Исследование молекулярного механизма реакции ферментативного гидролиза триглицеридов тема диссертации и автореферата по ВАК РФ 03.00.02, кандидат биологических наук Трофимова, Ольга Дмитриевна

• Трофимова, Ольга Дмитриевна
• кандидат биологических наук
• 2004

Оглавление диссертации кандидат биологических наук Трофимова, Ольга Дмитриевна

ВВЕДЕНИЕ

ОБЗОР ЛИТЕРАТУРЫ

ГЛАВА 1. Современные представления о липолитических ферментах

1.1. Характеристика продуцентов и физико-химические свойства липаз

1.2. Особенности структуры и механизма действия эстераз

1.3. Значение липолитических ферментов в природе и хозяйственной деятельности человека

ГЛАВА 2. Современные аспекты иммобилизации липолитических ферментов

2.1. Методы иммобилизации липаз

2.2. Физико-химические аспекты катализа иммобилизованными ферментами

2.3. Применение иммобилизованных липаз в промышленности, медицине, аналитических целях

ЭКСПЕРИМЕНТАЛЬНАЯ ЧАСТЬ

ГЛАВА 3. Объекты и методы исследования

3.1. Объект исследования

3.2. Методы исследования

3.2.1. Выделение препарата липазы из микромицета Rhizopus japonicus

3.2.2. Очистка и определение молекулярной массы липазы методом гель-хроматографии

3.2.3. Ионообменная хроматография на колонке с диэтиламиноэтил-целлюлозой (ДЭАЭ-целлюлозой)

3.2.4. Определение содержания белка в препарате методом Лоури

3.2.5. Определение содержания белка в иммобилизованных ферментых препаратах модифицированным методом Лоури

3.2.6. Спектрофотометрический метод определения каталитической активности липазы

3.2.7. Подготовка ионитов АВ-26 и АВ-17-2П к иммобилизации

3.2.8. Методика сорбционной иммобилизации липазы

3.2.9. Методика ковалентной иммобилизации липазы с помощью глутарового альдегида

3.2.10. Подготовка исследуемых образцов к анализу методом ИК-спектрофотометрии (ИКС)

3.2.11 Аналитический электрофорез белков в полиакриламидном геле

3.2.12. Метод визуализации пространственной структуры белковых молекул на базе программы MolScript

3.2.13. Фотоокисление белков в присутствии метиленового голубого

3.2.14. Статистическая обработка результатов экспериментов

ГЛАВА 4. Выделение, очистка, физико-химические свойства препарата липазы из Rhizopus j aponicus

4.1. Изучение условий выделения и очистки липазы из Rhizopus j aponicus

4.2. Физико-химические свойства липазы из Rhizopus j aponicus

ГЛАВА 5. Исследование особенностей строения активного центра липазы Rhizopus japonicus

5.1. Идентификация имидазольной группы гистидина в каталитическом центре молекулы липазы Rhizopus japonicus

5.2. Воздействие фенилметилсульфонилфторида на функциональные свойства и вторичную структуру липазы

5.3. Воздействие дициклогексилкарбодииимида на функциональные свойства и вторичную структуру липазы

5.4. Исследование роли ионов двухвалентных металлов в функционировании липазы Rhizopus japonicus

ГЛАВА 6. Изучение особенностей четвертичной структуры липазы Rhizopus j aponicus

6.1. Воздействие додецилсульфоната натрия на состояние четвертичной структуры липазы

6.2. Исследование особенностей вторичной структуры субъединиц липазы методом ИК-спектрофотометрии

6.3. Модификация липазы бифункциональными реагентами

6.4. Визуализация олигомерной структуры липазы Rhizopus japonicus 1403 методом атомно-силовой микроскопии

Глава 7. Ковалентная иммобилизация липазы из Rhizopus japonicus 1403 на анионите АВ-17-2П модифицированным глутаральдегидным методом

7.1. Исследование условий иммобилизации липазы на некоторых ионообменных смолах

7.2. Некоторые физико-химические и кинетико-термодинамические аспекты катализа свободной и иммобилизованной липазой

7.3. Исследование технологических характеристик реакции гидролиза триглицеридов липазой, иммобилизованной на анионите АВ-17-2П

ГЛАВА 8. О молекулярном механизме реакции ферментативного гидролиза триглицеридов

Введение диссертации (часть автореферата) на тему «Исследование молекулярного механизма реакции ферментативного гидролиза триглицеридов»

Актуальность проблемы. В последние годы при усовершенствовании многих технологических процессов широко используются гидролитические ферменты микроорганизмов, характеризующиеся более высокой активностью и низкой себестоимостью по сравнению с гидролазами растительного и животного происхождения. Выявление особенностей структуры и функционирования липолитичеких ферментов становится особенно актуальным в связи с их биологической ролью, а также предоставляет новые возможности: для создания катализаторов с целью их дальнейшего эффективного применения в различных отраслях промышленности и в качестве медицинских препаратов.

В настоящее время в лабораториях научно-исследовательских институтов разрабатывается новая прогрессивная технология — катализ с использованием иммобилизованных ферментов, которые имеют ряд преимуществ перед растворимыми катализаторами в связи с более высокой стабильностью по отношению к денатурирующим факторам окружающей среды. Кроме того, подбирая соответствующий носитель и способ связывания, можно значительно уменьшить неблагоприятное воздействие матрицы носителя на структуру белка и повысить тем самым его ценность как биокатализатора.

Возрастающие масштабы использования липаз в биотехнологии вызывают необходимость поиска эффективных продуцентов ферментов данной группы, в качестве которого в настоящей работе предложен микромицет Rhizopus japonicus 1403. Для решения проблем регулирования биологических свойств липазы необходимо детальное исследование физико-химических, кинетико-термодинамических свойств фермента, особенностей его структурной организации, раскрытие молекулярного механизма реакции превращения субстрата.

Выполненная работа проведена в соответствии с тематикой научных исследований кафедры биофизики и биотехнологии Воронежского госуниверситета, входящей в координационный план научно-исследовательских работ РАН.

Цели и задачи исследования. Целью данной работы является изучение молекулярного механизма реакции гидролиза сложноэфирной связи в молекуле триглицеридов липазой Rhizopus japonicus 1403.

В этой связи в работе были поставлены следующие задачи: разработка эффективной методики выделения и очистки липазы из микромицета Rhizopus japonicus 1403; идентификация функциональных групп каталитического и субстрат-связывающего центров в молекуле липазы; исследование особенностей надмолекулярной организации изучаемого фермента методами гель-хроматографии, электрофореза и атомно-силовой микроскопии; создание гетерогенного биокатализатора на основе липазы, иммобилизованной модифицированным глутаральдегидным способом на отработанном в условиях сахаро-рафинадного производства анионите АВ-17-2П; изучение физико-химических и кинетико-термодинамических аспектов гидролиза триглицеридов свободной и иммобилизованной липазой; выявление оптимальных технологических режимов функционирования полученного иммобилизованного препарата фермента в реакторах периодического и непрерывного действия;

• описание молекулярного механизма разрыва сложноэфирных связей в молекуле триглицеридов.

