Морфологические корреляты функциональной пластичности маутнеровских нейронов тема диссертации и автореферата по ВАК РФ 03.00.13, доктор биологических наук Тирас, Надежда Романовна

• Тирас, Надежда Романовна
• доктор биологических наук
• 2007

Оглавление диссертации доктор биологических наук Тирас, Надежда Романовна

ВВЕДЕНИЕ

ГЛАВА I. ОБЗОР ЛИТЕРАТУРЫ

1.1. Проблема пластичности синапсов и морфологических признаков измененного функционального состояния нейронов

1.2. Особенности структуры и функции маутнеровских нейронов

1.2.1. Морфология нейронов и их афферентных синапсов

1.2.2. Гипотезы о роли маутнеровских нейронов в поведении

1.2.3. Пластические свойства маутнеровских нейронов

1.3. Роль актинового цитоскелета в пластических изменениях синапсов

1.3.1. Строение и роль десмосомоподобных контактов в афферентных синапсах маутнеровских нейронов

1.3.2. Использование препаратов, меняющих состояние актина

1.3.3. Использование токсинов для изучения пластических свойств нейронов

1.4. Проблема функциональной и структурной асимметрии мозга 43 1.4.1. Исследования моторной асимметрии у животных 45 1.4.2 Исследование структурной асимметрии мозга 46 1.4.3. Морфофункциональная асимметрия мозга и структурные признаки модификации функции при адаптации и памяти

ГЛАВА II. ОБЪЕКТЫ И МЕТОДЫ ИССЛЕДОВАНИЯ

2.1. Объекты исследования

2.2. Методы исследования

2.2.1. Воздействия на афферентный синаптический аппарат маутнеровских нейронов

2.2.2. Фармакологические воздействия

2.2.3. Оценка функционального состояния маутнеровских нейронов по двигательному поведению золотой рыбки

2.2.4. Оценка функционального состояния маутнеровских нейронов по их внеклеточной активности

2.2.5. Методики работы с ядом среднеазиатского черного скорпиона

2.2.6. Выявление асимметрии моторного поведения золотых рыбок

2.2.7. Объемная реконструкция маутнеровских нейронов по серийным гистологическим срезам

2.2.8. Электронно-микроскопическое исследование маутнеровских нейронов

2.2.9. Морфометрическое исследование специализированных синаптических контактов маутнеровских нейронов

ГЛАВА III. РЕЗУЛЬТАТЫ ИССЛЕДОВАНИЯ И ИХ ОБСУЖДЕНИЕ

3.1. Морфологические характеристики маутнеровских нейронов при изменении их функции специфическими воздействиями на синапсы и цитоскелет

3.1.1. Изменение сенсорного притока от вестибулярного аппарата

3.1.2. Специфические фармакологические влияния на афферентный синаптический аппарат

3.1.3. Действие препаратов, влияющих на актиновый цитоскелет

3.2. Структурная характеристика пластичности маутнеровских нейронов

3.2.1. Влияние цитохалазина Э на адаптированное состояние

3.2.2. Влияние этанола на формирование адаптированного состояния

3.2.3. Влияние каиновой кислоты на адаптированное состояние

3.3. Разработка комплексного подхода к исследованию функционального состояния маутнеровских нейронов по поведению рыбки, электрофизиологической активности и ультраструктуре 97 3.3.1 Косвенное и прямое определение функционального состояния маутнеровских нейронов

3.3.2. Ультраструктура маутнеровских нейронов в условиях инкубирования и электрической стимуляции

3.3.3. Влияние цитохалазина В и пептидов, полимеризующих актин на функциональное состояние и ультраструктуру инкубируемых маутнеровских нейронов

3.4. Использование маутнеровских нейронов для поиска новых препаратов цитоскелетного действия

3.4.1. Влияние ядов членистоногих на функциональную активность маутнеровских нейронов

3.4.2. Влияние яда скорпиона на морфофункциональные свойства маутнеровских нейронов

3.4.3. Влияние фракций яда скорпиона на функциональные свойства маутнеровских нейронов

3.4.4. Ультраструктурная идентификация клеточной мишени фракций яда скорпиона

3.4.5. Влияние компонентов фракции 6 яда скорпиона на глобулярный актин

3.4.6. Влияние компонентов фракции 9 яда скорпиона на полимеризацию глобулярного актина

3.4.7. Влияние компонентов фракции 9 на филаментозный актин

3.4.8. Влияние пептида 7а, выделенного из яда скорпиона, на морфофункциональные свойства маутнеровских нейронов

Исследование моторной асимметрии золотой рыбки и объемных характеристик маутнеровских нейронов

3.5.1. Изучение моторной асимметрии золотой рыбки

3.5.2. Изучение объемных характеристик маутнеровских нейронов при асимметрии моторного поведения золотой рыбки

3.5.3. Изучение моторной асимметрии рыбок и структурной асимметрии маутнеровских нейронов при изменении сенсорного притока и действии полимеризующего актин пептида 7а из яда скорпиона

Введение диссертации (часть автореферата) на тему «Морфологические корреляты функциональной пластичности маутнеровских нейронов»

По существующим представлениям адаптация и память, важнейшие функции мозга, обеспечиваются модификациями межнейронных связей. Эти модификации сопровождаются структурными изменениями в синапсах, что является предметом изучения функциональной нейроморфологии (Бабминдра и др., 1990). Чрезвычайная гетерогенность и численность клеточного состава мозга затрудняет получение данных о роли отдельных клеток в функционировании ансамблей нейронов и побуждает искать объекты, организованные морфологически просто; с такими же механизмами адаптации как в нервной системе высших животных; с функцией, проявляемой в поведении и доступной четкому определению на клеточном уровне.

Таким уникальным объектом являются маутнеровские нейроны (МН) низших позвоночных, наиболее изученные парные нервные клетки головного мозга (Stefanelli, 1951; Сахаров, 1961; Diamond, Huxley, 1971; Мошков, 1985; Zottoli, Faber, 2000; Szabo et al., 2007). Преимущества МН связаны с их свойствами: большим размером; разделением зрительного и статоакустического входов на вентральном и латеральном дендритах; наличием электрического и химического типов межклеточной коммуникации. Эти нейроны предоставляют исключительную возможность исследовать морфологические изменения при различных сенсорных и фармакологических воздействиях, структурные признаки модификации функции под влиянием повторной сенсорной или электрической стимуляции, рассматриваемых как следы памяти. Считается, что памятный след может проявляться как «количественное изменение» (рост числа отростков, синапсов) или как «качественное изменение» в уже существующих нейронах и синапсах (Виноградова, 2000; Thompson, 2000).

Ультраструктурные механизмы адаптации и памяти принято объяснять через центральное понятие - свойство пластичности или долговременной изменчивости нейронов (Конорски, 1970), необходимое для выживания организма. Существенно, что пластичность МН проявляется в адаптации, естественной формы памяти, и в условиях длительной потенциации, модельной ее формы (Мошков и др., 2003). Оба феномена реализуются на синаптическом уровне. Согласно предложенной гипотезе (Мошков, 1985), адаптация МН к длительной стимуляции достигается через сокращение площади проводящей части - активной зоны - в химических синапсах, величина которой регулируется десмосомоподобными контактами при изменении состояния примебранного цитоскелетного белка актина. Проблема цитоскелетной регуляции эффективности синаптической передачи изучена недостаточно и нуждается в дополнительной разработке, а сама гипотеза - в проверке. Актуальность таких исследований несомненна. Они приближают объяснение высших функций мозга активностью нервных клеток, делают реальной морфологическую диагностику функционального состояния нейронов и синапсов, помогают в поиске путей коррекции возникших изменений и патологий.

Еще одна проблема функциональной нейроморфологии, где использование МЫ перспективно - исследование морфологических признаков латерализации мозга, проявляемой в поведении животного. Зеркальная симметрия в расположении двух клеток и функциональные свойства дают возможность изучать их роль не только в инициации реакции избегания (Zottoli, 1977; Nissanov et al., 1990; Eaton et al., 2001; Korn, Faber, 2005), но и в осуществлении спонтанных поворотов тела рыбки (ориентировочной реакции) и в латерализации свободного поведения. Ранее о существовании моторной асимметрии у рыбок вообще не предполагали.

Цель и задачи исследования

Цель работы состояла в определении вызванных сенсорной стимуляцией и фармакологическим воздействием морфологических изменений, которые можно рассматривать как структурные элементы механизмов регулирования интегративной деятельности маутнеровских нейронов, проявляемой в поведении золотой рыбки. Особое внимание мы уделяли участию цитоскелетного актина в регуляции эффективности химической синаптической передачи и в интеграции различных синаптических влияний. Центральным вопросом было выяснение роли маутнеровских нейронов в осуществлении специфической формы спонтанного поведения рыбки.

Основные задачи:

1. Исследовать структурные характеристики функциональных состояний МН при деафферентации и естественной стимуляции вестибулярного аппарата, а также аппликации на них колхицина и блокаторов химических синапсов, в том числе фаллоидина. 7

2. Изучить структуру специализированных контактов в синапсах адаптированных МН под действием цитохалазина D и этанола, деполимеризующих актин.

3. Разработать методологию исследования различных функциональных состояний одних и тех же МН по поведению золотой рыбки, по амплитуде электрического ответа in vitro, по их ультраструктуре.

4. Определить адекватность прямого и непрямого методов оценки функциональной активности МН in vivo и in vitro.

5. Разработать и реализовать подход к выявлению в ядах членистоногих биологически активных веществ, обладающих цитоскелетным действием.

6. Провести морфофункциональные исследования МН под действием идентифицированного полимеризующего актин пептида из яда скорпиона.

7. Исследовать моторную асимметрию золотой рыбки и морфологическую асимметрию МН. Определить изменчивость асимметрии под влиянием различных экспериментальных воздействий.

