Нейротропная активность этаноламида докозагексаеновой кислоты при терапии нейропатического болевого синдрома у крыс тема диссертации и автореферата по ВАК РФ 00.00.00, кандидат наук Старинец Анна Андреевна

• Старинец Анна Андреевна
• кандидат наук
• 2026

Оглавление диссертации кандидат наук Старинец Анна Андреевна

СПИСОК ОСНОВНЫХ СОКРАЩЕНИЙ

ВВЕДЕНИЕ

ГЛАВА 1. ОБЗОР ЛИТЕРАТУРЫ

1.1. Характеристика системы болевого анализатора в условиях повреждения периферической нервной системы

1.1.1. Общая характеристика системы болевого анализатора

1.1.2. Седалищный нерв

1.1.3. Спинномозговые ганглии

1.1.4. Спинном мозг

1.1.5. Головной мозг

1.2. Роль вспомогательных клеток центральной и периферической нервной системы при повреждении седалищного нерва

1.2.1. Общие сведения о микроглии и астроглии

1.2.2. Шванновские клетки и макрофаги в седалищном нерве

1.2.3. Сателлитная глия и макрофаги в спинальных ганглиях

1.2.4. Микроглия и астроглия в спинном и головном мозге

1.3. Современные методы лекарственного и аппаратного обезболивания при развитии нейропатического болевого синдрома

1.3.1. Лекарственное обезболивание

1.3.2. Аппаратное обезболивание

1.4. Биологическая роль этаноламидов жирных кислот при патологии центральной и периферической нервной системы

1.4.1. Анандамид (АЕА)

1.4.2. Пальметоилэтаноламид (PEA)

1.4.3. N-Докозагексаеноилэтаноламид (синаптамид)

ГЛАВА 2. МАТЕРИАЛ И МЕТОДЫ ИССЛЕДОВАНИЯ

2.1. Получение N-Докозагексаеноилэтаноламина (синаптамида)

2.2. Характеристика экспериментального материала

2.3. Физиологические методы исследования

2.4. Иммуногистохимические методы исследования

2.5. Обработка и анализ микрофотографий

2.6. Иммуноферментный анализ

2.7. Количественное определение NAE в коре головного мозга и сыворотке крови методом ВЭЖХ-МС

2.8. Статистическая обработка данных

ГЛАВА 3. РЕЗУЛЬТАТЫ И ОБСУЖДЕНИЕ

3.1. Биодоступность синаптамида при подкожном введении

3.2. Физиологические признаки анальгетического действия синаптамида при развитии нейропатического болевого синдрома

3.2.1. Холодовая аллодиния

3.2.2. Термическая гипералгезия

3.2.3. Механическая гипералгезия

3.3. Эффективность терапии синаптамидом при нейродегенерации и воспалении в периферической нервной системе

3.3.1. Процесс ремиелинизации после компрессионной травмы седалищного нерва

3.3.2 Выраженность воспалительной реакции в области травмы седалищного нерва86

3.3.3. Динамика воспалительного процесса в спинальных ганглиях в условиях компрессионной травмы седалищного нерва

3.3.4. Нейро-глиальный индекс в спинальных ганглиях после травмы седалищного нерва

3.4. Изменение активности глиальных систем и концентрации цитокинов в спинном мозге при развитии нейропатической боли и фармакологической коррекции синаптамидом

3.4.1. Динамика активности микроглии спинного мозга условиях компрессионной травмы седалищного нерва

3.4.2. Изменение концентрации провоспалительных цитокинов в спинном мозге при нейропатической боли

3.4.3. Развитие реактивного астроглиоза в спинном мозге после травмы седалищного нерва

3.5. Изменение активности нейротрансмиттерных систем спинальных ганглиев и спинного мозга при развитии нейропатической боли и терапии синаптамидом

3.5.1. Активность нейротрансмиттерных систем спинальных ганглиев в условиях компрессионной травмы седалищного нерва

3.5.2. Активность нейротрансмиттерных систем дорсальных рогов спинного мозга при нейропатической боли

3.6. Оценка когнитивных функций, гиппокампального нейрогенеза и глиальной активности в условиях нейропатической боли и терапии синаптамидом

3.6.1. Двигательная активность

3.6.2. Тревожность

3.6.3. Рабочая и долговременная память

3.6.4. Астро- и микроглиоз в гиппокампе при развитии нейропатической боли

3.6.5. Нейрогенез в гиппокампе при компрессионной травме седалищного нерва

ЗАКЛЮЧЕНИЕ

ВЫВОДЫ

СПИСОК ЛИТЕРАТУРЫ

СПИСОК ОСНОВНЫХ СОКРАЩЕНИЙ

2-АГ - 2-арахидоноилглицерина

DHEA - N-докозагексаеноилэтаноламин, синаптамид

FAAH - амидгидролаза жирных кислот

GDNF - нейротрофический фактор глиальных клеток

GFAP - глиальный фибриллярный кислый белок

IFN-y - интерферон гамма

MBP - основной белок миелина

NAE - N-ацилэтаноламин

NGF - фактор роста нервов

NK-1 - neurokinin-1

NMDA - N-метил-О-аспартат

nNOS - нейрональная форма NO-синтазы

NO - оксид азота

SP - субстанция Р

TLR - toll-like рецептор

АЕА - N-арахидоноилэтаноламин, анандамид АК - арахидоновая кислота АЛК - а-линоленовая кислота

АМРА - а-амино-3-гидрокси-5-метил-4-изоксазолпропионовая кислота

АТФ - аденозинтрифосфат

Боль - группа с перевязкой седалищного нерва

Боль+Син - группа с перевязкой седалищного нерва и терапией синаптамидом

ГАМК - гамма аминомасляная кислота

ДГК - докозагексаеновая кислота

ИЛ-ip - интерлейкин 1р

ИЛ-6 - интерлейкин

ЛО - группа ложнооперированных животных

ЛО+Син - группа ложнооперированных крыс, которым вводили синаптамид ЛПС - липополисахарид

МАРК - митоген-ассоциированная протеинкиназа ПНЖК - полиненасыщенные жирные кислоты ПНС - периферическая нервная система СВ1 - каннабиноидный рецептор 1 СГК - сателлитные глиальные клетки

ФНО-а - фактор некроза опухоли а цАМФ - циклический аденозинмонофосфат ЦНС - центральная нервная система

Введение диссертации (часть автореферата) на тему «Нейротропная активность этаноламида докозагексаеновой кислоты при терапии нейропатического болевого синдрома у крыс»

ВВЕДЕНИЕ

Актуальность темы исследования. В настоящее время лечение нейропатического болевого синдрома является одной из важнейших проблем фундаментальной и прикладной нейробиологии. Нейропатическая боль - это хроническое болевое состояние, возникающее в результате дисфункции соматосенсорной нервной системы, и поражающее 7-10% населения Земли. Качество жизни пациентов с нейропатической болью ухудшается из-за увеличения числа назначений лекарств и посещений медицинских работников, а также из-за самой хронической боли и заболеваний, провоцирующих ее развитие. Периферическая нейропатическая боль может развиваться как после повреждения периферических нервов (сенсорных, двигательных или вегетативных), что часто встречается у больных раком, хроническим диабетом, рассеянным склерозом, так и после травматического повреждения спинного мозга и некоторых хирургических вмешательств (торакотомии, герниорафии и стернотомии) (Colloca et al. 2017).

Степень разработанности темы. Развитие нейропатической боли характеризуется появлением спонтанных болей, аномальной чувствительности (дизестезия), усилением реакции на болевые стимулы (гипералгезия) и возникновением болевой чувствительности в ответ на не вызывающие болезненности раздражители (аллодиния) (Woolf, Mannion, 1999). Кроме того, симптомы нейропатической боли могут включать нарушения высшей нервной деятельности, в том числе ухудшение памяти, тревожность и депрессию, что указывает на вовлечение в патологические процессы различных структур головного мозга, в том числе гиппокампа (Liu, Chen, 2009; Mutso et al., 2012). Ряд исследований показывают, что хроническая периферическая боль может вызывать изменения пластичности гиппокампа, такие как нарушение нейрогенеза и нейровоспаление. В этих процессах участвуют глиальные клетки (микро- и астроглия), для которых характерна повышенная пролиферация, гипертрофия и повышенная продукция провоспалительных цитокинов (Fiore, Austin, 2018; Tyrtyshnaia et al., 2020).

Изменения в нейротрансмиттерной активности нейронов спинного мозга, вызванные нейропатической болью, сопровождаются активацией астро- и микроглии. После активации глиальные клетки экспрессируют ряд провоспалительных цитокинов (интерлейкин-ip (ИЛ-1Р), ИЛ-6, фактор некроза опухоли альфа (ФНО-а), которые активируют и сенсибилизируют нейроны в спинном мозге, усиливая ноцицептивную нейротрансмиссию (Milligan, Watkins 2009). Принимая во внимание важную роль

глиальных клеток и их сигнальных молекул, разработка новых терапевтических подходов регуляции активности нейроглии является перспективным направлением в лечении нейропатического болевого синдрома.

Полиненасыщенные жирные кислоты (ПНЖК) обладают высоким нейропротекторным потенциалом и могут прямо или косвенно модулировать неврологическую активность благодаря «классическим» противовоспалительным свойствам, реализующимся в периферической и центральной нервной системе (Paterniti et al. 2014). Докозагексаеновая кислота (ДГК) представляет собой ПНЖК, которая метаболизируется в центральной нервной системе в высокоактивные соединения. Активность метаболитов ДГК связана как с регуляцией воспалительного процесса, так и с восстановлением структуры и целостности поврежденной нервной ткани (Zhao et al. 2011). N-докозагексаеноилэтаноламин (DHEA, синаптамид) - эндогенный метаболит докозагексаеновой кислоты и структурный аналог N-арахидонилэтаноламина (анандамида), потенциального эндоканнабиноида, синтезируемого из арахидоновой кислоты. Ранее было показано, что увеличение концентрации DHEA в нейронах коррелирует с повышенной глутаматергической синаптической активностью (Kim et al. 2011a, b), что необходимо для синаптогенеза, поэтому, для DHEA был выбран термин «синаптамид» (Kim, Spector 2013). Известно, что синаптамид оказывает нейрогенное, нейритогенное и синаптогенное действие в культурах нервных клеток (Kharebava et al. 2015; Kim et al. 2011b; Rashid et al. 2013), а также ингибирует ЛПС-индуцированное высвобождение провоспалительных цитокинов в клетках микроглии (Park et al., 2016; Park et al., 2019; Ponomarenko et al., 2021). Биологическое действие синаптамида обусловлено активацией рецептора GPR110, связанного с G-белком (ADGRF1), что приводит к увеличению продукции цАМФ в периферических и центральных клетках врожденного иммунитета, включая нейтрофилы, макрофаги и микроглию, что, в конечном итоге способствует подавлению экспрессии провоспалительных цитокинов, таких как ФНО-а, ИЛ-10 и ИЛ-6 (Lee et al., 2016; Park et al., 2016; Park et al., 2019).

Противовоспалительные и антиоксидантные свойства синаптамида показаны экспериментально на модели ЛПС-индуцированного воспаления, однако на сегодняшний день влияние терапии синаптамидом на патологические процессы, развивающиеся при нейропатическом болевом синдроме, вызванном компрессионной травмой седалищного нерва, не были изучены.

Цель настоящего исследования: изучить анальгетическое, противовоспалительное и нейропротекторное действие синаптамида при

нейропатическом болевом синдроме, вызванном компрессионной травмой седалищного нерва.

Задачи исследования:

1. Провести инструментальное тестирование выраженности болевого синдрома и когнитивных функций у экспериментальных животных с компрессионной травмой седалищного нерва.

2. Оценить метаболическую доступность синаптамида при подкожном введении в сыворотке крови и головном мозге экспериментальных животных.

3. Исследовать влияние терапии синаптамидом на регенеративные и воспалительные процессы в поврежденном седалищном нерве и спинальных ганглиях экспериментальных животных.

4. Оценить влияние терапии синаптамидом на динамику активности глиальных и основных нейротрансмиттерных систем спинальных ганглиев и спинного мозга при развитии нейропатического болевого синдрома.

5. Изучить действие синаптамида на процесс гиппокампального нейрогенеза при развитии периферической нейропатии.

Научная новизна работы. В настоящей работе впервые проведено комплексное исследование влияния терапии синаптамидом на патологические процессы в периферической и центральной нервной системе при развитии нейрогенного болевого синдрома, вызванного компрессионной травмой седалищного нерва. Впервые установлено согласованное с выраженностью болевого синдрома изменение активности глиальных систем спинного мозга под влиянием терапии. Зарегистрирована динамически согласованная активация нейротрансмиттерных систем, нейрональной КО-синтазы и субстанции Р, в спинальных ганглиях и поверхностных пластинах заднего рога спинного мозга и описано влияние терапии синаптамидом на данные нейромедиаторные системы. Установлено, что фармакологическая коррекция синаптамидом способствует восстановлению поврежденного периферического нерва и разрешению воспаления в разных отделах центральной и периферической нервной системы. Впервые показано накопление К-ацилэтаноламинов в головном мозге при ежедневном введении синаптамида подкожно. Установлено, что терапия синаптамидом способствует стабилизации активности глиальных клеток и нейрогенеза в гиппокампе наряду со снижением выраженности когнитивных нарушений, характерных для нейропатического болевого синдрома при травме седалищного нерва. Впервые показано, что фармакологическая коррекция синаптамидом стабилизирует продукцию

провоспалительных цитокинов в разных отделах центральной и периферической нервной системы при компрессионной травме седалищного нерва.

Теоретическая и практическая значимость работы. Данное исследование расширяет представление о противовоспалительных и нейропротекторных свойствах синаптамида в центральной и периферической нервной системе. Выявленные особенности клеточных механизмов реализации анальгетического действия синаптамида обеспечивают теоретическое обоснование использования данного препарата в лекарственной терапии хронического нейропатического болевого синдрома, вызванного компрессионной травмой седалищного нерва.

Методология и методы исследования. Моделирование компрессионной травмы седалищного нерва у крыс в настоящем исследовании проводилось путем наложения трех лигатур на нерв по методу Bennett и Xie (1988). Использован комплекс методов изучения выраженности нейропатического болевого синдрома, включающих аппаратное тестирование физиологических симптомов нейропатической боли и оценку сопутствующих когнитивных нарушений. Исследование физиологических нарушений после травмы и терапии синаптамидом включало изучение степени развития холодовой аллодинии (тест холодной пластины), термической (тест отдергивания хвоста) и механической гипералгезии (тест щипцов). Оценка когнитивных нарушений включала изучение двигательной активности (Y-лабиринт и открытое поле), рабочей (Y-лабиринт) и долговременной (условно-рефлекторное пассивное избегание) памяти, а также степени выраженности тревожного поведения (приподнятый крестообразный лабиринт).

Проведено комплексное исследование влияния терапии синаптамидом на компрессионную травму седалищного нерва на клеточном уровне в разных отделах центральной и периферической нервной системы с использованием современных морфологических и иммуногистохимических методов. В частности, была проведена морфологическая (гематоксилин-эозин) и иммуногистохимическая (МВР) оценка состояния седалищного нерва, а также иммуногистохимическое картирование макрофагальных маркеров воспаления (iba-1, CD68, CD163). Изучены процессы, протекающие в спинальных ганглиях, с использованием морфологических (толуидиновый синий), иммунных (iba-1, CD163) и глиальных (GFAP) маркеров. Проведено иммуногистохимическое картирование глиальных (iba-1, GFAP) и нейрональных (nNOS, SP, ATF3) маркеров в спинном мозге. Изучена степень тяжести нейровоспаления (iba-1, GFAP) и изменения нейрогенеза (DCX) в гиппокампе при периферической нейротравме и терапии синаптамидом.

Проведена количественная оценка содержания провоспалительных цитокинов (ИЛ-1Р, ИЛ-6) в седалищном нерве, спинном мозге и гиппокампе посредством иммуноферментного анализа. Методом высокоэффективной жидкостной хроматографии масс-спектрометрии (ВЭЖХ-МС) проведена количественная оценка содержания №ацилэтаноламинов (ЫЛЕ) в образцах коры головного мозга и сыворотке крови экспериментальных животных.

Личный вклад соискателя заключается в подготовке и реализации всех этапов эксперимента, анализе и обработке полученных результатов, а также в написании научных публикаций и выступлении с докладами на конференциях. Автором выполнена экспериментальная часть исследования: (1) моделирование нейропатического болевого синдрома, (2) тестирование физиологических, поведенческих и когнитивных проявлений нейропатической боли, (3) постановка и поэтапная реализация гистологических и иммуногистохимических методов исследования, (4) подготовка образцов тканей для проведения ИФА и ВЭЖХ-МС. Соискателем выполнены анализ и статистическая обработка результатов и представление их в виде графиков и иллюстраций.

Основные положения, выносимые на защиту

1. Применение синаптамида после компрессионной травмы седалищного нерва сопровождается восстановлением физиологических и когнитивных функций экспериментальных животных.

2. Синаптамид регулирует процесс нейровоспаления в отделах центральной и периферической нервной системы путем ингибирования провоспалительных цитокинов и модуляции активности макрофагов, микро- и астроглии.

3. Введение синаптамида способствует облегчению симптомов нейропатической боли за счет снижения активности нейротрансмиттерных систем спинальных ганглиев и спинного мозга.