Научная новизна. разработан эффективный метод получения гомогенного препарата липазы Rhizopus japonicus 1403 с высокой степенью очистки; впервые четвертичная структура обнаружена у липолитического фермента семейства Mucoraceae, выявлены физико-химические свойства и природа взаимодействия субъединиц; создан новый гетерогенный биологический катализатор на основе липазы, иммобилизованной на отработанном в сахаро-рафинадном производстве анионите АВ-17-2П модифицированным глутаральдегид-ным методом;

• по результатам исследования кинетико-термодинамических и технологических характеристик свободной и иммобилизованной липазы сконструирован реактор непрерывного действия, позволяющий осуществлять гидролиз триглицеридов с высоким выходом; изучено строение активного центра липазы Rhizopus japonicus 1403 методами Диксона, химической модификации специфическими реагентами и фотоокислением в присутствии метиленового голубого; на основании экспериментальных данных и при использовании программы MolScript описан молекулярный механизм реакции гидролиза сложноэфирной связи в молекуле триглицеридов липазой Rhizopus japonicus 1403

Практическая значимость Получен гомогенный препарат липазы Rhizopus japonicus 1403 с высокой гидролитической активностью. Изучение особенностей надмолекулярной организации липазы позволяет расширить представления о механизмах регуляции функциональных свойств ферментов in vivo. Создан гетерогенный биокатализатор с ковалентно иммобилизованной на отработанном анионите АВ-17-2П липазой, выявлены оптимальные условия его функционирования. Разработанные технологические режимы работы реактора непрерывного действия с полученным гетерогенным катализатором позволяют рекомендовать его для применения в промышленных масштабах. Результаты исследования строения активного центра липазы Rhizopus japonicus 1403 и молекулярного механизма каталитического гидролиза сложноэфирных связей расширяют и углубляют представления о закономерностях функционировании эстераз семейства Mucoraceae.

Апробация работы. Основные результаты исследований по теме диссертации были представлены на IV Международном симпозиуме «Новые нетрадиционные растения и перспективы их использования» (Пущино, 2001); XVIII съезда физиологического общества имени И.П. Павлова (Казань, 2001); Международной конференции молодых ученых «Химия и биотехнология биологически активных веществ, пищевых продуктов и добавок, экологически безопасные технологии» (Тверь, 2001); Международной научно-практической конференции «Потребительский рынок: качество и безопасность товаров и услуг» (Орел, 2001); Международной научно-практической конференции «Пищевые продукты XXI века» (Москва, 2001); Межрегион, конференции молодых ученых «Организация и регуляция физиолого-биохимических процессов» (Воронеж, 2001); Всероссийском симпозиуме «Современные проблемы хроматографии» (Москва, 2002); Международном Форуме «Аналитика и аналитики» (Воронеж, 2003); III Международном Симпозиуме «100 лет хроматографии» (Москва, 2003); II Московском Международном Конгрессе «Биотехнология: состояние и перспективы развития» (Москва, 2003); Всероссийском симпозиуме «Хроматография и хроматогра-фические приборы» (Москва, 2004), конференции «Биотехнология - охране окружающей среды» (Москва, 2004), III Съезде биофизиков России (Воронеж, 2004), 8th Conference of International Union of Biochemistry and Molecular Biology (Boston, USA, 2004).

Публикации. По теме диссертационной работы имеется 20 публикаций: 9 статей и 11 тезисов.

На защиту выносятся следующие положения:

1. Нативная молекула липазы из Rhizopus japonicus 1403 функционирует в виде димера, образованного в результате гидрофобных взаимодействий между двумя субъединицами фермента, находящимися в «открытой» кон-формации.

2. Разработан модифицированный метод ковалентной иммобилизации липазы на отработанном в условиях сахаро-рафинадного производства анио-ните АВ-17-2П, полученный препарат является эффективным биокатализатором и может быть рекомендован для применения в промышленной технологии.

3. Функционально значимые аминокислотные остатки субстратсвязы-вающего, каталитического центров и их микроокружения для липаз рода Rhizopus являются идентичными и входят в состав консервативных участков первичных структур гидролаз данной группы.

4. Схема молекулярного механизма расщепления сложноэфирных связей в молекуле триглицеридов.

Структура и объем работы.

Диссертационная работа включает 156 страниц машинописного текста; состоит из Введения, 8 глав, Заключения, Выводов, Списка литературы (177 источников) и Приложения. Иллюстрационный материал включает 36 рисунков, 19 таблиц; в Приложении 9 таблиц.

Заключение диссертации по теме «Биофизика», Трофимова, Ольга Дмитриевна

выводы

1. Разработан эффективный метод выделения и очистки препарата липазы из микромицета Rhizopus japonicus 1403, включающий стадии выращивания культуры глубинным способом, ультрафильтрации культуральной жидкости на мембране УАМ-30, осаждения ацетоном, гель-фильтрации на сефадексе G-150 и ионообменной хроматографии на ДЭАЭ-целлюлозе, который позволил получить гомогенный препарат фермента с 58-кратной степенью очистки.

2. Оптимальными условиями ферментативного гидролиза триглицеридов являются: температура катализа 37 "С; рН катализа 6,5; концентрация субстрата 1,75 10"3 моль/л.

3. С помощью методов Диксона, фотоокисления в присутствии метиле-нового голубого, ИК-спектрофотометрии и химической модификации специфическими реагентами установлено, что в состав активного центра липазы входят гидроксильная группа серина, имидазольное кольцо гистидина и карбоксильная группа аспарагиновой кислоты; ионы кальция являются необходимыми в гидролизе, поддерживая каталитически активную конформацию фермента.

4. Нативная молекула фермента с Mr 95 кДа существует в виде димера, протомеры обладают каталитической активностью. Четвертичная структура липазы образуется в результате взаимодействия двух белковых глобул, находящихся в «открытой» конформации, поддерживается гидрофобными «силами сцепления» и принимает участие в регуляции каталитической активности за счет взаимодействия субъединиц.

5. Предложен модифицированный ковалентный способ иммобилизации липазы на отработанном в условиях сахаро-рафинадного производства анио-ните АВ-17-2П. Иммобилизованный препарат липазы сохраняет 23 % активности по сравнению с растворимой формой фермента. Оптимальная температура гидролиза триглицеридов при иммобилизации повышается на 3 eC, оптимум рН смещается вправо на 0,5 единиц, значения Кт и Vmax увеличиваются на 52 % и 49 % соответственно.

6. Иммобилизация липазы приводит к увеличению значений энергии активации и энтальпии активации гидролиза, что связано с затруднением процесса перехода иммобилизованного фермента в «открытую» конформа-цию на границе раздела фаз липид-вода; отрицательные значения AS для реакции гидролиза, осуществляемого свободной и иммобилизованной липазой, свидетельствуют о том, что расщепление эфирных связей субстрата характеризуется высокой упорядоченностью.

7. Создана модель промышленного реактора непрерывного действия с иммобилизованной липазой, позволяющего осуществлять гидролиз натуральных и синтетических триглицеридов с высоким выходом; оптимальные технологические режимы липолиза гетерогенным катализатором: te = 45 °С; рН = 7,0; [S] = 1,3 10' моль/л, режим «кипящего слоя» при скорости протока эмульсии субстрата vs = 2,5 мл/мин.

8. Степень гомологии липаз семейства Мисогасеае составляет 61,5 %, консервативные участки сосредоточены вблизи элементов каталитической триады Serl45-His258-Asp204, оксианионной щели Thr-Leu, Leu и Gly, участвующих в удалении продуктов гидролиза.

9. Активацию серина каталитической триады вызывают конформаци-онные перестройки домена-«крышки»; на ключевых этапах гидролиза субстрата, задействованы: NH-группы оксианионной щели Thr-Leu, ориентирующие карбонильный атом кислорода, электрофильно-нуклеофильная пара карбоксил-имидазол, остатки Leu и Gly, отщепляющие первый продукт — спирт.

