Рентгеноструктурное исследование комплекса рибосомного белка TL5 с фрагментом рибосомной 5S РНК тема диссертации и автореферата по ВАК РФ 02.00.04, кандидат химических наук Федоров, Роман Витальевич

• Федоров, Роман Витальевич
• кандидат химических наук
• 2000

Оглавление диссертации кандидат химических наук Федоров, Роман Витальевич

ВВЕДЕНИЕ

ГЛАВА 1. ЛИТЕРАТУРНЫЙ ОБЗОР

1.1. Молекулярное замещение

1.1.1. Функции вращения

1.1.2. Функции трансляции

1.1.3. Методы 6-мерного поиска

1.2. Изоморфное замещение и аномальное рассеяние

1.3. Уточнение структуры макромолекул

1.3.1 Метод наименьших квадратов (МНК) и его применение в кристаллографическом уточнении макромолекул

1.3.2. Проблема переопределенности задачи кристаллографического уточнения

1.3.3. Уточнение с ограничениями ("constraints" и "restraints")

1.3.4. Достоверность кристаллографического уточнения

1.3.5. Критерии оценки качества атомной модели

1.3.5.1. Стандартный кристаллографический R-фактор

1.3.5.2. Rfree как критерий оценки качества модели в процессе уточнения

1.3.6. Улучшение фаз методом модификации плотности с использованием "complete cross-validation"

1.3.7. Схемы и программы уточнения

1.3.7.1. ПрограммыX-PLOR и CNS

1.3.7.2. Программа SHELX

1.3.7.3. ARP/wARP - программа автоматического уточнения белковых структур

1.4. Исследования рибосом и их компонентов рентгенострукгурным методом

1.4.1. Рентгеноструктурный анализ рибосом и рибосомных субчастиц

1.4.1.1. Структура 30S рибосомной субчастицы Thermus thermophilics с разрешением 5.5Á

1.4.1.2.Структура 30S рибосомной субчастицы Thermus thermophilics с разрешением 4.5Á

1.4.1.3. Структура 50S рибосомной субчастицы Haloarcula marismortui с разрешением 5.0Á

1.4.1.4. Структура 70S рибосомы из Thermus thermophilus с разрешением 7.8Á

1.4.2. Структура отдельных компонентов рибосом

1.4.3. Структурные исследования рибосомных белков

1.4.4. Структурные исследования рибосомной РНК

1.4.5. Пространственные структуры РНК-белковых комплексов

ГЛАВА 2. ЭКСПЕРИМЕНТАЛЬНАЯ ЧАСТЬ

2.1. Получение и кристаллизация комплекса TL5-pPHK

2.2. Нахождение условий замораживания кристаллов

2.3. Получение тяжелоатомных производных кристаллов TL5-pPHK

2.4. Сбор дифракционных данных

2.5. Решение проблемы фаз

2.6. Определение и уточнение структуры

ГЛАВА 3. РЕЗУЛЬТАТЫ И ОБСУЖДЕНИЕ

3.1. Структура белка TL5 в связанном состоянии

3.2. Структура 5S рРНК в связанном состоянии

3.3. Взаимодействия РНК-белок в составе комплекса

3.4. Изучение устойчивости контактной плоскости

N-концевого домена TL

3.5. Взаимодействие рРНК-рРНК в кристалле

3.6. Сравнение структур комплексов TL5-pPHK и L25-pPHK

3.7. Сравнение структуры TL5 с другими известными структурами белков

Введение диссертации (часть автореферата) на тему «Рентгеноструктурное исследование комплекса рибосомного белка TL5 с фрагментом рибосомной 5S РНК»

Наиболее эффективным и универсальным методом определения трехмерной структуры макромолекул с атомным разрешением является рентгеноструктурный анализ. В последние годы этот метод в применении к кристаллам биологических макромолекул быстро развивается. Использование синхротронного излучения и новых типов детекторов (Image Plate, CCD), сбор данных при криогенных температурах и новые программы обработки данных позволяют значительно увеличить скорость и точность измерений. Разработка новых подходов и совершенствование существующих процедур в рамках методов изоморфного замещения, молекулярного замещения и аномальной дисперсии на нескольких длинах волн значительно облегчает получение стартового набора фаз. Этот стартовый набор может быть расширен до более высокого разрешения процедурами модификации электронной плотности или прямыми методами. Постоянно развивающиеся программы молекулярной графики упрощают и частично автоматизируют построение моделей макромолекул. Применение методов молекулярной динамики и стохастических процедур (моделированный отжиг) позволяет существенно сократить процесс уточнения структур макромолекул. Все это приводит к тому, что количество расшифрованных структур быстро растет. Тем не менее, вследствие чрезвычайно сложной организации рибосомы ее структурные исследования представляют собой крайне сложную задачу.