4. Синаптамид предотвращает нарушение гиппокампального нейрогенеза наблюдаемого при развитии нейропатического болевого синдрома.

Степень достоверности результатов. Достоверность результатов основывается на достаточном объеме выборки, использовании современных методов исследования, корректной обработке и статистическом анализе полученных данных посредством современного программного обеспечения. Результаты настоящей работы получены в полном соответствии с протоколами исследований, выводы базируются на экспериментальных данных, приведенных в виде иллюстраций, включающих графики

и фотографии. Достоверность результатов подтверждается публикацией работ в рецензируемых российских и зарубежных научных изданиях.

Апробация работы и публикации. Результаты работы были представлены на Международной научно-практической конференции «Морская биология в 21 веке: достижения и перспективы развития» (Владивосток, 2021); Российском национальном конгрессе «Человек и лекарство» (Москва, 2021); Всероссийской конференции «Морская биология в 21 веке: биология развития, молекулярная и клеточная биология, биотехнология морских организмов» (Владивосток, 2023).

По теме диссертации опубликовано 6 работ, включая 4 статьи в журналах, входящих в Scopus/Web of Science, а также в список, рекомендованный ВАК «Перечень ведущих рецензируемых научных журналов и изданий, в которых должны быть опубликованы основные научные результаты диссертации на соискание ученой степени доктора и кандидата наук».

Структура и объем работы. Диссертация состоит из введения, глав «Обзор литературы», «Материал и методы» и «Результаты и обсуждение», заключения, выводов и списка литературы. Работа изложена на 185 страницах, иллюстрирована 26 рисунками и 1 таблицей. Список литературы содержит 437 наименования, из которых 435 на английском языке.

Финансовая поддержка работы. Работа выполнена при финансовой поддержке гранта Российского научного фонда (17-74-20006).

Благодарности. Выражаю признательность своему научному руководителю Манжуло Игорю Викторовичу, кандидату биологических наук, ведущему научному сотруднику за всестороннюю помощь, опытное руководство и поддержку на протяжении всех лет работы в лаборатории. Благодарю Тыртышную Анну Алексеевну, кандидата биологических наук, старшего научного сотрудника, и Ермоленко Екатерину Владимировну, кандидата биологических наук, старшего научного сотрудника, за реализацию биохимических методов исследования.

ГЛАВА 1. ОБЗОР ЛИТЕРАТУРЫ 1.1. Характеристика системы болевого анализатора в условиях повреждения

периферической нервной системы 1.1.1. Общая характеристика системы болевого анализатора

Ноцицептивная система — это сенсорная система, которая в нормальных условиях является защитной и адаптивной. Боль служит предупреждающим сигналом для организма о воспалении и повреждении тканей и вызывает изменения в поведении, которые способствуют заживлению и восстановлению ран. Передача сигналов об острой боли возникает, когда специфические стимулы, которые сигнализируют о потенциальном или действительном повреждении ткани (например, высокая температура, давление или химические вещества), активируют специализированные области на ноцицептивных нервных окончаниях и вызывают электрические импульсы, которые затем проходят от терминали ноцицептивного волокна по аксону к заднему рогу спинного мозга. Острая боль носит временный характер и длится до нескольких недель, тогда как продолжительная боль, связанная с определенными причинами, такими как инфекция или воспаление, может длиться до 6 месяцев (Long et al., 1996). И острая, и продолжительная боль возникает из-за повреждения тканей и/или воспаления, поэтому ноцицептивная передача в этих случаях не обязательно является дисфункциональной. Эти болевые состояния опосредуются хорошо известными мультисинаптическими путями, которые запускаются на периферии и обрабатываются во многих участках ЦНС. Периферический компонент болевого пути называется ноцицептором и состоит из:

1) специализированного окончания на терминали периферического нерва (содержащего каналы транзиторного рецепторного потенциала, каналы тетродотоксина и ионные каналы), который преобразует энергию от болевых (потенциальных или реальных повреждающих ткани стимулов), температурных и механических сигналов в потенциалы действия;

2) аксона, проводящего потенциалы действия;

3) сенсорного ноцицептивного нейрона, расположенного в спинальных ганглиях;

4) центрального нервного окончания, которое является пресинаптической частью синаптического реле к ноцицептивным проекционным нейронам в заднем роге спинного мозга (Woolf, Mannion, 1999).

Болевые стимулы первоначально преобразуются в электрическую активность нейронов и передаются от места периферического стимула к ноцицептивным

сенсорным нейронам (первичным афферентным нейронам первого порядка), расположенным в спинальных ганглиях. Ноцицептивный сигнал затем передается в центральные синапсы посредством высвобождения различных нейротрансмиттеров, которые потенциально могут возбуждать ноцицептивные проекционные нейроны второго порядка в дорсальных рогах спинного мозга или продолговатом мозге. Этот процесс ноцицепции может происходить посредством нескольких механизмов, в которых участвуют глутамат и нейропептиды (например, субстанция P или пептид, связанный с геном кальцитонина (CGRP)). Глутамат активирует постсинаптические глутаматные АМРА (а-амино-3-гидрокси-5-метил-4-изоксазолпропионовая кислота) и каинатные рецепторы на ноцицептивных проекционных нейронах второго порядка. Однако, не все рецепторные системы одинаково задействованы в передаче разных типов боли. Модификация ноцицептивного сигнала может происходить на уровне спинного мозга за счет активации локальных ГАМК-ергических (продуцирующих у-аминомасляную кислоту) и глицинергических тормозных интернейронов (Grace et al., 2014).

Ноцицептивные проекционные нейроны второго порядка проецируются в супраспинальные участки, которые далее проецируются в корковые и подкорковые области через нейроны третьего порядка, что позволяет кодировать и воспринимать многомерный болевой опыт. Нейроны ноцицептивных проекций второго порядка можно дополнительно модулировать посредством активации нисходящих серотонинергических и норадренергических проекций в спинной мозг, что может влиять на реакцию и восприятие боли (Grace et al., 2014).

1.1.2. Седалищный нерв

Боль может лишаться ее защитной функции и длиться от нескольких недель до нескольких лет, что значительно превышает разрешение первоначальной травмы. В этом случае боль носит дезадаптивный характер и считается результатом неправильного функционирования нервной системы (Grace et al., 2014). Нейропатическая боль - это хроническая боль, вызванная повреждением или заболеванием соматосенсорной системы, включая периферические нервные волокна (Ap, A5 и C) и центральные нейроны (Colloca et al., 2017).

Компрессионная травма периферического нерва, является частой причиной возникновения нейропатического болевого синдрома, вызывает местное воспаление, которое приводит к повреждению больших миелинизированных аксонов и нарушению иннервации периферических тканей (Hu et al., 2007). При проведении анатомических и

физиологических исследований были обнаружены потери миелинизированных волокон большого диаметра дистальнее лигатуры и слабо различимые изменения мелких миелинизированных волокон диаметром менее 3 мкм, которые также могли утрачиваться в пучках нервных волокон. Количество немиелинизированных волокон уменьшалось в дистальных отделах нервов, по сравнению с проксимальными. Многие из оставшихся аксонов сохраняли контакт со Шванновскими клетками, но сжимались и искривлялись (Basbaum et al., 1991).

Травматическое повреждение периферического нерва приводит к потере функциональности соединения аксонов с периферической тканью. Обновление соединения происходит путем регенерации разорванных аксонов и их правильного направления к тканям-мишеням. Повреждение периферического нерва обычно вызывает воспалительную реакцию, которая необходима для восстановления нервов и функциональной реиннервации. Врожденный и адаптивный иммунитет активируются эндогенными сигналами, которые происходят от поврежденных или некротических клеток дистального конца поврежденного нерва. Как и в других тканях, воспалительная реакция после поражения нервов - это динамический процесс, обусловленный многочисленными воспалительными медиаторами. Однако, роль воспаления в периферической нервной системе является более спорной. С одной стороны, воспалительная реакция и ее медиаторы в поврежденном нерве участвуют в процессах регенерации нервов (Camara-Lemarroy et al., 2010), с другой стороны, они также вызывают нейропатическую боль (Austin, Moalem-Taylor, 2010). Но раннее подавление воспалительных реакций после повреждения нерва для уменьшения нейропатической боли может привести к замедлению или остановке регенерации аксонов (Dubovy et al., 2013).

Аксональная дегенерация, дистальная к повреждению нерва, вызывает каскад воспалительных событий, известных как валлеровская дегенерация. Ранняя фаза валлеровской дегенерации (до 48 ч) начинается с быстрой деградации аксоплазмы, аксолеммы и аксональных митохондрий, дистальных от места поражения нервных волокон. Аксональная дегенерация является активным, внутренним процессом саморазрушения, который протекает независимо от не-нейрональных клеток, окружающих аксон (Saxena, Caroni, 2007). Ранние воспалительные реакции валлеровской дегенерации задействуют систему комплемента, метаболиты арахидоновой кислоты и воспалительные медиаторы, которые связаны с фрагментацией миелина, активацией Шванновских клеток и макрофагов. Точная регуляция цитокин-хемокиновой сети Шванновскими клетками активирует

резидентные и гематогенные макрофаги для фагоцитоза остатков распада аксонов и миелиновых оболочек и стимуляции роста аксонов. В дополнение к локальным эффектам иммунные реакции нейронных тел и глиальных клеток также участвуют в выживании и настройке нейронов для регенерации разорванных нервных волокон (Dubovy et al., 2013). Дедифференцированные Шванновские клетки, покрытые базальной мембраной, образуют субстрат, вдоль которого аксоны будут удлиняться. Взаимодействия между аксонами, Шванновскими клетками и базальной мембраной поддерживаются различными адгезионными молекулами, такими как кадгерины, молекулы клеточной адгезии иммуноглобулина (Ig CAM) и интегрины (Ide, 1996; Huber et al., 2003).

Конец перерезанного аксона при регенерации преобразуется в так называемый конус роста, который приобретает подвижность, воспринимает окружающую среду и определяет направление роста регенерирующего аксона для восстановления связи с периферическими органами-мишенями. Если конусы роста не достигают дистальной части перерезанного аксона, проксимальная часть может разрастаться, образуя неврому. Каждый регенерирующий аксон может первоначально генерировать более 10 отростков (Witzel et al., 2005), но число ветвей со временем уменьшается в дистальном сегменте, так как отростки, которые не образуют периферические соединения, подвергаются атрофии и в итоге исчезают, тогда как аксоны, восстанавливающие связи с органом-мишенью, созревают и увеличиваются в размерах (Horch, Lisney, 1981; Jenq, Coggeshall, 1985; Mackinnon et al., 1991). Состав окружающей среды дистальной области поражения имеет решающее значение для роста аксонов. Интактный периферический нерв не поддерживает рост аксонов так же эффективно, как поврежденный нерв, из-за наличия тормозных факторов для регенерации (Mueller, 1999; Tang, 2003), таких как протеогликаны хондроитинсульфата (CSPG) внеклеточного матрикса и миелин-ассоциированные ингибиторы регенерации (Mukhopadhyay et al., 1994). Эти молекулы усиленно экспрессируются после повреждения нерва и способствуют замедлению роста аксонов после поражения (Braunewell et al., 1995; Zuo et al., 1998).

Нейрональный регенеративный ответ на повреждение периферических нервных волокон активируется сигнальными путями и включает в себя множество механизмов действия в разные временные фазы. Активация роста волокон после аксотомии инициируется нарушением аксонального транспорта, возникновением потенциалов действия в месте повреждения вследствие входа в аксоплазму внеклеточных катионов натрия и кальция и повышением концентрации цАМФ (Abe, Cavalli, 2008). Сигналы,

активирующиеся в цитоплазме аксонов, инициируют изменения в телах нейронов. Важным для регенерации нервных волокон является повышение уровня цАМФ, который участвует в регуляции направления роста аксона (Domeniconi, Filbin, 2005). Различные транскрипционные факторы, переносимые к телу нейрона от места повреждения посредством ретроградного транспорта, сигнализируют о потере связи с органом-мишенью (Agthong et al., 2006; Lee et al., 2004). Для осуществления ретроградного транспорта необходим синтез транспортных белков, таких как импортины и виментин, которые взаимодействуют с динеином (Hanz et al., 2003). Ключевым моментом для регенерации нейронов является активация каскадов митоген-ассоциированных протеинкиназ МАРК, JNK и ERK (Lindwall, Kanje, 2005). Активация транскрипционных факторов c-Jun, junD, ATF3, Sox11 и STAT3 вызывает изменения в генной экспрессии поврежденных и регенерирующих аксонов, повышение концентрации актина, изоформ тубулина, белка Gap-43 и понижение концентрации белков нейрофиламентов, ионных каналов и белков, участвующих в нейротрансмиссии (Allodi et al., 2012).

1.1.3. Спинномозговые ганглии

Повреждение периферических нервов сопровождается изменением экспрессии нейротрансмиттеров, нейромодуляторов, факторов роста и нейроактивных молекул в первичных афферентных нейронах, расположенных в спинальных ганглиях. Эти изменения, в свою очередь, вызывают сенсибилизацию первичных афферентных входов (периферическая сенсибилизация), что приводит к усилению восприятия боли в поврежденной ткани или на территории, иннервируемой поврежденным нервом. Помимо болевой гиперчувствительности в поврежденной ткани, нейропатическая боль также распространяется на соседние неповрежденные области (экстерриториальная боль) и контралатеральные части (зеркальная боль) (Woolf, Mannion, 1999), что указывает на дезадаптивные изменения в нейронной сети в ЦНС (центральная сенсибилизация). Индукция центральной сенсибилизации выявлена на уровне спинного мозга (нейроны задних рогов, нейроны второго порядка) и в отделах головного мозга (нейроны третьего порядка) (Jaggi, Singh, 2011).

Список литературы диссертационного исследования кандидат наук Старинец Анна Андреевна, 2026 год

СПИСОК ЛИТЕРАТУРЫ

1. Роскин Г.И., Левинсон Л.Б. Микроскопическая техника. М.: Советская наука, 1957. 469 с.

2. Ткаченко Б.И. Нормальная физиология человека. М.: Медицина, 2005.

928 с.

3. Abbadie C., Lindia J.A., Cumiskey A.M., Peterson L.B., Mudgett J.S., Bayne E.K. Impaired neuropathic pain responses in mice lacking the chemokine receptor CCR2 // Proc. Natl. Acad. Sci. U S A. 2003. Vol. 100, № 13. P. 7947-7952.

4. Abe N., Cavalli V. Nerve injury signaling // Curr. Opin. Neurobiol. 2008. Vol. 18, № 3. P. 276-283.

5. Agthong S., Kaewa A., Tanomsridejchai N., Chentanez V. Activation of MAPK ERK in peripheral nerve after injury // BMC Neuroscience. 2006. Vol. 8. Article no. 45. DOI: 10.1186/1471-2202-7-4.

6. Ahlawat A., Rana A., Goyal N., Sharma S. Potential role of nitric oxide synthase isoforms in pathophysiology of neuropathic pain // Inflammopharmacology. 2014. Vol. 22, № 5. P. 269-278.

7. Akhter E.T., Griffith R.W., English A.W., Alvarez F.J. Removal of the potassium chloride co-transporter from the somatodendritic membrane of axotomized motoneurons is independent of BDNF/TrkB signaling but is controlled by neuromuscular innervation // eNeuro. 2019. Vol. 6, № 5. Article no. ENEURO.0172-19.2019. DOI: 10.1523/ENEURO.0172-19.2019.

8. Aldskogius H. Mechanisms and consequences of microglial responses to peripheral axotomy // Front. Biosci. 2011. Vol. 3, № 3. P. 857-868.

9. Allodi I., Udina E., Navarro X. Specificity of peripheral nerve regeneration: interactions at the axon level // Prog. Neurobiol. 2012. Vol. 98, № 1. P. 16-37.

10. Aloe L., Rocco M., Bianchi P., Manni L. Nerve growth factor: From the early discoveries to the potential clinical use // J. Transl. Med. 2012. Vol. 10. Article no. 239. DOI: 10.1186/1479-5876-10-239.

11. Alvarez F.J., Rotterman T.M., Akhter E.T., Lane A.R., English A.W., Cope T.C. Synaptic Plasticity on Motoneurons After Axotomy: A Necessary Change in Paradigm // Front. Mol. Neurosci. 2020. Vol. 13. Article no. 68. DOI: 10.3389/fnmol.2020.00068.

12. Anavi S., Tirosh O. iNOS as a metabolic enzyme under stress conditions // Free Radic. Biol. Med. 2020. Vol. 146. P. 16-35.

13. Ansah O.B., Leite-Almeida H., Wei H., Pertovaara A. Striatal dopamine D2 receptors attenuate neuropathic hypersensitivity in the rat // Exp. Neurol. 2007. Vol. 205, № 2. P. 536-546.

14. Araya R., Kudo M., Kawano M., Ishii K., Hashikawa T., Iwasato T., Itohara S., Terasaki T., Oohira A., Mishina Y., Yamada M. BMP signaling through BMPRIA in astrocytes is essential for proper cerebral angiogenesis and formation of the blood-brain barrier // Mol. Cell. Neurosci. 2008. Vol. 38, № 3. P.417-430.

15. Arruda J.L., Sweitzer S.A., Rutkowski M.D., DeLeo J.A. Intrathecal anti-IL-6 antibody and IgG attenuates peripheral nerve injury-induced mechanical allodynia in the rat: possible immune modulation in neuropathic pain // Brain Res. 2000. Vol. 879, № 1-2. P. 216-225.