ЗАКЛЮЧЕНИЕ

При исследовании структурно-функциональных свойств липолитических ферментов и молекулярных механизмов осуществляемых ими реакций необходимо проводить эксперименты с гомогенными препаратами липаз с высокой каталитической активностью. В связи с этим была разработана методика получения ферментного препарата липазы Rhizopus japonicus 1403 с высокой степенью очистки. Выявлены оптимальные условия гидролиза триглицеридов липазой. Показано, что кинетика ферментативного расщепления трибутирина не подчиняется уравнению Михаэлиса-Ментен, имеет место субстратное ингибирование.

При использовании метода Диксона и по результатам фотоокисления фермента в присутствии метиленового голубого установлено, что в состав активного центра молекулы липазы Rhizopus japonicus 1403 входит имида-зольная группа гистидина. Сочетание методов химической инактивации специфическими реагентами фенилметилсульфонилфторидом и дициклогексил-карбодиимидом и ИК-спектрофотометрии позволило идентифицировать гид-роксильную группу серина и карбоксильную группу аспарагиновой кислоты. При модификации липазы этилендиаминтетраацетатом установлено, что ионы кальция являются необходимыми в гидролизе, по-видимому, входят в состав Са-координационного домена, поддерживая каталитически активную конформацию фермента.

При рассмотрении взаимодействия липазы с додецилсульфонатом натрия методами гель-хроматографии и электрофореза установлено, что молекула фермента имеет четвертичную структуру, представленную двумя идентичными мономерами. Полученные данные подтверждены методом атомно-силовой микроскопии. Анализ результатов экспериментов по ковалентному связыванию субъединиц при помощи бифункционального реагента глутарового альдегида позволяет предположить, что в процессе димеризации липазы участвуют две белковых глобулы, находящихся в «открытой» конформации, взаимодействия между протомерами имеют гидрофобную природу. Данное предположение объясняет более высокое сродство олигомерной формы фермента к субстрату, поскольку при формировании четвертичной структуры липазы нарушаются свойственные «закрытой» конформации взаимодействия «ядро»-«крышка», экранирующие реакционноспособный серин.

При подборе условий иммобилизации препарата липазы Rhizopus japonicus 1403 выявлено, что наиболее предпочтительным носителем является анионообменная смола АВ-17-2П, отработавшая в условиях сахарорафинадного производства в течение 400 циклов. Предложен модифицированный глутаральдегидный способ ковалентного связывания фермента с носителем, заключающийся в процессе наращивания связующего звена между липазой и анионитом при обработке рядом органических реагентов. Иммобилизованный фермент характеризуется более низкими значениями Кт и Vmax , увеличение значений энергий активации и изменения энтальпии реакции гидролиза по сравнению с растворимой формой фермента свидетельствуют о затруднении процесса перехода иммобилизованного фермента в каталитически активную конформацию под действием субстрата. Отрицательные значения AS для реакции гидролиза, осуществляемого свободной и иммобилизованной липазой, свидетельствуют о том, что расщепление эфирных связей трибутирина протекает с большой скоростью и характеризуется высокой упорядоченностью.

Выявлены оптимальные технологические режимы липолиза гетерогенным катализатором в разработанном реакторе: t° = 45 "С; рН = 7,0; [S] = 1,3*10'3 моль/л, режим «кипящего слоя» при скорости протока эмульсии субстрата vs = 2,5 мл/мин. Экологическая безопасность предложенного носителя АВ-17-2П и его относительно низкая стоимость позволяют рекомендовать модель промышленного реактора непрерывного действия с иммобилизованной липазой, с помощью которого можно осуществлять гидролиз натуральных и синтетических триглицеридов с высоким выходом в ряде отраслей легкой, пищевой и химической промышленности.

Для разработки схемы гипотетического механизма реакции гидролиза сложноэфирных связей в молекулах природных и синтетических ацилглице-ролов были привлечены экспериментальные данные, а также ряд компьютерных программ: AliBee Multiple Alignment (по выравниванию аминокислотных последовательностей белков), MolScript 2.0 (по визуализации данных рентгеноструктурного анализа биологических макромолекул). Степень гомологии первичных структур липаз семейства Мисогасеае составляет 61,7 %. Показано, что элементы каталитической триады Ser-His-Asp входят в состав консервативных участков полипептидных цепей ферментов данной группы. Кроме того, 6 остатков цистеина, участвующие в образовании дисульфидных мостиков, занимают фиксированные позиции, а для липаз рода Rhizopus входят в состав гомологичных участков цепи. Следует отметить тенденцию двух важных остатков: Leu-259 и Gly-82 располагаться в пространственно отдаленных, но строго определенных участках третичной структуры липаз. Остаток Leu следует за каталитическим гистидином в первичных структурах сравниваемых белков, Gly-82 предшествует спиралевидной «крышке». Предполагается, что данная пара играет ключевую роль в ориентировании первого продукта - спирта при расщеплении сложноэфирной связи. Составные элементы оксианионной щели: Leu 146 и Thr83, располагаются у большинства плесневых эстераз у основания домена-«крышки».

Результаты ИК-спектроскопии исследуемой липазы, а также компьютерный анализ пространственных структур ферментов узкой группы позволяют отнести объект наших исследований к группе а/р-белков, для которых характерны следующие элементы вторичной структуры: а-спирали, р-структуры фермента, отличающиеся разнообразием подтипов: р-тяжи, р-листы, Р-выступы и Р-повороты. В пространственной укладке белковых глобул липаз рода Rhizopus участвуют 3 у-поворота, а также ряд Р-тяжей, образующих с а-спиральными участками РаР-блоки.

Каталитический Ser находится между первым pap-блоком и 5-й а-спиралью, His258 входит в состав 10-й а-спирали, Asp204 участвует в формировании 18-го ^-поворота. Конформационные перестройки, имеющие место при формировании фермент-субстратного комплекса, заключаются в движении домена-«крышки» и экспонировании гидрофобных аминокислотных остатков на поверхность глобулы (создавая оптимальные условия для межфазовой активации на границе липид-вода).

Анализ экспериментальных данных и использование упомянутых выше компьютерных программ позволили нам разработать схему гипотетического механизма расщепления сложноэфирных связей в молекуле триглицерида, которая предусматривает следующие события: потерю каталитическим сери-ном протона при участии имидазола гистидина; образование тетраэдрического комплекса I атомом углерода сложноэфирной связи и ацилирование, сопровождающееся отщеплением спирта; стадию образования тетраэдрического комплекса II при участии молекулы воды и деацилирование. В осуществлении данных событий ключевую роль играет нуклеофильно- электрофиль-ная пара карбоксил-имидазол, контролирующая перенос заряда, а также NH-группы оксианионной щели, ориентирующие молекулу субстрата на стадиях тетраэдрических комплексов I и II.

Список литературы диссертационного исследования кандидат биологических наук Трофимова, Ольга Дмитриевна, 2004 год

1. Бейли Д.Ж. Основы биохимической инженерии /Д.Ж. Бейли, Д. Ол-лис. М.: Мир, 1989.-692 с.

2. Березин И.В. Новый тип носителя для разделения биологических смесей / И.В. Березин, А.А. Карякин // Инженерная энзимология: Материалы VI Всесоюз. симп. -Вильнюс, 1988. -Ч. 1. С. 60-61.

3. Блиева Р.К. Синтез гидролитических ферментов иммобилизованными микромицетами / Р.К. Блиева // Инженерная энзимология: Материалы VI Всесоюз. симп. — Вильнюс, 1988. —Ч. 1. —С. 61-62.

