure of bacterial quinoprotein dehydrogenases// Int. J. Biochem. 1992. V. 24. P. 29-39.

20. Anthony C., Ghosh M. The structure and function of PQQ-containing quinoprotein dehydrogenases// Prog. Biophys. Mol. Biol. 1998. V. 69. P. 1-21.

21. Anthony C., Ghosh M., Blake C.C.F. The structure and function of methanol dehydrogenases and related quinoproteins containing pyrrolo-quinoline quinone// Biochem. J. 1994. V. 304. P. 5674.

22. Anthony C., Williams P. The structure and mechanism of methanol dehydrogenase// Biochim. Biophys. Acta. 2003. V. 1647. P. 8-23.

23. Auman A.J., Speake C.C., Lidstrom M.E. nifH sequence and nitrogen fixation in type I and type II methanotrophs// Appl. Environ. Microbiol. 2001. V. 67. P. 4009-4016.

24. Auman A J., Stolyar S., Costello A.M., Lidstrom M.E. Molecular characterization of methanotrophic isolates from freshwater lake sediment// Appl. Environ. Microbiol. 2000. V.66. P. 5259-5266.

25. Baani M., Liesack W. Two isozymes of particulate methane monooxygenase with different methane oxidation kinetics are found in Methylocystis sp. strain SC2// Proc. Natl. Acad. Sci. USA. 2008. V. 105. P. 10203-10208.

26. Balk M., Weijma J., Stams A.J.M. Thermotoga lettingae sp. nov., a novel thermophilic, methanol-degrading bacterium isolated from a thermophilic anaerobic reactor// Int. J. Syst. Evol. Micr. 2002. V. 52. P. 1361-1368.

27. Balk M., Weijma J., Friedrich M.W., Stams A.J.M. Methanol utilization by a novel thermophilic homoacetogenic bacterium, Moorella mulderi sp. nov., isolated from a bioreactor// Arch. Microbiol. 2003. V. 179. P. 315-320.

28. Basticn C., Machlin S., Zhang Y., Donaldson K., Hanson R.S. Organization of Genes Required for the Oxidation of Methanol to Formaldehyde in Three Type II Methylotrophs// Appl. Environ. Microbiol. 1989. V. 55. №12. P. 3124-3130.

29. Baxter N.J., Hirt R.P., Bodrossy L., Kovacs K.L., Embley T.M., Prosser J.I., Murrell J.C. The ribulose-l,5-bisphosphate carboxylase/oxygenase gene cluster of Methylococcus capsulatus (Bath)//Arch. Microbiol. 2002. V. 177. P. 279-289.

30. Becking J.H. Nitrogen-fixing bacteria of the genus Beijerinckia in South African Soils// Plant and Soil. 1959. V. 11. P. 193-206.

31. Becking J.H. Studies on nitrogen-fixing bacteria of the genus Beijerinckia. I. Geographical and ecological distribution in soils// Plant and Soil. 1961a. V. 14. P. 49-81.

32. Becking J.H. Studies on nitrogen-fixing bacteria of the genneus Beijerinckia!I Plant and Soil. 19616. V. 14. P. 297-322.

33. Becking J.H. Nitrogen fixing bacteria of the genus Beijerinckia!I Soil Science. 1974b. V. 118. P. 196-212.

34. Becking J.H. The genus Beijerinckia. In The Prokaryotes, 2006. V. 5. P. 151-162. Edited by M. Dworkin, S. Falkow, E. Rosenberg, K.-H. Schleifer & E. Stackebrandt.Ne w York: Springer.

35. Bodrossy L., Stralis-Pavese N., Murrell C.J., Radajewski S., Weiharter A., Sessitsch A. Development and validation of a diagnostic microbial microarray for methanotrophs// Environ. Microbiol. 2003. V. 5 № 7. P. 566-582.

36. Boetius A., Ravenschlag K., Schubert C. J., Rickert D., Widdel F., Gieseke A., Amann R., Jorgensen B.B. A marine microbial consortium apparently mediating anaerobic oxidation of methane// Nature. 2000. V. 407. P. 623-626.