Данная работа посвящена определению пространственной структуры комплекса рибосомного белка TL5 из экстремально-термофильной бактерии Thermus thermophilics со специфическим фрагментом рибосомной 5S РНК из Escherichia coli. Бактериальная рибосома содержит три молекулы РНК (23 S, 5S и 16S) и около 50 рибосомных белков. TL5 является одним из рибосомных белков, которые специфически связываются с 5S рРНК в Т. thermophilics. Хотя структурные исследования рибосомы широко ведутся уже в течении 40 лет, только в 1999 году были получены карты электронной плотности 6 отдельных рибосомных субчастиц с разрешением близким к атомному. Сложный состав рибосомы существенно затрудняет построение моделей высокого разрешения, поэтому весьма актуальными являются структурные исследования отдельных компонентов рибосом. С другой стороны, определение структур компонентов рибосомы как в свободном так и в связанном состоянии необходимо для последующего конформационного анализа и построения динамической модели рибосомы.

В результате данной работы была определена структура комплекса белка ТЪ5 из Т. Жегторкйш со специфическим фрагментом рибосомной 58 РНК из Е. соН при разрешении 2.3 А. Детальный анализ структуры представлен в разделе "РЕЗУЛЬТАТЫ И ОБСУЖДЕНИЕ".

Литературный обзор посвящен современным методам кристаллографии макромолекул, которые были использованы при определении структуры комплекса, и достижениям в рентгеноструктурном анализе компонентов рибосом.

Заключение диссертации по теме «Физическая химия», Федоров, Роман Витальевич

137 ВЫВОДЫ

1. Получены наборы дифракционных данных кристаллов комплекса рибосомного белка TL5 из Thermits thermophilics с фрагментом 5S рРНК из Escherichia coli с разрешением 2.3 А.

2. Проблема фаз рентгеноструктурного анализа для кристаллов комплекса TL5-рРНК решена совокупностью методов молекулярного замещения, изоморфного замещения и аномальной дисперсии на трех длинах волн.

3. Пространственная структура комплекса TL5-pPHK определена и уточнена до R-фактора 20.8% и i?free 24.5%, при разрешении 2.3А.

4. Проведен подробный структурный анализ комплекса и взаимодействий между его компонентами.

5. Проведено сравнение пространственных структур комплексов TL5-pPHK и L25-рРНК. Показано, что в обоих случаях молекулы белка взаимодействуют с 5S рРНК главным образом через гидрофобные плоские контактные поверхности со специфически расположенными атомами боковых цепей пяти консервативных взаимодействующих остатков.

6. Получено подтверждение того, что контактные плоскости в белках TL5, L25 и взаимодействующих с ними фрагментах рРНК являются устойчивыми элементами, которые могут существовать в структурах отдельных компонентов комплекса в растворе. При этом, сравнительный анализ динамического поведения L25 и N-концевого домена TL5 указывает на большую устойчивость контактной плоскости в N-концевом домене TL5. Наличие таких плоских гидрофобных поверхностей может играть важную роль на первом этапе образования комплекса, тогда как распределение на этих поверхностях атомов, участвующих в межмолекулярных взаимодействиях с образованием водородных связей или солевых мостиков, может быть важным для специфического узнавания рРНК белком.

138

7. Увеличение плоской контактной поверхности в TL5-pPHK по сравнению с L25-рРНК за счет взаимодействующих с рРНК атомов неконсервативных остатков может объяснять более высокое сродство TL5 к 5S рРНК из Escherichia coli.

8. Показано, что гомологичный белкам СТС С-концевой домен TL5 имеет уникальную укладку и особую форму поверхности с характерным распределением отрицательно заряженных остатков. Структура С-концевого домена белка TL5 является первой определенной структурой С-концевого домена белков семейства СТС и может быть использована для дальнейших структурных исследований белков этого семейства.

139

БЛАГОДАРНОСТИ

Автор приносит глубокую благодарность:

С. В. Никонову за руководство работой, бесценную помощь и поддержку;

Н. А. Невской, Н. П. Фоменковой и М. Б. Гарбер за помощь, поддержку и плодотворное обсуждение результатов;

Всему коллективу группы структурных исследований рибосомных белков и лаборатории структурных исследований аппарата трансляции Института белка (РАН) за прекрасную атмосферу, способствовавшую выполнению данной работы;

А. Лильясу и всему коллективу департамента молекулярной биофизики Лундского университета (Швеция) за плодотворное сотрудничество;

Л. В. Малининой за ценные консультации по методу молекулярного замещения;

О. С. Никонову за помощь при подготовке рисунков;

Российскому Фонду Фундаментальных Исследований, Фонду Дж. Сороса и Фонду Биомедицинских Исследований Ховарда Хьюза за финансовую поддержку данной работы.

ЗАКЛЮЧЕНИЕ

Содержащие петлю Е части 5S рРНК из рибосом Т. thermophilics и Е. coli находятся в близком соответствии [165] (рис.31). Нуклеотиды, которые различаются в соответствующих фрагментах 5S рРНК из этих двух организмов, не принимают участия в РНК-белковых взаимодействиях. Таким образом, кажется весьма вероятным, что TL5 будет одинаково взаимодействовать с 5S рРНК из Т. thermophilics и Е. coli.

