Механизмы регуляции катионных каналов в эукариотической клетке тема диссертации и автореферата по ВАК РФ 03.00.25, доктор биологических наук Морачевская, Елена Алексеевна

• Морачевская, Елена Алексеевна
• доктор биологических наук
• 2009

Оглавление диссертации доктор биологических наук Морачевская, Елена Алексеевна

Список сокращений

ВВЕДЕНИЕ

Глава 1. СОВРЕМЕННЫЕ ПРЕДСТАВЛЕНИЯ О СТРУКТУРНО- 12 ФУНКЦИОНАЛЬНОЙ ОРГАНИЗАЦИИ КЛЕТОЧНЫХ МЕМБРАН: КОНЦЕПЦИЯ ЛИПИДНЫХ МИКРОДОМЕНОВ

1.1. Латеральная гетерогенность липидного бислоя

1.2. Мембранный холестерин и липидные микродомены (рафты)

1.3. «Детергент-устойчивые мембраны» и концепция липидных рафтов

1.4. Возможности визуализации липидных рафтов

1.5. Роль липидных рафтов в процессах клеточной сигнализации

1.6. Взаимосвязь рафтов и актинового цитоскелета

1.7. Возможное участие холестерина и рафтов в регуляции ионных 31 каналов клеточных мембран

Глава 2. МЕХАНОЧУВСТВИТЕЛЬНЫЕ ИОННЫЕ КАНАЛЫ.

2.1. Функциональные свойства и принципы классификации

2.2. Воротные характеристики

2.3. Фармакологические свойства

2.4. Транспорт двухвалентных катионов

2.5. Потенциальные активаторы механочувствительных каналов

2.6. Роль цитоскелета в функционировании каналов

2.7. Молекулярная структура и модели активации

Глава 3. НАТРИЙ-СЕЛЕКТИВНЫЕ КАНАЛЫ:

ПОТЕНЦИАЛ-УПРАВЛЯЕМЫЕ И ПОТЕНЦИАЛ-НЕЗАВИСИМЫЕ

3.1. Транспорт натрия и актиновый цитоскелет

3.1.1. Локализация транспортных белков

3.1.2. Модуляция активности ионных каналов

Глава 4. КАТИОННЫЕ КАНАЛЫ СЕМЕЙСТВА ОЕС/ЕМаС И

МЕХАНОТРАНСДУКЦИЯ

4.1. Оценка механочувствительности каналов ЕМаС с помощью различных экспериментальных моделей.

4.2. Активация ЕМаС при стимуляции потоком жидкости

4.3. Возможные механизмы механочувствительности Е№С

4.4. Механосенсорные функции в различных тканях: 87 возможное участие каналов ОЕС/ЕМаС

Глава 5. МАТЕРИАЛЫ И МЕТОДЫ ИССЛЕДОВАНИЯ

5.1. Клетки

5.2. Регистрация ионных токов

5.3. Механическая стимуляция

5.4. Обработка данных

5.5. Растворы

5.6. Актин и актин-связывающие белки

5.7. Флуоресцентная микроскопия

5.8. Модификация липидного состава

Глава 6. РЕЗУЛЬТАТЫ ЭКСПЕРИМЕНТОВ

6.1. Потенциал-управляемые натриевые каналы 99 и роль карбоксильных групп в их активации

6.2. Потенциал-независимые натриевые каналы

6.3. Активация и инактивация потенциал-независимых 101 натриевых каналов

6.3.1. Разборка микрофиламентов вызывает активацию каналов

6.3.2. Инактивация каналов при полимеризации актина

6.4. Регуляция активности натриевых каналов при участии 108 кэпирующего белка

6.5. Активация каналов в нативных клетках при повышении 114 уровня внутриклеточного кальция

6.6. ГТФ-зависимая регуляция натриевых каналов

6.6.1. Активация каналов при действии негидролизуемого аналога ГТФ

6.6.2. Влияние G-актина на активность каналов, индуцированную GTPyS

6.6.3. Механизм ГТФ-зависимой модуляции активности каналов

6.7. Функциональные свойства натриевых каналов в клетках 122 с пониженным содержанием холестерина

6.7.1. Характеристики каналов в клетках К562 после 125 частичной экстракции холестерина

6.7.2. Активация и инактивация каналов в модифицированных клетках

6.8. Идентификация механочувствительных катионных каналов 133 плазматической мембраны

6.8.1. Механозависимая активация ионных токов

6.8.2. Проводимость и селективность механочувствительных каналов

6.8.3. Действие ингибиторов

6.9. Кальциевая проницаемость и блокирование 142 механочувствительных каналов

6.10. Проницаемость механочувствительных каналов 144 для ионов магния

6.11. Влияние осмотичности среды на активность ионных каналов

6.12. Влияние модификаторов цитоскелета на характеристики 152 механочувствительных каналов в клетках К

6.12.1. Анализ эффектов деструкторов F-актина

6.12.2. Исследование действия колхицина и нокодазола

6.13. Участие мембранного холестерина в регуляции 162 механочувствительных каналов и актинового цитоскелета

Глава 7. ОБСУЖДЕНИЕ

7.1. Роль актинового цитоскелета в регуляции 175 потенциал-независимых натриевых каналов.

7.1.1. Кэпирование микрофиламентов модулирует активность каналов

7.1.2. Реорганизация цитоскелета опосредует ГТФ-зависимую 183 регуляцию каналов

7.1.3. Функциональная связь каналов с динамикой актина 187 в условиях деструкции рафтов

7.2. Механозависимая регуляция катионных каналов 191 в клетках эукариот

7.2.1. Механочувствительные каналы и двухвалентные катионы

7.2.2. Роль цитоскелета и липидного бислоя в функционировании 199 механочувствительных каналов.

Введение диссертации (часть автореферата) на тему «Механизмы регуляции катионных каналов в эукариотической клетке»

Актуальность темы. Поступление катионов в цитоплазму из внеклеточной среды играет важную роль в поддержании водно-солевого баланса, в запуске и осуществлении процессов передачи сигнала в нативной клетке. В различных клетках, как возбудимых так и невозбудимых, быстрые изменения проницаемости и пассивного транспорта катионов связаны, в первую очередь, с активацией и инактивацией ионных каналов клеточных мембран. В исследованиях возбудимых мембран определена роль ионных каналов в генерации и распространении нервного импульса, рецепции, синаптической передаче (Hille, 2001). Значительно менее понятны ионные механизмы клеточной сигнализации в электроневозбудимых клетках. До недавнего времени усилия исследователей были, в основном, сосредоточены на поиске высокоселективных кальциевых каналов как вероятных участников кальциевого ответа (Parekh, Penner, 1997; Vig, Kinet, 2007). К настоящему моменту круг интересов значительно расширился, и в центре внимания оказались катионные каналы различной селективности. Этому во многом способствовали результаты исследования белков семейства TRP (Clapham, 2003; Nilius, et al., 2007), предположительно формирующих каналы катионного входа в клеточной мембране.

К концу 80-х годов были установлены основные свойства и принципы организации потенциал-управляемых каналов в нервных и мышечных клетках. Надо отметить, что электрофизиологические исследования ионной проницаемости возбудимых мембран с использованием метода фиксации потенциала (voltage clamp) оказали решающее влияние на формирование концептуальных схем и биофизических моделей работы каналов (Hille, 2001; Armstrong, Bezanilla, 1973; Almers, 1978; Mozhayeva et al., 1981). Не будет преувеличением сказать, что развитие новых экспериментальных методов, в первую очередь патч-кламп технологий (Hamill et al., 1981; Sakmann, Neher, 1995) и молекулярного клонирования, фактически привело к смене парадигм, стремительно расширив представления о ионных каналах клеточных мембран. Как оказалось, регулирумый перенос ионов через гидрофильные поры, формируемые интегральными мембранными белками - ионными каналами, является важнейшим свойством живых клеток, как элекгровозбудимых, так и невозбудимых. Показано, что пассивный транспорт катионов вовлечен в важнейшие регуляторные процессы в клетке, включая апоптоз и опухолевую транформацию (Kunzelmann, 2005; Nilius.et al., 2007; Prevarskaya et al., 2007).

Возрастает интерес к выяснению путей поступления натрия в цитозоль из внеклеточной среды. До недавнего времени наши знания о механизмах трансмембранного переноса натрия в электроневозбудимых клетках ограничивались результатами исследований эпителиальных натриевых каналов (ENaC) (Beños et al., 1995; Garty, Palmer, 1997) . Благодаря применению метода патч-кламп натрий-селективные каналы, не имеющие потенциал-зависимых воротных структур, идентифицированы в клетках и тканях различной специализации (Ведерникова* и др., 1999). Сформировались представления о суперсемействе потенциал-независимых катионных каналов DEG/ENaC, характеризующихся общностью функциональных характеристик и молекулярной организации (Kellenberger, Schild, 2002).

Таким образом, в основном, завершен «описательный» период в изучении многообразия катион-транспортирующих каналов в клетках эукариот. На первый план выходят проблемы регуляции каналов, их участия в реакциях живой клетки на изменения микроокружения. В этом отношении особый интерес представляют ионные каналы, связанные с механочувствительностью мембраны и (или) клетки в целом. Такие каналы, названные механочувствительными, были обнаружены не только в специализированных механорецепторных структурах, но также и в самых разных клетках и тканях (Sachs, Morris, 1998). Они были идентифицированы в мембранах бактерий, грибов, растений, позвоночных и беспозвоночных животных. Можно полагать, что механочувствительные каналы принадлежат к наиболее ранним в филогенетическом отношении клеточным сигнальным системам. Детально исследованы бактериальные каналы MscL, представляющие большие поры экстремально высокой проводимости (около 1000 пСм) (Hamill, Martinac, 2001). В клетках эукариот ионные каналы, связанные с клеточной механочувствительностью, имеют значительно более низкую проводимость и, по-видимому, совершенно иную молекулярную природу. В настоящее время это один из наименее изученных классов ионных каналов. Эта область чрезвычайно интенсивно разрабатывается, поскольку представляет интерес с точки зрения как фундаментальных проблем клеточной биологии, так и новых направлений клеточной медицины. Выяснение физиологических путей активации каналов и природы механочувствительности эукариотической клетки предполагает изучение возможного участия липидных компонентов мембраны и структур кортикального цитоскелета. с 2001г. - Морачевская.

В настоящее время одной из актуальных проблем биологии и физиологии клетки становится выяснение роли мембранных липидов в процессах клеточной сигнализации. Согласно современным представлениям о латеральной гетерогенности липидного бислоя, важное значение для связи плазматической мембраны и цитоскелета имеют богатые холестерином липидные микродомены (рафты) (Harder, Simons, 1999; Brown, London, 2000; Nebl et al, 2002; Brown, 2006; Ряд данных свидетельствует, что ассоциация с рафтами может быть решающим фактором, определяющим активность интегральных мембранных белков, в том числе ионных каналов. Сообщается, что нарушения структуры и целостности рафтов, обусловленные снижением уровня мембранного холестерина, препятствуют реализации клеточных функций, включающих перестройки актиновой сети (Edidin, 2003; Brown, 2006). Есть все основания полагать, что анализ функциональных взаимосвязей ионных каналов с липидным окружением и организацией цитоскелета будет способствовать пониманию фундаментальных основ клеточной регуляции и передачи сигнала.

Цель и задачи исследования. Цель работы состояла в выяснении механизмов регуляции катион-транспортирующих каналов в плазматической мембране эукариотической клетки. Основное внимание сосредоточено на исследовании двух крупных классов потенциал-независимых (non-voltage-gated) катионных каналов — механочувствительных и натрий-селективных.

В связи с этим поставлены следующие задачи:

1. Выявить физиологические вне- и внутриклеточные факторы, модулирующие активность каналов катионного входа в плазматической мембране электроневозбудимых клеток. Оценить возможность механозависимой регуляции каналов.

2. Исследовать механизмы активации и инактивации потенциал-независимых катионных каналов, связанные с реорганизацией структур цитоскелета.

3. Выяснить возможную роль ГТФ-связывающих белков в регуляции потенциал-независимых натриевых каналов.

4. Проанализировать особенности функционирования натриевых каналов и их связь с динамикой актина в условиях деструкции богатых холестерином мембранных микродоменов.

5. Исследовать функциональные свойства механочувствительных катионных каналов, реагирующих на локальное растяжение (stretch) клеточной мембраны.

6. С использованием адекватной экспериментальной модели определить степень участия аппарата микротрубочек и микрофиламентов в регуляции стретч-активируемых механочувствительных каналов.

7. Исследовать возможное участие мембранного холестерина и липидных микродоменов в механозависимой активации каналов и организации актинового цитоскелета.

Основные положения, выносимые на защиту.

1. Основные механизмы регуляции потенциал-независимых катионных каналов в плазматической мембране эукариотической клетки связаны с организацией и динамикой примембранного актинового цитоскелета. Существенную роль в модуляции активности каналов играют актин-связывающие копирующие белки и мембранный холестерин.

2. В различных электроневозбудимых клетках разборка кортикальной актиновой сети вызывает активацию потенциал-независимых натриевых каналов, не обладающих, однако, прямой механочувствительностью - реакцией на растяжение мембраны.

3. Функциональные характеристики механочувствительных катионных каналов в клетках эукариот зависят, в большей степени от взаимосвязей с микрофиламентами и свойств комплекса мембрана-цитоскелет, чем от физических параметров липидного бислоя.

4. Реорганизация примембранного цитоскелета с участием актин-связывающих белков — необходимое промежуточное звено, опосредующее влияние на активность каналов ряда физиологически значимых вне- и внутриклеточных факторов, таких как двухвалентные катионы, малые G-белки, мембранный холестерин и структура бислоя.