Заключение диссертации по теме «Физиология», Тирас, Надежда Романовна

ВЫВОДЫ

1. Показано, что десмосомоподобные контакты химических возбуждающих синапсов МН под воздействием фаллоидина, полимеризующего актин или цитохалазина Э, деполимеризующего его, соответственно увеличивают или уменьшают свои размеры. Одновременно реципрокно с ними уменьшаются размеры активных зон, мест секреции медиатора. Данные свидетельствуют о том, что десмосомоподобные контакты состоят из актина, и дают основание рассматривать эти структуры как цитоскелетное звено, регулирующее синаптическую эффективность.

2. Разработан подход к исследованию активности МН по поведению золотой рыбки и по амплитуде вызванного ответа в переживающем срезе продолговатого мозга. Его применение впервые показало, что активность МН, определяемая по поведению, прямо коррелирует с уровнем электрической активности и, следовательно, может служить адекватным неинвазивным способом оценки их функционального состояния в хронических экспериментах.

3. Скрининг яда черного скорпиона, его фракций и субфракций, проводимый на организменном (поведение), клеточном (электрическая активность), ультраструктурном (синапсы и синаптические контакты) и молекулярном (взаимодействие выделенного актина с веществом) уровнях, позволил идентифицировать пептиды, полимеризующие или деполимеризующие цитоскелетный актин.

4. Определено, что ультраструктурные признаки длительной депрессии афферентных химических синапсов МН, вызванные вестибулярной

ЗАКЛЮЧЕНИЕ

Наша почти 30-ти летняя работа по изучению цитологических основ интегративной функции МН позволила решить важные нейробиологические проблемы и привела к целостному пониманию роли этих нейронов в поведении золотой рыбки.

1. Установлено, что адаптация, естественная модификация функции МН, вызванная тренировочной стимуляцией и длительная депрессия химической передачи, модельная форма пластичности, вызванная фармакологическими воздействиями, основаны на едином механизме преобразования цитоскелетного актина.

Для обоснования этого заключения потребовалось разработать комплекс специфических методов и подходов к изучению МН. Он включает оценку функционального состояния МН по поведению рыбки; тестирование электрической активности в переживающих фрагментах мозга; прицельную аппликацию на МН физиологически активных веществ, специфично меняющих состояние нейрона; выделение из яда скорпиона и идентификацию актин-полимеризующего вещества с последующим его использованием как молекулярного инструмента воздействия на нейрональный актин.

В результате экспериментально доказана ранее выдвинутая гипотеза (Мошков, 1985) о том, что актин-содержащие десмосомоподобные контакты в афферентных синапсах МН являются структурами, которые регулируют размер активных зон и тем самым управляют эффективностью синаптической передачи. На участие актина, одного из главных компонентов цитоскелета МН, в адаптации указывают данные по морфофункциональной устойчивости нейронов к электрической или естественной стимуляции на фоне действия пептидов, полимеризующих актин (Тирас и др., 2002, 2003).

В основе резистентности лежит появление полимерного актина в цитоплазме в виде пучков нитей, а в химических и смешанных синапсах - в виде гипертрофии десмосомоподобных контактов. В этом смысле показательно, что тонкое воздействие на десмосомоподобные контакты пептида 7а, который высоко специфично полимеризует актин, приводит к адаптации МН (Тирас и др., 2006). Однако высокая активность МН не может быть объяснена депрессией химической передачи, которая лежит в основе адаптации. При индукции такой депрессии фаллоидином функция МН необратимо угнетается.

Оказалось, что, несмотря на снижение функциональной активности химического афферентного входа при адаптации, высокий интегральный уровень активности МН сохраняется из-за реципрокного повышения эффективности другого, электротонического входа, осуществляемого в смешанных синапсах. Их проводимость усиливается вследствие дополнительного образования в щели десмосомоподобных контактов актиновых мостиков (Тирас и др., 2006), структурного признака длительной потенциации (Дзебан и др., 2003; Мошков и др., 2003; Павлик и др., 2003; Безгина и др., 2007). Оба механизма сопряжены, надёжны и эффективны, поскольку имеют единую основу - актиновый компонент цитоскелета. Мы предполагаем, что такая тонкая регулировка баланса возбудимости нейронов, компенсирующая снижение активности в одном локусе ее усилением в другом, является подлинной причиной того, что до сих пор не удается зарегистрировать существование модельных форм памяти в естественных функциональных модификациях мозга, связанных с обучением (Abbot, Nelson, 2003).

2. Доказано, что в основе функциональной асимметрии головного мозга лежат морфологические различия между зеркально расположенными нейронами правой и левой его частей. В случае изменения функциональной асимметрии наблюдаются коррелятивные структурные изменения.

Моторная асимметрия наиболее ярко проявляется в поведении животных и поэтому часто используется в качестве модели для изучения различных аспектов функциональной асимметрии мозга. При рассмотрении ее возможных анатомических признаков в качестве адекватного объекта рыбки, как правило, вообще не рассматриваются (Бианки, 1985; Vallortigara, 2000; Salas et al., 1998; Фокин, 2004). По-видимому, это связано с отсутствием данных о существовании у них моторной асимметрии в исследованиях, проведенных ранее (Kleerkoper et al., 1969) и в разрозненных, статистически недостоверных и скорее описательных результатах исследований последних лет (Bisazza et al., 1998; 2001; Nepomnyashchikh, 2006).

Исследуя в рамках этой проблемы поведение мальков золотой рыбки, мы впервые обнаружили у них стойкое индивидуально выраженное предпочтение спонтанного изменения направления движения вправо или влево при свободном движении. Более того, впервые обнаружена строгая корреляция между моторной асимметрией и асимметрией в строении правого и левого маутнеровского нейрона, причем более крупный нейрон доминирует в инициации поворота. Существование тесной корреляции между размером нейрона и определенным уровнем его активности развивает представление о морфофункциональной основе формирования и хранения памяти в нейронах при рассмотрении количественных и качественных ее аспектов (Виноградова, 2000; Thompson, 2000).

Список литературы диссертационного исследования доктор биологических наук Тирас, Надежда Романовна, 2007 год

1. Артюхина Н.И. Структурно-функциональная организация нейронов и межнейронных связей М., «Наука», 1979.

2. Алексеенко C.B. О структурной обусловленности функциональной межполушарной асимметрии мозга. В кн.: Функциональная межполушарная асимметрия, под ред. В.Ф. Фокина, М., Научный мир, 2004, с. 205-213.

3. Бабминдра В.П., Новожилова А.П., Брагина Т.А. и др. Структурные основы регуляции чувствительности нейронов. 1998, Морфология, 114, 6, 22-27.

4. Бабминдра В.П., Батуев A.C., Брагина Т.А. Структурные основы модификации межнейронных взаимодействий. В сб. «Ультраструктура и пластичность нейронов», Пущино, 1990, 3-9.

5. Безгина Е. Н., Мошков Е. Н., Савельева JI. Н. и др. Реакция эндоплазматического ретикулума на частичную денервацию Маутнеровских нейронов головастиков шпорцевой лягушки. Цитология, 2000, 42, 5, 508-515.

6. Белки и пептиды. М., Наука, 1995, т.1., гл.2, под ред.В.И. Иванова и В.М. Липкина.

7. Белоус A.M., Землянских Н.Г. Молекулярная динамика белков цитоскелета в норме и при воздействии температурно-осмотических факторов. Проблемы криобиологии, 1994,1, 14-23.

8. Бианки В.Л. Асимметрия мозга животных. Ленинград, Наука, 1985, 295 с.

9. Бианки В.Л. Механизмы парного мозга. Ленинград, Наука, 1989, 295 с.

10. Боголепов H.H. Ультраструктура синапсов в норме и патологии. М., «Медицина». «Медицина», 1975.

11. Боголепов H.H., Пушкин A.C., Черносвитова В.А. и др. Количественная характеристика ультраструктурных изменений аксодендритических синапсов под влиянием столбнячного токсина. Архив анат. гистол. и эмбриол., 1977, 72, 11,30-37.

12. Браун А.Д., Моженок Т.П. Неспецифический адаптационный синдром клеточной системы Л., Наука, 1987,230 с.

13. Бродский В.Я., Урываева И.В. Клеточная полиплоидия. Пролиферация и дифференцировка. М, Наука, 1981.

14. Василевский A.A., Козлов С.А. и др. Синтетический аналог антимикробных пептидов из яда среднеазиатского паука Lachesana tarabaevi. Биоорг. Химия, 2007,33 (4), 405-412.

15. Васильев Ю.М. Реорганизация цитоскелета как основа морфогенеза. Онтогенез, 2007, 38,2, 120-125.

16. Ведерникова Е.А., Максимов A.B., Негуляев Ю.А. Функциональные свойства и цитоскелетзависимая регуляция натриевых каналов в плазматической мембране лейкозных клеток. Цитология, 1997, 39(12), 1142-1151.

17. Виланд Т., Фаулыптих X. Итоги и перспективы развития биоорганической химии и молекулярной биологии. М. Наука. 1978, 96-110.

18. Виноградова О.С. Нейронаука конца второго тысячелетия: смена парадигм. ЖВНД, 50, 5, 743-774.

19. Волкова Т.М., Дулубова И.Е., Тележинская Н.И. и Гришин Е.В. Токсические компоненты яда среднеазиатского скорпиона Orthohirus scrobiculosus. Биоорган, химия, 1984, 10, 8, 1100-1108.

20. Гайер Г. Электронная гистохимия. М., «Мир», 1974.

21. Геодакян В.А. Асинхронная асимметрия. Журн. высш. нервн. деят. 1993, 43, 3, 543561.

22. Глейзер С.И. Функциональная дисимметрия поведения у рыб. Журн. высш. нервн. деят. 1981,31,2, 431-434.

23. Горгиладзе Г.И., Самарин Г.И., Брянов И.И. Межлабиринтная асимметрия, вестибулярная дисфункция и космическая болезнь движения. Космическая биология и космическая медицина, 1985,20,6,19-31.

24. Дзебан Д.А., Мухтасимова Н.Ф., Павлик Л.Л., Мошков Д.А. Ультраструктура десмосомоподобюных контактов смешанных синапсов маутнеровских нейронов при долговременной потенциации. Морфология, 2003, 123,2, 33-38.

