Синтетические пятитяжевые α-суперспиральные фибриллы: конструирование и свойства тема диссертации и автореферата по ВАК РФ 03.00.02, кандидат физико-математических наук Мельник, Татьяна Николаевна

• Мельник, Татьяна Николаевна
• кандидат физико-математических наук
• 2005

Оглавление диссертации кандидат физико-математических наук Мельник, Татьяна Николаевна

I. Введение. 5 П. Литературный обзор.

2.1. а-Суперспиральные белки.

2.2. Что такое а-суперспиральный мотив?

2.3. Принципы олигомеризации а-спиралей в а-суперспиральные комплексы.

2.3.1. Стехиометрия а-суперспиралей.

2.3.2. Ориентация а-суперспиралей.

2.3.3. Гомо- или гетероолигомеризация а-суперспиралей.

2.4. Принципы олигомеризации многотяжевых а-суперспиралей.

2.5. Правые а-суперспирали.

2.6. Структурная организация олигомерного матриксного белка сухожилий крысы.

2.7. Конструирование а-суперспиральных фибриллярных структур.

2.8. Медицинские и биотехнологические аспекты применения а-суперспиральных комплексов.

Ш. Материалы и методы.

3.1. Синтез пептидов.

3.2. Исследование содержания вторичной структуры методом спектроскопии кругового дихроизма (КД).

3.3. Исследование синтетических пептидов гидродинамическими методами.

3.3.1. Измерение коэффициентов седиментации.

3.3.2. Измерение коэффициентов диффузии.

3.3.3. Определение молекулярной массы препаратов.

3.3.4. Расчеты факторов формы Перрена.

3.4. Определение коэффициентов диффузии пептидов методом динамического светорассеяния.

3.5. Электронная микроскопия.

3.6. Дифференциальная сканирующая микрокалориметрия.

3.7. Метод малоугловой дифракции рентгеновских лучей. 42 IV. Результаты и обсуждения I.

4.1. Конструирование коротких полипептидов, способных образовывать пятитяжевые а-суперспиральные фибриллы.

4.1.1. Выбор длины полипептида.

4.1.2. Дизайн аминокислотной последовательности пятитяжевой а-суперспирали.

4.2. Экспериментальное исследование структур, образованных полипептидами aFFP и aFFPcc.

4.2.1. Исследование вторичной структуры aFFP и aFFPcc методом спектроскопии кругового дихроизма (К Д).

4.2.2. Определение формы и характерных размеров а-суперспиральных комплексов, формируемых пептидами aFFP и aFFPcc.

4.2.3. Исследование стабильности a-суперспиральных фибрилл, формируемых пептидом aFFP.

4.2.4. Исследование фибриллярной структуры, формируемой пептидом aFFP, методом малоугловой дифракции рентгеновских лучей.

4.3. Конструирование и экспериментальное исследование структуры полипептида, несущего на N-конце последовательность, нарушающую характерную для a-суперспиралей квазипериодичность.

4.3.1. Исследование вторичной структуры пептида aFFP-rgd методом спектроскопии кругового дихроизма (КД).

4.3.2. Определение стехиометрии комплекса, формируемого пептидом aFFP-rgd.

4.4. Обсуждение результатов I.

V. Результаты и обсуждения П.

5.1. Конструирование пептидов, способных образовывать а-суперспиральные фибриллы в широком диапазоне значений рН.

5.2. Экспериментальное исследование структур, образованных пептидами aFFP-1, aFFP-2 и aFFP-3.

5.2.1. Исследование вторичной структуры aFFP-1, aFFP-2 и aFFP-3 методом спектроскопии кругового дихроизма (КД).

5.2.2. Определение характерных размеров и формы a-суперспиральных комплексов, формируемых пептидами aFFP-1, aFFP-2 и aFFP-3.

5.2.2.1. Исследования методом электронной микроскопии.

5.2.2.2. Исследования гидродинамическими методами. 83 5.2.3. Исследование стабильности a-суперспиральных фибрилл, формируемых пептидами aFFP-1, aFFP-2 и aFFP-3.

5.3. Экспериментальное исследование структур полипептидов aFFP-1 rgd, aFFP-2rgd и aFFP-3rgd.

5.4. Обсуждение результатов II.