16. Attal N., de Andrade D.C., Adam F., Ranoux D., Teixeira M.J., Galhardoni R., Raicher I., U9eyler N., Sommer C., Bouhassira D. Safety and efficacy of repeated injections of botulinum toxin A in peripheral neuropathic pain (BOTNEP): a randomised, double-blind, placebo-controlled trial // Lancet Neurol. 2016. Vol. 15, № 6. P. 555-565.

17. Austin P.J., Moalem-Taylor G. The neuro-immune balance in neuropathic pain: Involvement of inflammatory immune cells, immune-like glial cells and cytokines // J. Neuroimmunology. 2010. Vol. 229, № 1-2. P. 26-50.

18. Bacci C., Cassetta G., Emanuele B., Berengo M. Randomized split-mouth study on postoperative effects of palmitoylethanolamide for impacted lower third molar surgery // Int. Sch. Res. Netw. 2011. Vol. 2011. Article no. 917350. DOI: 10.5402/2011/917350.

19. Bachur N.R., Masek K., Melmon K.L., Udenfriend S. Fatty acid amides of ethanolamine in mammalian tissues // J. Biol. Chem. 1965. Vol. 240. P. 1019-1024.

20. Backonja M, Wallace M.S., Blonsky E.R., Cutler B.J., Malan P. Jr, Rauck R., Tobias J. NGX-4010, a high-concentration capsaicin patch, for the treatment of postherpetic neuralgia: a randomised, double-blind study // Lancet Neurol. 2008. Vol. 7, № 12. P. 11061112.

21. Baliki M., Al-Amin H.A., Atweh S.F., Jaber M., Hawwa N.N., Jabbur S.J., Apkarian A.V., Saadea N.E. Attenuation of neuropathic manifestations by local block of the activities of the ventrolateral orbito-frontal area in the rat // Neuroscience. 2003. Vol. 120, № 4. P. 1093-1104.

22. Baliki M.N., Chialvo D.R., Geha P.Y., Levy R.M., Harden R.N., Parrish T.B., Apkarian A.V. Chronic pain and the emotional brain: specific brain activity associated with

spontaneous fluctuations of intensity of chronic back pain // J. Neurosci. 2006. Vol. 26, № 47. P.12165-12173.

23. Balvers M.G., Verhoeckx K.C., Plastina P., Wortelboer H.M., Meijerink J., Witkamp R.F. Docosahexaenoic acid and eicosapentaenoic acid are converted by 3T3-L1 adipocytes to N-acyl ethanolamines with anti-inflammatory properties // Biochem. Biophys. Acta. 2010. Vol. 1801, № 10. P. 1107-1114.

24. Barann M., Molderings G., Bruss M., Bonisch H., Urban B.W., Gothert M. Direct inhibition by cannabinoids of human 5-HT3A receptors: probable involvement of an allosteric modulatory site // Br. J. Pharmacol. 2002. Vol. 137, № 5. P. 589-596.

25. Barois N., de Saint-Vis B., Lebecque S., Geuze H.J., Kleijmeer M.J. MHC class II compartments in human dendritic cells undergo profound structural changes upon activation // Traffic. 2002. Vol. 3, № 12. P. 894-905.

26. Basbaum A., Gautron M., Jazat F., Mayes M., Guilbaud G. The spectrum of fiber loss in a model of neuropathic pain in the rat: an electron microscopic study // Pain. 1991. Vol. 47, № 3. P. 359-367.

27. Basbaum A.I., Bautista D.M., Scherrer G., Julius D. Cellular and molecular mechanisms of pain // Cell. 2009. Vol. 139, № 2. P. 267-284.

28. Bazan J.F., Bacon K.B., Hardiman G., Wang W., Soo K., Rossi D., Greaves D.R., Zlotnik A., Schall T.J. A new class of membrane-bound chemokine with a CX3C motif // Nature. 1997. Vol. 385, № 6617. P. 640-644.

29. Bazan N.G. Omega-3 fatty acids, pro-inflammatory signaling and neuroprotection // Curr. Opin. Clin. Nutr. Metab. Care. 2007. Vol. 10, № 2. P. 136-141.

30. Bennett G.J., Xie Y.K. A peripheral mononeuropathy in rat that produces disorders of pain sensation like those seen in man // Pain. 1988. Vol. 33, № 1. P. 87-107.

31. Berge O.G., Garcia-Cabrera I., Hole K. Response latencies in the tail-flick test depend on tail skin temperature // Neurosci. Lett. 1988. Vol. 86, № 3. P. 284-288.

32. Berta T., Perrin F.E., Pertin M., Tonello R., Liu Y.C., Chamessian A., Kato A.C., Ji R.R., Decosterd I. Gene Expression Profiling of Cutaneous Injured and Non-Injured Nociceptors in SNI Animal Model of Neuropathic Pain // Sci. Rep. 2017. Vol. 7, № 1. Article no. 9367. DOI: 10.1038/s41598-017-08865-3.

33. Bhatia A., Flamer D., Shah P.S. Perineural steroids for trauma and compression-related peripheral neuropathic pain: a systematic review and meta-analysis // Can. J. Anaesth. 2015. Vol. 62, № 6. P. 650-662.

34. Biber K., Tsuda M., Tozaki-Saitoh H., Tsukamoto K., Toyomitsu E., Masuda T., Boddeke H., Inoue K. Neuronal CCL21 up-regulates microglia P2X4 expression and initiates neuropathic pain development // EMBO J. 2011. Vol. 30, № 9. P. 1864-1873.

35. Bisogno T., Delton-Vanderbroucke I., Milone A., Lagarde M., DiMarzo V. Biosynthesis and inactivation of N-arachidonoyl ethanolamine (anandamide) and N-docosahexaenoyl ethanolamine in bovine retina // Arch. Biochem. Biophys. 1999. Vol. 370, № 2. P. 300-307.

36. Biswas S.K., Chittezhath M., Shalova I.N., Lim J.Y. Macrophage polarization and plasticity in health and disease // Immunologic. Research. 2012. Vol. 53, № 1-3. P. 1124.

37. Bligh E.G., Dyer W.J. A rapid method of total lipid extraction and purification // Can. J. Biochem. Physiol. 1959. Vol. 37, № 8. P. 911-917.

38. Bluett R.J., Gamble-George J.C., Hermanson D.J., Hartley N.D., Marnett L.J., Patel S. Central anandamide deficiency predicts stress-induced anxiety: behavioral reversal through endocannabinoid augmentation // Transl. Psychiatry. 2014. Vol. 4, № 7. Article no. e408. DOI: 10.1038/tp.2014.53.

39. Bolash R., Mekhail N. Intrathecal pain pumps: indications, patient selection, techniques, and outcomes // Neurosurg. Clin. N. Am. 2014. Vol. 25, № 4. P. 735-742.

40. Bolcskei K., Helyes Z., Szabo A., Sandor K., Elekes K., Nemeth J., Almasi R., Szolcsanyi J. Investigation of the role of TRPV1 receptors in acute and chronic nociceptive processes using gene-deficient mice // Pain. 2005. Vol. 117, № 3. P. 368-376.

41. Bolin L., Verity A.N., Silver J.E., Shooter E.M., Abrams J.S. Interleukin-6 production by Schwann cells and induction in sciatic nerve injury // J. Neurochem. 1995. Vol. 64, № 2. P. 850-858.

42. Bouaboula M., Bianchini L., McKenzie F.R., Pouyssegur J., Casellas P. Cannabinoid receptor CB1 activates the Na^/H^ exchanger NHE-1 isoform via Gi-mediated mitogen activated protein kinase signaling transduction pathways // FEBS Lett. 1999. Vol. 449, № 1. P. 61-65.

43. Bouaboula M., Poinot-Chazel C., Bourrie B., Canat X., Calandra B., Rinaldi-Carmona M., Le Fur G., Casellas P. Activation of mitogen-activated protein kinases by stimulation of the central cannabinoid receptor CB1 // Biochem. J. 1995. Vol. 312. P. 637641.

44. Bouaboula M., Poinot-Chazel C., Marchand J., Canat X., Bourrie B., Rinaldi-Carmona M., Calandra B., Le Fur G., Casellas P. Signaling pathway associated with stimulation of CB2 peripheral cannabinoid receptor. Involvement of both mitogen-activated

protein kinase and induction of Krox-24 expression // Eur. J. Biochem. 1996. Vol. 237, № 3. P. 704-711.

45. Braunewell K.H., Martini R., LeBaron R., Kresse H., Faissner A., Schmitz B., Schachner M. Up-regulation of a chondroitin sulphate epitope during regeneration of mouse sciatic nerve: evidence that the immunoreactive molecules are related to the chondroitin sulphate proteoglycans decorin and versican // Eur. J. Neurosci. 1995. Vol. 7, № 4. P. 792804.

46. Brazda V., Klusakova I., Hradilova Svizenska I., Dubovy P. Dynamic response to peripheral nerve injury detected by in situ hybridization of IL-6 and its receptor mRNAs in the dorsal root ganglia is not strictly correlated with signs of neuropathic pain // Mol. Pain. 2013. Vol. 9. Article no. 42. DOI: 10.1186/1744-8069-9-42.

47. Breton J.D., Veinante P., Uhl-Bronner S., Vergnano A.M., Freund-Mercier M.J., Schlichter R., Poisbeau P. Oxytocin-induced antinociception in the spinal cord is mediated by a subpopulation of glutamatergic neurons in lamina I-II which amplify GABAergic inhibition // Mol. Pain 2008. Vol. 4. Article no. 19. DOI: 10.1186/1744-8069-419.

48. Brightwell J.J., Taylor B.K. Noradrenergic neurons in the locus coeruleus contribute to neuropathic pain // Neuroscience 2009. Vol. 160, № 1. P. 174-185.

49. Brotini S., Schievano C., Guidi L. Ultra-micronized Palmitoylethanolamide: An Efficacious Adjuvant Therapy for Parkinson's Disease // CNS Neurol. Disord Drug Targets. 2017. Vol. 16, № 6. P. 705-713.

50. Brown B.N., Ratner B.D., Goodman S.B., Amar S., Badylak S.F. Macrophage polarization: an opportunity for improved outcomes in biomaterials and regenerative medicine // Biomaterials. 2012. Vol. 33, № 15. P. 3792-3802.

51. Brown I., Cascio M.G., Wahle K.W.J., Smoum R., Mechoulam R., Ross R.A., Pertwee R.G., Heys S.D. Cannabinoid receptor-dependent and -independent antiproliferative effects of omega-3 ethanolamides in androgen receptor-positive and -negative prostate cancer cell lines // Carcinogenesis. 2010. Vol. 31, № 9. P. 1584-1591.

52. Burness C.B., McCormack P.L. Capsaicin 8% patch: a review in peripheral neuropathic pain // Drugs. 2016. Vol. 76, № 1. P. 123-134.

53. Cadas H., Gaillet S., Beltramo M., Venance L., Piomelli D. Biosynthesis of an endogenous cannabinoid precursor in neurons and its control by calcium and cAMP // J. Neurosci. 1996. Vol. 16, № 12. P. 3934-3942.

54. Calder P.C. The relationship between the fatty acid composition of immune cells and their function // Prostaglandins Leukot. Essent. Fatty Acids. 2008. Vol. 79, № 3-5. P.101-108.

55. Calderon F., Kim H.-Y. Docosahexaenoic acid promotes neurite growth in hippocampal neurons // J. Neurochem. 2004. Vol. 90, № 4. P. 979-988.

56. Calignano A., Rana G.L., Giuffrida A., Piomelli D. Control of pain initiation by endogenous cannabinoids // Nature. 1998. Vol. 394, № 6690. P. 277-281.

57. Callsen M.G., Moller A.T., Sorensen K., Jensen T.S., Finnerup N.B. Cold hyposensitivity after topical application of capsaicin in humans // Exp. Brain Res. 2008. Vol. 191, № 4. P. 447-452.

58. Caltagirone C., Cisari C., Schievano C., Di Paola R., Cordaro M., Bruschetta G., Esposito E., Cuzzocrea S., Stroke Study Group. Co-ultramicronized Palmitoylethanolamide/Luteolin in the Treatment of Cerebral Ischemia: From Rodent to Man // Transl. Stroke. Res. 2016. Vol. 7, № 1. P. 54-69.

59. Calvo M., Bennett D.L.H. The mechanisms of microgliosis and pain following peripheral nerve injury // Exp Neurol. 2012. Vol. 234, № 2. P. 271-282.

60. Camara-Lemarroy C.R., Guzman-de la Garza F.J., Fernandez-Garza N.E. Molecular inflammatory mediators in peripheral nerve degeneration and regeneration // Neuroimmunomodulation. 2010. Vol. 17, № 5. P. 314-324.

61. Campero M., Baumann T.K., Bostock H., Ochoa J.L. Human cutaneous C fibres activated by cooling, heating and menthol // J. Physiol. 2009. Vol. 587, № 23. P. 56335652.

62. Cao X.Y., Xu H., Wu L.J., Li X.Y., Che T., Zhuo M. Characterization of intrinsic properties of cingulate pyramidal neurons in adult mice after nerve injury // Mol. Pain. 2009. Vol. 5. Article no. 73. DOI: 10.1186/1744-8069-5-73.

63. Cao Y.Q., Mantyh P.W., Carlson E.J., Gillespie A.M., Epstein C.J., Basbaum A.I. Primary afferent tachykinins are required to experience moderate to intense pain // Nature. 1998. Vol. 392, № 6674. P. 390-394.

64. Cardoso-Cruz H., Lima D., Galhardo V. Impaired spatial memory performance in a rat model of neuropathic pain is associated with reduced hippocampus-prefrontal cortex connectivity // J. Neurosci. 2013. Vol. 633, № 6. P. 2465-2480.

65. Carlson J.D., Maire J.J., Martenson M.E., Heinricher M.M. Sensitization of pain-modulating neurons in the rostral ventromedial medulla after peripheral nerve injury // J. Neurosci. 2007. Vol. 27, № 48. P. 13222-13231.

66. Carlton S.M., Hargett G.L. Colocalization of metabotropic glutamate receptors in rat dorsal root ganglion cells // J. Comp. Neurol. 2007. Vol. 501, № 5. P. 780-789.

67. Caterina M.J., Schumacher M.A., Tominaga M., Rosen T.A., Levine J.D., Julius D. The capsaicin receptor: a heat-activated ion channel in the pain pathway // Nature. 1997. Vol. 389, № 6653. P. 816-824.

68. Célérier E., González J.R., Maldonado R., Cabañero D., Puig M.M. Opioid-induced hyperalgesia in a murine model of postoperative painrole of nitric oxide generated from the inducible nitric oxide synthase // Anesthesiology: The Journal of the American Society of Anesthesiologists. 2006. Vol. 104, №3. P. 546-555.

69. Chacur M., Matos R.J.B., Alves A.S., Rodrigues A.C., Gutierrez V., Cury Y., Britto L.R.G. Participation of neuronal nitric oxide synthase in experimental neuropathic pain induced by sciatic nerve transection // Braz. J. Med. Biol. Res. 2010. Vol. 43, № 4. P. 367376.

70. Chang Y.H., Lee S.T., Lin W.W. Effects of cannabinoids on LPS-stimulated inflammatory mediator release from macrophages: Involvement of eicosanoids // J. Cell. Biochem. 2001. Vol. 81, № 4. P. 715-723.

71. Charles A.C., Merrill J.E., Dirksen E.R., Sanderson M.J. Intercellular signaling in glial cells: calcium waves and oscillations in response to mechanical stimulation and glutamate // Neuron. 1991. Vol. 6, № 6. P. 983-992.

72. Chen G., Zhang Y.-Q., Qadri Y.J., Serhan C.N, Ji R.-R. Microglia in Pain: Detrimental and protective roles in pathogenesis and resolution of pain // Neuron. 2018. Vol. 100, № 6. P. 1292-1311.

73. Chen P., Bonaldo P. Role of macrophage polarization in tumor angiogenesis and vessel normalization: implications for new anticancer therapies // Int. Rev. Cell. Mol. Biol. 2013. Vol. 301. P. 1-35.

74. Chen Y., Li G.W., Wang C., Gu Y., Huang L.Y. Mechanisms underlying enhanced P2X receptor-mediated responses in the neuropathic pain state // Pain. 2005. Vol. 119, № 1-3. P. 38-48.

75. Chen Y., Zhang X., Wang C., Li G., Gu Y., Huang L.Y. Activation of P2X7 receptors in glial satellite cells reduces pain through downregulation of P2X3 receptors in nociceptive neurons // Proc. Natl. Acad. Sci. U S A. 2008a. Vol. 105, № 43. P. 16773-16778.

76. Chen J., Buchanan J.B., Sparkman N.L., Godbout J.P., Freund G.G., Johnson R.W. Neuroinflammation and disruption in working memory in aged mice after acute stimulation of the peripheral innate immune system // Brain Behav. Immun. 2008b. Vol. 22, № 3. P. 301-311.

77. Chessell I.P., Hatcher J.P., Bountra C., Michel A.D., Hughes J.P., Green P., Egerton J., Murfin M., Richardson J., Peck W.L., Grahames C.B.A., Casula M.A., Yiangou Y., Birch R., Anand P., Buell G.N. Disruption of the P2X7 purinoceptor gene abolishes chronic inflammatory and neuropathic pain // Pain. 2005. Vol. 114, № 3. P. 386-396.

