Роль посттрансляционных модификаций каспазы-2 в регуляции процесса ее активации тема диссертации и автореферата по ВАК РФ 00.00.00, кандидат наук Волик Павел Игоревич

• Волик Павел Игоревич
• кандидат наук
• 2025

Оглавление диссертации кандидат наук Волик Павел Игоревич

ВВЕДЕНИЕ

Актуальность темы исследования

Цель работы

Задачи работы

Научная новизна работы

Теоретическая и практическая значимость работы

Положения, выносимые на защиту

Личный вклад автора

Степень достоверности работы

Апробация работы

Публикации по теме диссертации

Объем и структура диссертации

ГЛАВА 1. ОБЗОР ЛИТЕРАТУРЫ

1.1 Апоптоз

1.1.1 Инициаторная фаза

1.1.1.1 Внешний путь апоптоза

1.1.1.2 Внутренний путь апоптоза

1.1.1.3 Связь между внутренним и внешним путями апоптоза

1.1.2 Эффекторная фаза апоптоза

1.1.3 Деградационная фаза апоптоза

1.1.4 Гибель клеток, вызываемая другими цистеиновыми протеазами

1.2 Каспаза-2

1.2.1 Структура и изоформы каспазы-2

1.2.2 Локализация и субстраты каспазы-2

1.2.3 Модели активации каспазы-2

1.2.3.1 PIDDosome

1.2.3.2 NEMO-PIDDosome

1.2.3.3 Баланс про- и антиапототических путей, запускаемых расщепленными формами PIDD1

1.2.3.4 Комплекс TRAF2-RIP1-каспаза-2

1.2.3.5 РСЫЛ-РЮВо8отв

1.2.3.6 БЫЛ -РКе-РЮВо8от е

1.3 Посттрансляционные модификации каспазы-2

1.3.1 Фосфорилирование каспазы-2

1.3.2 Убиквитинилирование каспазы-2

1.3.3 БЦМОилирование каспазы-2

1.3.4 К-ацетилирование каспазы-2

1.3.5 Другие типы ПТМ каспазы-2

1.4 Функции каспазы-2 и их физиологическая роль

1.4.1 Эффекторная роль каспазы-2 в апоптозе, вызванном повреждениями ДНК

1.4.2 Роль каспазы-2 в апоптозе, вызванном стрессом ЭПР

1.4.3 Роль каспазы-2 в апоптозе, индуцируемом через рецепторы смерти

1.4.4 Роль каспазы-2 в апоптозе, вызванном тепловым шоком

1.4.5 Роль каспазы-2 в регуляции других типов ПГК

1.4.6 Роль каспазы-2 в окислительном стрессе и старении

1.4.7 Роль каспазы-2 в подавлении онкогенеза

1.4.8 Роль каспазы-2 в регуляция клеточного цикла

1.4.9 Роль каспазы-2 в патогенезе нейродегенеративных заболеваний

1.4.9.1 Болезнь Алъгеймера

1.4.9.2 Болезнь Хантингтона

1.4.9.3 Болезнь телец Леви

1.5 Заключение

ГЛАВА 2. МАТЕРИАЛЫ И МЕТОДЫ

2.1 Реагенты и растворы

2.2 Клеточные линии

2.3 Методы исследования

ГЛАВА 3. РЕЗУЛЬТАТЫ И ОБСУЖДЕНИЕ

3.1 Регуляция активности каспазы-2 с помощью фосфорилирования

3.1.1 Выявление потенциальных сайтов фосфорилирования каспазы-2

3.1.2 Создание мутантных форм каспазы-2 и выбор клеточной модели

3.1.3 Эффект мутаций Т380А, Б220А, Б307А, Б384А на активацию каспазы-2

3.1.4 Роль мутации Б384Л в процессе активации каспазы-2, ее каталитической активности и гибели клеток

3.1.5 Выделение каспазы-2 с помощью аффинной хроматографии и масс-спектрометрический анализ

3.1.6 Влияние фосфомиметика S384D на активацию каспазы-2 и детекция фосфоформ каспазы-2

3.1.7 Исследование эффекта замены Б384Л на работу активного центра каспазы-2 с помощью молекулярной динамики

3.1.8 Анализ мутаций каспаз в положениях, соответствующих Я378 и S384 каспазы-2

3.2 Убиквитинилирование как способа регуляции активности каспазы-2

3.2.1 Убиквитинилирование каспазы-2 и идентификация её новых белков-партнеров

3.2.2 Механизм деградации каспазы-2

3.2.3 Влияние оверэкспрессии р62 на деградацию каспазы-2, её активацию и гибель клеток

3.2.4 Исследование подавления экспрессии р62 на активацию каспазы-2 и апоптоза в ответ на повреждение ДНК

3.2.5 р62-зависимая димеризации каспазы-2

3.2.6 Идентификация доменов р62, вовлеченных во взаимодействие с каспазой-2

ЗАКЛЮЧЕНИЕ

ВЫВОДЫ

СПИСОК ЛИТЕРАТУРЫ

123

124

ВВЕДЕНИЕ

АКТУАЛЬНОСТЬ ТЕМЫ ИССЛЕДОВАНИЯ

Разработка эффективных методов лечения онкологических заболеваний без сомнений является приоритетной задачей современной медицины. По данным ВОЗ, в мире от рака ежегодно погибает около 10 миллионов человек [1]. Процесс образования опухолей тесно связан с процессом программируемой гибели клеток (ПГК), в том числе с наиболее изученным типом гибели — апоптозом. Благодаря ПГК и, в частности, апоптозу происходит удаление поврежденных или мутировавших клеток организма, что предотвращает их злокачественную трансформацию.

Ключевую роль в запуске и развитии апоптоза играют цистеиновые протеазы - каспазы. Активация инициаторных каспаз (-2, -8, -9, -10), запускающих апоптоз, происходит в ответ на различные стимулы, такие как стимуляция рецепторов смерти, повреждение ДНК, нагревание, инфекции, недостаток питательных веществ, повреждение внутриклеточных органелл. Важнейшее значение каспаз для инициации апоптоза позволяет говорить о том, что выявление новых механизмов регуляции данных ферментов чрезвычайно важно для изучения ПГК и понимания принципов возникновения онкологических заболеваний, которые зачастую напрямую связаны с нарушением процесса гибели клеток.

Каспаза-2 является одной из каспаз, отвечающих за запуск апоптоза при генотоксическом стрессе, активации рецепторов смерти, изменениях в клеточном метаболизме и многих других факторов. Также было установлено, что каспаза-2 может выступать в роли онкосупрессора, участвуя в поддержании генетической стабильности, регуляции клеточного цикла и реакции на окислительный стресс. В начале XXI века было обнаружено, что каспаза-2 может активироваться при повреждении ДНК в составе комплекса, получившего название PIDDosome, который включает в себя помимо каспазы-2 р53-индуцированный белок с доменом смерти (PIDD1), а также RIP-

ассоциированный гомолог 1СН-1, содержащий домен смерти (RЛIDD) [2]. Однако позже было установлено, что при повреждении ДНК каспаза-2 может активироваться и в отсутствие PIDD1 [3]. Этот эффект наблюдали как на клеточных моделях, так и при экспериментах с мышами, дефицитными по гену PIDD1 [4]. Таким образом, можно предположить, что при некоторых стимулах в определенных моделях в ответ на генотоксический стресс происходит сборка альтернативной платформы активации каспазы-2, которая не описана в научной литературе.

Многообразие сигнальных путей, в которые вовлечена каспаза-2, отличает ее от других апоптотических протеаз и подчеркивает особую роль данного фермента в ПГК. В связи с этим особенно остро встает вопрос о изучении способов регуляции каспазы-2. Одним из наиболее важных, и в то же время плохо изученных механизмов контроля активности каспазы-2, является ее посттрансляционные модификации. Добавление и/или удаление химических групп или малых регуляторных белков способно резко изменить каталитическую активность фермента, способность связываться с другими белками и уровень фермента в клетке. Таким образом, исследование ключевых модификаций каспазы-2 (фосфорилирование и убиквитинилирование) имеет важнейшее значение для понимания механизмов участия каспазы-2 в ПГК.

Введение диссертации (часть автореферата) на тему «Роль посттрансляционных модификаций каспазы-2 в регуляции процесса ее активации»

ЦЕЛЬ РАБОТЫ

Целью данной работы является изучение влияния фосфорилирования и убиквитинилирования каспазы-2 на каталитическую активность и уровень фермента в клетках.

ЗАДАЧИ РАБОТЫ

1) Поиск новых сайтов фосфорилирования каспазы-2 и создание мутантных форм фермента с заменами серина/треонина на аланин в данных сайтах.

2) Оценка влияния аминокислотных замен на функционирование активного центра каспазы-2, ее каталитическую активность и гибель клеток.

3) Верификация фосфорилирования обнаруженных аминокислотных остатков с помощью масс-спектрометрического анализа и метода молекулярного моделирования.

4) Оценка уровня убиквитинилирования каспазы-2 в норме и при генотоксическом стрессе.

5) Идентификация новых белков-партнеров каспазы-2, способных регулировать каталитическую активность фермента и его деградацию в опухолевых и неопухолевых клетках.

6) Выяснение механизма белок-белкового взаимодействия каспазы-2 с выявленными партнерами.

НАУЧНАЯ НОВИЗНА РАБОТЫ Проведенное в данной работе исследование посттрансляционных модификаций каспазы-2 в норме и при генотоксическом стрессе позволило получить новые сведения о роли фосфорилирования и убиквитинилирования каспазы-2 в регуляции уровня и каталитической активности фермента в опухолевых и неопухолевых клетках. В ходе работы было установлено, что белок р62 способен регулировать фунционирование каспазы-2, связываясь с ней через убиквитин. Данный комплекс ранее не был описан в литературе. Кроме того, впервые была показана первостепенная роль остатка Б384 для активации каспазы-2 и её каталитической активности.