VI. Выводы. 94 VH. Список литературы.

Введение диссертации (часть автореферата) на тему «Синтетические пятитяжевые α-суперспиральные фибриллы: конструирование и свойства»

а-Суперспирали - это широко распространенные элементы структуры белков. Для этих структур характерным является то, что их аминокислотная последовательность квазипериодична и может быть представлена в виде повторяющихся семичленников (аЪ с def g)n, причем в (а) и (d) положениях, как правило, находятся неполярные аминокислотные остатки, формирующие внутреннее гидрофобное ядро, а в положениях (Ь), (с), (е), ф и (g) -полярные аминокислотные остатки, участвующие в меж- и внутриспиральных взаимодействиях (Cohen & Parry, 1990; Lupas, 1996; Hodges, 1996). Многочисленные исследования показали, что пептиды, имеющие характерный семичленный повтор аминокислотной последовательности образуют как двух-, трех- , так и четырех- и пятитяжевые а-суперспирали (Adamson, et al., 1993; Lovejoy, et al., 1993; Banner, et al., 1987; Malashkevich, et al., 1996). Однако вопрос о том, какие взаимодействия ответственны за избирательность образования а-суперспиралей с той или иной стехиометрией до сих пор остается открытым. Данная работа посвящена изучению факторов, приводящих к образованию пятитяжевых а-суперспиральных комплексов.

Проанализировав структуры известных четырех- и пятитяжевых а-суперспиралей, мы предположили, что число спиралей в многотяжевых а-суперспиралях определяется не только эффектом упаковки внутренних гидрофобных остатков, находящихся в положениях (а) и (d), но и дополнительными электростатическими взаимодействиями между аминокислотными остатками боковых цепей, находящихся в положениях (Ь), (с), ф и (g) а-суперспирали. Так же из проведенного анализа следовало, что пептиды, склонные к образованию пятитяжевых а-суперспиралей и имеющие строгий семичленный повтор аминокислотной последовательности способны образовывать регулярные фибриллярные структуры. Это было интересно проверить экспериментально, поскольку из литературы известно, что попытки ряда авторов сконструировать а-суперспиральные полипептиды с возможным сдвигом отдельных а-спиралей вдоль оси суперспирали приводили к образованию фибриллярных агрегатов с неожиданно большой и нерегулярной толщиной (Pandya, et al. 2000; Ogihara, et al., 2001; Yeates & Padilla, 2002; Ryadnov & Woolfson, 2003).

Конструирование полипетидов de novo с заранее заданной архитектурой - это хороший способ проверить правильность понимания нами принципов структурной организации а-суперспиральных комплексов. С этой целью в работе был сконструирован короткий полипептид aFFP, который способен образовывать в растворе длинные пятитяжевые a-суперспиральные фибриллы. Исследование структуры полипетида методами спектроскопии КД, седиментации - диффузии, электронной микроскопии, сканирующей микрокалориметрии и малоугловой дифракции рентгеновских лучей подтвердили предсказанную пятитяжевую упаковку отдельных a-спиралей полипептида в a-суперспиральной фибрилле. Кроме того, внесение изменений в последовательность исходного полипетида aFFP позволило прояснить роль заряженных аминокислотных остатков, находящися в положениях ф и (g), в структуре пятитяжевой а-суперспирали.

Также в работе обсуждается возможность использования полученных фибриллярных структур для решения ряда прикладных задач в биотехнологии и медицине.

II. Литературный обзор

Заключение диссертации по теме «Биофизика», Мельник, Татьяна Николаевна

VI. Выводы.

1. Впервые сконструирован de novo и синтезирован короткий полипептид aFFP, состоящий из 34 аминокислотных остатков, который при кислых рН среды спонтанно собирается в длинные a-суперспиральные фибриллы с фиксированным диаметром. Исследование структуры фибриллы методами спектроскопии КД, седиментации - диффузии, электронной микроскопии, сканирующей микрокалориметрии и малоугловой дифракции рентгеновских лучей подтверждает предсказанную пятитяжевую упаковку отдельных а-спиралей полипептида в a-суперспиральной фибрилле.

2. При переходе из кислых условий среды в нейтральные полипептид aFFP обратимым образом формирует сферические частицы с диаметром 10-15 нм.

3. Показано, что взаимодействия между поверхностными аминокислотными остатками важны для образования пятитяжевых a-суперспиралей. В частности, показано, что заряженные остатки в (f) и (g) положениях влияют как на стабильность пятитяжевых a-суперспиралей, так и на диапазон рН в которых они образуются.

4. Показано, что измененные последовательности пептидов aFFP-1, aFFP-2 и aFFP-З способны образовывать пятитяжевые a-суперспиральные фибриллы в широком диапазоне изменений значений рН, что позволит использовать такие структуры в биотехнологии и медицине в качестве носителей коротких биологически активных лигандов.

В заключении я хочу выразить глубокую и искреннюю признательность

Сергею Александровичу Потехину, своему научному руководителю, за внимание и доброжелательность, которые сопровождали мою работу, всем сотрудникам группы термодинамики белка Института белка РАН за помощь в процессе работы над диссертацией и теплую дружественную атмосферу, способствовавшую плодотворной работе, всем сотрудникам Института белка, с кем мне пришлось сотрудничать и просто работать рядом, за доброе отношение и поддержку.

Я очень благодарна Андрею Вилховичу Каяве, Виктору Дмитриевичу Васильеву, Виктору Ивановичу Попову, Альвине Андреевне Вазиной, Надежде Федоровне Ланиной за плодотворное сотрудничество и активный интерес к моей работе.