25. Доброхотова Т.А, Брагина H.H. Методологическое значение принципа симметрии в изучении функциональной организации человека. В кн.: Функциональная межполушарная асимметрия, под ред. В.Ф. Фокина, Научный мир, Москва, 2004, 15-46.

26. Дьячкова JI.H. Функциональная морфология и классификация межнейронных синапсов. ДАН, 1978, 241, 5, 1200-1203.

27. Ионтов A.C. Электронномикроскопическое исследование синапсов клеток переднего рога спинного мозга после электрического раздражения. Архив анатомии, гистол. и эмбриол., 1974, 67, 11, 14-18.

28. Жердев Г.В., Мошков Д.А., Белозерцев Ю.А., Тирас Н.Р. Влияние изонитрозина и вестибулярной стимуляции на сому и дендриты маутнеровских нейронов. Цитология, 1991, 33, 8, 20-32.

29. Клячко H.JI. Биологическая подвижность и полимеризация актина. Соросовский образовательный журнал, 2000,6,10, 5-9.

30. Костюк П.Г. Ионы кальция как вторичные посредники в нервной клетке. Ж. Эволюц. Биохим. и физиол., 1992, 28, 2, 150-155.

31. Крыжановский Г.Н., Поздняков О.М., Полгар A.A. Патология синаптического аппарата мышцы. М., Медицина, 1974.

32. Коваленко В.А., Пашков В.Н., Гришин Е.В. Биоорганическая химия. 1981, 7, 1828 -1837.

33. Конорски Ю. Интегративная деятельность мозга. М., Мир, 1970.

34. Корнеева Т.Е., Меркулова О.С. Структурные изменения в синапсах при их неупотреблении. ДАН, 1978,240,1, 235-236.

35. Косицын Н.С. Микроструктура дендритов и аксодендритических связей в центральной нервной системе. М, «Наука», 1976.

36. Кураев Г.А., Соболева И.В., Сороколетова Л.Г. Формирование функциональной межполушарной асимметрии мозга в динамике обучения. В кн.: «Функциональная межполушарная асимметрия», под ред. В.Ф. Фокина, Научный мир, Москва, 2004, с. 191-204.

37. Кэндел Э. Клеточные основы поведения. М., «Мир», 1980

38. Лима-де-Фариа А. Эволюция без отбора. Автоэволюция формы и функции. М, «Мир», 1991,455 с.

39. Манина A.A. Ультраструктурные изменения и репаративные процессы в центральной нервной системе при различных процессах. Л., «Наука», 1971.

40. Манина A.A. Ультраструктурные основы деятельности мозга. Л. Медицина, 1976.

41. Меерсон Ф.З., Пшенникова М.Г. Адаптация к стрессорным ситуациям и физическим нагрузкам. М, «Медицина», 1988,256с.

42. Михеева И.Б., Тирас Н.Р., Мошков Д.А. и др. Десмосомоподобные контакты Маутнеровских нейронов как мишени действия яда скорпиона. Цитология, 2000, 42, 7, 635-646.

43. Моженок Т.П., Розанов Ю.М., Соловьева JI.B. и др. Влияние некоторых агентов на слияние лизосом с фагосомами и на содержание Ф-актина в перитонеальных макрофагах мышей. Цитология, 1992, 34, 11/12, 84-92.

44. Мошков Д.А., Тирас Н.Р., Мирошников А.И. Изучение ультраструктуры Маутнеровских нейронов рыб после действия апамина. ДАН СССР. 1979, 245, 4, 1014-1016.

45. Мошков Д. А., Масюк JI. Н. 1981. Аккомодационные изменения синалтических контактов при длительной адаптации нейрона к экстремальной стимуляции. Цитология. 23 (4): 360-367.

46. Мошков Д.А., Подольский И .Я., Кашапова JI.A., Тирас Н.Р. и др. Количественная характеристика двигательной активности золотых рыбок Carassius auratus как возможный индикатор состояния маутнеровских нейронов. Ж. эволюц. биохим. физиол., 1982, 2, 155-160.

47. Мошков Д.А., Тирас Н.Р., Потемкин В.В. Влияние фаллоидина и длительной сенсорной стимуляции на ультраструктуру маутнеровских нейронов золотой рыбки. Цитология, 1984, 26, 12, 1351-1356.

48. Мошков Д.А. Адаптация и ультраструктура нейрона. Москва, Наука, 1985, 200 с.

49. Мошков Д.А., Тирас Н.Р. Различия цитоскелета в тормозных и возбуждающих синапсах. Цитология, 1987, 29, 2, 156-160.

50. Мошков Д.А., Мавлютов Т.А., Савельева J1.H. и др. Исследование Маутнеровских нейронов мальков золотой рыбки методом замораживания-скалывания. Разработка методики. Цитология, 1997, 39, 4\5, 267-272.

51. Мошков Д.А., Тирас Н.Р., Павлик JLJI. и др. Структурные различия между десмосомоподобными контактами в афферентных химических и смешанных синапсах Маутнеровских нейронов золотой рыбки. Морфология, 2001, 120, 4, 30-35.

52. Непомнящих В.А., Гремячих В.А. Связь между структурой траектории и асимметрией выбора направления движений у тиляпий Oreochromys mossambicus Peters (Cichlidae). Журнал общей биологии, 1993, 54, 5, 619-626.

53. Николлс Дж.Г., Мартин А.Р., Валлас Б.Дж., Фукс П.А. От нейрона к мозгу, М, «Едиториал УРСС», 2003.

54. Павлик Л.Л., Тирас Н. Р., Мошков Д. А. Актин в маутнеровских нейронах золотых рыбок после действия фаллоидина и адаптации к длительной стимуляции. Цитология, 1997а, 39, 12, 1109-1115.

55. Павлик Л.Л., Тирас Н.Р., Пахотина И.Д. и др. Индукция и длительное сохранение потенциации электрических ответов маутнеровских нейронов золотой рыбки во фрагментах продолговатого мозга, инкубируемых in vitro. Цитология, 19976, 39, 7, 541-545.

56. Павлик Л.Л., Тирас Н. Р., Мошков Д. А. Экспериментально вызванная деполимеризация актина разрушает адаптивное состояние нейрона. Морфология. 1998,114 (4), 24-27.

57. Павлик Л.Л., Тирас Н.Р., Пахотина И.Д. и др. Влияние цитохалазина D на структуру смешанных синапсов и их электротоническую проводимость. Цитология, 1999, 41,7, 590-597.

58. Павлик Л.Л., Тирас Н.Р., Мухтасимова Н.Ф. и др. Участие актина в электротонической проводимости смешанных синапсов маутнеровских нейронов золотой рыбки. Морфология, 2003, 123, 1,41-47.

59. Павлик Л.Л Ультраструктурные признаки измененного функционального состояния синаптической передачи. Автореф. Докторской дисс., Пущино, 2004.

60. Петруняка В.В., Костенко М.А. Структурно-функциональные особенностикальцийсвязывающих систем нейронов моллюсков. Ультраструктура нейронов и фармакологические воздействия. Пущино, 1981, 120-127.

61. Питере А., Палей С., Уэбстер Г. Ультраструктура нервной системы. 1972, М., «Мир»,

62. Санталова И.М., Мошков Д.А., Мавлютов Т.А. Особенности морфофункциональной реабилитации Маутнеровских нейронов после утомления. Цитология, 2000, 42, 4,351-357.

63. Сахаров Д.А. Гигантские нейроны Маутнера. Успехи соврем, биологии, 1961, 52, 1, 4, 112-124.

64. Селье Г. На уровне целого организма. М., «Наука», 1972.

65. Сепп Е.К. История развития нервной системы позвоночных. М., Медгиз, 1943.

66. Сорокина Н.Д., Селицкий Г.В., Косицын Н.С. Нейробиологические аспекты функциональной асимметрии полушарий при депрессии. Успехи физиол. наук. 2005, 36,2, 84-93.

67. Стикс Г. Токсин-анальгетик. В мире науки. 2005, июль.

68. Тирас Н.Р., Безгина E.H., Мошков Д.А. Синапсы с различной структурой синаптического контакта. Цитология, 1988, 30, 3, 342-345.

69. Тирас Н. Р., Жердев Г. В., Мошков Д. А. 1995. Ультраструктура маутнеровских нейронов рыб, адаптируемых к длительной стимуляции при воздействии этанола. Цитология. 37 (5-6), 430-439.

70. Тирас Н. Р., Михеева И. Б., Мошков Д. А. и др. 1998. Яд среднеазиатского черного скорпиона защищает маутнеровские нейроны от повреждающего действия длительной стимуляции. Морфология, 1998, 113, 1, 100-104.

71. Тирас Н.Р., Михеева И.Б., Мошков Д.А. и др. Маутнеровские нейроны рыб как тест-объект для скрининга ядов членистоногих. Докл. РАН. 1999, 364, 1, 123-125

72. Тирас Н.Р., Михеева И.Б., Мошков Д.А. и др. Яд скорпиона содержит физиологически активные соединения, влияющие на состояние нейронального актина. Докл. РАН, 1999, 368, 3, 416-419.

73. Тирас Н.Р., Михеева И.Б., Пахотин П.И. и Мошков Д.А. Морфофункциональные изменения адаптированных маутнеровских нейронов золотых рыбок при длительной ортодромной стимуляции слухового нерва in vitro. Морфология. 2003, 122, 6, 19-24.

74. Тирас Н.Р., Мошков Д.А. Поведенческое и ультраструктурное исследование влияния аппликации колхицина на маутнеровские нейроны золотой рыбки Carassius auratus. Ж. эволюц. биох.и физиол.,1978,14, 5,486-491.

75. Тирас Н.Р., Мошков Д.А., Пальмбах JI.P. Изучение структуры маутнеровских нейронов рыб, развивающихся из икры в условиях длительного космического полета. В кн.: «Успехи космической биофизики», Пущино, 1978, с. 69-77.