ТЕОРЕТИЧЕСКАЯ И ПРАКТИЧЕСКАЯ ЗНАЧИМОСТЬ РАБОТЫ Результаты исследования позволяют глубже понять механизмы регуляции активации каспазы-2 как одного из ключевых процессов, протекающих при ПГК, что имеет важнейшее значение для разработки новых методов терапии опухолевых заболеваний. Значимость результатов работы подтверждается обнаруженной ассоциацией между мутацией Б384 каспазы-2 и развитием аденокарциномы легких у пациентов. Описанный механизм регуляции активности каспазы-2 с помощью белка р62 может иметь важное значение для создания новых подходов к лечению таких заболеваний печени, как неалкогольный стеатогепатит и гепатоцеллюлярная карцинома.

ПОЛОЖЕНИЯ, ВЫНОСИМЫЕ НА ЗАЩИТУ

1. Среди потенциальных сайтов фосфорилирования каспазы-2 (Б307, Б220, Т380, Б384) только Б384 оказывает существенное влияние на активацию фермента, его каталитическую активность и уровень апоптотической гибели клеток.

2. S384 необходим для поддержания правильной архитектуры активного центра каспазы-2. Данный аминокислотный остаток стабилизирует остаток R378, который участвует в образовании водородных связей, обеспечивая связывание субстрата.

3. Каспаза-2 подвергается убиквитинилированию при повреждении ДНК, индуцируемом цисплатином, а также при ингибировании протеасомной системы деградации.

4. Каспаза-2 взаимодействует с убиквитин-связывающим белком р62 как в норме, так и при генотоксическом стрессе.

5. В норме р62 способствует протеасомной деградации каспазы-2, в то время как повышение уровня р62 или генотоксический стресс приводят к активации фермента.

6. Взаимодействие р62 с каспазой-2 осуществляется через убиквитин-связывающие домены ЦВА и 77, при этом последний критически важен для такого взаимодействия. Домен ЦВА р62 играет значительную роль в стабилизации комплекса р62-каспаза-2.

ЛИЧНЫЙ ВКЛАД АВТОРА Основу работы составляют результаты научных исследований, выполненных автором в Лаборатории исследования механизмов апоптоза в период 2018-2024 гг. Постановка задач работы, анализ литературных данных, планирование и проведение экспериментов по анализу уровня белков-маркеров апоптоза вестерн-блоттингом, измерению каталитической активности каспаз с помощью специфичных флуорогенных субстратов, оценке апоптотической гибели клеток на проточном цитофлуориметре, детекции убиквитинилированной каспазы-2 в норме и при повреждениях

ДНК, анализу димеризации каспазы-2 посредством бимолекулярной флуоресцентной комплементации и конфокальной микроскопии, идентификации белков-партнеров каспазы-2 с использованием аффинной хроматографии и масс-спектрометрического анализа проводились диссертантом самостоятельно или при его личном участии. Биоинформатический анализ выполнялся совместно с Ниловым Д.К. (НИИ ФХБ им. А.Н. Белозерского) и Замараевым А.В. (ФФМ МГУ). Выведение клеточных линий с нокдауном по гену PIDD1 выполнялось совместно с Липатовой А.В. (ИМБ РАН). Достоверность результатов обеспечена тщательным статистическим анализом, корректным дизайном экспериментов и использованием соответствующих контролей.

АПРОБАЦИЯ РАБОТЫ Положения работы представлены на XXVII Международной конференции по гибели клеток «Cell Death and Regeneration» (Дрезден, Германия, 25-27 сентября 2019 года); Международной конференции ECDO-EATI по гибели клеток «Cell Death in Oncopharmacology and Oncoimmunology» (Париж, Франция, 28-30 июня 2023 года); VI Национальном конгрессе по регенеративной медицине (Санкт-Петербург, Россия, 13-15 ноября 2024 года).

Результаты настоящего исследования внедрены в педагогические программы факультета фундаментальной медицины МНОИ МГУ им. М.В. Ломоносова в курс лекций «Программируемая гибель клеток в медицине» (2019-2023 годы), а также в программы Школ молодых ученых ИМБ им. В. А. Энгельгардта РАН «Программируемая клеточная гибель: значение и механизмы» (Москва, 17-18 октября 2023 года) и «Программируемая гибель клеток: значение в медицине (Москва, 7 ноября 2024 года).

Апробация работы была проведена на межлабораторном семинаре Кафедры биохимии и регенеративной биомедицины, Лаборатории генных и клеточных технологий, Лаборатории исследования механизмов апоптоза, Лаборатории морфогенеза и репарации тканей Факультета фундаментальной

медицины МНОИ ФГБОУ ВО МГУ им. М.В. Ломоносова. Присутствовало на семинаре 20 человек. Результаты голосования: «за» - 20 человек, «против» - 0, «воздержался» - 0. Протокол №4-12-24 от 27.12.2024 года.

ПУБЛИКАЦИИ ПО ТЕМЕ ДИССЕРТАЦИИ По теме диссертации опубликовано 4 статьи в рецензируемых научных журналах, индексируемых в Web of Science, Scopus и RSCI, и сделано 3 доклада на международных научных конференциях.

ОБЪЕМ И СТРУКТУРА ДИССЕРТАЦИИ Диссертация состоит из введения, обзора литературы, описания материалов и методов исследований, результатов и их обсуждения, заключения, выводов и списка литературы. Работа представлена на 141 странице машинописного текста, включает 44 рисунка и 2 таблицы. Список литературы содержит 210 источников, из них 209 зарубежные.

ГЛАВА 1. ОБЗОР ЛИТЕРАТУРЫ

1.1 Апоптоз

Апоптоз (греч. алюлхюок; — опадание листьев) является наиболее изученным типом программируемой гибели клеток (ПГК), характерным для большинства эукариот - от одноклеточных простейших до высших позвоночных. Главной функцией апоптоза является удаление клеток, выполнивших свою функцию в процессе развития, а также поврежденных клеток взрослого организма. У многоклеточных эукариот данный тип ПГК также играет центральную роль в поддержании клеточного гомеостаза, дифференцировке и морфогенезе. Кроме того, апоптоз лежит в основе развития и функционирования иммунной системы [5].

При апоптозе наблюдаются характерные морфологические признаки изменения клеток, предшествующие их гибели: фрагментация молекул ДНК, конденсация хроматина и образование апоптотических телец. Апоптотические тельца удаляются по механизму фагоцитоза макрофагами или другими типами клеток, расположенных по соседству [6]. Это, как правило, позволяет избежать воспалительной реакции в близлежащих тканях. Отсутствие иммунного ответа является характерным отличием апоптоза от некроза, другого типа гибели клеток, при котором происходит повреждение плазматической мембраны клетки, выход её содержимого наружу и, как следствие, развитие воспалительного ответа [7].

Важную роль в запуске и дальнейшем развитии апоптоза играют специализированные цистеиновые аспартат-специфичные протеазы - каспазы (от англ. caspase, С - cysteine, Asp - aspartate, ase - protease). Считается, что апоптоз можно условно разделить на три стадии: инициаторную, эффекторную и деградационную фазы [8]. 1.1.1 Инициаторная фаза апоптоза

Апоптотическую гибель клеток могут запускать как внешние, так и внутренние стимулы. К их числу относятся повреждения ДНК, окислительный стресс, гипоксия, гипероксия, дефицит факторов роста, накопление

неправильно свернутых белков и нарушения клеточного цикла. Несмотря на множество различных факторов, приводящих к апоптозу, можно выделить два основных механизма запуска данного процесса: внешний сигнальный путь, связанный с активацией рецепторов смерти, и внутренний путь, характерной чертой которого является пермеабилизация внешней мембраны митохондрий

[9].

1.1.1.1 Внешний путь апоптоза

Особенностью внешнего пути апоптоза является связывание трансмембранных рецепторов смерти суперсемейства факторов некроза опухоли TNFR (от англ. Tumor necrosis factor receptor) с соответствующими специфическими лигандами. Такое взаимодействие меняет конформацию рецептора, способствует его олигомеризации, что приводит к взаимодействию белков-адаптеров с цитоплазматической частью TNFR через консервативные специфические мотивы - домены смерти. Для Fas-рецептора (так же известного, как CD95 и Apo-1) и рецептора лиганда 1/2, относящегося к семейству TNF, инициирующего апоптоз, TRAIL-R1/2 (от англ. TNF-related apoptosis-inducing ligand-receptor 1/2) адаптером служит белок, взаимодействующий с доменом смерти CD95-рецептора, FADD (от англ. Fas-associated protein with death domain) [10]. Для рецептора TNFR и рецептора смерти 3, DR3 (от англ. Death Receptor 3) адаптером выступает белок, взаимодействующий с доменом смерти рецептора TNFR, TRADD (от англ. Tumor necrosis factor receptor type 1-associated death domain protein) [11]. Затем адаптер связывается с неактивными предшественниками инициаторных каспаз (каспазы-8, или -10) в составе макромолекулярных комплексов, что приводит к их активации и запуску каспазного каскада [12].

1.1.1.2 Внутренний путь апоптоза

Характерными чертами внутреннего сигнального пути апоптоза являются нарушение целостности внешней мембраны митохондрий (от англ. Mitochondrial Outer Membrane Permeabilization, MOMP), падение трансмембранного потенциала, выход проапоптотических белков, таких как

цитохром С, эндонуклеаза Endo G, флавопротеин AIF (от англ. Apoptosis-inducing factor), SMAC/DIABLO (от англ. Second mitochondria-derived activator of caspases/Direct IAP binding protein with low pI) и OMI (также известный как HTRA2, от англ. high-temperature requirement factor A2) из межмембранного пространства митохондрий в цитозоль, а также ингибирование работы дыхательной цепи посредством образования активных форм кислорода [13]. В цитозоле цитохром С в присутствии дАТФ запускает формирование апоптосомы - белкового комплекса, включающего в себя цитохром С, белок Apaf-1 (от англ. Apoptotic protease-activating factor-1) и прокаспазу-9. В составе данного комплекса происходит сближение молекул прокаспазы-9 и их автопротеолиз. Образующаяся активная каспаза-9 в свою очередь активирует эффекторную каспазу-3, что ведет к апоптозу [14].