Научная новизна работы. Впервые проведено исследование внутриклеточных и мембранных путей регуляции потенциал-независимых катионных каналов — важной составляющей систем транспорта ионов и передачи сигнала в клетках эукариот. Получены приоритетные результаты, раскрывающие универсальные физиологические механизмы активации и инактивации ионных каналов в электроневозбудимых клетках, связанные с липидным окружением и организацией актинового цитоскелета.

Продемонстрирована функциональная связь потенциал-независимых натриевых каналов и механочувствительных каналов с динамикой примембранного актина. Впервые показаны изменения унитарной проводимости стретч-активируемых каналов, сопряженные с разборкой кортикальных микрофиламентов.

Впервые показано влияние малых С-белков на активность натриевых каналов. Установлены кальций-зависимые и ГТФ-зависимые механизмы регуляции каналов, опосредованные реорганизацией микрофиламентов с участием актин-связывающих белков. Обоснованы представления о важной роли кэпирующих белков цитоскелета и процессов декапирования в модуляции активности каналов.

Впервые выявлены особенности поведения каналов в зависимости от содержания холестерина, обязательного липидного компонента эукариотической клетки. Обнаружено подавление активности механочувствительных каналов в культивируемых клетках лейкемии человека при частичной экстракции мембранного холестерина и выяснен механизм эффекта. Предложены гипотезы относительно механизмов реорганизации Р-актина, вызванной нарушением целостности рафтов.

Теоретическое и практическое значение работы. Полученные в представленной работе данные имеют принципиальное значение для понимания фундаментальных основ клеточной регуляции и транспорта катионов в эукариотической клетке. Результаты работы демонстрируют многообразие взаимосвязей мембранных структур и актинового цитоскелета, открывают перспективы дальнейшего изучения этого круга проблем клеточной биологии. Проведенные исследования дают теоретическую базу и адекватную экспериментальную модель для исследования цитоскелет-зависимой регуляции различных типов ионных каналов. Полученные результаты расширяют представления о роли мембранных липидов в процессах передачи сигнала, способствуют решению проблем клеточной механочувствительности. Общебиологическая значимость результатов определяется также тем, что исследованы механозависимые ионные каналы, структуры, относящиеся к наиболее ранним в филогенетическом отношении сигнальным системам.

Итоги работы представляют несомненный интерес для современной фармакологии и практической медицины. Данные о механизмах действия различных агентов, в том числе, циклодекстринов, на функции клеток могут быть применены при разработке и тестировании фармакологических препаратов. Продемонстрировано, что снижение содержания холестерина в клетках может приводить к существенным модуляциям, возможно, нарушениям процессов клеточной регуляции и передачи сигнала. Эти результаты заслуживают особого внимания в связи с развитием терапевтических методик, направленных на коррекцию липидного профиля, в частности, уровня холестерина в плазме крови.

Полученные результаты и сформированные на их основе теоретические представления используются в курсах лекций для студентов биолого-почвенного факультета Санкт-Петербургского государственного университета и факультета медицинской физики и биоинженерии Санкт-Петербургского государственного политехнического университета.

Апробация работы. Материалы диссертации доложены и обсуждены на конференции "Мембранный транспорт и функции клетки" (Санкт-Петербург, 1994), симпозиумах "Биология клетки в культуре" (Санкт-Петербург, 1995, 1998, 2001, 2006), 40-м (Балтимор, 1996), 46-м (Сан-Франциско, 2002) и 48-м (Балтимор, 2004) Съездах Американского Биофизического общества, Международном физиологическом конгрессе (Санкт-Петербург, 1997), 2-м съезде Биохимического общества (Москва, 1997), Всероссийской конференции «Цитоскелет и клеточная регуляция» (Пущино, 2000), Всероссийском совещании «Клеточная биология на пороге XXI века» (Санкт-Петербург, 2000), Международном симпозиуме «Стволовые клетки, регенерация, клеточная терапия» (Санкт-Петербург, 2004); конференции Британского физиологического общества (Лондон, 2006), I и II Съездах Общества клеточной биологии (Санкт-Петербург, 2003, 2007), Международной конференции «Ионные каналы: структура и функции» (Санкт-Петербург, 2009), на семинарах ИНЦ РАН.

Публикации. Список основных публикаций по теме диссертации включает 37 работ, в том числе 9 тезисов и 28 статей в ведущих отечественных (11) и зарубежных (17) рецензируемых изданиях.

Объем и структура диссертации. Диссертация объемом 243 страницы включает введение, обзор литературы, описание материалов и методов исследования, результаты и обсуждение, 79 рисунков, 3 таблицы, заключение, выводы и список литературы. Личный вклад автора являлся определяющим на всех этапах работы и заключался в постановке задач исследования, участии в проведении экспериментов и обработке данных, анализе, обобщении и изложении результатов. Работа выполнена в Институте цитологии РАН при финансовой поддержке, полученной автором от Российского фонда фундаментальных исследований (проекты 99-04-49652а, 02-04-48251 а, 05-04-48209а, 08-04-00574а).

Заключение диссертации по теме «Гистология, цитология, клеточная биология», Морачевская, Елена Алексеевна

выводы

1. Активация и инактивация потенциал-зависимых натриевых (Ыэу) каналов нервной клетки управляется электрочувствительным воротным механизмом, в структуру которого входят отрицательно заряженные карбоксильные группы. В электроневозбудимых клетках активация и инактивация потенциал-независимых натриевых каналов контролируется процессами разборки-сборки примембранных микрофиламентов с участием актин-связывающих белков. Актиновые элементы цитоскелета, по-видимому, представляют важнейшую часть потенциал-независимого воротного механизма, управляющего открыванием и закрыванием каналов.

2. Активность потенциал-независимых натриевых каналов модулируется кэпирующими белками цитоскелета. Экзогенный кэпирующий белок Сар7 повышает вероятность открытого состояния каналов за счет ограничения роста актиновой нити. Эти результаты, а также данные о влиянии различных видов актина на ионные токи доказывают, что именно сборка микрофиламентов на цитоплазматической стороне мембраны приводит к инактивации каналов.

3. В регуляции потенциал-независимых натриевых каналов принимают участие малые ГТФ-азы. При этом ключевым звеном в цепи передачи сигнала «в-белок-канал» являются перестройки цитоскелета, вероятно, включающие декапирование микрофиламентов. Сопоставление эффектов негидролизуемого аналога ГТФ (СТРкв), фаллоидина и различных видов актина подтверждает, что влияние малых в-белков на активность натриевых каналов в клетке опосредовано реорганизацией примембранных микрофиламентов.

4. В клетках с пониженным содержанием холестерина натриевые каналы также активируются в ответ на разборку Р-актина. Добавление глобулярного (в) актина к цитоплазматической стороне мембраны приводит к быстрой инактивации каналов. Как в норме, так и после частичной экстракции холестерина ингибирующее действие в-актина на натриевые токи коррелировало с эффективностью сборки филаментов. Таким образом, связь натриевых каналов с динамикой актина сохраняется в условиях деструкции богатых холестерином мембранных микродоменов (рафтов).

5. Активация натриевых каналов в нативных клетках может быть индуцирована входом ионов кальция (Са2+) в цитозоль из внеклеточной среды. В то же время уровень свободного ионизированного Са2+ не влияет непосредственно на свойства данных каналов. Действие Са2+ на активность каналов в клетке, по-видимому, обусловлено фрагментацией микрофиламентов при участии гельзолина, кальций-зависимого актин-связывающего белка.

6. Натриевые каналы, активирующиеся при разборке микрофиламентов, не проявляют прямой механочувствительности. Локальное растяжение (stretch) мембраны вызывает активацию механочувствительных катионных каналов, типичных для клеток эукариот. Показана проницаемость механочувствительных каналов для внеклеточных двухвалентных катионов - кальция и магния - в физиологическом диапазоне концентраций (1-2 мМ).

7. Характеристики механочувствительных (стретч-активируемых) каналов зависят от состояния актиновой сети. Связь механочувствительных каналов с кортикальным цитоскелетом имеет сложный характер, затрагивая как ионофорные свойства, так и воротный механизм. Разборка примембранных микрофиламентов приводит к существенному снижению проводимости механочувствительных каналов и в некоторых случаях может повышать уровень их активности.

8. Частичная экстракция мембранного холестерина ингибирует механозависимую активацию каналов в клетках эритролейкемии человека К562. В клетках с пониженным содержанием холестерина наблюдается повышение порога активации и снижение вероятности открытого состояния каналов. Измерения механозависимых токов в различных условиях и комплементарные данные флуоресцентной микроскопии свидетельствуют, что подавление активности механочувствительных каналов опосредовано реорганизацией актина, инициированной, вероятно, нарушением целостности рафтов при снижении уровня мембранного холестерина.

9. Таким образом, ключевым звеном в регуляции различных типов катионных каналов в клетках эукариот являются динамические перестройки примембранного актинового цитоскелета, которые выступают в качестве универсального и необходимого посредника в реализации ассоциированных с мембраной процессов внутриклеточной передачи сигнала.

ЗАКЛЮЧЕНИЕ.

В наших исследованиях определены функциональные свойства и основные пути регуляции потенциал-независимых катионных каналов - натриевых и механочувствительных, характерных для клеток эукариот. Обнаруженные феномены и закономерности способствуют выявлению универсальных механизмов активации и инактивации ионных каналов в электроневозбудимых клетках. В значительной степени это связано с тем, что в центре внимания - структурные компоненты, обязательные для эукариотической клетки: актин, один из основных белков цитоскелета. и холестерин, один из основных мембранных липидов. Совокупность полученных данных свидетельствует о значении для функционирования каналов липидного окружения и примембранного цитскелета, в их взаимосвязи и при доминирующей роли последнего. Именно перестройки микрофиламентов, по-видимому, представляют «точку» конвергенции различных сигнальных путей, модулирующих активность каналов в клеточной мембране. Влияние холестерина и мембранных микродоменов на активацию каналов в нативных клетках может быть опосредовано реорганизацией актиновой сети.

На начальном этапе нашей работы само понятие «ионный канал» связывалось, прежде всего, с электрической возбудимостью, проведением нервного импульса, оставаясь, таким образом, предметом нейрофизиологии. Согласно исторически сложившейся классификации каналов, натриевыми, калиевыми и кальциевыми называют потенциал-управляемые (voltage-gated) каналы возбудимых мембран. Эти названия, отражающие селективность каналов, остаются общепринятыми до сих пор, будучи дополненными номенклатурой на основе установленной аминокислотной последовательности и гомологии генов. Потенциал-управляемые натриевые каналы (Nav1.1-1.9) менее вариабельны по сравнению с калиевыми или кальциевыми каналами. В наших исследованиях выявлена важная роль карбоксильных групп как компонентов подвижного воротного заряда - главного функционального элемента активационной системы натриевых каналов нервной клетки.

Как следует из наших данных и работ других авторов, в различных электроневозбудимых клетках функционируют катионные каналы, характеризующиеся натриевой селективностью и отсутствием потенциал-управляемой активации и инактивации. В отличие от известных потенциал-зависимых (voltage-gated) каналов нервных и мышечных клеток они были названы потенциал-независимыми (non-voltage-gated) натриевыми каналами. Более точен англоязычный термин, поскольку уровень мембранного потенциала может оказывать некоторое модулирующее влияние на их активность. По биофизическим характеристикам исследуемые натриевые каналы близки к эпителиальным каналам (ENaC), за исключением чувствительности к амилориду и его производным. Анализ собственных и литературных данных позволяет полагать, что потенциал-независимые натриевые каналы, идентифицированные в клетках различной специализации, относятся к одному семейству катионных каналов DEG/ENaC, включающему также белки-дегенерины. Фармакологическая чувствительность, в частности, блокирование амилоридом, по-видимому, не может рассматриваться как необходимый и достаточный аргумент, доказывающий принадлежность каналов к этому семейству. Полное описание функциональных свойств исследуемых каналов позволяет ставить вопрос об их молекулярной идентификации с применением методов избирательной инактивации генов.

Благодаря применению метода локальной фиксации потенциала (patch clamp) в сочетании с биохимическими подходами в наших исследованиях выяснены детальные механизмы взаимосвязи ионных каналов и цитоскелета. Обобщая полученные результаты, можно заключить, что актиновые структуры, ассоциированные с мембраной, играют центральную роль в регуляции катионных каналов в электроневозбудимых клетках. Активность потенциал-независимых натриевых каналов непосредственно контролируется процессами сборки-разборки примембранного цитоскелета. Роль динамики актина в активации и инактивации каналов демонстрируют и результаты опытов с использованием кэпирующего белка. Актиновые структуры, вероятно, могут рассматриваться как часть потенциал-независимого воротного (gating) механизма. Следуя традициям мембранологии, исследуемые натриевые каналы можно также назвать актин-регулируемыми или актин-управляемыми (actin-regulated или actin-gated channels).

На сегодняшний день остаются неясными вопросы, касающиеся участия микрофиламентов в функционировании эпителиальных натриевых каналов почки, несмотря на известную молекулярную структуру и усилия исследователей. Прогрессу в этом направлении могло бы способствовать применение корректных экспериментальных подходов с использованием белков цитоскелета. Весьма вероятно, что реорганизация актина играет существенную роль в регуляции ENaC малыми ГТФ-азами, в частности Rho-белками. При анализе действия фосфоинозитидов на активность ENaC также резонно было бы учитывать возможное участие актина и актин-связывающих белков.

