Внутриклеточные механизмы перераспределения ионов кальция в нейронах при действии нейромедиаторов тема диссертации и автореферата по ВАК РФ 03.00.02, кандидат биологических наук Ерохова, Людмила Альбертовна

• Ерохова, Людмила Альбертовна
• кандидат биологических наук
• 2005

Оглавление диссертации кандидат биологических наук Ерохова, Людмила Альбертовна

Список сокращений и обозначений

Введение

Глава 1. Обзор литературы

1.1. Особенности строения и электрофизиологии нервной системы пиявки

1.1.1. Строение нервной системы пиявки и клеточные механизмы поведенческих реакций

1.1.2. Структура и электрические свойства И^гтв-нейронов ганглия пиявки

1.1.3. Нейромедиаторы нервной системы пиявки

1.1.4. Ионные каналы плазматической мембраны И^гтв-нейрона

1.2. Процессы регуляции Са в цитоплазме нейронов

1.2.1. Плазматическая мембрана как ионный обменник

У 41.2.2. Са -связывающие белки цитоплазмы

1.2.3. Внутриклеточные Са -буферы: митохондрии и эндоплазматический ретикулум

Цели и задачи исследования

Глава 2. Материалы и методы исследования

2.1. Приготовление препаратов. Растворы и реактивы

2.2. Регистрация мембранного потенциала и ритмической активности нейронов

2.3. Микрофлуориметрические методы исследования

2.4. Метод конфокальной лазерной сканирующей микроскопии

2.5. Метод спектроскопии комбинационного рассеяния

2.6. Регистрация спектров поглощения нейронов

2.7. Метод лазерной интерференционной микроскопии

Глава 3. Результаты исследования и их обсуждение

3.1. Изменения свойств плазматической мембраны и внутриклеточных органелл нейронов при температурной, химической и механической стимуляции экстерорецепторов

3.1.1. Перераспределение связанного Са2+ плазматической мембраны и потенциала внутренней мембраны митохондрий нейронов при температурной стимуляции (изменении температуры кожи)

3.1.2. Перераспределение связанного Са плазматической мембраны и потенциала внутренней мембраны митохондрий нейронов при химической стимуляции (изменении содержания хлористого натрия в среде)

3.1.3. Перераспределение связанного Са плазматической мембраны и потенциала внутренней мембраны митохондрий нейронов при тактильной стимуляции

3.2. Изменения свойств плазматической мембраны и внутриклеточных органелл при действии нейромедиаторов

3.2.1. Изменения содержания связанного кальция плазматической мембраны нейронов при действии ацетилхолина и серотонина

3.2.2. Изменения потенциала внутренней митохондриальной мембраны и содержания окисленных флавопротеинов нейронов при действии ацетилхолина и серотонина

3.2.3. Изменения концентрации цитоплазматического кальция и потенциала внутренней мембраны митохондрий при действии серотонина и глутамата на нейроны мозжечка крысы

3.2.4. Изменения вязкости мембран цитосом нейронов при действии ацетилхолина и серотонина

3.2.5. Локальные изменения цитоплазматической концентрации Са и потенциала внутренней мембраны митохондрий нейронов при действии глутамата

3.3. Локальные изменения показателя преломления цитоплазмы нейронов в состоянии покоя и при действии нейромедиаторов

3.3.1. Оценка адекватности метода и работы программного обеспечения

3.3.2. Регулярные локальные флуктуации высоты фазового профиля нейрона

3.3.3. Регулярные локальные изменения флуктуаций высоты фазового профиля нейронов при действии нейромедиаторов

Введение диссертации (часть автореферата) на тему «Внутриклеточные механизмы перераспределения ионов кальция в нейронах при действии нейромедиаторов»

Функционирование нервной клетки проявляется в генерации и проведении потенциалов действия (ПД) и ритмического возбуждения (РВ). Известно, что существенную роль в регуляции РВ играют процессы ионного транспорта и клеточного гомеостаза Са2+. Возбудимость нейрона напрямую зависит от градиента создаваемого за счет функционирования Са2+-каналов, На+/Са2+-обмена, активности

Са -АТФаз эндоплазматического ретикулума и нейролеммы, а также аккумуляции иона в митохондриях и связывании белками цитоскелета цитоплазмы [Racay et al, 1996]. В нейронах Са2+ выступает как регулятор экзоцитоза, активации Са2+-зависимых К+каналов и выброса Са2+ из внутриклеточных депо, а также модуляции активности генов и белков. Процессы, ответственные за вход и аккумуляцию Са2+, а также контролирующие пространственно-временные параметры перераспределения

2+ цитоплазматического Са , являются важными условиями формирования РВ нейрона [Benham et al, 1992]. Важно, что нарушения процессов связывания и аккумуляции Са2+, приводящие к увеличению его цитоплазматической концентрации, вызывают гибель клеток [Randall and Thayer, 1992].

ЦНС некоторых беспозвоночных животных является уникальным объектом для комплексного изучения клеточных и молекулярных механизмов, лежащих в основе регуляции РВ нейронов. Для пейсмекерных нейронов (Rz-клетка) пиявки характерно спонтанное РВ, параметры которого регулируются в том числе экстраклеточным Са2+ и нейромедиаторами (НМ). Однако в настоящее время практически не исследована роль плазматической мембраны и субклеточных органелл в перераспределении, связывании

•у, и аккумуляции Са при действии на Rz-клетки НМ.

В связи с этим в настоящей работе изучали изменения ряда Са2+-зависимых параметров, характеризующих состояние плазматической мембраны, субклеточных органелл и цитоплазмы пейсмекерного Rz-нейрона при действии НМ. Действие НМ на пейсмекерный нейрон исследовали при температурной, химической и механической стимуляции экстерорецепторов кожи, либо перфузии нейронов физиологическим раствором, содержащим ацетилхолин, серотонин или глутамат. В исследовании целенаправленно использовали препараты, в которых изменения вышеуказанных параметров регистрировали для нейронов, локализованных как в ганглии с сохраненной иннервацией от экстерорецепторов кожи животного, так и в ганглиях без иннервации, а также для изолированных нейронов.