В то время как запуск и развитие апоптоза осуществляется с помощью каспаз, ингибирование данного процесса обеспечивают белки семейства IAP (от англ. Inhibitor of apoptosis family of proteins), в частности, XIAP (от англ. X-linked inhibitor of apoptosis). Этот белок блокирует активность каспаз-3 и -7, взаимодействуя с ними. Препятствуют этому процессу белки SMAC и OMI. При MOMP они перемещаются в цитозоль и связываются с XIAP, в результате чего тот теряет способность связывать каспазы и ингибировать их действие [15]. Контроль MOMP осуществляется благодаря взаимодействию про- и антиапоптотических белков семейства Bcl-2 (от англ. B-cell lymphoma 2). Изменение конформации и олигомеризация проапоптотических белков этого семейства Bax (от англ. Bcl-2-associated X protein) и Bak (от англ. Bcl-2 antagonist/killer) приводит к их олигомеризации, активации, формированию пор во внешней мембране митохондрий и запуску MOMP. Проапоптотические белки семейства Bcl-2 отличаются по структуре: Bax и Bak состоят из нескольких доменов, а их белки-активаторы (Bid, Bim, Puma) содержат только BH3 домен, в связи с чем их называют BH3-only белками. Активность проапоптотических белков Bcl-2 семейства регулируют антиапоптотические

Bcl-2 белки, такие как Mcl-1 (от англ. Myeloid cell leukemia-1) и Bcl-xL (от англ. Bcl-extra-large) [15].

1.1.1.3 Связь между внутренним и внешним путями апоптоза

Связь между внутренним и внешним путями апоптоза осуществляется через проапоптотический белок Bid (от англ. BH3-interacting domain death agonist) семейства Bcl-2. Активированные через внешний путь каспазы-2 и -8 расщепляют Bid, что приводит к формированию активного продукта протеолиза, tBid. Взаимодействуя с белком Bax, tBid стимулирует изменение его конформации и встраивание в мембрану митохондрий, что приводит к MOMP [16]. Схематично внутренний и внешний пути апоптоза представлены на Рис. 1.

Рис. 1. Схема внешнего и внутреннего пути апоптоза (иллюстрация сделана с помощью БюЯепёег).

1.1.2 Эффекторная фаза апоптоза

Каспазы являются ключевыми медиаторами апоптотической гибели клеток. Условно апоптотические каспазы можно разделить на две группы: инициаторные и эффекторные. Инициаторные каспазы (каспаза-2,-8,-9,-10) активируют эффекторные каспазы (каспаза-3, -6, -7) посредством протеолиза, которые в дальнейшем расщепляют белки цитоскелета и белки клеточной адгезии. Также их мишенями могут быть белки, участвующие в репарации ДНК и белки-ингибиторы апоптоза. Существуют и другие каспазы-2, которых не относят к апоптотическим, и которые играют ключевую роль в воспалении (каспаза-1,-4,-5,-11) [17].

Помимо каспаз существуют и другие эффекторы апоптоза. Например, белок АШ вовлечен в каспаза-независимую гибель клеток. В процессе МОМР АШ выходит из митохондрий в цитозоль, после чего перемещается в ядро, где принимает участие в активации эндонуклеаз, которые способствуют фрагментации ДНК и последующей гибели клеток [18].

1.1.3 Деградационная фаза апоптоза

На этой стадии происходит реорганизация цитоскелета клетки, которая постепенно приобретает округлую форму и распадается на множество апоптотических телец, затем подвергающимися фагоцитозу. Клетки, находящиеся на поздних стадиях апоптоза, экспонируют на своей поверхности сигналы для фагоцитоза, например, молекулы фосфатидилсерина, которые в норме локализованы во внутреннем липидном слое плазматической мембраны клетки [19]. Важно отметить, что удаление погибающих клеток, как было отмечено выше, не вызывает воспалительного ответа [20]. Тем не менее, недавние исследования выявили важнейшие взаимодействия между апоптотическими опухолевыми клетками и некоторыми компонентами иммунной системы, что свидетельствует о том, что существует иммуногенный тип апоптоза (так называемая иммунологическая гибель клеток), который может быть вызван химиотерапевтическими препаратами (антрациклины и

митоксантрон) и физиотерапевтическими методами (лучевая терапия, фотодинамическая терапия на основе гиперицина (Hyp-PDT) [21].

1.1.4 Гибель клеток, вызываемая другими цистеиновыми протеазами

Кроме рассмотренных внутреннего и внешнего путей апоптоза, характеризующихся активацией каспаз, существуют каспаза-независимые пути запуска гибели клеток, связанные с активацией других цистеиновых протеаз.

При разрушении лизосом из них высвобождаются цистеиновые протеазы, катепсины D и B, которые приводят к нарушению работы митохондрий, что в свою очередь вызывает высвобождение проапоптотических белков (например, белка AIF) в цитоплазму и индукции каспаза-независимой гибели клеток [22]. Между каспаза-независимым и -зависимым апоптозом существует связь: высвободившийся катепсин В способен напрямую расщеплять каспазы и тем самым активировать их [23].

Также каспаза-независимую гибель клеток могут индуцировать некоторые цитотоксические агенты. Обработка клеток рака яичника паклитакселом, цитотоксическим препаратом, принадлежащим к таксанам (цитостатические препараты растительного происхождения), вызывает выход AIF из митохондрий в цитозоль, после чего этот белок, как отмечено выше, перемещается в ядро, где активирует эндонуклеазы, запуская конденсацию хроматина и фрагментацию ДНК [24]. Также было выявлено, что витамин D, стимулируя выработку кальций-зависимых цистеиновых протеаз, кальпаинов, запускает процесс каспаза-независимой гибели в клетках линии MCF-7 (от англ. Michigan Cancer Foundation-7) [25]. Активация кальпаинов также была детектирована при стрессе эндоплазматического ретикулума в ответ на накопление большого количества неправильно свернутых белков [26].

1.2 Каспаза-2

Каспаза-2 является одним из наиболее эволюционно-консервативных представителей семейства каспаз и совмещает особенности как инициаторных, так и эффекторных каспаз. Если рассматривать первичную структуру, то каспаза-2 гомологична инициаторным каспазам-1 и -9 [27]. Однако, на основании субстратной специфичности каспазы-2 её следует отнести к эффекторным каспазам-3 и -7 [28]. Известно, что каспаза-2 участвует в запуске и развитии процесса апоптоза в ответ на ряд стимулов (повреждение ДНК, активация рецепторов смерти, стресс ЭПР). Также установлено, что у мышей, дефицитных по гену Casp2, преждевременно появляются признаки старения, что говорит о роли каспазы-2 в замедлении этого процесса [29]. Необходимо отметить и другие неапоптотические функции данного фермента, к которым можно отнести онкосупрессорное действие, антиоксидантную защиту клетки, поддержание генетической стабильности, регуляцию клеточного цикла, репарацию ДНК [5,30]. Также каспаза-2 может выступать в качестве негативного регулятора таких типов ПГК, как аутофагия, некроптоз и ферроптоз [31-33].

1.2.1 Структура и изоформы каспазы-2

Прокаспаза-2 содержит в своей структуре продомен, большую (p19) и малую (p12) каталитические субъединицы. Продомен прокаспазы-2 характеризуется наличием последовательности CARD (от англ. Caspase-recruitment domain), с помощью которой каспаза-2 взаимодействует с различными белками, образуя высокомолекулярные белковые комплексы, необходимые для ее активации. Прокаспаза-2 активируется посредством аутопротеолиза, в результате которого профермент расщепляется по трем сайтам (D165, D333, D347) с образованием продомена, p19 и p12. Каталитические субъединицы формируют гетеротетрамер, который и является активной каспазой-2 [34] (Рис. 2).

■ D169

— D333 D347

| CARD | р 19 1 Р12

ill i

Продомен Каталитический домен

CARD | р19 | 1 Р12

| CARD | р19 1 р12

p51

(неактивный мономер)

p51

(частично активный гомодимер)

авторасщепление

CARD | р 19

1 р12 |

1 pi2 |

card i |

р37/14

(полностью активный гетеротетрамер, образованный незрелыми субъединицами)

каспаза-3-?

р 19

р12

р12

р19/р12

(полностью активный гетеротетрамер, образованный зрелыми субъединицами)

р 19

Рис. 2. Структура каспазы-2 и процесс ее активации. Модифицировано из [34].

Как и многие белки, участвующие в ПГК, каспаза-2 имеет две изоформы, которые образуются в ходе альтернативного сплайсинга: проапоптотическую (каспаза-2L, содержит 435 аминокислот) и антиапоптотическую (каспаза-2Б, содержит 312 аминокислот). Интрон ln100, локализующийся между экзонами 9 и 10 в последовательности гена каспазы-2, делает невозможным включение экзона 9 в мРНК каспазы-2, так как участвует формировании «непродуктивного» комплекса вместе с рибонуклеопротеиновым комплексом U2. Этот процесс опосредован связыванием белка PTB (от англ. Polypyrimidine tract binding protein). В результате экзон 9 не включается в последовательность транскрипта каспазы-2, что приводит к образованию длинной изоформы каспазы-2L. Напротив, включение экзона 9 способствует образованию

короткой изоформы каспазы-28 из-за сдвига рамки считывания и появления стоп-кодона в экзоне 10 [35].