Достаточно давно дискутируются проблемы предполагаемой механочувствительности каналов семейства ОЕО/ЕМаС. Показана механозависимая активация эпителиальных каналов почки при стимуляции клеточной поверхности протоком жидкости, что может вносить вклад в обеспечение ионного гомеостаза на уровне организма. В этой связи в современной физиологии рассматриваются возможные механизмы «негормональной» регуляции каналов и вероятное участие цитоскелета в этих процессах.

Итоги нашей работы согласуются с представлениями о латеральной гетерогенности липидного бислоя. На основании полученных нами данных можно судить о структурной и функциональной взаимосвязи ионных каналов, кортикальных микрофиламентов и липидных микродоменов в клеточной мембране. Натриевые каналы, активность которых сопряжена с динамикой актина, по-видимому, не ассоциированы с богатыми холестерином мембранными микродоменами (рафтами). Однако, как показывают наши результаты, возможное участие холестерина и рафтов в работе каналов и других сигнальных молекул может определяться не только их непосредственной ассоциацией с рафтами. Так, реорганизация актинового цитоскелета, инициированная нарушением целостности рафтов, может представлять промежуточное звено в регуляции функций ионных каналов и других мембранных белков. Данные, полученные на различных типах клеток, позволяют полагать, что перестройки микрофиламентов включают стадию декэпирования и поэтому зависят от соотношения глобулярного и фибриллярного актина. Специального внимания заслуживает тот факт, что снижение содержания холестерина в нативных клетках может существенным образом модулировать процессы клеточной регуляции, связанные с ионными каналами и динамикой цитоскелета.

Список литературы диссертационного исследования доктор биологических наук Морачевская, Елена Алексеевна, 2009 год

1. ВачуговаД. В., Морачевская Е. А. 2009. Механочувствительность катионных каналов семейства ОЕб/ЕЫаС. Цитология. 51 (10): 806-814.

2. Ведерникова* Е. А., Максимов А. В., Негуляев Ю. А. 1997. Функциональные свойства и цитоскелет-зависимая регуляция натриевых каналов в плазматической мембране лейкозных клеток. Цитология. 39 (12): 1142-1151.

3. Ведерникова Е. А., Максимов А. В., Негуляев Ю.А. 1999. Функциональнаяхарактеристика и молекулярная топология потенциал-независимых натриевых каналов. Цитология. 41 (8): 658-666.

4. Ведерникова Е. А., Негуляев, Ю. А. 1995. Новый тип натрий-селективных каналов в плазматической мембране невозбудимых клеток. Цитология. 37 (4): 364-365.

5. Ведерникова Е. А., Старущенко А. В., Негуляев Ю. А. 2001. Идентификация механо-активируемых каналов клеток лейкемии человека. Цитология. 43 (4): 326-327.

6. Ведерникова Е. А., Хайтлина С. Ю., Негуляев Ю. А. 2000. Роль актинового цитоскелета в регуляции потенциалнезависимых натриевых каналов. «Цитоскелет и клеточная регуляция». Пущино. 8.

7. Ивков В. Г., Берестовский Г. Н. 1981. Динамическая структура липидного бислоя. М. Наука: 286с.

8. Ивков В. Г., Берестовский Г. Н. 1982. Липидный бислой биологических мембран. М. Наука: 224с.

9. Казначеева Е. В., Зубов А. Н., Николаев А. В., Алексеенко В. А., Гусев К. О.,

10. Безпрозванный И. Б., Можаева Г. Н. 2002. Фосфатидилинозитол-4,5-бифосфат модулирует активность каналов рецептор-индуцированного кальциевого входа в клетках А431. Биол. мембраны. 19 (1): 5-13.

11. Карымова Е. А., Катина И. Е., Плахова В. Б., Подзорова С. А., Кулов М. А., Иванов В. К, Крылов Б. В. 2008. Сенсорные системы. 22 (3): 257-270.с 2001 г. Морачевская.

12. Крылов Б. В., Дербенев А. В., Подзорова С. А., Людыно М. И., Кузьмин А. В., Изварина Н. Л. 1999. Морфин уменьшает чувствительность к потенциалу медленных натриевых каналов. Физиол. журнал. 85 (2): 225-236.

13. Мельницкая А. В., Крутецкая 3. И., Лебедев О. Е. 2006. Структурнофункциональная организация транспорта Na+ в эпителиальных системах. I.Эпителиальные натриевые каналы. Цитология. 48 (10): 817-840.

14. Наумов А. П., Негуляев Ю. А., Ведерникова Е. А. 1987. Влияние водорастворимого карбодиимида на воротный механизм "быстрых" натриевых каналов мембраны сенсорных нейронов крысы. Нейрофизиология. 19 (1): 46-53.

15. Негуляев Ю. А., Ведерникова Е. А. 1989. Блокирование ионами водородаодиночных натриевых каналов клеток нейробластомы. Нейрофизиология. 21 (1): 101-105.

16. Негуляев Ю. А., Ведерникова Е. А., Максимов А. В. 1996. Альдостерон повышает уровень активности Na-проводящих каналов в клетках хронической миелоидной лейкемии К562. ДАН РАН. 349 (5): 701-703.

17. Негуляев Ю. А., Наумов А. П., Ведерникова Е. А. 1986. Влияние реагента

18. Вудварда К на тетродотоксин-чувствительные натриевые каналы нейронов спинальных ганглиев крысы. Нейрофизиология. 18 (6): 839-842.

19. Савохина Г. А., Негуляев Ю. А., Ведерникова Е. А. 1991. Са2+-чувствительные хлорные каналы малой проводимости клеток HeLa. Биол. мембраны. 8 (9): 953-958.

20. Старущенко А. В., Мамин А. Г., Негуляев Ю. А., Ведерникова Е. А. 2000. Активация механочувствительных ионных каналов в плазматической мембране клеток К562. Цитология. 42 (7): 669-674.

21. Старущенко А. В., Негуляев Ю. А., Морачевская Е. А. 2002. Ингибирующее и стимулирующее действие амилорида на потенциал-независимые катионные каналы в клетках К562. Цитология. 44 (7): 675-680.

22. Сударикова А. ВЧубинский-Надеждин В. И., Негуляев Ю. А., Морачевская Е. А. 2009. Функциональные свойства натриевых каналов в клетках К562 после экстракции холестерина. Цитология. 51 (8): 676-683.

23. Achard J. М., Bubien J. К., Beños D. J., Warnock D. G. 1996. Stretch modulates amiloride sensitivity and cation selectivity of sodium channels in human В lymphocytes. Am. J. Physiol. 270: 214-223.

24. Ahn Y. J., BrookerD. R., Kosari F. 1999. Cloning and functional expression of the mouse epithelial sodium channel. Am. J. Physiol. 277: 121-129.

25. Althaus M., Bogdan R., Clauss W. G., Fronius M. 2007. Mechano-sensitivity of epithelial sodium channels (ENaCs): laminar shear stress increases ion channel open probability. FASEB J. 21: 2389-2399.

26. Apodaca G. 2002. Modulation of membrane traffic by mechanical stimuli. Am. J. Physiol. 282: 179-190.

27. Aimers W. 1978. Gating currents and charge movements in excitable membranes. Rev. Physiol. Biochem. Pharmacol. 82: 96-190.

28. Armstrong C.M. 1981. Sodium channels and gating currents. Physiol. Rev. 61: 644-83.

29. Armstrong C.M., Bezanilla F. 1973. Currents related to movement of the gating particles of the sodium channels. Nature (Lond). 242: 459-61.

30. Ausiello D. A., Stow J. L., Cantiello H. F., de Almeida J. B., Benos D. J. 1992. Purified epithelial Na+ channel complex contains the pertussis toxin-sensitive G alpha i-3 protein. J. Biol. Chem. 267: 4759^765.

31. Awayda M. S., Subramanyam M. 1998. Regulation of Epithelial Na+ Channel by membrane tension. J. Gen. Physiol. 112: 97-111.

32. Baba T., Udaka K., Terada N., Ueda H., Fujii Y., Ohno S., Sato S. B. 2003. Actin-rich spherical extrusion induced in okadaic acid-treated K562 cells by crosslinking of membrane microdomains. J. Histochem. Cytochem. 51: 245-252.

33. BabiychukE. B., Monastyrskaya K., Burkhard F. C., Wray S., DraegerA. 2002.

34. Modulating signaling events in smooth muscle: cleavage of annexin 2 abolishes its binding to lipid rafts. FASEB J. 16: 1177-1184.

35. Balut C, Steels P., Radu M., Ameloot M., van Driessche W., Jans D. 2006. Membrane cholesterol extraction decreases Na+ transport in A6 renal epithelia. Am. J. Physiol. 290: 87-94.

36. Bang H., Kim Y., Kim D. 2000. TREK-2, a new member of the mechanosensitive tandem-pore K+ channel family. J. Biol. Chem. 275: 17412-17419.

37. Barkalow K., Witke W., Kwiatkowski D. J., Hartwig J. H. 1996. Coordinated regulation of platelet actin filament barbed ends by gelsolin and capping protein. J. Cell Biol. 134: 389-399.

38. Barritt G. J., Gregory R. B. 1997. An evaluation of strategies available for theidentification of GTP-binding proteins required in intracellular signalling pathways. Cell Signal. 9: 207-218.

39. Barritt G., Rychkov G. 2005. TRPs as mechanosensitive channels. Nature Cell Biol. 7: 105-107.

40. Bass R. B., Strop P., Barclay M., Rees D. 2002. Crystal structure of

41. Escherichia coli MscS, a voltage-modulated and mechanosensitive channel. Science. 298: 1582-1587.

42. Basudev H., Romano-Silva M.A., BrammarM. J., Campbell L. C. 1995. Effects of sodium on PKC translocation; relationship to neurotransmitter release. NeuroReport. 6: 809-812.

43. Bear C. £., Li C. 1991. Calcium-permeable channels in rat hepatoma cells activated by extracellular nucleotides. Am. J. Physiol. 261: 1018-1024.

44. Benos D. J., Awayda M. S., Ismailov I. I., Johnson J. P. 1995. Structure and function of amiloride-sensitive Na+ channels. J. Membr. Biol. 143: 1-18.

45. Benos D. J., Fuller C. M., Shlyonsky V. G., Berdiev B. K., Ismailov I. I. 1997. Amiloride-sensitive Na+ channels: insights and outlooks. News Physiol. Sci. 12: 55-61.

46. Ben-Tabou S., Keller E., Nussinovitch I. 1994. Mechanosensitivity of voltage-gated calcium currents in rat anterior pituitary cells. J. Physiol. 476: 29-39.

47. Berdiev B. K., Prat A. G., Cantiello H. P., Ausiello D. A., Fuller C. M., Jovov B., Benos D. J., Ismailov 1.1. 1996. Regulation of epithelial sodium channels by short actin filaments. J. Biol. Chem. 271: 17704-17710.

48. BerrierC., Coulombe A., Szabo I., Zoratti M., Ghazi A. 1992. Gadolinium ion inhibits loss of metabolites induced by osmotic shock and large stretch-activated channels in bacteria. Eur. J. Biochem. 206: 559-565.

49. Bianchi L. 2007. Mechanotransduction: touch and feel at the molecular level as modeled in Caenorhabditis elegans. Mol. Neurobiol. 36: 254-271.

50. Biagi B. A., EnyeartJ. J. 1990. Gadolinium blocks low and high threshold calcium currents in pituitary cells. Am. J. Physiol. 264: 1037-1044.

51. Bickei, P. E., SchererP. E., SchnitzerJ. E., Oh P., Lisanti M. P., Lodish H. F. 1997. Flotillin and epidermal surface antigen define a new family of caveolae-associated integral membrane proteins. J. Biol. Chem. 272: 13793-13802.

52. Blin G., Margeat £., Carvalho K., Royer C. A., Roy C., Picart C. 2008. Quantitative analysis of the binding of ezrin to large unilamellar vesicles containing phosphatidylinositol 4, 5 bisphosphate. Biophys J. 94: 1021-1033.

53. Bock J., Szabo I., GamperN., Adams C., Gulbins E. 2003. Ceramide inhibits the potassium channel Kv1.3 by the formation of membrane platforms. Biochem. Biophys. Res. Commun. 305: 890-897.

54. Borisy G. G., Svitkina T. M. 2000. Actin machinery: pushing the envelope. Curr. Opin. Cell Biol. 12: 104-112.

55. Bounoutas A., Chalfie M. 2007. Touch sensitivity in Caenorhabditis elegans. Pflugers Arch. 454: 691-702.

56. Bourque C.W., Oliet S.H.R. 1997. Osmoreceptors in the central nervous system. Annu. Rev. Physiol. 59: 601-619.

57. Bowman C. B., Ding J. P., Sachs P., Sokabe M. 1992. Mechanotransducing ion channels in astrocytes. Brain Res. 584: 272-286.

58. Brown D. A. 2006. Lipid rafts, detergent-resistant membranes, and raft targeting signals. Am. J. Physiol. 21: 430-439.

59. Brown D. A., London E. 1998. Structure and origin of ordered lipid domains in biological membranes. J. Membr. Biol. 164: 103-114.

60. Brown D. A., London E. 2000. Structure and function of sphingolipid- and cholesterol-rich membrane rafts. J. Biol. Chem. 275: 17221-17224.

61. Brown, D. A., Rose J. K. 1992. Sorting of GPI-anchored proteins to glycolipid-enriched membrane subdomains during transport to the apical cell surface. Cell. 68: 533544.

62. Brownlow S. L., Sage S. O. 2005. Transient receptor potential protein subunit assembly and membrane distribution in human platelets. Thromb. Haemost. 94: 839-845.

63. Bubien J. K., Jope R. S., Warnock D. G. 1994. G-proteins modulate amiloride-sensitive sodium channels. J. Biol. Chem. 269: 17780-17783.