76. Тирас Н.Р., Мошков Д.А. Электронно-микроскопическое исследование нарушения тормозной передачи в афферентных связях маутнеровских нейронов. Цитология. 1979, 27, 1,40-45.

77. Тирас Н.Р., Мошков Д.А. Ультраструктура афферентных тормозных и возбуждающих синапсов Маутнеровских нейронов. Цитология, 1987, 29, 2, 156-160.

78. Тирас Н.Р., Павлик JI.J1., Мошков Д.А. Выявление актина и особенности организации цитоскелета в маутнеровских нейронах золотой рыбки. Цитология, 1990, 32, 4, 352-358.

79. Тирас Н. Р., Потемкин В. В., Мошков Д. А. 1990. Действие каиновой кислоты на маутнеровские нейроны адаптированных и неадаптированных рыб. Цитология, 32 (8), 795-800

80. Тирас Н.Р., Удальцов С.Н., Михеева И.Б. и др. Морфофункциональные изменения инкубируемых маутнеровских нейронов золотых рыбок под влиянием пептидов из яда скорпиона. Морфология. 2003, 123, 3, 40-45.

81. Тирас Н.Р., Удальцов С.Н., Михайлова Г.З., Мошков Д.А. Выявление с помощью электронной микроскопии в яде скорпиона пептидов, взаимодействующих с актином. Биологические мембраны, 2003, 20, 1, 73-77.

82. Удалова Т.П. и Карась А.Я. Асимметрия направления движения у беспозвоночных. В кн.: «Функциональная межполушарная асимметрия», под ред. В.Ф. Фокина. М., Научный мир, 2004, 163-178.

83. Фокин В.Ф. Эволюция центрально-периферической организации функциональной межполушарной асимметрии. В кн.: Функциональная межполушарная асимметрия, под ред. В.Ф. Фокина, М., Научный мир, 2004, 47-79.

84. Хайнд Р. Поведение животных. М., «Мир» 1975, 855 с.

85. Харитонова М.А., Левина Э.М., Ровенский Ю.А. Цитоскелетный контроль регуляции длины клеток. Онтогенез, 2002,33,1, 50-59.

86. Хоперская O.A. Амфибии. Методы биологии развития. М., Наука, 1974, 161-185.

87. Чернов Ю.В., Чепурнов С.А., Чепурнова Н.Е. Возможная роль синаптических везикул в новообразовании функционирующих синапсов. Цитология, 1874, 16, 8, 1025-1027.

88. Черноситов А.В., Орлов В.И. Функциональная асимметрия мозга и неспецифическая резистентность. В кн.: Функциональная межполушарная асимметрия, под ред. В.Ф. Фокина, М., Научный мир, 2004, 444-480.

89. Шейман И.М., Зубина Е.В., Бианки B.J1. Явления функциональной асимметрии у планарий. В кн.: Функциональная межполушарная асимметрия, под ред. В.Ф. Фокина, М., Научный мир, 2004,179-190.

90. Янюшина Г.В., Потемкин В.В., Мошков Д.А. Нейрохимическое исследование срезов мозга с Маутнеровскими нейронами золотой рыбки при адаптации к повторяющейся стимуляции. Цитология, 1990, 32, 1, 34-40.

91. Abbot L.E., Nelson S.B. Synaptic plasticity: taming the best. Nature Neurosci., 2003, 3, 1178-1183.

92. Ahern K.V.B., Lusting H.S., Greenberg D.A. Enhancement of NMD A toxicity and calcium responses by chronic exposure of cultured cortical neurons to ethanol. Neurosci Lett 1994, 165,211-214.

93. Aizawa H, Goto M, Sato T, Okamoto H. Temporally regulated asymmetric neurogenesis causes left-right difference in the zebrafish habenular structures. Dev Cell. 2007, 12(1), 87-98.

94. Alcana R.L., Finn D.A., Galleisky G.G. et al. Ethanol withdrawal in mice precipitated and exacerbated by hyperbaric exposure. Science 1985, 229, 772-774.

95. Allison D.W., Gelfand V.I., Spector I., Craig A.M. Role of actin in anchoring postsynaptic receptors in cultured hippocampal neurons: differential attachment of NMD A versus AMPA receptors. J. of Neurosci., 1998, 1, 18(7), 2423-2436.

96. Ampatzis K, Dermon CR. Sex differences in adult cell proliferation within the zebrafish (Danio rerio) cerebellum. Eur J Neurosci. 2007, 25(4), 1030-1040.

97. Andrew R.J. The nature of behavioural lateralization in the chick. In Andrew, R.J., ed. Neural and behavioural plasticity. The use of the chick as a model. Oxford: Oxford University Press, 1991, 536-554.

98. Aramaki S, Hatta K. Visualizing neurons one-by-one in vivo: optical dissection and reconstruction of neural networks with reversible fluorescent proteins. Dev Dyn. 2006, 235(8), 2192-2199.

99. Babbini M, Jones B.L, Alkana R.L. Effects of post-training ethanol and group housing upon memory of an appetitive task in mice. Behav and Neural Biol 1991, 56, 32-42.

100. Bai R., Taylor G.F., Schmidt J.M. et al. Interaction of dolastatin 10 with tubulin: induction of aggregation and dinding and dissociation reactions. Mol. Pharmacol., 1995, 47 (5), 965-976.

101. Bartelmez G.W. Mauthners cell and the nucleus motorius tegmenti. J. Comp. Neur., 1915, 25, 87-128.

102. Baumgarten R., Simmonds R., Rayol R., Carriot O. Effects of prolonged veightlessness on the swimming pattern pf fish aboard Skylab-3. Aviation, Space and Environmental Med., 1975,46, 902-906.

103. Bennett M.V.L., Godenough D.A. Gap junctions. Neurosci. Res. Progr. Bull., 1979, 16, 373-485.

104. Billings S.M., Swartz F.J. DNA content of Mauthnar cell nuclei in Xenopus laevis: a spectrophotometric study. Z. Anat. Entwickl. Gesch, 1969, 129, 14-23.

105. Bisazza A., Vallortigara G. Rotational bias in mosquitofish (Gambusia hoolbrooki): the role of lateralization and sun-compass navigation. Laterality, 1996, 1,2, 161-175.

106. Bisazza A., Cantalupo C., Robins A., Rogers L., Vallortigara G. Right-pawedness in toads. Nature, 1996, 379,408.

107. Bisazza A., Vallortigara G. Rotational swimming preferences in mosquitofish (Gambusia holbrooki): Evidence for brain lateralization? -Physiology and Behavior, 1997, 62, 1405-1407.

108. Bisazza A., Rogers L.J., Vallortigara G. The origins of cerebral asymmetry: a review of evidence of behavioural and brain lateralization in fishes, amphibians, and reptiles. Neurosci Biobehav Rev., 1998,22,411-426.

109. Bodian D. The structure of the vertebrate synapses. A study of the axon endings on mauthner cell and neighboring centers in the goldfish. J. Comp. Neurol., 1937, 68, 117-159.

110. Bodian D. Synaptic diversity and characterization by electron microscopy. In: "Structure and function of synapse", ed. By Pappas D. And Purpura D., Raven Press, N-Y, 1972, 45-65.

111. Bradshaw J.L., Rogers L.J. The evolution of lateral asymmetries, language, tool use, and intellect. New York: Academic Press; 1993.

112. Bray D., Thomas G. Unpolimerized actin in fibroblasts and brain. J.Mol.Biol., 1976, 105, 527-544.

113. Bruzzone R., White T.W. and Goodenough D.A. The cellular internet: on-line with connexins. BioEssays, 1996,18, 709-718.

114. Bubb M.R., Senderowicz A.M., Sausville E.A., Duncan K.L. and Korn E.D. Jasplakinolide, a cytotoxic natural product, induces actin polymerization and competitively inhibits the binding of phalloidin to F-actin. J. Biol. Chem. 1994. 269, 14869-14871.

115. Burgos M.H., Goda M., Inoue S. Fertilization-induced changes in the fine structure of stratified Arbacia eggs. II. Observations with electron microscopy. Biol. Bull., 2000, 199, 2,213-214.

116. Canfield J.G., Rose G.J. Activation of Mauthner neurons during prey capture. J. Comp. Physiol. A, 1993,172,611-618.

117. Canfield J.G. Nemporal constraints on visually directed C-start responses: behavioral and physiological correlates. Brain Behav. Evol., 2003, 61, 148-158.

118. Canfield J.G. Functional evidence for visuospatial coding in the Mauthner neuron. Brain Behav Evol. 2006, 67, 4,188-202.

119. Canfield J.G., Eaton R.C. Swimbladder acoustic pressure transduction initiated Mauthner -mediated escape. Nature, 1990, 347-760-762.

120. Cantiello H.F., Stow J.L., Prat S.G., Ansiello D.A. Actin filaments regulate epithelial Na+ channel activity. Amer. J. Physiol., 1991, 261, 882-886.

121. Celio V.R., Gray E.G., Yasargil G.M. Ultrastructure of the Mauthner axon collateral and its synapses in the goldfish spinal cord. J. of Neurocyt., 1979,1,1, 19-29.

122. Chilcote T.J., Siow Y.L. et al. Synapsin Ha bundles actin filaments. J. Neurochem., 1994, 63,4, 1568-1571.

123. Chin JH, Goldstein DV. Drug tolerance in biomembranes: a spin label study of the effects of ethanol. Science, 1977, 196, 684-685.

124. Chin JH, Parsons LM, Goldstein DY. Increased cholesterol content of erythrocyte and brain membranes in ethanol-tolerant mice. Biochem Biophys Acta 1978, 513, 358363.

125. Cantalupo C., Bisazza A., Vallortigara G. Lateralization of predatorevasion response in a teleost fish (Girardinus falcatus). Neuropsychologia, 1995, 33, 1637-1646.

126. Carlson J.N., Fitzgerald L.W., Keller Jr. R. W., Glick S.D. Lateralized changes in prefrontal cortical dopamine activity induced by controllable and uncontrollable stress in the rat. Brain Res., 1993, 630, 178-187.