Было показано, что оверхэкспрессия каспазы-2Ь вызывает ПГК, тогда как каспаза-2Б ослабляет активацию каспазы-2 и уменьшает гибель клеток, что указывает на то, что данная изоформа действует как ингибитор апоптоза и участвует в процессах, способствующих выживанию клеток, в частности, репарации ДНК. Это согласуется с тем, что по мере взросления организма соотношение изоформ каспазы-2 сдвигается в сторону образования изоформы каспазы-28 [5]. Интересно отметить, что регуляция сплайсинга каспазы-2 и образования той или иной изоформы осуществляется с помощью обратимого фосфорилирования сериновых остатков белков SR (от англ. Serine-arginine splicing factor proteins) [36].

Экспрессия изоформ каспазы-2 тканеспецифична и изменяется на различных этапах онтогенеза. Было показано, что у эмбрионов в тканях сердца и мозга каспаза-28 экспрессируется гораздо сильнее, чем в почках и печени. У взрослых же организмов таких изменений не наблюдалось [37]. Не так давно на клинических образцах пациентов с раком молочной железы было показано значимое повышение уровня мРНК апоптотической изоформы каспазы-2Ь после проведения сеансов химиотерапии [38]. Таким образом, оценка уровней изоформ каспазы-2 может играть существенную роль в повышении эффективности лечения опухолевых заболеваний.

1.2.2 Локализация и субстраты каспазы-2

Данные о локализации каспазы-2 несколько противоречивы. Было показано, что каспаза-2 может присутствовать в цитоплазме, аппарате Гольджи и митохондриях [39]. Впрочем, позже митохондриальная локализация данной протеазы была поставлена под сомнение [40]. Также каспаза-2 способна перемещаться в ядро. Это возможно благодаря наличию двух сигналов ядерной локализации NLS (от англ. Nuclear localization sequence) в домене CARD [41]. Последовательности NLS распознаются

импортинами, которые осуществляют транспорт каспазы-2 в ядро клетки. Было показано, что мутации в NLS приводят к накоплению каспазы-2 в цитоплазме. Однако это не влияет на апоптотические функции фермента [42]. Кроме того, каспаза-2 была обнаружена в аппарате Гольджи. С помощью конфокальной микроскопии было показано, что она колокализуется вместе с маркерами мембраны аппарата Гольджи, гиантином, гольджином-160, Р-коатомерным белком [39,43]. Поскольку между аппаратом Гольджи и ЭПР постоянно происходит обмен везикулами, неудивительно, что каспазу-2 можно обнаружить в ЭПР, где она способна активироваться и запускать апоптоз в ответ на накопление неправильно свернутых белков [44]. Таким образом, каспаза-2 преимущественно локализована в цитоплазме, присутствует в аппарате Гольджи, ЭПР, а также может проникать в ядро. Однако, для понимания функций каспазы-2 в этих компартментах клетки требуются дальнейшие исследования.

Локализация каспазы-2 тесно связана с локализацией её белков-субстратов, которые она способна расщеплять, как правило, по мотиву VDVAD. В этом заключается отличие каспазы-2 от большинства других каспаз, для которых характерным паттерном узнавания является тетрапептид [45,46]. Тем не менее, было показано, что нокаут каспазы-2 не приводил к уменьшению расщепления белков, содержащих мотив VDVAD в нескольких клеточных линиях. Это объясняется тем, что белки, содержащие мотив VDVAD, могут расщеплять и другие каспазы, а также кальпаины, хотя in vitro это происходит с меньшей эффективностью по сравнению с каспазой-2 [47]. Такая схожесть в специфичности ряда протеаз осложняет определение активности каспазы-2 в клетках. Более того, вероятно, существует альтернативный, более специфичный, паттерн узнавания сайтов расщепления каспазы-2.

На данные момент известно большое количество субстратов каспазы-2, некоторые из которых перечислены в Таблице 1.

Таблица 1. Субстраты каспазы-2.

Субстрат Функции Эффект расщепления Сайт расщепления

PARP [48] Репарация ДНК Ингбирующее действие D214

BID [49] Инициация MOMP Формирование tBid, который взаимодействует с Вах, что приводит к образованию поры в мембране митохондрии D59

ICAD [50] Ингибитор нуклеазы CAD Активация САБ, расщепляющей ядерную ДНК D224

Гольджин-160 [43] Везикулярный транспорт Разрушение аппарата Гольджи D59, D139, D311

BAD [51] Ингибирование антиапоптотических белков Bcl-2 семейства Перемещение в митохондрии и ингибирование Вс1-хЬ D61

Прокаспаза-2 [52] Апоптоз, ряд неапоптотических функций Образование активной каспазы-2 D169, D333, D347

p54nrb [53] Стимуляция экспрессии генов, связанных с выживанием клеток Нарушение способности связываться с ДНК, усиление гибели клеток D422

Гистондеацетилаза 4 [54] Транскрипционный корепрессор Высвобождение в цитозоль из митохондрий цитохрома С D289

aII-спектрин [55] Целостность плазматической мембраны Разрушение цитоскелета D1185

Протеинкиназа S [56] Множество сигнальных путей Активация, запуск апоптоза D329

Rho-киназы ROCK1, ROCK2 [57,58] Организация актинового цитоскелета Разделение клеток

Прокаспаза-7 [59] Апоптоз Активация -

AKAP149 [60] Контроль локализации протеинкиназы А Регуляция фосфорилирования белков D582

RIP1 [61] Некроптоз, участие в NF-kB пути Ингибирование ОТ-кВ пути

MDM2 [62] Деградация р53 Стабилизация р53 D367

Тау [63] Стабилизация микротрубочек Разрушение цитоскелета D314

Хантингтин [64] Синаптическая передача Синаптическая дисфункция, нарушение когнитивных и двигательных функций D552

Одним из наиболее важных эндогенных субстратов каспазы-2 является белок Bid. Помимо каспазы-2 Bid могут расщеплять каспаза-8, кальпаин и гранзим В. Как было сказано ранее, Bid - ключевой участник как внешнего, так и внутреннего пути апоптоза. При расщеплении Bid образуется укороченная форма tBid, обладающая способностью взаимодействовать с белком Bax. Это приводит к олигомеризации Bax и инициации MOMP, что сопровождается высвобождением цитохрома С в цитозоль, формированием апоптосомы, что является ключевым событием внутреннего пути апоптоза [65]. Недавно с помощью масштабного геномного скрининга было показано, что расщепление Bid происходит в ответ на активацию каспазы-2 в комплексе PIDDosome [66].

Список литературы диссертационного исследования кандидат наук Волик Павел Игоревич, 2025 год

СПИСОК ЛИТЕРАТУРЫ

1. Bray F. et al. Global cancer statistics 2022: GLOBOCAN estimates of incidence and mortality worldwide for 36 cancers in 185 countries // CA. Cancer J. Clin. 2024. Vol. 74, № 3. P. 229-263.

2. Tinel A., Tschopp J. The PIDDosome, a Protein Complex Implicated in Activation of Caspase-2 in Response to Genotoxic Stress // Science. 2004. Vol. 304, № 5672. P. 843-846.

3. Vakifahmetoglu H. et al. Functional connection between p53 and caspase-2 is essential for apoptosis induced by DNA damage // Oncogene. 2006. Vol. 25, № 41. P. 5683-5692.

4. Manzl C. et al. Caspase-2 activation in the absence of PIDDosome formation // J. Cell Biol. 2009. Vol. 185, № 2. P. 291-303.

5. Vigneswara V., Ahmed Z. The Role of Caspase-2 in Regulating Cell Fate // Cells. 2020. Vol. 9, № 5. P. 1259.

6. Savill J., Fadok V. Corpse clearance defines the meaning of cell death // Nature. 2000. Vol. 407, № 6805. P. 784-788.

7. Leist M., Jäättelä M. Four deaths and a funeral: from caspases to alternative mechanisms // Nat. Rev. Mol. Cell Biol. 2001. Vol. 2, № 8. P. 589-598.

8. Elmore S. Apoptosis: A Review of Programmed Cell Death // Toxicol. Pathol. 2007. Vol. 35, № 4. P. 495-516.

9. Andón F.T., Fadeel B. Programmed Cell Death: Molecular Mechanisms and Implications for Safety Assessment of Nanomaterials // Acc. Chem. Res. 2013. Vol. 46, № 3. P. 733-742.

10. Schleich K. et al. Stoichiometry of the CD95 Death-Inducing Signaling Complex: Experimental and Modeling Evidence for a Death Effector Domain Chain Model // Mol. Cell. 2012. Vol. 47, № 2. P. 306-319.

11. Chen N.-J. et al. Beyond tumor necrosis factor receptor: TRADD signaling in toll-like receptors // Proc. Natl. Acad. Sci. 2008. Vol. 105, № 34. P. 1242912434.

12. Ashkenazi A., Dixit V.M. Death Receptors: Signaling and Modulation //

Science. 1998. Vol. 281, № 5381. P. 1305-1308.

13. Meier P., Vousden K.H. Lucifer's Labyrinth—Ten Years of Path Finding in Cell Death // Mol. Cell. 2007. Vol. 28, № 5. P. 746-754.

14. Yuan S., Akey C.W. Apoptosome Structure, Assembly, and Procaspase Activation // Structure. 2013. Vol. 21, № 4. P. 501-515.

15. Tait S., Green D. Mitochondria and cell death: outer membrane permeabilization and beyond // Nat. Rev. Mol. Cell Biol. 2010. Vol. 11, № 9. P. 621-632.

16. Lovell J. et al. Membrane Binding by tBid Initiates an Ordered Series of Events Culminating in Membrane Permeabilization by Bax // Cell. 2008. Vol. 135, №2 6. P. 1074-1084.