37. Bowman J.P., Skerratt J.H., Nichols P.D., Sly L.I. Phospholipid fatty acid and lipopolysaccharide fatty acid signature lipids in methane-utilizing bacteria// FEMS Microbiol. Ecol. 1991. V.85. P. 15-22.

38. Bussmann I., Pester M., Brune A., Schink B. Preferential cultivation of type II methanotrophic bacteria from littoral sediments (Lake Constance)// FEMS Microbiol. Ecol. 2004. V. 47. P. 179189.

39. Chen Y., Dumont M.G., Cebron A., Murrell J.C. Identification of active methanotrophs in a landfill cover soil though detection of expression of 16S rRNA and functional genes// Environ. Microbiol. 2007. V. 9. P. 2855-2869.

40. Chistoserdova L., Jenkins C., Kalyuzhnaya M.G., Marx C.J., Lapidus A., Vorholt J.A., Staley J.T., Lidstrom M.E. The enigmatic planctomycetes may hold a key to the origins of methanogenesis and methylotrophy// Mol. Biol. Evol. 2004. V. 21. P. 1234-1241.

41. Conrad R., Claus P. Contribution of methanol to the production of methane and its C13-isotopic signature in anoxic rice field soil// Biogeochemistry. 2005. V. 73. P. 381-393.

42. Conrad R. The global methane cycle: recent advances in understanding the microbial processes involved// Environ. Microbiol. Rep. 2009. V. 1. №5. P. 285-292

43. Conrad R. Soil microorganisms as controllers of atmospheric trace gases (H2, CO, CH4, OCS, N2, and NO)// Microbiol. Rev. 1996. V. 60. P. 609-640.

44. Dalton H., Whittenbury R. The acetylene reduction technique as an assay for the nitrogenase activity in the methane oxidizing bacterium Methylococcus capsulatus strain Bath// Archives of Microbiology. 1976. V. 109. P. 147-151.

45. De Le J., Park I.W. Molecular biological taxonomy of some free-living nitrogen-fixing bacteria// Antonie van Leeuwenhoek, Journal of Microbiology and Serology. 1966. V. 32. P. 616.

46. De Smedt J. Bauwens M., Tytgat R., De Ley J. Intra- and intergeneric similarities of ribosomal ribonucleic acid cistrons of free-living, nitrogen-fixing bacteria// Int. J. of Syst. Bacteriol. 1980. V. 30. P. 106-122.

47. DeBont J.A., VanDijken M.J.P., Harder W. Dimethylsulphoxide and dimethyl sulphide as a carbon, sulphur and energy source for growth of Hyphomicrobium// J. Gen. Microbiol. 1981. V. 127 P. 315-323.

48. Dedysh S.N., Panikov N.S., Liesack W„ GroBkopf R., Zhou J., Tiedje J.M. Isolation of acidophilic methane-oxidizing bacteria from northern peat wetlands// Science 1998b. V. 282. P. 281-284.

49. Dedysh S.N., Panikov N.S., Tiedje J.M. Acidophilic methanotrophic communities from Sphagnum peat bogs// Appl. Environ. Microbiol. 1998a. V.64. № 3. P.922-929.

50. Dedysh S.N., Ricke P., Liesack W. NifH and NifD phylogenies: an evolutionary basis for understanding nitrogen fixation capabilities of methanotrophic bacteria// Microbiology 2004b. V. 150. P. 1301-1313.

51. Dedysh S.N., Smirnova K.V., Khmelenina V.N., Suzina N.E., Liesack W., Trotsenko Y.A. Methylotrophic autotroph)' in Beijerinckia mobilisll J. Bacteriol. 2005. V.187. P. 3884-3888.

52. Dedysh S.N., Knief C., Dunfield P.F. Methylocella species are facultatively methanotrophic// J. Bacteriol. 2005. V. 187. P. 4665^1670.

53. Dedysh S.N., Pankratov T.A., Belova S.E., Kulichevskaya I.S., Liesack W. Phylogenetic analysis and in situ identification of Bacteria community composition in an acidic Sphagnum peat bog// Appl. Environ. Microbiol. 2006. V. 72. P. 2110-2117.

