Изучение вариаций в организации и экспрессии оперонов рибосомных белков эубактерий тема диссертации и автореферата по ВАК РФ 03.01.03, кандидат биологических наук Хайруллина, Гузель Анваровна

• Хайруллина, Гузель Анваровна
• кандидат биологических наук
• 2013

Оглавление диссертации кандидат биологических наук Хайруллина, Гузель Анваровна

ОГЛАВЛЕНИЕ

ОГЛАВЛЕНИЕ

СПИСОК СОКРАЩЕНИЙ

ВВЕДЕНИЕ

ОБЗОР ЛИТЕРАТУРЫ

Расположение генов р-белков на хромосоме Е. coli

Организация генов р-белков в оперонах

Механизмы регуляции синтеза р-белков Е. coli

Сравненительный анализ четырех р-оперонов

Сравнение структуры оперонов

Спектиномициновый оперон

Стрептомициновый оперон

Альфа-оперон

Ы0(Ь12)-оперон

Сравнение участков связывания р-белков S4, S8, S7 и комплекса L10(L12)4 с рРНК

Связывание р-белка S8 с рРНК

Связывание р-белка S7 с рРНК

Участок связывания р-белка S4 с 16S рРНК

Связывание р-белка L10(L12) с рРНК

Участки связывания р-белков S4, S8, S7 и комплекса L10(L12)4 с мРНК

Связывание р-белка S8 с мРНК

Связывание р-белка S7 с мРНК

Связывание р-белка S4 с мРНК

Связывание комплекса р-белков L10(L12)4 с мРНК

Сравнение уровня синтеза белков оперонов в условиях регуляции

Уровень синтеза белков ярс-оперона

Уровень синтеза белков яГг-перона

Уровень синтеза белков альфа-оперона

Предполагаемый механизм регуляции трансляции оперонов

Предполагаемый механизм регуляции трансляции spc-оперона

Предполагаемый механизм регуляции трансляции sir-оперона

Предполагаемый механизм регуляции трансляции альфа-оперона

Предполагаемый механизм регуляции трансляции Ы0(Ь12)-оперона

РЕЗУЛЬТАТЫ И ОБСУЖДЕНИЕ

Филогения исследуемых эубактерий

Организация генов р- белков в оперонах разных бактерий

E.coli

V.cholerae

S. aureus

Регуляция трансляции р-оперонов

Короткие РНК бактерий (бкРНК), картированные в оперонах р-белков

S15 и S1 опероны

L28 оперон

S6 оперон

S16 оперон

Lll оперон

L20/thrS оперон

L10(L12) оперон

SlO оперон

Spc-onepoH

L10(L12)-onepoH (семейство ncR 55)

Альфа-оперон

Sfr-оперон

Сравнительный анализ str - и альфа оперонов эволюционно различных

микроорганизмов

Сравнительный анализ str - оперонов различных микроорганизмов

Сравнительный анализ альфа - оперонов различных микроорганизмов

Регуляция синтеза str- и альфа-оперонов на уровне мРНК

Регуляция синтеза str- и альфа-оперонов в нормальных условиях

Регуляция синтеза íír-оперона

Регуляция синтеза альфа-оперона

Регуляция синтеза str- и альфа-оперонов в различных условиях

Регуляция экспрессии 5?г-оперона в клетках Е. coli, мутантных по

полинуклеотидфосфорилазе

Регуляция экспрессии альфа-оперона в клетках Е. coli, мутантных по

полинуклеотидфосфорилазе

Регуляция экспрессии sír-оперона Е. coli в стрессовых условиях (минимальная

среда)

Регуляция экспрессии альфа-оперона Е. coli в стрессовых условиях

(минимальная среда)

ЭКСПЕРИМЕНТАЛЬНАЯ ЧАСТЬ

Используемые штаммы микроорганизмов и реактивы

Штаммы:

Праймеры:

Препараты:

Используемые методы

Условия выращивания микроорганизмов

На твердой среде

В жидкой среде

Выделение нуклеиновых кислот из клеток E.coli

Выделение тотальной РНК из клеток E.coli

Получение кДНК с помощью реакции обратной транскрипции с препаратов РНК

Полимеразная цепная реакция в реальном времени (ПЦР РВ)

Нозерн-блот гибридизация

ВЫВОДЫ

СПИСОК ЛИТЕРАТУРЫ

СПИСОК СОКРАЩЕНИЙ

- оперон - стрептомициновый оперон яре -оперон - спектиномициновый оперон р-белки - рибосомные белки бкРНК- бактериальные короткие РНК

кмРНК- бактериальные короткие РНК комплементарные мРНК

п.н. - пара нуклеотидов;

н.о. - нуклеотидные остатки;

кДа - килодальтон;

РСА - Рентгеноструктурный анализ;

ПЦР - полимеразная цепная реакция;

ПААГ - полиакриламидный гель;

БСА - бычий сывороточный альбумин;

ЭДТА - этилендиаминтетраацетат натрия;

ТРИС - 2-амино-2-(гидрокси-метил)-1,3-пропандиол;

ИПТГ - изопропилтиогалактозид;

ДМСО - диметилсульфоксид;

БТТ - дитиотреитол;

ТЕМЕД - М^Г^Г^Г-тетраметилзтилендиамин;

Введение диссертации (часть автореферата) на тему «Изучение вариаций в организации и экспрессии оперонов рибосомных белков эубактерий»

ВВЕДЕНИЕ

На экспоненциальной стадии рост клеток Е. coli прямо зависит от количества рибосом на клетку [1] и масса рибосом составляет примерно 30 - 40% от массы клетки. Для биогенеза рибосом клетка тратит существенную часть ресурсов. Рибосома - сложно организованный супрамолекулярный комплекс, состоящий из трех молекул рРНК и 55 молекул белка; 21 белок и одна 16S рРНК входят в состав малой 30S субчастицы.