4. Браунштейн А.Е. Процессы и ферменты клеточного метаболизма / А.Е. Браунштейн. М.: Наука, 1987. - 546 с.

5. Брокерхоф X. Липолитические ферменты / X. Брокерхоф, Р. Дженсен / Пер. с англ. Т.П. Левчук; Под ред. А.Е. Браунштейна. М.: Мир. - 1978. — 396 с.

6. Варфоломеев С.Д. Кинетические методы в биохимических исследованиях / С.Д. Варфоломеев, С.В. Зайцев. М.: Изд-во Моск. ун-та, 1982. — 343 с.

7. Влияние водорастворимых добавок на каталитическую активность и вторичную структуру панкреатичекой липазы / А. В. Еленский, Г. П. Ям-польский, В.Н. Измайлова и др. // Химия. 1986. - Т. 27, №5. - С. 751 -757.

8. Давранов К.Д. Изучение внеклеточных липаз Rhizopus microsporus / Давранов К.Д., Дилеров Ж., Ризаева М.// Прикл. биохимия и микробиология . 1978. - Т. 14, №3. - С. 389-393.

9. Давранов К.Д. Липаза гриба Rhizopus microsporus / К.Д. Давранов, М.З. Закиров, М.И. Ризаева // Химия природных сред. 1976. - №5. - С. 636639.

10. Давранов К.Д. Препаративное выделение, очистка, кристаллизация и некоторые свойства липазы из Oospora lactis / К.Д. Давранов, МЛ. Табак,

11. A.С. Саттаров // Биохимия. 1989. - Т. 54, №11.- С. 1866-1872.

12. Диксон М. Ферменты / М. Диксон, Э. Уэбб М.: Мир, 1982. - Т. 1. -389 с.

13. Дьяков В.J1. Активация панкреатической липазы детергентами 7

14. B.JI. Дьяков, А.В. Мишин, М.Н. Антонов // Биоорган, химия. 1980. — Т. 6. —1. C. 296-299.

15. Землянухин А.А. Большой практикум по физиологии и биохимии растений: Учеб. пособие / А.А. Землянухин, JI.A. Землянухин. Воронеж: Изд-во Воронеж, ун-та, 1996. — 188 с.

16. Иммобилизованные клетки и ферменты. Методы / Под ред. Дж. Вудворда. М.: Мир, 1988. - 215с.

17. Иммобилизованные ферменты. Современное состояние и перспективы / Под ред. И.В. Березина, В.К. Антонова, К. Мартинека. М.: Изд-во Моск. ун-та, 1976. - Т. 1. - 296 с.

18. Ионообменные методы очистки веществ / Под ред. Г.А. Чикина, О.Н. Мягкого. — Воронеж: Изд-во Воронеж, ун-та, 1984. 372 с.

19. Кабанова B.C. Совещание по применению ферментных препаратов / B.C. Кабанова // Фермент, и спиртовая пром-ть. 1983. - Т. 7. - С. 41-43.

20. Келети Т. Основы ферментативной кинетики / Т. Келети. — М.: Мир, 1990.-350 с.

21. Ковалева С.В. Фотоокисление и модификация диэтилпирокарбона-том «биосинтетической» L-треониндегидратазы из пивных дрожжей Sac-charomyces calrsbergensis / С.В. Ковалева, А.И. Дорожко, З.С. Каган // Биохимия. 1984. - Т. 49, №8. - С. 1253-1261.

22. Ковалева Т.А. Физико-химические и кинетико-термодинами-ческие аспекты катализа свободными и иммобилизованными амилазами: Автореф. дис.докт.биол.наук. Воронеж, 1998. - 48 с.

23. Кочетов Г.А. Практическое руководство по энзимологии: Учеб. пособие / Г.А. Кочетов; под ред. С.Е. Северина. М.: Высш. шк., 1980. - 272 с.

24. Красновский А.А. Фосфоресцентный анализ синглетного молекулярного кислорода в фотобиохимических системах / А.А. Красновский // Биологические мембраны. 1998. - Т. 15, №5. - С. 530-547.

25. Ксандопуло Г.Б. Влияние различных активаторов и ингибиторов на липазную активность грибов рода Geotrichum / Г.Б. Ксандопуло, E.JI. Рубан // Микробиология. 1974. - Т.43, № 5. - С.814-821.

26. Логинова Л.Г. Новые формы термофильных бактерий / Л.Г. Логинова, Л.А. Егорова. М.: Наука, 1977. - 175 с.

27. Лурье А.А. Сорбенты и хроматографические носители / А.А. Лурье. М.: Химия. - 1972. - 320с.

28. Мартинек К. Иммобилизованные ферменты / К. Мартинек. — М.: 1984.-100 с.

29. Можаев В.В. Иммобилизация ферментов как новый подход к решению фундаментальных проблем энзимологии / В.В. Можаев // Успехи биологической химии. 1983. - Т. 24. - С. 99-134.

30. Некоторые сведения о структурах пористых сополимеров стирола и дивинилбензола / А.К. Светлов, Ю.С. Цветков, В.В. Крючков и др. // Иониты и ионный обмен. Л., 1975. - С. 78-85.

31. Полимерно модифицированные кремнеземные носители для иммобилизации белков / А.Е. Иванов, В.В. Жильцов, В.В. Гузеев и др. // Инженерная энзимология: Материалы VI Всесоюз. симп. — Вильнюс, 1988. - Ч. 1. — С. 74-75.

32. Полторак О.М. Физико-химические основы ферментативного катализа / О.М. Полторак, Е.С. Чухрай.-М.: Высш. шк., 1971.-311 с.

33. Поляновский О.Я. Роль функциональных групп белка в ферментах. -М., 1964.-С. 101-117.

34. Прайор У. Свободные радикалы в биологии / У.Прайор: в 2 т. / Пер. с англ. М.Г. Гольдфельда, JI.A. Сибельдиной; под ред. Н.М. Эмануэля. М.: Мир.-Т.2.-1979.-328 с.

35. Применение иммобилизованных ферментов / Под ред. И.В. Березина // Итоги науки и техники. Сер. Биотехнология. — М.: ВИНИТИ, 1986. — Т. 6. 300 с.

36. Рубан E.JI. Микробные липиды и липазы / E.JI. Рубан. М.: Наука, 1977.-216 с.

37. Салдадзе К.М. Сравнительные данные по физико-химическим свойствам ионообменных смол / К.М. Салдадзе, Б.Я. Кельман, H.JI. Лукьянова // Химически активные полимеры и их применение. Л.: Химия, 1969. — С. 129-134.

38. Синицын А.П. Иммобилизованные клетки микроорганизмов / А.П. Синицын. — М.: Изд-во Моск. ун-та, 1994. 126 с.

39. Солдатов B.C. О структуре сополимеров стирола и дивинилбензола / B.C. Солдатов, В.А. Артамонов // Сорбция и хроматография М., 1979. - С. 140-145.

40. Степанов В.М. Молекулярная биология. Структура и функции белков: Учеб. для биол. спец. вузов / В.М. Степанов; под ред. А.С. Спирина. -М.: Высш. шк., 1996. 334с.

41. Тривен И. Иммобилизованные ферменты / И. Тривен. М.: Наука, 1984.-312 с.

42. Фениксова Р.В. Получение концентрированных ферментных препаратов. М.: ЦИНГИ Пищепром, 1960. - 154 с.

43. Чикин Г.А. Ионообменные технологические процессы в пищевой промышленности / Г.А. Чикин, И.П. Шамрицкая, В.Ф. Селеменев // Прикладная хроматография. М., 1984.-С. 141-156.