127. Capogna M., Gahwiler B.N., Thompson S.M. Calcium-independent actions of a-latrotoxin on spontaneous and evoked synaptic transmission in the hippocampus. J. Neurophysiol., 1996, 76, 5, 3149-3158.

128. Cestele S., Borchani L., El Ayeb M., Rochat H. Bot IT2.: a new scorpion toxin to study receptor site on insect sodium channels. FEBS Letters, 1997, 405, 77-80.

129. Cestele S., Gordon D. Depolarization differentially affects allosteric modulation by neurotoxins of scorpion a-toxin binding on voltage-gated sodium channels. J. Neurochem., 1998, 70, 3, 1217-1226.

130. Colonnier M., Guillery R.W., Synaptic organization in the lateral geniculate nucleus of the monkey. Z. Zellforsh. Mikrosc. Anat., 1964, 62, 333-355.

131. Cochran S., Hackett J., Brown D. The anuran Mauthner cell and its synaptic bed. Neuroscince, 1980, 5, 1629-1646.

132. Concha M.L., Wilson S.W. Asymmetry in the epithalamus of vertebrates. J.Anat., 2001, 199, 1-2, 63-84.

133. Cooper J.A. Effect of cytochalasin and phalloidin on actin. J. Cell Biol. 1987, 105, 14731478.

134. Corzo G., Escoubas P., Villegas E., Barnham K.J., He W., Norton R.S., Nakajima T. Characterization of unique amphipatthic antimicrobial peptides from venom of the scorpion Pandinus imperator. Biochem. Society, 2001, 359, 35-45.

135. Cramer L.P. Role of actin filament disassembly in lamellipodium protrusion in motile cells revealed by the drug jasplakinolide. Current Biol. 1999, 9,1095-1105.

136. Crews P., Manes L. and Boehler M. Jasplakinolide, a cyclodepsipeptide from the marine sponge Jaspise sp. Tetr. Hedrn. Lett. 1986,27,2797-2800.

137. Cristofanilli M., Akopian A. Calcium channel and glutamate receptor activities regulate actin organization in salamander retinal neurons. J Physiol. 2006, 575(2), 543-554.

138. Csillik B., Fazakas J., Nemcsok J. et al. Effect of pesticide Deltamethrin on the Mauthner cells offish. Neurotoxicology, 2000, 21, 343-352.

139. Davey D.E., Bennett M. Variation in the size of synaptic contracts along developing and mature motor terminal branches. Developmental Brain Res., 1982, 5, 11-12.

140. Dawson D., Reid K. Fatigue, alcohol and performance impairment. Nature 1997, 388,235.

141. Deckel A.W. Laterality of aggressive responses in Anolis.J. Exp. Zool., 1995, 272, 194— 200.

142. Dehesa-Davila M., Ramirez A.N. et al. Structural and functional comparison of toxins from the venom of the Scorpions Centruroides infamatus infamatus, Centruroides limpidus limpidus and Centruroides noxius.Comp. Biochem. Physiol., 1996, 113B, 331-339.

143. Delepierre M., Prochnica-Chalufour A., Possani L.D. A novel potassium channel blocking toxin from the scorpion Pandinus imperator: §!H NMR analysis using a nano-NMR probe. Biochemistry, 1997, 36, 9, 2649-2658.

144. Demerens C., Stankoff B. et al. Induction of mielinization in the central nervous system by electrical activity. Proc. Nat. Acad. Sci. USA, 1996, 93,18, 9887-9892.

145. De Saint Jan D., David-Watine B., Korn H., Bregestovski P. Activation of human al and a2 homomeric glicine receptors by taurine and GABA. J. of Neurophysiol., 2001, 535, 741-755.

146. Detwiller S. Further experiments upon the extirpation of Mauthners neurons in amphibian embryos J. Exp. Zool., 1933, 64,415-431.

147. Diamond J. The mauthner cell. In: "Fish physiology", Hoar W. And Kandell D. (eds), Acad.Press, N-Y, 1971, 5, 265-346.

148. Diamond J, Huxley AF. The activation and distribution of GABA and L-glutamate receptors on goldfish Mauthner neurons: an analysis of dendritic remote inhibition. J. Physiol. 1968,194, 669-723

149. Diana G, Valentini G, Travaglione S, Falzano L, Pieri M, Zona C, Meschini S, Fabbri A, Fiorentini C. Enhancement of learning and memory after activation of cerebral Rho GTPases. Proc. Natl. Acad. Sci. USA. 2007, 104(2), 636-641.

150. Dill L.M. 'Handedness' in the Pacific tree frog (Hyla regilla). Can. J. Zool., 1977, 55, 1926-1929.

151. Dildy-Mayfield J.E., Harris R.A. Ethanol inhibits kainate responses of glutamate receptors expressed in Xenopus oocytes: role of calcium and protein kinase C. J. Neurosci. 1995, 15,3162-3171.

152. Dudet L.I., Cheiller P. et al. Pasteurella multocida toxin stimulates mitogenesis and cytoskeleton reorganization in Swiss 3T3 fibroblasts.J. Cellular Physiol. 1996, 68, 173-182.

153. Dudina E.E., Korolkova Y.V., Bocharova N.E. et al. OsK2, a New Selective Inhnbitor of Kv 1.2 Potassium Channels Purified from the venom of the Scorpion Orthochirus Scrobiculosus.-Biochem. and Biophys. Res. Commun., 2001, 286, 841-847.

154. Eaton R., Farley R. Devolopment of the Mauthner neuron in embryos and larvae of the zebrafish Brachydanio rerio. Copeia, 1973, 4, 673-682/

155. Eaton R., Farley R. Mauthner r neuron field potential in newly hatched larvae of the zebrafish. J. Neurophysiol., 1975, 38, 502-512.

156. Eaton R., Bombardieri R., Meyer D. The Mauthner-initiated startle response in teleost fish. J.Exp. Biol. 1977, 66, 65-81.

157. Eaton R., Farley R., Kimmel C., Schabtach E. Functional development in the mauthner cell system of embryos and larvae of the zebrafish. J.Neurobiol., 1977, 8,151-172.

158. Eaton R., Bombardieri R. Behavioral function of the mauthner neuron. In: "Neurobiology of the mauthner cell", Faber D. and Korn H (eds), Raven Press, N-Y, 1978, 221-244.

159. Eaton R.C., Lavender W.A. and Wieland C.M. Identification of Mauthner-initiated response patterns in goldfish: Evidence from simultaneous cinematography and electrophysiology. J. Comp. Physiol., 1981, 144, 521-531.

160. Eaton R.C., Nissanov J., Wieland C.M. Differential activation of Mauthner and non-Mauthner startle circuits in the zebrafish: implications for functional substitution. J. Comp. Physiol. A. 1984, 155, 6, 813-820.

161. Eaton R.C., Nissanov J. A review of Mauthner initiated escape behavior and its possible role in hatching in the immature zebrafish, Brachydanio rerio. Environ. Biol. Fishes, 1985, 12, 265-279.

162. Eaton R.C., Lee R.K., Foreman M.B. The Mauthner cell and other identified neurons of the brainstem escape network of fish. Prog. Neurobiol., 2001, 63, 467-485.

163. Faber D.S., Klee MR. Ethanol suppresses collateral inhibition of the goldfish Mauthner cell. Brain Res. 1976, 104, 347-353.

164. Faber D.S., Korn H. Electrophysiology of mauthner cell: basic properties, synaptic mechanisms and associated networks. In: "Neurobiology of the mauthner cell", Faber D. and Korn H (eds), Raven Press, N-Y, 1978, 47-131.

165. Faiz M. A., Harris J. B., Maltin C. A., Mantle D. Comparison of structural protein and proteolytic enzyme levels in degenerating rat muscle induced by Notechis scutatus venom. Comp. Biochem. Physiol., 1995,110B (1), 241-253.

166. Fallgatter A.J., Roesler M., Sitzmann L. et al. Loss of functional hemispheric asymmetry in Alzheimer's dementia assessed with near-infrared spectroscopy. Cognitive Brain Res., 1997, 6, 67-72.

167. Fernald D.R. Fast body turns in a cichlid fish. Nature, 1975, 258, 226-229.

168. Fifkova E. Actin in nervous system. Brain Res., 1985, 9, 187-215.

169. Fifkova E., Cullen-Docrstader. Calcium distribution in dendritic spines in the dentate fascia varies with age. Brain Res., 1986, 376, 357-362.

170. Flatau G., Lemichez E. et al. Toxin-induced activation of the G protein p 21 Rho by deamidation of glutamine. Nature, 1997. 387, 6634, 729-733.

171. Fletcher M.D., Possani L.D., Fletcher P.L. Morphological studies by light and electron microscopy of pancreatic acinar cells under the effect of Titius serrulatus venom. Cell and Tissue Res., 1994, 278, 2,255-264.

172. Foreman M.B., Eaton R.C. The direction change concept for reticulospinal control of goldfish escape. J. Neurosci., 1993, 13, 4101-4113.

173. Furshpan T.J., Furukawa T. Intracellular and extracellular responses of the several regions of the Mauthner cell. J.Neurophysiol., 1962,25, 732-771.

174. Furukawa T., Ishii Y. Neurophysiological studies on hearing in goldfish. J. Neurophysiol., 1967, 30, 1377-1403.

175. Furukawa K., Mattson M.P. Cytochalasins protect hippocampal neurons against amyloid P-peptide toxicity: evidence that actin depolimerization suppresses Ca2+ influx. J. of Neurochem., 1995,65, 3,1061-1068.

176. Galkin V.E., Orlova A., Lukoyanova N., Wriggers W. and Egelman E.H. Actin depolymeraizing factor stabilizes an existing state of actin and can change the tilt of F-actin subunits. J. of Cell Biol. 2001, 153, 1, 75-86.

177. Garfield and Cardell. Endoplasmic reticulum: routh and smooth. International reviw of cytology. San Diego. Acad. Press, Suppl., 1987.