Список литературы диссертационного исследования кандидат физико-математических наук Мельник, Татьяна Николаевна, 2005 год

1. Т.Н. Мельник, А.В. Каява, Ж. Коррадин, В.И. Попов, С.А. Потехин. Роль электростатических взаимодействий в стехиометрии а-суперспиралей. III Пущинская конференция молодых ученых, Пущино, 27 30 апреля 1998. Сборник тезисов, стр. 86.

2. S A. Potekhin, T.N. Melnik, V. Popov, N.F. Lanina, A.A. Vazina, P. Rigler, A.S. Verdini, G. Corradin, A.V.Kajava, De novo design of fibrils made of short a-helical coiled coil peptides, Chemistry. & Biology 8, (2001), 1025-1032.

3. T.N. Melnik, V. Villard, V. Vasiliev, G. Corradin, A.V. Kajava and S.A. Potekhin. Shift of fibril-forming ability of the designed a-helical coiled coil peptides into the physiological pH region Protein Engineering 16 (2003), 1125-1130.

4. Боуэн Т., 1973. Введение в ультрацентрифугирование. Москва, "Мир", 248 с.

5. Кантор Ч. и Шиммел П., 1984. Биофизическая химия, том 2. Москва, "Мир", 493 с.

6. Ковригин Е.Л., Потехин С.А., 1996. Микрокалориметрическое исследование влияния диметилсульфоксида на тепловую денатурацию лизоцима, Биофизика 41 (6): 1201-1206.

7. Потехин С.А., Ковригин Е.Л., 1998. Влияние кинетических факторов на тепловую денатурацию и ренатурацию биополимеров. Биофизика, 43 (2): 223-232.

8. Adamson J.G., Zhou N.E., Hodges R.S., 1993. Structure, function and application of the coiled-coil protein folding motif. Curr Opin Biotechnol., 4(4):428-37;

9. Akey D.L., Malashkevich V.N., and Kim P.S., 2001. Buried polar residues in coiled-coil interfaces. Biochemistry, 40: 6352-6360.

10. Alber Т., 1992. Structure of the leucine zipper. Curr. Opin. Genet. Dey., 2:205-210.

11. Alberti S., Oehler .S, von Wilcken-Bergmann В., Muller-ffill В., 1993. Genetic analysis of the leucine heptad repeats of Lac repressor: evidence for a 4-helical bundle. EMBOJ12(8):3227-36.

12. Arndt K.M., Muller K.M., Pluckthun A., 2001. Helix-stabilized Fv (hsFv) antibody fragments: substituting the constant domains of a Fab fragment for a heterodimeric coiled-coil domain. J Mol Biol., 312(l):221-8.

13. Banner D.W., Kokkinidis M., Tsernoglou D., 1987. Structure of the ColEl гор protein at 1.7 A resolution. J Mol Biol., 196(3):657-75.

14. Baxevanis A.D., Vinson C.R., 1993. Interactions of coiled coils in transcription factors: where is the specificity? Curr Opin Genet Dev., 3(2):278-85.

15. Bradford M.M., 1976. A rapid and sensitive method for the quantitation of microgram quantities of protein utilizing the principle of protein-dye binding. Anal Biochem., 72:248-54.

16. Boice J.A., Dieckmann G.R., DeGrado W.F., Fairman R., 1996. Thermodynamic analysis of a designed three-stranded coiled coil. Biochemistry, 35(46): 14480-5.

17. Bryson J.W., Betz S.F., Lu H.S., Suich D.J., Zhou H.X., CWeil K.T., DeGrado W.F., 1995. Protein design: a hierarchic approach. Science. 270(5238):935-41.

18. Bullough P.A., Hughson F.M., Skehel J.J., Wiley D.C., 1994. Structure of influenza haemagglutinin at the pH of membrane fusion. Nature. 371(6492):37-43.

19. Burge R.E., 1959. X-ray scattering by bundles of cylinders. Acta Cryst., 12:285-289.

20. Burge R.E., 1963. Equatorial X-ray diffraction by fibrous proteins: short-range order in collagen, feather keratin and F-actin. J. Mol. Biol., 16:213-24.

21. Burkhard P., Ivaninskii S., Lustig A., 2002. Improving coiled-coil stability by optimizing ionic interactions. J Mol Biol. 318(3):901-10.

22. Campbell K.M., Lumb К J., 2002. Complementation of buried lysine and surface polar residues in a designed heterodimeric coiled coil. Biochemistry. 41(22):7169-75.

23. Carroll S.F., Barbieri J.T., Collier R.J., 1988. Diphtheria toxin: purification and properties. Methods Enzymol., 165:68-76.

24. Chen Y.H., Yang J.T., Chau K.H., 1974. Determination of the helix and beta form of proteins in aqueous solution by circular dichroism. Biochemistry, 13(16):3350-9.