17. Elmore S. Apoptosis: A Review of Programmed Cell Death // Toxicol. Pathol. 2007. Vol. 35, № 4. P. 495-516.

18. Wang X. et al. Mechanisms of AIF-Mediated Apoptotic DNA Degradation in Caenorhabditis elegans // Science. 2002. Vol. 298, № 5598. P. 1587-1592.

19. Li M. et al. Phosphatidylserine Receptor Is Required for Clearance of Apoptotic Cells // Science. 2003. Vol. 302, № 5650. P. 1560-1563.

20. Krysko D.,Vandenabeele P. Phagocytosis of Dying Cells: From Molecular Mechanisms to Human Diseases // Springer Netherlands, 2009.

21. Montico B. et al. Immunogenic Apoptosis as a Novel Tool for Anticancer Vaccine Development // Int. J. Mol. Sci. 2018. Vol. 19, № 2. P. 594.

22. Wang F., Gomez-Sintes R., Boya P. Lysosomal membrane permeabilization and cell death // Traffic. 2018. Vol. 19, № 12. P. 918-931.

23. Schotte P. et al. Cathepsin B-Mediated Activation of the Proinflammatory Caspase-11 // Biochem. Biophys. Res. Commun. 1998. Vol. 251, № 1. P. 379387.

24. Ahn H. et al. Mechanism of taxol-induced apoptosis in human SKOV3 ovarian carcinoma cells // J. Cell. Biochem. 2004. Vol. 91, № 5. P. 1043-1052.

25. Narvaez C., Welsh J. Role of Mitochondria and Caspases in Vitamin D-mediated Apoptosis of MCF-7 Breast Cancer Cells // J. Biol. Chem. 2001. Vol.

276, № 12. P. 9101-9107.

26. Kanduc D. et al. Cell death: apoptosis versus necrosis (review). // Int. J. Oncol. 2002. Vol. 21, № 1. P. 165-170.

27. Zhivotovsky B., Orrenius S. Caspase-2 function in response to DNA damage // Biochem. Biophys. Res. Commun. 2005. Vol. 331, № 3. P. 859-867.

28. Krumschnabel G. et al. The enigma of caspase-2: the laymen's view // Cell Death Differ. 2009. Vol. 16, № 2. P. 195-207.

29. Zhang Y. et al. Caspase-2 deficiency enhances aging-related traits in mice // Mech. Ageing Dev. 2007. Vol. 128, № 2. P. 213-221.

30. Vakifahmetoglu-Norberg H., Zhivotovsky B. The unpredictable caspase-2: what can it do? // Trends Cell Biol. 2010. Vol. 20, № 3. P. 150-159.

31. Tiwari M. et al. A nonapoptotic role for CASP2/caspase 2 // Autophagy. 2014. Vol. 10, № 6. P. 1054-1070.

32. Zamaraev A. et al. Caspase-2 is a negative regulator of necroptosis // Int. J. Biochem. Cell Biol. 2018. Vol. 102. P. 101-108.

33. Dawar S. et al. Caspase-2 protects against ferroptotic cell death // Cell Death Dis. 2024. Vol. 15, № 3. P. 182.

34. Baliga B., Read S., Kumar S. The biochemical mechanism of caspase-2 activation // Cell Death Differ. 2004. Vol. 11, № 11. P. 1234-1241.

35. Schwerk C., Schulze-Osthoff K. Regulation of Apoptosis by Alternative Pre-mRNA Splicing // Mol. Cell. 2005. Vol. 19, № 1. P. 1-13.

36. Iwanaga N. et al. Regulation of alternative splicing of caspase-2 through an intracellular signaling pathway in response to pro-apoptotic stimuli // J. Lab. Clin. Med. 2005. Vol. 145, № 2. P. 105-110.

37. Wang L. et al. Ich-1, an Ice/ced-3-related gene, encodes both positive and negative regulators of programmed cell death // Cell. 1994. Vol. 78, № 5. P. 739-750.

38. Brynychova V. et al. Importance of Transcript Levels of Caspase-2 Isoforms S and L for Breast Carcinoma Progression // Futur. Oncol. 2013. Vol. 9, № 3. P. 427-438.

39. Zhivotovsky B. et al. Caspases: their intracellular localization and translocation during apoptosis // Cell Death Differ. 1999. Vol. 6, № 7. P. 644651.

40. van Loo G. et al. Caspases are not localized in mitochondria during life or death // Cell Death Differ. 2002. Vol. 9, № 11. P. 1207-1211.

41. Colussi P., Harvey N., Kumar S. Prodomain-dependent Nuclear Localization of the Caspase-2 (Nedd2) Precursor // J. Biol. Chem. 1998. Vol. 273, № 38. P. 24535-24542.

42. Paroni G. et al. Caspase-2 Can Trigger Cytochrome c Release and Apoptosis from the Nucleus // J. Biol. Chem. 2002. Vol. 277, № 17. P. 15147-15161.

43. Mancini M. et al. Caspase-2 Is Localized at the Golgi Complex and Cleaves Golgin-160 during Apoptosis // J. Cell Biol. 2000. Vol. 149, № 3. P. 603-612.

44. Cheung H. et al. Involvement of caspase-2 and caspase-9 in endoplasmic reticulum stress-induced apoptosis: A role for the IAPs // Exp. Cell Res. 2006. Vol. 312, № 12. P. 2347-2357.

45. Thornberry N. et al. A Combinatorial Approach Defines Specificities of Members of the Caspase Family and Granzyme B // J. Biol. Chem. 1997. Vol. 272, № 29. P. 17907-17911.

46. Talanian R. V. et al. Substrate Specificities of Caspase Family Proteases // J. Biol. Chem. 1997. Vol. 272, № 15. P. 9677-9682.

47. McStay G., Salvesen G., Green D. Overlapping cleavage motif selectivity of caspases: implications for analysis of apoptotic pathways // Cell Death Differ. 2008. Vol. 15, № 2. P. 322-331.

48. Gu Y. et al. Cleavage of Poly(ADP-ribose) Polymerase by Interleukin-1ß Converting Enzyme and Its Homologs TX and Nedd-2 // J. Biol. Chem. 1995. Vol. 270, № 32. P. 18715-18718.

49. Luo X. et al. Bid, a Bcl2 Interacting Protein, Mediates Cytochrome c Release from Mitochondria in Response to Activation of Cell Surface Death Receptors // Cell. 1998. Vol. 94, № 4. P. 481-490.

50. Dahal G. et al. Caspase-2 cleaves DNA fragmentation factor

(DFF45)/Inhibitor of caspase-activated DNase (ICAD) // Arch. Biochem. Biophys. 2007. Vol. 468, № 1. P. 134-139.

51. Condorelli F. et al. Caspase Cleavage Enhances the Apoptosis-Inducing Effects of BAD // Mol. Cell. Biol. 2001. Vol. 21, № 9. P. 3025-3036.

52. Guo Y. et al. Caspase-2 Induces Apoptosis by Releasing Proapoptotic Proteins from Mitochondria // J. Biol. Chem. 2002. Vol. 277, № 16. P. 13430-13437.

53. Eichler M. et al. The caspase-2 substrate p54nrb exhibits a multifaceted role in tumor cell death susceptibility via gene regulatory functions // Cell Death Dis. 2022. Vol. 13, № 4. P. 386.

54. Paroni G. et al. Caspase-dependent Regulation of Histone Deacetylase 4 Nuclear-Cytoplasmic Shuttling Promotes Apoptosis // Mol. Biol. Cell. 2004. Vol. 15, № 6. P. 2804-2818.

55. Rotter B. et al. alphaII-Spectrin is an in vitro target for caspase-2, and its cleavage is regulated by calmodulin binding // Biochem. J. 2004. Vol. 378, № 1. P. 161-168.

56. Panaretakis T. et al. Doxorubicin Requires the Sequential Activation of Caspase-2, Protein Kinase C5, and c-Jun NH 2 -terminal Kinase to Induce Apoptosis // Mol. Biol. Cell. 2005. Vol. 16, № 8. P. 3821-3831.

57. Sapet C. et al. Thrombin-induced endothelial microparticle generation: identification of a novel pathway involving ROCK-II activation by caspase-2 // Blood. 2006. Vol. 108, № 6. P. 1868-1876.

58. Ark M., Özdemir A., Polat B. Ouabain-induced apoptosis and Rho kinase: a novel caspase-2 cleavage site and fragment of Rock-2 // Apoptosis. 2010. Vol. 15, № 12. P. 1494-1506.

59. Karki P. et al. Efficient Cleavage of Bid and Procaspase-7 by Caspase-2 at Lower pH // Protein Pept. Lett. 2008. Vol. 15, № 10. P. 1044-1049.

60. Yoo H. et al. Specific proteolysis of the A-kinase-anchoring protein 149 at the Asp582 residue by caspases during apoptosis. // Oncol. Rep. 2008. Vol. 19, № 6. P. 1577-1582.

61. Guha M. et al. Caspase 2-mediated tumor suppression involves survivin gene

silencing // Oncogene. 2010. Vol. 29, № 9. P. 1280-1292.

62. Oliver T. et al. Caspase-2-Mediated Cleavage of Mdm2 Creates a p53-Induced Positive Feedback Loop // Mol. Cell. 2011. Vol. 43, № 1. P. 57-71.

63. Zhao X. et al. Caspase-2 cleavage of tau reversibly impairs memory // Nat. Med. 2016. Vol. 22, № 11. P. 1268-1276.

64. Wellington C. et al. Caspase Cleavage of Mutant Huntingtin Precedes Neurodegeneration in Huntington's Disease // J. Neurosci. 2002. Vol. 22, № 18. P. 7862-7872.

65. Green D., Kroemer G. The Pathophysiology of Mitochondrial Cell Death // Science. 2004. Vol. 305, № 5684. P. 626-629.

66. Zeng M. et al. Dissecting caspase-2-mediated cell death: from intrinsic PIDDosome activation to chemical modulation // Protein Cell. 2024. Vol. 15, №12. P. 889-905.