44. Шатаева Л.К. Карбоксильные катиониты в биологии / Л.К. Шатае-ва, Н.И. Кузнецова, Г.Е. Елькин. Л.: Наука, 1979. - 286 с.

45. Шеламова С.А. Биосинтез и физико-химические свойства липазы Rhizopus japonicus: Автореф. дисс.канд. биол. наук. Воронеж, 1984. - 26 с.

46. Яровенко В.В. Концентрирование ферментных растворов методом ультрафильтрации / В.В. Яровенко. М.: ОНТИТЭИ Микробиопром, 1978. -36 с.

47. A new kind of immobilized lipase in organic solvent and its structural model / H. Yang, S. Cao, Z. Ding et al. // Biochem Biophys Res Commun. 1994. -Vol. 200,№1.-P. 83-88.

48. Alternate conformations of observed in catalytic serine in Bacillus subtilis lipase determined at 1.3 A resolution / K. Kavasaki, H. Kondo, M. Suzuki et al. // Acta Crystallogr D Biol Crystallogr. 2002. - Vol. 58,№7.-P. 1168-1174.

49. Arroyo M. High enantioselective esterification of 2-arylpropionic acids catalyzed by immobilized lipase from Candida antarctica: a mechanistic approach / M. Arroyo, J. Sinisterra // J. Org. Chem. 1994. - Vol. 59. - P. 4410-4417.

50. Aucoin M. Hyperactivation of Rhizomucor miehei lipase by hydrophobic xerogels / M. Aucoin, F. Erhardt, R. Legge // Biotechnol Bioeng. 2004. - Vol. 85, №6.-P. 647-655.

51. Balcao V. Lipase catalysed modification of milkfat / V. Balcao, F. Mal-cata//Biotechnol Adv.- 1998.-Vol. 16, №2.-P. 309-341.

52. Bhardish J. Enzymes from thermophilic fungi: proteases and lipases / J. Bhardish, J. Sanjay, C. Satish // Proc. Indian Acad. Sci. 1985. - Vol. 94, №2-3. -P. 175-196.

53. Bhardwaj A. Identification, purification, and characterization of a thermally stable lipase from rice bran. A new member of the (phospho) lipase family /

54. К. Bhardwaj, A. Raju, R. Rajasekharan // Plant Physiol. 2001. - Vol. 127, №4. -* P. 1728-1738.

55. Bhatia S. Modeling and simulation of an enzymatic reactor for hydrolysis of palm oil / S. Bhatia, A. Naidu, A. Kamaruddin // Artif Cells Blood Subsit Immo-bil Biotechnol. 1999. - VoL 27, №5-6. - P. 435-440.

56. Binnig G. Atomic Force Microscope / G. Binnig, C. Quate, C. Gerber // Phys. Rev. Lett. -1986. Vol. 56. -P. 930-933.

57. Brunig C. Aldehyde-functionalized ethoxysilanes as new enzyme immobilization reagents/ C. Brunig, J. Grobe // J Chem Soc Commun. 1995. - № 22. — P.k 2323-2324.

58. Ca(2+)-induced folding of a family 1.3 lipase with repetitive Ca(2+)-binding motifs at the C-terminus / K. Amada, H. Kwon, M. Haruki et al // FEBS Lett. 2001. - Vol. 509, №1. - P. 17-21.

59. Cao L. Lipase-catalyzed solid-phase synthesis of sugar esters. Influence of immobilization on productivity and stability of the enzyme 7 L. Cao, U. Born-scheuer, R. Schmid // J Mol Catal. 1999. - Vol. 6. - P. 279-285.

60. Cheomar I. Production of a thermostable lipase by Humicola lanuginosa grown on sorbitol-corn steep liquor medium /1. Cheomar, N. Naomichi, N. Shiro // Agr Biol Chem 1987. - Vol. 1, №8. - P. 2145-2151.

61. Chiou S. Immobilization of Candida rugosa lipase on chitosan with ^ activation of the hydroxyl groups / S. Chiou, W. Wu. // Biomaterials. 2004. - Vol.25№2.-P. 197-204.

62. Chopra A. Partial characterization of extracellular lipase from Mucor ra-cemosus / A. Chopra, H. Chander, J. Singh // Egypt J Dairy Sci. 1981. - Vol. 9, №3.-P. 598-600.

63. Cloning and characterization of a novel lipase from Vibrio harveyi strain AP6 / W. Jeanette, P. Teoa, L. Zhangb et al. // Gene. 2003. - Vol. 312. - P. 181188.

64. Collins Y. Evidence of a relationship between autolysis of starter bacteria and lipolysis in cheddar cheese during ripening / Y. Collins, P. McSweeney, M. Wilkinson // J Dairy Res. 2003. - Vol. 70, №1. - P. 105-113.

65. Connelly P. Hepatic lipase deficiency / P. Connelly, R. Hegele // Crit Rev Clin Lab Sci. 1998. - Vol. 35, №6. - P. 547-572.

66. Connelly P. The role of hepatic lipase in lipoprotein metabolism / P. Connelly // Clin Chim Acta. 1999. - Vol. 286, №1-2. - P. 243-255.

67. Cornish-Bowden A. The influence of binding domains on the nature of subunit interactions in oligomeric proteins. Application to unusual kinetic and binding patterns / A. Cornish-Bowden, D. Koshland // J Biol Chem. 1970. - Vol. 245, №23.-P. 6241-6150.

68. Crystal structure of Pseudomonas aeruginosa lipase in the open conformation. The prototype for family 1.1 of bacterial lipases / M. Nardini, D. Lang, K. Lie-beto et al. // J Biol Chem. 2000. - Vol. 275, №40. - P. 31219-31225.

69. Cuatrecases P. Adsorbents for affinity chromatography use of N-hydroxyccinimide esters of agarose / P. Cuatrecases, I. Parikh // Biochemistry. -1972. Vol. 11, №12. - P. 2291-2298.

70. Dalev P. An enzyme biotechnology for the total utilization of leather waster / P. Dalev, L. Simeonova // Biotechnol Lett. 1992 - Vol. 14, №6. - P. 531534.

71. Davis B. Disc electrophoresis. II. Method and application to human serum proteins//Ann NY Acad Sci.- 1964.-Vol. 121.-P. 404-427.

72. Derewenda Z. Structure and functions of lipases / Z. Derewenda // Adv Protein Chem. 1994. - V. 45. - P. 1-52.

73. Differential scanning calorimetry of the effects of Ca(2+) on the thermal unfolding of Ps. cepacia lipase / A. Tanaka, H. Sugimoto, Y. Muta et al. // Biosci Biotechnol Biochem. 2003. - Vol. 67, № 1. - P. 207-210.

74. Dodson G. Structural and evolutionary relationships in lipase mechanism and activation / G. Dodson, D. Lawson, F. Winkler // Faraday Discuss. 1992. -Vol. 93.-P. 95-105.

75. Effect of mutations of Candida antarctica В lipase / S. Patkar, J; Vind, E. Kelstrup et al. // Chem Phys Lipids/ 1998. - V. 93. - P. 95-101.

76. Electron microscopy of negatively stained jackbean urease at three levels of quaternary structure,, and comparison with hydrodynamic studies // W.N. Fishbein, W. Engler, J. Griffin et al. // Eur. J Biochem. 1977. - Vol. 73. - P. 185190.

77. Enantioselective transesterification using lipase-displaying yeast whole-cell biocatalyst / T. Matsumoto, M. Ito, H. Fukuda et al. // Appl Microbiol Biotechnol. 2004. - Vol. 64, №4. - P. 481-485.