При биогенезе прокариотических 70S рибосом происходит раздельная сборка двух субчастиц. Определяющую роль в самосборке 30S субчастицы играют белки, которые первыми связываются с 16S рРНК (S4, S7, S8, S15), что приводит к формированию так называемого «структурного остова» малой субчастицы.

Синтез многих рибосомных (р-) белков сбалансирован с рРНК. Саито и гамииегами [2] был предложен механизм регуляции по типу обратной связи, когда избыток р-белка ингибирует трансляцию собственной мРНК. Это справедливо, в том числе и для стрептомицинового (sir-) оперона, регулируемого белком S7 (рис. 2).

Основные работы по изучению механизмов регуляции экспрессии sir-onepoHa были проведены для Е. coli, данные для других бактерий немногочисленны. Аллен [3] сравнил регуляцию для двух оперонов Vibrio cholerae. Оказалось, что механизмы не универсальны не только для типа, но даже для класса гамма протеобактерий; например, отличаются для Pseudomonas aeruginosa. Сравнение структуры генов L5 для Р. aeruginosa и Е. coli показало, что потенциальные участки взаимодействия с S8 спектиномицинового (spc-) оперона P. aeruginosa и Е. coli не могут иметь однотипную вторичную структуру [3].

В связи с этим, исследование универсальности механизмов регуляции экспрессии оперонов р-белков эубактерий, особенно для ключевых белков сборки рибосом, является крайне актуальной задачей современной молекулярной биологии. Наиболее интересны опероны, кодирующие белки, которые первыми связываются с 16S рРНК, а именно S4 и S7 из альфа- и .sfr-оперонов Е. coli, соответственно.

В задачу данной работы входило сравнительное изучение организации и экспрессии оперонов р-белков эубактерий, в частности Е. coli и ряда патогенов.

ОБЗОР ЛИТЕРАТУРЫ

Расположение генов р-белков на хромосоме Е. coli

Все 53 гена р-белков были картированы более 20 лет назад. Более половины из них располагаются в классическом str-spc локусе, где они организованы в четыре оперона, содержащих от 4 до 12 генов. Остальные собраны в кластеры от одного до четырех генов, и находятся в разных частях хромосомы (рис. 28). В кластерах генов стрептомицинового локуса совпадает направление транскрипции - «против хода часовой стрелки». Аналогичная ситуация наблюдается и для рифампицинового локуса, где все гены транскрибируются в направлении «по ходу часовой стрелки». Гены рибосомных белков активно транскрибируются одновременно с процессом репликации, таким образом подобное расположение кластеров генов понижает вероятность столкновения ДНК- и РНК-полимераз.

Гены как р-белков, так и рРНК расположены на хромосоме не случайным образом. Большая часть генов р-белков располагаются не дальше шестой части от ориджина репликации. И всего лишь три гена находятся в отдалении от точки начала синтеза ДНК. Расположение кластеров генов р-белков в непосредственной близости к точке начала репликации может быть объяснено тем, что клетке важно синтезировать большое количество р-белков и рРНК в процессе активного роста и деления. Подобные клетки будут содержать множественные репликативные вилки, а значит, много копий этих генов.

Организация генов р-белков в оперонах

Одним из простейших способов скоординировать синтез различных р-белков -собрать их гены в одну или несколько транскрипционных единиц. Подобное решение обеспечивало бы, с одной стороны, возможность эквимолярного синтеза р белков, а с другой стороны позволило бы упростить регуляцию такого большого числа генов.

Для Е. coli мы наблюдаем проявление этих процессов в реальности. Существуют несколько транскрипционных единиц, содержащих гены р-белков -оперонов. Опероны варьируют как по длине, так и по содержанию в них цистронов.

Есть короткие опероны, содержащие в себе только 1 цистрон, такие как, например, Б20 или Ь25, и существуют полицистронные, содержащие больше десяти цистронов, например Б10 (состоит из 11 цистронов) или спектиномициновый оперон (12 цистронов). Помимо генов р-белков некоторые опероны содержат гены белков, участвующих в процессе транскрипции и трансляции. Например, оперон Б21 помимо генов р-белка Б21 содержит ген ДНК-праймазы и ген сигма-субъединицы РНК-полимеразы (рис. 1).

spc

RpmJ

S10

' S10 L3 L4 L23 L2 RdsJ RdIC RpID RplW RplB

S19 L22 S3 L16 L29 S171 RpsS RplV RpsG RplP RpmC RpsQ

thrS/L20/pheS

thrS thrS

IF31 35 t infC RpmLRpIT

T 1 fl Г" L10 U2 RNA pol RNA pol t

RplT ™L ' RpoB RpoC

L28

u L28 L331 RpmB RpmG

rpsl- rpsG fus tufA

S1

iU

cmk

S1

cmk

RpsA

Lll

L11 Ц. RpIK RplA

OzГ ^ _S6MSSbJS18 L9 t

RpsFssbRpiR Rpll

S20

rpsT

S15

Заключение диссертации по теме «Молекулярная биология», Хайруллина, Гузель Анваровна

выводы

1) Найдены существенные различия в организации генов рибосомных (р-) белков в геномах, а также в организации цистронов в оперонах р-белков ряда эубактерий: Е. coli, V. cholerae, S. Typhi, M. tuberculosis, S. aureus.