67. Maag R. et al. Caspase-resistant Golgin-160 Disrupts Apoptosis Induced by Secretory Pathway Stress and Ligation of Death Receptors // Mol. Biol. Cell. 2005. Vol. 16, № 6. P. 3019-3027.

68. Sah N. et al. Structural, functional and therapeutic biology of survivin // Cancer Lett. 2006. Vol. 244, № 2. P. 164-171.

69. Tabrizi S. et al. Huntington disease: new insights into molecular pathogenesis and therapeutic opportunities // Nat. Rev. Neurol. 2020. Vol. 16, № 10. P. 529546.

70. Biundo F. et al. Abolishing Tau cleavage by caspases at Aspartate421 causes memory/synaptic plasticity deficits and pre-pathological Tau alterations // Transl. Psychiatry. 2017. Vol. 7, № 8. P. e1198-e1198.

71. Zhivotovsky B., Orrenius S. Cell cycle and cell death in disease: past, present and future // J. Intern. Med. 2010. Vol. 268, № 5. P. 395-409.

72. Nutt L. et al. Metabolic Regulation of Oocyte Cell Death through the CaMKII-Mediated Phosphorylation of Caspase-2 // Cell. 2005. Vol. 123, № 1. P. 89103.

73. Nutt L. et al. Metabolic Control of Oocyte Apoptosis Mediated by 14-3-3Z-

Regulated Dephosphorylation of Caspase-2 // Dev. Cell. 2009. Vol. 16, № 6. P. 856-866.

74. Andersen J. et al. Restraint of apoptosis during mitosis through interdomain phosphorylation of caspase-2 // EMBO J. 2009. Vol. 28, № 20. P. 3216-3227.

75. Dorstyn L. et al. Caspase-2 deficiency promotes aberrant DNA-damage response and genetic instability // Cell Death Differ. 2012. Vol. 19, № 8. P. 1288-1298.

76. Weiler E. et al. PIDD1 in cell cycle control, sterile inflammation and cell death // Biochem. Soc. Trans. 2022. Vol. 50, № 2. P. 813-824.

77. Tinel A. et al. Autoproteolysis of PIDD marks the bifurcation between pro-death caspase-2 and pro-survival NF-kB pathway // EMBO J. 2007. Vol. 26, № 1. P. 197-208.

78. Janssens S., Tinel A. The PIDDosome, DNA-damage-induced apoptosis and beyond // Cell Death Differ. 2012. Vol. 19, № 1. P. 13-20.

79. Ando K. et al. NPM1 directs PIDDosome-dependent caspase-2 activation in the nucleolus // J. Cell Biol. 2017. Vol. 216, № 6. P. 1795-1810.

80. Sakthivel D. et al. Caspase-2 is essential for proliferation and self-renewal of nucleophosmin-mutated acute myeloid leukemia // Sci. Adv. 2024. Vol. 10, № 31. P. eadj3145.

81. Hiregange D., Naick H., Rao B.J. ATR signalling mediates the prosurvival function of phospho-NPM against PIDDosome mediated cell death // Cell. Signal. 2020. Vol. 71. P. 109602.

82. Fava L. et al. The PIDDosome activates p53 in response to supernumerary centrosomes // Genes Dev. 2017. Vol. 31, № 1. P. 34-45.

83. Sladky V., Villunger A. Uncovering the PIDDosome and caspase-2 as regulators of organogenesis and cellular differentiation // Cell Death Differ. 2020. Vol. 27, № 7. P. 2037-2047.

84. Ribe E. et al. Neuronal caspase 2 activity and function requires RAIDD, but not PIDD // Biochem. J. 2012. Vol. 444, № 3. P. 591-599.

85. Imre G. et al. Caspase-2 is an initiator caspase responsible for pore-forming

toxin-mediated apoptosis // EMBO J. 2012. Vol. 31, № 11. P. 2615-2628.

86. Kopeina G. et al. Identification of new complex for caspase-2 activation after DNA damage // Russ. J. Bioorganic Chem. 2016. Vol. 42, № 1. P. 74-82.

87. Huang T. et al. NF-kB Activation by Camptothecin // J. Biol. Chem. 2000. Vol. 275, № 13. P. 9501-9509.

88. Hur G. et al. The death domain kinase RIP has an essential role in DNA damage-induced NF-kB activation // Genes Dev. 2003. Vol. 17, № 7. P. 873882.

89. Huang T. et al. Sequential Modification of NEMO/IKKy by SUMO-1 and Ubiquitin Mediates NF-kB Activation by Genotoxic Stress // Cell. 2003. Vol. 115, № 5. P. 565-576.

90. Janssens S. et al. PIDD Mediates NF-kB Activation in Response to DNA Damage // Cell. 2005. Vol. 123, № 6. P. 1079-1092.

91. Bock F. et al. Loss of PIDD limits NF-kB activation and cytokine production but not cell survival or transformation after DNA damage // Cell Death Differ. 2013. Vol. 20, № 4. P. 546-557.

92. Wu Z., Mabb A., Miyamoto S. PIDD: A Switch Hitter // Cell. 2005. Vol. 123, № 6. P. 980-982.

93. Ciccia A., Elledge S. The DNA Damage Response: Making It Safe to Play with Knives // Mol. Cell. 2010. Vol. 40, № 2. P. 179-204.

94. Lowe S., Cepero E., Evan G. Intrinsic tumour suppression // Nature. 2004. Vol. 432, № 7015. P. 307-315.

95. Ando K. et al. PIDD Death-Domain Phosphorylation by ATM Controls Prodeath versus Prosurvival PIDDosome Signaling // Mol. Cell. 2012. Vol. 47, № 5. P. 681-693.

96. Park H. et al. Death Domain Assembly Mechanism Revealed by Crystal Structure of the Oligomeric PIDDosome Core Complex // Cell. 2007. Vol. 128, № 3. P. 533-546.

97. Ho L. et al. A tumor suppressor function for caspase-2 // Proc. Natl. Acad. Sci. 2009. Vol. 106, № 13. P. 5336-5341.

98. Kumar S. Caspase 2 in apoptosis, the DNA damage response and tumour suppression: enigma no more? // Nat. Rev. Cancer. 2009. Vol. 9, №2 12. P. 897903.

99. Lamkanfi M. et al. A Novel Caspase-2 Complex Containing TRAF2 and RIP1 // J. Biol. Chem. 2005. Vol. 280, № 8. P. 6923-6932.

100. Martinon F. et al. Activation of a pro-apoptotic amplification loop through inhibition of NF-KB-dependent survival signals by caspase-mediated inactivation of RIP // FEBS Lett. 2000. Vol. 468, № 2-3. P. 134-136.

101. Lin Y. et al. Cleavage of the death domain kinase RIP by Caspase-8 prompts TNF-induced apoptosis // Genes Dev. 1999. Vol. 13, № 19. P. 2514-2526.

102. Oliver T. et al. Chronic cisplatin treatment promotes enhanced damage repair and tumor progression in a mouse model of lung cancer // Genes Dev. 2010. Vol. 24, № 8. P. 837-852.

103. Davis A., Chen B., Chen D. DNA-PK: A dynamic enzyme in a versatile DSB repair pathway // DNA Repair (Amst). 2014. Vol. 17. P. 21-29.

104. Lovejoy C., Cortez D. Common mechanisms of PIKK regulation // DNA Repair (Amst). 2009. Vol. 8, № 9. P. 1004-1008.

105. Lin Y. et al. PIDD mediates the association of DNA-PKcs and ATR at stalled replication forks to facilitate the ATR signaling pathway // Nucleic Acids Res. 2018. Vol. 46, № 4. P. 1847-1859.

106. Zamaraev A. et al. Post-translational Modification of Caspases: The Other Side of Apoptosis Regulation // Trends Cell Biol. 2017. Vol. 27, № 5. P. 322339.

107. Shin S. et al. Caspase-2 primes cancer cells for TRAIL-mediated apoptosis by processing procaspase-8 // EMBO J. 2005. Vol. 24, № 20. P. 3532-3542.

108. Tracz M., Bialek W. Beyond K48 and K63: non-canonical protein ubiquitination // Cell. Mol. Biol. Lett. 2021. Vol. 26, № 1. P. 1.

109. Robeson A. et al. Dimer-specific immunoprecipitation of active caspase-2 identifies TRAF proteins as novel activators // EMBO J. 2018. Vol. 37, № 14. P. e97072.

110. Gonzalvez F. et al. TRAF2 Sets a Threshold for Extrinsic Apoptosis by Tagging Caspase-8 with a Ubiquitin Shutoff Timer // Mol. Cell. 2012. Vol. 48, № 6. P. 888-899.

111. Shirakura H. et al. Caspase recruitment domain of procaspase-2 could be a target for SUMO-1 modification through Ubc9 // Biochem. Biophys. Res. Commun. 2005. Vol. 331, № 4. P. 1007-1015.

112. Besnault-Mascard L. et al. Caspase-8 sumoylation is associated with nuclear localization // Oncogene. 2005. Vol. 24, № 20. P. 3268-3273.

113. Hayashi N. et al. Relationship between SUMO-1 modification of caspase-7 and its nuclear localization in human neuronal cells // Neurosci. Lett. 2006. Vol. 397, № 1-2. P. 5-9.

114. Ree R., Varland S., Arnesen T. Spotlight on protein N-terminal acetylation // Exp. Mol. Med. 2018. Vol. 50, № 7. P. 1-13.

115. Yi C. et al. A genome-wide RNAi screen reveals multiple regulators of caspase activation // J. Cell Biol. 2007. Vol. 179, № 4. P. 619-626.