25. Cohen C. & Parry D.A.D., 1990. a-Helical coiled-coils and bundles: how to design an a-helical protein. Proteins Struct. Funct. Genet. 7: 1-15.

26. Cohen F.E., Prusiner S.B., 1998. Pathologic conformations of prion proteins. Annu Rev Biochem., 67:793-819.

27. Conejero-Lara F., Mateo P.L., Aviles F.X., Sanchez-Ruiz J.M., 1991. Effect ofл .

28. Zn on the thermal denaturation of carboxypeptidase B. Biochemistry. 30(8):2067-72.

29. Crick, F. H. C., 1953. The packing of a-helices: simple coiled coils. Acta. Cry St., 6: 689-697.

30. Cusack S., Berthet-Colominas C., Hartlein M., Nassar N., Leberman R., 1990. A second class of synthetase structure revealed by X-ray analysis of Escherichia coli seryl-tRNA synthetase at 2.5 A. Nature. 347(6290):249-55.

31. Danovich R.D. & Serdyuk I.N., 1983. Proton Correlation Techniques in Fluid Mechanics. In Shulz-DuBois, E.O. (ed.), Springer, Berlin, New York, pp. 315-321.

32. Dayring H.E., Tramonato A., Sprang S.R., Fletterick R.J., 1986. Interactive program for visualization and modeling of proteins, nucleic acids and small molecules. J. Mol. Graph. 4:82-87.

33. DeGrado W.F., Wasserman Z.R., Lear J.D., 1989. Protein design, a minimalist approach. Science, 243(4891):622-8.

34. Dill K.A., 1990. Dominant forces in protein folding. Biochemistry. 29(31):7133-55.

35. DiCesare P., Hauser N., Lehman D., Pasumarti S., and Paulsson M., 1994. Cartilage oligomeric matrix protein (COMP) is an abundant component of tendon. FEBSLett., 354: 237-240.

36. Durr E., Jelesarov I., Bosshard H.R., 1999. Extremely fast folding of a very stable leucine zipper with a strengthened hydrophobic core and lacking electrostatic interactions between helices. Biochemistry, 38(3):870-80.

37. Efimov V.P., Lustig A. & Engel J. 1994. The thrombospondin-like chains of cartilage oligomeric matrix protein are assembled by a five-stranded a-helical bundle between residues 20 and 83. FEBSLett. 341: 54-58.

38. Efimov V.P., Engel J., Malashkevich V.N., 1996. Crystallization and preliminary crystallographic study of the pentamerizing domain from cartilage oligomeric matrix protein: a five-stranded alpha-helical bundle. Proteins. 24(2):259-62.

39. Ekman S., Reinholt F. P., Hultenby K. and Heinegard D., 1997. Ultrastructural immunolocalization of cartilage oligomeric matrix protein (COMP) in porcine growth cartilage. Calcif. Tissue Int.,, 60:547-553.

40. Ellenberger Т., 1994. Getting a grip in DNA recognition: structures of the basic region, leucine zipper, and the basic region helix-loop- helix DNA-binding domains. Curr. Opin. Struct. Biol. 4: 12-21.

41. Fairman R., Chao H.-G., Mueller L., Lavoie Т. В., Shen L., Novothy J., and Matsueda G. R., 1995. Characterization of a new four-chain coiled-coil: influence of chain length on stability. Protein Sci. 4,1457-1469.

42. Fairman R., Chao H.G., Lavoie T.B., Villafranca J.J., Matsueda G.R., Novotny J., 1996. Design of heterotetrameric coiled coils: evidence for increased stabilization by Glu(")-Lys(+) ion pair interactions. Biochemistry, 35(9):2824-9.

43. Frere V., Sourgen F., Monnot M., Troalen F. and Fermandijian S., 1995. A peptide fragment of human DNA topoisomerase П a forms a stable coiled coil structure in solution. J. Biol. Chem., 270:17502-17507.

44. Glover J.N.M. & Harrison S.C., 1995. Crystal structure of the heterodimeric bZIP transcription factor c-Fos-c-Jun bound to DNA. Nature, 373: 257-261.

45. Graddis T.J., Myszka D.G., Chaiken I.M., 1993. Controlled formation of model homo- and heterodimer coiled coil polypeptides. Biochemistry. 32(47): 12664-71.

46. Griebenow K., Klibanov A.M. 1996. On protein denaturation in aqueous-organic mixtures but note in pure organic solvents. J. Am. Chem. Soc., 118:1170-1175.

47. Gonzalez L., Woolfson D.N., Alber Т., 1996a. Buried polar residues and structural specificity in the GCN4 leucine zipper. Nat Struct Biol. 3(12): 1011-8.

48. Gonzalez L., Brown R.A., Richardson D., Alber Т., 1996b. Crystal structures of a single coiled-coil peptide in two oligomeric states reveal the basis for structural polymorphism. Nat Struct Biol. 3(12): 1002-9.