64. Bubien J. K., Warnock D. G. 1993. Amiloride-sensitive sodium conductance in human B lymphoid cells. Am. J. Physiol. 265: 1175-1183.

65. BurkartA., Samii B., Con/era S., ShpetnerH. S. 2003. Regulation of the SHP-2 tyrosine phosphatase by a novel cholesterol- and cell confluence-dependent mechanism. J. Biol. Chem. 278: 360-367.

66. Burnstock G. 1999. Release of vasoactive substances from endothelial cells by shear stress and purinergic mechanosensory transduction. J. Anat. 194: 335-342.

67. Byfield F. J., Aranda-Espinoza H., Romanenko V. G., Rothblat G. H., Levitan I. 2004. Cholesterol depletion increases membrane stiffness of aortic endothelial cells. Biophys. J. 87: 3336-3343.

68. Canessa C.M., Horisberger J.D., Rossier B.C. 1993. Epithelial sodium channel related to proteins involved in neurodegeneration. Nature (Lond.). 361: 467-470.

69. Canessa C.M., Merillat A.M., Rossier B.C. 1994. Membrane topology of the epithelial sodium channel in intact cells. Am. J. Physiol. 267: 1682-1690.

70. Cantiello H. F., Prat A. G., Bonventre J. V., Cunningham C. C., Hartwig J. H., Ausiello D. A. 1993. Actin-binding protein contributes to cell volume regulatory ion channel activation in melanoma cells. J. Biol. Chem. 268: 4596-4599.

71. Carattino M. D., Sheng S., Kleyman T. R. 2003. Epithelial Na+ channels are activated by laminar shear stress. J. Biol. Chem. 279: 4120-4126.

72. Carattino M. D., Sheng S., Kleyman T. R. 2005. Mutations in the pore region modify epithelial sodium channel gating by shear stress. J. Biol. Chem. 280: 4393-4401.

73. Carnally S. M., DevH. S., Stewart A. P. 2008. Direct visualization of the trimeric structure of the ASICIa channel, using AFM imaging. Biochem. Biophys. Res. Comm. 372: 752-755.

74. Cantiello H. F., Stow J. L., Prat A. G., Ausiello D. A. 1991. Actin filaments regulate epithelial Na+ channel activity. Am. J. Physiol. 261: 882-888.

75. Chalfie M., Thomson J. N. 1982. Structural and functional diversity in the neuronal microtubules of Caenorhabditis elegans. J. Cell Biol. 93: 15-23.

76. ChangS. S., GrunderS., Hanukoglu A., Rosier A., Mathew P. M. 1996. Mutations in subunits of the Epithelial Sodium Channel cause salt wasting with hyperkalaemic acidosis, pseudohypoaldesteronism type 1. Nat. Genet. 12: 248-253.

77. Chang H. M., Reitstetter R., Mason R. P., Gruener R. 1995. Attenuation of channel kinetics and conductance by cholesterol: an interpretation using structural stress as a unifying concept. J. Membr. Biol. 143: 51-63.

78. Chang G., Spencer R. H., Lee A. T., Barclay M. T., Rees D. C. 1998. Structure of the MscL homolog from Mycobacterium tuberculosis: a gated mechanosensitive ion channel. Science. 282: 2220-2226.

79. Chapleau M. W. 1992. Cardiovascular mechanoreceptors. Adv. Comp. Environ. Physiol. 10: 138-164.

80. Chauhan V. S., Tuvia S., Buhusi M., Bennett V., Grant AO. 2000. Abnormal cardiac Na+ channel properties and QT heart rate adaptation in neonatal ankyrinB knockout mice. Circ. Res. 86: 441-447.

81. Chemin J., Patel A. J, Duprat F., Lauritzen /., Lazdunski M., Honoré E. 2005. Aphospholipid sensor controls mechanogating of the K+ channel TREK-1. EMBO J. 24: 44-53.

82. Cheng L., Wang K., Liu D., Li Y., Zhaoi Q. 2008. The functional roles of lipid rafts in T cell activation, immune diseases and HIV infection and prevention. Cell. Mol. Immunol. 5: 1-7.

83. Chichili G. R., Rodgers W. 2009. Cytoskeleton-membrane interactions in membrane raft structure. Cell. Mol. Life Sci. 66: 2319-2328.

84. Cho H., Shin J., Shin C. Y., Lee S. Y., Oh U. 2002. Mechanosensitive ion channels in cultured sensory neurons of neonatal rats. J. Neurosci. 22: 1238-1247.

85. Chong L. D, Traynor-Kaplan A., Bokoch G. M., Schwartz M. A. 1994. The small GTP-binding protein Rho regulates a phosphatidylinositol 4-phosphate 5-kinase in mammalian cells. Cell. 79: 507-513.

86. Christian A. £., Haynes M. P., Phillips M. C., Rothblat G. H. 1997. Use of cyclodextrins for manipulating cellular cholesterol content. J. Lipid Res. 38: 2264-2272.

87. Chun M., U. Liyanage K., Lisanti M. P., Lodish H. F. 1994. Signal transduction of a G protein-coupled receptor in caveolae: colocalization of endothelin and its receptor with caveolin. Proc. Natl. Acad. Sci. USA. 91: 11728-11732.

88. Clapham D.E. 2003. TRP channels as celluar sensors. Nature. 426: 517-24.

89. Cohen A, Sagron R, Somech E, Segal-Hayoun Y, Zilberberg N. 2009. Pain-associated signals, acidosis and lysophosphatidic acid modulate the neuronal K (2P) 2.1 channel. Mol. Cell Neurosci. 40: 382-389.

90. Codina J., YataniA., Grenet D., Brown A. M., Birnbaumer L. 1987. The alpha subunit of the GTP binding protein Gk opens atrial potassium channels. Science. 236: 442445.

91. Conrad R.E. 1981. Induction and collection of peritoneal exudate macrophages. In: Manual of Macrophage Methodology (Herscowitz H.B., Holden H.T., Bellanti J.A., Ghaffar A. eds.) pp 5-11, Marcel Dekker, Inc., New York.

92. Cooper J. A. 1987. Effects of cytochalasin and phalloidin on actin. J. Cell Biol. 105: 1473-1478.

93. Cooper J. A., Schafer D. A. 2000. Control of actin assembly and disassembly at filament ends. Curr. Opin. Cell Biol. 12: 97-103.

94. Cui C., Smith D. O., AdlerJ. 1995. Characterization of mechanosensitive channels in Escherichia coli cytoplasmic membrane by whole cell patch-clamp recording. J. Membr. Biol. 144: 31-42.

95. Davidson R. M. 1993. Membrane stretch activates a high-conductance K+ channel in G292 osteoblastic-like cells. J. Membr. Biol. 131: 81-92.

96. Davis M. J., DonovitzJ. A., Hood J. D. 1992. Stretch-activated single-channel and whole cell currents in vascular smooth muscle cells. Am. J. Physiol. 262: 10831088.

97. De Almeida R. F., FedorovA., Prieto M. 2003.

98. Sphingomyelin/phosphatidylcholine/cholesterol phase diagram: boundaries and composition of lipid rafts. Biophys J. 85: 2406-2416.

99. DenkerS. P., Barber D. L. 2002. Ion transport proteins anchor and regulate the cytoskeleton. Curr. Opin. Cell Biol. 14: 214-220.

100. Denker S. P, Huang D. C, Orlowski J., Furthmayr H., Barber D. L. 2000. Direct binding of the Na-H exchanger NHE1 to ERM proteins regulates the cortical cytoskeleton and cell shape independently of H+ translocation. Mol. Cell. 6: 1425-1436.

101. De WeerP. 1976. Axoplasmic free magnesium levels and magnesium extrusion from squid giant axons. J. Gen. Physiol. 68: 159-178.

102. Ding J. P., Pickard B. G. 1993. Mechanosensory calcium-sensitive cation channels in epidermal cells. Plant J. 3: 83-110.

103. Downey, G. P., Chan, C. K., Trudel, S. Grinstein, S. 1990. Actin assembly in electropermeabilized neutrophils: role of intracellular calcium. J.Cell Biol. 110: 1975-1982.

104. Driscoll M., Chalfie M. 1991. The mec-4 gene is a member of a family of C. elegans genes that can mutate to induce neuronal degeneration. Nature. 349: 588-593.

105. Drummond H.A., Gebremedhin D., Harder D.R. 2004. Degenerin/epithelial Na+ channel proteins: components of a vascular mechanosensor. Hypertension. 44: 643-648.

106. Drummond H. A., Welsch M. J., Abboud F. M. 2001. ENaC subunits are molecular components of the arterial baroreceptor complex. Ann. NY Acad. Sci. 234: 42—47.

107. Du H., Gu G., William C. M. and Chalfie M. 1996. Extracellular proteins needed for C. elegans mechanosensation. Neuron. 16: 183-194.

108. Dubreuil R. R., Wang P., Dahl S., Lee J., Goldstein L.S. 2000. Drosophila beta spectrin functions independently of alpha spectrin to polarize the Na,K ATPase in epithelial cells. J. Cell Biol. 149: 647-656.

109. Duncan R. L., Turner C. H. 1995. Mechanotransduction and the functional response of bone to mechanical strain. Calcif. Tissue. Int. 57: 344-358.

110. Eaton D.C., Hamilton K.L. 1988. The amiloride-blockable sodium channel of epithelial tissue. In: Ion channels. New York and London, Plenum Press.: 251-282.

111. Edidin M. 2003. The state of lipid rafts: from model membranes to cells. Annu. Rev. Biophys. Biomol. Struct. 32: 257-283.

112. Elliott R., Szleifer I., Schick M. 2006. Phase diagram of a ternary mixture of cholesterol and saturated and unsaturated lipids calculated from a microscopic model. Phys. Rev. Lett. 96: 98-101.

113. Elinder F., Arhem P. 1994. Effects of gadolinium on ion channels in the myelinated axon of Xenopus laevis: four sites of action. Biophys. J. 67: 71-83.

114. Emtage L., Gu G., Hartwieg E., Chalfie M. 2004. Extracellular proteins organize the mechanosensory channel complex in C. elegans touch receptor neurons. Neuron. 44: 795-807.

115. Epand R. M. 2008. Proteins and cholesterol-rich domains. Biochim. Biophys Acta. 1778: 1576-1582.

116. Erdahl W. L, Chapman C. J., Taylor R. W., Pfeiffer D. R. 1994. Ca2+ transport properties of ionophores A23187, ionomycin, and 4-BrA23187 in a well defined model system. Biophys.J. 66: 1678-1693.

117. ErlerG. 1983. Reduction of mechanical sensitivity in an insect mechanoreceptor correlated with destruction of its tubular body. Cell Tissue Res. 234: 451-461.

118. Ermakov Y. A., Averbakh A. Z., Yusipovich A. I., Sukharev S. 2001. Dipole potentials indicate restructuring of the membrane interface induced by gadolinium and beryllium ions. Biophys. J. 80: 1851-1862.

119. FerayJ. C., Garay R. 1986. A Na+-stimulated Mg2+-transport system in human red blood cells. Biochim. Biophys. Acta. 856: 76-84.

120. Filipovic D., Sackin H. 1991. A calcium-permeable stretch-activated cation channel in renal proximal tubule. Am. J. Physiol. 260: 119-129.

121. FinkM., Lesage F., Duprat F., Heurteaux C., Reyes R., Fosset M., Lazdunski M. 2008. A neuronal two P domain K+ channel stimulated by arachidonic acid and polyunsaturated fatty acids. EMBO J. 17: 3297-3308.

122. Flatman P. W. 1991. Mechanisms of magnesium transport. Annu. Rev. Physiol. 53: 259-271.

123. FögerN., Marhaba R., Zöller M. 2001. Involvement of CD44 in cytoskeleton rearrangement and raft reorganization in T cells. J Cell Sei. 114: 1169-1178.

124. Folkesson H. G. 2008. Variations in ENaC subunit composition may determine amiloride sensivity and ^-adrenergic stimulation of lung fluid absorption. Am. J. Physiol. 294: 399-400.

125. Foster L. J., De Hoog С. L., Mann M. 2003. Unbiased quantitative proteomics of lipid rafts reveals high specificity for signaling factors. Proc. Natl. Acad. Sei. USA. 100: 5813-5818.

126. Foster L. J. 2008. Lessons learned from lipid raft proteomics. Expert Rev. Proteomics. 5: 541-543.

127. Franko A. Jr., Lansman J. B. 1990. Stretch-sensitive channels in developing muscle cells from a mouse cell line. J. Physiol. 427: 361-380.

128. Franko-Obregon A. Jr., Lansman J. B. 2002. Changes in mechanosensitive channel gating following mechanical stimulation in skeletal muscle myotubes from the mdx mouse. J. Physiol. 539: 391^07.

129. Fronius M., Clauss W. G. 2008. Mechano-sensitivity of ENaC: may the (shear) force be with you. Eur. J. Physiol. 455: 775-785.

130. Fujimoto Т., Miyawaki A., Mikoshiba K. 1995. Inositol 1,4,5-trisphosphate receptor-like protein in plasmalemmal caveolae is linked to actin filaments. J. Cell Sei. 108: 7-15.

131. Gannier F., White E., Lacampagne A., Gamier D., Le GuennecJ. Y. 1994. Streptomycin reverses a large stretch induced increases in Ca2+.i in isolated guinea pig ventricular myocytes. Cardiovasc. Res. 28: 1193-1198.