Рибосомные белки TL5 и L25 взаимодействуют с очень похожими фрагментами 5SpPHK из рибосом Т. thermophilics и Е. coli и являются функциональными аналогами в рибосомах. Эксперименты по реконструкции показывают, что 50S рибосомные субчастицы из Е. coli с заменой L25 на TL5 являются функционально активными [150]. Ранее было также показано, что TL5 может вытеснять белок L25 из его комплекса с 5S рРНК [151]. Причиной этого может быть увеличение плоской поверхности взаимодействия белок-РНК в комплексе TL5-pPHK по сравнению с L25-pPHK за счет атомов неконсервативных остатков. Большая стабильность комплекса в случае TL5-pPHK может быть характерной особенностью белка из экстремально термофильного организма Т. Thermophilics, функционирующего при повышенной температуре.

При образовании комплекса рРНК взаимодействует напрямую с 11 остатками TL5 и закрывает около 840 Á2 поверхности белка, доступной для растворителя. Значительная доля закрытой поверхности является плоской и гидрофобной. Аналогично, на поверхности малого желобка рРНК атомы Сахаров G75, G76, U77 and U103, А104, G105 образуют два гидрофобных пятна. Близость пространственных структур фрагментов рРНК в составе комплексов TL5-pPHK, L25-pPHK и в свободном состоянии указывает на то, что контактная область является стабильной частью структуры рРНК. Методами молекулярной динамики было показано, что контактная плоскость является устойчивым элементом структуры N-концевого домена TL5 и L25. При этом, сравнительный анализ динамического поведения N-концевого домена TL5 и L25 при постепенном повышении температуры указывает на большую устойчивость контактной плоскости в N-концевом домене TL5. Таким образом, контактные плоскости в белках TL5, L25 и взаимодействующих с ними фрагментах рРНК являются устойчивыми элементами, которые могут существовать в структурах отдельных компонентов комплекса в растворе. Наличие таких плоских гидрофобных поверхностей может играть важную роль на первом этапе образования комплекса, тогда как распределение на этих поверхностях атомов, участвующих в межмолекулярных взаимодействиях с образованием водородных связей или солевых мостиков, может быть важным для специфического узнавания рРНК белком.

Большинство белков семейства L25-CTC состоят из N- и С-концевых доменов (рис. 23). Только в Е. coli и Haemophilus influenzae найдены белки L25 с укороченными с С-конца последовательностями. Кроме того, белок СТС из Aquifex aeolicus имеет укороченную с N-конца последовательность (менее чем половина L25), соединенную с полным С-концевым доменом. Сравнение аминокислотных последовательностей (рис. 23) и анализ кристаллических структур показывают, что гидрофобные ядра, которые в основном стабилизируют структуры обоих доменов TL5, высоко консервативны во всем семействе белков СТС. Отсюда следует, что N-и С-концевые домены всех белков СТС могут иметь топологию близкую к белку TL5. Для N-концевого домена, это подтверждается сравнением структур TL5 и L25. По-видимому, два домена белков семейства СТС могут существовать и функционировать независимо в клетках разных организмов. Действительно, 91 N-концевой остаток рибосомного белка TL5 образует стабильный глобулярный белок, который специфически взаимодействует с 5S рРНК [159].

Поскольку 5 остатков, образующие плоскость взаимодействия с 5S рРНК в TL5 и L25, являются наиболее консервативными для N-концевых доменов во всех известных аминокислотных последовательностях белков семейства СТС, кажется вероятным, что эти белки могут связываться с рибосомами и взаимодействовать с 5S рРНК. Отсутствие гомологов L25 в геномах бактерий, содержащих последовательности СТС, может означать, что СТС играет роль L25 в этих организмах, связываясь с 5S рРНК посредством N-концевого домена. Что касается

136 функции С-концевого домена, то она до сих пор не исследована. Известно только то, что С-концевой домен ТЬ5 не связывается с рРНК [166]. Таким образом, два домена белков семейства СТС могут обладать совершенно разной функциональной активностью в клетке. В данный момент мы можем только предполагать, что С-концевые домены белков СТС обладают способностью взаимодействовать с некоторыми компонентами клетки в стрессовых условиях. При этом следует отметить, что кислотность С-концевого домена не является общим свойством белков СТС, некоторые из них имеют нейтральные и основные последовательности.

Список литературы диссертационного исследования кандидат химических наук Федоров, Роман Витальевич, 2000 год

1. Brunger А.Т. (1997) Patterson Correlation Searches and Refinement. In Methods in Enzymology, 276, 558-580, Academic Press.

2. Rossmann M.G. & Blow D.M. (1962), Acta Cryst., 15, 24-31

3. Drenth J. (1994) Principles of Protein X-ray Crystallography. SpringerVerlag New-York, Inc.

4. Huber R. (1965), Acta Cryst, A19, 353-356.

5. Blundell T.L. & Johnson L.N. (1974) Protein Crystallography. Academic Press, New York.

6. Crowther R.A. (1972) in "The Molecular Replacement Method', Int. Sei. Rev. No. 13 (Rossmann M.G., ed.). Gordon & Breach, New York.

7. Navaza J. (1987), Acta Cryst., A43, 645.

8. Navaza J. (1993), Acta Cryst., D49, 588.

9. Navaza J. & Saludjian P. (1997) AMoRe: An Automated Molecular Replacement Program Package, in Methods in Enzymology, 276, 581-594, Academic Press.