78. Essential dynamics of lipase binding sites: the effect of inhibitors of different chain length /G. Peters, D. van Aalten, A. Svendsen et al. // Protein Eng. — 1997.-Vol. 10, №2.-P. 149-158.

79. Esterolytic and lipolytic activities of lactic acid bacteria isolated from ewe's milk and cheese / M. Katz, R. Medina, S. Gonzalez et al. // J Foot Prot. —2002. Vol. 65, №12. - P. 1997-2001.

80. Expression of LIP 1 and LIP2 genes from Geotrichum species in Baker's yeast strains and their application to the bread-making process / A. Monfort, A. Blasco, P. Sanz et al. 1999. -Vol. 47, №2. - P. 803-808.

81. Factors affecting lipase production in Aspergillus ventiiVH. Chander, V. Batis, J. Singh et al. // J Food Sci. 1980 - Vol. 45, №3. - P. 636-639.

82. Falb R. Covalent bonding of protein to solid surfaces / R. Falb, G. Grode // Federation Proceedings. 1971. - Vol. 30, №5. - P. 1688-1691.

83. Flood M. Safety evaluation of lipase produced from Candida rugosa: summary of toxicological data / M. Flood, M. Kondo // Regul Toxicol Pharmacol. -2001. Vol. 33, № 2. - P. 157-164.

84. Fourier-transform infrared spectroscopy study of dehydrated lipases from Candida antarctica В and Pseudomonas cepacia / G. Vecchio, F. Zambianchi, P. Zacchetti et al. Biotechnol Bioeng. 1999. - Vol. 64, №5. - P. 545-551.

85. Garner C. Porcine pancreatic lipase. A glycoprotein / C. Garner, L. Smith // J Biol Chem. 1972. - Vol. 247, №2. - P.561-565.

86. Gastric lipase: crystal structure and activity / S. Canaan, A. Roussel, R. Verger et al. // Biochim Biophys Acta. 1999. - Vol. 7, №10. - P. 2123-2130.

87. Gavel D. Fluorescence investigation of immobilized enzymes / D. Gavel //Biotechnol Bioeng. 1974. - Vol. 2, №2. - p. 165-168.

88. Gelatin blends with alginate: gels for lipase immobilization and purification / N. Fadnavis, G. Sheelu, B. Kumar et al. // Biotechnol Prog. 2003. - Vol. 19, №2.-P. 557-564.

89. General trend of lipase to self-assemble giving bimolecular aggregates greatly modifies the enzyme functionality / J. Palomo, M. Fuentes, G. Fernandez-Lorente // Biomacromolecules. 2003 - Vol. 4, №1. - P. 1-6.

90. Gomes F. Immobilization of lipase on chitin and its use in nonconventional biocatalysis /F. Gomes, E. Pereira, H. de Castro // Biomacromolecules. 2004. - Vol. 5, №1. - P. 17-23.

91. Gupta R. Bacterial lipases: an overview of production, purification and biochemical properties / R. Gupta, N. Gupta, P. Rathi // Appl Microbiol Biotechnol 2004.

92. Harris H. The lipemia of sepsis: triglyceride-rich lipoproteins as agents of innate immunity / H. Harris, J. Gosnell, Z. Kumwenda // J Endotoxin Res. 2000. -Vol. 6,№6.-P. 421-430.

93. Harwood J. The versatility of lipases for industrial uses / J. Harwood // Trend Biochem Sci. 1989. - №4. - P. 125-126.

94. Herrgard S. Role of an electrostatic network of residues in the enzymatic action of Rhizomucor miehei lipase family / S. Herrgard, C. Gibas, S. Subramaniam // Biochem 2000. - Vol. 39, №11. - P. 2921-2930.

95. Hintsche R. Verfahren zur Immobilisiring von biologisch aktiven Materi-alen / R. Hintsche // Molekular Biologie. 1994. - Vol. 23, №3. - P. 527-530.

96. Homology modeling and active-site residues probing of the thermophilic Alicyclobacillus acidocaldarius esterase / G. Manco, F. Febbraio, E. Adinolfi et al. // Protein Sci. 1999. -Vol. 8, №9.-P. 1789-1796.

97. Huang S. Direct binding and characterization of lipase onto magnetic nanoparticles / S. Huang, M. Liao, D. Chen // Biotechnol Prog. — 2003. Vol. 19, №3.-P. 1095-1100.

98. Human pancreatic lipase: A glycoprotein / A. De Саго, C. Figarella, J. Amic et al. // Biochim Biophys Acta. 1977. - Vol. 490, №2. - P. 411-419.

99. Humicola lanuginosa lipase hydrolysis of mono-oleoyl-rac-glycerol at the lipid-water interface observed by atomic force microscopy / K. Balashev, M. Gudmand, L. Iversen et al. // Biochim Biophys Acta. 2003. - Vol. 1615, №1-2. -P. 93-102.

100. Identification of histidine and aspartic acid residues essential for enzymatic activity of a family 1.3 lipase by site-directed mutagenesis / H. Kwon, K. Amada, M. Haruki et al. / FEBS Lett. 2000. - Vol. 483, №2-3. - P. 139-142.

101. Imaging the distribution and secondary structure of immobilized enzymes using infrared microspectroscopy / Y. Mei, L. Miller, R. Gross et al.// Biomacromolecules. j2003. - Vol. 4, №1. - P.:70-74.

102. Immobilization of hydrophobic lipase derivatives on to organic polymer beads / M. Basri, K. Ampon, W. Yunus et al. // J Chem Technol Biotechnol. 1994. -Vol. 59,№1.-P. 37-44.

103. Immobilization of lipases on polymethylene and application to perilla oil hydrolysis for production of alpha-linilenic acid / T. Watanabe, Y. Susuki, Y. Sge-saka et al. // J Nutr Sci Vitaminol. 1995. - Vol. 41, №3. -P. 307-312.

104. Immobilized lipase-catalyzed production of alkyl esters of restaurant grease as biodisel / A. Hsu, K. Jones, T. Foglia et al. // Biotechnol Appl Biochem. -2002. Vol. 36, №3. - P. 181-186.

105. Impact of tryptophan residues of Humicola lanuginosa lipase on its thermal stability /К. Hsu, A. Jutila, E. Tuominen et al.// Biochim Biophys Acta. — 2001. -Vol. 1547, №2, P. 329-338.

106. Improvement of the optimum temperature of lipase activity for Rhizopus niveus by random mutagenesis and its structural interpretation / M. Kohno, M. Ena-tsu, J. Funatsu et al. // J Biotechnol. 2001. - Vol. 87, №3, P. 203-210.

107. Influence of product phase separation on phospholipase A(2) hydrolysis of supported phospholipid bilayers studied by force microscopy / L. Nielsen, K. Balashev, T. Callisen et al. / Biophys J. 2002. - Vol. 83, №5. - P. 2617-2624.

108. Integration of purification with immobilization of Candida rugosa lipase for kinetic resolution of racemic ketoprofen / Y. Liu, J. Xu, H. Wu et al. // Biotechnol. 2004. - Vol. 110, №2. - P. 209-217.

109. Intensification of lipase biosynthesis as a result of electrofusion of Rhizopus cohniii protoplasts / R. Sawicka-Zukowska, D. Juszczakiewicz, A. Misiewicz et al. Appl Genet. - 2004. - Vol. 45, №1. - P. 37-48.

110. Intensification of lipase perfomance for long-term operation by immobilization on controlled pore silica in presence of polyethylene glycol / C. Soares, H. De Castro, M. Santana et al. // Appl Biochem Biotechnol. 2002. - Vol. 98, №1. -P. 863-874.