178. Geiger B, Avnur Z, Volberg T, Volk T. Molecular domains of adherence junction. In: Edelman G, Thiery J-P, eds, The Cell in Contact. New York: Wiley J & Sons, 1985, 461-489.

179. Geiger B, Ginsberg D. The cytoplasmic domain of adherens type junctions. Cell. Motil. Cytoskel., 1991,20, 1-6.

180. Glick S.D., Shapiro R.M. Functional and neurochemical mechanisms of cerebral lateralization in rats. In: Glick, S.D., ed. Cerebral lateralization in nonhuman species. New York: Academic Press, 1985,158-184.

181. Gonzales RA. NMDA receptors exit alcohol research. Trends Pharmacol Sci 1990; 11: 137-139.

182. Goode BL, Eck MJ. Mechanism and function of formins in the control of actin assembly. Annu Rev Biochem., 2007, 76, 593-627.

183. Green A.J. Asymmetrical turning during spermatophore transfer in the male smooth newt, Triturus vulgaris. Animal Behaviour, 1997, 54, 343-348.

184. Gronewold T.M.A., Sasse F. et al. Effects of rhizopodin and latrunculin B on the morphology and on the actin cytoskeleton of mammalian cells. Cell Tissue Res. 1999, 295,121-129.

185. Gurusinghe C.J. and Ehrlich D. Age, sex, and hormonal effects on structural asymmetry of the medial habenular nucleus of the chicken brain. Cell. Tiss. Res., 1985, 240, 149152.

186. Gu"ntu"rku"n O. Adult persistence of head-turning asymmetry.-Nature, 2003, 421, 6924, 711.

187. Habermann E., Cheng-Raude D. Central neurotoxicity of apamin, crotamin, phospholipase A and amanitine. Toxicon, 1975,13, 465-473.

188. Hagler D.J., Goda Y. Synaptic adhesion: the building blocks of memory. Neuron, 1998, 20, 1059-1062.

189. Harwell O.D., Sweeney M.L., Kirkpatrick F.H. Conformation changes of actin during formation of filaments and paracrystals and upon interaction with DNase I, cytochalasin B, and phalloidin. J. of Biol. Chem., 1980,255, 3,1210-1220.

190. Hassler JA, Moran DJ. The effect of ethanol on embryonic actin: a possible role in teratogenesis. Experientia, 1986, 5, 575-577.

191. Hasson A., Shon K.-Y., Olivera B.M., Spira M.E. Alterations of voltage-activated sodium current by a novel conotoxin from the venom of Conus gloriamaris. J. Neurophysiol., 1995, 73, 3, 1295-1302.

192. Hendricks M., Jesuthasan S. Asymmetric innervation of the habenula in zebrafish. J Comp. Neurol. 2007, 502(4), 611-619.

193. Heuser J.E., Reese T.S., Dennis M.J. et al. Synaptic vesicle exocytosis captured by quick freezing and correlated with quantal transmitter release. J. Cell Biol., 1979, 81, 275300.

194. Hill A.J. Teraoka H., Heideman W., Peterson R. Zebrafish as model vertebrate for investigating chemical toxicity. Toxicological sciences, 2005, 86, 1,6-19.

195. Hobert O., Johnston Jr. R.J. and Chang S. Left-right asymmetry in the nervous system: the Caenorhabditis Elegans model. Nature reviews, 2002, 3, 4, 629-640.

196. Hong S-Y., Lee H., You W-K. et al. The snake venom disintegrin salmosin induces apoptosis by disassembly of focal adhesions in bovine capillary endothelial cells. Biochem.Biophis.Res.Commun., 2003, 302, 502-508.

197. Home EA, Dell'Acqua ML. Phospholipase C is required for changes in postsynaptic structure and function associated with NMDA receptor-dependent long-term depression. J. Neurosci. 2007, 28, 27(13), 3523-3534.

198. Jaravin V., Nolde D., Reibarkh M. et al., Three-demensional structure of toxin osk 1 from Orthochirus scrobiculosus scorpion venom. Biochemistry, 1997, 36, 6, 1223-1232.

199. Jerusalinsky D., Harvey A. L. Toxins from mamba venoms: small proteins with selectivities for different subtypes of muscarinic acetylcholine receptors. Trends Pharmacol. Sci., 1994,15,11, 424-430.

200. Jonas P., Bischofberger J., Sandruhler J. Co-release of two fast neurotransmitters at a central synapse. Science, 1998,281,419-424.

201. Kashapova L.A., Moshkov D.A., Bezgina E.N. Active zones and plasticity of motor nerve terminals. In: Plasticity of Motoneuronal Connections. Elsevier Sci. Pub., 1991, 163173.

202. Kharrat R., Mansuelle P., Sampieri F. et al. Maurotoxin, a four disulfide bridge toxin from Scorpio maurus venom: purification, structure and action on potassium channels. FEBS Lett., 1997, 406,3, 284-290.

203. Kidokoro Y., Yen E. Synaptic contacts between embryonic xenopus neurons and myotubes formed from a rat skeletal muscle cell line. Develop. Biol., 1981, 86, 1, 12-18.

204. Kimmel Ch. B., Schabtach F. Pattering in synaptic knobs which connect with Mauthner's cell (Ambystoma mexicana). J. Compar. Neurol., 1974,156, 49-80.

205. Kimmel Ch. B., Sessions S. K., Kimmel R. J. Morphogenesis and synaptogenesis of the zebrafish Mauthner neuron. J. Compar. Neurol., 1981, 198, 101-120.

206. Kimmel Ch.B., Powell S.L., Kimmel R.J. Specific reduction of development of the Mauthner neuron lateral dendrite after otic capsule ablation in Brachyodanio rerio.-Develop. Biol., 1982,91,2,468-473.

207. Kleerekoper H., Timms A.M., Westlake G.F. et al. Inertial Guidance System in the Orientation of the Goldfish (Carassius auratus). Nature, 1969, 223, 5205,501-502.

208. Korichneva I., Hammerling U. F-actin as a functional target for retro-retinoid: a potential role in anhydroretinol-triggered cell death. J. Cell. Sci., 1999, 112, 2521-2528.

209. Korn H., Faber D. The mauthner cell as a model for multidisciplinary research in neurobiology. In: " Neurobiology of the mauthner cell", Faber D. and Korn H (eds), Raven Press, N-Y, 1978, 271-279.

210. Korn H., Faber D. The Mauthner cell half a century later: a neurobiological model for decision-making? Neuron, 2005, 47, 13-28.

211. Kozlov S., Lipkin A., Nosyreva E. et al. Purification and cDNA cloning of an insecticidal protein from the venom of the scorpion Orthochirus scrobiculosus. Toxicon, 2000, 38,361-371.

212. Krendel M, Gloushankova NA, Bonder EM et al. Myosin-dependent contractile activity of the actin cytoskeleton modulates the spatial organization of cell-cell contacts in cultured epitheliocytes. Proc. Natl. Acad. Sci. USA, 1999, 17, 96(17), 9666-9670.

213. Kulkarni S.K, Mehta A.K, Ticku M.K Comparison of anticonvulsant effect of ethanol against NMDA, kainic acid and picrotoxin-induced convulsions in rats. Life Sci. 1990, 46, 481-487.

214. McBurney, Neering. Neuronal calcium homeostasis. Trends in Neurosci., 1987, 10, 164169.

215. Macdonald RL. Ethanol, Y-aminobutyrate type A recep-tors, and protein kinase C phosphorylation. Proc Natl Acad Sci 1995, 92, 36333635.

216. McEwen B.S. Effects of adverse experiences for brain structure and function. Biol. Psychiatry, 2000, 48, 721-731.

217. Magazanic L.G. Fedorova Y.M.,Kovalevskaya G.I. et al. Selective presynaptic insectotoxin (alfa-latroinsectotoxin) isolated from black widow spider venom. Neuroscience, 1992,46, 1, 181-188.

218. Martin M-F., Couraud F. Handbook of neurotoxicology. New-York, Marcel Dekker, 1995.

219. McNiven M.A. Dinamin: a molecular motor with pinchase action. Cell, 1998, 94, 2, 151154.

220. Markharm J.A, Fifkova E, Scheetz A. Effect of chronic ethanol consumption on the fine structure of the dentate gyrus in long-sleep and short-sleep mice. Exp. Neurol. 1987; 288, 145-149A.

221. Massey P.V, Bashir Z.I. Long-term depression: multiple forms and implications for brain function. Trends Neurosci. 2007, 30(4), 176-84.

222. Meyhew T.M. Basic stereological relationship for quanti-tative microscopical anatomy-a simple systematic approach. J. Anat., 1979, 129, 95-105.

223. Mironov S.L., Fry G.D., Taylor L. et al. Effects of acute and chronic ethanol treatment on pre- and post-synaptic responses to baclofen in rat hippo-campus. Brain Res. 1991, 560, 84-91.

224. Model P.G., Highstein S.M., Bennett M.V.L. Depletion of vesicles and fatigue of transmission at a vertebrate central synapse. Brain Res., 1975, 98, 209-228.

225. Moshkov D.A., Tiras N.R., Saxon M.Ye. Phalloidin changes the synaptic contacts ultrastructure. Naturwissenschafiten, 1980, 67, 194-195.

226. Moshkov D.A., Santalova I.M. Distribution of calcium pyroantimonate precipitates in Xenotoca Mauthner cells at normal and increased functional activity. Neuroscience, 1995,65,3,917-925.

227. Moshkov D.A., Mukhtasimova N.F., Pavlik L.L. et al. In vitro long-term potentiation of electrotonic responses of goldfish Mauthner cells is accompanied by ultrastructural changes at afferent mixed synapses. Neuroscience, 1998, 87, 3, 591-605.

228. Moshkov D.A., Tiras N.R., Pavlik L.L. et al. Structural differences between desmosome-like contacts in afferent chemical and mixed synapses of Mauthner neurons in the goldfish. Neurosci. and Behav. Physiol., 2003, 32, 5, 471-476.