10. Ю.Дубровин Б.А., Новиков С.П., Фоменко А.Т. (1994) Современная геометрия. Методы и приложения. Издание третье, Москва "УРСС".11.3ар Р. (1993) Теория углового момента. О пространственных эффектах в физике и химии. Москва, "Мир".

11. Matthews B.W. & Czerwinski E.W. (1975), Acta Cryst., A31,480-487.

12. HauptmanH. (1982), Acta Cryst., A38, 289-294.

13. Brunger A.T. (1992) X-PLOR, Version 3.1. A system for X-ray Crystallography and NMR. New Haven, CT: Yale University Press.

14. Collaboratiove Computational Project, Number 4. (1994), Acta Cryst., D50, 760-763.

15. Rossmann M.G., Blow D.M., Harding M.M., Coller E. (1964), Acta Cryst., 17, 338-342.

16. Argos P. & Rossmann M.G. (1980) in "Theory and Practice of Direct Methods in Crystallography" (Ladd and Palmer, eds.), pp.361-417. Plenum, New York.

17. Crowter, R.A. & Blow, D.M. (1967). A method of positioning a known molecule in an unknown crystal structure. Acta Cryst., 23, 544-548.

18. Harada Y., Lifchitz A., Berthou J., Jolies P. (1981), Acta Cryst., A37, 398406.

19. Fujinaga M. & Read R.J. (1987), J! Appl. Cryst., 20, 517-521.

20. Doesburg H.M. & Beirskens P.T. (1983), Acta Cryst., A39, 368-376.

21. Read R.J. & Schierbeek A.J. (1988), J. Appl. Cryst., 21, 490-495.

22. Cygler M. & Desrochers M. (1989), Acta Cryst., A45, 563-572.

23. Bentley G.A. & Houndusse A. (1992), Acta Cryst., A48, 312-322.

24. G.J. Kleywegt & T.A. Jones (1997) Template convolution to enhance or detect structural features in macromolecular electron-density maps, Acta Cryst, D53, 179-185.

25. Brunger A.T., Milburn M.V., Tong L., de Vos A.M., Jancarik J., Yamazumi Z., Nishimura S., Ohtsuka E., Kim S.-H. (1990), Proc. Natl. Acad. Sei. USA 87, 4849-4853.

26. Castellano E., Oliva G., Navaza J. (1992), J. Appl. Cryst., 25, 281.

27. Baikalov I. & Dickerson R.E. (1998) Molecular Replacement Using DNA Helical Symmetry. Acta Cryst., D54, 324-333.

28. Rabinovich D. & Shakked Z. (1984), Acta Cryst., A40, 195-200.

29. Kissinger C.R., Gehlhaar D.K., Fogel D.B. (1999) Rapid automated molecular replacement by evolutionary search. Acta Cryst., D55, 484-491.

30. Chang G. & Lewis M. (1997) Molecular Replacement Using Genetic Algorithms. Acta Cryst., D53,279-289.

31. Metropolis N., Rosenbluth A.W., Rosenbluth M.N., Teller A. & Teller E. (1953),J. Chem. Phys., 21, 1087-1092.

32. Kirkpatrick S., Gelatt C.D. Jr & Vecchi M.P. (1983), Science, 220, 671-680.

33. Chang G. & Lewis M. (1994), Acta Cryst., D50, 667-674.

34. Miller S.T., Hogle J.M. & Filman D.J. (1996), Acta Cryst., D52, 235-251.

35. Powell M.J.D. (1977), Math. Programming, 12, 241-254.

36. Read R.J. (1997) Model Phases: Probabilities and Bias. In Methods in Enzymology, 277, 110-128, Academic Press.

37. Green D., Ingram V. & Perutz M.F. (1954), Proc. R. Soc., A225, 287.

38. Hoffman D. W., Davies C., Gerchman S. E., Kycia J. H., Porter S. J., White S. W., Ramakrishnan V. (1994) Crystal structure of prokaryotic ribosomal protein L9: a bi-lobed RNA-binding protein. EMBO J., 13(1), 205-212.

39. Golden B. L., Ramakrishnan V., White S. W. (1993) Ribosomal protein L6: structural evidence of gene duplication from a primitive RNA binding protein. EMBO J., 12(13) 4901-4908.

40. Ke H. (1997) Overview of Isomorphous Replacement Phasing. In Methods in Enzymology, 276,448-461, Academic Press.

41. Blow D.M. and Crick F.H.C. (1959) Acta Cryst., 12, 794.

42. Wilson C. and Agard D.A. (1993) Acta Cryst., A49, 97.

43. Baker D., Bystroff C., Fletterick R.J. and Agard D.A. (1993) Acta Cryst., D49,429.

44. Zhang,K.Y.J. (1993) SQUASH combining constraints for macromolecular phase refinement and extension. Acta Cryst., D49,213-222.

45. Dodson E.J. (1975) In "Crystallographic Computing Techniques" (F.R. Ahmed, ed.), pp. 259-268, Munksgaard, Copenhagen.

46. Tickle I J. (1991) In "Isomorphous Replacement and Anomalous Scattering, Proceedings of the CCP4 Weekend', pp.87-95, Daresbury Laboratory, Warrington, U.K.