Заключение диссертации по теме «Биофизика», Ерохова, Людмила Альбертовна

Заключение и выводы

В ходе проведенного исследования было показано, что в поддержании и регуляции ритмического возбуждения пейсмекерного нейрона в физиологических условиях участвует совокупность процессов, развивающихся как на плазматической мембране, так и в цитоплазме клетки. Действие возбуждающих нейромедиаторов (ацетилхолина и глутамата) приводит к комплексным изменениям состояния отдельного нейрона: десорбции Са , связанного на плазматической мембране и увеличению концентрации иона в цитоплазме, а также деполяризации внутренней мембраны митохондрий, увеличению вязкости мембраны цитосом и изменениям содержания окисленных флавопротеинов. Изменения [Са ]цит при действии НМ могут быть связаны с различной Са -аккумулирующей способностью митохондрий, Са -связывающей способностью цитосом и белков цитоплазмы нейрона, что сопровождается регулярными локальными изменениями коэффициента преломления цитоплазмы клетки. Са2+-зависимые процессы, развивающиеся в пейсмекерных нейронах при действии нейромедиаторов, имеют универсальный характер и вовлечены в развитие адаптационных реакций нейронных ансамблей.

Рис. 65. Схема основных процессов, участвующих в перераспределении Са2*" в нейронах при действии нейромедиаторов. Отражена роль изменений мембранного потенциала (1), десорбции мембраносвязанного Са2+ (2), входа Са2' через потенциал-зависимые Са2-каналы (3), Са2'-аккумулирующей способности митохондрий (4), Са2~-связывающей способности цитосом (5) и Са" -зависимых изменений цитоскелета (6).

По результатам работы были сделаны следующие выводы:

1) изменение параметров РВ пейсмекерных нейронов при распространении сенсорной информации в течение стимуляции экстерорецепторов сопровождается обратимым снижением содержания мембраносвязанного кальция, а также обратимой деполяризацией внутренней митохондриальной мембраны и уменьшением содержания окисленных флавопротеинов;

2) перераспределение Са на плазматической мембране и в цитоплазме пейсмекерных нейронов опосредовано активацией рецепторов нейромедиаторов, обладающих возбуждающим (ацетилхолин, глутамат), но не тормозным (серотонин), действием на нейроны;

3) связывание Са2+ цитосомами нейронов при действии нейромедиаторов сопровождается изменениями вязкости мембраны этих органелл;

4) изменения состояния пейсмекерных нейронов при действии нейромедиаторов сопровождаются гетерогенным распределением цитоплазматического Са2+ и изменением потенциала внутренней мембраны митохондрий, а также регулярными локальными флуктуациями коэффициента преломления цитоплазмы и плазматической мембраны;

5) Са2+-зависимые процессы, развивающиеся в пейсмекерных нейронах при действии нейромедиаторов, имеют универсальный характер и вовлечены в развитие адаптационных реакций нейронных ансамблей.

Список литературы диссертационного исследования кандидат биологических наук Ерохова, Людмила Альбертовна, 2005 год

1. Бриндикова Т.А., Новиков С.М., Шалыгин А.Н., Максимов Г.В., Вышенская Т.В., Тычинский В.П., Рубин А.Б. 2001. Исследование состояния плазматической мембраны нейрона методом динамической фазовой микроскопии. Биол. мембраны 18(5): 359-362

2. Владимиров Ю.А., Добрецов Г.Е. Флуоресцентные зонды в исследовании биологических мембран. М., Наука, 1980

3. Верещагин С. М., Лапицкий В. П. Сравнительная физиология нервной системы беспозвоночных. Изд-во ЛГУ, 1982

4. Гилсон П., Хендра Т. Лазерная спектроскопия КР в химии. М., Мир, 1973

5. Карнаухов В.Н., Розанов С.И., Сворень В.А. 1966. Спектрофотометрические исследования живых нервных клеток надглоточного узла большого прудовика. Биофизика. 11(6): 1085-1088

6. Карнаухов В.Н. 1971а. Живая клетка как объект биофизических исследований. -Сб. «Биофизика живой клетки», 1,113-118, Пущино.

7. Карнаухов В.Н. 1971b. Роль каротиноидов в депонировании внутриклеточного кислорода. ДАН СССР 196(5): 1221-1224

8. Карнаухов В.Н. и Вартонь С.С. 1971. Ультраструктурная организация каротиноидсодержащих гранул в нейронах моллюска. Цитология 13(9): 10881093

9. Карнаухов В.Н. Функции каротиноидов в клетках животных. М., Наука, 1973

10. Коломийцев Ю.В. Интерферометры. Л., Машиностроение, 1976

11. Кэри П. Применение спектроскопии КР и РКР в биохимии. М., Мир, 1985

12. Левин C.B. Структурные изменения клеточных мембран. Л., 1976

13. Максимов Г.В. 1997. Механизмы перераспределения и транспорта Са2+ при ритмическом возбуждении миелинового нерва (докторская диссертация) Москва

14. Максимов Г.В., Мусуралиева Г.Т., Свердлова Е.А., Колье O.P. 1989. Роль SH-rpynn мембранных белков в регуляции связывания оуабаина и бунгаротоксина в нерве краба. Биофизика 34(4): 693-695

15. Максимов Г.В., Тилов Б.О., Лихачев Ю.В., Чурин А.А., Рубин Л.Б. 1982. Исследование нервов при проведении и блоке возбуждения с помощью спектроскопии комбинационного рассеяния. ДАН СССР 262(5): 1272-1274