49. Gotte G., Testolin L., Costanzo C., Sorrentino S., Armato U., Libonati M., 1997. Cross-linked trimers of bovine ribonuclease A: activity on double-stranded RNA and antitumor action. FEBSLett., 415(3):308-12.

50. Harbury P.B., Zhang Т., Kim P.S. & Alber T. 1993. A switch between two-, three-, and four-stranded coiled coils in GCN4 leucine zipper mutants. Science 262:1401-1407.

51. Harbury P.B., Kim P.S. & Alber T. 1994. Crystal structure of an isoleucine-zipper trimmer. Nature 371: 80-83.

52. Harbury P.B., Plecs J.J., Tidor В., Alber Т., Kim P.S., 1998. High-resolution protein design with backbone freedom. Science. 282(5393): 1462-7.

53. Hedbom E., Antonsson P., Hjerpe A., Aeschlimann D., Paulsson M., Rosa-Pimentel E., Sommarin Y., Wendel M., Oldberg A., and Heinegard D., 1992. Cartilage matrix proteins. J. Biol. Chem., 267: 6132-6136.

54. Hedbom E., Antonsson P., Hjerpe A., Aeschlimann D., Paulson M., Rosa-Pimentel E., Sommarin Y., Wendel M., Oldberg A., Heinegard D., 1995. An acidic oligomeric protein (COMP) detected only in cartilage. J. Biol. Chem., 267: 6132-6136.

55. Hodges R.S., 1992. Unzipping the secrets of coiled-coils. Curr. Biol., 2:122-124.

56. Hodges R.S., 1996. De novo design of a-helical proteins: basic research to medical applications. Biochem. Cell Biol., 74: 133-154.

57. Hoppe H.J. & Reid K.B., 1994. Trimeric C-type lectin domains in host defence. Structure, 2: 1129-1133.

58. Hu J.C., O'Shea E.K., Kim P.S., Sauer R.T., 1990. Sequence requirements for coiled-coils: analysis with lambda repressor-GCN4 leucine zipper fusions. Science, 250(4986): 1400-3.

59. Junius F.K., Mackay J.P., Bubb W.A., Jensen S.A., Weiss A.S., King G.F., 1995. Nuclear magnetic resonance characterization of the Jun leucine zipper domain: unusual properties of coiled-coil interfacial polar residues. Biochemistry. 34(18):6164-74.

60. Kajava A.V., 1996. Modeling of a five-stranded coiled coil structure for the assembly domain of the cartilage oligomeric matrix protein. Proteins, 24:218-226.

61. Knappenberger J.A., Smith J.E., Thorpe S.H., Zitzewits J.A. & Matthews C.R., 2002. A buried polar residue in the hydrophobic interface of the coiled-coil peptide, GCN4-pl, plays a thermodynamic, not a kinetic role in folding. J. Mol. Biol., 321: 1-6.

62. Karin M., Liu Z., Zandi E., 1997. AP-1 function and regulation. Curr Opin Cell Biol., 9(2):240-6.

63. Kohn W.D., Kay C.M., Hodges R.S., 1995. Protein destabilization by electrostatic repulsions in the two-stranded alpha-helical coiled-coil/leucine zipper. Protein Sci. 4(2):237-50.

64. Kohn W.D., Kay C.M. and Hodges R.S., 1998. Orientation, positional, additivity, and oligomerization-state effects of interhelical ion pairs in a-helical coiled coils. J. Mol. Biol., 283: 993-1012.

65. Kostelny S.A., Cole M.S., Tso J.Y., 1992. Formation of a bispecific antibody by the use of leucine zippers. J Immunol., 148(5):1547-53.

66. Krylov D., Mikhailenko I., Vinson C., 1994. A thermodynamic scale for leucine zipper stability and dimerization specificity: e and g interhelical interactions. EMBOJ., 13(12):2849-61.

67. Malashkevich V.N., Kammerer R.A., Efimov V.P., Schultness Т., Engel J., 1996. The crystal structure of a five-stranded coiled coil in COMP: a prototype ion chanel? Science 274:761-765.

68. McLachlan & Karn, 1983. Periodic features in the amino acid sequence of nematode myosin rod. J Mol Biol., 164(4):605-26.

69. McWhirter J.R., Galasso D.L. & Wang J.Y.J., 1993. A coiled coil oligomerization domain of Bcr is essential for the transforming function of Bcr-Abl oncoproteins. Mol. Cell. Biol., 13: 7587-7595

70. Moitra J., Mason M.M., Olive M., Krylov D., Gavrilova O., Marcus-Samuels В., Feigenbaum L., Lee E., Aoyama Т., Eckhaus M., Reitman M.L., Vinson C., 1998. Life without white fat: a transgenic mouse. Genes Dev., 12(20):3168-81.