54. Derx H.G. Beijerinckia, a new genus of nitrogenfixing bacteria occurring in tropical soils// Proceedings Koninklijke Nederlandse Akademie van Wetenschappen. 1950a. Ser. С. V. 53. P. 140-147.

55. Derx H.G. Further researches on Beijerinckia!I Annales Bogorienses. 1950b. V. 1. P. 1-12.

56. Dobereiner J. Nitrogen-fixing bacteria of the genus Beijerinckia Derx in the rhizosphere of sugar cane// Plant and Soil. 1961. V. 15. P. 211-216.

57. Dobereiner J., Ruschel A.P. Uma nova espe'cie de Beijerinckia!7 Rev Biol. 1958. V. 1. P. 261272.

58. Donnelly M.I. Dagley S. Production of methanol from aromatic acids by Pseudomonas putida!! J. Bacteriol. 1980. N. 142. P. 916-924.

59. Dunfield P.F. The soil methane sink. In Greenhouse Gas Sinks. Reay D., Hewitt C.N., Smith K„ Grace J. (eds.)// Wallingford, UK: CABI Publishing. 2006. P. 152-170.

60. Dunfield P.F., Khmelenina V.N., Suzina N.E., Trotsenko Y.A. Dedysh S.N. Methylocella silvestris sp. nov., a novel methanotroph isolated from an acidic forest cambisol// Int. J. Syst. Evol. Microbiol. 2003. V. 53. P. 1231-1239.

61. Fall R., Benson A. A. Leaf methanol the simplest natural product from plants// Trends Plant Sci. 1996. V. 1. P. 296-301.

62. Ferry J.G. Enzymology of one-carbon metabolism in methanogenic pathways// FEMS Microbiol. Rev. 1999. V. 23. P. 13-38.

63. Folman L.B., Klein Gunnewiek P.J.A., Boddy L., de Boer W. Impact of white-rot fungi on numbers and community composition of bacteria colonizing beech wood from forest soil// FEMS Microbiol. Ecol. 2008. V. 63. P. 181-191.

64. Frenzel P. Plant-associated methane oxidation in rice fields and wetlands// Advances in Microbial Ecology/ Ed. Schink B. Kluwer Academic Plenum Publ., N.-Y. 2000. P. 85-114.

65. Galbally I.E., Kirstine W. The production of methanol by flowering plants and the global cycle of methanol// J. Atmos. Chem. 2002.V. 43. P. 195-229.

66. Ghosh M., Anthony C., Harlos K., Goodwin M.G., Blake C. The refined structure of the quinoprotein methanol dehydrogenase from Methylobacterium extorquens at 1.94 A// Structure. 1995. V. 3.P. 177-187.

67. Gilbert В., McDonald I.R., Finch R., Stafford G.P., Nielsen A.K., Murrell J.C. Molecular analysis of the pmo (particulate methane monooxygenase) operons from two type II methanotrophs// Appl. Environ. Microbiol. 2000. V. 66. P. 966-975.

68. Gorham E. Northern peatlands: role in the carbon cycle and probable response to climatic warming// Ecol. Appl. 1991. V. 1. P. 182-195.

69. Green J., Dalton H. Steady-state kinetic analysis of soluble methane mono-oxygenase from Methylococcus capsulatus (Bath)// Biochem. J. 1986. V. 236. P. 155-162.

70. Guckert J.B., Ringelberg D.B., White D.C., Hanson R.S., Bratina B.J. Membrane fatty acids as phenotypic markers in the polyphasic taxonomy of methylotrophs within the Proteobacteria// J. Gen. Microbiol. 1991. V. 137. P. 2631-2641.

71. Hanson R.S., Hanson Т.Е. Methanotrophic bacteria// Microbiol. Rev. 1996. V.60. N. 2. P. 439471.

72. Henckel Т., Jackel U., Schnell S., Conrad R. Molecular analyses of novel methanotrophic communities in forest soil oxidizing atmospheric methane// Appl. Environ. Microbiol. 2000. V.66. P.1801-1808.