47. Terwilliger T.C. and Eisenberg D. (1983) Acta Cryst., A39, 813

48. Bricogne G. (1991) In "Isomorphous Replacement and Anomalous Scattering, Proceedings of the CCP4 Weekend", pp.60-68, Daresbuiy Laboratory, Werrington, U.K.

49. Otwinowski Z. (1991) In "Isomorphous Replacement and Anomalous Scattering, Proceedings of the CCP4 Weekendpp.80-85, Daresbury Laboratory, Werrington, U.K.

50. Read R.J. (1991) In "Isomorphous Replacement and Anomalous Scattering, Proceedings of the CCP4 Weekend', pp.69-79, Daresbury Laboratory, Werrington, U.K.

51. Hendrickson W.A. and C.M. Ogata. (1997) Phase Determination from Multiwavelength Anomalous Diffraction Measurements. In Methods in Enzymology, 276, 494-523, Academic Press.

52. Hendrickson W.A., Smith J.L., Phizackerley R.P. and Merritt E.A. (1988) Crystallographic structure analysis of lamprey hemoglobin from anomalous dispersion of synchrotron radiation. Proteins, 4(2), 77-88.

53. Ramakrishnan V. and Biou V. (1997) Treatment of Multiwavelength Anomalous Diffraction Data as a Special Case of Multiple Isomorphous Replacement. In Methods in Enzymology, 276, 538-557, Academic Press.

54. Hendrickson W.A. (1991) Determination of Macromolecular Structures from Anomalous Diffraction of Synchrotron Radiation. Science, 254, 51-58.

55. Konnert,J.H. (1976) A restrained-parameter structure-factor least-squares refinement procedure for large asymmetric units. Acta Cryst., A32, 614617.

56. Hendrickson,W.A., Konnert,J.H. (1980) Incorporation of stereochemical information into crystallographic refinement. Intern.Winter School on Cryst.Computing, Bangalore, India

57. Sussman,J.L., Holbrook.S.R., Church.G.M., Kim,S.-H. (1977) A structure-factor least-square refinement procedure for macromolecular structures using constrained and restrained parameters. Acta Cryst., A33, 800-804.

58. Sussman,J.L. (1985) Constrained-resntained least-squares (CORELS) refinement of proteins and nucleic acids. In Methods in Enzymology, 115, 271-303, Academic Press.

59. G.Jack,A., Levitt,M. (1978) Refinement of large structures by simultaneous minimization of energy and R factor. Acta Cryst., A34, 931-935.

60. Agarwal,R.C. (1978) A new least-square refinement technique based on the fast Fourier transforn algorithm. Acta Cryst., A34, 791-809.

61. Brunger,A.T., Kuriyn.J., Karplus,M. (1987) Crystallographic R factor refinement by molecular dynamics. Science, 235, 458-460.

62. Brunger,A.T., Karplus.M., Petsko,G.A. (1989) Crystallographic refinement' by simulated annealing: application to crambin. Acta Cryst., A45, 51-61.

63. Kuriyn,J., Brunger,A.T., Karplus.M., (1989) X-ray refinement of protein structures by simulated annealing: test of method on myohemerythrin. Acta Cryst., A45, 396-409.

64. Brunger,A.T., Krukovski,A., EricksonJ.W. (1990) Slow-cooling protocol for crystallographic refinement by simulated annealing. Acta Cryst., A46, 585-593.

65. Jones,T.A., Zou.J.Y., Cowan,S.W., Kjeldgaard,M. (1991) Improved methods for building protein models in electron density maps and the location of errors in these models. Acta Cryst., A47, 110-119.

66. Dodson,E. (1995) Report of workshop on validation of macromolecular structures solved by X-ray analysis. Joint CCP4 and ESF-EACBM newsletter on protein crystallography. 31, 51-57

67. Ramachandran,G.N., Ramakrishnan.C., Sasisekharan,V. (1963) J.Mol. Biol., 7, 95-99.

68. Briinden,C.I., Jones.T.A. (1990) Between objectivity and subjectivity. Nature, 343, 687-689.

69. Kleywegt,G.J., Jones,T.A. (1995) "Braille for pugilists", Proceedings of the CCP4 Study Weekend, 6-7 January, p. 11-23.

70. Laskowski,R.A., MacArthur,M.W., Moss,D.S., Thornton, J.M. (1993) PROCHECK: a program to check the stereochemical quality of protein structures. J.Appl.Cryst., 26,283-291.

71. Watkin,D. (1994) The control of difficult refinements. Acta Cryst, D50, 411-437.

72. Brunger,A.T. (1992) Free R value: a novel statistical quantity for assessing the accuracy of crystal structures. Nature, 355, 472-475.

73. Brunger,A.T. (1993) Assessment of phase accuracy by cross validation: the free R value. Methods and applications. Acta Cryst., D49, 24-36.

74. Rossmann,M.G., Blow,D.M. (1963) Determination of phases by the conditions of non-crystallographic symmetry. Acta Cryst., 16, 39-45.

75. Zhang,K.Y.J., Main,P. (1990) Histogram matching as a new density modification technique for phase refinement and extension of protein molecules. Acta Cryst., A46, 41-46.