16. Максимов Г.В., Чаттерджи Ш., Клейнхаус А.Д., Рубин А.Б. 1999. Роль Са2+ в регуляции серотонинзависимого синапса между Р- и R-клетками сегментного ганглия пиявки. Биофизика 44(4): 694-699

17. Ноздрачев А.Д., Поляков Е.Л., Лапицкий В.П., Осипов Б.С., Фомичев Н.И. Анатомия беспозвоночных (лабораторные животные). СПб, Лань, 1999

18. Петруняка В.В. 1976. Выделение каротиноидсодержащих субклеточных структур из нервной ткани моллюска. Цитология 18(10): 1185-1187

19. Сахаров Д.А. Генеалогия нейронов. М., 1974

20. Тасаки И. Нервное возбуждение. М., Мир, 1971

21. Ходоров Б.И. 1975. Общая физиология возбудимых мембран. М., Наука

22. Чаттерджи Ш. Изучение роли кальция в регуляции межклеточных взаимоотношений при ритмическом возбуждении нервной клетки (канд. дисс.). -М., 1999

23. Экклс Дж. Физиология синапсов. М., Мир, 1966

24. Юденфренд С. Флуоресцентный анализ в биологии и медицине. М., Мир, 1965

25. Acosta-Urquiudi J., Saley S., Kleinhaus A. 1989. Serotonin differentially modulate two K+-currents in the Retzius cells of the leech. J. Exp. Biol. 145:403-417

26. Andreev V.A., Indukaev K.V. 2003. The problem of subrayleigh resolution in interference microscopy. Journal of Russian Laser Research 24(3): 220-236

27. Augustine G.J, Santamaria F, Tanaka K. 2003. Local calcium signaling in neurons. Neuron 40(2): 331-346

28. Babcock D.F., Herrington J., Goodwin P.C., Park Y.B., Hille B. 1997. Mitochondrial participation in the intracellular Ca2+ network. J. Cell Biol. 136(4): 833-844

29. Bagnoli P., Magni F. 1975. Synaptic inputs to Retzius' cells in the leech. Brain Res. 96: 147-152

30. Balaban R. S., Mandel L. J. 1990. Optical methods for the study of metabolism in intact cells. In Noninvasive Techniques in Cell Biology. J. K. Foskett and S. Grinstein, editors. Wiley-Liss, New York: 213-236

31. Beck A., Lohr Ch., Nett W., Deitmer J.W. 2001a. Bursting activity in leech Retzius neurons induced by low external chloride. Pflugers Arch. 442(2): 263-272

32. Beck A., Lohr Ch., Deitmer J.W. 2001b. Calcium transients in subcompartments of the leech Retzius neuron as induced by single action potentials. J. Neurobiol. 48(1): 1-18

33. Beckman J. S., Koppend W.H. 1996. Nitric oxide, superoxide and peroxynitrite: the good, the bad and ugly. Am. J. Physiol. 71: 1424-1437

34. Benham C.D., Evans M.L., McBain C.J. 1992. Ca2+ efflux mechanisms following depolarization evoked calcium transients in cultured rat sensory neurones. J. Physiol. 455: 567-583

35. Berridge M.J. 1998. Neuronal calcium signaling. Neuron 21(1): 13-26

36. Blaustein M.P. 1988. Calcium transport and buffering in neurons. Trends Neurosci. 11(10): 438-443

37. Blokland A. 1996. Acetylcholine: a transmitter for learning and memory? Brain Res. Rev. 21(3): 285-300

38. Bookman R.J., Liu Y. 1990. Analysis of calcium channel properties in cultured leech Retzius cells by internal perfusion, voltage-clamp and single-channel recording. J. Exp. Biol. 149: 223-227

39. Bruns D., Jahn R. 1995. Real-time measurement of transmitter release from single synaptic vesicles. Nature 377(6544): 62-65

40. Buckman J.F., Reynolds I.J. 2001. Spontaneous changes in mitochondrial membrane potential in cultured neurons. J. Neurosci. 21(14): 5054-5065

41. Burgin A.M., Szczupak L. 1998. Basal acetylcholine release in leech ganglia depolarizes neurons through receptors with a nicotinic binding site. J. Exp. Biol. 201(Pt 12): 19071915

42. Burgoyne R.D., Morgan A. 1998. Calcium sensors in regulated exocytosis. Cell Calcium 24(5-6): 367-376

43. Carafoli E. 1979. The calcium cycle of mitochondria. FEBSLett. 104(1): 1-5

44. Carafoli E. 2002. Calcium signaling: a tale for all seasons. PNAS 99(3): 1115-1122

45. Carretta M. 1988. The Retzius cells in the leech: a review of their properties and synaptic connections. Comp. Biochem. Physiol. A. 91(3): 405-413

46. Caswell A.H., Hutchison J.D. 1971a. Visualization of membrane bound cations by a fluorescent technique. Biochem. Biophys. Res. Comm. 42(1): 43-49

47. Caswell A.H., Hutchison J.D. 1971b. Selectivity of cation chelation to tetracyclines: evidence for special conformation of calcium chelate. Biochem. Biophys. Res. Comm. 43(3): 625-630

48. Cepeda C., Colwell C.S., Itri J.N., Chandler S.H., Levine M.S. 1998. Dopaminergic modulation of NMDA-induced whole cell currents in neostriatal neurons in slices: contribution of calcium conductances. J. Neurophysiol. 79(1): 82-94

49. Chance B. 1955. Respiratory enzymes in oxydative phosphorilation. I. Kinetics of oxygen utilization. J. Biol. Chem. 217(1): 383-393