73. Heyer J., Berger U., Hardt M., Dunfield P.F. Methylohalobius crimeensis gen. nov., sp. nov., a moderately halophilic, methanotrophic bacterium isolated from hypersaline lakes of Crimea// Int. J. Syst. Evol. Microbiol. 2005. V. 55. P. 1817-26.

74. Hoehler T.M., Alperin M.J., Albert D.B., Martens C.S. Field and laboratory studies of methane oxidation in an anoxic marine sediment: evidence for a methanogen-sulfate reducer consortium// Global Biogeochem. Cycles. 1994. V. 8. P. 451-463.

75. Holmes A.J, Costcllo A. Lidstrom M.E., Murrell J.C. Evidence that particulate methane monooxygenase and ammonia monooxygenase may be evolutionarily related// FEMS Microbiol. Lett. 1995a. V.132. P. 203-208.

76. Holmes A.J., Roslev P., McDonald I.R. Iversen N., Henriksen K. Murrell J.C. Characterization of methanotrophic bactcrial populations in soils showing atmospheric methane uptake// Appl. Environ. Microbiol. 1999. V. 65. P. 3312-3318.

77. Horz H.P., Raghubanshi A.S., Heyer J., Kammann C., Conrad R., Dunfield P.F. Activity and community structure of methane-oxidising bacteria in a wet meadow soil// FEMS Microbiol. Ecol. 2002. V. 41. P. 247-257.

78. Kato Y., Asahara M., Arai D., Goto K., Yokota A. Reclassification of Methylobacterium chloromethanicum and Methylobacterium dichloromethanicum as later subjective synonyms of

79. Methylobacterium extorquens and of Methylobacterium lusitanum as a later subjective synonym of Methylobacterium rhodesianum// J. Gen. Appl. Microbiol. 2005. V. 51. P. 287-299.

80. Kelly D.P., Murrell J.C. Microbial metabolism of methanesulfonic acid// Arch. Microbiol. 1999. V. 172 P. 341-348.

81. Kitmitto A., Myronova N., Basu P., Dalton H. Characterization and structural analysis of an active particulate methane monooxygenase trimer from Methylococcus capsulatus (Bath)// Biochem. 2005. V. 44. P. 10954-10965.

82. Klotz M.G., Norton J.M. Multiple copies of ammonia monooxygenase (шоато) operons have evolved under biased AT/GC mutational pressure in ammonia-oxidizing autotrophic bacteria// FEMS Microbiol. Lett. 1998. V. 168. P. 303-311.

83. Knief C., Lipski A., Dunfield P.F. Diversity and activity of methanotrophic bacteria in different upland soils// Appl. Environ. Microbiol. 2003. V. 69. № 11. P. 6703-6714.

84. Kolb S., Knief C., Dunfield P.F., Conrad R. Abundance and activity of uncultured methanotropnic bacteria involved in the consumption of atmospheric methane in two forest soils// Environ. Microbiol. 2005. V. 7. P. 1150-1161.

85. Kolb S. Aerobic Methanol-Oxidizing Bacteria in Soil// FEMS Microbiol. Lett. 2009. V. 300 P. 1-10.

86. Lau E., Ahm ad A., Steudler P.A., Cavanaugh C.M. Molecular characterisation of methanotrophic communities in forest soils that consume atmospheric methane// FEMS Microbiol. Ecol. 2007. V. 60. P. 490-500.

87. Lees V., Owens N.J.P., Murrell J.C. Nitrogen metabolism in marine methanotrophs// Arch. Microbiol. 1991. V. 157. P. 60-65.

88. Leisinger Т., Braus-Stromeyer S.A. Bacterial growth with chlorinated methanes// Environ. Health Perspect. 1995. Y. 103. P. 33-36.

89. Lelieveld J., Crutzen P.J., Dentener F.J. Changing concentrations, lifetime and climate forcing of atmospheric methane// Tellus 50B. 1998. P. 128-150.