132. Garty H. 1994. Molecular properties of epithelial amiloride-blockable Na+ channels. FASE В J. 8: 522-528.

133. Garty H., Palmer L.G. 1997. Epithelial sodium channel: functions, structure, regulation. Physiol. Rev. 77: 359-396.

134. Giebisch G. 1998. Renal potassium transport: mechanisms and regulation. Am. J. Physiol. 274: 817-833.

135. Gilman A. G. 1987. G proteins: transducers of receptor-generated signals. Annu. Rev. Biochem. 56: 615-649.

136. Goddette D. W., Frieden C. 1987. The kinetics of cytochalasin D binding to monomeric actin. J. Biol. Chem. 261: 15970-15973.

137. Gorodinsky A., Harris D. A. 1995. Glycolipid-anchored proteins in neuroblastoma cells form detergent-resistant complexes without caveolin. J. Cell Biol. 129: 619-627.

138. Gottlieb P., Folgering J., Maroto R., Raso A., Wood T. G., Kurosky A., Bowman C., BichetD., Pate! A., Sachs F., Martinac B., Hamill O. P., Honoré E. 2008. Revisiting TRPC1 and TRPC6 mechanosensitivity. Pflugers Arch. 455: 1097-1103.

139. Guharay F., Sachs F. 1984. Stretch-activated single ion channel currents in tissue cultured embryonic chick skeletal muscle. J. Physiol. 352: 685-701.

140. Gunther T., Vormann J. 1992. Activation of Na+/Mg2+ antiport in thymocytes by cAMP. FEBS Lett. 297: 132-134.

141. Hackney C.M., Furness D.M. 1995. Mechanotransduction in vertebrate hair cells: structure and function of the stereociliary bundle. Am. J. Physiol. 268 : 1-13.

142. Hamill O. P. 2006. Twenty odd years of stretch-sensitive channels. Pflugers Arch. 453: 333-351.

143. Hamill O. P, Martinac B. 2001. Molecular basis of mechanotransduction in living cells. Physiol. Rev. 81: 685-740.

144. Hamill O. P., Marty A., NeherE., Sakmann B., Sigworth F. J. 1981. Improved patch-clamp techniques for high-resolution current recording from cells and cell-free membrane patches. Pflugers Arch. 391: 85-100.

145. Hamill O. P., McBride Jr. D. W. 1992. Rapid adaptation of the MG channel in Xenopus oocytes. Proc. Natl. Acad. Sci. USA. 89: 7462-7466.

146. Hamill O. P., McBride Jr. D. W. 1994a. The cloning of a mechano-gated membrane ion channel. Trends Neurosci. 17: 439-443.

147. Hamill O. P., McBride Jr., D. W. 1994b. Molecular mechanisms of mechano-receptor adaptation. News Physiol. Sci. 9: 53-59.

148. Hamill O. P., McBride Jr. D. W. 1996. The pharmacology of mechanogated membrane ion channels. Pharmacol. Rev. 48: 231-252.

149. Hanwell D., Ishikawa T., Saleki R., Rotin D. 2002. Trafficking and cell surface stability of the epithelial Na+ channel expressed in epithelial Madin-Darby canine kidney cells. J. Biol. Chem. 277: 9772-9779.

150. Harder T., KellnerR., Parton R. G., Gruenberg J. 1997. Specific release of membrane-bound annexin II and cortical cytoskeletal elements by sequestration of membrane cholesterol. Mol. Biol. Cell. 8: 533-545.

151. Harder T., Simons K. 1999. Clusters of glycolipid and glycosylphosphatidylinositol-anchored proteins in lymphoid cells: accumulation of actin regulated by local tyrosine phosphorylation. Eur. J. Immunol. 29: 556-562.

152. Hartwig J., Chambers K. A Stossel, T. 1989. Association of gelsolin with actin filaments and cell membranes of macrophages and plateles. J.Cell Biol 108: 467^479.

153. Haws C. M., WinegarB. D., Lansman J. B. 1996. Block of single L-type Ca2+ channels in skeletal muscle fibers by aminoglycoside antibiotics. J. Gen. Physiol. 107: 421432.

154. Heiska L., Alfthan K., Gronholm M., Vilja P., VaheriA., Carpen O. 1998. Association of ezrin with intercellular adhesion molecule-1 and -2 (ICAM-1 and ICAM-2). Regulation by phosphatidylinositol4, 5-bisphosphate. J. Biol. Chem. 273: 2189321900.

155. Hibino H., Kurachi Y. 2007. Distinct detergent-resistant membrane microdomains (lipid rafts) respectively harvest K+ and water transport systems in brain astroglia. Eur. J. Neurosci. 26: 2539-2555.

156. Hille B. 2001. Ionic channels of excitable membranes. Sinauer Associates, Inc. Sunderland, MA, USA. 814p.

157. Hill W. G., An B., Johnson J. P. 2002. Endogenously expressed epithelial sodium channel is present in lipid rafts in A6 cells. J. Biol. Chem. 277: 33541-33544.

158. Hinssen H., Small J. V., Sobieszek A. 1984. A Ca2+-dependent actin modulator from vertebrate smooth muscle. FEBS Lett. 166: 90-95.

159. Hisada T., Singer J. J., Walsh J. V. 1993a. Aluminofluoride activates hyperpolarization-and stretch-activated cationic channels in single smooth muscle cells. Pflugers Arch. 422: 397^400.

160. Hisada T., Walsh J.V., Singer J.J. 1993b. Stretch-inactivated cationic channels in single smooth muscle cells. Pflugers Arch. 422: 393-396.

161. HmielS. P., Snavely M. D., FlorerJ. B., Maguire M. E., Miller C. G. 1989. Magnesium transport in Salmonella typhimurium: genetic characterization and cloning of three magnesium transport loci. J. Bacteriol. 171: 4742^4751.

162. Hodgkin A. L, Katz B. 1949. The effect of sodium ions on the electrical activity of the giant axons of the squid. J. Physiol. 108: 37-77.

163. Hodgkin A. L, Huxley A. F. 1952a. Currents carried by sodium and potassium ions through the membrane of the giant axon of Loligo. J. Physiol. 116: 449-472.

164. Hodgkin A. L., Huxley A. F. 1952b. A quantitative description of membrane current and its application to conduction and excitation in nerve J. Physiol. 117: 500-544.

165. Holmgren J., Lonnroth I., Mansson J-E., Svennerholm L. 1975. Interaction of cholera toxin and membrane GM1 ganglioside of small intestine. Proc. Nat. Acad. Sci. USA . 72:2520-2524.

166. Honoré E., Maingret F., Lazdunski M., Patel A. J. 2002. An intracellular proton sensor commands lipid-and mechano-gating of the K+ channel TREK-1. EMBO J. 21: 2968-2976.

167. Hope H. R., Pike L. J. 1996. Phosphoinositides and phosphoinositide-utilizing enzymes in detergent-insoluble lipid domains. Mol. Biol. Cell. 7: 843-851.

168. HorberJ. K., MosbacherJ., Haberle W., Ruppersberg J. P., Sakmann B. 1995. A look at membrane patches with a scanning force microscope. Biophys J. 68: 1687-1693.

169. Howard J., Roberts W. M., Hudspeth A. J. 1988. Mechanoelectrical transduction by hair cells. Annu. Rev. Biophys. Chem. 17 : 99-124.

170. HoyerJ., DistlerA., Haase W., Gogelein H. 1994. Ca2+ influx through stretch-activated cation channels activates maxi K+ channels in porcine endocardial endothelium. Proc. Natl. Acad. Sci. USA. 91: 2367-2371.

171. HoyerJ., KohlerR., Haase W., DistlerA. 1996. Up-regulation of pressure-activated Ca2+-permeable cation channel in intact vascular endothelium of hypertensive rats. Proc. Natl. Acad. Sci. USA. 93: 11253-11258.

172. Huang M., Chalfie M. 1994. Gene interactions affecting mechanosensory transduction in C. elegans. Nature. 311: 538-544.

173. Huang J., Feigenson G. W.1999. A microscopic interaction model of maximum solubility of cholesterol in lipid bilayers. Biophys. J. 76: 2142-2157.

174. Hug T., Koslowsky T., Ecke D., GregerR., Kunzelmann K. 1995. Actin-dependent activation of ion conductances in bronchial epithelial cells. Pflugers Arch. 429: 682690.

175. HugheyR. P., Bruns J. B., Kinlough C. L, Harkleroad K. L., Tong Q., Carattino M. D., Johnson J. P., Stockand J. D., Kleyman T. R. 2004. ENaCs are activated by furin-dependent proteolysis. J. Biol. Chem. 279: 48491-48494.

176. Janmey P. A. 1994. Phosphoinositides and calcium as regulators of cellular actin assembly and disassembly. Annu. Rev. Physiol. 56: 169-191.

177. Janmey P. A. 1998. The cytoskeleton and cell signaling: component localization and mechanical coupling. Physiol. Rev. 78: 763-781.

178. Jackson S. L., Heath I. B. 1993. Roles of calcium ions in hyphal tip growth. Microbiol. Rev. 57: 367-382.

179. Ji H. L., Fuller C. M., Benos D. J. 1998. Osmotic pressure regulates alpha beta gamma-rENaC expressed in Xenopus oocytes. Am. J. Physiol. 275: 1182-1190.

180. Jorgensen F. O. 1985. Effects of amiloride on the mechanosensitivity of lateral line organs of Necturus maculosus and Xenopus laevis. Acta Physiol. Scand. 124: 249.

181. Jorgensen F. O., Ohmori H. 1988. Amiloride blocks the mechano-electrical transduction channel of hair cells of the chick. J. Physiol. 403: 577-588.

182. JovovB., ToussonA., Ji H. L., Keeton D., Shlyonsky V., Ripoll P. J., Fuller C. M., Benos D. J. 1999. Regulation of epithelial Na+ channels by actin in planar lipid bilayers and in the Xenopus oocyte expression system. J. Biol. Chem. 274: 37845-37854.

183. Kamkin A., I. Kiseleva I., G. Isenberg G. 2003. Ion selectivity of stretch-activated cation currents in mouse ventricular myocytes, Pflugers Arch. 446: 220-231.

184. Kang D., Choe C., Kim D. 2005. Thermosensitivity of the two-pore domain K+ channels TREK-2 and TRAAK. J. Physiol. 564: 103-116.

185. Karnovsky M. J., Kleinfeld A. M., Hoover R. L, Klausner R. D. 1982. The concept of lipid domains in membranes. J. Cell Biol. 94: 1-6.

186. Kashlan O. B., Sheng S., Kleyman T. R. 2005. On the Interaction between Amiloride and Its Putative alpha-Subunit Epithelial Na-Channel Binding Site. J. Biol. Chem., 28:26206-26215.

187. Katagiri Y. U., Kiyokawa N., Fujimoto J. 2001. A role for lipid rafts in immune cell signaling. Microbiol. Immunol. 45: 1-8.

188. Katanaev V. L, Wymann M. P. 1998. GTPgammaS-induced actin polymerisation in vitro: ATP- and phosphoinositide-independent signalling via Rho-family proteins and a plasma membrane-associated guanine nucleotide exchange factor. J. Cell Sci. 111: 1583-1594.

189. Kaufmann S., Kas J., Goldmann W. H., Sackmann E., Isenberg G. 1992. Talin anchors and nucleates actin filaments at lipid membranes. A direct demonstration. FEBS Lett. 314:203-205.

190. Kellenberger S., Schild L. 2002. Epithelial Sodium Channel/Degenerin family of ion channels: a variety of functions for a shared structure. Physiol. Rev. 82: 735-767.

191. Kennard L. E., Chumbley J. R., Ranatunga K. M., Armstrong S. J., Veale E. L., Mathie A. 2005. Inhibition of the human two-pore domain potassium channel, TREK-1, by fluoxetine and its metabolite norfluoxetine. Br. J. Pharmacol. 144: 821-829.

192. Keynes R. D. 1951. The ionic movements during nervous activity. J. Physiol. (Lond.) 114: 119-150.

193. Khaitlina S. Yu, Collins J. H., Kuznetsova I. M., Pershina V. P., Synakevich I. G., Turoverov K. K., Usmanova A. M. 1991. Physico-chemical properties of actin cleaved with bacterial protease from E. coli A2 strain. FEBS Lett. 279: 49-51.

194. Kim D. 1992. A mechanosensitive K+ channel in heart cells: activation by arachidonic acid. J. Gen. Physiol. 100: 1021-1040.

195. Kim D., Sladek C. D., Aguado-Velasco C., Mathiasen J. R. 1995. Arachidonic acid activation of a new family of K+ channels in cultured rat neuronal cells. J. Physiol. 484: 643-660.

196. Kimitsuki T., Ohmori H. 1993. Dihydrostreptomycin modifies adaptation and blocks the mechano-electric transducer in chick cochlear hair cells. Brain Res. 624: 143-150.

197. Kirk K., Ellory J.C., Young J. D. 1992. Transport of organic substrates via a volume-activated channel. J. Biol. Chem. 267: 23475-23478.

198. KirberM. T., OrdwayR. W., Clapp L. H., Walsh Jr., J. V., Singe J. J. 1992. Both membrane stretch and fatty acids directly activate large conductance Ca2+ -activated K+ channels in vascular smooth muscle cells. FEBS Lett. 297: 24-28.

199. KirberM. T., Walsh J. V. Jr., Singer J. J. 1988. Stretch-activated ion channels in smooth muscle: a mechanism for the initiation of stretch-induced contraction. Pflugers Arch. 412: 339-345.

200. KizerN., GuoX-L., Hruska K. 1997. Reconstitution of stretch-activated cation channels by expression of the a-subunit of the epithelial sodium channel cloned from osteoblasts. Proc. Natl. Acad. Sci. USA. 94: 1013-1018.