111. Isolation and partial characterization of heat stable proteinase, lipase and phospholipase from Pseudomonas fluorescens / L. Stepaniak, S. Birkeland, T. Sor-haug et al // Milchuessenschaft. 1987. - Vol 42, №2.- P. 75-79.

112. Izumi I. Purification and characterization of a thermostable lipase from newly isolated Pseudomonas sp. KWI-56 /1. Izumi, T. Nakamura, K. Fukase // Ag-ric. Biol. Chem. 1990.- Vol. 54. -P. 1253-1258.

113. Jaeger K., Dijkstra В., Reets M. Bacterial biocatalysts: molecular biology, three-dimensional structures, and biotechnologocak applications of lipases / K. Jaeger, B. Dijkstra, M. Reets // Annu Rev Microbiol. 1999. - Vol. 53. -P. 315351.

114. Jaeger K. Microbial lipases form versatile tools for biotechnology / K. Jaeger, M. Reetz // Trends Biotechnol. 1998. - Vol. 16, №9 - P. 396-403.

115. Kinetic studies of lipase from Candida rugosa: a comparative study between free and immobilized enzyme onto porous chitosan beads / E. Pereira, H. De Castro, F. De Moraes et al. // Appl Biochem Biotechnol. 2001; - Vol. 91-93. - P. 739-752.

116. Kosugi J. Continious hydrolysis of oil by immobilized lipase in a counter-current reactor / J. Kosugi, H. Tanaka, N. Tomizuka // Biotechnol Bioeng. -1990. Vol. 36, №6. - P. 617-622.

117. Kraulis P. MOLSCRIPT: a Program to Produce Both Detailed and Schematic Plot of Protein Structures / P. Kraulis / J. Appl. Ciyst. 1991. - Vol. 24. -P. 946-950.

118. Langmuir and Langmuir-Blodgett films of amphiphilic hexa-peri-hexa-benzocoronene: new phase transitions and electronic properties controlled by pressure / N. Reitzel, T. Hassenkam, K. Balashev et al. / Chemistry. 2001. - Vol. 7, № 22.-P. 4894-4901

119. Leon A. Utilization of enzyme mixtures to retard bread crumb firming / A. Leon, E. Duran, C. Benedito De Barber // J Agric Food Chem. 2002. - Vol. 58, №6.-P. 1416-1419.

120. Lysophospholipase A activity of Pseudomonas aeruginosa type III secretory toxin ExoU / M. Tamura, T .Ajayi, L. Allmond et al. // Biochem Biophys Res Commun. 2004. - Vol. 316, №2. - P. 323-331.

121. Maugard Т. Study of vitamin ester synthesis by lipase-catalysed tran-setherification in organic media / T. Maugard, J. Tudella, M. Legoy // Biotechnol Prog. -2000. Vol. 16, №3. - P. 358-362.

122. Mijmoto K. On the insolubilized enzyme activities using adsorbents jon-exchanges / K. Mijmoto, T. Fujii, J. Miura // J. Ferment. Technol. 1971. - Vol. 49. -P. 565-573.

123. Minning S. De Lipase aus Rhizopus oiyzae: Klonierung, Expression, Re-inigung und Mutagenese eines industriell relevanten Enzyms fur die Biokatalyse und die Strukturbestimmung / S. Minning // 1999

124. Morrissey J. Stagonospora avenae secretes multiple enzymes that hydrolyze oat leaf cutins / J. Morrissey, J. Wubben, A. Osbourn // Mol Plant Microbe Interact. -2000. Vol. 13, №10. - P. 1041-1052.

125. Mutants provide evidence of the importance of glycosydic chains in the activation of lipase 1 from Candida rugosa / S. Brocca, M. Persson, E. Wehtje et al. // Protein Sci. 2000. - Vol. 9, № 5. - P. 985-990.

126. Nesterenko M.V. A simple modification of Blum's silver stain method allows for 30 minute detection of proteins in polyacrylamide gels / M.V. Nesterenko, M. Tiley, S.J. Upton // J Biochem Biol. 1994. - Vol. 28. - P. 239-242.

127. Novel methods for studying lipids and lipases and their mutual interaction at interfaces. Part I. Atomic force microscopy / K. Balashev, T. Jensen, K. Kjaer et al. / Biochimie. 2001. - Vol. 83, №5. -P. 387-397.

128. Novel zink-binding center and a temperature switch in the Bacillus stearothermophilus LI lipase /S. Jeong, H. Kim, S. Chi et al. // J. Biol. Chem. -2002. Vol. 277, №28. - P. 17041-17047.

129. Optimization of a thermostable lipase from Bacillus stearothermophilus PI: overexpression, purification, and characterization / S. Sinchaikul, B.Sookkheo, S.Phutrakul et al. // Protein Expr Purif. 2001. - Vol. 22, №3. - P. 388-398.

130. Oskolkova O. Fluorescent inhibitors reveal solvent-dependent micropo-larity in the lipid binding sites of lipases / O. Oskolkova, A. Hermetter // Biochim Biophys Acta. 2002 - Vol. 1597, №1. - p. 60-66.

131. Ota Y. Lipase from Candida paralipolytica. Purification, some properties and modification of the purified enzyme with the concentrated Sodium Chloride / Y. Ota, K. Yamada, T. Nakamija // Agr. Biol. Chem. 1970. - V. 34, № 9. - P. 13681378.

132. Penecreac'h G. Activity of Pseudomonas cepacia lipase in organic media is greatly enhanced after immobilization on a polypropylene support / G. Penecreac'h, J. Baratti / Appl Microbiol Biotechnol. 1997. - Vol. 47, №6. - P. 630635.

133. Perutz M. Stereochemistry of cooperative effects in haemoglobin / M. Perutz // Nature. 1970. - Vol. 277, №19. - P. 17041-17047.

134. Pires E. Gas-phase enzymatic esterification on immobilized lipases in MCM-41 molecular sieves / E. Pires, E. Miranda, G. Valenca // Appl Biochem Biotechnol. 2002. - Vol. 98, №1.-P. 963-976.

135. Porcine pancreatic lipase. Completion of the primary structure / J. de Саго, M. Boudouard, J. Bonicel et al // Biochim Biophys Acta. 1981. - Vol 671, №2.-P. 129-138.

136. Posner I. The comparative kinetics of soluble and heparin-Sepharose-immobilized bovine lipoprotein lipase /1. Posner, C. Wang, W. McConathy // Arch Biochem Biophys. 1983. - Vol. 226, №1. - P. 306-316.

137. Purification and characterization of a Penicillium sp. lipase which discriminates against diglycerides / K. Gulomova, E. Ziomek, J. Schrag et al. 1996. -Vol. 31, №4. —P. 379-384.

138. Purification, immobilization, and stabilization of a lipase from Bacillus thermocatenulatus by interfacial adsorption on hydrophobic supports /J. Palomo, R. Segura, G. Fernandez-Lorente et al. // Biotechnol Prog. 2004. - Vol. 20, №2. - P. 630-635.

139. Raghavendra M. Phenylboronic acid a potent inhibitor of lipase from Oryza sativa / M. Raghavendra, V. Prakash // J Agric Food Chem. - 2002. - Vol. 50,№21.-P. 6031-6041.

140. Rational design of Rhizopus oryzae lipase with modified stereoselectivity toward triradylglycerols / H. Schleib, J. Pleiss, P. Stadler et al. // Protein Eng. -1998. Vol. 11, №8.-P. 675-682.