78. Chirila A.M., Brown T.E., Bishop R.A., Bellono N.W., Pucci F.G., Kauer J.A. Long-term potentiation of glycinergic synapses triggered by interleukin lbeta. Proc. Natl. Acad. Sci. U S A. 2014. Vol. 111, № 22. P. 8263-8268.

79. Chitu V., Gokhan S., Nandi S., Mehler M.F., Stanley E.R. Emerging Roles for CSF-1 Receptor and its Ligands in the Nervous System // Trends Neurosci. 2016. Vol. 39, № 6. P. 378-393.

80. Choi J.I., Kim W.M., Lee H.G., Kim Y.O., Yoon M.H. Role of neuronal nitric oxide synthase in the antiallodynic effects of intrathecal EGCG in a neuropathic pain rat model // Neurosci Lett. 2012. Vol. 510, № 1. P. 53-57.

81. Chou R., Hashimoto R., Friedly J., Fu R., Bougatsos C., Dana T., Sullivan S.D., Jarvik J. Epidural corticosteroid injections for radiculopathy and spinal stenosis: a systematic review and meta-analysis // Ann. Intern. Med. 2015. Vol. 163, № 5. P. 373-381.

82. Christie K., Koshy D., Cheng C., Guo G.F., Martinez J.A., Duraikannu A., Zochodne D.W. Intraganglionic interactions between satellite cells and adult sensory neurons // Mol. Cell. Neurosci. 2015. Vol. 67. P. 1-12.

83. Chung M.K., Campbell J.N. Use of Capsaicin to Treat Pain: Mechanistic and Therapeutic Considerations // Pharmaceuticals (Basel). 2016. Vol. 9, № 4. Article no. 66. DOI: 10.3390/ph9040066.

84. Clapper J.R., Moreno-Sanz G., Russo R., Guijarro A., Vacondio F., Duranti A. Anandamide suppresses pain initiation through a peripheral endocannabinoid mechanism // Nat. Neurosci. 2010. Vol. 13, № 10. P. 1265-1270.

85. Clark A.K., Malcangio M. Microglial signalling mechanisms: Cathepsin S and Fractalkine // Exp. Neurol. 2012. Vol. 234, № 2. P. 283-292.

86. Clark A.K., Gruber-Schoffnegger D., Drdla-Schutting R., Gerhold K.J., Malcangio M., Sandkuhler J. Selective activation of microglia facilitates synaptic strength // J. Neurosci. 2015. Vol. 35, № 11. P. 4552-4570.

87. Clark A.K., Staniland A.A., Marchand F., Kaan T.K., McMahon S.B., Malcangio M. P2X7-dependent release of interleukin-1beta and nociception in the spinal cord following lipopolysaccharide // J. Neurosci. 2010. Vol. 30, № 2. P. 573-582.

88. Clark A.K., Old E.A., Malcangio M. Neuropathic pain and cytokines: Current perspectives // J. Pain Res. 2013. Vol. 6. P. 803-814.

89. Clarke L.E., Barres B.A. Emerging roles of astrocytes in neural circuit development // Nat. Rev. Neurosci. 2013. Vol. 14, № 5. P. 311-321.

90. Clayton P., Hill M., Bogoda N., Subah S., Venkatesh R. Palmitoylethanolamide: A Natural Compound for Health Management // Int. J. Mol. Sci. 2021. Vol. 22, № 10. Article no. 5305. DOI: 10.3390/ijms22105305.

91. Coffeen U., Lopez-Avila A., Ortega-Legaspi J.M., del Angel R., Lopez-Munoz F.J., Pellicer F. Dopamine receptors in the anterior insular cortex modulate long-term nociception in the rat // Eur. J. Pain. 2008. Vol. 12, № 5. P. 535-543.

92. Cohen S.P., Bicket M.C., Jamison D., Wilkinson I., Rathmell J.P. Epidural steroids: a comprehensive, evidence-based review // Reg. Anesth. Pain Med. 2013. Vol. 38, № 3. P. 175-200.

93. Colangelo A.M., Cirillo G., Lavitrano M.L., Alberghina L., Papa M. Targeting reactive astrogliosis by novel biotechnological strategies // Biotechnol. Adv. 2012. Vol. 30, № 1. P. 261-271.

94. Colloca L., Ludman T., Bouhassira D., Baron R., Dickenson A.H. Neuropathic pain // Nat. Rev. Dis. Primers. 2017. Vol. 3. Article no. 17002. DOI: 10.1038/nrdp.2017.2.

95. Contreras M.A., Greiner R.S., Chang M.C., Myers C.S., Salem Jr. N., Rapoport S.I. Nutritional deprivation of alpha-linolenic acid decreases but does not abolish turnover and availability of unacylated docosahexaenoic acid and docosahexaenoyl-CoA in rat brain // J. Neurochem. 2000. Vol. 75, № 6. P. 2392-2400.

96. Cragnolini A.B., Huang Y., Gokina P., Friedman W.J. Nerve growth factor attenuates proliferation of astrocytes via the p75 neurotrophin receptor // Glia. 2009. Vol. 57, № 13. P.1386-1392.

97. Crotti A., Ransohoff R.M. Microglial Physiology and Pathophysiology: Insights from Genome-wide Transcriptional Profiling // Immunity. 2016. Vol. 44, № 3. P. 505-515.

98. Cruccu G, Garcia-Larrea L., Hansson P., Keindl M., Lefaucheur J.-P., Paulus W., Taylor R., Tronnier V., Truini A., Attal N. EAN guidelines on central neurostimulation therapy in chronic pain conditions // Eur. J. Neurol. 2016. Vol. 23, № 10. P. 1489-1499.

99. Cserep C., Posfai B., Lenart N., Fekete R., Laszlo Z.I., Lele Z., Orsolits B., Molnar G., Heindl S., Schwarcz A.D. Microglia monitor and protect neuronal function through specialized somatic purinergic junctions // Science. 2020. Vol. 367, № 6477. P. 528537.

100. Davalos D., Grutzendler J., Yang G., Kim J.V., Zuo Y., Jung S., Littman D.R., Dustin M.L., Gan W.B. ATP mediates rapid microglial response to local brain injury in vivo // Nat. Neurosci. 2005. Vol. 8, № 6. P. 752-758.

101. Davis A. The dangers of NAIDS: Look both ways // Br. J. Gen. Pract. 2016. Vol. 66, № 645. P. 172-173.

102. De Ridder D., Plazier M., Kamerling N., Menovsky T., Vanneste S. Burst spinal cord stimulation for limb and back pain // World Neurosurg. 2013. Vol. 80, № 5. P. 642-649.

103. Deer T.R., Krames E., Mekhail N., Pope J., Leong M., Stanton-Hicks M., Golovac S., Kapural L., Alo K., Anderson J., Foreman R.D., Caraway D., Narouze S., Linderoth B., Buvanendran A., Feler C., Poree L., Lynch P., McJunkin T., Swing T., Staats P., Liem L., Williams K. The appropriate use of neurostimulation: new and evolving neurostimulation therapies and applicable treatment for chronic pain and selected disease states. Neuromodulation Appropriateness Consensus Committee // Neuromodulation. 2014. Vol. 17, № 6. P. 599-615.

104. Del Giorno R., Skaper S., Paladini A., Varrassi G., Coaccioli S. Palmitoylethanolamide in fibromyalgia: Results from prospective and retrospective observational studies // Pain Ther. 2015. Vol. 4, № 2. P. 169-178.

105. del Rey A., Apkarian A.V., Martina M., Besedovsky H.O. Chronic neuropathic pain-like behavior and brain-borne IL-1b // Ann. N Y Acad. Sci. 2012. Vol. 1262, № 1. P. 101 -107.

106. del Rey A., Yau H.J., Randolf A., Centeno M.V., Wildmann J., Martina M., Besedovsky H.O., Apkarian A.V. Chronic neuropathic pain-like behavior correlates with IL-1b expression and disrupts cytokine interactions in the hippocampus // Pain. 2011. Vol. 152, № 12. P.2827-2835.

107. Demant D.T., Lund K., Finnerup N.B., Vollert J., Maier C., Segerdahl M.S., Jensen T.S., Sindrup S.H. Pain relief with lidocaine 5% patch in localized peripheral neuropathic pain in relation to pain phenotype: a randomised, double-blind, and placebo-controlled, phenotype panel study // Pain. 2015. Vol. 156, № 11. P. 2234-2244.

108. Deng W., Aimone J.B., Gage F.H. New neurons and new memories: how does adult hippocampal neurogenesis affect learning and memory? // Nat. Rev. Neurosci. 2010. Vol. 11, № 5. P. 339-350.

109. Dervan A., Franchi A., Almeida-Gonzalez F.R., Dowling J.K., Kwakyi O.B., McCoy C.E., O'Brien F.J., Hibbitts A. Bio-material and Therapeutic Approaches for the Manipulation of Macrophage Phenotype in Peripheral and Central Nerve Repair //

Pharmaceutics. 2021. Vol. 13, № 12. Article no. 2161. DOI: 10.3390/pharmaceutics13122161.

110. Devane W., Hanus L., Breuer A., Pertwee R., Stevenson L., Griffin G. Isolation and structure of a brain constituent that binds to the cannabinoid receptor // Science. 1992. Vol. 258, № 5090. P. 1946-1949.

111. Domeniconi M., Filbin M.T. Overcoming inhibitors in myelin to promote axonal regeneration // J. Neurol. Sci. 2005. Vol. 233, № 1-2. P. 43-47.

112. Doya H., Ohtori S., Takahashi K., Aoki Y., Ino H., Takahashi Y. Extracellular signal-regulated kinase mitogen-activated protein kinase activation in the dorsal root ganglion (DRG) and spinal cord after DRG injury in rats // Spine. 2005. Vol. 30, № 20. P. 2252-2256.

113. Dubovy P., Jancalek R., Kubek K. Role of inflammation and cytokines in peripheral nerve regeneration // Int. Rev. Neurobiol. 2013. Vol. 108. P. 173-206.

114. Dworkin R.H., O'Connor A.B., Kent J., Mackey S.C., Raja S.N., Stacey B.R., Levy R.M., Backonja M., Baron R., Harke H., Loeser J.D., Treede R.D., Turk D C., Wells C.D. Interventional management of neuropathic pain: NeuPSIG recommendations // Pain. 2013. Vol. 154, № 11. P. 2249-2261.

115. Endo Y., Asanuma D., Namiki S., Sugihara K., Hirose K., Uemura A., Kubota Y., Miura T. Quantitative modeling of regular retinal microglia distribution // Sci. Rep. 2021. Vol. 11, № 1. Article no. 22671. DOI: 10.1038/s41598-021-01820-3.

116. Engelmann M.G., Redl C.V., Nikol S. Recurrent perivascular inflammation induced by lipopolysaccharide (endotoxin) results in the formation of atheromatous lesions In Vivo // Lab. Investig. 2004. Vol. 84, № 4. P. 425-432.

117. Eriksson N., Persson J., Svensson M., Arvidsson J., Molander C., Aldskogius H. A quantitative analysis of the microglial cell reaction in central primary sensory projection territories following peripheral nerve injury in the adult rat // Exp. Brain Res. 1993. Vol. 96, № 1. P. 19-27.

118. Esposito E., Cuzzocre S. Palmitoylethanolamide in homeostatic and traumatic central nervous system injuries // CNS Neurol. Disord. Drug Targets. 2013. Vol. 12, № 1. P. 55-61.

119. Farooqui, A.A. Studies on plasmalogen-selective phospholipase A2 in brain // Mol. Neurobiol. 2010. Vol. 41, № 2-3. P. 267-273.

120. Fellin T., Sul J.Y., D'Ascenzo M., Takano H., Pascual O., Haydon P.G. Bidirectional astrocyte-neuron communication: the many roles of glutamate and ATP // Novartis Found Symp. 2006. Vol. 276. P. 208-217.

121. Ferrante C.J., Leibovich S.J. Regulation of macrophage polarization and wound healing // Adv. Wound Care (New Rochelle). 2012. Vol. 1, № 1. P. 10-16.

122. Figueroa J.D., Cordero K., Serrano-Illan M., Almeyda A., Baldeosingh K., Almaguel F.G., De Leon M. Metabolomics uncovers dietary omega-3 fatty acid-derived metabolites implicated in anti-nociceptive responses after experimental spinal cord injury // Neuroscience. 2013. Vol. 255. P. 1-18.

123. Finnerup N.B., Attal N. Pharmacotherapy of neuropathic pain: time to rewrite the rulebook? // Pain Manag. 2016. Vol. 6, № 1. P. 1-3.

124. Finnerup N.B., Attal N., Haroutounian S., McNicol E., Baron R., Dworkin R.H., Gilron I., Haanpaa M., Hansson P., Jensen T.S., Kamerman P.R., Lund K., Moore A., Raja S.N., Rice A.S.C., Rowbotham M., Sena E., Siddall P., Smith B.H., Wallace M. Pharmacotherapy for neuropathic pain in adults: a systematic review and meta-analysis // Lancet Neurol. 2015. Vol. 14, № 2. P. 162-173.

125. Fiore N.T., Austin P.J. Glial-cytokine-neuronal adaptations in the ventral hippocampus of rats with affective behavioral changes following peripheral nerve injury // Neuroscience. 2018. Vol. 390. P. 119-140.

126. Foley J.C., McIver S.R., Haydon P.G. Gliotransmission modulates baseline mechanical nociception // Mol. Pain. 2011. Vol. 7. Article no. 93. DOI: 10.1186/1744-80697-93.

127. Franco R., Fernandez-Suarez D. Alternatively activated microglia and macrophages in the central nervous system // Prog. Neurobiol. 2015. Vol. 131. P. 65-86.

128. Freria C.M., Velloso L.A., Oliveira A.L. Opposing effects of Toll-like receptors 2 and 4 on synaptic stability in the spinal cord after peripheral nerve injury // J. Neuroinflamm. 2012. Vol. 9. Article no. 240. DOI: 10.1186/1742-2094-9-240.

129. Fuccio C., Luongo C., Capodanno P., Giordano C., Scafuro M.A., Siniscalco D., Lettieri B., Rossi F., Maione S., Berrino L. A single subcutaneous injection of ozone prevents allodynia and decreases the over-expression of pro-inflammatory caspases in the orbito-frontal cortex of neuropathic mice // Eur. J. Pharmacol. 2009. Vol. 603, № 1-3. P. 4249.

130. Galiano M., Liu Z.Q., Kalla R., Bohatschek M., Koppius A., Gschwendtner A., Xu S., Werner A., Kloss C.U., Jones L.L. Interleukin-6 (IL6) and cellular response to facial nerve injury: Effects on lymphocyte recruitment, early microglial activation and axonal outgrowth in IL6-deficient mice // Eur. J. Neurosci. 2001. Vol. 14, № 2. P. 327-341.

131. Gao X., Kim H.K., Chung J.M., Chung K. Enhancement of NMDA receptor phosphorylation of the spinal dorsal horn and nucleus gracilis neurons in neuropathic rats // Pain. 2005. Vol. 116, № 1-2. P. 62-72.

132. Garrison C.J., Dougherty P.M., Kajander K.C., Carlton S.M. Staining of glial fibrillary acidic protein (GFAP) in lumbar spinal cord increases following a sciatic nerve constriction injury // Brain Res. 1991. Vol. 565, № 1. P. 1-7.

133. Gheorghe R.O., Deftu A., Filippi A., Grosu A., Bica-Popi M., Chiritoiu M., Chiritoiu G., Munteanu C., Silvestro L., Ristoiu V. Silencing the Cytoskeleton Protein Iba1 (Ionized Calcium Binding Adapter Protein 1) Interferes with BV2 Micro-glia Functioning // Cell. Mol. Neurobiol. 2020. Vol. 40, № 6. P. 1011-1027.

134. Gillen C., Korfhage C., Muller H.W. Gene expression in nerve regeneration // Neuroscientist. 1997. Vol. 3, № 2. P. 112-122.

135. Gobbi G., Bambico F.R., Mangieri R., Bortolato M., Campolongo P., Solinas M. Antidepressant-like activity and modulation of brain monoaminergic transmission by blockade of anandamide hydrolysis // Proc. Natl. Acad. Sci. U S A. 2005. Vol. 102, № 51. P. 18620-18625.

136. Goldman N., Chen M., Fujita T., Xu Q., Peng W., Liu W., Jensen T.K., Pei Y., Wang F., Han X., Chen J.-F., Schnermann J., Takano T., Bekar L., Tieu K., Nedergaard M. Adenosine A1 receptors mediate local anti-nociceptive effects of acupuncture // Nat. Neurosci. 2010. Vol. 13, № 7. P. 883-888.

137. Gon9alves L., Silva R., Pinto-Ribeiro F., Pego J.M., Bessa J.M., Pertovaara A., Sousa N., Almeida A. Neuropathic pain is associated with depressive behaviour and induces neuroplasticity in the amygdala of the rat // Exp. Neurol. 2008. Vol. 213, № 1. P. 48-56.

138. Gordon G.R., Mulligan S.J., MacVicar B.A. Astrocyte control of the cerebrovasculature // Glia. 2007. Vol. 55, № 12. P. 1214-1221.