116. Yi C. et al. Metabolic Regulation of Protein N-Alpha-Acetylation by Bcl-xL Promotes Cell Survival // Cell. 2011. Vol. 146, № 4. P. 607-620.

117. Peng T. et al. Pathogen hijacks programmed cell death signaling by arginine ADPR-deacylization of caspases // Mol. Cell. 2022. Vol. 82, № 10. P. 1806-1820.e8.

118. Lin C. et al. Bcl-2 Rescues Ceramide- and Etoposide-induced Mitochondrial Apoptosis through Blockage of Caspase-2 Activation // J. Biol. Chem. 2005. Vol. 280, № 25. P. 23758-23765.

119. Puthalakath H. et al. ER Stress Triggers Apoptosis by Activating BH3-Only Protein Bim // Cell. 2007. Vol. 129, № 7. P. 1337-1349.

120. Seth R. et al. p53-dependent Caspase-2 Activation in Mitochondrial Release of Apoptosis-inducing Factor and Its Role in Renal Tubular Epithelial Cell Injury // J. Biol. Chem. 2005. Vol. 280, № 35. P. 31230-31239.

121. Shelton S., Dillard C., Robertson J. Activation of Caspase-9, but Not Caspase-2 or Caspase-8, Is Essential for Heat-induced Apoptosis in Jurkat Cells // J.

Biol. Chem. 2010. Vol. 285, № 52. P. 40525-40533.

122. O'Reilly L. et al. Caspase-2 is not required for thymocyte or neuronal apoptosis even though cleavage of caspase-2 is dependent on both Apaf-1 and caspase-9 // Cell Death Differ. 2002. Vol. 9, № 8. P. 832-841.

123. Bergeron L. et al. Defects in regulation of apoptosis in caspase-2-deficient mice // Genes Dev. 1998. Vol. 12, № 9. P. 1304-1314.

124. Berube C. et al. Apoptosis caused by p53-induced protein with death domain (PIDD) depends on the death adapter protein RAIDD // Proc. Natl. Acad. Sci. 2005. Vol. 102, № 40. P. 14314-14320.

125. Marsden V. et al. Bcl-2-regulated apoptosis and cytochrome c release can occur independently of both caspase-2 and caspase-9 // J. Cell Biol. 2004. Vol. 165, № 6. P. 775-780.

126. Zhivotovsky B., Orrenius S. Caspase-2 function in response to DNA damage // Biochemical and Biophysical Research Communications. 2005. Vol. 331, № 3. P. 859-867.

127. Upton J. et al. Caspase-2 Cleavage of BID Is a Critical Apoptotic Signal Downstream of Endoplasmic Reticulum Stress // Mol. Cell. Biol. 2008. Vol. 28, № 12. P. 3943-3951.

128. Upton J. et al. IRE1a Cleaves Select microRNAs During ER Stress to Derepress Translation of Proapoptotic Caspase-2 // Science. 2012. Vol. 338, № 6108. P. 818-822.

129. Sandow J. et al. ER stress does not cause upregulation and activation of caspase-2 to initiate apoptosis // Cell Death Differ. 2014. Vol. 21, № 3. P. 475480.

130. Bronner D. et al. Endoplasmic Reticulum Stress Activates the Inflammasome via NLRP3- and Caspase-2-Driven Mitochondrial Damage // Immunity. 2015. Vol. 43, № 3. P. 451-462.

131. Kim J. et al. ER Stress Drives Lipogenesis and Steatohepatitis via Caspase-2 Activation of S1P // Cell. 2018. Vol. 175, № 1. P. 133-145.e15.

132. Machado M. et al. Caspase-2 promotes obesity, the metabolic syndrome and

nonalcoholic fatty liver disease // Cell Death Dis. 2016. Vol. 7, № 2. P. e2096.

133. Ren F. et al. ER stress induces caspase-2-tBID-GSDME-dependent cell death in neurons lytically infected with herpes simplex virus type 2 // EMBO J. 2023. Vol. 42, № 19. P. e113118.

134. Droin N. et al. Involvement of caspase-2 long isoform in Fas-mediated cell death of human leukemic cells // Blood. 2001. Vol. 97, № 6. P. 1835-1844.

135. Werner A. et al. Requirement for Aspartate-cleaved Bid in Apoptosis Signaling by DNA-damaging Anti-cancer Regimens // J. Biol. Chem. 2004. Vol. 279, № 27. P. 28771-28780.

136. Chen H., Chung S., Sukumar S. HOXA5-Induced Apoptosis in Breast Cancer Cells Is Mediated by Caspases 2 and 8 // Mol. Cell. Biol. 2004. Vol. 24, № 2. P. 924-935.

137. Lavrik I. et al. Caspase-2 is activated at the CD95 death-inducing signaling complex in the course of CD95-induced apoptosis // Blood. 2006. Vol. 108, №

2. P. 559-565.

138. Singh M. et al. Heat Shock Response and Heat Shock Proteins: Current Understanding and Future Opportunities in Human Diseases // Int. J. Mol. Sci. 2024. Vol. 25, № 8. P. 4209.

139. Moulin M., Arrigo A. Caspases activation in hyperthermia-induced stimulation of TRAIL apoptosis // Cell Stress Chaperones. 2008. Vol. 13, №

3. P. 313-326.

140. Milleron R., Bratton S. Heat Shock Induces Apoptosis Independently of Any Known Initiator Caspase-activating Complex // J. Biol. Chem. 2006. Vol. 281, № 25. P. 16991-17000.

141. Pagliari L. et al. The multidomain proapoptotic molecules Bax and Bak are directly activated by heat // Proc. Natl. Acad. Sci. 2005. Vol. 102, № 50. P. 17975-17980.

142. Shen S., Shao Y., Li C. Different types of cell death and their shift in shaping disease // Cell Death Discov. 2023. Vol. 9, № 1. P. 284.

143. Klionsky D.J. Autophagy revisited: A conversation with Christian de Duve //

Autophagy. 2008. Vol. 4, № 6. P. 740-743.

144. Shalini S. et al. Impaired antioxidant defence and accumulation of oxidative stress in caspase-2-deficient mice // Cell Death Differ. 2012. Vol. 19, № 8. P. 1370-1380.

145. Braga M. et al. Involvement of oxidative stress and caspase 2-mediated intrinsic pathway signaling in age-related increase in muscle cell apoptosis in mice // Apoptosis. 2008. Vol. 13, № 6. P. 822-832.

146. Lopez-Cruzan M., Herman B. Loss of caspase-2 accelerates age-dependent alterations in mitochondrial production of reactive oxygen species // Biogerontology. 2013. Vol. 14, № 2. P. 121-130.

147. Wilson C. et al. Age-related proteostasis and metabolic alterations in Caspase-2-deficient mice // Cell Death Dis. 2015. Vol. 6, № 1. P. e1615.

148. Shalini S., Kumar S. Caspase-2 and the oxidative stress response // Mol. Cell. Oncol. 2015. Vol. 2, № 4. P. e1004956.

149. Sharma R. et al. Caspase-2 Maintains Bone Homeostasis by Inducing Apoptosis of Oxidatively-Damaged Osteoclasts // PLoS One / ed. Villunger A. 2014. Vol. 9, № 4. P. e93696.

150. Callaway D. et al. Caspase-2 modulates osteoclastogenesis through down-regulating oxidative stress // Bone. 2015. Vol. 76. P. 40-48.

151. Fischer U., Janssen K., Schulze-Osthoff K. Does Caspase Inhibition Promote Clonogenic Tumor Growth? // Cell Cycle. 2007. Vol. 6, № 24. P. 3048-3053.

152. Ren K. et al. Tumor-suppressing Function of Caspase-2 Requires Catalytic Site Cys-320 and Site Ser-139 in Mice // J. Biol. Chem. 2012. Vol. 287, № 18. P. 14792-14802.

153. Parsons M. et al. Genetic deletion of caspase-2 accelerates MMTV/c-neu-driven mammary carcinogenesis in mice // Cell Death Differ. 2013. Vol. 20, № 9. P. 1174-1182.

154. Estrov Z. et al. Caspase 2 and caspase 3 protein levels as predictors of survival in acute myelogenous leukemia. // Blood. 1998. Vol. 92, № 9. P. 3090-3097.

155. Faderl S. et al. Caspase 2 and caspase 3 as predictors of complete remission

and survival in adults with acute lymphoblastic leukemia. // Clin. Cancer Res. 1999. Vol. 5, № 12. P. 4041-4047.

156. Terry M. et al. Caspase-2 impacts lung tumorigenesis and chemotherapy response in vivo // Cell Death Differ. 2015. Vol. 22, № 5. P. 719-730.

157. Yoo N. et al. Loss of caspase-2, -6 and -7 expression in gastric cancers // APMIS. 2004. Vol. 112, № 6. P. 330-335.

158. Zohrabian V. et al. Gene expression profiling of metastatic brain cancer. // Oncol. Rep. 2007. Vol. 18, № 2. P. 321-328.

159. Chen X. et al. Survivin and Tumorigenesis: Molecular Mechanisms and Therapeutic Strategies // J. Cancer. 2016. Vol. 7, № 3. P. 314-323.

160. Dorstyn L. et al. An unexpected role for caspase-2 in neuroblastoma // Cell Death Dis. 2014. Vol. 5, № 8. P. e1383.

161. Boice A. et al. Caspase-2 regulates S-phase cell cycle events to protect from DNA damage accumulation independent of apoptosis // Oncogene. 2022. Vol. 41, № 2. P. 204-219.

162. Evans L. et al. ANKRD26 recruits PIDD1 to centriolar distal appendages to activate the PIDDosome following centrosome amplification // EMBO J. 2021. Vol. 40, № 4. P. e105106.

163. Rizzotto D. et al. Caspase-2 kills cells with extra centrosomes. Sci Adv. 2024. Vol. 10, №44. P. eado6607.

164. Sampietro J. et al. Crystal Structure of a P-Catenin/BCL9/Tcf4 Complex // Mol. Cell. 2006. Vol. 24, № 2. P. 293-300.