50. Chance B. 1965. The energy-linked reaction of calcium with mitochondria. J. Biol. Chem. 240(6): 2729-2748

51. Chandler D.E., Williams J.A. 1978. Intracellular divalent cations release in pancreatic acinar cells during stimulus-secretion coupling. I. Use of chlorotetracycline as a fluorescent probe. J. Cell. Biol. 76(2): 371-385

52. Chen L.C., Sly L., Jones C.S., Tarone R., De Luca L.M. 1993. Differential effects of dietary beta-carotene on papilloma and carcinoma formation induced by an initiationpromotion protocol in SENCAR mouse skin. Carcinogenesis 14(4): 713-717

53. Chesler M., Kaila K. 1992. Modulation of pH by neuronal activity. Trends Neurosci. 15: 396-402

54. Choi D. W., Rothman S. M. 1990. The role of glutamate neurotoxicity in hypoxicischemic neuronal death. Ann. Rev. Neurosci. 13: 171 -182

55. Coggeshall R.E., Fawsett D.W. 1964. The fine structure of the central nervous system of the leech Hirudo medicinalis. J. Neurophysiol. 27: 229-294

56. Collins T.J., Lipp P., Berridge M.J., Bootman M.D. 2001. Mitochondrial Ca2+ uptake depends on the spatial and temporal profile of cytosolic Ca signals. J. Biol. Chem. 276(28): 26411-26420

57. Colombaioni L., Brunelli M. 1988. Neurotransmitter-induced modulation of an electrotonic synapse in the CNS of Hirudo medicinalis. J. Exp. Biol. 47(3): 139-44

58. Dierkes P.W., Hochstrate P., Schlue W.R. 1996. Distribution and functional properties of glutamate receptors in the leech central nervous system. J. Neurophysiol. 75(6): 23122321

59. Dierkes P.W., Hochstrate P., Schlue W.R. 1997. Voltage-dependent Ca2+ influx into identified leech neurons. Brain Res. 746(1-2): 285-293

60. Dierkes P.W., Wende V., Hochstrate P., Schlue W.R. 2004. L-type Ca2+ channels »antagonists block voltage-dependent Ca -channels in identified leech neurons. Brain Res. 1013(2): 159-167

61. Dietzel J.D., Drapeau P., Nicholls J.G. 1985. Voltage-dependence of 5-hydroxytryptamine release at a synapse between identified leech neurons in culture. J. Physiol. 372: 191-205

62. Doebler J.A. 2000. Effects of neutral ionophores on membrane electrical characteristics of NG108-cells. Toxicol. Lett. 114(1-3): 27-38

63. Duchen M.R., Biscoe T.J. 1992. Mitochondrial function in tyre I cells isolated from rabbit arterial chemoreceptors. J. Physiol. 450(1): 13-31

64. Dykens J.A. 1994. Isolated cerebral and cerebellar mitochondria produce free radicals when exposed to elevated Ca2+ and Na+: implication for neurodegeneration. J. Neurochem. 63(2): 584-591

65. Ehlers M.D., Zhang S„ Bernhardt J.P., Huganir R.L. 1996. Inactivation of NMDA receptors by direct interaction of calmodulin with the NR1 subunit. Cell 84(5): 745-755

66. Elliott E.J. 1986. Chemosensory stimuli in feeding behavior of the leech Hirudo medicinalis. J. Comp. Physiol. A. 159(3): 391-401

67. Emaus R.K., Grunwald R., Lemasters J.J. 1986. Rhodaminel23 as a probe of transmembrane potential in isolated rat-liver mitochondria: spectral and metabolic properties. Biochim. Biophys. Acta 850(3): 436-448

68. Fanger C.M., Ghanshani S., Logsdon N.J., Rauer H., Kalman K., Zhou J., Chandy K.G., Cahalan M.D., Aiyar J. 1999. Calmodulin mediates calcium-dependent activation of the intermediate conductance KCa channel, lKCal. J. Biol Chem. 274(9): 5746-5754

69. Fiscum G., Leninger A.L. 1980. The mechanisms and regulation of mitochondrial Ca -transport. Fed. Proc. 39(7): 2432-2436

70. Fonnum F. 1984. Glutamate: a neurotransmitter in mammalian brain. J. Neurochem. 42(1): 1-11

71. Frey G., Hanke W., Schlue W.R. 1993. ATP-inhibited and Ca2+-dependent K+-channels in the soma membrane of cultured leech Retzius neurons. J. Membr. Biol. 134(2): 131142

72. Gan W.B., Kwon E., Feng G., Sanes J.R., Lichtman J.W. 2003. Synaptic dynamism measured over minutes to months: age-dependent decline in an autonomic ganglion. Nat. Neurosci. 6(9):956-60

73. Garcia-Perez E., Vargas-Caballero M., Velazquez-Ulloa N., Minzoni A., De-Miguel F.F. 2004. Synaptic integration in electrically coupled neurons. Biophys J. 86(1 Pt 1): 646655

74. Geppert M., Goda Y., Hammer R.E., Li C., Rosahl T.W., Stevens C.F., Sudhof T.C. 1994. Synaptotagmin I: a major

75. Ca2+ sensor for transmitter release at a central synapse.1. Cell 79(4): 717-727

76. Gerhardt C.C., van Heerikhuizen H. 1997. Functional characteristics of heterologously expressed 5-HT receptors. Eur. J. Pharmacol. 334(1): 1-23

77. Geurts F.J., De Schutter E., Timmermans J.P. 2002. Localization of 5-HT2A, 5-HT3, 5-HT5A and 5-HT7 receptor-like immunoreactivity in the rat cerebellum. J. Chem. Neuroanat. 24(1): 65-74

78. Golding N.L., Jung H.Y., Mickus T., Spruston N. 1999. Dendritic calcium spike initiation and repolarization are controlled by distinct potassium channel subtypes in CA1 pyramidal neurons./. Neurosci. 19(20): 8789-8798