2) Идентифицированы 25 стабильных бактериальных коротких РНК (бкРНК), картированных на обоих тяжах оперонов р-белков (смысловых и антисмысловых), что расширяет возможности регуляции экспрессии.

3) Для лидерной области альфа- и LlO-оперонов р-белков Е. coli, найдены смысловые бкРНК, соответствующие районам псевдоузла и мотива «kink-turn», соответственно, которые участвуют в регуляции трансляции.

4) Методом ПЦР в реальном времени (ПЦР РВ) найдена повышенная представленность концевого участка цистрона EF-G, что указывает на наличие активного внутреннего промотора sír-оперона Е. coli.

5) Повышенная представленность межцистрона S12-S7 .s/r-оперона Е. coli определяется его предполагаемым участием в регуляции трансляции по типу обратной связи белком S7.

6) Изменение паттерна представленности цистронов альфа- и ¿/г-оперонов мутантного штамма Е. coli рпр" указывает на участие деградосом в определении уровня представленности различных участков str мРНК.

Список литературы диссертационного исследования кандидат биологических наук Хайруллина, Гузель Анваровна, 2013 год

СПИСОК ЛИТЕРАТУРЫ

1) Saito K. and Nomura M. Post-transcriptional regulation of the str operon in Escherichia coli. Structural and mutational analysis of the target site for translational repressor S7 // J. Mol. Biol. 1994. V. 235(1). P.125-139.

2) Saito K., Mattheakis L.C., Nomura M. Post-transcriptional regulation of the str operon in Escherichia coli. Ribosomal protein S7 inhibits coupled translation of S7 but not its independent translation. // J. Mol. Biol. 1994. V. 235(1). P.lll-124.

3) Allen T.D., Watkins T., Lindahl L., Zengel J.M. Regulation of ribosomal protein synthesis in Vibrio cholerae // J. Bacteriol. 2004. V. 186(17). V. 5933-5937.

4) Kajitani M., Ishihama A. Promoter selectivity of Escherichia coli RNA polymerase . Differential stringent control of the multiple promoters from ribosomal RNA and protein operons//J. Bioi. Chern. 1984. V. 259. P.1951-1957.

5) Petho A., Belter J., Boros I., Yentianer P. The role of upstream sequences in determining the strength of an rRNA promoter of E. coli // Biochem. Biophys. Acta. 1986. V. 866. P.37-43.

6) Post L.E., Strycharz G.D., Nomura M., Lewis H., Dennis P.P. Nucleotide sequence of the ribosomal protein gene cluster adjacent to the gene for RNA polymerase subunit beta in Escherichia coli. // Proc. Natl. Acad. Sei. USA. 1979. V. 76(4). P. 1697701.

7) Fukuda R., Nagasawa-Fujimori H. Mechanism of the rifampicin induction of RNA polymerase beta and beta' subunit synthesis in Escherichia coli // J. Biol. Chem. 1983. V. 258(4). P.2720-2728.

8) Ovchinnikov Yu.A., Monastyrskaya G.S., Gubanov V.V., Lipkin V.M., Sverdlov E.D., Kiver I.F., Bass I.A., Mindlin S.Z., Danilevskaya O.N., Khesin R.B. Primary structure of Escherichia coli RNA polymerase nucleotide substitution in the beta subunit gene of the rifampicin resistant rpoB255 mutant // Mol. Gen. Genet. 1981. V. 184(3). P.536-538.

9) Meek D.W., Hayward R.S. Direct evidence for autogenous regulation of the Escherichia coli genes rpoBC in vivo // Mol. Gen. Genet. 1986. V. 202. 500—508.

10) Fiil N.P., Friesen J.D., Downing W.L., and Dennis P.P. Posttranscriptional regulatory mutants in a ribosomal protein-RNA polymerase operon of E. coli // Cell. 1980. V. 19. P.837-844.

11) Brückner R., Matzura H. In vivo synthesis of a polycistronic messenger RNA for the ribosomal proteins LH, LI, L10 and L7/12 in Escherichia coli. // Mol. Gen. Genet. 1981. V. 183(2). P.277-282.

12) Reeh S., Pedersen S., Friesen J.D. Biosynthetic regulation of individual proteins in relA+ and relA strains of Escherichia coli during amino acid starvation // Mol. Gen. Genet. 1976. V. 149(3). P.279-289.

13) Mäher D.L., Dennis P.P. In vivo transcription of E. coli genes coding for rRNA, ribosomal proteins and subunits of RNA polymerase: influence of the stringent control system // Mol. Gen. Genet. 1977. V. 155(2). 203-211.

14) Wittmann H.G., Apirion D. Analysis of ribosomal proteins in streptomycin resistant and dependent mutants isolated from streptomycin independent Escherichia coli strains//Mol. Gen. Genet. 1975. V. 141(4). P.331-341.

15) Zengel J.M., Young R., Dennis P.P., Nomura M. J. Role of ribosomal protein S12 in peptide chain elongation: analysis of pleiotropic, streptomycin-resistant mutants of Escherichia coli // Bacteriol. 1977. V. 129(3). P. 1320-1329.

16) Funatsu G., Schiltz E., Wittmann H.G. Ribosomal proteins. XXVII. Localization of the amino acid exchanges in protein S5 from two Escherichia coli mutants resistant to spectinomycin // Mol. Gen. Genet. 1972. V. 114(2). P.106-111.

17) De Wilde M., Wittmann-Liebold B. Localization of the amino-acid exchange in protein S5 from an Escherichia coli mutant resistant to spectinomycin // Mol. Gen. Genet. 1973. V. 127(3). 273-276.

18) Piepersberg W., Böck A., Wittmann H.G. Effect of different mutations in ribosomal protein S5 of Escherichia coli on translational fidelity // Mol. Gen. Genet. 1975. V. 140(2). P.91-100.