76. Lunin,V.Yu., Urzhumtsev,A.G., Skovoroda,T.P. (1990) Direct low-resolution phasing from electron-density histograms in protein crystallography. Acta Cryst., A46, 540-544.

77. Lunin,V.Yu. (1993) Electron density histograms and the phase problem. Acta Cryst., D49, 90-99.

78. Lunin,V.Yu., Skovoroda,T.P. (1991) Frequencies-restrained structure factor refinement. I. Histogram simulation. Acta Cryst., A47, 45-52.

79. Lunin,V.Yu., Vernoslova,E.A. (1991) Frequencies-restrained structure factor refinement. II. Comparison of methods. Acta Cryst., A47, 238-243.

80. Cowtan,K.D., Main,P. (1993) Improvement of macromolecular electron-density maps by the simultaneous application of real and reciprocal space constraints. Acta Cryst., D49, 148-157.

81. Xiang,S., Carter, C.W.Jr, Bricogne.G., Gilmore,C.J. (1993) Entropy maximization constrained by solvent flatness: a new method for macromolecular phase extension and map improvement. Acta Cryst., D49, 193-212.

82. Schevitz,R.W., Podjarny,A.D., Zwick,M., Hugkes,JJ., Sigler,P.B. (1981) Improving and extending the phases of medium- and low- resolution macromolecular structure factors by density modification. Acta Cryst., A37, 669-677.

83. Jiang,J.-S., Brunger,A.T. (1994) Protein hydration observed by X-ray diffraction. J. Mol. Biol., 243, 100-115.

84. Roberts,A.L.U., Brunger,A.T. (1995) Phase improvement by cross-validation density modification. Acta Cryst., D51, 990-1002.

85. Brunger A.T. (1997) Free R Value: Cross-Validation in Crystallography. In Methods in Enzymology, 277, 366-396, Academic Press.

86. Cowtan,K.D. (1994) DM: An automated procedure for phase improvement by density modification. Joint CCP4 and ESF-EACBM newsletter on protein crystallography, 31, 34-38.

87. Lunin,V.Yu., Skovoroda,T.P. (1995) R-free likelihood-based estimates of errors for phases calculated from atomic models. Acta Cryst., A51, 880-887.

88. Lunin,V.Yu., Urzhumtsev.A.G. (1984) Improvement of protein phases by coarse model modification. Acta Cryst., A40,269-277.

89. Diamond,R. (1971) A real-space refinement procedure for proteins. Acta Cryst., All, 436-452.

90. Isaacs,N.W., Agarwal.R.C. (1978) Experience with fast Fourier least-squares in the refinement of the crystal structure of rhombohedral 2-zinc insulin at 1.5A resolution. Acta Cryst., A34, 782-791.

91. Sheldrick,G.M. (1976) SHELX86. Program for crystal structure determination. University of Gottingen, Federal Republic of Germany (Computer program).

92. Sheldrick,G.M. "SHELXS-86", Ciystallographic computing 3, edited by G.M.Sheldrick, C.Kruger, R.Goddard, Oxford: Clarendon Press, p.184-189.

93. Sheldrick,G.M. (1990) Phase annealing in SHELX-90: direct methods for larger structures. Acta Cryst., A46, 467-473.

94. Sheldrick,G.M, Schneider,T.R. (1997) SHELXL: high-resolution refinement. In Methods in Enzymology, 277, 319-343, Academic Press.

95. Lamzin.V.S., Wilson,K.S. (1993) Automated refinement of protein models. Acta Cryst., D49, 129-147.

96. Юсупов М.М., Траханов С.Д., Барынин В.В., Боровягин B.JL, Гарбер М.Б., Седельникова С.Э., Селиванова О.М., Тищенко С.В., Широков В.А., Единцов И.М. (1987) Кристаллизация 30S субчастиц рибосом Thermus thermophilus. Докл. АН СССР, 292, 1271-1274.

97. Trakhanov S.D., Yusupov М.М., Agalarov S.Ch., Garber M.B., Ryazantsev S.N., Tischenko S.V., Shirokov V.A. (1987) Crystallization of 70S ribosomes and 30S ribosomal subunits from Thermus thermophilus. FEBS Lett, 220, 319-322.

98. Yonath A., Glotz C., Gewitz H.S., Barteies K.S., Von Bohlen К., Makowski I., Wittmann H.G. (1988) Characterization of crystals of small ribosomal subunits. J. Mol. Biol., 203, 831-834.

99. Yonath A., Missing J., Teshe В., Lorenz S., Erdmann V. and Wittmann H.G. (1980) Crystallization of ribosomal subunit from B. stearothermophilus. Biochem. Int., 1, 428-435.

100. Wittmann H.G., Mussig J., Gewitz H.S., Piefke J., Rheinberger H-J. and Yonath A. (1982) Crystallization of E.coli ribosome. FEBS Lett., 146, 217220.

101. Карпова E.A., Сердюк И.Н., Тарховский Ю.В., Орлова Е.В., Боровягин B.JL (1986) Кристаллизация рибосом Thermus thermophilus. Докл. АН СССР, 289, 1263-1266.