90. Lidsrom M.E. Aerobic methylotrophic prokaryotes. In The Prokaryotes. 2006. V. 2. P. 618634. Edited by M. Dworkin, S. Falkow, E. Rosenberg, K.-H. Schleifer & E. Stackebrandt. New York: Springer.

91. Lidstrom M.E., Stirling D.I. Methylotrophs: genetics and commercial applications// Annu. Rev. Microbiol. 1990. Y. 44. P. 27-58.

92. Liebcrman R.L., Rosenzweig A.C. Biological methane oxidation: regulation, biochemistry, and active site structure of particulate methane monooxygenasc// Crit. Rev. Biochem. Mol. Biol. 2004. V. 39. P. 147-164.

93. McDonald I.R., Murrell J.C. The methanol dehydrogenase structural gene mxaF and its use as a functional gene probe for methanotrophs and methylotrophs// Appl. Environ. Microbiol. 1997. V. 63. P. 3218-3224.

94. McDonald I.R., Bodrossy L., Chen Y., Murrell J.C. Molecular Ecology Techniques for the Study of Aerobic Methanotrophs// Appl. Environ. Microbiol. 2008. V. 74. P. 1305-1315.

95. McDonald I.R., Hall G.H., Pickup R.W., Murrell J.C. Methane oxidation potentials and preliminary analysis of methanotrophs in a blanket bog peat using molecular ecology techniques// FEMS Microbiol. Ecol. 1996. V. 21. P. 197-211.

96. Morita R.Y. Bacteria in oligotrophic environments. Starvation-survival lifestyle. Chapman & Hall, New York, N.Y. 1997.

97. Morris S.A., Radajewski S., Willison T.W., Murrell J.C. Identification of the functionally active methanotroph population in a peat soil microcosm by stable-isotope probing// Appl. Environ. Microbiol. 2002. V. 68. P. 1446-1453.

98. Murrell J.C., Dalton H. Nitrogen fixation in obligate methanotrophs// J. Gen. Microbiol. 1983. V. 129. P. 3481-3486.

99. Murrell J.C., Gilbert В., McDonald I.R. Molecular biology and regulation of methane monooxygenase// Arch. Microbiol. 2000. V. 173. P. 325-332.

100. Murrell J.C., Radajewski S. Cultivation-independent techniques for studying methanotroph ecology// Res. Microbiol. 2000. V.151. P. 807-814.

101. Nguyen H.H.T., Elliott S.J., Yip J.H.K., Chan S.I. The particulate methane monooxygenase from Methylococcus capsulatus (Bath) is a novel copper-containing three-submit enzyme — isolation and characterization//J. Biol. Chem. 1998. V. 273. P. 7957-7966.

102. Oakley C.J., Murrell J.C. niftl genes in the obligate methane oxidizing bacteriaII FEMS Microbiol. Lett. 1988. V. 49. №1. P. 53-57.

103. Patel R.N, Felix A. Microbial oxidation of methane and methanol: crystallization and properties of methanol dehydrogenase from Methylosinus sporiumll J. Bacteriol. 1976. V. 128 (1) P. 413—424.

104. Patt Т.Е., Cole G.C., Bland J., Hanson R.S. Isolation and characterization of bacteria that grow on methane and organic compounds as sole sources of carbon and energy// J. Bacteriol. 1974. V. 120(2). P. 955-964.

105. Prior S.D., Dalton H. Acetylene as a suicide substrate and active site probe for methane monooxygenase from Methylococcus capsulatus (Bath)// FEMS Microbiol. Lett. 1985. V. 29. P. 105-109.

106. Quayle J.R., Ferenci T. Evolutionary aspects of autotrophy// Microbiol Rev. 1978. V. 42 (2). P.251-273.

107. Quayle J.R. Aspects of the regulation of methylotrophic metabolism// FEBS Lett. 1980. V. 117. suppl: K16-K27.

108. Radajewski S., Ineson P., Parekh N.R., Murrell J.C. Stable-isotope probing as a tool in microbial ecology//Nature. 2000. V. 403. P. 646-649.