201. Klein M., SeegerP., Schuricht B., AlperS. L., Schwab A. 2000. Polarization of Na+/H+ and CI7HC03" exchangers in migrating renal epithelial cells. J. Gen. Physiol. 115: 599-608.

202. Korlach J., Schwille P., Webb W. W., Feigenson G. W. 1999. Characterization of lipid bilayer phases by confocal microscopy and fluorescence correlation spectroscopy. Proc. Natl. Acad. Sci. USA. 96: 8461-8466.

203. Kumada N., Terui N., Kuwaki T. 1990. Arterial baroreceptor reflex: its central and peripheral neural mechanisms. Progr. Neurobiol. 35: 331-361.

204. Kung C. 2005. A possible unifying principle for mechanosensation. Nature. 436: 647654.

205. Kunzelmann K. 2005. Ion channels and cancer. J. Membr. Biol. 205: 159-73.

206. Ma H. P., Li L., Zhou Z. H, Eaton D. C., Warnock D. G. 2002. ATP masks stretch activation of epithelial sodium channels in A6 distal nephron cells. Am. J. Physiol. 282: 501-505.

207. Maingret F., Fosset M., Lesage F., Lazdunski M., Honore E. 1999. TRAAK is amammalian neuronal mechano-gated K+ channel. J. Biol. Chem. 274: 1381-1387.

208. Maingret P., Honore E., Lazdunski M., Patel A. J. 2002. Molecular basis of the voltage-dependent gating of TREK-1, a mechano-sensitive K+ channel. Biochim. Biophys. Res. Comm. 292: 339-346.

209. Malhotra J. D., Kazen-Gillespie K., Hortsch M., Isom L. L. 2000. Sodium channel beta subunits mediate homophilic cell adhesion and recruit ankyrin to points of cell-cell contact. J. Biol. Chem. 275: 11383-11388.

210. MannechezA., Reungpatthanaphong P., de Certaines J. D., Leray G., Le Moyec L. 2005. Proton NMR visible mobile lipid signals in sensitive and multidrug-resistant K562 cells are modulated by rafts. Cancer Cell Int. 5: 2.

211. Marchenko S. M., Sage S. O. 1997. A novel mechanosensitive cationic channel from the endothelium of rat aorta. J. Physiol. 498: 419^425.

212. Markin V. S., Martinac B. 1991. Mechanosensitive ion channels as reporters of bilayer expansion: a theoretical model. Biophys. J. 60: 1120-1127.

213. Maroto R., RasoA., Wood T. G., Kurosky A., Martinac B., Hamill O. P. 2005. TRPC1 forms the stretch-activated cation channel in vertebrate cells. Nat. Cell Biol. 7: 179185.

214. Martens J. R., Navarro-Polanco R., Coppock E. A., Nishiyama A., ParshleyL., Grobaski T. D., Tamkun M. M. 2000. Differential targeting of Shaker-like potassium channels to lipid rafts. J. Biol. Chem. 275: 7443-7446.

215. Martel V., Racaud-Sultan C., Dupe S., Marie C., Paulhe F., Galmiche A., Block M. R., Albiges-Rizo C. 2001. Conformation, localization, and integrin binding of talin depend on its interaction with phosphoinositides. J. Biol. Chem. 276: 2121721227.

216. Martens J. R., Navarro-Polanco R., Coppock E. A., Nishiyama A., Parshiey L., Grobaski T. D., Tamkun M. M. 2000. Differential targeting of Shaker-like potassium channels to lipid rafts. J. Biol. Chem. 275: 7443-7446.

217. Martens J. R., Sakamoto N., Sullivan S. A., Grobaski T. D„ Tamkun M. M. 2001. Isoform-specific localization of voltage-gated K+ channels to distinct lipid raft populations. Targeting of Kv15 to caveolae. J. Biol. Chem. 276: 8409-8414.

218. Martinac B. 2001. Mechanosensitive channels in prokaryotes. Cell Physiol. Biochem. 11: 61-76.

219. Martinac B. 2004. Mechanosensitive ion channels: molecules of mechanotransduction. J. Cell Sci. 117:2449-2460.

220. Martinac В., AdlerJ., Kung C. 1990. Mechanosensitive ion channels of E. coli activated by amphipaths. Nature. 348: 261-263.

221. Martinac В., Buechner M., DelcourA. H., AdlerJ., Kung C. 1987. Pressure-sensitive ion channel in Escherichia coli. Proc. Natl. Acad. Sci. USA. 84: 2297-2301.

222. Matveyev V.V., Usmanova A.M., Morozova A.V., Collins J.H., Khaitlina S.Y. 1996. Purification and characterization of the proteinase ECP 32 from Escherichia coli A2 strain. Biochim. Biophys. Acta. 1296: 55-62.

223. Maun N.A., SpeicherD. W., DiNubile M. J., Southwick F. S. 1996. Purification and properties of a Ca2+-independent barbed-end actin filament capping protein, CapZ, from human polymorphonuclear leukocytes. Biochemistry. 35: 3518-3524.

224. Maximov A. V., Vedernikova E. A., Hinssen H., Khaitlina S. Y. Negulyaev Yu. A. 1997a. Ca-dependent regulation of Na+- selective channels via actin cytoskeleton modification in leukemia cells. FEBS Letters. 412: 94-96.

225. Maximov A. V., Vedernikova E. A., Negulyaev Yu. A. 1997b. F-Actin network regulates the activity of Na+-selective channels in human myeloid leukemia cells. The role of plasma gelsolin and intracellular calcium. Biophys. J. 72: 266a.

226. McBride Jr. D. W., Hamill 0. P. 1992. Pressure clamp: a method for rapid step perturbation of mechanosensitive channels. Pflijgers Arch. 421: 606-612.

227. McDonald P. J., Price M. P., Snyder P. M., Welsh M. J. 1995. Cloning and expression of the beta- and gamma-subunits of the human epithelial sodium channel. Am. J. Physiol. 268: 1157-1163.

228. Middlebrook J. L., Dorland R. B. 1984. Bacterial Toxins: Cellular Mechanisms of Action Microbiol. Rev, 48: 199-221.

229. Millet В., Pickard B.G. 1988. Gadolinium ion is the inhibitor suitable for testing the putative role of stretch-activated ion channels in geotropism and thigmotropism. Biophys. J. 53:155a

230. Mineo, C., James G. L., Smart E. J., Anderson R. G. W. 1996. Localization of epidermal growth factor-stimulated Ras/Raf-1 interaction to caveolae membrane. J. Biol. Chem. 271: 11930-11935.

231. Morachevskaya E. A., Shumilina E. V., Negulyaev Y. A., Khaitlina S. Y. 2004.

232. Rearrangement of submembranous actin filaments mediates G-protein-dependent regulation of Na channels in human leukaemia cells. Biophys. J. 86: 231a.

233. Morachevskaya E. A., Sudarikova A. V., Negulyaev Y. A. 2007. Mechanosensitive channel activity and F-actin organization in cholesterol-depleted human leukaemia cells. Cell Biol. Int. 31: 374-381.

234. Morimoto T., Liu W., Woda C., Carattino M.D., Wei Y„ Hughey R. P., Apodaca G., Satlin L. M., Kleyman T. R. 2006. Mechanism underlying flow stimulation of sodium absorbtion in mammalian collecting duct. Am. J. Physiol. 291: 663-669.

235. Morris C. E. 1990. Mechanosensitive ion channels. J. Membr. Biol. 113: 93-107.

236. Morris C. E., Horn R. 1991. Failure to elicit neuronal macroscopic mechanosensitive currents anticipated by single channel studies. Science. 251: 1246-1249.

237. Morris C. E., Sigurdson W. J. 1989. Stretch-inactivated ion channels coexist with stretch-activated ion channels. Science. 243: 807-809.

238. Mozhayeva G. N., NaumovA. P. 1983. The permeability of sodium channels to hydrogen ions in nerve fibres. Pfliigers Arch. 396:163-173.

239. Mozhayeva G. N., NaumovA. P., Negulyaev Y. A. 1981. Evidence for existence of two acid groups controlling the conductance of sodium channel. Biochim. Biophys. Acta. 643: 251-255.

240. Munro S. 2003. Lipid rafts: elusive or illusive? Cell. 115: 377-388.

241. Murata, M., Peranen J., Schreiner R., Wieland F., Kurzchalia T. V., Simons K. 1995. VIP21/caveolin is a cholesterol-binding protein. Proc. Natl. Acad. Sci. USA. 92: 10339-10343.

242. Murphy E., Freudenrich C. C., Lieberman M. 1991. Cellular magnesium and Na/Mg exchange in heart cells. Annu. Rev. Physiol. 53: 273-287.

243. Muto S. 2001. Potassium transport in mammalian collecting duct. Physiol. Rev. 81: 85116.

244. Nakamura T.Y., Iwata Y., Sampaolesi M., Hanada H., Saito N., Artman M., Coetzee W.A., Shigekawa M. 2001. Stretch-activated cation channels in skeletal muscle myotubesfrom sarcoglycan-deficient hamsters. Am. J. Physiol. 281: 690-699.

245. Nebl T., Pestonjamasp K. N., Leszyk J. D., Crowley J. L., Oh S. W., Luna E. J. 2002. Proteomic analysis of a detergent-resistant membrane skeleton from neutrophil plasma membranes. J. Biol. Chem. 277: 43399-43409.

246. Needham D., Nunn R.S. 1990. Elastic deformation and failure of lipid bilayer membranes containing cholesterol. Biophys. J. 58: 997-1009.

247. Negulyaev Y. A., Khaitlina S. Y., Hinssen H., Shumilina E. V., Vedernikova E. A. 2000.

248. Sodium channel activity in leukemia cells is directly controlled by actin polymerization. J. Biol. Chem. 275: 40933-40937.

249. Negulyaev Yu. A., MaximovA. V., Vedernikova E. A., Katina I. E. 1997. Voltage-insensitive Na channels of different selectivity in human leukemic cells. Gen. Physiol. Biophys. 16: 163-173.

250. Negulyaev Yu. A., Vedernikova E. A. 1985. Effect of pH on fast sodium channels in neurons of the rat dorsal root ganglion. Gen. Physiol. Biophys. 4: 359-365.

251. Negulyaev Yu. A., Vedernikova E. A. 1994. Sodium-selective channels in membranes of rat macrophages. J. Membr. Biol. 138: 37-45.

252. Negulyaev Yu. A., Vedernikova E. A., Kinev A. V. Voronin A. P. 1996a. Exogenous heat shock protein hsp70 activates potassium channels in U937 cells. Biochim. Biophys. Acta. 1282: 156-162.

253. Negulyaev Yu. A., Vedernikova E. A., MaximovA. V. 1996b. Disruption of actin filaments increases the activity of Na-conducting channels in human myeloid leukemia cells. Mol. Biol. Cell. 7: 1857-1864.

254. Negulyaev Y. A., Vedernikova E. A., Mozhayeva G. N. 1994. Several types of sodium-conducting channels in human carcinoma A-431 cells. Biochim. Biophys. Acta. 1194: 171-175.

255. Negulyaev Yu. A., Vedernikova E. A. Savokhina G. A. 1990. Aconitine-induced modification of single sodium channels in neuroblasoma cell membrane. Gen. Physiol. Biophys. 9: 167-176.

256. Negulyaev Yu. A., Savokhina G. A., Vedernikova E. A. 1993. Calcium-permeable channels in HeLa cells. Gen. Physiol. Biophys. 12: 19-25.

257. Nilius B., Droogmans G. 1995. Ion channels of endothelial cells. In: Sperelakis N. (Ed). Physiology and pathophysiology of the heart. Kluwer Acad. Publishers. 961-973.

258. Nilius B., Eggermont J., Voets T., Buyse G., Manolopoulos V., Droogmans G. 1997. Properties of volume-regulated anion channels in mammalian cells. Progr. Biophys. Mol. Biol. 68: 69-119.

259. Nilius B., Owsianik G., Voets T., Peters J. A. 2007. Transient receptor cation channels in disease. Physiol. Rev. 87: 165-217.

260. Niisato N., Marunaka Y. 2001. Blocking action of cytochalasin D on protein kinase A stimulation of a stretch-activated cation channel in renal epithelial A6 cells. Biochem. Pharmacol. 61: 761-765.

261. O'Brodovich H., Yang P., Gandhi S., Otulakowski G. 2008. Amiloride-insensitive Na+ and fluid absorption in the mammal distal lung. Am. J. Physiol. 294: 401-408.

262. Ohara A., Matsunaga H., Eaton D. C. 1993. G protein activation inhibits amiloride-blockable highly selective sodium channels in A6 cells. Am. J. Physiol. 264: 352360.

263. Ohmori H. 1985. Mechano-electrical transduction currents in isolated vestibular hair cells of the chick. J. Physiol. 359: 189-217.

264. OhtaniE., trie T., Uekama K., Fukunaga K. Pitha J. 1989. Differential effects of alpha-, beta- and gamma -cyclodextrins on human erythrocytes. Eur. J. Biochem. 186: 1722.

265. Oike M., Schwarz G., SehrerJ., Jost M., Gerke V., Weber K., Droogmans G., Nilius B. 1994. Cytoskeletal modulation of the response to mechanical stimulation in human vascular endothelial cells. Pfliigers Arch. 428: 569-576.

266. Okada Y. 1997. Volume expansion-sensing outward-rectifier CI2 channel: fresh start to the molecular identity and volume sensor. Am. J. Physiol. 273: 755-789.

267. Oliet S. H., Bourque C. W. 1993. Mechanosensitive channels transduce osmosensitivity in supraoptic neurons. Nature. 364: 341-343.