141. Redesigning the active site of Geothrichum candidum lipase / J. Schrag, T. Vernet, L. Laramee et al. // Protein Eng. 1994. - V. 8. - P. 835-842.

142. Regan D., Greenfield P. The industrial use of immobilized enzymes // Chemistry in Australia. -1978. Vol. 45, №9. -P. 317-321.

143. Roberts I. Secondary structures of rat lipolytic enzymes: circular dichroism studies and relation to hydrophobic moments /1. Roberts, P. Jacobson, J. Cornette // Biochem Biophys Res Commun. 1989. - Vol. 162, №1. -P. 95-101.

144. Schuleit M. Enzyme immobilization in silica-hardened organogels / M. Schuleit, P. Luisi // Biotechnol Bioeng. 2001. - Vol. 72, №2. - P. 249-253.

145. Schultz T. Stereoselectivity of Pseudomonas cepacia lipase toward secondary alcohols: A quantitative method / T. Schultz, J. Pleiss, R. Schmid // Protein Sci.-2000.-Vol. 9.-P. 1053-1062.

146. Self-assembly of Pseudomonas fluorescens lipase into bimolecular aggregates dramatically affects functional properties / G. Fernandez-Lorente, J. Palomo, C. Fuentes et al. // Biotechnol Bioeng. 2003. - Vol. 82, №2. - P. 232-237.

147. Semb H. The relation between glycosylation and activity of guinea pig lipoprotein lipase / H. Semb, T. Olivecrona // J Biol Chem. 1989. - Vol. 264, №7. -P. 4195-4200.

148. Semeriva M. Some properties of a lipase from Rhizopus arrhizus. Separation of a glycopeptide bond to the enzyme / M. Semeriva, G. Benzonana, D. Desnuelle // Biochim Biophys Acta. 1989. - Vol. 191, №3. - P.195-200.

149. Shuler M. Diffusive and electrostatic effects with immobilized enzymes / M. Shuler, R. Aris, H. Tsuchiya // J. Theor. Biol. 1972. - Vol. 35. - P. 67-76.

150. Significance of serum lipase in patients undergoing hemodialysis / T. Shibasaki, H. Matsuda, I. Ohno et al. // Am J Nephrol. 1996. - Vol. 16, №4. - P. 309-314.

151. Silva J. Evaluation of the catalytic activity of lipases immobilized on chrysotile for esterification / J. Silva, P. Jesus // An Acad Bras Cienc. 2003. - Vol. 75, №2.-P. 157-162.

152. Singh S. Fluorescence properties and conformation of human milk bile salt-activated lipase / S. Singh, D. Lee, C. Wang // Int J Biol Macromol. 1987. -Vol. 9,№5.-P. 294-296.

153. Structural and functional roles of highly conserved serines in human lipoprotein lipase / F. Faustinella, L. Smith, C. Semenkovich et al. // J Biol Chem. — 1991. Vol. 226, №25. - P. 9481-9485.

154. Structural basis for the intensitivity of a serine enzyme (palmitoyl-protein thioesterase) to phenylmethylsulphonylfluoride /А. Das, J. Bellizzi, S. Tan-del et al. // J Biol Chem 2000. - Vol. 275, №31.- P. 23847-23851.

155. Structure and composition of the fusion pore / B. Jena, S. Cho, A. Jeremic et al. // Biophys J. 2003. - Vol. 84, №2. - P. 1337-1343.

156. Studies on immobilized lipase in hydrophobic sol-gel / C. Soares, O. Dos Santos, H. De Castro et al. // Appl Biochem Biotechnol. 2004. - Vol. 113, №1-3. -P. 307-320.

157. Svendsen A. Lipase protein engineering / A. Svendsen // Biochim Biophys Acta. 2000. - Vol. 1543. - P. 223-238.

158. Synthesis of inactive nonsecretable high mannose-type lipoprotein lipase by cultured brown adipocytes of combined lipase-deficient mice / H. Masuno, E. Blanchette-Mackie, S. Chemick et al. // J Biol Chem. 1990. - Vol. 265, 3. - P. 1628-1638.

159. Taylor C. Controlling calcium entry / C. Taylor // Cell. 2002. - Vol. 111.-P. 767-769.

160. The alpha/beta hydrolase fold / P. Ollis, E. Cheach, M. Cygler et al. // Protein Eng. 1992. - Vol. 5, N3. - P. 197-211.

161. The cold-active lipase of Pseudomonas fragi. Heterologous expression, biochemical characterization and molecular modeling / C. Alquati, L. De Gioia, G. Santarossa et al. Eur J Biochem. - 2002. - Vol. 269, №13. - P. 3321-3328.

162. The crystal structure of Bacillus subtilis lipase: a minimal alpha/beta hydrolase fold enzyme / G. van Pouderoyen, T. Eggert, K. Jaeger et al. // J Mol Biol. -2001.- Vol. 309,№1.-P. 215-226.

163. The crystal structure of bovine bile salt activated lipase: insights into the bile salt activated mechanism / X. Wang, C. Wang, J. Tang et al. // Structure. -1997. Vol. 5, №9. - P. 1209-1218.

164. The crystal structure of s tryacylglycerol lipase from Pseudomonas cepacia reveals a highly open conformation in the absence of a bound inhibitor / K. Kim, H. Song, D. Shin et al. // Structure. 1997. - Vol. 5, №2. - P. 173-185.

165. The crystal structure of triacyclglycerol lipase from Pseudomonas glu-mae reveals a partially redundant catalytic aspartate / M. Noble, A. Cleasby, J Johnson et al. //FEBS 13020. 1993.-Vol 331, №1-2. - P.123-128.

166. The cysteine residues of recombinant human gastric lipase / S. Canaan, M. Riviere, R. Verger et al. // Biochem Biophys Res Commun. 1999. - Vol. 257, №3. - VoL 851-854.

167. The folding and activity of the extracellular lipase of Rhizopus oryzae are modulated from a prosequence / H. Beer, G. Wohlfahrt, R. Schmid // Biochem J. 1996. - Vol. 319. - P. 351-359.

168. The primaiy structure of porcine colipase II. I. The amino acid sequence / M. Charles, C. Erlanson, J. Bianchetta et al. // Biochim Biophys Acta. 1974. - Vol 359, №1.-P. 186-197.

169. Toshijuki N. Purification and some properties of lipase produced by Pseudomonas fragi / N. Toshijuki, C. Takahide //Agr and Biol Chem. 1987. - Vol. 51,№1.-P. 181-186.

170. Vasileva-Tonkova E. Hydrolytic enzymes and surfactants of bacterial isolates from lubricant-contaminated wastewater / E. Vasileva-Tonkova, D. Galabova // Z Naturforsch. 2003. - Vol. 58, №1-2. - P. 87-92.

171. Wang С. Kinetics of acylglycerol sequental hydrolysis and effect of tauricholate as fatty acid acceptor / C. Wang, J. Hartsuck, D. Downs // Biochem. — 1988. Vol. 27, №13. - P. 4834-4840.

172. Weight cycling-induced alteration in fatty acid metabolism / M. Sea, W.Fong, Y. Huang et al. // Am Physiol Regul Integr Comp Physiol. 2002. - Vol. 279, №3.-P. 1145-1155.

173. Willstatter R. Problems and methods of enzyme research. -Jthaca: Cornell University Press, 1927. 52 p.

174. Yahya A. Ester synthesis in lipase-catalyzed reactions / A. Yahya, W. Anderson, M. Moo-Young // Enzyme Microb Technol. 1998. - Vol. 23. - P. 438450.154