19) Ovchinnikov Y.A., Monastyrskaya G.S., Guriev S.O., Kalinina N.F., Sverdlov E.D., Gragerov A.I., Bass I.A., Kiver I.F., Moiseyeva E.P., Igumnov V.N., Mindlin S.Z., Nikiforov V.G., Khesin R.B. RNA polymerase rifampicin resistance mutations in Escherichia coli: sequence changes and dominance // Mol. Gen. Genet. 1983. V. 190(2). P.344-348.

20) Burton Z.F., Gross C.A., Watanabe K.K., Burgess R.R. The operon that encodes the sigma subunit of RNA polymerase also encodes ribosomal protein S21 and DNA primase in E. coli K12 // Cell. 1983. V. 32(2). P.335-349.

21) Zengel J.M., Archer R.H., Lindahl L. The nucleotide sequence of the Escherichia coli fus gene, coding for elongation factor G // Nucleic Acids Res. 1984. V. 12(4). 2181-2192.

22) Maciag A., Peano C., Pietrelli A., Egli T., De Bellis G., Landini P. In vitro transcription profiling of the ctS subunit of bacterial RNA polymerase: re-definition of the aS regulon and identification of aS-specific promoter sequence elements // Nucleic Acids Res. 2011. V. 39(13). P.5338-5355.

23) Zengel J.M., Lindahl L. Transcriptional control of the S10 ribosomal protein operon of Escherichia coli after a shift to higher temperature // J. Bacteriol. 1985. V. 163(1). P. 140-147.

24) Yates J.L., Nomura M. E. coli ribosomal protein L4 is a feedback regulatory protein // Cell. 1980. V. 21(2). P.517-522.

25) Zengel J.M, Mueckl D., Lindahl L. Protein L4 of the E. coli ribosome regulates an eleven gene r protein operon. // Cell. 1980. V. 21(2). P. 523-35.

26) Shen P., Zengel J.M., Lindahl L. Secondary structure of the leader transcript from the Escherichia coli S10 ribosomal protein operon // Nucleic Acids Res. 1988. V. 16(18). P.8905-8924.

27) Zengel J.M., Lindahl L. Ribosomal protein L4 stimulates in vitro termination of transcription at a NusA-dependent terminator in the S10 operon leader // Proc. Nat. Acad. Sci. USA. 1990. V. 87(7). P.2675-2679.

28) Sha Y., Lindahl L., Zengel J.M. RNA determinants required for L4-mediated attenuation control of the S10 r-protein operon of Escherichia coli // J. Mol. Biol. 1995. V. 245(5). P.486-498.

29) Post LE, Arfsten AE, Reusser F, Nomura M. DNA sequences of promoter regions for the str and spc ribosomal protein operons in E. coli // Cell. 1978. V. 15(1). P.215-229.

30) Mattheakis L., Vu L., Sor F. and Nomura M. Retroregulation of synthesis of ribosomal proteins L14 and L24 by feedback repressor S8 in Escherichia coli // Proceedings of the National Academy of Sciences. 1989. V. 56. P.448-452.

31) Zengel J. and Lindahl L. Diverse mechanisms for regulating ribosomal protein synthesis in Escherichia coli // Progress in Nucleic Acid Research and Molecular Biology. 1994. V. 47. P.331-370.

32) Jaskunas S.R., Lindahl L., Nomura M. Identification of two copies of the gene for the elongation factor EF-Tu in E. coli // Nature. 1975. V. 257(5526). P.458-462.

33) Dennis P.P. In vitro stability, maturation and relative differential synthesis rates of indnividual ribosomal proteins in Escherichia coli // Journal Of Molekular Biology. 1974. V. 88. P.25-41.

34) Gordon J. Regulation of the in vivo synthesis of the polypeptide chain elongation factors in Escherichia coli // Biochemistry. 1970. V. 9. P.912-917.

35) Furano A. Content of elongation factor Tu in Escherichia coli // Proceedings of the National Academy of Sciences. 1975. V. 72. P.4780-4784.

36) Dean D., Yates J.L. and Nomura M. Identification of ribosomal protein S7 as a repressor of translation within the str operon of E. coli // Cell. 1981. V. 24. P.413-419.

37) Yokota T., Sugisaki H., Takanami M., Kaziro Y. The nucleotide sequence of the cloned tufA gene of Escherichia coli // Gene. 1980. V. 12(1-2). P.25-31.

38) Van der Meide P.H., Borman T.H., Van Kimmenade A.M., Van de Putte P., Bosch L. Elongation factor Tu isolated from Escherichia coli mutants altered in TufA and tuffi // Proc. Natl. Acad. Sei. USA. 1980. V. 77(7). P.3922-3926.

39) Van der Meide P.H., Kastelein R.A., Vijgenboom E., Bosch L. Tuf gene dosage effects on the intracellular concentration of EF-TuB // Eur. J. Biochem. 1983. V. 130 (2). P.409-417.

40) Fischer E., Wolf H., Hantke K., Parmeggiani A. Elongation factor Tu resistant to kirromycin in an Escherichia coli mutant altered in both tuf genes // Proc. Natl. Acad. Sei. USA. 1977. V. 74(10). P.4341-4345.

41) Van de Klundert J.A., Van der Meide P.H., Van de Putte P., Bosch L. Mutants of Escherichia coli altered in both genes coding for the elongation factor Tu // Proc. Natl. Acad. Sei. USA. 1978. V. 75(9). P.4470-4473.