102. Yusupov М.М., Tischenko S.V., Trakhanov S.D., Ryazantsev S.N., Garber M.B. (1988) A new crystalline form of 30S ribosomal subunits from Thermus thermophilus. FEBS lett., 238, 113-115.

103. Yusupov M.M., Garber M.B., Vasiliev V.D., Spirin A.S. (1991) Thermus thermophilus ribosomes for crystallographic studies. Biochimie, 73, 887897.

104. Yonath A. and Wittmann H.G. (1989) Challenging the three-dimensional structure of ribosome. Trends Biochem. Sei., 14, 329-335.

105. Trakhanov S., Yusupov M., Shirokov V., Garber M., Mitshler A., Ruff M., Thierry J.C., Moras D. (1989) Preliminary X-ray investigation of 70 S ribosome crystals from Thermus thermophilus. J. Mol. Biol., 209, 327-328.

106. Hansen H.A., Volkmann N., Piefke J., Glotz C., Weinstein S., Makowski I., Meyer S., Wittmann H.G., Yonath A. (1990) Crystals of complexes mimicking protein biosynthesis are suitable for crystallographic studies. Biochim Biophys Acta 1050, 1-7.

107. Ban N., Freeborn B., Nissen P., Penczek P., Grassucci R.A., Sweet R., Frank J., Moore P.B., Steitz T.A. (1998) A 9A resolution X-ray crystallographic map of the large ribosomal subunit. Cell, 93,1105-1115.

108. Clemons W.M.Jr, May J.L.C., Wimberly B.T., McCutcheon J.P., Capel M.S., Ramakrishnan V. (1999) Structure of a bacterial 30S ribosomal subunit at 5.5A resolution. Nature, 400, 833-840.

109. Ban N., Nissen P., Hansen J., Capel M., Moore P.B., Steitz T.A. (1999) Placement of protein and RNA structures into a 5A-resolution map of the 50S ribosomal subunit. Nature, 400, 841-847.

110. Cate J.H., Yusupov M.M., Yusupova G.Zh., Earnest T.N., Noller H.F. (1999) X-ray crystal structure of 70S ribosome functional complexes. Science, 285, 2095-2104.

111. Powers T. and Noller H.F. (1995) Hydroxyl radical footprinting of ribosomal proteins on 16S ribosomal RNA. RNA, 1, 194-209.

112. Mueller F. and Brimacombe R.A. (1997) A new model for the three-dimensional folding of Escherichia coli 16S ribosomal RNA. II. The RNA-protein interaction data. J. Mol Biol., 271, 545-565.

113. Lodmell J.S., Dahlberg A.E. (1997) A conformational switch in Escherichia coli 16S ribosomal RNA during decoding of messenger RNA. Science, 277, 1262-1267.

114. Agafonov D.E., Kolb V.A., Spirin A.S. (1997) Proteins on ribosome surface: measurements of protein exposure by hot tritium bombardment technique. Proc Natl Acad Sei USA, 94, 12892-12897.

115. Cate J.H., Gooding A.R., Podell E., Zhou K., Golden B.L., Kundrot C.E., Cech T.R., Doudna J.A. (1996) Crystal structure of a group I ribozyme domain: principles of RNA packing. Science, 273, 1678-1685.

116. Szewczak A.A., Moore P.B. (1995) The sarcin/ricin loop, a modular RNA. J. Mol. Biol., 247, 81-98.

117. Correll C.C., Munishkin A., Chan Y-L., Ren Z., Wool I. G., Steitz T. A. (1998) Crystal Structure of the Ribosomal RNA Domain Essential for Binding Elongation Factors. Proc.Nat.Acad.Sci. USA, 95, 13436.

118. Agrawal R.K., Penczek P., Grassucci R.A., Li Y., Leith A., Nierhaus K.H., Frank J. (1996) Direct visualization of A-, P-, and E-site transfer RNAs in the Escherichia coli ribosome. Science, 271, 1000-1002.

119. Stark H, Orlova E.V, Rinke-Appel J, Junke N, Mueller F, Rodnina M, Wintermeyer W, Brimacombe R. and Marin van Heel (1997) Arrangement of tRNAs in Pre- and Posttranslocational Ribosomes Revealed by Electron Cryomicroscopy. Cell, 88, 19-28.

120. Wilson K.S. and Noller H.F. (1998) Mapping the position of translational elongation factor EF-G in the ribosome by directed hydroxyl radical probing. Cell, 92, 131-139.

121. Culver G.M., Cate J.H., Yusupova G.Zh., Yusupov M.M., Noller H.F. (1999) Identification of an RNA-protein bridge spanning the ribosomal subunit interface. Science, 285, 2133-2135.

122. Green R. and Noller H.F. (1997) Ribosomes and translation. Annu. Rev. Biochem, 66, 679-716.

123. Liljas A. (1991) Comparative biochemistry and biophysics of ribosomal proteins. Int. Rev. of Cytology., 124, 103-136.

124. Wittmann-Liebold B., Ashman K., Dzionara M. (1984) On the statistical significance of homologous structures among the Escherichia coli ribosomal proteins. Mol Gen Genet, 196,439-448.