79. Groome J.R., Vaughan D.K. 1996. Glutamate as a transmitter in the sensory pathway from prostomial lip to serotonergic Retzius neurons in the medicinal leech Hirudo. Invert. Neurosci. 2(2): 121-128

80. Groome J.R., Vaughan D.K., Lent C.M. 1995. Ingestive sensory inputs excite serotonin effector neurons and promote serotonin depletion from the leech central nervous system and periphery. J. Exp. Biol. 198 (Pt 6): 1233-1242

81. Grynkiewikz G., Poenie M., Tsien R.Y. 1985. A new generation of Ca2+ indicators with greatly improved fluorescence properties. J. Biol. Chem. 260(6): 3440-3450

82. Gunter T.E., Pfeiffer D.R. 1990. Mechanisms by which mitochondria transport calcium. Am. J. Physiol. 258(5 Pt 1): C755-786

83. Hall C., Kamin H. 1975. The purification and some properties of electron transfer flavoprotein and general fatty acyl coenzyme a dehydrogenase from pig liver mitochondria. J. Biol. Chem. 250(9): 3476-3486

84. Hattan D., Nesti E., Cachero T.G., Morielli A.D. 2002. Tyrosine phosphorylation of Kvl.2 modulates its interaction with the actin-binding protein cortactin. J. Biol. Chem. 277(41): 38596-38606

85. Hassinen L., Chance B. 1968. Oxidation-reduction properties of the mitochondrial flavoprotein chain. Biochem. Biophys. Res. Commun. 31(6): 895-900

86. Helmchen F., Borst J.G., Sakmann B. 1997. Calcium dynamics associated with a single action potential in a CNS presynaptic terminal. Biophys. J. 72: 1458-1471

87. Henderson L.P., Kuffler D.P., Nicholls D.G., Zhang R. 1983. Structural and functional analysis of synaptic transmission between identified leech neurons in culture. J. Physiol. 340: 347-358

88. Hernandez-Cruz A., Sala F., Adams P.R. 1990. Subcellular calcium transients visualized by confocal microscopy in a voltage-clamped vertebrate neuron. Science 247: 858-862

89. Herrington J., Park Y.B., Babcock D.F., Hille B. 1996. Dominant role of mitochondria in clearance of large Ca2+ loads from rat adrenal chromaffin cells. Neuron 16(1): 219-228

90. Hille B. Ionic channels of excitable membranes. Sinauer, Sunderland, MA, 1992.

91. Hochstrate P., Dierkes P.W., Kilb W., Schlue W.-R. 2001a. Modulation of Ca2+ influx in leech Retzius neurons. I. Effect of extracellular pH. J. Membr. Biol. 184(1): 13-25

92. Hochstrate P., Dierkes P.W., Kilb W., Schlue W.-R. 2001 b. Modulation of Ca2+ influx in leech Retzius neurons. II. Effect of extracellular Ca2+. J. Membr. Biol. 184(1): 27-33

93. Hochstrate P., Piel Ch., Schlue W.R. 1995. Effect of extracellular K+ on the intracellular free Ca2+ concentration in the leech glial cells and Retzius neurons. Brain Res. 696(1-2): 231-241

94. Hochstrate P., Schlue W.R. 1994. Ca2+ influx into leech glial cells and neurons caused by pharmacologically distinct glutamate receptors. Glia 12(4): 268-280

95. Hollmann M., Heinemann S. 1994. Cloned glutamate receptors. Ann. Rev. Neurosci. 17: 31-108

96. Horton A.C., Ehlers M.D. 2003. Neuronal polarity and trafficking. Neuron 40: 277-295

97. Hua S.Y., Nohmi M., Kuba K. 1993. Characteristics of Ca2+-release induced by Ca2+ influx in cultured bullfrog sympathetic neurons. J. Physiol. (Lond.) 464: 245-272

98. Inoue-Matsuhisa E., Sogo S., Mizota A. et al. 2003. Effect of MCI-9042, a 5-HT2 receptor antagonist, on retinal ganglion cell death and retinal ischemia. Exp. Eye Res. 76(4): 445-452

99. Jonansen J., Kleinhaus A. 1986. Transient and delayed potassium currents in Retzius cells of the leech Macrobdella decora. J. Neurophysiol. 56(3): 812-822

100. Jouaville L.S., Ichas F., Holmuhamedov E.L., Camacho P., Lechleiter J.D. 1995. Synchronization of calcium waves by mitochondrial substrates in Xenopus laevis oocytes. Nature 377(6548): 438-441

101. Keelan J., Vergun O., Duchen M. 1999. Excitotoxic mitochondrial depolarization requires both calcium and nitric oxide in rat hippocampal neurons. J. Physiol. 520(3): 797-813

102. Kemenes G., Elekes K., Hiripi L., Benjamin P.R. 1989. A comparison of four techniques for mapping the distribution of serotonin and serotonin-containing neurons in fixed and living ganglia of the snail, Lymnaea. J. Neurocytol. 18(2): 193-208

103. Kerkut G. A., Walker R. J. 1967. The action of acetylcholine, dopamine and 5-hydroxytryptamine on the spontaneous activity of the cells of Retzius of the leech, Hirudo medicinalis. Br. J. Pharmacol. Chemother. 30(3): 644-654

104. Khodorov B. 2004. Glutamate-induced deregulation of calcium homeostasis and mitochondrial dysfunction in mammalian central neurones. Prog. Biophys. Mol. Biol. 86(2): 279-351

105. Kilb W., Schlue W.R. 1999. Mechanism of the kainate-induced intracellular acidification in leech Retzius neurons. Brain Res. 824(2): 168-182

106. Kleinhaus A.L., Angstadt J.D. 1995. Diversity and modulation of ionic conductances in leech neurons. J. Neurobiol. 27(3): 419-433