42) Van der Meide P.H., Vijgenboom E., Talens A., Bosch L. The role of EF-Tu in the expression of tufA and tuffi genes // Eur. J. Biochem. 1983. V. 130(2). P.397-407.

43) Blumenthal T., Saari B., Van der Meide P.H., Bosch L. Q beta replicase containing wild type and mutant tufA and tufB gene // J. Biol. Chem. 1980 V. 255(11). P.5300-5305.

44) Spirin A.S. Ribosomes (Cellular Organelles) // Springer, 2000. 422 p.

45) Bedwell D., Davis G., Gosink M., Post L., Nomura M., Kestler H., Zengel J.M., Lindahl L. Nucleotide sequence of the alpha ribosomal protein operon of Escherichia coli // Nucleic Acids Res. 1985. V. 13(11). P.3891-3903.

46) Deckman I.C., Draper D.E. Specific interaction between ribosomal protein S4 and the alpha operon messenger RNA // Biochemistry. 1985. V. 24(27). P.7860-7865.

47) Deckman I.C., Draper D.E., Thomas M.S. S4-alpha mRNA translation repression complex. I. Thermodynamics of formation // J. Mol. Biol. 1987. V. 196(2). P.313-322.

48) Jinks-Robertson S., Nomura M. Ribosomal protein S4 acts in trans as a translational repressor to regulate expression of the alpha operon in Escherichia coli // J. Bacteriol. 1982. V. 151(1). P. 193-202.

49) Lindahl L. and Zengel J.M. Operon-specific regulation of ribosomal protein synthesis in Escherichia coli // Proc. Natl. 1979. V. 76. P.6542-6546.

50) Патон Е.Б. Особенности регуляции экспрессии генов кластера rplKAJL // Биополимеры и клетка. 1990. № 6(5). С.5-9.

51) Barry G., Squires С., Squires C.L. Attenuation and processing of RNA from the rplJL--rpoBC transcription unit of Escherichia coli // Proc. Natl. Acad. Sci. USA. 1980. V. 77(6). P.3331-3335.

52) Baughman G. and Nomura M. Localization of the target site for translational regulation of the L11 operon and direct evidence for translational coupling // Cell. 1983.-V. 34. P.979-988.

53) Sor F., Bolotin-Fukuhara M., Nomura M. Mutational alterations of translational coupling in the Lll ribosomal protein operon of Escherichia coli // J. Bacteriol. 1987. V. 169(8). P.3495-3507.

54) Baughman G. and Nomura M. Translational regulation of the Lll ribosomal protein operon of Escherichia coli: analysis of the mRNA target site using oligonucleotide-directed mutagenesis // Proc. Natl. Acad. Sci. USA. 1984. V. 81. P.5389-5393.

55) Yates L., Nomura M. Feedback regulation of ribosomal protein synthesis in Escherichia coli: localization of the mRNA target site for repressor action of ribosomal protein LI // Cell. 1981. V. 24. 243-249.

56) Christensen Т., Johnsen M., Fiil N.P., Friesen J.D. RNA secondary structure and translation inhibition: analysis of mutants in the rplJ leader // EMBO J. 1984. V. 3(7).

P. 1609-12.

57) Friesen J.D., Topak, M., An, G. Mutations in the rpLJ leader of Escherichia coli that abolish feedback regulation // Cell. 1983. V. 32. P.361-369.

58) Johnsen M., Christensen T., Dennis P.P., Fiil, N.P. Autogenous control: Ribosomal protein L10-L12 complex binds to the leader sequence of its mRNA // EMBO J. 1982. -V. 1. P.999-1004.

59) Yates J.L., Dean D., Strycharz W.A., Nomura M. E. coli ribosomal protein L10 inhibits translation of L10 and L7/L12 mRNAs by acting at a single site // Nature. 1981. V. 294. P. 190-192.

60) Railing G., Linn T. Relative activities of the transcriptional regulatory sites in the rplKAJLrpoBC gene cluster of Escherichia coli // J. Bacteriol. 1984. V. 58(1). P.279-285.

61) Dennis P.P., Fill N.P. Transcriptional and post-transcriptional control of RNA polymerase and ribosomal protein genes cloned on composite ColEl plasmids in the bacterium Escherichia coli // J. Biol. Chem. 1979. V. 254(16). 7540-7547.

62) Schaup H.W., Green M., Kurland C.G. Molecular interactions of ribosomal components 11+ Site-specific complex formation between 30S proteins and ribosomal RNA

//Hpnet 1071 V 110 P1_8

/ / lVxVl. VJVlli \JVliVl« 1 y / 1 . T. 1 1 . A . X \J,

63) Olins P. O., Nomura M. Translational regulation by ribosomal protein S8 in Escherichia coli: Structural homology between rRNA binding site and feedback target on mRNA // Nucleic Acids Res. 1981. V. 9. P. 1757-1764.

64) Jagannathan I., Culver G.M. Assembly of the central domain of the 30S ribosomal subunit: roles for the primary binding ribosomal proteins S15 and S8 // J. Mol. Biol. 2003. V. 330(2). P.373-383.

65) Davies C., RamakrishnanV. and White S. Structural evidence for specific S8-RNA and S8-protein interactions within the 30S ribosomal subunit: ribosomal protein S8 from Bacillus stearothermophilus at 1.9 E resolution // Structure. 1996. V. 9. P. 1093-1104.

66) Nevskaya N., Tishchenko S., Nikulin A., Karadaghi S., LiljasA., Ehresmann B., Ehresmann C., Garber M., Nikonov S. Crystal structure of ribosomal protein S8 from Thermus thermophilus reveals a high degree of structural conservation of a specific RNAbinding site // J. Mol. Biol. 1998. V. 279. P.233-244.