139. Gordon S., Taylor P.R. Monocyte and macrophage heterogeneity // Nat. Rev. Immunol. 2005. Vol. 5, № 12. P. 953-964.

140. Gordon T., Sulaiman O.A.R., Boyd J.G. Experimental strategies to promote functional recovery after peripheral nerve injuries // J. Peripher. Nerv. Syst. 2003. Vol. 8, № 4. P. 236-250.

141. Goshen I., Kreisel T., Ben-Menachem-Zidon O., Licht T., Weidenfeld J., BenHur T., Yirmiya R. Brain interleukin-1 mediates chronic stress-induced depression in mice via adrenocortical activation and hippocampal neurogenesis suppression // Mol. Psychiatry. 2008. Vol. 13, № 7. P. 717-728.

142. Gosselin R.D., Bebber D., Decosterd I. Upregulation of the GABAtransporterGAT-1 in the gracile nucleus in the spared nerve injury model of neuropathic pain // Neurosci. Lett. 2010. Vol. 480, № 2. P. 132-137.

143. Grace P.M., Hutchinson M.R., Maier S.F., Watkins L.R. Pathological pain and the neuroimmune interface // Nat. Rev. Immunol. 2014. Vol. 14, № 4. P. 217-231.

144. Grady E.F., Garland A.M., Gamp P.D., Lovett M., Payan D.G., Bunnett N.W. Delineation of the endocytic pathway of substance P and its seven-transmembrane domain NK1 receptor // Mol. Biol. Cell. 1995. Vol. 6, № 5. P. 509-524.

145. Gruber-Schoffnegger D., Drdla-Schutting R., Honigsperger C., Wunderbaldinger G., Gassner M., Sandkuhler J. Induction of thermal hyperalgesia and synaptic long-term potentiation in the spinal cord lamina I by TNF-alpha and IL-1beta is mediated by glial cells // J. Neurosci. 2013. Vol. 33, № 15. P. 6540-6551.

146. Guan Z., Kuhn J.A., Wang X., Colquitt B., Solorzano C., Vaman S., Guan A.K., Evans-Reinsch Z., Braz J., Devor M. Injured sensory neuron-derived CSF1 induces microglial proliferation and DAP12-dependent pain // Nat. Neurosci. 2016. Vol. 19, № 1. P. 94-101.

147. Guida F., Luongo L., Boccella S., Giordano M.E., Romano R., Bellini G., Manzo I., Furiano A., Rizzo A., Imperatore R., Iannotti F.A., D'Aniello E., Piscitelli F., Sca Rossi F., Cristino L., Di Marzo V., de Novellis V., Maione S. Palmitoylethanolamide induces microglia changes associated with increased migration and phagocytic activity: Involvement of the CB2 receptor // Sci. Rep. 2017. Vol. 7, № 1. Article no. 375. DOI: 10.1038/s41598-017-00342-1.

148. Guidi M., Rani A., Karic S., Severance B., Kumar A., Foster T.C. Contribution of N-methyl-D-aspartate receptors to attention and episodic spatial memory during senescence // Neurobiol. Learn. Mem. 2015. Vol. 125. P. 36-46.

149. Guindon J., Hohmann A.G. The Endocannabinoid System and Pain // CNS Neurol. Disord. Drug Targets. 2009. Vol. 8, № 6. P. 403-421.

150. Guo W., Wang H., Watanabe M., Shimizu K., Zou S., LaGraize S.C., Wei F., Dubner R., Ren K. Glial-cytokine-neuronal interactions underlying the mechanisms of persistent pain // J. Neurosci. 2007. Vol. 27, № 22. P. 6006-6018.

151. Hagedorn L., Paratore C., Brugnoli G., Baert J.L., Mercader N., Suter U. The Ets domain transcription factor Erm distinguishes rat satellite glia from Schwann cells and is regulated in satellite cells by neuregulin signaling // Dev. Biol. 2000. Vol. 219., № 1. P. 4458.

152. Haim B.L., Rowitch D.H. Functional diversity of astrocytes in neural circuit regulation // Nat. Rev. Neurosci. 2017. Vol. 18, № 1. P. 31-41.

153. Halassa M.M., Fellin T., Haydon P.G. The tripartite synapse: roles for gliotransmission in health and disease // Trends Mol. Med. 2007. Vol. 13, № 2. P. 54-63.

154. Hall S.M. Regeneration in cellular and acellular autografts in the peripheral nervous system // Neuropathol. Appl. Neurobiol. 1986. Vol. 12, № 1. P. 27-46.

155. Hamilton N., Vayro S., Kirchhoff F., Verkhratsky A., Robbins J., Gorecki D.C. Mechanisms of ATP and glutamate-mediated calcium signaling in white matter astrocytes // Glia. 2008. Vol. 56, № 7. P. 734-749.

156. Hanisch U.K. Microglia as a source and target of cytokines // Glia. 2002. Vol. 40, № 2. P. 140-155.

157. Hanz S., Perlson E., Willis D., Zheng J.Q., Massarwa R., Huerta J.J., Koltzenburg M., Kohler M., van-Minnen J., Twiss J.L., Fainzilber M. Axoplasmic importins enable retrograde injury signaling in lesioned nerve // Neuron. 2003. Vol. 40, № 6. P. 10951104.

158. Harrison J.K., Jiang Y., Chen S., Xia Y., Maciejewski D., McNamara R.K., Streit W.J., Salafranca M.N., Adhikari S., Thompson D.A. Role for neuronally derived fractalkine in mediating interactions between neurons and CX3CR1-expressing microglia // Proc. Natl. Acad. Sci. USA. 1998. Vol. 95, № 18. P. 10896-10901.

159. Haydon P.G. GLIA: listening and talking to the synapse // Nat. Rev. Neurosci. 2001. Vol. 2, № 3. P. 185-193.

160. Heide E.C., Bindila L., Post J.M., Malzahn D., Lutz B., Seele J., Ribes S. Prophylactic palmitoylethanolamide prolongs survival and decreases detrimental inflammation in aged mice with bacterial meningitis // Front. Immunol. 2018. Vol. 9. Article no. 2671. DOI: 10.3389/fimmu.2018.02671.

161. Hernandez-Rabaza V., Llorens-Martin M., Velázquez-Sánchez C., Ferragud A., Arcusa A., Gumus H.G., Gómez-Pinedo U., Pérez-Villalba A., Rosello J., Trejo J.L. Inhibition of adult hippocampal neurogenesis disrupts contextual learning but spares spatial working memory, long-term conditional rule retention and spatial reversal // Neuroscience. 2009. Vol. 159, № 1. P. 59-68.

162. Hesselink J.M.K. Evolution in pharmacologic thinking around the natural analgesic palmitoylethanolamide: From nonspecific resistance to PPAR-a agonist and effective nutraceutical // J. Pain Res. 2013. Vol. 6. P. 625-634.

163. Hesselink J.M.K., Kopsky D.J. Palmitoylethanolamide, a neutraceutical, in nerve compression syndromes: Efficacy and safety in sciatic pain and carpal tunnel syndrome // J. Pain Res. 2015. Vol. 8. P. 729-734.

164. Hill M.N., McLaughlin R.J., Bingham B., Shrestha L., Lee T.T.Y., Gray J.M. Endogenous cannabinoid signaling is essential for stress adaptation // Proc. Natl. Acad. Sci. 2010. Vol. 107, № 20. P. 9406-9411.

165. Hill M.N., McLaughlin R.J., Morrish A.C., Viau V., Floresco S.B., Hillard C.J. Suppression of amygdalar endocannabinoid signaling by stress contributes to activation of the hypothalamic-pituitary-adrenal axis // Neuropsychopharmacology. 2009. Vol. 34, № 13. Article no. 2733. DOI: 10.1038/npp.2009.114.

166. Hohmann A.G., Suplita R.L., Bolton N.M., Neely M.H., Fegley D., Mangieri R. An endocannabinoid mechanism for stress-induced analgesia // Nature. 2005. Vol. 435, № 7045. P. 1108-1112.

167. Holness C.L., Simmons D.L. Molecular cloning of CD68, a human macrophage marker related to lysosomal glycoproteins // Blood. 1993. Vol. 81, № 6. P. 16071613.

168. Holscher C. Nitric oxide, the enigmatic neuronal messenger: its role in synaptic plasticity // Trends Neurosci. 1997. Vol. 20, № 7. P. 298-303.

169. Honore P., Chapman V., Buritova J., Besson J.M. Reduction of carrageenin oedema, the associated c-Fos expression in the rat lumbar spinal cord by nitric oxide synthase inhibitor // Br. J. Pharmacol. 1995. Vol. 114, № 1. P. 77-84.

170. Horch K.W., Lisney S.J.W. On the number and nature of regenerating myelinated axons after lesions of cutaneous nerves in the cat // J. Physiol. 1981. Vol. 313. P. 275-286.

171. Howlett A.C., Mukhopadhyay S. Cellular signal transduction by AEA and 2 arachidonoylglycerol // Chem. Phys. Lipids. 2000. Vol. 108, № 1-2. P. 53-70.

172. Howlett A.C. Cannabinoid receptor signaling // Handb. Exp. Pharmacol. 2005. Vol. 168, № 168. P. 53-79.

173. Hoyer D., Bartfai T. Neuropeptides and neuropeptide receptors: drug targets, and peptide and non-peptide ligands: a tribute to Prof. Dieter Seebach // Chem. Biodivers. 2012. Vol. 9, № 11. P. 2367-2387.

174. Hu P., Bembrick A.L., Keay K.A., McLachlan E.M. Immune cell involvement in dorsal root ganglia and spinal cord after chronic constriction or transection of the rat sciatic nerve // Brain Behav. Immun. 2007. Vol. 21, № 5. P. 599-616.

175. Hu K., Sonti S., Glaser S.T., Duclos Jr R.I., Gatley S.J. Brain uptake and metabolism of the endocannabinoid anandamide labeled in either the arachidonoyl or ethanolamine moiety // Nucl. Med. Biol. 2017. Vol. 45. P. 43-50.

176. Huang B., Zdora I., de Buhr N., Eikelberg D., Baumgartner W., Leitzen E. Phenotypical changes of satellite glial cells in a murine model of GM1-gangliosidosis // J. Cell. Mol. Med. 2022. Vol. 26, № 2. P. 527-539.

177. Huber A.B., Kolodkin A.L., Ginty D.D., Cloutier J.F. Signaling at the growth cone: ligand-receptor complexes and the control of axon growth and guidance // Annu. Rev. Neurosci. 2003. Vol. 26. P. 509-563.

178. Huck N.A., Siliezar-Doyle J., Haight E.S., Ishida R., Forman T.E., Wu S., Shen H., Takemura Y., Clark J.D., Tawfik V.L. Temporal contribution of myeloid-lineage TLR4 to the transition to chronic pain: A focus on sex differences // J. Neurosci. 2021. Vol. 41, № 19. P. 4349-4365.

179. Ide C. Peripheral nerve regeneration // Neurosci. Res. 1996. Vol. 25, № 2. P. 101 -121.

180. Ikeda R., Takahashi Y., Inoue K., Kato F. NMDA receptor-independent synaptic plasticity in the central amygdala in the rat model of neuropathic pain // Pain. 2007. Vol. 127, № 1-2. P. 161-172.

181. Inoue K., Tsuda M. Microglia and neuropathic pain // Glia. 2009. Vol. 57, № 14. P.1469-1479.

182. Inoue K. The function of microglia through purinergic receptors: neuropathic pain and cytokine release // Pharmacol. Ther. 2006. Vol. 109, № 1-2. P. 210-226.

183. Ishiyama T., Tokuda K., Ishibashi T., Ito A., Toma S., Ohno Y. Lurasidone (SM-13496), a novel atypical antipsychotic drug, reverses MK-801-induced impairment of learning and memory in the rat passive-avoidance test // Eur. J. Pharmacol. 2007. Vol. 572, № 2-3. P. 160-170.

184. Ito T., Ikeda K., Tomita K., Yokoyama S. Interleukin-6 upregulates the expression of PMP22 in cultured rat Schwann cells via a JAK2-dependent pathway // Neurosci. Lett. 2010. Vol. 472, № 2. P. 104-108.

185. Jaako-Movits K., Zharkovsky T., Romantchik O., Jurgenson M., Merisalu E., Heidmets L.T., Zharkovsky A. Developmental lead exposure impairs contextual fear conditioning and reduces adult hippocampal neurogenesis in the rat brain // Int. J. Dev. Neurosci. 2005. Vol. 23, № 7. P. 627-635.

186. Jenq C. B., Coggeshall R. E. Numbers of regenerating axons in parent and tributary peripheral nerves in the rat // Brain Research. 1985. Vol. 326, № 1. P. 27-40.

187. Jensen T.S., Finnerup N.B. Allodynia and hyperalgesia in neuropathic pain: clinical manifestations and mechanisms // Lancet Neurol. 2014. Vol. 13, № 9. P. 924-935.

188. Jeong Y., Holden J.E. The role of spinal orexin-1 receptors in posterior hypothalamic modulation of neuropathic pain // Neuroscience. 2009. Vol. 159, № 4. P. 14141421.

189. Jessen K.R., Mirsky R. The origin and development of glial cells in peripheral nerves // Nat. Rev. Neurosci. 2005. Vol. 6, № 9. P. 671-682.

190. Jetten N., Verbruggen S., Gijbels M.J., Post M.J., De Winther M.P., Donners M.M. Anti-inflammatory M2, but not proinflammatory M1 macrophages promote angiogenesis in vivo // Angiogenesis. 2014. Vol. 17, № 1. P. 109-118.

191. Ji R.R., Berta T., Nedergaard M. Glia and pain: is chronic pain a gliopathy? // Pain. 2013. Vol. 154. P. 10-28.

192. Ji R.R., Kohno T., Moore K.A., Woolf C.J. Central sensitization and LTP: do pain and memory share similar mechanisms? // Trends Neurosci. 2003. Vol. 26, № 12. P. 696-705.

193. Ji R.R., Xu Z.Z., Wang X., Lo E.H. Matrix metalloprotease regulation of neuropathic pain // Trends Pharmacol. Sci. 2009. Vol. 30, № 7. P. 336-340.

194. Ji R.R., Donnelly C.R., Nedergaard M. Astrocytes in chronic pain and itch // Nat. Rev. Neurosci. 2019. Vol. 20, № 11. P. 667-685.

195. Jiang J., Yan M., Lv Q., Cheng C., Li X., Guo Z., Tao T., Shen A. Inhibition of nitric oxide-induced nuclear localization of CAPON by NMDA receptor antagonist in cultured rat primary astrocytes // Neurochem. Int. 2010. Vol. 56, № 4. P. 561-568.

196. Jin S.X., Zhuang Z.Y., Woolf C.J., Ji R.R. p38 mitogen-activated protein kinase is activated after a spinal nerve ligation in spinal cord microglia and dorsal root ganglion neurons and contributes to the generation of neuropathic pain // J. Neurosci. 2003. Vol. 23, № 10. P. 4017-4022.

197. Kano M., Ohno-Shosaku T., Hashimotodani Y., Uchigashima M., Watanabe M. Endocannabinoid-Mediated Control of Synaptic Transmission // Physiol. Rev. 2009. Vol. 89, № 1. P. 309-380.

198. Katakura M., Hashimoto M., Shahdat H.M., Gamoh S., Okui T., Matsuzaki K., Shido O. Docosahexaenoic acid promotes neuronal differentiation by regulating basic helix-loop-helix transcription factors and cell cycle in neural stem cells // Neuroscience. 2009. Vol. 160, № 3. P. 651-660.

199. Kathuria S., Gaetani S., Fegley D., Valino F., Duranti A., Tontini A. Modulation of anxiety through blockade of anandamide hydrolysis // Nat. Med. 2002. Vol. 9, № 1. P. 76-81.

200. Katona I., Freund T.F. Multiple functions of endocannabinoid signaling in the brain // Annu. Rev. Neurosci. 2012. Vol. 35. P. 529-558.

201. Kawasaki Y., Xu Z.Z., Wang X., Park J.Y., Zhuang Z.Y., Tan P.H., Gao Y.J., Roy K., Corfas G., Lo E.H. Distinct roles of matrix metalloproteases in the early- and late-phase development of neuropathic pain // Nat. Med. 2008a. Vol. 14, № 3. P. 331-336.

202. Kawasaki Y., Zhang L., Cheng J.K., Ji R.R. Cytokine mechanisms of central sensitization: distinct and overlapping role of interleukin-1ß, interleukin-6, and tumor necrosis factor-a in regulating synaptic and neuronal activity in the superficial spinal cord // J. Neurosci. 2008b. Vol. 28, № 20. P. 5189-5194.

203. Keifer O.P. Jr., Riley J.P., Boulis N.M. Deep brain stimulation for chronic pain: intracranial targets, clinical outcomes, and trial design considerations // Neurosurg. Clin. N. Am. 2014. Vol. 25, № 4. P. 671-692.

204. Kharebava G., Rashid M.A., Lee J.W., Sarkar S., Kevala K., Kim H.Y. N-docosahexaenoylethanolamine regulates Hedgehog signaling and promotes growth of cortical axons // Biol Open. 2015. Vol. 4, № 12. P. 1660-1670.

205. Kiguchi N., Maeda T., Kobayashi Y., Fukazawa Y., Kishioka S. Macrophage inflammatory protein-1alpha mediates the development of neuropathic pain following peripheral nerve injury through interleukin-1beta up-regulation // Pain. 2010. Vol. 149, № 2. P.305-315.