109. Radajewski S., Webster G., Reay D.S., Morris S.A., Ineson P., Nedwell D.B., Prosser J.I., Murrell J.C. Identification of active methylotroph populations in an acidic forest soil by stable-isotope probing// Microbiology. 2002. V. 148. P. 2331-2342.

110. Reeburgh W.S. Global methane biogeochemistry// In Keeling, R. F., editor. The Atmosphere, Volume 4 of H. D. Holland and К. K. Turekian (eds.) 2003. P 65-89. Treatise on Geochemistry. Elsevier: Pergamon. Oxford, UK.

111. Reeburgh W.S. Oceanic methane biogeochemistry Review.// Chem. Rev. 2007. V. 107. P. 486-513.

112. Reynolds E.S. The use of lead citrate at high pH as an electron-opaque stain in electron microscopy// J. Cell. Biol. 1963. V.17. P. 208-212.

113. Rosch C., Mergel A., Bothe H. Biodiversity of denitrifying and dinitrogen-fixing bacteria in an acid forest soil//Appl. Environ. Microbiol. 2002. V. 68. P. 3818-3829.

114. Sawers G. The hydrogenases and formate dehydrogenases of Escherichia colill Antonie Van Leeuwenhoek. 1994. V. 66. P. 57-88.

115. Schink В., Zeikus J.G. Microbial methanol formation a major end product of pectin metabolism// Curr. Microbiol. 1980. V. 4. P. 387-389.

116. Schink В., Ward J.C., Zeikus J.G. Microbiology of wetwood — importance of pectin degradation and Clostridium species in living trees// Appl. Environ. Microb. 1981. V. 42. P. 526-532.

117. Segers R. Methane production and methane consumption: a review of processes underlying wetland methane fluxes// Biogeochemistry. 1998. V. 41. P. 23-51.

118. Shishkina V.N., Trotsenko Y.A. Multiple methabolic lesions in obligate methanotrophic bacteria// FEMS Microbiol. Lett. 1982. V.13. № 2. P. 237-242.

119. Shishkina V.N., Trotsenko Y.A. Pathways of ammonia assimilation in obligate methane-utilizers// FEMS Microbiol. Lett. 1979. V. 5. № 2. P. 187-191.

120. Smith A.J., Hoare D.S. Specialist phototrophs, lithotrophs, and methylotrophs: a unity among a diversity of prokaryotes// Bacteriol. Rev. 1977. V. 41. P. 419^448.

121. Sohngen N.L. Uber Bacterien, welche Methan als Kohlenstoffhahrung und Energiequelle gebrauchen// Z. Bakteriol. Parazitenk. Abt. II. 1906. V. 15. P. 513-517.

122. Stafford G.P., Scanlan J., McDonald I.R., Murrell J.C. rpoN, mmoR and mmoG, genes involved in regulating the expression of soluble methane monooxygenase in Methylosinus trichosporium OB3b// Microbiology. 2003. V. 149. P. 1771-1784.

123. Starkey R.L., De P.K. A new species of Azotobacterll Soil Science. 1939. V. 47. P. 329-343.

124. Stolyar S., Costello A.M., Peeples T.L., Lidstrom M.E. Role of multiple gene copies in particulate methane monooxygenase activity in the methane-oxidizing bacterium Methylococcus capsulatus Bath// Microbiology. 1999. V. 145. P. 1235-1244.

125. Taylor S., Dalton H., Dow C. Ribulose-l,5-bisphosphate carboxylase/oxygenase and carbon assimilation in Methylococcus capsulatus (Bath)// J. of Gen. Microbiol. 1981. V. 122. P. 89-94.

126. Tchan Y.T. Studies of nitrogen-fixing bacteria. 1957. P. 129-139. Transactions, 9th International Congress of Soil Science. V. 2. Adelaide. Australia.

127. Yimga M.T., Dunfield P.F., Ricke P., Heyer J., Liesack W. Wide distribution of a novel pmoA-like gene copy among type II methanotrophs and its expression in Methylocystis strain SC2//Appl. Environ. Microbiol. 2003. V. 69. P. 5593-5602.