71. Monera O.D., Zhou N.E., Kay C.M., Hodges R.S., 1993. Comparison of antiparallel and parallel two-stranded alpha-helical coiled-coils. Design, synthesis, and characterization. J Biol Chem., 268(26): 19218-27.

72. Monera O.D., Kay C.M., Hodges R.S., 1994. Electrostatic interactions control the parallel and antiparallel orientation of alpha-helical chains in two-stranded alpha-helical coiled-coils. Biochemistry, 33(13):3862-71.

73. Monera O. D., Zhou N. E., Lavigne P., Kay С. M., and Hodges R., 1996a. Formation of parallel and antiparallel coiled-coils controlled by the relative positions of alanine residues in the hydrophobic core. J. Biol. Chem., 271: 3995-4001.

74. Monera O.D., Sonnichsen F.D., Hicks L., Kay C.M., Hodges R.S., 1996b. The ^ relative positions of alanine residues in the hydrophobic core control theformation of two-stranded or four-stranded alpha-helical coiled-coils. Protein Eng., 9(4):353-63.

75. Morgelin M., Heinegaed D., Engel J., and Paulsson M., 1992. Electron microscopy of native oligomeric matrix protein purified prom the swarm rat chondrosarcoma reveals a five-armed strucrture. J. Biol. Chem., 267:6137-6141.

76. Morris A.E., Remmele R.L.Jr., Klinke R., Macduff B.M., Fanslow W.C., Armitage R.J., 1999. Incorporation of an isoleucine zipper motif enhances the biological activity of soluble CD40L (CD154). J Biol Chem., 274(l):418-23;

77. Muller G., Michel A., & Altenburg E., 1998. COMP (cartilage oligomeric matrix protein) is synthesized- in ligament, tendon, meniscus, and articular cartilage. Connect Tissue Res., 39: 233-344.

78. Myszka D.G. and Chaiken I.M., 1994. Design and characterization of an intramolecular antiparallel coiled coil peptide. Biochemistry, 33: 2368-2372.

79. Nautiyal S., Woolfson D.N., King D.S., & Aiber Т., 1995. A designed heterotrimeric coiled coil. Biochemistry, 34: 11645-11651.

80. Oakley M.G., Kim P.S., 1998. A buried polar interaction can direct the relative orientation of helices in a coiled coil. Biochemistry. 37(36):12603-10.

81. Ogihara N.L., Ghirlanda G., Bryson J.W., Gingery M., DeGrado W.F., Eis.enberg D., 2001. Design of three-dimensional domain-swapped dimers and fibrous oligomers. Proc Natl Acad Sci.,98(4): 1404-9.

82. Oldberg A., Antonsson P., Lindblom K., and Heinegard D., 1992. COMP (Cartilage oligomeric matrix protein) is structurally related to the thrombospondins. J. Biol. Chem., 267: 22346-22350.

83. O'Shea E.K., Rutkowski R., Stafford W.F. & Kim P.S., 1989. Preferential heterodimer formation by isolated leucine zippers from fos and jun. Science, 245(4918) .646-8.

84. O'Shea E.K., Klemm J.D., Kim P.S & Alber Т., 1991. X-ray structure of the GCN4 leucine zipper, a two-stranded, parallel coiled coil. Science, 254:539-544.

85. O'Shea E.K., Rutkowski R., Kim P.S., 1992. Mechanism of specificity in the Fos-Jun oncoprotein heterodimer. Cell, 68(4):699-708.

86. O'Shea E.K., Lumb K.J., Kim P.S., 1993. Peptide 'Velcro': Design of a heterodimeric coiled coil. Curr Biol., 3(10):658-67.

87. Ozbek S., Engel J., and Stetefeld J., 2002. Storage function of cartilage oligomeric matrix protein: the crystal structure of the coiled-coil domain in complex with vitamin D3. The EMBO Journal, 21: 5960-5968.

88. Pack P. & Pluckthum A., 1992. Miniantibodies use of amphipatic helices to produce functional, flexibility linked dimeric Fv fragments with high avidity in. Escherichia coli. Biochemistry 31: 1579-1584.

89. Pack P., Muller K., Zahn R. & Pluckthum A., 1995. Tetravalent miniantibodies with high avidity assembling in Escherichia coli. J. Mol. Biol. 246: 28-34.

90. Pandya M.J., Spooner G.M., Sunde M., Thorpe J.R., Rodger A., Woolfson D.N., 2000. Sticky-end assembly of a designed peptide fiber provides insight into protein fibrillogenesis. Biochemistry. 39(30):8728-34.

91. Pauling L. & Corey R.B., 1953. Compound helical configurations of polypeptide chains: structure of proteins of the alpha-keratin type. Nature, 171(4341):59-61.

92. Pelletier J.N., Campbell-Valois F.X., Michnick S.W., 1998. Oligomerization domain-directed reassembly of active dihydrofolate reductase from rationally designed fragments. Proc Natl Acad Sci, 95(21): 12141-6.