125. Serdyuk I.N., Zaccai G., Spirin A.S. (1978) Globular conformation of some ribosomal proteins in solution. FEBSLett. 94, 349-352.

126. Moller W., Groene A., Terhorst C., Amons R. (1972) 50-S ribosomal proteins. Purification and partial characterization of two acidic proteins, A1 and A2, isolated from 50S ribosomes of Escherichia coli. Eur. J. Biochem., 25,5-12.

127. Ramakrishnan V. and White S.W. (1998) Ribosomal protein structures: insights into the architecture, machinery and evolution of the ribosome. TIBS, 23, 208-212.

128. Orengo, C.A. and Thornton, J.M. (1993). Alpha plus beta folds revisited: some favored motifs. Structure, 1,105-120.

129. Fresco J.R., Alberts B.M., & Doty P. (1960) Some molecular details of secondary structure of ribonucleic acids. Nature, 188, 98-104.

130. Spirin A.S. (1960) On macromolecular structure of native high-polymer ribonucleic acid in solution. J. Mol. Biol., 2, 436-446.

131. Cox R.A. (1966) The secondary structure of ribosomal RNA in solution. Biochem. J., 98, 841-857.

132. Woodson S.A. and Leontis N.B. (1998) Structure and dynamics of ribosomal RNA. CurrOpin Struct Biol, 8, 294-300.

133. Abdel-Meguid S.S., Moore P.B., Steitz T.A. (1983) Crystallization of a ribonuclease-resistant fragment of Escherichia coli 5 S ribosomal RNA and its complex with protein L25. J. Mol. Biol. ,171,207-215.

134. Oubridge C., Ito N, Evans P.R., Teo C.H., Nagai K. (1994) Crystal structure at 1.92A resolution of the RNA-binding domain of the U1Aspliceosomal protein complexed with an RNA hairpin. Nature, 372, 432438.

135. Draper D.E. (1999) Themes in RNA-protein recognition. J. Mol. Biol, 293, 255-270.

136. Draper D.E. and Reynaldo L.P. (1999) RNA binding strategies of ribosomal proteins. Nucleic Acid Res., 27, 381-388.

137. Otwinowski, Z. and Minor, W. (1997) Processing of X-ray diffraction data collected in oscillation mode. In Methods in Enzymology, 276, 307-326, Academic Press.

138. Zvereva,M.I., Shpanchenko,O.V., Nierhaus,K.H. and Dontsova,O.A. (2000) Incorporation of ribosomal protein TL5 T.thermophilus into 50S ribosomal subunitis.co//. Dokl. Akad. Nauk, RAS, accepted.

139. Gongadze,G.M., Tishchenko.S.V., Sedelnikova,S.E. and Garber,M.B. (1993) Ribosomal proteins, TL4 and TL5, from Thermus thermophilus form hybrid complexes with 5S ribosomal RNA from different microorganisms. FEBS Lett., 330, 46-48.

140. Matthews B.W. (1968) Solvent content of protein crystals. J. Mol. Biol., 33,491-497.

141. Holm,L. and Sander,C. (1993) Protein structure comparison by alignment of distance matrices. J.Mol.Biol., 233, 123-138.

142. Lu,G. (2000) TOP: A new method for protein structure comparisons and similarity searches. J. Appl. Crystallogr., 33, 176-183.

143. Lu,M. and Steitz,T.A. (2000) Structure of Escherichia coli ribosomal protein L25 complexed with a 5S rRNA fragment at 1.8-A resolution. PNAS, 97, 2023-2028.

144. Stoldt,M. Wohnert,J., 0hlenschlager,0., Gorlach,M. and Brown,L.R. (1999) The NMR structure of the 5S rRNA E-domain-protein L25 complex shows preformed and induced recognition. EMBO J., 18, 6508-6521.

145. Correll,C.C., Freeborn,B, Moore,P.B. and Steitz,T.A. (1997) Metals, motifs and recognition in the crystal structure of a 5S rRNA domain. Cell, 91,705-712.

146. Jorgensen, W.L., Chandreskhar, J., Madura, J.D., Imprey, R.W. & Klein, M.L. (1983). Comparison of simple potential functions for simulating liquid water. J. Chem. Phys., 79, 926-935.

147. Gryaznova,O.I., Davydova,N.L., Gongadze,G.M., Jonsson,B.H., Garber,M.B. and Liljas,A. (1996) A ribosomal protein from Thermus thermophilus is homologous to a general shock protein. Biochimie, 78, 915919.

148. Zhang,G. and Darst,S.A. (1998) Structure of the Escherichia coli RNA polymerase a subunit amino-terminal domain. Science, 281, 262-266.

149. Zhang,G., Campbell,E.A., Minakhin,L., Richter,C., Severinov,K. and Darst,S.A. (1999) Crystal structure of Thermus aquaticus core RNA polymerase at 3.3 A resolution. Cell, 98, 811-824.

150. Niu,W., Kim,Y., Tau,G., Heyduk,T. and Ebright,R. H. (1996) Transcription activation at class II CAP-dependent promoters: Two interactions between CAP and RNA polymerase. Cell, 87, 1123-1134.