206. Kim D.S., Figueroa K.W., Li K.-W., Boroujerdi A., Yolo T., Luo ZD. Profiling of dynamically changed gene expression in dorsal root ganglia post peripheral nerve injury and a critical role of injury-induced glial fibrillary acidic protein in maintenance of pain behaviors [corrected] // Pain. 2009. Vol. 143, № 1-2. P. 114-122.

207. Kim H.Y., Moon H.S., Cao D., Lee J., Kevala K., Jun S.B. N-Docosahexaenoylethanolamide promotes development of hippocampal neurons // Biochem. J. 2011a. Vol. 435, № 2. P. 327-336.

208. Kim H.Y., Park C.K., Cho I.H., Jung S.J., Kim J.S., Oh SB. Differential changes in TRPV1 expression after trigeminal sensory nerve injury // J. Pain. 2008. Vol. 9, № 3. P. 280-288.

209. Kim H.Y., Spector A.A., Xiong Z.M. A synaptogenic amide N-docosahexaenoylethanolamide promotes hippocampal development // Prostaglandins Other Lipid Mediat. 2011b. Vol. 96, № 1-4. P. 114-120.

210. Kim H.Y., Spector A.A. N-Docosahexaenoylethanolamine: A neurotrophic and neuroprotective metabolite of docosahexaenoic acid // Mol. Aspects Med. 2018. Vol. 64. P. 34-44.

211. Kim H.Y., Spector A.A. Synaptamide, endocannabinoid-like derivative of docosahexaenoic acid with cannabinoid-independent function // Prostaglandins Leukot. Essent. Fatty Acids. 2013. Vol. 88, № 1. P. 121-125.

212. Kim D., Kim M.A., Cho I.-H., Kim M.S., Lee S., Jo E.-K., Choi S.-Y., Park K., Kim J.S., Akira S. A critical role of toll-like receptor 2 in nerve injury-induced spinal cord glial cell activation and pain hypersensitivity // J. Biol. Chem. 2007. Vol. 282, № 20. P. 14975-14983.

213. Kiss J.P. Role of nitric oxide in the regulation of monoaminergic neurotransmission // Brain Res. Bull. 2000. Vol. 52, № 6. P. 459-466.

214. Kocsis J.D., Waxman S.G. Ionic channel organization of normal and regenerating mammalian axons // Prog. Brain Res. 1987. Vol. 71. P. 89-101.

215. Kodama D., Ono H., Tanabe M. Increased hippocampal glycine uptake and cognitive dysfunction after peripheral nerve injury // Pain. 2011. Vol. 152, № 4. P. 809-817.

216. Kohno K., Kitano J., Kohro Y., Tozaki-Saitoh H., Inoue K., Tsuda M. Temporal kinetics of microgliosis in the spinal dorsal horn after peripheral nerve injury in rodents // Biol. Pharm. Bull. 2018. Vol. 41, № 7. P. 1096-1102.

217. Konishi H., Kiyama H. Microglial TREM2/DAP12 Signaling: A Double-Edged Sword in Neural Diseases // Front. Cell. Neurosci. 2018. Vol. 12. Article no. 206. DOI: 10.3389/fncel.2018.00206.

218. Kourosh-Arami M., Hosseini N., Mohsenzadegan M., Komaki A., Joghataei M.T. Neurophysiologic implications of neuronal nitric oxide synthase // Rev. Neurosci. 2020. Vol. 31, № 6. P. 617-636.

219. Krames E.S. The role of the dorsal root ganglion in the development of neuropathic pain // Pain Med. 2014. Vol. 15, № 10. P. 1669-1685.

220. Kremer M., Becker L.J., Barrot M., Yalcin I. How to study anxiety and depression in rodent models of chronic pain? // Eur. J. Neurosci. 2020. Vol. 53, № 1. P. 236270.

221. Kuboyama K., Tsuda M., Tsutsui M., Toyohara Y., Tozaki-Saitoh H., Shimokawa H., Yanagihara N., Inoue K. Reduced spinal microglial activation and neuropathic pain after nerve injury in mice lacking all three nitric oxide synthases // Mol. Pain. 2011. Vol. 7. Article no. 50. DOI: 10.1186/1744-8069-7-50.

222. Kuehl F.A., Jacob T.A., Ganley O.H., Ormond R.E., Meisinger M AP. The identification of N-(2-hydroxyethyl)-palmitamide as a naturally occurring anti-inflammatory agent // J. Am. Chem. Soc. 1957. Vol. 79. P. 5577-5578.

223. Kumar K., Taylor R.S., Jacques L., Eldabe S., Meglio M., Molet J., Thomson S., O'Callaghan J., Eisenberg E., Milbouw G., Buchser E., Fortini G., Richardson J., North R.B. Spinal cord stimulation versus conventional medical management for neuropathic pain: a multicentre randomised controlled trial in patients with failed back surgery syndrome // Pain. 2007. Vol. 132. № 1-2. P. 179-188.

224. Kumar K., Taylor R.S., Jacques L., Eldabe S., Meglio M., Molet J., Thomson S., O'Callaghan J., Eisenberg E., Milbouw G., Buchser E., Fortini G., Richardson J., North R.B. The effects of spinal cord stimulation in neuropathic pain are sustained: a 24-month follow-up of the prospective randomized controlled multicenter trial of the effectiveness of spinal cord stimulation // Neurosurgery. 2008. Vol. 63, № 4. P. 762-770.

225. Kumar A., Foster T.C. Linking redox regulation of NMDAR synaptic function to cognitive decline during aging // J. Neurosci. 2013. Vol. 33, № 40. P. 15710-15715.

226. LaBuda C.J., Cutler T.D., Dougherty P.M., Fuchs P.N. Mechanical and thermal hypersensitivity develops following kainate lesion of the ventral posterior lateral thalamus in rats // Neurosci. Lett. 2000. Vol. 290. № 1. P. 79-83.

227. Lakhan S.E., Velasco D.N., Tepper D. Botulinum toxin-A for painful diabetic neuropathy: a meta-analysis // Pain Med. 2015. Vol. 16. № 9. P. 1773-1780.

228. Lan L., Yuan H., Duan L., Cao R., Gao B., Shen J., Xiong Y., Chen L.W., Rao Z.R. Blocking the glial function suppresses subcutaneous formalin-induced nociceptive behavior in the rat // Neurosci. Res. 2007. Vol. 57, № 1. P. 112-119.

229. Latyshev N.A., Ermolenko E.V., Kasyanov S.P. Concentration and purification of polyunsaturated fatty acids from squid liver processing wastes // Eur. J. Lipid Sci. Technol. 2014. Vol. 116. P. 1608-1613.

230. Le Douarin N., Dulac C., Dupin E., Cameron-Curry P. Glial cell lineages in the neural crest // Glia. 1991. Vol. 4, № 2. P. 175-184.

231. Lee H.-L., Lee K.-M., Son S.-J., Hwang S.-H., Cho H.-J. Temporal expression of cytokines and their receptors mRNAs in a neuropathic pain model // Neuroreport. 2004. Vol. 15, № 18. P. 2807-2811.

232. Lee J.W., Huang B.X., Kwon H., Rashid M.A., Kharebava G., Desai A. Orphan GPR110 (ADGRF1) targeted by N-docosahexaenoylethanolamine in development of neurons and cognitive function // Nat. Commun. 2016. Vol. 7. Article no. 13123. DOI: 10.1038/ncomms13123.

233. Lee K.-M., Jeon S.-M., Cho H.-J. Interleukin-6 induces microglial CX3CR1 expression in the spinal cord after peripheral nerve injury through the activation of p38 MAPK // Eur. J. Pain. 2010. Vol. 14, № 7. Article no. 682. DOI: 10.1016/j.ejpain.2009.10.017.

234. Lefaucheur J.P., Antal A., Ayache S.S., Benninger D.H., Brunelin J., Cogiamanian F., Cotelli M., De Ridder D., Ferrucci R., Langguth B., Marangolo P., Mylius V., Nitsche M.A., Padberg F., Palm U., Poulet E., Priori A., Rossi S., Schecklmann M., Vanneste S., Ziemann U., Garcia-Larrea L., Paulus W. Evidence-based guidelines on the therapeutic use of transcranial direct current stimulation (tDCS) // Clin. Neurophysiol. 2016b. Vol. 128, № 1. P. 56-92.

235. Lefaucheur J.P. Cortical neurostimulation for neuropathic pain: state of the art and perspectives // Pain. 2016a. Vol. 157. P. S81-S89.

236. Leishman E., Mackie K., Luquet S., Bradshaw H.B. Lipidomic profile of a NAPEPLD KO mouse provides evidence for a broader role of this enzyme in lipid metabolism in the brain // Biochim. Biophys. Acta. 2016. Vol. 1861. P. 491-500.

237. Leonard C.S., Michaelis E.K., Mitchell K.M. Activity-dependent nitric oxide concentration dynamics in the laterodorsal tegmental nucleus in vitro // J. Neurophysiol. 2001. Vol. 86, № 5. P. 2159-2172.

238. Liaw W.J., Stephens R.L. Jr, Binns B.C., Chu Y., Sepkuty J.P., Johns R.A., Rothstein J.D., Tao Y.-X. Spinal glutamate uptake is critical for maintaining normal sensory transmission in rat spinal cord // Pain. 2005. Vol. 115, № 1-2. P. 60-70.

239. Liem L., Russo M., Huygen F.J.P.M., Van Buyten J.-P., Smet I., Verrills P., Cousins M., Brooker C., Levy R., Deer T., Kramer J. One-year outcomes of spinal cord stimulation of the dorsal root ganglion in the treatment of chronic neuropathic pain // Neuromodulation. 2015. Vol. 18, № 1. P. 41-48.

240. Lim H., Lee J., You B., Oh JH., Mok HJ., Kim YS., Yoon BE., Kim B.G., Back S.K., Park J.S. GT 1b functions as a novel endogenous agonist of toll-like receptor 2 inducing neuropathic pain // EMBO J. 2020. Vol. 39, № 6. Article no. e102214. DOI: 10.15252/embj.2019102214.

241. Lindwall C., Kanje M. Retrograde axonal transport of JNK signaling molecules influence injury induced nuclear changes in p-c-Jun and ATF3 in adult rat sensory neurons // Mol. Cell. Neurosci. 2005. Vol. 29, № 22. P. 269-282.

242. Linnartz B., Bodea L.-G., Neumann H. Microglial carbohydrate-binding receptors for neural repair // Cell Tissue Res. 2012. Vol. 349, № 1. P. 215-227.

243. Liu C.-C., Gao Y.-J., Luo H., Berta T., Xu Z.-Z., Ji R.-R., Tan P.-H. Interferon alpha inhibits spinal cord synaptic and nociceptive transmission via neuronal-glial interactions // Sci. rep. 2016a. Vol. 6. Article no. 34356. DOI: 10.1038/srep34356.

244. Liu M.G., Chen J. Roles of the hippocampal formation in pain information processing // Neurosci. Bull. 2009. Vol. 25, № 5. P. 237-266.

245. Liu Q., Zhou Y.H., Yang Z.Q. The cytokine storm of severe influenza and development of immunomodulatory therapy // Cell. Mol. Immunol. 2016b. Vol. 13, № 1. P. 3-10.

246. Lo J.C., Huang W.C., Chou Y.C., Tseng C.H., Lee W.L., Sun S.H. Activation of P2X(7) receptors decreases glutamate uptake and glutamine synthetase activity in RBA-2 astrocytes via distinct mechanisms // J. Neurochem. 2008. Vol. 105, № 1. P. 151-164.

247. Loi E.S., Pontis A., Cofelice V., Pirarba S., Fais M.F., Daniilidis A., Melis I., Paoletti A.M., Angioni S. Effect of ultramicronized palmitoylethanolamide and co-micronized palmitoylethanolamide/polydatin on chronic pelvic pain and quality of life in endometriosis patients: An open-label pilot study // Int. J. Womens Health. 2019. Vol. 11. P. 443-449.

248. Long D M., BenDebba M., Torgerson W.S., Boyd R.J., Dawson E.G., Hardy R.W., Robertson J.T., Sypert G.W., Watts C. Persistent back pain and sciatica in the United States: patient characteristics // J. Spinal Disord. 1996. Vol. 9, № 1. P. 40-58.

249. Loria F., Petrosino S., Mestre L., Spagnolo A., Correa F., Hernangomez M., Docagne F. Study of the regulation of the endocannabinoid system in a virus model of multiple sclerosis reveals a therapeutic effect of palmitoylethanolamide // Eur. J. Neurosci. 2008. Vol. 28, № 4. P. 633-641.

250. Lovick T.A. Pro-nociceptive action of cholecystokinin in the periaqueductal grey: a role in neuropathic and anxiety-induced hyperalgesic states // Neurosci. Biobehav. Rev. 2008. Vol. 32, № 4. P. 852-862.

251. Luo Z.D., Cizkova D. The role of nitric oxide in nociception // Curr Rev Pain. 2000. Vol. 4, № 6. P. 459-466.

252. Luo Z.D., Chaplan S.R., Higuera E.S., Sorkin L.S., Stauderman K.A., Williams M.E., Yaksh T.L. Upregulation of dorsal root ganglion a25 calcium channel subunit and its correlation with allodynia in spinal nerve-injured rats // J Neurosci. 2001. Vol. 21, № 6. P. 1868-1875.

253. Maccarrone M., Bab I., Biro T., Cabral G.A., Dey S.K., Di Marzo V. Endocannabinoid signaling at the periphery: 50 years after THC // Trends Pharmacol. Sci. 2015. Vol. 36, № 5. P. 277-296.

254. Mackinnon S.E., Dellon A.L., O'Brien J.P. Changes in nerve fiber numbers distal to a nerve repair in the rat sciatic nerve model // Muscle Nerve. 1991. Vol. 14, № 11. P. 1116-1122.

255. Magotti P., Bauer I., Igarashi M., Babogoli M., Marotta R., Piomelli D., Garau G. 2015. Structure of human N-acylphosphatidylethanolamine-hydrolyzing phospholipase D: regulation of fatty acid ethanolamide biosynthesis by bile acids // Structure. Vol. 23, № 3. P. 598-604.

256. Mahar M., Cavalli V. Intrinsic mechanisms of neuronal axon regeneration // Nat. Rev. Neurosci. 2018. Vol. 19, № 6. P. 323-337.

257. Manca A., Kumar K., Taylor R.S., Jacques L., Eldabe S., Meglio M., Molet J., Thomson S., O'Callaghan J., Eisenberg E., Milbouw G., Buchser E., Fortini G., Richardson J., Taylor R.J., Goeree R., Sculpher M.J. Quality of life, resource consumption and costs of spinal cord stimulation versus conventional medical management in neuropathic pain patients with failed back surgery syndrome (PROCESS trial) // Eur. J. Pain. 2008. Vol. 12, № 8. P. 1047-1058.

258. Mantovani A., Sica A., Sozzani S., Allavena P., Vecchi A., Locati M. The chemokine system in diverse forms of macrophage activation and polarization // Trends Immunol. 2004. Vol. 25, № 12. P. 677-686.

259. Mantovani A., Sozzani S., Locati M., Allavena P., Sica A. Macrophage polarization: tumor-associated macrophages as a paradigm for polarized M2 mononuclear phagocytes // Trends Immunol. 2002. Vol. 23, № 11. P. 549-555.

260. Mantovani A., Biswas S.K., Galdiero M.R., Sica A., Locati M. Macrophage plasticity and polarization in tissue repair and remodeling // J. Pathol. 2013. Vol. 229, № 2. P. 176-185.

261. Manzhulo I., Manzhulo O., Tyrtyshnaia A., Ponomarenko A., Konovalova S., Ermolenko E., Milkina E., Starinets A. Modulation of hippocampal astroglial activity by synaptamide in rats with neuropathic pain // Brain Sci. 2021. Vol. 11, № 12. Article no. 1561. DOI: 10.3390/brainsci11121561.

262. Manzhulo I.V., Ogurtsova O.S., Kipryushina Yu.O., Latyshev N.A., Kasyanov S.P., Dyuizen I.V., Tyrtyshnaia A.A. Neuron-astrocyte interactions in spinal cord dorsal horn in neuropathic pain development and docosahexaenoic acid therapy // J Neuroimmunol. 2016. Vol. 298. P. 90-97.

263. Marini I., Bartolucci M.L., Bortolotti F., Gatto M.R., Bonetti G.A. Palmitoylethanolamide versus a nonsteroidal anti-inflammatory drug in the treatment of temporomandibular joint inflammatory pain // J. Orofac. Pain. 2012. Vol. 26, № 2. P. 99-104.

264. Marsch R., Foeller E., Rammes G., Bunck M., Kossl M., Holsboer F., Wotjak C.T. Reduced anxiety, conditioned fear, and hippocampal long-term potentiation in transient receptor potential vanilloid type 1 receptor-deficient mice // J. Neurosci. 2007. Vol. 27, № 4. P. 832-839.

265. Martinez F.O., Sica A., Mantovani A., Locati M. Macrophage activation and polarization. Front. Biosci. 2008. Vol. 13 P. 453-461.

266. Martinez-Lorenzana G., Espinosa-Lopez L., Carranza M., Aramburo C., Paz-Tres C., Rojas-Piloni G., Condes-Lara M. PVN electrical stimulation prolongs withdrawal latencies and releases oxytocin in cerebrospinal fluid, plasma, and spinal cord tissue in intact and neuropathic rats // Pain. 2008. Vol. 140, № 2. P. 265-273.