67) Cate J.H., Yusupov M.M., Yusupova G.Z., Earnest T.N., Noller H.F. X-ray crystal structures of 70S ribosome functional complexes // Science. 1999. V. 285. P.2095-2104.

68) Dragon F., Brakier-Gingras L. Interaction of Escherichia coli ribosomal protein S7 with 16S rRNA // Nucleic Acids Res. 1993. V. 21. P.l 199-1203.

69) Dragon F., Payant C., Brakier-Gingras L. Mutational and structural analysis of the RNA binding site for Escherichia coli ribosomal protein S7 // J. Mol. Biol. 1994. V. 244 P.74-85.

70) Robert F. and Brakier-Gingras L. Ribosomal protein S7 from Escherichia coli uses the same determinants to bind 16S ribosomal RNA and its messenger RNA // Nucleic Acids Research. 2001. V. 29(3). P.677-682.

71) Urlaub H., Thiede B., Miller E.C., Brimacombe R., Wittmann-Liebold B. Identification and sequence analysis of contact sites between ribosomal proteins and rRNA in Escherichia coli 30S subunits by a new approach using matrix-assisted laser desorption ionization-mass spectroscopy combined with N-terminal microsequencing // J. Biol. Chem. 1997. V. 272. P. 14547-14555.

72) Mayerle M., Woodson S.A. Specific contacts between protein S4 and ribosomal RNA are required at multiple stages of ribosome assembly // RNA. 2013.

73) Alexander R.W., Muralikrishna P., Cooperman B.S. Ribosomal components neighboring the conserved 518-533 loop of 16S rRNA in 30S subunits // Biochemistry. 1994. V. 33(40). P.12109-12118.

74) Bellur D.L., Woodson S.A. A minimized rRNA-binding site for ribosomal protein S4 and its implications for 30S assembly // Nucleic Acids Res. 2009. V. 37(6). P. 1886-1896.

75) Agrawal R.K., Heagle A.B., Penczek P., Grassucci R. A., and Frank J. EF-G-dependent GTP hydrolysis induces translocation accompanied by large conformational changes in the 70S ribosome // Nat. Struct. Biol. 1999. V. 6. P.643-647.

76) Matadeen R., Patwardhan A., Gowen B., Orlova E.V., Pape T., Cuff M., Mueller F., Brimacombe R., and van Heel, M. The Escherichia coli large ribosomal subunit at 7.5 Ä resolution // Struct. Folding Des. 1999. V. 7. P. 1575-1583.

77) Iben J.R., Draper D.E. Specific interactions of the L10(L12)4 ribosomal protein complex with mRNA, rRNA, and Lll // Biochemistry. 2008. V. 47(9). 2721-2731.

78) Daldrop P., Lilley D.M. The plasticity of a structural motif in RNA: Structural polymorphism of a kink turn as a function of its environment // RNA. 2013. V. 19(3). -P.357-364.

79) Lilley D.M. The structure and folding of kink turns in RNA // Wiley Interdiscip. Rev. RNA. 2012. V. 3(6). P.797-805.

80) Schroeder K.T., McPhee S.A., Ouellet J., Lilley D.M. A structural database for k-turn motifs in RNA // RNA. 2010. V. 16(8). P. 1463-1468.

81) Antonioli A.H., Cochrane J.C., Lipchock S.V., Strobel S.A. Plasticity of the RNA kink turn structural motif // RNA. 2010. V. 16(4). P.762-768.

82) Klein DJ., Schmeing T.M., Moore P.B., Steitz T.A. The kink-turn: a new RNA secondary structure motif// EMBO J. 2001. V. 20(15). P.4214-4221.

83) Nomura M., Yates J.L., Dean D., and Post L.E. Feedback regulation of ribosomal protein gene expression in Escherichia coli: Structural homology of ribosomal RNA and ribosomal protein mRNA // Proc. Natl. Acad. Sei. 1980. V. 77. P.7084-7088.

84) Fallon A.M., Jinks C.S., Strycharz G.D., and Nomura M. Regulation of ribosomal protein synthesis in Escherichia coli by selective mRNA inactivation // Proc. Natl. Acad. Sei. 1979. V. 76. P.3411-3415.

85) Cerretti D.P., Mattheakis L.C., Kearney K.R., Vu L., and Nomura M. Translational regulation of the spc operon in Escherichia coli: Identification and structural analysis of the target site for S8 repressor protein // J. Mol. Biol. 1988. V. 204. P.309-329.

86) Gregory R.R., Cahill P.B.F., Thurlow D.L., and Zimmermann R.A. Interaction of Escherichia coli ribosomal protein S8 with its binding sites in ribosomal RNA and messenger RNA // J. Mol. Biol. 1988. V. 204. P.295-307.

87) Mattheakis L. and Nomura M. Feedback regulation of the spc operon in Escherichia coli: Translational coupling and mRNA processing // J. Bacteriol. 1988. V. 170. P.4482-4492.

88) Wimberly B.T., Brodersen D.E., demons Jr. W.M., Morgan-Warren R.J., Carter A.P., Vonrhein, Hartsch T. and RamakrishnanV. Structure of the 30S ribosomal subunit // Nature. 2000. V. 407. P.327-339.

89) Tishchenko S.V., Nikulin A., Fomenkova N.P., Nevskaya N., Nikonov O., Dumas P., Moine H., Ehresmann В., Ehresmann С., Piendl W., Detailed analysis of RNA-protein interactions within ribosomal protein S8-rRNA complex from the archaeon Methanococcus jannaschii//J. Mol. Biol. 2001. V. 311. P.311-324.