107. Kristan W. B., McGirr S. J., Simpson G. V. 1982. Behavioural and mechanosensory neurone responses to skin stimulation in leeches. J. Exp. Biol. 96: 143-160

108. Kristan W.B., French K.A., Szczupak L. 1993. Developmental regulation of segment-specific cholinergic receptors on Retzius neurons in the medicinal leech. J. Neurosci. 13(4): 1577-1587

109. Kuffler S. W., Potter D. D. 1964. Glia in the leech central nervous system: physiological properties and neuron-glia relationship. J. Neurophysiol. 27: 290-320

110. Kunz W. S. 1986. Spectral properties of fluorescent flavoproteins of isolated rat liver mitochondria. FEBS Lett. 195(1-2): 92-96

111. Kunz W. S. 1988. Evaluation of electron-transfer flavoprotein and lipoamide dehydrogenase redox states by two-channel fluorometry and its application to the investigation ofb-oxidation. Biochim. Biophys. Acta 932(1): 8-16

112. Kunz W. S., Kunz W. 1985. Contribution of different enzymes to flavoprotein fluorescence of isolated rat liver mitochondria. Biochim. Biophys. Acta 841(3): 237-246

113. Larkum M.E., Kaiser K.M., Sakmann B. 1999. Calcium electrogenesis in distal apical dendrites of layer 5 pyramidal cells at a critical frequency of back-propagating action potentials. PNAS 96(25): 14600-14604

114. Leake L.D., Koubanakis M. 1995. Central and peripheral 5-HT receptors in the leech (Hirudo medicinalis) redefined. Gen. Pharmacol. 26(8): 1709-1717

115. Lent C.M., Fliegner K.H., Freedman E., Dickinson M.H. 1988. Ingestive behavior and physiology of the medicinal leech. J. Exp. Biol. 137: 513-527

116. Lent C.M., Zundel D., Freedman E., Groome J.R. 1991. Serotonin in the leech central nervous system: anatomical correlates and bihavioral effects. J. Comp. Physiol. A. 168(2): 191-200

117. Lent C.M., Dickinson M.H. 1987. On the termination of ingestive behavior by the medicinal leech. J. Exp. Biol. 131: 1-15

118. Lessmann V., Dietzel I.D. 1995. Two kinetically distinct 5-hydroxytryptamine-activated CI- conductances at Retzius P-cell synapses of the medicinal leech. J. Neurosci. 15(2): 1496-505

119. Lipscombe D., Madison D.V., Poenie M., Reuter H., Tsien R.W., Tsien R.Y. 1988. Imaging of cytosolic Ca2+ transients arising from Ca2+ stores and Ca2+ channels in sympathetic neurons. Neuron 1(5): 355-365

120. Lohr Ch., Deitmer J.W. 1999. Dendritic calcium transients in the leech giant glial cell in situ. Glia 26(2): 109-118

121. Lohr Ch., Rose C.R., Deitmer J.W. 1996. Extracellular calcium changes during transmitter application in the leech central nervous system. Neurosci. Lett. 205(1): 57-60

122. Lutz M., Adalidis I., Hervo G., Cogdell R.J., Reiss-Husson F. 1978. On the state of carotenoids bound to reaction centers of photosynthetic bacteria: a resonance Raman study. BBA. 503(2): 287-303

123. Mar A., Drapeau P. 1996. Modulation of conduction block in leech mechanosensory neurons. J. Neurosci. 16(14): 4335-4343

124. Marszalec W., Yeh J. Z., Narahashi T. 2005. Desensitization of nicotine acetylcholine receptors: modulation by kinase activation and phosphatase inhibition. Eur. J. Pharmacol. 514(2-3): 83-90

125. Masters B. R., Chance B. 1993. Redox confocal imaging: intrinsic fluorescent probes of cellular metabolism. In Fluorescent and Luminescent Probes for Biological Activity. W. T. Mason, editor. Academic Press, New York: 44-57

126. Maksimov G.V., Churin A.A., Paschenko V.Z., Rubin A.B. 1990. Raman spectroscopy of the «potential sensor» of potential-dependent channels. Gen. Physiol. Biophys. 9(4): 353-360

127. Maximov G.V., Radenovic C., Jeremic M., Schara M. 1990. Oscillatory processes of ion transport and microviscosity of the excitable membranes "potential sensor" of potentialdependent ion channels. Studia Biophysica 138(1-2): 157-167i

128. Meldolesi J. 2002. Rapidly exchanging Ca stores: ubiquitous partners of surface channels in neurons. News Physiol. Sci. 17:144-149

129. Metuzals J., Monpetit V., Clapin D.F. 1981. Organization of the neurofilamentous network. Cell Tissue Res. 214(3): 455-482

130. Misell L.M., Shaw B.K., Kristan W.B.Jr. 1998. Behavioral hierarchy in the medicinal leech, Hirudo: feeding as a dominant behavior. Behav. Brain. Res. 90(1): 13-21

131. Moore L.E. 1971. Effect of temperature and calcium ions on rate constants of myelinated nerve. Am. J. Physiol. 221(1): 131-137

132. Muller K.J., Nicholls J.G., Stent G.S. Neurobiology of the leech. Clod Spring Harbor, NY: Cold Spring Harbor Laboratory, 1981

133. Muller W., Connor J.A. 1991. Dendritic spines as individual neuronal compartments for. synaptic Ca2+ responses. Nature 354(6348): 73-76

134. Munsch T., Schlue W.R. 1993. Intracellular chloride activity and the effect of 5-hydrioxytryptamine on the chloride conductance of leech Retzius neurons. Eur. J. Neurosci. 5(12): 1551-1557

135. Nakata N., Suda H., Izumi J., Tanaka Y., Ikeda Y., Kato H., Itoyama Y., Kogure K. 1997. Role of hippocampal serotonergic neurons in ischemic neuronal death. Behav. Brain Res. 83(1-2): 217-220