267. Martini R., Schachner M., Brushart T.M. The L2/HNK-1 carbohydrate is preferentially expressed by previously motor axon-associated Schwann cells in reinnervated peripheral nerves // J. Neurosci. 1994. Vol. 14, № 11. P. 7180-7191.

268. Mashaghi A., Marmalidou A., Tehrani M., Grace P.M., Pothoulakis C., Dana R. Neuropeptide Substance P and the Immune Response // Cell. Mol. Life Sci. 2016. Vol. 73, № 22. P.4249-4264.

269. McMahon S.B., Malcangio M. Current challenges in glia-pain biology // Neuron. 2009. Vol. 64, № 1. P. 46-54.

270. Meijerink J., Plastina P., Vincken J.P., Poland M., Attya M., Balvers M., Gruppen H., Gabriele B., Witkamp R.F. The ethanolamide metabolite of DHA, docosahexaenoylethanolamine, shows immunomodulating effects in mouse peritoneal and RAW264.7 macrophages: evidence for a new link between fish oil and inflammation // Br. J. Nutr. 2011. Vol. 105, № 12. P. 1798-1807.

271. Meijerink J., Poland M., Balvers M.G., Plastina P., Lute C., Dwarkasing J., van Norren K., Witkamp R.F. Inhibition of COX-2-mediated eicosanoid production plays a major role in the anti-inflammatory effects of the endocannabinoid N-docosahexaenoylethanolamine (DHEA) in macrophages // Br. J. Pharmacol. 2015. Vol. 172, № 1. P. 24-37.

272. Meijerink J., Balvers M., Witkamp R. N-acyl amines of docosahexaenoic acid and other n-3 polyunsatured fatty acids-from fishy endocannabinoids to potential leads // Br. J. Pharmacol. 2013. Vol. 169, № 4. P. 772-783.

273. Melzack R., Wall P.D. Pain mechanisms: a new theory // Science. 1965. Vol. 150, № 3699. P. 971-979.

274. Milligan E.D., Watkins L.R. Pathological and protective roles of glia in chronic pain // Nat. Rev. Neurosci. 2009. Vol. 10, № 1. P. 23-36.

275. Moore K.J., Freeman M.W. Scavenger receptors in atherosclerosis: beyond lipid uptake // Arterioscler. Thromb. Vasc. Biol. 2006. Vol. 26, № 8. P. 1702-1711.

276. Morena M., Roozendaal B., Trezza V., Ratano P., Peloso A., Hauer D. Endogenous cannabinoid release within prefrontal-limbic pathways affects memory consolidation of emotional training // Proc. Natl. Acad. Sci. 2014. Vol. 111, № 51. P. 1833318338.

277. Moriguchi T., Greiner R.S., Salem N. Jr. Behavioral deficits associated with dietary induction of decreased brain docosahexaenoic acid concentration // J. Neurochem. 2000. Vol. 75, № 6. P. 2563-2573.

278. Morin N., Owolabi S.A., Harty M.W., Papa E.F., Tracy T.F. Jr, Shaw S.K. Neutrophils invade lumbar dorsal root ganglia after chronic constriction injury of the sciatic nerve // J. Neuroimmunol. 2007. Vol. 184, № 1-2. P. 164-171.

279. Msheik Z., El Massry M., Rovini A., Billet F., Desmouliere A. The macrophage: a key player in the pathophysiology of peripheral neuropathies // J. Neuroinflammation. 2022. Vol. 19, № 1. Article no. 97. DOI: 10.1186/s12974-022-02454-6.

280. Mueller B.K. Growth cone guidance: first steps towards a deeper understanding // Annu. Rev. Neurosci. 1999. Vol. 22. P. 351-388.

281. Mukherjee P., Cinelli M.A., Kang S., Silverman R.B. Development of nitric oxide synthase inhibitors for neurodegeneration and neuropathic pain // Chem. Soc. Rev. 2014. Vol. 43, № 19. P. 6814-6838.

282. Mukhopadhyay G., Doherty P., Walsh F.S., Crocker P.R., Filbin M.T. A novel role for myelin-associated glycoprotein as an inhibitor of axonal regeneration // Neuron. 1994. Vol. 13, № 3. P. 757-767.

283. Munro S., Thomas K.L., Abu-Shaar M. Molecular characterization of a peripheral receptor for cannabinoids // Nature. 1993. Vol. 365, № 6441. P. 61-65.

284. Murakami T., Kanchiku T., Suzuki H., Imajo Y., Yoshida Y., Nomura H., Cui D., Ishikawa T., Ikeda E., Taguchi T. Anti-interleukin-6 receptor antibody reduces neuropathic pain following spinal cord injury in mice // Exp. Ther. Med. 2013. Vol. 6, № 5. P. 1194-1198.

285. Murphy P., Topilko P., Schneider-Maunoury S., Seitanidou T., Baron-Van Evercooren A., Charnay P. The regulation of Krox-20 expression reveals important steps in the control of peripheral glial cell development // Development. 1996. Vol. 122, № 9. P. 2847-2857.

286. Mutso A.A., Radzicki D., Baliki M.N., Huang L., Banisadr G., Centeno M.V., Radulovic J., Martina M., Miller R.J., Apkarian A.V. Abnormalities in hippocampal functioning with persistent pain // J. Neurosci. 2012. Vol. 32, № 17. P. 5747-5756.

287. Nakamoto K., Nishinaka T., Mankura M., Fujita-Hamabe W., Tokuyama S. Antinociceptive effects of docosahexaenoic acid against various pain stimuli in mice // Biol. Pharm. Bull. 2010. Vol. 33, № 6. P. 1070-1072.

288. Nakamura Y., Izumi H., Shimizu T., Hisaoka-Nakashima K., Morioka N., Nakata Y. Volume transmission of substance P in striatum induced by intraplantar formalin injection attenuates nociceptive responses via activation of the neurokinin 1 receptor // J. Pharmacol. Sci. 2013. Vol. 121, № 4. P. 257-271.

289. Nam Y., Kim J.-H., Kim J.-H., Jha M.K., Jung J.Y., Lee M.-G., Choi I.-S, Jang I.-S., Lim D.G., Hwang S.-H., Cho H.-J., Suk K. Reversible Induction of Pain Hypersensitivity following Optogenetic Stimulation of Spinal Astrocytes // Cell Rep. 2016. Vol. 17, № 11. P. 3049-3061.

290. Narita M., Kaneko C., Miyoshi K., Nagumo Y., Kuzumaki N., Nakajima M., Suzuki, T. Chronic pain induces anxiety with concomitant changes in opioidergic function in the amygdala // Neuropsychopharmacology. 2006. Vol. 31, № 4. P. 739-750.

291. Nichols M L., Allen B.J., Rogers S.D., Ghilardi J.R., Honore P., Luger N.M., Finke M.P., Li J., Lappi D.A., Simone D.A., Mantyh P.W. Transmission of chronic nociception by spinal neurons expressing the substance P receptor // Science. 1999. Vol. 286, № 5444. P.1558-1561.

292. Nicholson R.A., Liao C., Zheng J., David L.S., Coyne L., Errington A.C., Singh G., Lees G. Sodium channel inhibition by AEA and synthetic cannabimimetics in brain // Brain Res. 2003. Vol. 978, № 1-2. P. 194-204.

293. Nishikawa M., Kimura S., Akaike N. Facilitatory effect of docosahexaenoic acid on N-methyl-D-aspartate response in pyramidal neurones of rat cerebral cortex // J. Physiol. 1994. Vol. 475, № 1. P. 83-93.

294. Ohara P.T., Vit J.-P., Bhargava A., Romero M., Sundberg C., Charles A.C., Jasmin L. Gliopathic pain: when satellite glial cells go bad // Neuroscientist. 2009. Vol. 15, № 5. P. 450-463.

295. Oka T, Wakugawa Y, Hosoi M, Oka K, Hori T. Intracerebroventricular injection of tumor necrosis factor-alpha induces thermal hyperalgesia in rats // Neuroimmunomodulation. 1996. Vol. 3, № 2-3. P. 135-140.

296. Okamoto Y., Morishita J., Tsuboi K., Tonai T., Ueda N. Molecular characterization of a phospholipase D generating anandamide and its congeners // J. Biol. Chem. 2004. Vol. 279, № 7. P. 5298-5305.

297. Onal A., Delen Y., Ulker S., Soykan N. Agmatine attenuates neuropathic pain in rats: possible mediation of nitric oxide and noradrenergic activity in the brainstem and cerebellum // Life Sci. 2003. Vol. 73, № 4. P. 413-428.

298. Ozaktay A.C., Kallakuri S., Takebayashi T., Cavanaugh J.M., Asik I., DeLeo J.A., Weinstein J.N. Effects of interleukin-1 beta, interleukin-6, and tumor necrosis factor on sensitivity of dorsal root ganglion and peripheral receptive fields in rats // Eur. Spine J. 2006. Vol. 15, № 10. P. 58-66.

299. Pacher P., Batkai S., Kunos G. The endocannabinoid system as an emerging target of pharmacotherapy // Pharmacol. Rev. 2006. Vol. 58, № 3. P. 389-462.

300. Palmantier R., Borgeat P. Transcellular metabolism of arachidonic acid in platelets and polymorphonuclear leukocytes activated by physiological agonists: enhancement of leukotriene B4 synthesis // Adv. Exp. Med. Biol. 1991. Vol. 314. P. 73-89.

301. Pannell M., Labuz D., Celik M.O., Keye J., Batra A., Siegmund B., Machelska H. Adoptive transfer of M2 macrophages reduces neuropathic pain via opioid peptides // J. Neuroinflammation. 2016. Vol. 13, № 1. Article no. 262. DOI: 10.1186/s12974-016-0735-z.

302. Park C.K., Lu N., Xu Z.Z., Liu T., Serhan C.N., Ji R.R. Resolving TRPV1- and TNF-a-mediated spinal cord synaptic plasticity and inflammatory pain with neuroprotectin D1 // J. Neurosci. 2011. Vol. 31, № 42. P. 15072-15085.

303. Park T., Chen H., Kim H.Y. GPR110 (ADGRF1) mediates anti-inflammatory effects of N-docosahexaenoylethanolamine // J. Neuroinflammation. 2019. Vol. 16, № 1. Article no. 225. DOI: 10.1186/s12974-019-1621-2.

304. Park T., Chen H., Kevala K., Lee J.W., Kim H.Y. N-Docosahexaenoylethanolamine ameliorates LPS-induced neuroinflammation via cAMP/PKA-dependent signaling // J. Neuroinflamm. 2016. Vol. 13, № 1. Article no. 284. DOI: 10.1186/s12974-016-0751-z.

305. Paterniti I., Impellizzeri D., Di Paola R., Esposito E., Gladman S., Yip P. Docosahexaenoic acid attenuates the early inflammatory response following spinal cord injury in mice: in-vivo and in-vitro studies // J. Neuroinflammation. 2014. Vol. 11. Article no. 6. DOI: 10.1186/1742-2094-11-6.

306. Pereira L., Font-Nieves M., Van den Haute C., Baekelandt V., Planas A.M., Pozas E. IL-10 regulates adult neurogenesis by modulating ERK and STAT3 activity // Front. Cell. Neurosci. 2015. Vol. 9. Article no. 57. DOI: 10.3389/fncel.2015.00057.

307. Perez-Asensio F.J., Perpina U., Planas A.M., Pozas E. Interleukin-10 regulates progenitor differentiation and modulates neurogenesis in adult brain // J. Cell Sci. 2013. Vol. 126, № 18. P. 4208-4219.

308. Pertovaara A., Wei H. Dual influence of the striatum on neuropathic hypersensitivity // Pain. 2008. Vol. 137, № 1. P. 50-59.

309. Petersen E.A., Slavin K.V. Peripheral nerve/field stimulation for chronic pain // Neurosurg. Clin. N. Am. 2014. Vol. 25, № 4. P. 789-797.

310. Petho G., Reeh P.W. Sensory and signaling mechanisms of bradykinin, eicosanoids, platelet-activating factor, and nitric oxide in peripheral nociceptors // Physiol. Rev. 2012. Vol. 92, № 4. P. 1699-1775.

311. Piomelli D. The endocannabinoid system: a drug discovery perspective // Curr. Opin. Investig. Drugs. 2005. Vol. 6, № 7. P. 672-679.

312. Pixley F.J., Stanley E.R. CSF-1 regulation of the wandering macrophage: Complexity in action // Trends Cell Biol. 2004. Vol. 14, № 11. P. 628-638.

313. Pocock J.M., Kettenmann H. Neurotransmitter receptors on microglia // Trends Neurosci. 2007. Vol. 30, № 10. P. 527-535.

314. Politis M.J., Spencer P.S. A method to separate spatially the temporal sequence of axon-Schwann cell interaction during nerve regeneration // J. Neurocytol. 1981. Vol. 10, № 2. P. 221-232.

315. Ponomarenko A.I., Tyrtyshnaia A.A., Pislyagin E.A., Dyuizen I.V., Sultanov R.M., Manzhulo I.V. N-docosahexaenoylethanolamine reduces neuroinflammation and cognitive impairment after mild traumatic brain injury in rats // Sci Rep. 2021. Vol. 11, № 1. Article no. 756. DOI: 10.1038/s41598-020-80818-9.

316. Poole S., Cunha F.Q., Selkirk S., Lorenzetti B.B., Ferreira S.H. Cytokine-mediated inflammatory hyperalgesia limited by interleukin-10 // Br. J. Pharmacol. 1995. Vol. 115, № 4. P. 684-688.

317. Pope J.E., Deer T.R., Bruel B.M., Falowski S. Clinical uses of intrathecal therapy and its placement in the pain care algorithm // Pain Pract. 2016. Vol. 16, № 8. P. 1092-1106.

318. Porta C., Riboldi E., Ippolito A., Sica A. Molecular and epigenetic basis of macrophage polarized activation // Immunol. 2015. Vol. 27, № 4. P. 237-248.

319. Porter J.T., McCarthy K.D. Astrocytic neurotransmitter receptors in situ and in vivo // Prog. Neurobiol. 1997. Vol. 51, № 4. P. 439-455.

320. Pottorf TS., Rotterman T.M., McCallum W.M., Haley-Johnson Z.A., Alvarez F.J. The Role of Microglia in Neuroinflammation of the Spinal Cord after Peripheral Nerve Injury // Cells. 2022. Vol. 11, № 13. Article no. 2083. DOI: 10.3390/cells11132083.

321. Prager J., Deer T., Levy R., Bruel B., Buchser E., Caraway D., Cousins M., Jacobs M., McGlothlen G., Rauck R., Staats P., Stearns L. Best practices for intrathecal drug delivery for pain // Neuromodulation. 2014. Vol. 17, № 4. P. 354-372.

322. Previtali S.C., Malaguti M.C., Riva N., Scarlato M., Dacci P., Dina G. The extracellular matrix affects axonal regeneration in peripheral neuropathies // Neurology. 2008. Vol. 71, № 5. P. 322-331.

323. Raker V.K., Becker C., Steinbrink K. The cAMP pathway as therapeutic target in autoimmune and inflammatory diseases // Front. Immunol. 2016. Vol. 7. Article no. 123. DOI: 10.3389/fimmu.2016.00123.

324. Ramer M.S., Murphy P.G., Richardson P.M., Bisby M.A. Spinal nerve lesion-induced mechanoallodynia and adrenergic sprouting in sensory ganglia are attenuated in interleukin-6 knockout mice // Pain. 1998. Vol. 78, № 2. P. 115-121.

325. Ramsden C.E., Zamora D., Makriyannis A., Wood J.T., Mann J.D., Faurot K.R., MacIntosh B.A., Majchrzak-Hong S.F., Gross J.R., Courville A.B., Davis J.M., Hibbeln J.R. Diet-induced changes in n-3- and n-6-derived endocannabinoids and reductions in headache pain and psychological distress // J. Pain. 2015. Vol. 16, № 8. P. 707-716.

326. Rankin L., Fowler C.J. The Basal Pharmacology of Palmitoylethanolamide // Int. J. Mol. Sci. 2020. Vol. 21. № 21. Article no. 7942. DOI: 10.3390/ijms21217942.

327. Rashid M.A., Katakura M., Kharebava G., Kevala K., Kim H.Y. N-docosahexaenoylethanolamine is a potent neurogenic factor for neural stem cell differentiation // J. Neurochem. 2013. Vol. 125, № 6. P. 869-884.

328. Rashid M.A., Kim H.Y. N-Docosahexaenoylethanolamine ameliorates ethanol-induced impairment of neural stem cell neurogenic differentiation // Neuropharmacology. 2016. Vol. 102. P. 174-185.

329. Ray W.A., Chung C.P., Murray K.T., Hall K., Stein C M. Prescription of long-acting opioids and mortality in patients with chronic noncancer pain // JAMA. 2016. Vol. 315, № 22. P.2415-2423.

330. Redlich S., Ribes S., Schütze S., Czesnik D., Nau R. Palmitoylethanolamide stimulates phagocytosis of Escherichia coli K1 and Streptococcus pneumoniae R6 by microglial cells // J. Neuroimmun. 2012. Vol. 244, № 1-2. P. 32-34.