90) Wu H., Jiang L., and Zimmermann R.A. The binding site for ribosomal protein S8 in 16S rRNA and spc mRNA from Escherichia coli: Minimum structural requirements and the effects of single bulged bases on S8-RNA interaction // Nucleic Acid. Res. 1994. V. 22. P. 1687-1695.

91) Brodersen D.E., demons Jr. W.M., Carter A.P., Wimberly B.T., and RamakrishnanV. Crystal structure of the 30S ribosomal subunit from Thermus thermophilus: Structure of the proteins and their interactions with 16S RNA // J. Mol. Biol. 2002. V. 316.P.725-768.

92) Kalurachchi K., Uma K., Zimmermann R., and Nikonowicz E. Structural features of the binding site for ribosomal protein S8 in Escherichia coli 16S rRNA defined using NMR spectroscopy // Proceedings of the National Academy of Sciences. 1997. V. 94. P.2139-2144.

93) Merianos H., Wang J and Moore P The structure of a ribosomal protein S8/spc operon mRNA complex // RNA. 2004. V. 10. P.954-964.

94) Post L.E. and Nomura M., DNA sequences from the str operon of Escherichia coli // J. Biol. Chem. 1980. V. 255(10). P.4660-4666.

95) Головин A.B., Исследование бинарных комплексов РНК и рибосомного белка S7 эубактерий: дис. к-та хим. Наук // Московский государственный университет имени М.В. Ломоносова. Москва, 2002. 137 с.

96) Egebjerg J., Douthwaite S.R., Liljas A., and Garrett R.A. Characterization of the Binding Sites of Protein Lll and the L10.(L12)4 Pentameric Complex in the GTPase Domain of 23 SRibosomal RNA from Escherichia coli. // J. Mol. Biol. 1990. V. 213. P.275-288.

97) Nelson K.E., Paulsen I.T., Heidelberg J.F., Fräser C.M. Status of genome projects for nonpathogenic bacteria and archaea // Nat. Biotechnol. 2000. V. 18(10). P. 1049-1054.

98) Li G.W., Oh E., Weissman J.S. The anti-Shine-Dalgarno sequence drives translational pausing and codon choice in bacteria // Nature. 2012. V. 484(7395). P.538-541.

99) Raabe C. A., Hoe C. H., Randau G., Brosius J., Tang T. H., and Rozhdestvensky T. S. The rocks and shallows of deep RNA sequencing: Examples in the Vibrio cholerae RNome // RNA. 2011. V. 17. 1357-1366.

100) Abu-Qatouseh L.F., Chinni S.V., Seggewiss J., Proctor R.A.,' Brosius J., Rozhdestvensky T.S., Peters G., von Eiff C, and Becker K. identification of differentially expressed small non-protein-coding RNAs in Staphylococcus aureus displaying both the normal and the small-colony variant phenotype // J Mol. Med. 2010. V. 88. P.565-575.

101) Chinni S.V., Raabe C.A., Zakaria R., Randau G., Hoe C.H., Zemann A., Brosius J., Tang T.H., and Rozhdestvensky, T.S. Experimental identification and characterization of 97 novel npcRNA candidates in Salmonella enterica serovar Typhi // Nucleic Acids Res. 2010. V. 38. P.5893-5908.

102) Vogel J., Luisi B.F. Hfq and its constellation of RNA // Nat. Rev. Microbiol. 2011. V. 9(8). P.578-589.

103) Hajnsdorf E., Boni I.V. Multiple activities of RNA-binding proteins SI and Hfq // Biochimie. 2012. V. 94(7). P. 1544-1553.

104) Wagner E.G. Cycling of RNAs on Hfq // RNA. Biol. 2013. V. 10(4).

105) Takata R., Mukai T., Aoyagi M., Hori K. Nucleotide sequence of the gene for Escherichia coli ribosomal protein S15 (rpsO) // Mol. Gen. Genet. 1984. V. 197(2). 225229.

106) Philippe C., Benard L., Eyermann F., Cachia C., Kirillov S.V., Portier C., Ehresmann B., Ehresmann C. Structural elements of rpsO mRNA involved in the modulation of translational initiation and regulation of E. coli ribosomal protein S15 // Nucleic Acids Res. 1994. V. 22(13). p.2538-2546.

107) Philippe C., Eyermann F., Benard L., Portier C., Ehresmann B., Ehresmann C. Ribosomal protein S15 from Escherichia coli modulates its own translation by trapping the ribosome on the mRNA initiation loading site // Proc. Natl. Acad. Sci. USA. 1993. V. 90(10). P.4394-4398.

108) Portier C., Philippe C., Dondon L., Grunberg-Manago M., Ebel J.P., Ehresmann B., Ehresmann C. Translational control of ribosomal protein S15 // Biochim. Biophys. Acta. 1990. V. 1050(1-3). P.328-36.

109) Schnier J., Isono K. The DNA sequence of the gene rpsA of Escherichia coli coding for ribosomal protein SI // Nucleic Acids Res. 1982. V. 10(6). P.1857-1865.

110) Lee J.S., An G., Friesen J.D., Isono K. Cloning and the nucleotide sequence of the genes for Escherichia coli ribosomal proteins L28 (rpmB) and L33 (rpmG) // Mol. Gen. Genet. 1981. V. 184(2). P.218-223.

111) Maguire B.A., Wild D.G. The roles of proteins L28 and L33 in the assembly and function of Escherichia coli ribosomes in vivo // Mol. Microbiol. 1997. V. 23(2). P.237-245.

112) Schnier J., Kitakawa M., Isono K. The nucleotide sequence of an Escherichia coli chromosomal region containing the genes for ribosomal proteins S6, S18, L9 and an open reading frame // Mol. Gen. Genet. 1986. V. 204(1). P.126-132.