128. Torella F., Morita R.Y. Micro cultural study of bacteria size changes and microcolony and ultramicrocolony formation by heterotrophic bacteria in seawater// Appl. Environ.Microbiol. 1981. V. 41. P. 518-527.

129. Toukdarian A.E., Lidstrom M.E. DNA hybridization analysis of the nif region of Methylosinus 6// J. Bacteriol. 1984. V. 157. P. 925-930.

130. Trotsenko Y.A., Murrell J.C. Metabolic aspects of aerobic obligate methanotrophy// Adv. Appl. Microbiol. 2008. V. 63. P. 183-229.

131. Trotsenko Y.A., Shislikina V.N., Govorukhina N.I., Sokolov A.P. Biochemical basis for obligate methylotrophy and obligate autotrophy; comparative aspects// Winogradsky Symp. On Lithoauotrophy. 1987. P. 26.

132. Tsubota J., Eshinimaev B.T., Khmelenina V.N., Trotsenko Y.A. Methylothermus thermalis gen. nov., sp. nov., a novel moderately thermophilic obligate methanotroph from a hot spring in Japan// Int. J. Syst. Evol. Microbiol. 2005. V. 55. P. 1877-1884.

133. Valentine D.L., Reeburgh W.S. New perspectives on anaerobic methane oxidation Review.// Environ. Microbiol. 2000. V. 2. P. 477^184.

134. Wang Y., Hammes F., Boon N., Chami M., Egli T. Isolation and characterization of low nucleic acid (LNA)-content bacteria// The ISME journal. 2009. V. 3 (8). P. 889-902.

135. Weisburg W.G., Barns S.M., Pelletier D.A., Lane D.J. 16S ribosomal DNA amplification for phylogenetic study//J. Bacteriol. 1991. V. 173. P. 697-703.

136. Whittenbury R. The interrelationship of autotrophy and methylotrophy as seen in Methylococcus capsulatus (Bath)// In: Microbial growth on Ci compounds. H. Dalton et al. (Eds.) Heyden, London. P. 181-190.

137. Whittenbury R., Kelly D.P. Autotrophy: a conceptual phoenix// Symposia of the Society for General Microbiology. 1977. V. 27. P. 121-149.

138. Whittenbury R., Krieg N.R. Family IV. Methylococcaceae In: N.R. Krieg and Holt J.G. (ed.), Bergey's manual of systematic bacteriology. The Williams & Wilkins Co., Baltimore. 1984. V. LP. 256-261.

139. Woodland M.P., Cammack R. in Microbial Gas Metubolism: Mechanistic, Metabolic and Biotechnological Aspects (Poole, R. K., and Dow, C. S., eds). 1985. P. 209-213, Academic Press, New York.

140. Zahn J. A., DiSpirito A. A. Membranc-associated methane monooxygenase from Methylococcus capsulatus (Bath)// J. Bacteriol. 1996. V. 178. P. 1018-1029.

141. Zani S., Mellon M.T., Collier J.L., Zehr J.P. Expression of nifH genes in natural microbial assemblages in Lake George, New York, detected by reverse transcriptase PCR// Appl. Environ. Microbiol. 2000. V. 66. P. 3119-3124.

142. Zhan J.A., Bergman D.J., Kunz J.M., DiSpirito A.A. Membrane-associated quinoprotein formaldehyde dehydrogenase from Methylococcus capsulatus (Bath)// J. Bacteriol. 2001. V. 183. P. 6832-6840.

143. Zhang G.S., Tian J.Q., Jiang N., Guo X.P., Wang Y.F., Dong X.Z. Methanogen community in Zoige wetland of Tibetan plateau and phenotypic characterization of a dominant uncultured methanogen cluster ZC-I// Environ. Microbiol. 2008. V. 10. P. 1850-1860.

144. Zhou J., Fries M.R., Chee-Sanford J.C., Tiedje J.M. Phylogenetic analyses of a new group of denitrifiers capable of anaerobic growth on toluene and description of Azoarcus tolulyticus sp. nov.// Int. J. Syst. Bacteriol. 1995. V. 45. P.500-506.