165. Lopez-Garcia C. et al. BCL9L Dysfunction Impairs Caspase-2 Expression Permitting Aneuploidy Tolerance in Colorectal Cancer // Cancer Cell. 2017. Vol. 31, № 1. P. 79-93.

166. Troy C. et al. Caspase-2 Mediates Neuronal Cell Death Induced by P-Amyloid // J. Neurosci. 2000. Vol. 20, № 4. P. 1386-1392.

167. Pozueta J. et al. Caspase-2 is required for dendritic spine and behavioural alterations in J20 APP transgenic mice // Nat. Commun. 2013. Vol. 4, № 1. P. 1939.

168. Sycheva M. et al. Pro-Nerve Growth Factor Induces Activation of RhoA Kinase and Neuronal Cell Death // Brain Sci. 2019. Vol. 9, № 8. P. 204.

169. Cai R. et al. Role of RhoA/ROCK signaling in Alzheimer's disease // Behav. Brain Res. 2021. Vol. 414. P. 113481.

170. Hamano T. et al. Rho-kinase ROCK inhibitors reduce oligomeric tau protein // Neurobiol. Aging. 2020. Vol. 89. P. 41-54.

171. Rui Y. et al. Inhibition of AMPA receptor trafficking at hippocampal synapses by ß-amyloid oligomers: the mitochondrial contribution // Mol. Brain. 2010. Vol. 3, № 1. P. 10.

172. Zhao W. et al. Inhibition of Calcineurin-mediated Endocytosis and a-Amino-3-hydroxy-5-methyl-4-isoxazolepropionic Acid (AMPA) Receptors Prevents Amyloid ß Oligomer-induced Synaptic Disruption // J. Biol. Chem. 2010. Vol. 285, № 10. P. 7619-7632.

173. Xu Z. et al. Caspase-2 promotes AMPA receptor internalization and cognitive flexibility via mTORC2-AKT-GSK3ß signaling // Nat. Commun. 2019. Vol. 10, № 1. P. 3622.

174. Volik P. et al. Total recall: the role of PIDDosome components in neurodegeneration // Trends Mol. Med. 2023. Vol. 29, № 12. P. 996-1013.

175. O'Brien R. et al. Integration-independent Transgenic Huntington Disease Fragment Mouse Models Reveal Distinct Phenotypes and Life Span in Vivo // J. Biol. Chem. 2015. Vol. 290, № 31. P. 19287-19306.

176. Bouchier-Hayes L. et al. Characterization of Cytoplasmic Caspase-2 Activation by Induced Proximity // Mol. Cell. 2009. Vol. 35, № 6. P. 830-840.

177. Raychaudhuri S. et al. HYPK, a Huntingtin interacting protein, reduces aggregates and apoptosis induced by N-terminal Huntingtin with 40 glutamines in Neuro2a cells and exhibits chaperone-like activity // Hum. Mol. Genet. 2008. Vol. 17, № 2. P. 240-255.

178. Pfister J., D'Mello S. Regulation of Neuronal Survival by Nucleophosmin 1 (NPM1) Is Dependent on Its Expression Level, Subcellular Localization, and Oligomerization Status // J. Biol. Chem. 2016. Vol. 291, № 39. P. 20787-

20797.

179. Sönmez A. et al. Nucleolar stress controls mutant Huntington toxicity and monitors Huntington's disease progression // Cell Death Dis. 2021. Vol. 12, № 12. P. 1139.

180. Szebeni A., Olson M. Nucleolar protein B23 has molecular chaperone activities // Protein Sci. 1999. Vol. 8, № 4. P. 905-912.

181. Liu P. et al. A soluble truncated tau species related to cognitive dysfunction and caspase-2 is elevated in the brain of Huntington's disease patients // Acta Neuropathol. Commun. 2019. Vol. 7, № 1. P. 111.

182. Smith B. et al. A soluble tau fragment generated by caspase-2 is associated with dementia in Lewy body disease // Acta Neuropathol. Commun. 2019. Vol. 7, № 1. P. 124.

183. Blom N., Gammeltoft S., Brunak S. Sequence and structure-based prediction of eukaryotic protein phosphorylation sites // J. Mol. Biol. 1999. Vol. 294, № 5. P. 1351-1362.

184. Hornbeck P. et al. PhosphoSite: A bioinformatics resource dedicated to physiological protein phosphorylation // Proteomics. 2004. Vol. 4, № 6. P. 1551-1561.

185. Iakoucheva L. The importance of intrinsic disorder for protein phosphorylation // Nucleic Acids Res. 2004. Vol. 32, № 3. P. 1037-1049.

186. Miller M. et al. Linear Motif Atlas for Phosphorylation-Dependent Signaling // Sci. Signal. 2008. Vol. 1, № 35. P. ra2

187. Obenauer J. Scansite 2.0: proteome-wide prediction of cell signaling interactions using short sequence motifs // Nucleic Acids Res. 2003. Vol. 31, № 13. P. 3635-3641.

188. Safaei J. et al. Prediction of 492 human protein kinase substrate specificities // Proteome Sci. 2011. Vol. 9, № Suppl 1. P. S6.

189. Allavena G. et al. Suppressed translation and ULK1 degradation as potential mechanisms of autophagy limitation under prolonged starvation // Autophagy. 2016. Vol. 12, № 11. P. 2085-2097.

190. Воробьев П.О. et al. Сравнительный анализ эффективности общедоступных методов трансфекции модельных клеточных линий для задач биотехнологии // Вестник Российского государственного медицинского университета. 2022. № 3. P. 11-19.

191. Ingrell C. et al. NetPhosYeast: prediction of protein phosphorylation sites in yeast // Bioinformatics. 2007. Vol. 23, № 7. P. 895-897.

192. Lin C. et al. Sequential Caspase-2 and Caspase-8 Activation Upstream of Mitochondria during Ceramideand Etoposide-induced Apoptosis // J. Biol. Chem. 2004. Vol. 279, № 39. P. 40755-40761.

193. Dissmeyer N., Schnittger A. Use of Phospho-Site Substitutions to Analyze the Biological Relevance of Phosphorylation Events in Regulatory Networks. 2011. P. 93-138.

194. Nazio F., Maiani E., Cecconi F. The Cross Talk among Autophagy, Ubiquitination, and DNA Repair: An Overview // Ubiquitination Governing DNA Repair - Implications in Health and Disease. 2018.

195. Kaizuka T., Mizushima N. Atg13 Is Essential for Autophagy and Cardiac Development in Mice // Mol. Cell. Biol. 2016. Vol. 36, № 4. P. 585-595.

196. Komatsu M. et al. Homeostatic Levels of p62 Control Cytoplasmic Inclusion Body Formation in Autophagy-Deficient Mice // Cell. 2007. Vol. 131, № 6. P. 1149-1163.

197. Guo N., Peng Z. MG132, a proteasome inhibitor, induces apoptosis in tumor cells // Asia. Pac. J. Clin. Oncol. 2013. Vol. 9, № 1. P. 6-11.

198. Tang D. et al. Cycloheximide-induced T-cell Death Is Mediated by a Fas-associated Death Domain-dependent Mechanism // J. Biol. Chem. 1999. Vol. 274, № 11. P. 7245-7252.

199. Liebl M. et al. Robust LC3B lipidation analysis by precisely adjusting autophagic flux // Sci. Rep. 2022. Vol. 12, № 1. P. 79.

200. Baliga B, Read S., Kumar S. The biochemical mechanism of caspase-2 activation // Cell Death Differ. 2004. Vol. 11, № 11. P. 1234-1241.

201. Lee S. et al. p62/SQSTM1-induced caspase-8 aggresomes are essential for

ionizing radiation-mediated apoptosis // Cell Death Dis. 2021. Vol. 12, № 11. P. 997.

202. Yan X. et al. p62 aggregates mediated Caspase 8 activation is responsible for progression of ovarian cancer // J. Cell. Mol. Med. 2019. Vol. 23, № 6. P. 4030-4042.

203. Hopkins-Donaldson S. et al. Loss of caspase-8 expression in highly malignant human neuroblastoma cells correlates with resistance to tumor necrosis factor-related apoptosis-inducing ligand-induced apoptosis. // Cancer Res. 2000. Vol. 60, № 16. P. 4315-4319.

204. Cuenin S. et al. p53-induced protein with a death domain (PIDD) isoforms differentially activate nuclear factor-kappaB and caspase-2 in response to genotoxic stress // Oncogene. 2008. Vol. 27, № 3. P. 387-396.

205. Ciani B. et al. Structure of the Ubiquitin-associated Domain of p62 (SQSTM1) and Implications for Mutations That Cause Paget's Disease of Bone // J. Biol. Chem. 2003. Vol. 278, № 39. P. 37409-37412.

206. Zaffagnini G. et al. p62 filaments capture and present ubiquitinated cargos for autophagy // EMBO J. 2018. Vol. 37, № 5. P. e98308.

207. Carroll B. et al. Oxidation of SQSTM1/p62 mediates the link between redox state and protein homeostasis // Nat. Commun. 2018. Vol. 9, № 1. P. 256.

208. Yu W. et al. Cisplatin generates oxidative stress which is accompanied by rapid shifts in central carbon metabolism // Sci. Rep. 2018. Vol. 8, № 1. P. 4306.

209. Machado M. et al. Reduced lipoapoptosis, hedgehog pathway activation and fibrosis in caspase-2 deficient mice with non-alcoholic steatohepatitis // Gut. 2015. Vol. 64, № 7. P. 1148-1157.

210. Tan C. et al. p62/SQSTM1 in liver diseases: the usual suspect with multifarious identities // FEBS J. 2023. Vol. 290, № 4. P. 892-912.