268. Oliferenko S., Paiha K., Harder T., Gerke V., Schworzler C., Schwarz H. 1999. Analysis of CD44-containing lipid rafts: Recruitment of annexin II and stabilization by the actin cytoskeleton. J. Cell Biol. 146: 843-854.

269. Oude WeerninkP. A., Schulte P., Guo Y., Wetzel J., Amano M., Kaibuchi K., Haverland S., Voss M., Schmidt M., Mayr G. W., Jakobs K. H. 2000. Stimulation of phosphatidylinositol-4-phosphate 5-kinase by Rho-kinase. J. Biol. Chem. 275: 10168-10174.

270. Palmer L. G. 1992. Epithelial Na channels: function and diversity. Annu. Rev. Physiol. 54: 51-66.

271. Palmer L. G., Frindt G. 1996. Gating of Na channels in the rat cortical collecting tubule: effects of voltage and membrane stretch. J. Gen. Physiol. 107: 35-45.

272. Paoletti P., AscherP. 1994. Mechanosensitivity of NMDA receptors in cultured mouse central neurons. Neuron. 13: 645-655.

273. Parekh A. B. 1996. Nonhydrolyzable analogues of GTP activate a new Na+ current in a rat mast cell line. J. Biol. Chem. 271: 23161-23168.

274. Parekh A. B. PennerR. 1997. Store depletion and calcium influx. Physiol. Rev. 77: 901930.

275. Parmryd I., AdlerJ., Patel R., MageeA.I. 2003. Imaging metabolism ofphosphatidylinositol 4, 5-bisphosphate in T-cell GM1-enriched domains containing ras proteins. Exp. Cell Res. 285: 27-38.

276. ParkK., Lee S., Elliott A. C., Kim J. S., Lee J. H. 2002. Swelling-induced Ca2+ release from intracellular calcium stores in rat submandibular gland acinar cells. J. Membr. Biol. 186: 165-176.

277. Parton, R. G., Joggerst, B., Simons, K. 1994. Regulated internalization of caveolae. J. Cell Biol. 127:1199-1215.

278. Patel, A., Honoré, E., Maingret, F., Lesage, F., Fink, M., Duprat, F., Lazdunski, M. 1998. A mammalian two pore domain mechano-gated S-like K+ channel. EMBO J. 17: 4283-4290.

279. Perozo E., Cortes D. M., Sompornpisut P., Kloda A., Martinac B. 2002. Open channel structure of MscL and the gating mechanism of mechanosensitive channels. Nature. 418: 942-948.

280. Petersen O. W., Hansen S. H., Laursen, I., van Deurs, B. 1989. Effect of insulin on growth and expression of smooth muscle isoactin in human breast gland myoepithelial cells in a chemically defined culture system. Eur. J. Cell Biol. 50: 500509.

281. Petrou S., OrdwayR. W„ Hamilton J. A., Walsh Jr., J. V., Singer J. J. 1994. Structural requirements for charged lipid molecules to directly increase or suppress K+ channels activity in smooth muscle cells. J. Gen. Physiol. 103: 471-486.

282. Piepenhagen P. A., Nelson W. J. 1998. Biogenesis of polarized epithelial cells during kidney development in situ: roles of E-cadherin-mediated cell-cell adhesion and membrane cytoskeleton organization. Mol. Biol. Cell. 9: 3161-3177.

283. Pierce S.K. 2002. Lipid rafts and B-cell activation. Nat. Rev. Immunol. .2: 96-105.

284. Pike L J., 2003. Lipid rafts bringing order to chaos. J. Lipid Res. 44: 655-667.

285. Pike L. J. 2006. Rafts defined. A report on the Keystone Symposium on lipid rafts and cell function. J. Lipid Res. 47: 1597-1598.

286. Pike L. J., Han X., Gross R. W. 2005. EGFR are localized to lipid rafts that contain a balance of inner and outer leaflet lipids: A shotgun lipidomics study. J. Biol. Chem. 280: 26796-26804.

287. Pike L. J. 2009. The challenge of lipid rafts. J. Lipid Res. 50: 323-328.

288. Pochynyuk O., Stockand J. D., Staruschenko A. 2007. Ion channel regulation by Ras, Rho, and Rab small GTPases. Exp. Biol. Med. 232: 1258-1265.

289. Pochynyuk O., Medina J. L., GamperN., Genth H., Stockand J. D., Staruschenko A. 2006. Rapid translocation and insertion of the epithelial Na+ channel in response to RhoA signaling. J. Biol. Chem. 281: 26520-26527.

290. Prat A. G., Bertoreilo A. M., Ausieiio D. A., Cantieiio H. F. 1993. Activation of epithelial Na+ channels by protein kinase A requires actin filaments. Am. J. Physiol. 265: 224233.

291. Prevarskaya N., Zhang L., Barritt G. 2007. TRP channels in cancer. Biochim. Biophys. Acta. 1772: 937-946.

292. Prince L. S., Welsh M. J. 1999. Effect of subunit composition and Liddle's syndrome mutations on biosynthesis of ENaC. Am. J. Physiol. 276: 1346-1351.

293. PulferM., Murphy R. C. 2003. Electrospray mass spectrometry of phospholipids. Mass Spectrom. Rev. 22: 332-364.

294. Quamme G. A., Dai L. J., Rabkin S. W. 1993. Dynamics of intracellular free Mg2+ changes in a vascular smooth muscle cell line. Am. J. Physiol. 265: 281-288.

295. Remillard C. V., Yuan J. X-J. 2006. Transient receptor potential channels and caveolin-1: good friends in tight spaces. Mol. Pharmacol. 70: 1151-1154.

296. Remmert K., Vullhorst D., Hinssen H. 2000. In vitro refolding of heterodimeric CapZ expressed in E. coli as inclusion body protein. Protein Expr. Purif. 18: 11-19.

297. Ren X. D., Bokoch G. M., Traynor-Kaplan A., Jenkins G. H., Anderson R. A., Schwartz M. A. 1996. Physical association of the small GTPase Rho with a 68-kDa phosphatidylinositol 4-phosphate 5-kinase in Swiss 3T3 cells. Mol. Biol. Cell. 7: 435^42.

298. Ribeiro C. M., Reece J., Putney J. W. 1997. Role of the cytoskeleton in calcium signaling in NIH 3T3 cells. An intact cytoskeleton is required for agonist-induced Ca2+.j signaling, but not for capacitative calcium entry. J. Biol. Chem. 272: 2655526561.

299. Ritchie K., lino R., Fujiwara T., Murase K., Kusumi A. 2003. The fence and picket structure of the plasma membrane of live cells as revealed by single molecule techniques. Mol. Membr. Biol. 20: 13-18.

300. Rohlich P., Allison A. C. 1976. Oriented pattern of membrane-associated vesicles in fibroblasts. J. Ultrastruct. Res. 57: 94-103.

301. Romanenko V. G., Fang Y., Byfield F., Travis A. J., Vandenberg C. A., Rothblat G. H., Levitan I. 2004. Cholesterol sensitivity and lipid raft targeting of Kir2.1 channels. Biophys. J. 87: 3850-3861.

302. Romanenko V. G., Rothblat G. H., Levitan I. 2002. Modulation of endothelial inward rectifier K1 current by optical isomers of cholesterol. Biophys. J. 83: 3211-3222.

303. Rossier B. C. 1998. Mechanosensitivity of the Epithelial Sodium channel (ENaC): controversy or pseudocontroversy? J. Gen. Physiol. 112: 95-96.

304. Rotin D., Bar-Sagi D., O'Brodovich H., Merilainen J., Lehto V. P., Canessa C. M., Rossier B. C., Downey G.P. 1994. An SH3 binding region in the epithelial Na+ channel (alpha rENaC) mediates its localization at the apical membrane. EMBO J. 13:4440-4450.

305. RubtsovA. M., Lopina O.D. 2000. Ankyrins. FEBS Lett. 482: 1-5.

306. Ruknudin A., Song M. J., Sachs F. 1991. The ultrastructure of patch-clampedmembranes: a study using high voltage electron microscopy. J Cell Biol. 112: 125134.

307. Ruknudin A., Sachs F., Bustamante J. O. 1993. Stretch-activated ion channels in tissue-cultured chick heart. Am. J. Physiol. 264: 960-972.

308. Rusch A., Kros C. J., Richardson G. P. 1994. Block by amiloride and Its derivatives of mechano-electrical transduction in outer hair cells of mouse cochlear cultures. J. Physiol. 474: 75-86.

309. Saeki K., Miura Y., Aki D., Kurosaki T.r Yoshimura A. 2003. The B cell specific major raft protein, Raftlin, is necessary for the integrity of lipid raft and BCR signal transduction. EMBO J. 2: 3015-3026.

310. Sachs F., Morris C. E. 1998. Mechanosensitive ion channels in nonspecialized cells. Rev. Physiol. Biochem. Pharmacol. 132: 1-77.

311. SalzerU., Prohaska R. 2001. Stomatin, flotillin-1, and flotillin-2 are major integral proteins of erythrocyte lipid rafts. Blood. 97: 1141-1143.

312. Sakmann B., NeherE. 1995. Single-Channel Recording. Plenum Press, New York. 700p.

313. Sargiacomo, M., Sudol M., Tang Z., Lisanti M. P. 1993. Signal transducing molecules and glycosyl-phosphatldylinositollinked proteins form a caveolin-rich insoluble complex in MDCK cells. J. Cell Biol. 122: 789-807.

314. SatlinL. M., Sheng S., Craig B. Woda C. B., Kleyman T. 2001. Epithelial Na+ channels are regulated by flow. Am. J. Physiol. 280: 1010-1018.

315. Schafer D. A., Jennings P. B., Cooper J. A. 1996. Dynamics of capping protein and actin assembly in vitro: uncapping barbed ends by polyphosphoinositides. J. Cell Biol. 135:169-179.

316. Schafer D. A., Welch M. D., Machesky L. M., Bridgman P. C., MeyerS. M., Cooper J. A. 1998. Visualization and molecular analysis of actin assembly in living cells. J. Cell Biol. 143: 1919-1930.

317. Scheiffele P., Roth M. G., and Simons K. 1997. Interaction of influenza virus haemagglutinin with sphingolipid-cholesterol membrane domains via its transmembrane domain. EMBO J. 16: 5501-5508.

318. Schild L., Schneeberger E., Gautschi /., FirsovD. 1997. Identification of amino acid residues in the cr, /?, y subunits of the epithelial sodium channel (ENaC) involved in amiloride block and ion permeation. J. Gen. Physiol. 109:15-26.

319. Schwiebert E. M., Mills J. W., Stanton B. A. 1994. Actin-based cytoskeleton regulates a chloride channel and cell volume in renal cortical collecting duct cell line. J. Biol. Chem. 269: 7081-7089.

320. Selden L. A., Estes J. E., Gershman L. C. 1983. The tightly bound divalent cation regulates actin polymerization. Biochem. Biophys. Res. Commun. 116: 478-485.

321. Semenova S. B., Vassilieva I. O., Fomina A. F., RunovA. L., Negulyaev Y. A. 2009. Endogenous expression of TRPV5 and TRPV6 calcium channels in human leukemia K562 cells. Am. J. Physiol. 296: 1098-1104.

322. Sengupta P., Baird B., Holowka D. 2007. Lipid rafts, fluid/fluid phase separation, and their relevance to plasma membrane structure and function. Semin. Cell Dev Biol. 18: 583-590.

323. Shaul O., Hilgemann D. W., de-Almeida-Engler J., Van Montagu M., Inze D., Galili G. 1999. Cloning and characterization of a novel Mg2+/H+ exchanger. EMBO J. 18: 3973-3980.

324. Shaul P. W., Smart E. J., Robinson L. J., German Z., Yuhanna I. S., Ying Y., G.

325. Anderson R.W., Michel T. 1996. Acylation targets endothelial nitric-oxide synthase to plasmalemmal caveolae. J. Biol. Chem. 271: 6518-6522.

326. Sheetz M. P., SingerS. J. 1974. Biological membranes as bilayer couples. A molecular mechanism of drug-erythrocyte interactions. Proc. Natl. Acad. Sci. USA. 71: 44574461.

327. Shenoy-Scaria A. M., Dietzen D. J., Kwong J., Link D. C., Lublin D. M. 1994. Cysteine of Src family protein tyrosine kinases determines palmitoylation and localization in caveolae. J. Cell Biol. 126: 353-363.

328. Sheperd J. T., Mancia G. 1986. Reflex control of the human cardiovascular system. Rev. Physiol. Biochem. Pharmacol. 105: 3-99.

329. Shin K. S., Park J. Y., Ha D. B., Chung C. H., Kang M. S. 1996. Involvement of KCa channels and stretch-activated channels in calcium influx, triggering membrane fusion of chick embryonic myoblasts. Developm. Biol. 175: 14-23.

330. Shlyonsky V. G., Mies F., Saribian-Sohraby S. 2003. Epithelial sodium channel activity in detergent-resistant membrane microdomains. Am. J. Physiol. 284: 182-188.

331. Shumilina E., Khaitlina S., Morachevskaya E., Negulyaev Y. 2001. Role of actincytoskeieton dynamics in the regulation of non-voltage-gated sodium channels. Mol. Biol. Cell. 12:467a.

332. Shumilina E. V., Khaitlina S. Y., Morachevskaya E. A., Negulyaev Y. A. 2003a. Non-hydrolyzable analog of GTP induces activity of Na+ channels via disassembly of cortical actin cytoskeieton. FEBS Lett. 547: 27-31.

333. Shumilina E. V., Negulyaev Y. A., Morachevskaya E. A., Hinssen H., Khaitlina. S. Y. 2003b. Regulation of sodium channel activity by capping of actin filaments. Mol. Biol. Cell. 14: 1709-1716.