93. Petka W.A., Harden J.L., McGrath K.P., Wirtz D., Tirrell D.A., 1998. Reversible hydrogels from self-assembling artificial proteins. Science. 281(5375):389-92.

94. Phillips G.N. Jr., Fillers J.P., Cohen C., 1986. Tropomyosin crystal structure and muscle regulation. J Mol Biol.,192(1):! 11-31.

95. Popov V.I., Nikonov A.A., Agafonova N.K., Fesenko E.E., 1994.Surface ultrastructure of olfactory receptor sense hairs in the silkmoth, Antheraea pernyi. J. Microscopy (Oxford), 174(1): 39-46.

96. Potekhin S.A., Medvedkin V.N., Kashparov I.A. & Venyaminov S.Yu. 1994. Synthesis and properties of the peptide corresponding to the mutant form ofthe leucine zipper of the transcriptional activator GCN4 from yeast. Protein Eng. 7: 1097-1101.

97. Privalov P.L. & Potekhin S.A., 1986. Scanning microcalorimetry in studying temperature-induced changes in proteins. Methods in Enzymology, 131:1-51.

98. Provencher S.W., Glockner J., 1981. Estimation of globular protein secondary structure from circular dichroism. Biochemistry, 20(l):33-7.

99. Qabar A., Derick L., Lawler J., and Dixit V., 1995. Trombospondin 3 is a pentameric molecule held together by interchain disulfide linkage involving two cysteine residues. J. Biol. Chem., 270: 12725-12729.

100. Ryadnov M.G., Woolfson D.N., 2003. Engineering the morphology of a self-assembling protein fibre. Nat Mater., 2(5):329-32.

101. Sanchez-Ruiz J.M., Lopez-Lacomba J.L., Cortijo M., Mateo P.L., 1988. Differential scanning calorimetry of the irreversible thermal denaturation of thermolysin. Biochemistry. 27(5): 1648-52.

102. Schaffher W., Weissmann C., 1973. A rapid, sensitive, and specific method for the determination of protein in dilute solution. Anal Biochem., 56(2):502-14.

103. Schlunegger M.P., Bennett M.J., Eisenberg D., 1997. Oligomer formation by 3D domain swapping: a model for protein assembly and misassembly. Adv Protein Chem., 50:61-122.

104. Schuermann M., Hunter J.B., Hennig G., Muller R., 1991. Non-leucine residues in the leucine repeats of Fos and Jun contribute to the stability and determine the specificity of dimerization. Nucleic Acids Res., 19(4):739-46.

105. Senin A.A., Potekhin S.A., Tiktopulo E.I. & Filimonov V.V., 2000. Differential scanning microcalorimeter SCAL-1.,/. Therm. Anal. Cal., 62:153-160.

106. Seo J. & Cohen C., 1993. Pitch diversity in alpha-helical coiled coils. Proteins, 15:223-234.

107. Shen Z., Heinegard D., & Sommarin Y., 1995. Distribution and expression of cartilage oligomeric matrix protein and bone sialoprotein show marked changes during femoral head development. Matrix Biol., 14:773-781.

108. Smith R.K., W., Zunino L., Webbon P.M., & Heinegard D., 1997. The distribution of cartilage oligomeric matrix protein (COMP) in tendom and its variation with tendon site, age and load. Matrix Biol., 16: 255-271.

109. Sorger P.K. & Nelson C.M., 1989. Trimerization of a yeast transcriptional activator via a coiled coil motif. Cell, 59: 807-813.

110. Spek E.J., Bui A.H., Lu M., Kallenbach N.R., 1998. Surface salt bridges stabilize the GCN4 leucine zipper. Protein Sci. 7(ll):2431-7.

111. Steinmetz M.O., Stoffler D., Hoenger A., Bremer A., Aebi U., 1997. Actin: from cell biology to atomic detail .J Struct Biol., 119(3):295-320.

112. Stetefeld J., Jenny M., Schulthess Т., Landwehr R., Engel J., & Kammerer R.A., 2000. Crystal structure of a naturally occurring parallel right-handed coiled coil tetramer. Nature Structural Biology, 7: 772-776.

113. Su J.Y., Hodges R.S., Kay C.M., 1994. Effect of chain length on the formation and stability of synthetic alpha-helical coiled coils. Biochemistry, 33(51): 15501-10.

114. Suzuki K., Doi Т., Imanishi Т., Kodama Т., Tanaka Т., 1997. The conformation of the alpha-helical coiled coil domain of macrophage scavenger receptor is pH dependent. Biochemistry. 36(49): 15140-6.

115. Suzuki K., Yamada Т., Tanaka Т., 1999. Role of the buried glutamate in the alpha-helical coiled coil domain of the macrophage scavenger receptor. Biochemistry. 38(6): 1751-6.