113) Arnvig K.B., Comas I., Thomson N.R., Houghton J., Boshoff H.I., Croucher N.J., Rose G., Perkins T.T., Parkhill J., Dougan G., and Young D.B. Sequence-based analysis uncovers an abundance of non-coding RNA in the total transcriptome of Mycobacterium tuberculosis // PLoS Pathog. 2011. V. 7(11). P.10023-10042.

114) Krinke L., and Wulff D.L. RNase Ill-dependent hydrolysis of lambda cII-0 gene mRNA mediated by lambda OOP antisense RNA // Genes Dev. 1990. V. 4. P.2223-2233.

115) Krinke, L., and Wulff, D.L. OOP RNA, produced from multicopy plasmids, inhibits lambda ell gene expression through an RNase Ill-dependent mechanism // Genes Dev. 1987. V. 1.- P.1005-1013.

116) Kearney K.R., Nomura M. Secondary structure of the autoregulatory mRNA binding site of ribosomal protein LI // Mol. Gen. Genet. 1987. V. 210(1). P.60-68.

117) Allemand F., Haentjens J., Chiaruttini C., Royer C., Springer M. Escherichia coli ribosomal protein L20 binds as a single monomer to its own mRNA bearing two potential binding sites // Nucleic Acids Res. 2007. V. 35(9) P.3016-3031.

118) Guillier M., Allemand F., Raibaud S., Dardel F., Springer M., Chiaruttini C. Translational feedback regulation of the gene for L35 in Escherichia coli requires binding of ribosomal protein L20 to two sites in its leader mRNA: a possible case of ribosomal RNA-messenger RNA molecular mimicry // RNA. 2002. V. 8(7). P.878-889.

119) Chiaruttini C, Milet M, Springer A long-range RNA-RNA interaction forms a pseudoknot required for translational control of the IF3-L35-L20 ribosomal protein operon in Escherichia coli // EMBO J. 1996. V. 15(16). P.4402-13.

120) Olins P. O. Nomura M. Regulation of the S 10 ribosomal protein operonin E. coli: Nucleotide sequence at the start of the operon // Cell. 1981. V. 26. P.205-211.

121) Zurawski G., Zurawski S.M. Structure of the Escherichia coli S 10 ribosomal protein operon // Nucleic Acids Res. 1985.V. 13. P.4521-4526.

122) Lindahl L. and Zengel J.M. Operon-specific regulation of ribosomal protein synthesis in Escherichia coli // Proc. Natl. 1979. V. 76. P.6542-6546.

123) Zengel J.M., Lindahl L. Mapping of two promoters for elongation factor Tu within the structural gene for elongation factor G // Biochim. Biophys. Acta. 1990. V. 1050(1-3). P.317-322.

124) Mizushima-Sugano J, Kaziro Y Regulation of the expression of the tuffi operon: DNA sequences directly involved in the stringent control // EMBO J. 1985. V. 4(4). P. 1053-1058.

125) Pedersen S., Blumenthal R.M., Reeh S., Russell L.B., Lemaux P., Laursen R.A., Nagarkatti S., Friesen J.D. A mutant of Escherichia coli with an altered elongation factor Tu // Proc. Natl. Acad. Sei. USA. 1976. V. 73(5). P.1698-701.

126) Schneeberger C., Speiser P., Kury F., Zeillinger R. Quantitative detection of reverse transcriptase-PCR products by means of a novel and sensitive DNA stain // PCR Methods Appl. 1995. V. 4(4). P.234-238.

127) Nazarenko I., Lowe В., Darfler M., Ikonomi P., Schuster D., Rashtchian A. Multiplex quantitative PCR using self-quenched primers labeled with a single fluorophore // Nucleic Acids Res. 2002. V. 30(9).

128) Kutyavin I.V., Afonina I.A., Mills A., Gorn V.V., Lukhtanov E.A., Belousov E.S., Singer M.J., Walburger D.K., Lokhov S.G., Gall A.A., Dempcy R., Reed M.W., Meyer R.B., Hedgpeth J. З'-minor groove binder-DNA probes increase sequence specificity at PCR extension temperatures // Nucleic Acids Res. 2000. V. 28(2). P.655-661.

129) Ребриков Д.В., Саматов Г.А., Трофимов Д.Ю., Семёнов П.А., Савилова A.M., Кофиади И.А., Абрамов Д.Д. ПЦР "в реальном времени" / Москва. Изд-во: БИНОМ, 2009. 223 с.

130) An G., Lee J.S., Friesen J.D. Evidence for an internal promoter preceding tufA in the str operon of Escherichia coli // J. Bacterial. 1982. V. 149. P.548-53.

131) Carpousis A.J. The Escherichia coli RNA degradosome: structure, function and relationship in other ribonucleolytic multienzyme complexes // Biochem. Soc. Trans. 2002. V. 30(2). P. 150-155.

132) Kaberdin V.R., Bläsi U. Translation initiation and the fate of bacterial mRNAs // FEMS Microbiol. Rev. 2006. V. 30(6). P.967-979.

133) Ding Y., Davis B.M., and Waldor, M.K. Hfq is essential for Vibrio cholerae virulence and downregulates sigma expression, RNA folding and ribosome assembly // Mol. Microbiol. 2004. V. 53. P.345-354.

134) Rood I.G., Koppelman M.H., Pettersson A., Savelkoul P.H. Development of an internally controlled PCR assay for broad range detection of bacteria in platelet concentrates // J. Microbiol. Methods. 2008. V. 5(1). P.64-69.