331. Ren K. Emerging role of astroglia in pain hypersensitivity // Jpn Dent. Sci. Rev. 2010. Vol. 46, № 1. Article no. 86. DOI: 10.1016/j.jdsr.2009.10.005.

332. Revest J.M., Dupret D., Koehl M., Funk-Reiter C., Grosjean N., Piazza P.V., Abrous D.N. Adult hippocampal neurogenesis is involved in anxiety-related behaviors // Mol. Psychiatry. 2009. Vol. 14, № 10. P. 959-967.

333. Ribeiro P., Castro M.V., Perez M., Cartarozzi L.P., Spejo A.B., Chiarotto G.B., Augusto T.M., Oliveira A.L. Toll-like receptor 4 (TLR4) influences the glial reaction in the spinal cord and the neural response to injury following peripheral nerve crush // Brain Res. Bull. 2020. Vol. 155. P. 67-80.

334. Ribes S., Ebert S., Regen T., Agarwal A., Tauber S.C., Czesnik D., Spreer A., Bunkowski S., Eiffert H., Hanisch U.K. Toll-like receptor stimulation enhances phagocytosis and intracellular killing of nonencapsulated and encapsulated Streptococcus pneumoniae by murine microglia // Infect. Immun. 2010. Vol. 78, № 2. P. 865-871.

335. Roberts L.A., Christie M.J., Connor M. Anandamide is a partial agonist at native vanilloid receptors in acutely isolated mouse trigeminal sensory neurons // Br. J. Pharmacol. 2002. Vol. 137, № 4. P. 421-428.

336. Romao L.F., de Sousa V.O., Neto V.M., Gomes F.C. Glutamate activates GFAP gene promoter from cultured astrocytes through TGF-beta1 pathways // J. Neurochem. 2008. Vol. 106, № 2. P. 746-756.

337. Romero-Sandoval A., Chai N., Nutile-McMenemy N., Deleo J.A. A comparison of spinal Iba1 and GFAP expression in rodent models of acute and chronic pain // Brain Res. 2008. Vol. 1219. P. 116-126.

338. Rothman S.M., Ma L.H., Whiteside G.T., Winkelstein B.A. Inflammatory cytokine and chemokine expression is differentially modulated acutely in the dorsal root ganglion in response to different nerve root compressions // Spine (Phila Pa 1976). 2011. Vol. 36, № 3. P. 197-202.

339. Rotterman T.M., Akhter E.T., Lane A.R., MacPherson K.P., Garcia V.V., Tansey M.G., Alvarez F.J. Spinal Motor Circuit Synaptic Plasticity after Peripheral Nerve Injury Depends on Microglia Activation and a CCR2 Mechanism // J. Neurosci. 2019. Vol. 39, № 18. P. 3412-3433.

340. Rotterman T.M., Alvarez F.J. Microglia dynamics and interactions with motoneurons axotomized after nerve injuries revealed by two-photon imaging // Sci. Rep. 2020. Vol. 10, № 1. Article no. 8648. DOI: 10.1038/s41598-020-65363-9.

341. Russo M., Van Buyten J.P. 10-kHz high-frequency SCS therapy: a clinical summary // Pain Med. 2015. Vol. 16, № 5. P. 934-942.

342. Sahay A., Hen R. Adult hippocampal neurogenesis in depression // Nat. Neurosci. 2007. Vol. 10, № 9. P. 1110-1115.

343. Saito H., Nakao Y., Takayama S., Toyama Y., Asou H. Specific expression of an HNK-1 carbohydrate epitope and NCAM on femoral nerve Schwann cells in mice // Neurosci. Res. 2005. Vol. 53, № 3. P. 314-322.

344. Salvany S., Casanovas A., Piedrafita L., Tarabal O., Hernández S., Calderó J., Esquerda J.E. Microglial recruitment and mechanisms involved in the disruption of afferent synaptic terminals on spinal cord motor neurons after acute peripheral nerve injury // Glia. 2021. Vol. 69, № 5. P. 1216-1240.

345. Saxena S., Caroni P. Mechanisms of axon degeneration: From development to disease // Prog. Neurobiol. 2007. Vol. 83, № 3. P. 174-191.

346. Schifilliti C., Cucinotta L., Fedele V., Ingegnosi C., Luca S., Leotta C. Micronized palmitoylethanolamide reduces the symptoms of neuropathic pain in diabetic patients // Pain Res. Treat. 2014. Vol. 2014. Article no. 849623. DOI: 10.1155/2014/849623.

347. Schmid H.H.O., Schmid P.C., Natarajan V. N-acylation-phosphodiesterase pathway and cell signaling // Chem. Phys. Lipids. 1996. Vol. 80, № 1-2. P. 133-142.

348. Schmid H.H.O., Schmid P.C., Natarjan V. N-acylated glycerophospholipids and their derivatives // Prog. Lipid Res. 1990. Vol. 29, № 1. P. 1-43.

349. Schmidtko A., Tegeder I., Geisslinger G. No NO, no pain? The role of nitric oxide and cGMP in spinal pain processing // Trends Neurosci. 2009. Vol. 32, № 6. P. 339346.

350. Schummers J., Yu H., Sur M. Tuned responses of astrocytes and their influence on hemodynamic signals in the visual cortex // Science. 2008. Vol. 320, № 5883. P. 16381643.

351. Seifert G., Schilling K., Steinhauser C. Astrocyte dysfunction in neurological disorders: a molecular perspective // Nat. Rev. Neurosci. 2006. Vol. 7, № 3. P. 194-206.

352. Seijffers R., Mills C.D., Woolf C.J. ATF3 increases the intrinsic growth state of DRG neurons to enhance peripheral nerve regeneration // J. Neurosci. 2007. Vol. 27, № 30. P.7911-7920.

353. Shackleton T., Ram S., Black M., Ryder J., Clark G.T., Enciso R. The efficacy of botulinum toxin for the treatment of trigeminal and postherpetic neuralgia: a systematic review with meta-analyses // Oral. Surg. Oral. Med. Oral. Pathol. Oral. Radiol. 2016. Vol. 122, № 1. P. 61-71.

354. Shamash S., Reichert F., Rotshenker S. The cytokine network of Wallerian degeneration: Tumor necrosis factor-alpha, interleukin-1 alpha, and interleukin-1 beta // J. Neurosci. 2002. Vol. 22, № 8. P. 3052-3060.

355. Shigetomi E., Bowser D.N., Sofroniew M.V., Khakh B.S. Two forms of astrocyte calcium excitability have distinct effects on NMDA receptor-mediated slow inward currents in pyramidal neurons // J. Neurosci. 2008. Vol. 28, № 26. P. 6659-6663.

356. Skaper S.D., Facci L., Giusti P. Mast cells, glia and neuroinflammation: Partners in crime? // Immunology. 2014. Vol. 141, № 3. P. 314-327.

357. Smith P.B., Compton D.R., Welch S.P., Razdan R.K., Mechoulam R., Martin B.R. The pharmacological activity of anandamide, a putative endogenous cannabinoid, in mice // J. Pharmacol. Exp. Ther. 1994. Vol. 270, № 1. P. 219-227.

358. Sofroniew M.V., Vinters H.V. Astrocytes: biology and pathology // Acta Neuropathol. 2010. Vol. 119, № 1. P. 7-35.

359. Sohn J.H., Lee B.H., Park S.H., Ryu J.W., Kim B.O., Park Y.G. Microinjection of opiates into the periaqueductal gray matter attenuates neuropathic pain symptoms in rats // NeuroReport. 2000. Vol. 11, № 7. P. 1413-1416.

360. Sonti S., Duclos R.I. Jr., Tolia M., Gatley S.J. N-Docosahexaenoylethanolamine (synaptamide): Carbon-14 radiolabeling and metabolic studies // Chem. Phys. Lipids. 2018. Vol. 210. P. 90-97.

361. Sperlagh B., Vizi E.S., Wirkner K., Illes P. P2X7 receptors in the nervous system // Prog. Neurobiol. 2006. Vol. 78, № 6. P. 327-346.

362. Sprecher H., Luthria D.L., Mohammed B.S., Baykousaheva S.P. Reevaluation of the pathways for the biosynthesis of polyunsaturated acids // J. Lipid Res. 1995. Vol. 36, № 12. P.2471-2477.

363. Starinets A.A., Egorova E.L., Tyrtyshnaya A.A., Duisen I.V., Baryshev A.N., Manzhulo I.V. The activity of micro- and astroglia in the ventral lateral nucleus of the spinal cord after damage to the sciatic nerve of rats // Cell and Tissue Biology. 2020. Vol. 14, № 4, P. 263-269.

364. Starinets A., Ponomarenko A., Tyrtyshnaia A., Manzhulo I. Synaptamide modulates glial and neurotransmitter activity in the spinal cord during neuropathic pain // J Chem Neuroanat. 2023a. Vol. 134. Article no.102361. DOI: 10.1016/j.jchemneu.2023.102361.

365. Starinets A., Tyrtyshnaia A., Kipryushina Y., Manzhulo I. Analgesic activity of synaptamide in a rat sciatic nerve chronic constriction injury model // Cells Tissues Organs. 2022. Vol. 211, № 1. P. 73-84.

366. Starinets A., Tyrtyshnaia A., Manzhulo I. Anti-Inflammatory activity of synaptamide in the peripheral nervous system in a model of sciatic nerve injury // Int. J. Mol. Sci. 2023b. Vol. 24, № 7. Article no. 6273. DOI: 10.3390/ijms24076273.

367. Steels E., Venkatesh R., Steels E., Vitetta G., Vitetta L. A double-blind randomized placebo controlled study assessing safety, tolerability and efficacy of palmitoylethanolamide for symptoms of knee osteoarthritis // Inflammopharmacology. 2019. Vol. 27, № 3. P. 475-485.

368. Stevens B., Allen N.J., Vazquez L.E., Howell G.R., Christopherson K.S., Nouri N., Micheva K.D., Mehalow A.K., Huberman A.D., Stafford B. The classical complement cascade mediates CNS synapse elimination // Cell. 2007. Vol. 131, № 6. P. 1164-1178.

369. Steward O., Torre E.R., Tomasulo R., Lothman E. Neuronal activity up-regulates astroglial gene expression // Proc. Natl. Acad. Sci. USA. 1991. Vol. 88, № 15. P. 6819-6823.

370. Suadicani S.O., Brosnan C.F., Scemes E. P2X7 receptors mediate ATP release and amplification of astrocytic intercellular Ca2+ signaling // J. Neurosci. 2006. Vol. 26, № 5. P.1378-1385.

371. Suguira T., Kondo S., Sukagawa A., Tonegawa T., Nakane S., Yamashita A., Ishima Y., Waku K. Transacylase-mediated and phosphodiesterase-mediated synthesis of N-arachidonoylethanolamine, an endogenous cannabinoid-receptor ligand, in rat brain microsomes. Comparison with synthesis from free arachidonic acid and ethanolamine // Eur. J. Biochem. 1996. Vol. 240, № 1. P. 53-62.

372. Sukul V.V., Slavin K.V. Deep brain and motor cortex stimulation // Curr. Pain Headache Rep. 2014. Vol. 18, № 7 Article no. 427. DOI: 10.1007/s11916-014-0427-2.

373. Sulaiman O.A., Gordon T. Effects of short- and long-term Schwann cell denervation on peripheral nerve regeneration, myelination, and size // Glia. 2000. Vol. 32, № 3. P. 234-246.

374. Sullivan S.M., Lee A., Bjorkman S.T., Miller S.M., Sullivan R.K., Poronnik P. Cytoskeletal anchoring of GLAST determines susceptibility to brain damage: an identified role for GFAP // J. Biol. Chem. 2007. Vol. 282, № 40. P. 29414-29423.

375. Sung B., Lim G., Mao J. Altered expression and uptake activity of spinal glutamate transporters after nerve injury contribute to the pathogenesis of neuropathic pain in rats // J. Neurosci. 2003. Vol. 23, № 7. P. 2899-2910.

376. Suzuki R., Rygh L.J., Dickenson A.H. Bad news from the brain: descending 5-HT pathways that control spinal pain processing // Trends Pharmacol. Sci. 2004. Vol. 25, № 12. P. 613-617.

377. Szabo-Pardi T.A., Barron L.R., Lenert M.E., Burton M.D. Sensory Neuron TLR4 mediates the development of nerve-injury induced mechanical hypersensitivity in female mice // Brain Behav. Immun. 2021. Vol. 97. P. 42-60.

378. Tachibana K., Kato R., Tsuruga K., Takita K., Hashimoto T., Morimoto Y. Altered synaptic transmission in rat anterior cingulate cortex following peripheral nerve injury // Brain Res. 2008. Vol. 1238. P. 53-58.

379. Takahashi N., Kikuchi S., Shubayev V.I., Campana W.M., Myers R.R. TNF-alpha and phosphorylation of ERK in DRG and spinal cord: insights into mechanisms of sciatica // Spine. 2006. Vol. 31, № 5. P. 523-529.

380. Takeda M., Takahashi M., Matsumoto S. Contribution of activated interleukin receptors in trigeminal ganglion neurons to hyperalgesia via satellite glial interleukin-1-beta paracrine mechanism // Brain Behav. Immun. 2008. Vol. 22, № 7. P. 1016-1023.

381. Takeda K., Muramatsu M., Chikuma T., Kato T. Effect of memantine on the levels of neuropeptides and microglial cells in the brain regions of rats with neuropathic pain // J. Mol. Neurosci. 2009a. Vol. 39, № 3. P. 380-390.

382. Takeda R., Watanabe Y., Ikeda T., Abe H., Ebihara K., Matsuo H., Nonaka H., Hashiguchi H., Nishimori T., Ishida Y. Analgesic effect of milnacipran is associated with c-Fos expression in the anterior cingulate cortex in the rat neuropathic pain model // Neurosci. Res. 2009b. Vol. 64, № 4. P. 380-384.

383. Tan T., Barry P., Reken S., Baker M., Guideline Development Group. Pharmacological management of neuropathic pain in non-specialist settings: summary of NICE guidance // BMJ. 2010. Vol. 340. Article no. c1079. DOI: 10.1136/bmj.c1079.

384. Tanaka T., Minami M., Nakagawa T., Satoh M. Enhanced production of monocyte chemoattractant protein-1 in the dorsal root ganglia in a rat model of neuropathic pain: possible involvement in the development of neuropathic pain // Neurosci. Res. 2004. Vol. 48, № 4. P. 463-469.

385. Tang B.L. Inhibitors of neuronal regeneration: mediators and signaling mechanisms // Neurochem. Internat. 2003. Vol. 42, № 3. P. 189-203.

386. Tang R., Lin Y.M., Liu H.X., Wang E.S. Neuroprotective effect of docosahexaenoic acid in rat traumatic brain injury model via regulation of TLR4/NF-Kappa B signaling pathway // Int. J. Biochem. Cell Biol. 2018. Vol. 99. P. 64-71.

387. Tanga F.Y., Nutile-McMenemy N., DeLeo J.A. The CNS role of Toll-like receptor 4 in innate neuroimmunity and painful neuropathy // Proc. Natl. Acad. Sci. USA. 2005. Vol. 102, № 16. P. 5856-5861.

388. Taniuchi M., Clark H.B., Schweitzer J.B., Johnson Jr. E.M. Expression of nerve growth factor receptors by Schwann cells of axotomized peripheral nerves: ultrastructural location, suppression by axonal contact, and binding properties // J.Neurosci. 1988. Vol. 8, № 2. P. 664-681.

389. Terayama R., Yamamoto Y., Kishimoto N., Tabata M., Maruhama K., Iida S. and Sugimoto T. Differential Changes in Neuronal Excitability in the Spinal Dorsal Horn After Spinal Nerve Ligation in Rats // Neurochem. Res. 2016. Vol. 41, № 11. P. 2880-2889.

390. Terayama R., Omura S., Fujisawa N., Yamaai T., Ichikawa H., Sugimoto T. Activation of microglia and p38 mitogen-activated protein kinase in the dorsal column nucleus contributes to tactile allodynia following peripheral nerve injury // Neuroscience. 2008. Vol. 153, № 4. P. 1245-1255.

391. Toyoda H., Zhao M.G., Zhuo M. Enhanced quantal release of excitatory transmitter in anterior cingulate cortex of adult mice with chronic pain // Mol. Pain. 2009. Vol. 5. Article no. 4. DOI: 10.1186/1744-8069-5-4.

392. Tsantoulas C., McMahon S.B. Opening paths to novel analgesics: the role of potassium channels in chronic pain // Trends Neurosci. 2014. Vol. 37, № 3. P. 146-158.

393. Tsuda M., Mizokoshi A., Shigemoto-Mogami Y., Koizumi S., Inoue K. Activation of p38 mitogen-activated protein kinase in spinal hyperactive microglia contributes to pain hypersensitivity following peripheral nerve injury // Glia. 2004. Vol. 45, № 1. P. 8995.

394. Tsuda M. Microglia in the spinal cord and neuropathic pain // J. Diabetes Investig. 2016. Vol. 7, № 1. P. 17-26.

395. Tsuda M., Kohro Y., Yano T., Tsujikawa T., Kitano J., Tozaki-Saitoh H., Koyanagi S., Ohdo S., Ji R.-R., Salter M.W., Inoue K. JAK-STAT3 pathway regulates spinal astrocyte proliferation and neuropathic pain maintenance in rats // Brain. 2011. Vol. 134, № 4. P.1127-1139.