116. Taylor K.L., Cheng N., Williams R.W., Steven A.C., Wickner R.B., 1999. Prion domain initiation of amyloid formation in vitro from native Ure2p. Science, 283(5406): 1339-43.

117. Terskikh A.V., Le Doussal J-M., Crameri R.,. Fisch I., Mach J-P., Kajava A.V., 19976. "Peptabody": a new type of high avidity binding protein. Proc. Natl. Acad. Sci., 94: 1663-1664.

118. Timchenko A.A., Griko N.B., Serdyuk I.N., 1990. Resolution power of regularization algorithm for linary systems in dynamic light scattering. Biopolymers, 29:303-309.

119. Valentine R.C., Shapiro B.M., Stadtman E.R., 1968. Regulation of glutamine synthetase. ХП. Electron microscopy of the enzyme from Escherichia coli. Biochemistry, 7(6):2143-52.

120. Vasiliev V.D., Koteliansky V.E., 1979. Freeze-drying and high-resolution shadowing in electron microscopy of Escherichia coli ribosomes. Methods Enzymol. 59:612-29.

121. Vinson C.R., Hai Т., Boyd S.M., 1993. Dimerization specificity of the leucine zipper-containing bZIP motif on DNA binding: prediction and rational design. Genes Dev., 7(6): 1047-58.

122. Wang C., Stewart R.J., Kopecek J., 1999. Hybrid hydrogels assembled from synthetic polymers and coiled coil protein domains. Nature 397, 417-420.

123. Weissenhorn W., Dessen A., Harrison S.C., Skehel J.J., Wiley D.C., 1997. Atomic structure of the ectodomain from HIV-l gp41. Nature. 387(6631):426-30.

124. Weissenhorn W., Carfi A., Lee K.H., Skehel J.J., Wiley D.C., 1998. Crystal structure of the Ebola virus membrane fusion subunit, GP2, from the envelope glycoprotein ectodomain. Mol Cell, 2(5):605-16.

125. Wendt H., Leder L., Harma H., Jelesarov I., Baici A., Bosshard H.R., 1997. Very rapid, ionic strength-dependent association and folding of a heterodimeric leucine zipper. Biochemistry. 36(1):204-13.1. Tf

126. Williams R.W., 1994. Experimental determination of membrane protein secondary structure using vibrational and CD spectroscopies. In Membrane protein Structure, Experimental Approaches (White, S.H., Ed), pp.181-205, Oxford University Press, N.Y.

127. Wilson H.R., 1963. The molecular arrangement in alpha-keratin. J. Mol. Biol., 6:474-82.

128. Wolf P., 1983. A critical reappraisal of Wadell's technigue for ultraviolet spectrophotometric protein estimation. Anal. Biochem. 129:145-155.

129. Woolfson D.N., Alber Т., 1995. Predicting oligomerization states of coiled coils. Protein Sci., 4(8): 1596-607.

130. Ф Wu Z., Eaton S.F., Laue T.M., Johnson K.W., Sana T.R., Ciardelli T.L., 1994.

131. Coiled-coil molecular recognition: directed solution assembly of receptor ectodomains. Protein Eng. 7(9): 1137-44.

132. Wu Z., Johnson K.W., Goldstein В., Choi Y., Eaton S.F., Laue T.M. & Ciardelli T.L., 1995. Solution assembly of a soluble, heteromeric, high affinity interleukin-2 receptor complex. J. Biol Chem. 270: 16039-16044.

133. Yeates Т.О., Padilla J.E., 2002. Designing supramolecular protein assemblies. CurrOpin Struct Biol., 12(4):464-70.

134. Yiphantis D.A., 1964. Equilibrium ultracentrifugation of dilute solutions. Biochemistry, 47:297-317.

135. Zeng X., Zhu H., Lashuel H. A., and Hu J. C., 1997. Oligomerization properties of GCN4 leucine zipper e and g position mutants. Protein Science, 6: 2218-2226.

136. Zhou N.E., Zhu B.Y., Kay C.M., Hodges R.S., 1992a. The two-stranded alpha-helical coiled-coil is an ideal model for studying protein stability and subunit interactions. Biopolymers, 32(4):419-26.

137. Zhou N.E., Kay C.M., Hodges R.S., 1992b. Synthetic model proteins. Positional effects of interchain hydrophobic interactions on stability of two-stranded alpha-helical coiled-coils. J Biol Chem., 267(4):2664-70.tl

138. Zhou N.E., Kay C.M., Hodges R.S., 1994. The role of interhelical ionic interactions in controlling protein folding and stability. De novo designed synthetic two-stranded alpha-helical coiled-coils. J Mol Biol., 237(4):500-12.

139. Zitzewitz J.A., Bilsel O., Luo J., Jones B.E., Matthews C.R., 1995. Probing the folding mechanism of a leucine zipper peptide by stopped-flow circular dichroism spectroscopy. Biochemistry, 34(39): 12812-9.fill