229. Moulton J.M., Barron S.E. Asymmetry in the Mauthner cells of the goldfish brain. Copeia, 1967, 4, 6, 836-837.

230. Nakajima Y. Fine structure of the synaptic endings on the Mauthner cell of the goldfish. J. Comp. Neurol., 1974, 156, 375-402.

231. Nakajima Y., Kohno K. Fine structure of the mauthner cell: synaptic topography and comparative study. In ""Neurobiology of the mauthner cell", Faber D. and Korn H. (eds), Raven Press, N-Y, 1978, 133-166.

232. Nakayama H., Oda Y. Common sensory inputs and differential excitability of segmentally homologous reticulospinal neurons in the hindbrain. J. Neurosci., 2004, 24, 31993209.

233. Neuhoff H, Sassoe-Pognetto M, Panzanelli P, Maas C, Witke W, Kneussel M. The actin-binding protein profilin I is localized at synaptic sites in an activity-regulated manner. Eur. J. Neurosci. 2005, 21(1), 15-25.

234. Neurotoxins. 1996. In: Trends in neurosciences. Elsevier Trends J. Suppl., 1-37.

235. Nissanov J., Eaton R.C., DiDomenico. The motor output of the Mauthner cell, a reticulospinal command neuron. Brain Res., 1990, 517, 1/2, 88-98.

236. Nottebohm, F. Origins and mechanisms in the establishment of cerebral dominance. In M. S. Gazzaniga (Ed.), Handbook of behavioral neurobiology. New York: Plenum, 1979, 2, 295-334.

237. Offenhauser N, Castelletti D, Mapelli L. et al. Increased ethanol resistance and consumption in Eps8 knockout mice correlates with altered actin dynamics. Cell. 2006, 127(1), 213-26.

238. Okamoto K., Narayanan R., Lee SH. et al. The role of CaMKII as an F-actin-bundling protein crucial for maintenance of dendritic spine structure, 2007, 10, 104(15), 64186423.

239. O'Malley D., MacDonald N., Mizielinska S. et al. Leptin promotes rapid dynamic changes in hippocampal dendritic morphology. Mol. Cell Neurosci. 2007, 35(4), 559-72.

240. Orlova A., Egelman E.H. Structural dynamics of F-actin.I/Changes in the C-terminus. J. Mol. Biol. 1995, 245, 582-597.

241. Oppenheimer J.N. Locomotion reactions of Fundulus embryos with abnormal Mauthner's neurons. Proc.Soc.Exp.Biol.Med.1945, 58, 338-340.

242. Orrenius S., McConkey D.Y., Bellomo G. et al. Role of Ca++ in toxic cell killing. Tr. In Neurosci., 1989, 10, 281-285.

243. Ortega-Perez I., Murray K., Lledo P.M. The how and why of adult neurogenesis. J. Mol. Histol., 2007, Jun 29.

244. Parng C., Seng W.L., Semino C., McGrath P. Zebrafish: a preclinical model for drug screening. Assay and drug develop, technology. 2002, 1,1.

245. Pascual A., Huang K.-L., Neveu J. and Preat T. Brain asymmetry and long-term memory. -Nature, 2004, 427, 6975, 605.

246. Patten SA, Ali DW. AMPA receptors associated with zebrafish Mauthner cells switch subunits during development. J Physiol. 2007, 581(Pt 3), 1043-1056.

247. Paula-Barbosa MM, Tavares MA. Long-term alcohol consumption induces microtubular changes in the adult rat cerebellar cortex. Brain Res 1985, 339,195-199.

248. Pavlik LL, Moshkov DA. Actin in synaptic cytoskeleton during long-term potentiation in the hippocampal slices. Acta Histochem 1992, 41, 257-264.

249. Pearson A.A. The acustico-lateral nervous system in fishes. J. Compar. Neurol., 1936, 64, 2, 235-273.

250. Pereda A., Triller A., Korn H., Faber D.S. Dopamine enhances both electrotonic coupling and chemical excitatory postsynaptic potentials at mixed synapses. Proc. Natl. Acad. Sci. USA, 1992, 89,2068-2092.

251. Pereda A., Rash j.E., Nagy J.I., Bennett M.V. Dinamics of electrical transmission at club endings on the Mauthner cells. Brain Res. Brain Res. Rev., 2004,47, 227-244.

252. Peters A., Paley S.L., Webster HdeF. The fine structure of the nervous system. Neurons and their supporting cells. Oxford University Press, New-York Oxford. 1991.

253. Picard J.J. Ultrastructure of cement gland of Xenopus laevis. J. Morphol., 1976, 148, 193208.

254. Pollard TD. Regulation of actin filament assembly by Arp2/3 complex and formins. Annu Rev Biophys Biomol Struct. 2007, 36, 451-77.

255. Preuss T. and Faber D. S. Central Cellular Mechanisms Underlying Temperature -Dependent Changes in the Goldfish Startle Escape Behavior. J. Neurosci., 2003, 23, 13, 5617-5626.

256. Preuss T., Osei-Bonsu P.E., Weiss S.A. et al. Neural representation of object approach in a decision-making motor circuit. J. Neurosci. 2006, 26(13), 3454-64.

257. Proepper C., Johannsen S., Liebau S. et al. Abelson interacting protein 1 (Abi-1) is essential for dendrite morphogenesis and synapse formation. EMBO J. 2007, 7, 26(5), 1397-1409.

258. Protti D.A., Uchitel O.D. Transmitter release and presynaptic Ca2+ currents blocked by the spider toxin d)-aga-IVA. Neuroreport, 1993, 5, 3, 333-336.

259. Purves D. Functional and structural changes in the mammalian sympathetic neurons following colchicines application to postganglionic nerves. J. Physiol., 1976, 259, 159-175.

260. Rees M.K., Young M. J. Biol. Chem. 1967, 242, 4449-4458.

261. Reis H.J., Prado M.A.M., Kalapothakis E. et al., Inhibition of glutamate uptake by a polypeptide toxin (Phenoneutriatoxin 3-4) from the spider Phoneutria nigriventer. Biochem. J. 1999, 343, 413-418.

262. Ren H, Xiang Y. The function of actin-binding proteins in pollen tube growth. Protoplasma. 2007, 230 (3-4), 171-82.

263. Reuner K.H., Dunker D. et al. Regulation of actin synthesis in rat hepatocytes by cytoskeletal rearrangements. Eur. J. Cell Biol., 1996, 69, 2, 189-196.

264. Rigo J.M., Legendre P. Frequency-dependent modulation of glycine receptor activation recorded from the zebrafish larvae hindbrain. Neuroscience. 2006, 140(2), 389-402.

265. Robertson D. Cytochalasin D blocks touch learning in Octopus vulgaris. Proc. R. Soc. Lond., 1994, 258,61-66.

266. Robertson J.D., Thomas M.D., Bodeheimer S., Stage D.E. The ultrastructure of Mauthner cell synapses and nodes in goldfish brain. J. Cell Biol., 1963,19, 159-199.

267. Robertson J.D. Cytochalasin D blocks touch learning in Octopus vulgaris. Proc. R. Soc. Lond. 1994, 258,61-66.

268. Rogers L.J. Behavioral, structural and neurochemical asymmetries in the avian brain: a model system for studying visual development and processing. Neurosci. Biobehav. Rev, 1996, 20, 487-503.

269. Rosen G.D. Cellular, morphometric, ontogenetic and connectional substrates of anatomical asymmetry. Neurosci. and Biobehav. Rev., 1996, 20,4,607-615.

270. Rosenmund C, Westbrook GL. Calcium induced actin depolymerization reduced NMDA channel activity. Neuron 1993,10, 805-814.

271. Ryugo D.K., Wu M.M. and Pongstaporn T. Activity-related features of synapse morphology: a study of endbulbs of held. J. Comp. Neurol., 1996, 365, 3, 141-158.

272. Sachs F. Biophysics of mechanoreception. Membr. Biochem., 1986, 6, 173-175.

273. Saito S.-Y, Watabe S. et al. Effect of dimeric macrolides, bisteonellide A and swinholide A. J. Biochem., 1998, 17, 1391-1404.

274. Sala-Catala J., Torrero C., Regalado M. et al. Movement activity recovers the loss of spines owing to chronic immobilization. Neuroreport. 2007 5, 18(4), 381-384.

275. Salas C., Broglio C., Rodrigues F. Evolution of forebrain and special cognition in vertebrates: conservation across diversity. Brain Behav. Evol., 2003, 62, 72-82.

276. Samson HH, Harris RA. Neurobiology of alcohol abuse. Trends Pharmacol. Sci., 1992, 13, 206-211.

277. Sandvig K., Garred Q. et al. Importance of glycolipid synthesis for butyric acid induced sensitization to Shiga toxin and intracellular sorting to toxin in A431 cells. Molecular Biology, 1996, 17,1391-1404.

278. Schmandke A., Schmandke A., Strittmatter S.M. ROCK and Rho: biochemistry and neuronal functions of Rho-associated protein kinases. Neuroscientist. 2007, 13(5), 454-69.

279. Schmidt R.E., Dorsey D.A., Beaudet L.N. et al. Vacuolar neuritic dystrophy in aged mouse superior cervical sympathetic ganglia is strain-specific. Brain Res., 1998, 806, 2, 141-151.

280. Schubert V., Dotti C.G. Transmitting on actin: synaptic control of dendritic architecture. J. Cell Sci. 2007,120 (2), 205-212.

281. Schuster Th. Experimental alteration in number and length of different membrane complexes on axosomatic contact in the trout (Salmo iridens, Gibbon, 1885). J. Hirnforschung, 1978, 19, 45-73.

282. Sdrulla A.D., Linden D.J. Double dissociation between long-term depression and dendritic spine morphology in cerebellar Purkinje cells. Nat. Neurosci. 2007, 10(5), 546-548.

283. Sekino Y., Kojima N., Shirao T. Role of actin cytoskeleton in dendritic spine morphogenesis. Neurochem. Int. 2007, 51(2-4), 92-104.

284. Sheikh S., Gratzer W.B. et al. Actin polymerization regulates integrin- mediated adhesion as well as rigidity of neutrophils. Biochem. Biophys. Res. Commun. 1997, 238, 910915.