334. Sigurdson W. J., Morris C. E., Brezden B. L., Gardner D. R. 1987. Stretch activation of a K+ channel in molluscan heart cells. J. Exp. Biol. 127: 191-209.

335. Simons K., Ehehalt R. 2002. Cholesterol, lipid rafts, and disease. J. Clin. Invest. 110: 597-603.

336. Simons K., Toomre D. 2000. Lipid rafts and signal transduction. Nat. Rev. Mol. Cell Biol. 1: 31-39.

337. Simpson-Holley M., Ellis D„ Fisher D., Elton D., McCauley J., Digard P. 2002. A functional link between the actin cytoskeleton and lipid rafts during budding of filamentous influenza virions. Virology. 301: 212-225.

338. SingerS. J., Nicolson G. L. 1972. The fluid mosaic model of the structure of cell membranes. Science. 175: 720-731.

339. Small D. L, Morris C. E. 1994. Delayed activation of single mechanosensitive channels in Lymnaea neurons. Am. J. Physiol. 267: 598-606.

340. Small D. L., Morris C. E. 1995. Pore properties of Lymnaea Stagnalis neuron stretch-activated K+ channels. J. Exp. Biol. 198: 1919-1929.

341. Smart, E. J., Graf G. A., McNiven M. A., Sessa W. C., Engelman J. A., SchererP. E., Okamoto T., Lisanti M. P. 1999. Caveolins, liquid-ordered domains, and signal transduction. Mol. Cell. Biol. 19: 7289-7304.

342. Smith P. R., Saccomani G., Joe E. H., Angelides K. J., Benos D. J. 1991. Amiloride-sensitive sodium channel is linked to the cytoskeleton in renal epithelial cells. Proc. Nat. Acad. Sci. USA. 88: 6971-6975.

343. Socabe M., Hasegawa N., Yamamori K. 1993. Blockers and activators for stretch-activated ion channels of chick skeletal muscle. Ann. N. Y. Acad. Sci. 707: 417^421.

344. Sokabe M., Sachs F., Jing Z. Q. 1991. Quantitative video microscopy of patch clamped membranes stress, strain, capacitance, and stretch channel activation. Biophys. J. 59: 722-728.

345. Song, K. S., Li S., Okamoto T„ Quilliam L. A., Sargiacom M., Lisanti M. P. 1996. Co-purification and direct interaction of Ras with caveolin, an integral membrane protein of caveolae microdomains. J. Biol. Chem. 271: 9690-9697.

346. Sonnino S., Mauri L, Chigorno V., Prinetti A. 2006.Gangliosides as components of lipid membrane domains. Glycobiology. 17: 1-13.

347. Spassova M. A., Hewavitharana T., Xu W., SoboloffJ., Gill D. L. 2006. A common mechanism underlies stretch activation and receptor activation of TRPC6 channels. Proc. Natl. Acad. Sci. USA. 103: 16586-16591.

348. Spudich J. A., Watt S. 1971. The regulation of rabbit skeletal muscle contraction. 1. Biochemical studies of the interactions of the tropomyosin-troponin complex with actin and the proteolytic fragments of myosin. J. Biol. Chem. 246: 4866-4871.

349. Stahlhut M., van Deurs B. 2000. Identification of filamin as a novel ligand for caveolin-1: evidence for the organization of caveolin-1-associated membrane domains by the actin cytoskeleton. Mol. Biol. Cell. 11: 325-337.

350. Staruschenko A., Adams E., Booth R. E., Stockand J. D. 2005. Epithelial Na+ channel subunit stoichiometry. Biophys. J. 88: 3966-3975.

351. Staruschenko A. V., Negulyaev Y. A., Morachevskaya E. A. 2002. Actin disassembly affects the conductive properties of mechanosensitive channels in leukemia cells. Biophys. J. 82: 270A.

352. Staruschenko A. V., Negulyaev Y. A., Morachevskaya E. A. 2005. Actin cytoskeleton disassembly affects conductive properties of stretch-activated cation channels in leukaemia cells. Biochim. Biophys. Acta. 1669: 53-60.

353. Staruschenko A. V., Negulyaev Y. A., Vedernikova E. A. 2000. Stretch-activated ion channels in human leukemia cells. Neurophysiol. 32:180-181.

354. Staruschenko A. V., Sudarikova A. V., Negulyaev Y. A., Morachevskaya E. A. 2006. Magnesium permeation through mechanosensitive channels: single-current measurements. Cell Res. 16: 723-730.

355. Staruschenko A. V., Vedernikova E. A. 2002. Mechanosensitive cation channels in human leukemia cells: calcium permeation and blocking effect. J. Physiol. 541: 8190.

356. Staub O., Dho S„ Henry P., Correa J., Ishikawa T., McGlade J., Rotin D. 1990. WW domains of Nedd4 bind to the praline-rich PY motifs in the epithelial Na+ channel deleted in Liddle's syndrome. EMBO J. 15: 2371-2380.

357. Suchyna T. M., Besch S. R., Sachs F. 2004. Dynamic regulation of mechanosensitive channels: capacitance used to monitor patch tension in real time, Phys. Biol. 1: 118.

358. Sudarikova A. V., Negulyaev Y. A., Morachevskaya E. A. 2006. Cholesterol depletion affects mechanosensitive channel gating coupled with F-actin rearrangement. Proc. Physiol. Soc. 95-96.

359. Sukharev S. I., Blount P., Martinac B., Blattner F. R., Kung C. 1994. A largeconductance mechanosensitive channel In E. coli encoded by mscL alone. Nature. 368: 265-268.

360. Sukharev S. I., Blount P., Martinac B., Kung C.1997. Mechanosensitive channels of Escherichia coli: the MscL gene, protein, and activities. Annu. Rev. Physiol. 59: 633-657.

361. Suzuki N., Mihashi K. 1991a. Binding mode of cytochalasin B to F-actin is altered by lateral binding of regulatory proteins. J. Biochem. (Tokyo). 109: 19-23.

362. Suzuki N., Mihashi K. 1991b. High-affinity binding of cytochalasin B to the B-end of F-actin loses its inhibitory effect on subunit exchange when the bound nucleotide is ADP. J. Biochem. (Tokyo). 110: 514-519.

363. Takai Y„ Sasaki T., Matozaki T. 2001. Small GTP-binding proteins. Physiol. Rev. 81: 153-208.

364. Taglietti V., Toselli M. 1988. A study of stretch-activated ion channels of frog oocytes: interactions with Ca2+ ions. J. Physiol. 407: 311-328.

365. TardifM., Huang S., Redmond T., Safer D., Pring M., Zigmond S. H. 1995. Actin polymerization induced by GTP gamma S in permeabilized neutrophils is induced and maintained by free barbed ends. J. Biol. Chem. 270: 28075-28083.

366. Taverna E., Saba E., Rowe J., Francolini M., dementi F., Rosa P. 2004. Role of lipid microdomains in P/Q-type calcium channel (Cav 2.1) clustering and function in presynaptic membranes. J. Biol. Chem. 279: 5127-5134.

367. Tavernarakis N., Driscoll M. 2000. Caenorhabditis elegans degenerins and vertebrate ENaC ion channels contain an extracellular domain related to venom neurotoxins. J. Neurogenet. 13: 257-264.

368. TerzicA., Kurachi Y. 1996. Actin microfilament disrupters enhance Katp channel opening in patches from guinea-pig cardiomyocytes. J. Physiol. 492: 395-404.

369. Tolias K. F., Cantley L. C., Carpenter C. L. 1995. Rho family GTPases bind to phosphoinositide kinases. J. Biol. Chem. 270: 17656-17659.

370. TouyzR. M., Schiffrin E. L. 1996. Angiotensin II and vasopressin modulate intracellular free magnesium in vascular smooth muscle cells through Na+-dependent protein kinase C pathways. J. Biol. Chem. 271: 24353-24358.

371. Tskvitaria-Fuller I., Rozelle A. L., Yin H. L, and Wulfing C. 2003. Regulation ofsustained actin dynamics by the TCR and costimulation as a mechanism of receptor localization. J. Immunol. 171: 2287-2295.

372. Tsujikawa H., Song Y., Watanabe M., Masumiya H., Gupte S. A., Ochi R., Okada T. 2008. Cholesterol depletion modulates basal L-type Ca2+ current and abolishes its beta-adrenergic enhancement in ventricular myocytes. Am J. Physiol. 294: 285292.

373. Turoverov K. K., Haitlina S. Y., PinaevG. P. 1976. Ultra-violet fluorescence of actin. Determination of native actin content in actin preparations. FEBS Lett. 62: 4-6.

374. Urbanik E, Ware BR. 1989. Actin filament capping and cleaving activity of cytochalasins B, D, E, and H. Arch. Biochem. Biophys. 269: 181-187.

375. Uittenbogaard A., Everson W. V., Matveev S. V., Smart E. J. 2002. Cholesteryl ester is transported from caveolae to internal membranes as part of a caveolin-annexin II lipid-protein complex. J. Biol. Chem. 277: 4925-4931.

376. Valensin S., Paccani S. R., Ulivieri C., Mercati D., Pacini S., Patrussi L. 2002. F-actin dynamics control segregation of the TCR signaling cascade to clustered lipid rafts. Eur. J. Immunol. 32: 435^146.

377. Van Deurs B., Nilausen K., Faergeman O., MeinertzH. 1982. Coated pits andpinocytosis of cationized ferritin in human skin fibroblasts. Eur. J. Cell Biol. 27: 270278.

378. Vandorpe D. H., Morris C. E. 1992. Stretch-activation of the Aplysia S-channel. J. Membr. Biol. 127: 205-214.

379. Van HailerP. D., Donohoe S., Goodiett D. R., Aebersoid R., Watts J. D. 2001. Mass spectrometric characterization of proteins extracted from Jurkat T cell detergent-resistant membrane domains. Proteomics. 1: 1010-1021.

380. Van Renterghem C, Lazdunski M. 1991. A new non-voltage-dependent, epithelial-like Na+ channel in vascular smooth muscle cells. Pflugers Arch. 419: 401-408.

381. Van Rheenen J., Achame E. M., Janssen H., Caiafat J., Jalink K. 2005. PIP2 signaling in lipid domains: a critical re-evaluation. EMBO J. 24: 1664-1673.

382. Vedernikova E. A., MaximovA. V., Negulyaev Yu. A. 1997. Two types of Na+ -selective channels in human leukemia cells. XXXIII Int. Congr. Physiol. Sci. St. Petersburg. P002.43.

383. Vig M., KinetJ.P. 2007. The long and arduos road to CRAC. Cell Calcium. 42: 157-62.

384. Waldmann R., Champigny G., Bassilana P., Heurteaux C., Lazdunski M. 1997. A proton-gated cation channel involved in acid-sensing. Nature. 386: 173-177.

385. Wang N., Butler J. P., Ingber D. E. 1993. Mechanotransduction across the cell surface and through the sytoskeleton. Science. 260: 1124-1127.

386. Watzl C., Long E. 0.2003. Natural killer cell inhibitory receptors block actincytoskeleton-dependent recruitment of 2B4 (CD244) to lipid rafts. J. Exp. Med. 197: 77-85.

387. Weaver A. K., Olsen M. L., McFerrin M. B., Sontheimer H. 2007. BK channels are linked to inositol 1,4,5-triphosphate receptors via lipid lafts. J. Biol. Chem. 282: 31558-31568.

388. Weiss H., Lang F. 1992. Ion channels activated by swelling of Madin Darby canine kidney (MDCK) cells. J. Membr. Biol. 126: 109-114.

389. Woodhull A. M. 1973. Ionic blockage of sodium channels in nerve. J. Gen. Physiol. 61: 687-708.

390. Wu L., Gao X. 2007. Dual role of the TRPV channel as a sensor of flow and osmolality in renal epithelial cells. Am. J. Physiol. 293: 1699-1713.

391. Wu G., McBride Jr., D. W., Hamill O. P. 1998. Mg2+ block and inward rectification of mechanosensitive channels in Xenopus oocytes. Pflugers Arch. 435: 572-574.

392. Wu Z., Wong K., GlogauerM., Ellen R. P., McCulloch C. A. G. 1999. Regulation of stretch-activated intracellular calcium transients by actin filaments. Biochim. Biophis. Res. Comm. 261: 419^25.

393. Xu X., London E. 2000. The effect of sterol structure on membrane lipid domains reveals how cholesterol can induce lipid domain formation. Biochemistry. 39: 843849.

394. Yamamoto Y., Chen G., Miwa K., Suzuki H. 1992. Permeability and Mg2+ blockade of histamine-operated cation channel in endothelial cells of rat intrapulmonary artery. J. Physiol. 450: 395^08.

395. YangX. C., Sachs F. 1989. Block of stretch-activated ion channels in Xenopus oocytes by gadolinium and calcium ions. Science. 243: 1068-1071.

396. Yarbrough T. L., Lu T., Lee H-C., Shibata E.F. 2002. Localization of cardiac sodium channels in caveolin-rich membrane domains: regulation of sodium current amplitude. Circ. Res. 90: 443-449.

397. Yeh T. H., Herman P., Tsai M. C„ Tran P., Van Den Abbeele T. 1998. A cationicnonselective stretch-activated channel in the Reissner's membrane of the guinea pig cochlea. Am. J. Physiol. 274: 566-576.

398. Zweifach A., Desir G. V., Aronson P. S., Giebisch G. 1992. Inhibition of Ca-activated K+ channels from renal microvillus membrane vesicles by amiloride analogs. J. Membr. Biol. 128: 115-122.