136. Neher E. 1998. Vesicle pools and Ca2+ microdomeins: new tools for understanding their roles in neurotransmitter release. Neuron 20(3): 389-399

137. Nicholls D., Attwell D. 1990. The release and uptake of excitatory amino acids. Trends in Pharmacol. Sci. 11(11): 462-468

138. Nicholls D.G., Ferguson S.J. Bioenergetics San Diego, Academic, 1992

139. Nicholls J.G., Baylor D.A. 1968. Specific modalities and receptive fields of sensory neurons in the CNS of the leech. J. Neurophysiol. 31(5): 740-756

140. Nicholls D.G., Budd S.L. 2000. Mitochondria and neuronal survival. Physiol. Rev. 80(1): 315-360.

141. Nicholls J. G., Kuffler S. W. 1964. Extracellular space as a pathway for exchange between blood and neurons in the central nervous system of the leech: ionic composition of glial cells and neurons. J. Neurophysiol. 27: 645-671

142. Peixoto N., Ramirez-Fernandez F.R. 2000. Helix aspersa identified neurons on multielectrode-array: electrical stimulation and recording. Eur. J. Neurosci. 12: 155

143. Perham R.N. 1991. Domains, motifs, and linkers in 2-oxo acid dehydrogenase multienzyme complexes: a paradigm in the design of a multifunctional protein. Biochemistry. 30(35): 8501-8512

144. Perruccio L., Kleinhaus A. L. 1996. Anatomical pathways connecting lip sensory structures and central nervous system in hirudinid leeches visualized by carbocyanine dyes and confocal laser microscopy scanning. Invert Neurosci. 2(3): 183-188

145. Peterson B.Z., DeMaria C.D., Yue D.T. 1999. Calmodulin is the Ca2+ sensor for Ca2+-dependent inactivation of L-type calcium channels. Neuron 22(3): 549-558

146. Petran M., Hadravsky M., Benes J., Boyde A. 1986. In vivo microscopy using the tandem scanning microscope. Ann. N.Y. Acad. Sci. 483:440- 447

147. Phillips C.E., Friesen W.O. 1982. Ultrastructure of the water-movement-sensitive sensilla in the medicinal leech. J. Neurobiol. 13(6): 473-486

148. Pinato G., Torre V. 2000. . Coding and adaptation during mechanical stimulation in the leech nervous system. J. Physiol. 529(3): 747-762

149. Pivovarova N. et al. 1999. Depolarization-induced mitochondrial Ca accumulation in sympathetic neurons: spatial and temporal characteristics. J. Neurosci. 19(15): 63726384

150. Racay P., Kaplan P., Lehotsky J. 1996. Control of Ca2+ homeostasis in neuronal cells. Gen. Physiol. Biophys. 15(3): 193-210

151. Randall R.D., Thayer S.A. 1992. Glutamate-induced calcium transient triggers delayed calcium overload and neurotoxicity in rat hippocampal neurons. J. Neurosci. 12(5): 1882-1895

152. Reboreda A., Sanchez E., Romero M., Lamas J.A. 2003. Intrinsic spontaneous activity and subthreshold oscillations in neurones of the rat dorsal column nuclei in culture. J. Physiol. 551(Pt.l):191-205

153. Reinert K. C., Dunbar R.L., Gao W., Chen G„ Ebner T.J. 2004. Flavoprotein autofluorescence imaging of neuronal activation in the cerebellar cortex in vivo. J Neurophysiol. 92(1): 199-211

154. Rizzuto R., Simpson A.W., Brini M., Pozzan T. 1992. Rapid changes of mitochondrial Ca2+ revealed by specifically targeted recombinant aequorin. Nature 358(6384): 325-327

155. Rizzuto R., Brini M., Murgia M., Pozzan T. 1993. Microdomeins with high Ca2+ close to UVsensitive channels that are sensed by neighboring mitochondria. Science 262(5134): 744-747

156. Rodriguez-Estrada C. 1975. Regulated nicotinamide adenine dinucleotide and depolarization in neurons. Am. J. Physiol. 228(4): 996-1001

157. Rose C.R., Lohr Ch., Deitmer J.W. 1995. Activity-induced Ca2+-transients in nerve and glial cells in the leech CNS. Neuroreport 6(4): 642-644o i

158. Rottenberg H., Marbach M. 1990. Regulation of Ca -transport in brain mitochondria. Biochim. Biophys. Acta (bioenergetics) 1016(1): 77-98

159. Safiulina D., Veksler V., Zharkovsky A., Kaasik A. 2006. Loss of mitochondrial membrane potential is associated with increase in mitochondrial volume: Physiological role in neurones. J. Cell Physiol. 206(2): 347-353

160. Sargent P.B. 1977. Synthesis of acetylcholine by excitatory motoneurons in CNS of the leech. J. Neurophysiol. 40(2): 453-460

161. Sargent P.B., Nicholls J.G., King-Wai Yau. 1977. Extrasynaptic receptors on cell bodies neurons in central nervous system of the leech. J. Neurophysiol. 40(2): 446-450

162. Scalettar B.A., Abney J.R., Hackenbrock C.R. 1991. Dynamics, structure, and function are coupled in the mitochondrial matrix. PNAS 88(18): 8057-8061

163. Schlue W.R., Thomas R.C. 1985. A dual mechanism for intracellular pH regulation by leech neurones. J Physiol. 364: 327-338

164. Schlue W.R., Dorner R. 1992. The regulation of pH in the central nervous system of the leech. Can. J. Physiol. Pharmacol. 70 (suppl): 278-285