285. Sherwood C.C., Wahl E., Erwin J.M. et al. Histological asymmetries of primary motor cortex predict handedness in chimpanzees (Pan troglodytes).J. Comp. Neurol. 2007, 503(4), 525-37.

286. Sierra-Paredes G., Oreiro-Garcia T., Nunez-Rodriguez A. et al. Seizures induced by in vivo latrunculin a and jasplakinolide microperfusion in the rat hippocampus. J. Mol. Neurosci. 2006, 28(2), 151-160.

287. Smith S.J., Augusta G.J. Calcium ions, active zones and synaptic release. Tr. In Neurosci., 1988, 11,458-464.

288. Smith D.E., Davis D.L. Effect of prenatal administration of ethanol on the CA1 pyramidal cell of the hippocampus and Purkinje cell of the cerebellum: an ultrastructural survey. J. Neurocytol., 1990,19, 708-717.

289. Spudich J.A., Watt S. The regulation of rabbit skeletal muscle contraction. I. Biochemical studies of the interaction of the tropomyosin-troponin complex with actin and the proteolytic fragments of myosin. J. Biol. Chem. 1971, 246,4866-4871.

290. Stefanelli A. The Mauthner apparatus in the Ictiopsida: its nature and function and correlated problems of neurohistogenesis. Q. Rev. Biol., 1951, 26,17-34.

291. Steiner В., Wolf S., Kempermann G. Adult neurogenesis and neurodegenerative disease. RegenMed. 2006, 1(1), 15-28.

292. Stevens Ch.F. A million dollar question: does LTP =memory? Neuron, 1998, 20,1-2,

293. Sur C., Korn H., Triller A. Colocalization of somatostatin with GABA or glutamate in distinct afferent terminal presynaptic to the Mauthner cell. J. Neurosci. 1994, 14, 576-589.

294. Sur C., McKernan R., Triller A. GABAa receptor-like immunoreactivity in the goldfish brainstem with emphasis on the mauthner cell. Neurosci., 1995, 66,3, 697-706.

295. Suzuki M., Miyazaki K. et al. F-actin network may regulate a CI" channel in renal proximal tubule cells. J. Membr. Biol., 1993, 134, 31- 39.

296. Swinny J.D., Valentino R.J. Corticotropin-releasing factor promotes growth of brain norepinephrine neuronal processes through Rho GTPase regulators of the actin cytoskeleton in rat. Eur J Neurosci. 2006, 24(9), 2481-2490.

297. Szabo T.M., McCormick C.A., Faber D.S. Otolith endorgan input to the Mauthner neuron in the goldfish. J. Сотр. Neurol. 2007, 10, 511-525.

298. Tai C.Y., Mysore S.P., Chiu C., Schuman E.M. Activity-regulated N-cadherin endocytosis. Neuron, 2007, 7; 54(5), 771-85.

299. Tamura K., Shan W.-S. et al. Structure-function analysis of cell adhesion by neural N-cadherin. Neuron, 1998, 20, 1153-1163.

300. Tanaca H., Nasu F., Inomata K. Fetal alcohol effects: decreased synaptic formations in the fields С A3 of fetal hippocampus. Int. J. Develop Neurosci 1991, 9, 509-517.

301. Tang L., Hung C., Schuman E. A role for the cadherin family of cell adhesion molecules in hippocampal long-term potentiation. Neuron, 1998, 20, 6, 1165-1175.

302. Thomas S.G., Huang S., Li S., Staiger C.J., Franclin-Tong V.E. Actin depolimerasition is sufficient to induce programmed cell death in self-incompatible pollen. J. of Cell Biol., 2006, 174, 2, 221-229.

303. Thomson A.M. Facilitation, augmentation and potentiation at central synapses. Trends Neurosci., 2000, 23, 7, 305-312.

304. Tiras N.R, Pavlik L.L, Moshkov D.A. Alterations in the cytoskeleton of the goldfish Mauthner cells under various pharmacological treatments. Acta Histochem., 1992, 41, 249-256.

305. Tiras N.R., Zherdev G.V., Moshkov D.A. Ultrastructure of Mauthner cells in fish adapted to long-duration vestibular stimulation and the effect of ethanol. Neural Plasticity, 1999, 6, 4,91-102.

306. Tiras N.R., Mikheeva I.B., Moshkov D.A. et al. Central Asian black scorpion venom protects Mauthner neurons from damage to prolonged stimulation. Neurosci. Behav. Physiol. 1999, 29,3,251-255.

307. Tolias K.F., Bikoff J.B., Kane C.G. et al. The Racl guanine nucleotide exchange factor Tiaml mediates EphB receptor-dependent dendritic spine development. Proc. Natl. Acad Sci. USA. 2007, 24, 104(17), 7265-7270.

308. Torri-Tarelli F., Grohovaz F., Fesce R. and Ceccarelli B. Temporal coincidence between synaptic vesicles fusion and quantal secretion of acetylcholine. J. Cell Biol., 1985, 101,1986-1999.

309. Triller A., Korn H. Mise en évidence électrophysiologique et anatomique des neurons vestibulairs comisuraux chez la Tanche (Tinea tinea). C.R. Acad. Sci. Paris.a-D., 1978, 286,89-92.

310. Triller A., Cluzeaud, Korn H. Gamma-aminobutiric-containing terminals can be apposed to glicine receptors at central synapses. J. Cell Biol., 1987, 104, 947-958.

311. Tuttle R., Masuka S., Nakajima Y. Freeze-fracture study of the large myelinated club endings synapses on the goldfish Mauthner cell: special reference to the quantitative analysis of gap junctions. J. Comp. Neurol., 1986,246,202-211.

312. Uribe R, Jay D. A review of actin binding proteins: new perspectives. Mol. Biol. Rep., 2007.

313. Uchida N. and Honjo Y. The catenin/cadherin adhesion system is localised in synaptic junction bordering transmitter release zones. J. Cell Biol., 1996, 135, 767-779.

314. Valdivia H. H., Kirby M. S., Lederer W. J., Coronado R. Scorpion toxins targeted against the sarcoplasmic reticulum Ca2- release channel of skeletal and cardiac muscle.-Proc. Nat. Acad. Sci. USA, 1992, 89,24, 12185-12189.

315. Vallortigara G. Comparative neuropsychology of the dual brain: a stroll through left and right animals' perceptual worlds. Brain Lang, 2000, 73,189-219.

316. Vargas-Lisardi P., Lyser K.M. Time of origin of Mauthner neuron in Xenopus laevis embrios. Develop. Biol., 1974, 38,220-228.

317. Viviani B., Galli C.L., Marinovich M. Biochem. And Biophys. Res. Communs. 1996, 223, 3,712-717.

318. Vrensen G., Cardozo J.N. Changes in size and shape of synaptic connection after visual training: an ultrastructural approach of synaptic plasticity. Brain Res., 1981, 218, 7997.

319. Wang G., Lemos J. R. Effects of funnel web spider toxin on Ca currents in neurohypophysial terminals. Brain Res., 1994, 663, 2, 215-222.

320. Ward J.P., Hopkins W.D. Primate laterality: Current behavioural evidence of primate asymmetries. New York: Springer Verlag., 1993.

321. Waters, N.S. and Denenberg, V.H. Analysis of two measures of paw preference in a large population of inbred mice. Behav. Brain Res., 1994, 63, 195-204.

322. Wayner M.J., Chitwood R., Armstrong D.L., Phelix C. Ethanol affects hypothalamic neurons projecting to the hippocampus and inhibits dentate granule cell LTP. Alcohol 1997, 14, 17.

323. Webb B., Suarez S.S., Heaton M.B., Walker D.W. Ethanol and nerve growth factor effects on calcium homeostasis in cultured embryonic rat medial septal neurons before and during depolarization. Brain Res. 1995, 701, 61-74.

324. Wheal H.Y., Chen Y., Mitchell J. et al. Molecular mechanisms that underlie structural and functional changes at the postsynaptic membrane during synaptic plasticity. Prog. Neurobiol. 1998, 55(6), 611-640.

325. Weiss S.A., Zottoli S.J., Do S.C., Faber D.S., Preuss T. Correlation of C-start behaviors with neural activity recorded from the hindbrain in free-swimming goldfish (Carassius auratus). J. Exp. Biol. 2006,209,4788-4801.

326. Wilson D.M. Function of giant Mauthners neurons in the lungfish. Science, 1959, 129, 3352,841-842.

327. Wolszon L.R., Pereda A.E., Faber D.S. A fast synaptic potential mediated by NMDA and non-NMDA receptors. J. Neurophysiol., 1997, 78, 2693-2706.

328. Yamagata M., Hermann J.P., Sanes J.R. Laminin-specific expression of adhesion molecules in developing chick optic tectum. J. Neurosci., 1995, 15,4556-4571.

329. Yamauchi T. Molecular mechanism of learning and memory based on the research for Ca2+/calmodulin-dependent protein kinase II. Yakugaku Zasshi. 2007, 127(8), 11731197.

330. Yang X.-D., Korn H., Faber D.S. Long-term potentiation of electronic coupling at mixed synapses. Nature, 1990, 348, 542-545.

331. Yang X.D., Faber D.S. Initial synaptic efficacy influences induction and expression of long-term changes in transmission, PNAS USA, 1991, 88,4299-4303.

332. Yanka Z. Latzkovitz, Yoo, Szentistvangi J. Cell-to-Cell contacts in primary cultured of dissociated chicken embrionic brain. Cell Tissue Res., 1979,199,153-157.

333. Yuste R., Denk W. Dendritic spines as basic units of synaptic integration. Nature, 1995, 375, 6533,682-684.

334. Zottoli S.J., Faber D.S. The Mauthner cell: what has it taught us? Neuroscientist, 2000, 6, 25-37.

335. Zhuo M., Hawkins R.D. Long-term depression: a learning-related type of synaptic plasticity in the mammalian central nervous system. Rev Neurosci. 1995, 6(3), 259277.