165. Shaw T.I., Newby B.J. 1972. Movement in a ganglion. Biochim. Biophys. Acta 255(1): 411-412

166. Simpson P.B., Challiss R.A.J., Nahorski S.R. 1995. Neuronal Ca2+-stores: activation and function. Trends Neurosci. 18(7): 299-306

167. Smolen J.E., Weissman G. 1982. The effects of various stimuli and calcium antagonists on the fluorescence response of chlorotetracycline-loaded human neutrophils. Biochim. Biophys. Acta 720(2): 172-180

168. Sosnovtseva O.V., Pavlov A.N., Mosekilde E., Holstein-Rathou N.H., Marsh D.J. 2004. Double-wavelet approach to study frequency and amplitude modulation in renal autoregulation. Phys. Rev. E. 70(3 Pt. 1), 031915

169. Spacek J., Harris K.M. 1997. Three-dimensional organization of smooth endoplasmic reticulum in hippocampal CA1 dendrites and dendritic spines of the immature and mature rat. J. Neurosci. 17(1): 190-203

170. Stahl W., Ale-Agha N., Polidori M.C. 2002. Non-antioxidant properties of carotenoids. Biol. Chem. 383(3-4): 553-558

171. Stewart R.R., Adams W.B., Nicholls J.G. 1989a. Presynaptic calcium currents and facilitation of serotonin release at synapses between cultured leech neurons. J. Exp. Biol. 144: 1-12

172. Stewart R.R., Nicholls J.G., Adams W.B. 1989b. Na+, K+ and Ca2+ currents in identified leech neurons in culture. J. Exp. Biol. 141: 12-20

173. Suzuki S., Osanai M., Mitsumoto N., Akita T., Narita K., Kijima H., Kuba K. 2002. Ca2+-dependent Ca2+ clearance via mitochondrial uptake and plasmalemmal extrusion in frog motor nerve terminals. J. Neurophysiol. 87(4): 1816-1823

174. Szalontai B., Bagyinka C., Horvath L.I. 1977. Changes in the Raman spectrum of frog sciatic nerve during action potential propagation. Biochem. Biophys. Res. Commun. 76(3): 660-665

175. Szczupak L., Edgar J., Peralta M.L., Kristan W.B. 1998. Long-lasting depolarization of the leech neurons mediated by receptors with a nicotinic binding site. J. Exp. Biol. 201(Pt 12): 1895-1906

176. Szczupak L., Jordan S., Kristan W.B. 1993. Segment-specific modulation of electrophysiological activity of leech Retzius-neurons by acetylcholine. J. Exp. Biol. 183:115-135

177. Szczupak L., Kristan W.B. 1995. Widespread mechanosensory activation of the serotonergic system of the medicinal leech. J. Neurophysiol. 74(6): 2614-2624

178. Szucs A., Molnar G., Rozsa K.S. 1999. Periodic and oscillatory firing patterns in identified nerve cells of Lymnaea stagnalis L. Acta Biol. Hung. 50: 269-278

179. Takechi H., Eilers J., Konnerth A. 1998. A new class of synaptic response involving calcium release in dendritic spines. Nature 396(6713): 757-760

180. Thayer S.A., Miller R.J. 1990. Regulation of the free calcium concentration in single rat dorsal root ganglion neurons in vitro. J. Physiol. 425: 85-116

181. Toescu E.C., Verkhratsky A. 2000. Assessment of mitochondrial polarization status in living cells based on analysis of the spatial heterogeneity of rhodamine 123 fluorescence staining. Pfliigers Arch. 440(6): 941-947

182. Traynelis S.F., Cull-Candy S.G. 1990. Proton inhibition of N-methyl-D-aspartate receptors in cerebellar neurons. Nature 345(6273): 347-350

183. Trueta C., Mendez B., De-Miguel F.F. 2003. Somatic exocytosis of serotonin mediated by L-type calcium channels in cultured leech neurons. J. Physiol. 547(2): 405-416

184. Usachev Y.M., Thayer S.A. 1997. All-or-none release from intracellular stores triggered by Ca2+-influx through voltage-gated Ca2+-channels in rat sensory neurons. J. Neurosci. 17(19): 7404-7414

185. Valtorta F., Benfenali F., Greengard P. 1992. Structure and function of synapsins. J. Biol. Chem. 267(16): 7195-7198

186. Voltti H., Hassinen I.E. 1978. Oxidation-reduction midpoint potentials of mitochondrial flavoproteins and their intramitochondrial localization. J. Bioenerg. Biomem. 10(1-2): 45-58

187. Walz W., Schlue W.R. 1982. Ionic mechanism of a hyperpolarizing 5-hydroxytryptamine effect on leech neuropile glial cells. Brain Res. 250(1): 111-21

188. Wang G.J., Jackson J.G., Thayer S.A. 2003. Altered distribution of mitochondria impairs calcium homeostasis in rat hippocampal neurons in culture. J. Neurochem. 87(1): 85-94

189. Wei D.S., Mei Y.A., Bagal A., Kao J.P., Thompson S.M., Tang C.M. 2001. Compartmentalized and binary behavior of terminal dendrites in hippocampal pyramidal neurons. Science 293(5538): 2272-2275

190. Wessel R., Kristan W.B., Kleinfeld D. 1999. Dendritic Ca2+-activated K+-conductances regulate electrical signal propagation in an invertebrate neuron. J. Neurosci. 19(19): 8319-8326

191. Wilson T., Sheppard C. J. R. Theory and Practice of Scanning Optical Microscopy. -Academic Press, 2nd Edition, 1985

192. Yaffe M.P. 1999. The machinery of mitochondrial inheritance and behavior. Science 283(5407): 1493-1497

193. Zhang X., Wilson R.J., Li Y., Kleinhaus A.L. 2000. Chemical and thermal stimuli have short-lived effects on the Retzius cell in the medicinal leech. J. Neurobiol. 43(3): 304311